873 Infección genital C A P Í TU L O 30 • GINECOLOGÍA 874 Capítulo 30 - Ginecología Infección genital 875 INFECCIÓN GENITAL Dr. Alfredo Ovalle S(1), M. Angélica Martínez T(2). 1. Servicio y Departamento de Obstetricia y Ginecología. Hospital Clínico San Borja Arriarán. Universidad de Chile. 2. Profesora Asociada de Microbiología. Facultad de Medicina Universidad de Chile. aovalle@hotmail.com MICROBIOTA VAGINAL Existe consenso en considerar a especies de lactobacilos como la microbiota vaginal predominante de mujeres sanas en edad fértil, definida por la ausencia de signos y síntomas de enfermedad. Se estima que la mucosa vaginal sana, contiene aproximadamente 10 (8) -10 (9) lactobacilos (1). Los lactobacilos cumplen un rol importante en la creación y mantención de la homeostasis vaginal mediante la producción de ácido láctico que acidifica la vagina a pH~4, la producción de peróxido de hidrógeno (H2O2) y de bacteriocinas que actúan como potentes agentes microbicidas y la competencia por receptores con otras bacterias(1,2). En el 96% de las mujeres sanas se encuentran especies de lactobacilos productoras de H2O2 (LB+) y sólo 4% contienen especies no productoras de peróxido (LB-)(3). Por el contrario, en mujeres con vaginosis bacteriana el 6% tienen a nivel vaginal LB+ y el 36% contienen especies de LB-. La aparición de vaginosis bacteriana se asocia con la pérdida de especies LB+, o por la presencia exclusiva de especies LB- (4,5). Se ha observado que en mujeres con microbiota vaginal carente de lactobacilos, o colonizadas por especies de LB-, la frecuencia de vaginosis bacteriana es cuatro y dos veces más alta, respectivamente(5). Se ha demostrado que las especies de LB+ destruyen in vitro a G vaginalis, P bivia, que son consideradas especies representativas de la microbiota asociada a vaginosis bacteriana y a agentes de transmisión sexual como N gonorrhoeae(2,6,7). Se sugiere que el H2O2 es el principal inhibidor del crecimiento de N gonorrhoeae in vitro, ya que el efecto inhibitorio fue abolido por la catalasa bovina(7). Recientemente se ha comenzado ha estudiar el efecto de las bacteriocinas (lactocinas) de los lactobacilos. Las bacteriocinas son proteínas bacterianas que actúan creando poros en la membrana celular de otras especies. Una lactocina producida por una especie de lactobacilo vaginal, L rhamnosus, produjo en Micrococcus luteus el eflujo celular de ATP(8). Estudios de diversidad de especies de lactobacilos en el ecosistema vaginal de mujeres de Europa, E.U.A. y Japón han identificado a L crispatus, L gasseri y L jensenii, las tres especies productoras de H2O2, como las especies predominantes en mujeres sanas(9-11). No obstante, L iners constituyó el 42% de las especies detectadas en mujeres de Africa(12). Conocer la prevalencia de las especies que colonizan el ecosistema vaginal es de gran utilidad para el desarrollo de productos para terapia de reemplazo bacteriano. La colonización vaginal por especies LB+ es una condición significativamente más estable en el tiempo que la colonización por cepas LB-(13). En estudios longitudinales se ha observado que mujeres inicialmente colonizadas por LB+ (79%) permanecían colonizadas a los tres meses de seguimiento(4) o por LB+, fundamentalmente con L crispatus y L jensenii, (85%) conservaron estas especies como microbiota predominante a los ocho meses de seguimiento(14). No se conocen claramente los factores que agreden a los lactobacilos y determinan su migración del tracto vaginal. El ecosistema vaginal es dinámico y su equilibrio se ve afectado por las variaciones hormonales fisiológicas que se producen a lo largo del ciclo menstrual y por factores exógenos. Los niveles de estrógenos y progesterona cambian el ambiente vaginal durante el ciclo menstrual al influir en la expresión de receptores celulares, niveles de glucógeno y glucosa y pH vaginal(4,15). Entre los factores externos al ecosistema vaginal, la pérdida de LB+ ha sido asociada con frecuencia coital, ≥1 vez/semana (p=0.018) y uso de antimicrobianos (p<0.0001)(14). Un número promedio de lactobacilos demora horas en restaurar el ambiente vaginal luego de un coito no protegido(1). El empleo de soluciones de lavado vaginal o duchas cosméticas como medida de higiene ha sido asociada con un riesgo 2.1 a 2.5 veces mayor de adquirir VB(4,5). Aplicando la metodología de la amplificación del gen 16S rRNA, seguida por el clonamiento y 876 secuenciación del ADN en estudio de muestras vaginales, se ha demostrado la extraordinaria complejidad de la microbiota vaginal. En serie estudiada con esta metodología en que se incorporaron pacientes entre 27 y 44 años, sin uso de anticonceptivos orales y sin signos o síntomas de infección vaginal, se secuenciaron 2.000 clones por cada mujer. En el 20% de las mujeres con predominio lactobacilar, 1.808 lecturas correspondieron a Lactobacillus spp, demostrando que Lactobacillus spp., pueden constituir los únicos microorganismos en el epitelio vaginal. En el 45% se presentaron mezclas complejas de especies de lactobacilos y una variedad de otras bacterias, la mayoría previamente descritas en el hábitat, mientras que en el 35% con escasa o baja cantidad de lactobacilos presentaron al menos 25 especies y géneros bacterianos diferentes. En este último grupo se detectaron tres géneros de bacilos Gram negativo no fermentadores; Pseudomonas, Stenotrophomonas, Burkholderia, cuya presencia en el ecosistema vaginal era desconocida, como asimismo una variedad de bacterias ambientales, cuyo significado debe ser estudiado(16). BIBLIOGRAFÍA 1. Boskey ER, Telsch KM, Whaley KJ, Moench TR, Cone RA. Acid production by vaginal flora in vitro is consistent with the rate and extent of vaginal acidification. Infect Immun 1999; 67: 5.170-75. 2. Klebanoff SJ, Hillier SL, Eschenbach DA, Waltersdorph AM. Control of the microbial flora of the vagina by H2O2 generating lactobacilli. J Infect Dis 1992; 164: 94-100. 3. Eschenbach DA, Davick PR, Williams BL, Klebanoff SJ, Young-Smith K, Critchlow CM, Holmes KK. Prevalence of hydrogen peroxide-producing Lactobacillus species in normal women and women with bacterial vaginosis. J Clin Microbiol 1989; 27: 251-6. 4. Hawes SE, Hillier SL, Benedetti J, Stevens CE, Koutsky LA, Wolner-Hanssen P, Holmes KK. Hydrogen peroxide-producing Lactobacilli and acquisition of vaginal infections. J Infect Dis 1996; 174: 1.058-63. 5. Ness RB, Hillier SL, Richter HE, Soper DE, Stamm C, McGregor J, Bass DC, Sweet RL, Rice P. Douching in relation to bacterial vaginosis, lactobacilli, and facultative Capítulo 30 - Ginecología bacteria in the vagina. Obstetrics & Gynecology 2002; 100: 765-72. 6. Zheng HY, Alcorn TM, Cohen MS. Effects of H2O2producing lactobacilli on Neisseria gonorrhoeae growth and catalase activity. J Infect Dis 1994; 170: 1.209-15. 7. Amant DC, Valentin-Bon IE, Jerse AE. Inhibition of Neisseria gonorrhoeae by Lactobacillus species that are commonly isolated from the female genital tract. Infect Immun 2002; 70: 7.169-7.171. 8. Li J, Aroutcheva AA, Faro S, Chikindas ML. Mode of action of lactocin 160, a bacteriocin from vaginal Lactobacillus rhamnosus. Infect Dis Obstet Gynecol 2005; 13: 135-40. 9. Antonio MA, Hawes SE, Hillier SL. The identification of vaginal Lactobacillus species and the demographic and microbiologic characteristics of women colonized by these species. J Infect Dis 1999; 180:1.950-1.956. 10. Song Y, Kato N, Matsumiya Y, Liu C, Kato H, Watanabe K. Identification of and hydrogen peroxide production by fecal and vaginal lactobacilli isolated from Japanese women and newborn infants. J Clin Microbiol 1999; 37: 3.062-3.064. 11. Pavlova SI, Kilic AO, Kilic SS, So JS, Nader-Macias ME, Simoes JA, Tao L. Genetic diversity of vaginal lactobacilli from women in different countries based on 16S rRNA gene sequences. J Appl Microbiol 2002; 92: 451-9. 12. Anukam KC, Osazuwa EO, Ahonkhal I, Reid G. 16S rRNA gene sequence and phylogenetic tree of Lactobacillus species from the vagina of healthy Nigerian women. Afr J Biotechnol 2005; 4: 1.222-27. 13. Falsen E, Pascual C, Sjoden B, Ohlen M, Collins MD. Phenotypic and phylogenetic characterization of a novel Lactobacillus species from human sources: description of Lactobacillus iners sp. nov. Int J Syst Bacteriol 1999; 49: 217-21. 14. Vallor AC, Antonio MA, Hawes SE, Hillier SL. 2001. Factors associated with acquisition of, or persistent colonization by, vaginal lactobacilli: role of hydrogen peroxide production. J Infect Dis2001; 184: 1.431-36. 15. Hay P. Life in the littoral zone: lactobacilli losing the plot. Sex Transm Infect 2005; 81: 100-2. 16. Hyman RW, Fukushima M, Diamond L, Kumm J, Giudice LC, Davis RW. Microbes on the human vaginal epithelium. Proc Natl Acad Sci U S A. 2005; 102: 7.952-7. 877 Infección genital INFECCIÓN GENITAL Vaginosis bacteriana INTRODUCCIÓN La vaginosis bacteriana (VB) es una alteración cualitativa y cuantitativa de la microbiota vaginal(1). Del punto de vista microbiológico se caracteriza por la pérdida en el epitelio vaginal del predominio lactobacilar y su reemplazo por una microbiota compleja y abundante dominada por Gardnerella vaginalis, bacterias anaerobias: Bacteroides spp, Prevotella spp, Peptostreptococcus spp., Mobiluncus spp y Mycoplasma hominis(1,2). Figura 1. Tinción de Gram. Paciente con microbiota vaginal normal. Esta condición microbiológica se caracteriza por la ausencia de signos inflamatorios en la mitad de los casos, razón por la que se llama vaginosis y no vaginitis. La causa de la vaginosis bacteriana y de la ausencia de respuesta inflamatoria local a pesar del aumento de la carga microbiana es deconocida, pero puede ser considerada como una condición de desorden microbiano e inmunológico de la mucosa. Las pacientes con VB pueden desarrollar un flujo vaginal particularmente molesto por su persistencia y mal olor. Además, las portadoras de esta infección tienen mayor riesgo de desarrollar enfermedad inflamatoria pélvica(3), parto prematuro(4), adquisición del virus de la inmunodeficiencia humana e infección puerperal(5). Sin embargo, el desarrollo de estas complicaciones se concentra en pacientes con factores de riesgo: historia de infecciones del tracto urinario o bacteriuria asintomática, episodios repetidos de infección cérvicovaginal (3 o más), historia de parto prematuro espontáneo previo con membranas intactas y especialmente con rotura de membranas e historia de abortos de segundo trimestre(6). Esto significa que existe una población de mayor susceptibilidad a hacer infección cérvicovaginal en general y vaginosis bacteriana en particular que posteriormente tienen los daños anteriormente mencionados. Se postula que un polimorfismo genético (portación del alelo 2 de TNF alfa) interactúa con el medio ambiente (VB sintomática) aumentando la inflamación e incrementando los riesgos(7). Frecuencia La VB es una enfermedad prevalente. Su frecuencia en nuestro medio varía dependiendo del grupo estudiado: embarazadas normales 26%, pielonefritis aguda del embarazo 32%, rotura prematura de membranas en el embarazo de pretérmino 35%, parto prematuro con membranas intactas sin causa clínica evidente 43% y enfermedad inflamatoria pélvica aguda 50%(6,8-10). Microbiología Figura 2. Tinción de Gram. Paciente con VB. G vaginalis es una bacteria habitualmente presente con concentraciones variables en la mucosa vaginal del 878 75% de las mujeres sanas(11) mientras que los anaerobios y probablemente M hominis residen habitualmente en muy bajo número en la vagina o migran desde el tracto intestinal, proliferando hasta alcanzar un número 100 a 1.000 veces superior en VB. Mobiluncus spp. son bacilos Gram positivo, curvos, que se observan en el Gram vaginal de mujeres con VB severa (Puntaje de Nugent 9-10). Han sido aislados con cultivos anaerobios específicos en el 65 a 85% de las mujeres con VB y en menos del 5% de las mujeres sanas. Aunque son considerados marcadores de VB, su contribución a la patogenia de la VB es desconocida(12). Entre los mycoplasmas genitales, solamente M hominis se asocia con VB. Se ha detectado en el 50 a 75% de los casos(2). M genitalium ni las especies de Ureaplasma han sido asociadas con VB(2). Además de las bacterias mencionadas, diversas otras bacterias anaerobias facultativas son aisladas en el ambiente vaginal de mujeres con VB: Corynebacterium spp, Streptococcus α hemolíticos, Staphylococcus coagulasa negativo, Enterococcus spp(2). Como en toda comunidad microbiana compleja, el cultivo tiene escasa capacidad de describir la diversidad y las interacciones microbianas existentes. Es así como una nueva especie bacteriana, Atopobium vaginae, ha sido asociada con VB. Atopobium vaginae es una cocácea alargada Gram positivo anaerobia facultativa, resistente al metronidazol. Crece en medios de cultivo dando origen a colonias diminutas difíciles de aislar(13). Ha sido detectada mediante PCR en el 70% de las mujeres con VB y con baja frecuencia en mujeres sanas(14,15). Aunque su contribución en la patogenia de la VB es desconocida, ha sido aislada de un absceso tuboovárico, lo que indica su potencial patogénico(15). En reciente estudio se caracterizó mediante biología molecular la microbiota vaginal de mujeres con VB y la de mujeres sin esta condición y se encontró inmensa diversidad de la microbiota vaginal presente en VB, en comparación con la de mujeres sanas (p<0.001) (16). En estas mujeres con VB se detectaron 35 especies bacterianas nuevas (por sus secuencias de ADN o cultivo), incluyendo especies no relacionadas a bacterias conocidas(16). Fisiopatología Como productos del metabolismo de las bacterias anaerobias se producen ácidos orgánicos distintos del ácido láctico y poli aminas como putrescina, cadaverina y trimetilamina. Estas aminas en presencia de un pH alcalino se volatilizan produciendo olor a pescado. Por Capítulo 30 - Ginecología otra parte, la trimetilamina causa la exfoliación de las células epiteliales vaginales, lo que sumado a la mayor adherencia microbiana favorecida por el pH alcalino, genera las células claves “clue cells”, contribuyendo a causar secreción vaginal(17). Factores de virulencia en la patogénesis de la VB Las bacterias asociadas a VB cohabitan el ecosistema vaginal en una forma mutuamente cooperativa o sinergística, de tal forma que existe una actividad complementaria de su actividad enzimática y metabólica con el objeto de controlar el ecosistema. Por otra parte, en el tracto genital femenino, la capa de mucus vaginal y el tapón de mucus cervical constituyen una barrera de defensa innata que dificulta la adherencia bacteriana y su ascenso al tracto genital superior. Las mucinas (glicoproteínas) son componentes esenciales del mucus. Son proteínas con > 85% de azúcares en su estructura (glicocilación), lo que las hace naturalmente resistentes a las proteasas bacterianas. El mucus proporciona también enzimas antibacterianas como lactoferrina y lisozima e IgA(18). La variación significativa en su composición glicocídica a lo largo del ciclo menstrual sugiere la importancia que cumplen estas glicoproteínas en el tracto genital(18). Las bacterias asociadas a VB, Prevotella, Bacteroides spp, Mobiluncus producen una variedad de enzimas mucolíticas (mucinasas) que degradan los residuos terminales o laterales de azúcar de la molécula de mucina, dañando su estructura primaria(18,19). Esto facilita el ataque por las proteasas (colagenasa, elastasa, IgA proteasa), producidas por Fusobacterium nucleatum, otros bacilos Gram(-) anaerobios y Mobiluncus, con la pérdida de la barrera protectora mucosa y con acción directa sobre las membranas ovulares. Al mismo tiempo, la degradación de la barrera de mucus permite la adherencia de las bacterias a la superficie epitelial y proporciona fuentes de nutrientes que favorecen la colonización y multiplicación bacteriana. La mayor frecuencia de infección por agentes de transmisión sexual como C. trachomatis y N. gonorrhoeae que tienen mujeres con VB podría explicarse por la pérdida de la efectividad de la barrera mucosa y por la ausencia de la actividad bactericida proporcionada por la microbiota lactobacilar. Existe una correlación directa entre la concentración de mucinasas como sialidasa y glicosulfatasa y la existencia de VB lo que sugiere que estas bacterias deben ser capaces de hidrolizar las mucinas para colonizar la mucosa vaginal y desplazar los lactobacilos(19). Infección genital Microbiota vaginal intermedia La categoría intermedia de la microbiota vaginal es un grupo interesante. Pareciera representar parte de un continuo entre microbiota normal y VB, de modo que puede persistir en el tiempo, cambiar a VB o revertir a microbiota normal. La microbiota presente en la categoría intermedia es similar a la encontrada en VB, pero el recuento bacteriano es menor(20). Inflamación en el ecosistema vaginal La presencia de Lactobacillus es crucial para mantener el ambiente ácido de la vagina. Una reducción del número de Lactobacillus se asocia con aumento del pH vaginal. Este estado puede coexistir con cambios en la flora microbiana vaginal con o sin inflamación. La inflamación se puede determinar por recuento de leucocitos polimorfonucleares (PMN)(21) o mediante la medición de citoquinas del flujo vaginal(22). La inflamación vaginal existe también independiente de VB, en la “vaginitis aeróbica”, con disminución de lactobacilos y crecimiento de cocos y bacilos aeróbicos(23). En estas pacientes hay bajas concentraciones de succinato (producido por bacterias anaerobias) y altas concentraciones de interleukina-1 beta (IL-1β) e IL-8. La presencia de inflamación del flujo vaginal es factor de riesgo para parto prematuro espontáneo(23,24). Pacientes con PMN > 5 por campo de alta resolución tienen OR de 1.6 (1.1-2.1) para parto prematuro < de 32 semanas(24). Por otro lado se conoce que tanto infección cérvicovaginal como vaginosis bacteriana, con respuesta inflamatoria aumentada en el flujo vaginal (PMN > de 10 por campo 400x), son más frecuentes en las embarazadas con riesgo de infección (incluye historia de parto prematuro espontáneo previo) que en las sin riesgo(6). Se ha demostrado también que el número de PMN en el flujo genital aumenta conjuntamente con IL-1 β e IL-8, por lo que este método representa el conocimiento del estado inflamatorio del ecosistema vaginal(25). Frente a la agresión microbiana la respuesta normal del ecosistema vaginal es activar el sistema inmune para que macrófagos, células dendríticas y neutrófilos controlen el proceso infeccioso con proporcionada respuesta inflamatoria y luego este mecanismo de defensa se desactive. En algunas ocasiones esta respuesta del sistema inmune es anormal, con hiperrespuesta 879 inflamatoria local o sistémica que puede producir daño tisular y progresar a falla orgánica múltiple y shock séptico o hiporrespuesta que predispone a agresiva infección. En el ecosistema vaginal se teoriza que en las pacientes hiporrespondedoras, con escasa respuesta inflamatoria en el flujo vaginal (baja concentración de IL-1β, IL-6 e IL-8), se favorece el crecimiento microbiano, la infección uterina ascendente y la corioamnionitis clínica(26). Por otro lado las pacientes hiperrespondedoras (elevación de la concentración de IL-6 en el flujo vaginal > del percentil 90) desarrollarían una excesiva respuesta inflamatoria local favoreciendo el ascenso microbiano y el parto prematuro(27). También las pacientes con flora vaginal anormal que genéticamente están predispuestas a producir exceso de TNF-α constituyen un gran riesgo de nacimiento prematuro(7). Polimorfismo genético, vaginosis bacteriana y parto prematuro Creciente interés ha surgido en investigar los aspectos genéticos en la relación parto prematuro e infección. Se ha pensado que puede existir una variación controlada genéticamente, entre los diferentes individuos en la producción de citoquinas. Varios polimorfismos en los genes de citoquinas se han asociado con la producción y severidad de la respuesta inflamatoria. Un solo polimorfismo del nucleótido dentro del promotor del gen alfa del factor de necrosis tumoral (TNF or TNF-α) en la posición -308 se ha correlacionado con diferencias en la transcripción de TNF. Los dos alelos en la posición -308 se denominan TNF-1 y TNF-2. Las células B transferidas con el promotor TNF-2 demuestran un incremento cinco veces en la expresión del gen comparadas con células B transferidas con TNF-1. En otras infecciones como malaria y leishmaniasis, los portadores de esta variante TNF-2, que confiere gran actividad transcripcional, presentan gran severidad de las enfermedades. La interacción entre polimorfismo genético (portación del alelo 2 de TNF alfa) y el medio ambiente (VB sintomática) aumenta la inflamación e incrementa la asociación con parto prematuro(7). La inflamación vaginal es la que favorece el parto prematuro al permitir el ascenso de la infección al interior de la cavidad uterina. Es decir la asociación entre VB sintomática (respuesta inflamatoria aumentada) con parto prematuro se presenta por efecto de la inflamación. A su vez el componente microbiano de esta condición microbiológica no sería suficiente para 880 Capítulo 30 - Ginecología permitir esta asociación. También las citoquinas proinflamatorias tales como TNF- se asocian con parto prematuro, porque tienen como acción característica la inducción de enzimas que degradan la mátrix (matrixmetaloproteinasas), conduciendo a la rotura de la mátrix extracelular y de las membranas fetales (Figura 3). Presencia de bacterias (PAMPs) ↓ ↓ MMP ↓ Quimiotaxis PMN, macrófagos ↓ Citoquinas: IL-1, 6, 8, TNF-a Este método se basa en cuantificar tres morfotipos bacterianos en el Gram de la secreción vaginal. Los morfotipos bacterianos cuantificados son Lactobacillus spp. que corresponden a bacilos Gram positivo grandes, G. vaginalis y Prevotella spp., caracterizados por ser cocobacilos Gram variable y Gram negativo, respectivamente, y el morfotipo correspondiente a Mobiluncus spp., que son bacilos curvos Gram variable. ↓ ↓ Membranas corioamnióticas ↓ ↓ Decidua Prostaglandinas ↓ Diagnóstico microbiológico. Criterios de Nugent. ↓ Activación PP ↓ RPM Figura 3. Mecanismo de daño mediado por la respuesta inflamatoria (citoquinas). Figura 4. Lactobacillus spp. Diagnóstico El cultivo bacteriano del flujo vaginal no es útil para el diagnóstico de vaginosis bacteriana. Porque Gardnerella vaginalis(28) y Mobiluncus curtisii(29), también se han encontrado en sujetos que no tienen esta condición microbiológica. Por lo tanto estas bacterias no son marcadores específicos de esta infección(30). Para este efecto se ocupan criterios clínicos, método de Amsel y el test de Nugent. Diagnóstico clínico. Método de Amsel La forma más simple para diagnosticar la vaginosis bacteriana es la presencia de tres o más de los siguientes criterios clínicos: a) flujo vaginal grisáceo homogéneo, adherente a las paredes vaginales, flocular, de mal olor, con escaso componente inflamatorio; b) prueba de aminas o KOH: olor a pescado descompuesto al mezclar una gota de secreción con una gota de KOH al 10%; c) pH vaginal > 5 y d) presencia de bacterias tapizando la superficie de las células epiteliales de la vagina (células guía o clue cells) al observar microscópicamente una muestra de secreción al fresco(31). Figura 5. G vaginalis. Figura 6. Provotella spp. 881 Infección genital Manejo Figura 7. Mobiluncus spp. Figura 8. Mobiluncus spp. El puntaje final se obtiene como se indica en la Tabla I y varía entre 1 a 10. De acuerdo a este puntaje la microbiota vaginal se clasifica en tres categorías: microbiota normal, 1 a 3 puntos; microbiota intermedia, 4 a 6 puntos, y VB, 7 a 10 puntos(32,33). Este examen no mide respuesta inflamatoria local. Es un procedimiento rápido, de bajo costo y reproducible, por ello es actualmente el más usado para el diagnóstico de VB(34). Tabla I. Criterios de Nugent. Puntaje Lactobacillus Gardnerella Mobiluncus y bacilos Gram(-) anaerobios 0 4X 0 0 1 3X 1X 1X ó 2X 2 2X 2X 3 1X 3X 4 0 4X 3X ó 4X X: Nº de bacterias de un morfotipo/campo (1.000X) 0: No se observa el morfotipo 1X: < 1 morfotipo/campo 2X: 1-4 morfotipo/campo 3X: 5-30 morfotipo/campo 4X: ≥ 30 morfotipo/campo a. Pacientes sin factores de riesgo: • Tratamiento local con metronidazol (óvulos vaginales de 500 mg al día, por 1 semana) o clindamicina (crema u óvulo vaginal, 1 dosis diaria por 1 semana u oral, ver más adelante). • No se requiere tratamiento de la pareja. b. Pacientes con factores de riesgo: • Tratamiento sistémico oral con metronidazol (250-500 mg c/8-12 horas x 7 días) o Clindamicina (300 mg cada 8 horas x 7 días) • No se requiere tratamiento de la pareja. • Salvo excepciones, la desaparición de la sintomatología puede considerarse como índice de éxito terapéutico. Puede también solicitarse Gram de control. Las pacientes sin factores de riesgo deben tratarse para mejorar su sintomatología vaginal. Las pacientes con factores de riesgo deben tratarse por vía oral, para mejorar el pronóstico del embarazo. Durante el primer trimestre del embarazo el tratamiento puede hacerse primariamente con clindamicina, aunque metronidazol clasificado por la FDA como categoría B, no parece asociarse con riesgo teratógenico aumentado. La pesquisa de VB en pacientes asintomáticas sin factores de riesgo no se recomienda ya que su tratamiento no se asocia con un mejor resultado perinatal. Pesquisa y tratamiento de vaginosis bacteriana para prevenir parto prematuro La prevención del parto prematuro con la administración de antibióticos, salvo en el tratamiento de la bacteriuria asintomática, no se ha demostrado que sea efectivo(35,36). La principal explicación es que los trabajos clínicos han utilizado población general y no se han focalizado en la población de riesgo que puede beneficiarse con esta intervención(37). Vaginosis bacteriana se asocia con infección microbiana de la cavidad amniótica (IMCA) y por este motivo es factor de riesgo de parto prematuro. Sin embargo, la pesquisa y tratamiento de VB en la población general (habitualmente asintomática) no es eficiente y no se recomienda(38-40). Pero en pacientes de alto riesgo de parto prematuro (con historia de parto prematuro espontáneo previo) el tratamiento de VB con metronidazol o clindamicina ha demostrado reducir significativamente el nacimiento prematuro(41,42). Puede existir otra explicación. Es posible que el criterio actual, que ocupa sólo VB para identificar 882 las pacientes con riesgo de parto prematuro, pueda no ser el óptimo y corresponda sólo a un subgrupo de infección que está en riesgo. Es probable que utilizar el criterio de infección cérvicovaginal en general y vaginosis bacteriana sintomática sea más eficiente para identificar la población que está en riesgo de parto prematuro por infección(6,23). En este sentido, ocupando los criterios de infección cérvicovaginal en general y vaginosis bacteriana sintomática, en embarazadas con parto prematuro espontáneo y membranas intactas, las mujeres que recibieron antibióticos tuvieron menor frecuencia de subsecuente rotura de membranas p=0.007 y en el subgrupo de pacientes con inflamación endocervical (IEC) y sin IMCA la administración de antibióticos se asoció con menor frecuencia de resultado neonatal compuesto [severa morbilidad neonatal (síndrome de dificultad respiratoria, asfixia, sepsis, neumonia, hemorragia intraventricular) y mortalidad] p<0.05(21). BIBLIOGRAFÍA 1. Larsson PG, Forsum U. Bacterial vaginosis-a disturbed bacterial flora and treatment enigma. APMIS 2005, 113: 305-16. 2. Forsum U, Holst E, Larsson PG, Vásquez A, Jakobsson T, Mattsby-Baltzer I. Bacterial vaginosis a microbiological and immunological enigma. APMIS 2005; 113: 81-90. 3. Ness RB, Kip KE, Hillier SL, Soper DE, Stamm CA, Sweet RL, Rice P, Richter HE. A cluster analysis of bacterial vaginosis-associated microflora and pelvic inflammatory disease. Am J Epidemiol. 2005; 162: 585-90. 4. Leitich H, Bodner-Adler B, Brunbauer M, Kaider A, Egarter C, Husslein P. Bacterial vaginosis as a risk factor for preterm delivery: a meta-analysis. Am J Obstet Gynecol. 2003; 189: 139-47. 5. Martin HL, Richardson BA, Nyange PM, Lavreys L, Hillier SL, Chohan B, MandaliyaK, Ndinya-Achola JO, Bwayo J, Kreiss J. Vaginal lactobacilli, microbial flora, and risk of human immunodeficiency virus type 1 and sexually transmitted disease acquisition. J Infect Dis. 1999; 1.80: 1.863-8. 6. Ovalle A, Martínez MA, Villagra E, Roncone E, Sandoval R, Silva R. Flora microbiana genital en embarazadas con y sin riesgo de infección. Rev Chil Obstet Ginecol 1996; 61: 5-11. 7. Macones GA, Parry S, Elkousy M, Clothier B, Ural SH, Strauss JF 3rd. A polymorphism in the promoter region of TNF and bacterial vaginosis: preliminary evidence of gene-environment interaction in the etiology of spontaneous preterm birth. Am J Obstet Gynecol. Capítulo 30 - Ginecología 2004; 190(6): 1.504-8. 8. Ovalle A, Martínez MA, Giglio M, Poblete JP, Fuentes A, Villablanca E, Gómez R. Microbiología aislada en la rotura prematura de membranas de pretérmino. Relación con morbilidad infecciosa materna neonatal e intervalo rotura de membranas-parto. Rev Chil Obstet Ginecol 1995; 60: 252-62. 9. Ovalle A, Sáez J, Martínez MA, Cona E, Bueno F, Leyton H y Lobos L. Infección cérvicovaginal en la pielonefritis aguda del embarazo. Relación con los resultados del tratamiento antibiótico y con la contractilidad uterina anormal. Rev Chil Obstet Ginecol 2000; 65: 346-54. 10. Ovalle A, Martínez MA, Gómez R, Sáez J, Menares I, Aspillaga C, Schwarze JE. Parto prematuro con membranas intactas. Microbiología del líquido amniótico y tracto genital inferior y su relación con los resultados maternoneonatales. Rev Med Chile 2000; 18: 749-57. 11. Hyman RW, Fukushima M, Diamond L, Kumm J, Giudice LC. Microbes on the human vaginal epithelium. Proc Natl Acad Sci 2005; 102: 7.952-7. 12. Roberts MC, Hillier SL, Schoenknecht FC, Holmes KK. Comparison of Gram stain, DNA probe and culture for identification of species of Mobiluncus in female genital specimens. J Infect Dis 1985; 152: 74-77. 13. Mar Rodríguez J, Matthew D, Collins MD, Sjoden B, Falsen E. Characterization of a novel Atopobium isolate from the human vagina: description of Atopobium vaginae sp. nov. Int J Syst Bacteriol 1999; 49: 1.5731.576. 14. Ferris MJ, Masztal A, Aldridge KE, Fortenberry JD, Fidel PL, Martin DH. 2004. Association of Atopobium vaginae, a recently described metronidazole resistant anaerobe, with bacterial vaginosis. BMC Infect Dis 2004; 4: 5-12. 15. Ferris MJ, Masztal A, Martin DH. Use of speciesdirected 16S rRNA gene PCR primers for detection of Atopobium vaginae in patients with bacterial vaginosis. J Clin Microbiol 2004; 42: 5.892-94. 16. Fredricks DN, Fiedler TL, Marazzo JM. Molecular identification of bacterial associated with bacterial vaginosis. N Engl J Med 2005; 353: 1.899-1.911. 17. Taylor-Robinson D, Hay PE. The pathogenesis of the clinical signs of bacterial vaginosis and possible reasons for its occurrence. Int J STD& AIDS 1997; 8(Suppl.1): 13-6. 18. Wiggins R, Hicks SJ, Soothill PW, Millar MR, Corfield AP. Mucinases and sialidases: their role in the pathogenesis of sexually transmitted infections in the female genital tract. Sex Transm Infect 2001; 77: 402-408. 19. Robertson AM, Wiggins R, Horner PJ, Greenwood R, Crowley T, Fernandes A, Berry M, Corfield AP. A novel bacterial mucinase, glycosulfatase, is associated with bacterial vaginosis. J Clin Microbiol 2005; 43: 5.504-08. 20. Balsdon MJ, Martínez MA, Céspedes P, Biotti M, Infección genital Saumann A, Chávez S, Valenzuela C. Vaginosis bacteriana: diagnóstico mediante tinción de Gram de muestra obtenida por dos procedimientos. Rev Chil Infect 1999; 16: 100-04. 21. Ovalle A, Romero R, Gómez R, Angélica Martínez M, Nien JK, Ferrand P, Aspillada C, Figueroa J. Antibiotic administration to patients with preterm labor and intact membranes: Is there a beneficial effect in patients with endocervical inflammation? J Matern Fetal Neonatal Med. 2006; 19: 453-64. 22. Cauci S, Guaschino S, De Aloysio D, Driussi S, De Santo D, Penacchioni P. Interrelationships of interleukin-8 with interleukin-1beta and neutrophils in vaginal fluid of healthy and bacterial vaginosis positive women. Mol Hum Reprod 2003; 9: 53-58. 23. Donders GG, Odds A, Vereecken A, Van Bulck B, Caudron J, Londers L. Abnormal vaginal flora in the first trimester, but not full-blown bacterial vaginosis, is associated with preterm birth. Prenat Neonat Med 1998; 3: 588-593. 24. Simhan HN, Caritis SN, Krohn MA, Hillier SL. Elevated vaginal pH and neutrophils are associated strongly with early spontaneous preterm birth. Am J Obstet Gynecol 2003; 189: 1.150-1.154. 25. Donders GG, Bosmans E, Dekeersmaecker A, Vereecken A, Van Bulck B, Spitz B. Pathogenesis of abnormal vaginal bacterial flora. Am J Obstet Gynecol 2000; 182: 872-878. 26. Simhan HN, Caritis SN, Krohn MA, Martínez DT, Landers DV, Hillier SL. Decreased cervical proinflammatory cytokines permit subsequent upper genital tract infection during pregnancy. Am J Obstet Gynecol 2003; 189: 560-567. 27. Goepfert AR, Goldenberg RL, Andrews WW, Hauth JC, Mercer B, Iams J. The Preterm Prediction Study: association between cervical interleukin 6 concentration and spontaneous preterm birth. National Institute of Child Health and Human Development Maternal-Fetal Medicine Units Network. Am J Obstet Gynecol 2001; 184: 483-488. 28. Gardner HL, Dukes CD. Haemophilusvaginalis vaginitis: a newly defined specific infection previously classified non-specific vaginitis. Am J Obstet Gynecol 1955; 69: 962-76. 29. Spiegel CA, Eschenbach DA, Amsel R,Holmes KK. Curved anaerobic bacteria in bacterial (nonspecific) vaginosis and their response to antimicrobial therapy. J InfectDis 1983; 148: 817-22. 883 30. Spiegel CA. Bacterial vaginosis. Clin MicrobiolRev 1991; 4: 485-502. 31. Amsel R, Totten PA, Spiegel CA, Chen KC, Eschenbach D, Holmes KK. Nonspecific vaginitis. Diagnostic criteria and microbial and epidemiological associations. Am J Med 1983; 74: 14-22. 32. Spiegel CA, Amsel R, Holmes KK. Diagnosis of bacterial vaginosis by direct Gram stain of vaginal fluid. J Clin Microbiol 1983; 18: 170-177. 33. Nugent RP, Krohn MA, Hillier SL. Reliability of diagnosing bacterial vaginosis is improved by a standardized method of Gram stain interpretation. J Clin Microbiol 1991; 29: 297-301. 34. González-Pedraza-Avilés A, Inzunza-Montiel A, Ortiz-Zaragoza C, Ponce-Rosas R, Irigoyen-Coria A. Comparación de dos métodos de laboratorio clínico en el diagnóstico de la vaginosis bacteriana. Atención primaria 1997; 19: 357-360. 35. Romero R, Oyarzún E, Mazor M, Sirtori M, Hobbins JC, Bracken M. Meta-analysis of the relationship between asymptomatic bacteriuria and preterm delivery/low birth weight. Obstet Gynecol 1989; 73: 576-582. 36. Smaill F. Antibiotics for asymptomatic bacteriuria in pregnancy. Cochrane Database Syst Rev 2000; CD000490. 37. Stetzer BP, Mercer BM. Antibiotics and preterm labor. Clin Obstet Gynecol 2000; 43: 809-817. 38. Carey JC, Klebanoff MA, Hauth JC, Hillier SL, Thom EA, Ernest JM. Metronidazole to prevent preterm delivery in pregnant women with asymptomatic bacterial vaginosis. National Institute of Child Health and Human Development Network of Maternal-Fetal Medicine Units. N Engl J Med 2000; 342: 534-540. 39. Ugwumadu A, Manyonda I, Reid F, Hay P. Effect of early oral clindamycin on late miscarriage and preterm delivery in asymptomatic women with abnormal vaginal flora and bacterial vaginosis: a randomised controlled trial. Lancet 2003; 361: 983-988. 40. Lamont DF. Changes in vaginal flora after 2% clindamycin vaginal cream in women at high risk of preterm birth. BJOG 2003; 110: 788-789. 41. Leitich H, Brunbauer M, Bodner-Adler B, Kaider A, Egarter C, Husslein P. Antibiotic treatment of bacterial vaginosis in pregnancy: a meta-analysis. Am J Obstet Gynecol 2003; 188: 752-758. 42. Klebanoff MA, Guise JM, Carey JC. Treatment recommendations for bacterial vaginosis in pregnant women. Clin Infect Dis 2003; 36: 1.630-1.631. 884 Capítulo 30 - Ginecología INFECCIÓN GENITAL STREPTOCOCCUS AGALACTIAE (ESTREPTOCOCO ß-HEMOLÍTICO GRUPO B) (EGB) INTRODUCCIÓN El Streptococcus agalactiae es un microorganismo grampositivo ampliamente distribuido, que constituye la principal causa de morbi-mortalidad neonatal en el mundo occidental. Como coloniza frecuentemente el tubo digestivo distal y el aparato genital inferior de la embarazada, es capaz de infectar al feto en la cavidad amniótica o en el canal del parto y producir una sepsis neonatal grave de instalación precoz y con elevada mortalidad. Mientras no se disponga de vacunas, actualmente la mejor medida para prevenir el desarrollo de sepsis neonatal precoz es la profilaxis antibiótica en el momento del parto de las madres portadoras. EGB es también una causa importante de aborto de segundo trimestre de la gestación, de parto prematuro, de morbilidad infecciosa materna y un patógeno oportunista en adultos con enfermedades crónicas predisponentes. Como ocurre con otras especies de Streptococcus, EGB, cuenta con un arsenal de factores de virulencia, que recientemente han comenzado a identificarse. También se están dilucidando los mecanismos patogénicos involucrados en enfermedades invasoras en neonatos y adultos. Aunque la susceptibilidad antimicrobiana de este agente a penicilina ha permanecido constante, hemos visto la emergencia de resistencia a eritromicina y clindamicina en distintas partes del mundo. Es probable que no podamos disminuir la tasa de morbilidad infecciosa producida por EGB a mediano plazo ya que por razones que no conocemos, su capacidad de producir nuevas variantes capsulares serológicas se ha incrementado en el tiempo. Características del microorganismo El EGB es una cocácea grampositiva que se agrupa en cadenas y produce hemólisis β en agar sangre. En su pared celular contienen el antígeno polisacárido específico de grupo B de la clasificación de Lancefield, el cual carece de capacidad inmunogénica. Por fuera de la pared celular, se encuentra la cápsula también polisacárida, cuyas diferencias antigénicas han definido actualmente nueve serotipos; Ia, Ib, II, III, IV, V, VI, VII y VIII. Incrustadas en esta cápsula hay varias proteínas que se expresan de forma variable en los diferentes serotipos. Entre ellas se cuentan el complejo proteico c (con sus subunidades α y ß) y las proteínas R y Rib, estrechamente relacionadas. Tanto los antígenos proteicos como los polisacáridos capsulares son inmunogénicos. Estos últimos confieren protección contra la enfermedad invasora temprana neonatal (Figura 1). Figura 1. Polisacárido capsular. Es necesario para que el EGB invada el torrente sanguíneo. La falta de anticuerpos anticapsulares específicos maternos (madres malas formadoras de anticuerpos) y los partos < de 34 semanas de gestación constituyen factores de riesgo en el RN para enfermedad invasora temprana. Los anticuerpos anticapsulares actúan mediante opsonización del EGB (fagocitosis por macrófagos y polimorfonucleares y activación del Complemento). Serotipo capsular y virulencia. La enfermedad 885 Infección genital invasora temprana (ocurre durante la primera semana de vida), se produce por transmisión vertical y es causada por serotipos I, VIII y III (30-35% de los casos). La enfermedad invasora tardía (ocurre desde la primera semana hasta los tres meses), se produce por transmisión horizontal y en el 90% de los casos es causada por Serotipo III. Su expresión clínica habitual es la meningitis. MECANISMOS DE PATOGENICIDAD EGB causa daño por un mecanismo de invasividad multifactorial. Cuenta con numerosas adhesinas que le permiten adherirse y colonizar el amplio espectro de células que es capaz de infectar. No obstante, la β-hemolisina (β-h/c) es probablemente su principal mecanismo de virulencia. Está codificada por el gen cyl, ligado genéticamente al gen que codifica el pigmento carotenoídeo propio de esta bacteria. La β-h/c es una citolisina que introduce poros en la membrana citoplasmática de la célula huésped destruyéndola, lo que se asocia a la injuria celular del endotelio microvascular cerebral y células epiteliales y endoteliales pulmonares y de los macrófagos. En macrófagos induce, además, indirectamente su destrucción por un mecanismo de apoptosis. La β-h/c de EGB es un factor activador de los genes de las citoquinas IL-8, Groα, ICAM-1, GM-CSF del endotelio microvascular cerebral, lo que ha sido implicado en la generación de una respuesta inflamatoria en meningitis, a través del reclutamiento de leucocitos. Esta proteína sería también un elemento clave en la patogénesis de la neumonía neonatal, como ha sido demostrado en modelos animales. Cepas mutantes que no expresan β-h/c poseen valores de LD50 mil veces mayores, al ser inoculadas en ratas recién nacidas por vía respiratoria. Las propiedades citolíticas y proinflamatorias de β-h/c son inhibidas por DPPC, principal componente del surfactante pulmonar. La falta de este mecanismo inhibitorio contribuiría a la gravedad de la neumonía por S agalactiae en prematuros. Por otra parte, el pigmento carotenoídeo es un poderoso agente antioxidante que protege a EGB de la destrucción mediante el estallido oxidativo, “oxidative burst”, de los leucocitos y macrófagos, compensándole de la falta de catalasa. Esto explica también en parte la mayor susceptibilidad de los prematuros y pacientes diabéticos a la infección por EGB, cuyos fagocitos tienen una menor eficiencia oxidativa. EPIDEMIOLOGÍA El EGB forma parte de la Microbiota del intestino y en forma intermitente coloniza la vagina. Esta condición durante el embarazo permite la transmisión vertical al RN. La incidencia de colonización vagino-rectal por EGB en la embarazada, difiere según el área específica estudiada y está influenciada por factores étnicos, sociales y muy especialmente por los procedimientos microbiológicos empleados en su detección. En Chile, las tasas publicadas oscilan entre 3.2% y 19.8%, (Tabla I)(1-4). La tasa más baja correspondió al estudio en que se usó cultivo vaginal en medio no selectivo. En USA las tasas de colonización genital durante el embarazo son entre 15 a 30%. En otros países las cifras oscilan entre 5 a 40 %. Las altas tasas de portación por EGB en Chile, constituyen un importante riesgo de infección neonatal. Tabla I. Tasa de portación de S agalactiae en mujeres chilenas según procedimiento microbiológico de estudio. Población estudiada Portación (%) Método de estudio 531mujeres no seleccionadas 10.5 Cultivo vaginal caldo selectivo 156 embarazadas con y sin ICV 3.2 2.192embarazadas 19.8 35-37 semanas 1.658embarazadas 6.2 35-37 semanas PAS: Placa agar sangre ICV: Infección cérvicovaginal Referencia Martínez MA, Reid I, 1995(1) Cultivo vaginal en PAS Ovalle A y cols, 1996(2) Cultivo vagino-rectal caldo selectivo Abarzúa F y cols, 2002(3) Cultivo vaginal en PAS Valdés E y cols, 2003(4) 886 Capítulo 30 - Ginecología El 95% de las infecciones invasoras en Europa y Norteamérica están causadas por los serotipos Ia, Ib, III y V, distribuyéndose por orden de frecuencia: Ia (20-40%), III (30%), V (15%, en adultos 30%) y Ib (5-10%). El serotipo V, es un serotipo emergente en Norteamérica, Europa y Asia, condición grave pues este serotipo concentra entre 30 y 68% de la resistencia a eritromicina para EGB. En la tabla II se aprecia la distribución de serotipos de cepas chilenas de S agalactiae aisladas entre 1998 y 2002, y en la tabla III, se aprecia la distribución de antígenos capsulares y proteicos en cepas aisladas entre 1991 y 1994(5,6). Como se muestra en las tablas II y III, aunque la frecuencia relativa ha cambiado en el tiempo, los serotipos Ia, II y III, concentran no menos del 90% de las cepas estudiadas. Tabla II. Distribución de serotipos de 100 cepas de S agalactiae aisladas de infecciones invasivas y como colonizantes vaginales. Santiago, 19982002(5). Serotipo Ia Ib II III IV V NT La frecuencia de aislamiento del serotipo V se ha mantenido baja, lo que podría explicar la baja tasa de resistencia a macrólidos y lincosamidas de las cepas chilenas. Para el desarrollo y elección de vacunas conjugadas, la vigilancia epidemiológica de la dinámica de distribución de los serotipos es muy importante. La sepsis neonatal por EGB tiene una prevalencia de 1-2 por mil recién nacidos vivos en la población general y de un 14 por mil en las pacientes colonizadas. Esta cifra aumenta entre un 41 a 100 por mil si además la paciente posee factores de riesgo que hagan al niño más susceptible de desarrollar la enfermedad. Si la bacteria se localiza en el líquido amniótico, el riesgo de sepsis neonatal puede alcanzar hasta un 50%. Si el recién nacido desarrolla una sepsis neonatal (bacteremia, neumonía o meningitis), su riesgo de morir (letalidad) es de 5 a 15%, mientras que alrededor de un 20% de los sobrevivientes desarrollará secuelas neurológicas. En general, la epidemiología de la infección perinatal por EGB no parece ser diferente en nuestro país, lo que significa que alrededor de 800 niños son afectados anualmente, con 50 a 150 muertes Nº* 33 5 21 36 0 2 3 Total 100 * Porcentaje similar Tabla III. Presencia de antígenos proteicos en 50 cepas de S agalactiae aisladas de infecciones invasivas y como colonizantes vaginales. Santiago, 1991-1994(6). Figura 2. Manifestaciones clínicas de la infección por EGB(7) Antígenos Antígenos polisacáridos Ia Ib II III IV V NT Total Ninguno 5 cα 4 cß 0 cα,ß 6 R 0 Total 15 0 0 1 0 0 1 11 5 1 0 0 0 3 0 4 6 19 11 0 0 0 0 0 0 1 0 0 0 1 2 0 1 0 0 1 2 22 6 1 9 12 50 Figura 3. Patogenia infección neonatal. 887 Infección genital neonatales atribuibles al EGB. La mayor parte de estos niños son recién nacidos de término, figuras 2 y 3. Factores de riesgo • Rotura prematura de membranas del embarazo de pretérmino y de término • Parto prematuro con membranas intactas • Infección del tracto urinario a EGB • Infección cérvicovaginal a EGB • Paciente febril en el parto • Antecedente de infección o muerte neonatal por EGB • Factores de riesgo mencionados en vaginosis bacteriana. Sin medidas de prevención, un 50% de recién nacidos de madres portadoras se coloniza en un parto vaginal, pero sólo el 1-2%, de los colonizados desarrollará enfermedad invasora temprana. No existen diferencias en la tasa de colonización neonatal si la madre es portadora vaginal, portadora vaginal y rectal o sólo portadora rectal(8). Aunque la existencia de factores obstétricos de riesgo aumenta la probabilidad de infección en el recién nacido, sólo en el 22%(9) y en el 60%(10) de los casos con infección neonatal temprana por EGB, según la serie, se identifica algún factor de riesgo conocido. Enfermedad invasora de inicio precoz se manifiesta generalmente por bacteremia (80%), meningitis (6%) y neumonía (7%)(7,11). El 76 a 83% de los casos de sepsis neonatal precoz se presenta en recién nacidos de término y generalmente en las primeras 24 h. de vida(11). La capacidad invasora del EGB, además del riesgo neonatal puede originar múltiples manifestaciones patológicas en la embarazada. Es causa de infección urinaria e infección intraamniótica con riesgo consiguiente de: aborto de segundo trimestre de la gestación, parto prematuro, rotura prematura de membranas, infección ovular, infección de heridas operatorias y endometritis puerperal(12) (Figura 2). En la rotura prematura de membranas de pretérmino la infección intramniótica por EGB produce resultados adversos en el embarazo y materno neonatales significativamente más severos que la infección intrauterina por otras bacterias o que la ausencia de infección: mayor infección materna, corioamnionitis histológica y funisitis, menor intervalo randomizaciónparto y peso al nacer, mayores tasas neonatales de infección, asfixia severa y admisión a UCI(13). En el aborto espontáneo entre 15 y 22 semanas existen evidencias de que este resultado adverso del embarazo se relaciona con infección bacteriana ascendente, posiblemente por EGB(14). Esta hipótesis se fundamenta porque se encontraron lesiones placentarias inflamatorias agudas (corioamnionitis, funisitis y perivellositis) en el 56% de estos casos y uno de cada cuatro tiene neumonía aguda con muerte fetal, (síndrome de infección del saco amniótico)(15), hallazgos asociados con infección ascendente y causados por bacteria de gran virulencia con mecanismos de patogenicidad característicos de EGB. Si esta hipótesis se confirma y se suma lo señalado para el parto prematuro con RPM, significa que la enfermedad invasora por EGB no sólo se presenta en el feto-neonato, principalmente en los embarazos de término, sino también en el aborto del segundo trimestre y en el parto prematuro. Por los antecedentes mencionados es recomendable la pesquisa del EGB a las 15 y 25 semanas en las pacientes con factores de riesgo. Antibióticos profilácticos intraparto Cuando se administra profilaxis antibiótica intraparto la máxima protección se consigue con la administración de antibióticos ≥4h antes del parto, vs 46% si los antibióticos se administran <1h(16). Existen evidencias que señalan que la administración de antibióticos intraparto causa una disminución (71 a 77%) de los casos de sepsis temprana identificados en el primer día de vida(7). La tasa de incidencia de enfermedad invasora temprana (sepsis neonatal precoz) por EGB se redujo entre un 60 a 90% (desde 1-2 por 1.000 recién nacidos vivos a 0.14-0.3 por 1.000 RN vivos)(7,9,10,17,18) (Tabla IV) con el establecimiento de la estrategia de profilaxis antibiótica intraparto. En tanto que la mortalidad por enfermedad invasora temprana ha disminuido a 4.8% con las mejoras terapéuticas neonatales y con la administración de antibióticos intraparto. En contraste, la incidencia de enfermedad neonatal tardía por SGB ha permanecido en 0.4% recién nacidos vivos(7) y la mortalidad en 2.8%(7). Varios estudios demuestran que la profilaxis antibiótica intraparto no ha aumentado paralelamente la incidencia de sepsis temprana por Escherichia coli o por otros bacilos gramnegativos(19-22). Tampoco se ha observado un aumento significativo en la resistencia a ampicilina en las cepas de E coli aisladas de neonatos de término con sepsis de inicio temprano(9,18,21), aunque en serie en que se incluyeron neonatos de muy bajo peso (≤1.500g), se observó aumento en la resistencia(22). 888 Capítulo 30 - Ginecología Tabla IV. Comparación de la incidencia de sepsis neonatal precoz por S. agalactiae antes y después de la aplicación de los protocolos de prevención Center Fordisease Control (CDC) en la población. Lugar y fechas de observación Incidencia Antes ‰ RNV Después % disminución incidencia USA (8 Estados) 1994-2001 (7) USA (Pennsylvania) 1992-1999 (17) USA (Est. multicént, Connect) 1996-1999 (18) Barcelona (Est. multicéntrico) 1994-2001 (9) 1.92 1.16 0.61 1.92 0.26 0.14 0.23 0.26 65 87 62 86 Diagnóstico de portación El método de detección de colonización materna por EGB recomendado por el CDC consiste en la obtención de una muestra del tercio vaginal externo y una muestra a través del esfínter rectal con tórula y su siembra en caldo selectivo. A las 24 h. de incubación los caldos son subcultivados en agar sangre. Luego de otras 18-24 h., las colonias sospechosas son identificadas mediante pruebas bioquímicas o por aglutinación en látex. Aunque el método recomendado por el CDC es un procedimiento sensible, demora 48 a 72 h., por lo que es necesario desarrollar técnicas más rápidas e igualmente eficientes de diagnóstico. Se han evaluado inmunoensayos rápidos para la detección de EGB directamente en las muestras clínicas, pero desafortunadamente aunque tienen buena especificidad, la sensibilidad es menor que la del cultivo, por lo que no se recomiendan como técnicas de diagnóstico(23). Se ha comparado también la técnica de PCR con el cultivo para el diagnóstico de EGB en las muestras clínicas, demostrando tener mayor sensibilidad que el cultivo. No obstante, el costo beneficio de esta técnica fue evaluado en un modelo matemático, demostrando un beneficio económico reducido(24). No obstante la recomendación del CDC de toma simultánea vaginal y rectal, en la práctica por razones de costos, se prefiere hacer sólo la toma vaginal. La muestra rectal puede reservarse en los casos de portación rebelde al tratamiento. La toma de la muestra no necesita de la colocación de un especuloscopio. Recordar que la paciente portadora es habitualmente asintomática y no debe esperarse la presencia de flujo vaginal. La toma de la muestra debe realizarse entre las 35 y 37 semanas si la norma local utiliza el cultivo como método de pesquisa del EGB (ver más adelante). En las embarazadas con factores Figura 4. Gram vaginal de paciente con parto prematuro asociado a Streptococcus agalactiae. Se observa la intensa reacción inflamatoria y la dominancia en la microbiota de cocáceas Gram positivas dispuestas en cadenas. de riesgo se recomienda además toma de muestras a las 15 y 25 semanas para evitar el aborto del segundo trimestre y el parto prematuro asociado con la ICV por EGB. Manejo 1. Infección cérvicovaginal a EGB (pacientes sintomáticas): a. Pacientes sin factores de riesgo: • Tratamiento sistémico oral con ampicilina (500 mg cada 6 horas x 7 días) o local con clindamicina (crema vaginal, 1 aplicación por 1 semana) u (óvulos vaginales 1 al día por 7 días). • No se requiere tratamiento de la pareja b. Pacientes con factores de riesgo: • Tratamiento sistémico oral con ampicilina (500 mg cada 6 horas x 7 días) o clindamicina (300 mg cada 8 horas x 7 días) asociado con tratamiento local con clindamicina (crema vaginal, 1 aplicación por 1 semana) u (óvulos Infección genital vaginales 1 al día por 7 días). • No se requiere tratamiento de la pareja Idealmente solicitar cultivo y Gram de control. 2. Portación o colonización de EGB (pacientes asintomáticas): No se trata en el momento. Vigilancia estricta en pacientes con factores de riesgo. Tratamiento intraparto a todas las portadoras 3. Prof ilaxis antibiótica int rapar to: reduce significativamente (40 a 80%) la probabilidad de que el recién nacido desarrolle la enfermedad invasora. Las sugerencias del Center for Disease Control para prevenir esta enfermedad se basan en la utilización de dos criterios: a) considerar presencia sólo de factores de riesgo o b) agregar a éstos la realización de un cultivo vaginal entre las 35 y 37 semanas. Cada centro debe evaluar la factibilidad de realizar cultivos para EGB. De no ser posible, el manejo puede basarse exclusivamente en la presencia de factores de riesgo, los que pueden estar presentes hasta en un 70% de los niños que desarrollan la enfermedad y en un 25% del total de partos. 1. Administrar profilaxis antibiótica intraparto siempre en los siguientes casos: a. A ntecedentes de sepsis neonatal o muerte neonatal precoz por infección en embarazos previos. b. Bacteriuria asintomática a EGB en el embarazo actual. c. Trabajo de parto prematuro (dilatación cervical > 3 cm, tocolisis fracasada, u otro signo de parto inminente). d. a, b y c no requieren la toma de cultivos porque siempre debe administrarse profilaxis intraparto. 2. Si la norma local utiliza el cultivo de EGB a las 35-37 semanas: a. Profilaxis antibiótica intraparto si el cultivo es positivo b. No requiere tratamiento si el cultivo es negativo 3. Si la norma local no utiliza el cultivo de EGB a las 35-37 semanas: a. Administrar profilaxis intraparto siempre si existe alguna de las condiciones descritas en(1). b. Administrar profilaxis intraparto si durante el trabajo de parto se produce fiebre > 38 oC y rotura de mebranas por más de 16-18 horas. c. Si la paciente no tiene los factores de riesgo 889 mencionados en a y b, no requiere profilaxis intraparto para EGB. Tratamiento antimicrobiano S agalactiae continúa siendo susceptible a penicilina y ampicilina, antibióticos de elección en la quimioprofilaxis intraparto. No obstante, la resistencia de este agente a eritromicina y clindamicina en varias regiones geográficas es preocupante. En USA se ha detectado 7 a 18% de resistencia a eritromicina, en Europa 15-21% y en Asia, específicamente en Corea y Taiwan, 44 y 46% respectivamente. En Chile, se encontró 100% de susceptibilidad a penicilina, ampicilina, cefazolina y vancomicina y 3.7% de resistencia a clindamicina y 2.2% a eritromicina en muestras tomadas a embarazadas con 35 a 37 semanas de gestación (25). También en otra serie (1998 – 2002) se encontró 100% de susceptibilidad a penicilina, ampicilina y cefotaxima y un 4% de cepas resistentes a clindamicina y eritromicina en cepas aisladas de procesos invasivos y colonizaciones vaginales(5). Las cepas resistentes presentaron un fenotipo cMLSB, que otorga resistencia simultánea a macrólidos, lincosamidas y estreptogramina B, en forma constitutiva. Este fenotipo es conferido por el determinante de resistencia ermA que causa la metilación de una adenina en la subunidad ribosomal 50S. Tratamientos recomendados para la profilaxis antibiótica intraparto para prevenir enfermedad invasora temprana por S agalactiae (CDC). Recomendado - Penicilina G sódica, 5 millones iv inicialmente, luego 2 millones iv cada 4 h. hasta el parto Alternativo - Ampicilina, 2 g iv inicialmente, luego 1 g cada 4h hasta el parto En paciente alérgica a la penicilina a.Sin riesgo de shock anafiláctico - Cefazolina, 2g iv inicialmente, luego 1 g cada 8 h. hasta el parto b. Pa cie nt e s c on a lt o r ie sgo d e sho ck anafiláctico Si el SGB es sensible a clindamicina o eritromicina - Clindamicina, 900 mg iv cada 8 h. hasta el parto - Eritromicina, 500 mg iv cada 6 h. hasta el parto 890 - Vancomicina, 1g iv cada 12 h. hasta el parto. Recordar que la profilaxis es sólo durante el trabajo de parto. No se justifica administrar antibióticos antes del inicio del trabajo de parto (riesgo de recurrencia y resistencia) ni después de ocurrido el nacimiento. Si al momento del parto la paciente está recibiendo alguno de estos antibióticos por otra razón (por ejemplo por una rotura de membranas de pretérmino) no se requieren antibióticos adicionales. 5. La cesárea de rutina no reduce el riesgo de infección neonatal BIBLIOGRAFÍA 1. Martínez MA, Reid I. Diagnóstico de Streptococcus agalactiae (Grupo B) de muestras vaginales. Rev Chil Infect 1995; 12: 160-3. 2. Ovalle A, Martínez MA, Villagra E, Roncone E, Sandoval R, Silva R. Flora microbiana genital en embarazadas con y sin riesgo de infecion. Rev Chil Obstet Ginecol 1996; 61: 5-11. 3. Abarzúa F, Guzmán AM, Belmar C, Beker J, García P, Rioseco A, Oyarzún E. Prevalencia de colonización por Streptococcus agalactiae (grupo B) en el tercer trimestre del embarazo. Evaluación del cultivo selectivo. Experiencia en 2.192 pacientes. Rev Chil Obstet Ginecol 2002; 67: 89-93. 4. Valdés E, Pastene C, Grau M, Catalán J, Candia P, Juárez G, Caballero R. Prevalencia de colonizacion por Streptococcus agalactiae (grupo B) en el tercer trimestre del embarazo pesquisado en medio de cultivo no selectivo. Rev Chil Obstet Ginecol 2003; 68: 305-8. 5. Martínez MA, Ovalle A, Durán C, Reid I, Urriola G, Garay B, Cifuentes M. Serotipos y susceptibilidad antimicrobiana de Streptococcus agalactiae. Rev Med Chile 2004; 132: 549-55. 6. Lämmler C, Schwarz S, Wibawan IW, Ott E, Bopp V, Martínez-Tagle MA. Comparison of streptococci of serological group B isolated from healthy carriers and active disease in Chile. J Med Microbiol 1995; 42: 161-4. 7. Schrag SJ, Zywicki S, Farley MM, Reingold AL, Harrison LH, Lefkowitz LB, Hadler JL, Danila R, Cieslak PR, Schuchat A. Group B streptococcal disease in the era of intrapartum antibiotic prophylaxis. N Engl J Med 2000; 342: 15-20. 8. Hickman ME, Rench MA, Ferrieri P, Baker CJ. Changing Epidemiology of Group B Streptococcal Capítulo 30 - Ginecología Colonization. Pediatrics 1999; 104: 203-9. 9. Andreu A, Sanfeliu I, Vinas L, Barranco M, Bosch J, Dopico E, et al. Decreasing incidence of perinatal group B streptococcal disease (Barcelona 1994-2002). Relation with hospital prevention policies Enf Inf Microbiol Clin 2003; 21: 174-9. 10. Velaphi S, Siegel JD, Wendel GD Jr, Cushion N, Eid WM, Sanchez PJ. Early-onset group B streptococcal infection after a combined maternal and neonatal group B streptococcal chemoprophylaxis strategy. Pediatrics. 2003 Mar;111: 541-7. 11. Bromberger P, Lawrence JM, Braun D, Saunders B, Contreras R, Petitti DB. The influence of intrapartum antibiotics on the clinical spectrum of early-onset group B streptococcal infection in term infants. Pediatrics 2000; 106: 244-50. 12. Ovalle A, Gómez R, Martínez MA, Aspillaga C, Dolz C. Infección vaginal y tratamiento del Streptococcus grupo B en embarazadas con factores universales de riesgo de infección. Resultados neonatales y factores de riesgo de infeccion neonatal. Rev Chil Obstet Ginecol 2002; 67: 467-475. 13. Ovalle A, Gómez R, Martínez MA, Kakarieka E, Fuentes A, Aspillaga C, Ferrand P, Ramírez C. Invasión microbiana de la cavidad amniótica en la rotura de membranas de pretérmino. Resultados maternoneonatales y patología placentaria según microorganismo aislado. Rev Med Chile 2005; 133: 51-61. 14. McDonald HM, Chambers HM: Intrauterine infection and spontaneous midgestation abortion: is the spectrum of microorganism similar to that in preterm labor? Infect Dis Obstet Gynecol 2000; 8(5-6): 220-7. 15. Ovalle A, Kakarieka E, Vial MT, González R, Correa A. Estudio histopatológico del aborto espontáneo entre 12 y 22 semanas. Rev Chil Obstet Ginecol; 2003; 68: 361-70. 16. De Cueto M, de la Rosa M. Prevention of neonatal infection by Streptococcus agalactiae. A irmlyestablished topic nferm Infecc Microbiol Clin. 2003; 21: 171-3. 17. Brozanski BS, Jones JG, Krohn MA, Sweet RL. Effect of a screening-based prevention policy on prevalence of early-onset group B streptococcal sepsis. Obstet Gynecol. 2000; 95: 496-501. 18. Baltimore RS, Huie SM, Meek JI, Schuchat A, O’Brien KL. Early-onset neonatal sepsis in the era of group B streptococcal prevention. Pediatrics 2001; 108: 1094-8 . 19. Chen KT, Tuomala RE, Cohen AP, Eichenwald EC, Lieberman E.No increase in rates of early-onset neonatal sepsis by non-group B Streptococcus or Infección genital ampicillin-resistant organisms. Am J Obstet Gynecol 2001; 185: 854 -8. 20. Hyde TB, Hilger TM, Reingold A, Farley MM, O’Brien KL, Schuchat A. Trends in incidence and antimicrobial resistance of early-onset sepsis: population-based surveillance in San Francisco and Atlanta. Pediatrics 2002; 110: 690-5. 21. Rentz AC, Samore MH, Stoddard GJ, Faix RG, Byington CL. Risk factors associated with ampicillinresistant infection in newborns in the era of Group B streptococcal prophylaxis. Arch Pediatr Adolesc Med 2004; 158: 556-60. 22. Stoll BJ, Hansen N, Fanaroff AA, Wright LL, Carlo WA, Ehrenkranz RA, Lemons JA, Donovan EF, Stark AR, Tyson JE, Oh W, Bauer CR, Korones SB, Shankaran S, Laptook AR, Stevenson DK, Papile LA, 891 Poole WK. Changes in pathogens causing early-onset sepsis in very-low-birth-weight infants. N Engl J Med. 2002 Jul 25; 347: 240-7. 23. Abarzúa F, Zeger C, Guzmán AM, Belmar C, Beker J, Rioseco A, Oyarzún E. Rev Chil Obstet Ginecol 2002; 67: 293-5. 24. Haberland CA, Benitz WE, Sanders GD, Pietzsch JB, Yamada S, Nguyen L, Garber AM. Perinatal screening for group B streptococci: cost-benefit analysis of rapid polymerase chain reaction. Pediatrics 2002; 110: 471-8 . 25. Belmar C, Abarzúa F, Becker J, Guzmán AM, García P, Oyarzún E. Estudio de sensibilidad antimicrobiana de 183 cepas de Streptococcus agalactiae aisladas en región vagino-perineal de embarazadas en el tercer trimestre. Rev Chil Obstet Ginecol 2002; 67: 106-9. 892 Capítulo 30 - Ginecología INFECCIÓN GENITAL Micoplasmas INTRODUCCIÓN La familia Mycoplasmataceae contiene dos géneros que infectan al ser humano, Mycoplasma y Ureaplasma, denominados colectivamente como micoplasmas. Los micoplasmas son las bacterias de vida libre más pequeñas y con el menor tamaño de genoma, que han sido descritas. En la figura 1 se observa una Microfotografía electrónica de Ureaplasma spp. Debido a la falta de una pared celular protectora son muy susceptibles a las condiciones ambientales, se rompen con la tinción de Gram y son resistentes a aquellos antibióticos, que como los β-lactámicos actúan interfiriendo la síntesis de la pared celular. huésped y escapar del sistema inmune, los micoplasmas han desarrollado una estrategia de adaptación común que consiste en variar con alta frecuencia la estructura y la expresión de sus lipoproteínas de adherencia. Los micoplasmas habitan las mucosas respiratorias y urogenitales. Se han cultivado no menos de 15 especies de micoplasmas en el hombre, pero solamente cinco son considerados patógenos: Mycoplasma pneumoniae, Mycoplasma genitalium, Mycoplasma hominis, Ureaplasma parvum y Ureaplasma urealyticum. Micoplasmas genitales Epidemiología Luego de la etapa perinatal, los micoplasmas urogenitales se adquieren al inicio de la actividad sexual. Los porcentajes de colonización aumentan en relación con el número de parejas sexuales. La frecuencia de colonización por estos microorganismos es significativamente mayor en la mujer que en el hombre. La colonización genital por M hominis en la mujer varía entre 15 y 20%, mientras que la colonización por ureaplasmas varía entre 45 y 60%. Ureaplasma spp Figura 1. Microfotografía que muestra ureaplasma spp. Se aprecia el pequeño tamaño de las células y la ausencia de pared celular. Gentileza de Prof. María Antonieta Cruz. Debido a su escaso genoma, al menos cinco veces más pequeño que el de E coli, tienen capacidades biosintéticas limitadas requiriendo medios de cultivo enriquecidos para crecer “in vitro”. Es característica su necesidad de suero de caballo para crecer en medios de cultivo. El suero les proporciona colesterol el cual estabiliza la fluidez de su membrana celular. In vivo los micoplasmas crecen como parásitos epicelulares, íntimamente asociados a la membrana de la célula huésped de la cual extraen directamente el colesterol. Sin embargo, para adaptarse a esta estrecha unión con el Ureaplasma urealyticum por las diferencias en el gen 16S rRNA, ha sido dividido en dos especies, U parvum y U urealyticum(1). Alrededor del 80% de las cepas de ureaplasmas aisladas de la vagina corresponden a U parvum y entre 7 a 30% corresponden a U urealyticum(2,3). De igual forma alrededor del 80% de cepas aisladas del líquido amniótico de mujeres con parto prematuro corresponden a U parvum y 20% a U urealyticum lo que sugiere que ambas especies invaden la cavidad amniótica con la misma frecuencia(2,3). Tienen varios factores de virulencia. Poseen varias adhesinas de naturaleza proteica en su superficie celular, que les permite adherirse a varios tipos celulares incluyendo células del epitelio urogenital y espermatozoides. Una de estas proteínas, Mba, experimenta variaciones antigénicas. El microorganismo es capaz de activar la vía clásica del complemento por unión directa a neutrófilos. Los ureaplasmas producen 893 Infección genital fosfolipasas A y C, liberando ácido araquidónico lo que podría activar la síntesis de prostaglandinas y originar una IgA proteasa que podría participar en la hidrólisis de la IgA de las mucosas colonizadas(4). Los ureaplasmas producen dos hemolisinas con capacidad citotóxica codificadas por los genes hlyC y hlyA respectivamente. La hemolisina hlyC es similar a la de M pneumoniae, su actividad es mediada por H2O2 e inhibida igualmente por catalasa, mientras que la hemolisina hlyA es codificada por un gen propio, no es inhibida por catalasa y podría corresponder a un factor de virulencia propio de los ureaplasmas(4). M hominis M hominis es aislado en alrededor del 60% de mujeres con vaginosis bacteriana y 10 a 15% de mujeres con microbiota normal. Se conoce que no influye en los síntomas de la infección vaginal ni en el número de leucocitos presentes en la secreción vaginal(5). Se sugiere que la colonización vaginal por M hominis es dependiente de la presencia de anaerobios en la microbiota vaginal(5). Como ocurre con los ureaplasmas, M hominis puede infectar ya a las 16 semanas de gestación el líquido amniótico en presencia de membranas intactas(6). Pero a diferencia de los ureaplasmas que pueden persistir hasta por dos meses en ausencia de respuesta inflamatoria y signos clínicos de infección, M hominis es aislado con mayor frecuencia del líquido amniótico de pacientes con infección ovular que del líquido amniótico de pacientes controles(7). M hominis ha sido aislado de una variedad de procesos infecciosos extragenitales que incluyen bacteremias, meningitis, artritis, infecciones del tracto respiratorio superior, pielonefritis, infección de herida operatoria esternal y abscesos. Los grupos de mayor riesgo de infecciones extragenitales son mujeres durante el puerperio, neonatos, pacientes con neoplasias, multitraumatizados, trasplantados, inmunocomprometidos y agamaglobulinémicos(8). El único factor de virulencia significativo de M hominis es su capacidad de adherencia in vitro a diferentes tipos celulares y receptores. Cepas de M hominis aisladas de pacientes con diversos procesos infecciosos muestran importantes diferencias antigénicas y genotípicas, mientas que aquéllas aisladas de los mismos tejidos, como hemocultivos de mujeres con fiebre post parto, o del tracto urogenital presentan homología genómica(9). Entre las lipoproteínas que expone a la superficie M hominis, la proteína adhesina Vaa presenta variación antigénica y variación de fases. La variación antigénica está mediada por la adquisición o pérdida de secuencias repetidas en tándem en la porción central de la proteína o por variaciones en su extremo C-terminal, mientras que la variación de fases se debe a inserciones o deleciones de un nucleótido en un segmento de poliadeninas en el extremo 5’ del gen(10). Este último fenómeno crea cambios reversibles en el marco de lectura del gen lo que se asocia a diferencias en la capacidad de adherencia in vitro del microorganismo. Recientemente se ha demostrado que otra lipoproteína de superficie, P120 experimenta cambios de expresión con alta frecuencia, lo que afecta la accesibilidad al huésped de otra proteína, P56, pero no de Vaa. Todas estas estrategias de variabilidad genómica señalan la capacidad como especie que tiene este microorganismo de colonizar distintos nichos o tejidos(11). Ureaplasma spp. y embarazo La invasión microbiana de la cavidad amniótica (IMCA) se presenta entre el 30 a 50% de las pacientes con rotura prematura de membranas (RPM) del embarazo de pretérmino(12,13) y entre el 10 a 24% de los partos prematuros con membranas intactas y sin causa clínica evidente(11). Las consecuencias de la infección intrauterina (corioamnionitis clínica, corioamnionitis histológica y aumento de citoquinas intraamnióticas), en la mayoría de los estudios, se asocian con parto prematuro, morbilidad materna, morbimortalidad neonatal, daños neurológicos, enfermedad crónica pulmonar y enterocolitis necrotizante de los niños(14-16). U urealyticum es la bacteria más frecuentemente aislada de la cavidad amniótica tanto en la rotura prematura de membranas de pretérmino 34%(12) como en el parto prematuro con membranas intactas 13%(17). Está aceptado en la actualidad que la detección de Ureaplasma spp en el endocérvix se relaciona con trabajo de parto prematuro y parto de pretérmino con membranas intactas(18). Así como también se sabe que la colonización vaginal por Ureaplasma spp especialmente U parvum se asocia con aborto de segundo trimestre y parto prematuro(3). Del mismo modo la detección vaginal de M hominis en pacientes con historia de aborto de segundo trimestre y parto prematuro, se asocia con mayor frecuencia con partos menores de 37 semanas(19). También se ha demostrado que la detección por PCR de U urealyticum o M hominis en el líquido amniótico de embarazadas durante el segundo trimestre 894 Capítulo 30 - Ginecología se correlaciona con subsecuente trabajo de parto prematuro y parto de pretérmino(20) y subsecuente elevación de Il-4, RPM de pretérmino y parto prematuro con membranas intactas(21). Asimismo U urealyticum aislado de la cavidad amniótica como único agente etiológico en el embarazo de pretérmino con RPM en comparación con controles sin IMCA, es responsable significativamente de los siguientes resultados adversos: en el embarazo, (menor intervalo admisión-parto y mayor frecuencia de nacimientos dentro de las 48 h. y dentro de los siete días de admisión), en la madre (mayor corioamnionitis e histológica) y en el neonato (menor peso de nacimiento y mayor frecuencia de sepsis-bronconeumonía, síndrome de dificultad respiratoria severa, admisión a la UCI y muerte). Sin embargo estos resultados son de menor frecuencia y gravedad que aquellos que ocurren en la infección intraamniótica por bacterias de reconocida virulencia para la madre y neonato como S agalactiae, F nucleatum o H influenzae aislados como únicos agentes etiológicos(22). Además la colonización respiratoria con organismos Ureaplasma de los niños prematuros especialmente menores de 1.500 g de peso al nacer, se asocia con enfermedad crónica pulmonar y elevada mortalidad(23). Diagnóstico microbiológico M genitalium Figura 2. Colonias de Mycoplasma hominis en agar A7. Las colonias han sido teñidas con tinción de Dienes para destacar su típica forma de “huevo frito”. M genitalium ha sido detectado en el 12 a 25% de pacientes con uretritis no gonocócica y con frecuencia significativamente menor en hombres con infección uretral asintomática(24-26). Es un patógeno de transmisión sexual, presentándose en el tracto genital de dos tercios de mujeres parejas de pacientes con UNG(26). La presencia de M genitalium en el tracto genital femenino se asocia con edad joven y múltiples parejas sexuales y negativamente con la presencia de vaginosis bacteriana(24,27). Varios estudios han asociado a M genitalium con cervicitis mucupurulenta. Se ha detectado M genitalium en el 8% de las mujeres con cervicitis y en el 9% al excluir C trachomatis(28), en el 7.0% de pacientes con cervicitis mucupurulenta atendidas en clínica de ITS(27) y mediante PCR en el 14% de hombres y 6% de mujeres(29). M genitalium por infección vaginal ascendente, puede dar origen a enfermedad inflamatoria pélvica, relación demostrada por la detección de su ADN por PCR o por serología(28,30,31). No se ha demostrado que la detección de M genitalium en la vagina de la mujer embarazada se relacione con parto prematuro(32). El diagnóstico de M hominis y de Ureaplasma spp. es habitualmente por cultivo. En la mujer, las muestras de secreción vaginal tienen un mejor rendimiento que las muestras obtenidas del endocérvix o uretra. Las muestras obtenidas con tórula deben inocularse en un medio de transporte especial como buffer sacarosa fosfato (2SP) o caldo PPLO y transportadas refrigeradas al laboratorio. Las muestras líquidas como orina y líquido amniótico no requieren medio de transporte, pero deben enviarse rápidamente refrigeradas. El cultivo de los micoplasmas genitales incluye una combinación de caldos diferenciales y agar A7 (Figura 2). Dado que la sensibilidad de los caldos es superior a la del agar, la mayoría de los laboratorios ha optado por el uso de los medios líquidos. El diagnóstico se basa en el alza de pH de los medios utilizados; caldo urea para los ureaplasmas y caldo arginina para M hominis. La mayoría de los cultivos son positivos a las 48 hrs. debiéndose incubar hasta 96 hrs. para informar los resultados negativos. Se dispone actualmente de varios protocolos de diagnóstico mediante PCR. Se ha encontrado con esta técnica 96% de sensibilidad y 100% de especificidad para el aislamiento en líquido amniótico de M hominis y de Ureaplasma spp en pacientes con parto prematuro(33). No obstante, se recomienda su uso para la identificación de los ureaplasmas en muestras respiratorias de prematuros(34). El diagnóstico microbiológico de M genitalium se efectúa generalmente mediante amplificación del ADN por PCR. El microorganismo crece lentamente en los medios de cultivo, siendo rápidamente superado por las otras especies de micoplasmas genitales(35). Infección genital Susceptibilidad antimicrobiana U parvum y U urealyticum son susceptibles a las tetraciclinas y macrólidos y naturalmente resistentes a las lincosamidas. La resistencia adquirida a tetraciclinas varía entre 10 y 45% y está mediada por el gen de resistencia tetM(2,4). No existen diferencias en la frecuencia del gen tetM ni en la resistencia a tetraciclina entre cepas aisladas del líquido amniótico y cepas vaginales de pacientes controles(2). En los últimos años se han reportado alrededor de 30 cepas de Ureaplasma spp. resistentes a quinolonas en cepas aisladas de Asia, Europa y E.U.A(36). La resistencia a quinolonas en estos microorganismos está mediada por mutaciones puntuales en los genes gyrA y parC del complejo DNA girasa/topoisomerasa(4). M hominis es susceptible a las tetraciclinas, lincosamidas y fluoroquinolonas. Entre los macrólidos, es intrínsecamente resistente a la eritromicina, claritromicina y azitromicina, siendo sólo susceptible a josamicina(4). La resistencia natural a los macrólidos se debe a mutaciones del tipo transición de bases en el gen 23S rRNA(37). Entre 10 y 15% de las cepas son resistentes a tetraciclinas, resistencia conferida por el gen tetM. La resistencia a fluoroquinolonas se asocia a mutaciones puntuales en los genes gyrA, parC y parE del complejo DNA girasa/topoisomerasa(38). Susceptibilidad antimicrobiana Ureaplasma • Sensible: Macrólidos • Resistente: Clindamicina Mycoplasma hominis • Sensible: Clindamicina • Resistente: Macrólidos Otros antimicrobianos activos: • Tetraciclinas • Nuevas quinolonas BIBLIOGRAFÍA 1. Robertson JA, Stemke GW, Davis JW, Harasawa R, Thirkell D, Kong FR, Shepard MC, Ford DK. Proposal of Ureaplasma parvum sp. nov. and emended description of Ureaplasma urealyticum (Shepard et al. 1974) Robertson et al. 2001. Int J Syst Evol Microbiol 2002; 52 (Part 2): 587-97. 2. Martínez MA, Ovalle A, Santa-Cruz A, Barrera B, Vidal R, Aguirre R. Occurrence and antimicrobial 895 susceptibility of Ureaplasma parvum (Ureaplasma urealyticum biovar 1) and Ureaplasma urealyticum (Ureaplasma urealyticum biovar 2) from patients with adverse pregnancy outcomes and normal pregnant women. Scand J Infect Dis 2001; 33: 604-10. 3. Kataoka S, Yamada T, Chou K, Nishida R, Morikawa M, Minami M, Yamada H, Sakuragi N, Minakami H. Association between preterm birth and vaginal colonization by Mycoplasmas in early pregnancy. J Clin Microbiol 2006; 44: 51-5. 4. Waites KB, Katz B, Schelonka RL. Mycoplasmas and ureaplasmas as neonatal pathogens. Clin Microbiol Rev 2005; 18: 757-89. 5. Arya OP, Tong CY, Hart CA, Pratt BC, Hughes S, Roberts P, Kirby P, Howel J, McCormick, Goddard AD. Is Mycoplasma hominis a vaginal pathogen? Sex Transm Infect 2001; 77: 58-62. 6. Cassell GH, Davis RO, Waites KB, Brown MB, Marriott PA, Stagno S, Davis JK. Isolation of Mycoplasma hominis and Ureaplasma urealyticum from amniotic fluid at 16-20 weeks of gestation: potential effect on outcome of pregnancy. Sex Transm Dis 1983; 11: 294302. 7. Gibbs RS, Blanco JD, Clair PJ, Castaneda YS. Mycoplasma hominis and intrauterine infection in late pregnancy. Sex Transm Dis 1983; 11: 303-6. 8. Mhyre EB, Mardh PA. Treatment of extragenital infections caused by Mycoplasma hominis. Sex Transm Dis 1983; 11: 382-5. 9. Barile MF, Grawobsky MW, Stephens EB, O’Brien SJ, Simonson JM, Izumikawa K, Chandler DK, Taylor Robinson D, Tully JG. Mycoplasma hominis-tissue cell interactions: A review with new observations on phenotypic and genotypic properties. Sex Transm Dis 1983; 11: 345-53. 10. Zhang Q, Wise KS6. Molecular basis of size and antigenic variation of a Mycoplasma hominis adhesin encoded by divergent vaa genes. Infect Immun 1996. 64: 2.737-2.744. 11. Zhang Q, Wise KS. Coupled phase-variable expression and epitope masking of selective surface lipoproteins increase surface phenotypic diversity in Mycoplasma hominis. Infect Immun 2001; 69: 5.177-81. 12. Ovalle A, Martínez MA, Poblete JP, Fuentes A, Villablanca E, Gómez R et al. Microbiología aislada en la rotura prematura de membranas de pretérmino. Relación con morbilidad infecciosa materna neonatal e intervalo rotura de membranas-parto. Rev Chil Obstet Ginecol 1995; 60: 252-62. 13. Gómez R, Ghezzi R, Romero R, Muñoz H, Tolosa J, Rojas Iván. Premature labor and intra-amniotic infection. Clinics in Perinatology 1995; 22: 281-342. 14. Gómez R, Romero R, Ghezzi F, Yoon BH, Mazor M, Berry SM. The fetal inflammatory response syndrome. Am J Obstet Gynecol 1998; 179: 194-202. 15. Bracci R, Buonocore G. Chorioamnionitis: a risk factor for fetal and neonatal morbidity. Biol Neonate 2003; 896 83: 85-96. 16. Vigneswaran R. Infection and preterm birth: evidence of a common causal relationship with bronchopulmonary dysplasia and cerebral palsy. J Paediatr Child Health 2000; 36: 293-6. 17. Ovalle A, Martínez MA, Gómez R, Sáez J, Menares I, Aspillaga C y Schwarze JE. Parto prematuro con membranas intactas. Microbiología del líquido amniótico y tracto genital inferior y su relación con los resultados maternoneonatales. Rev Med Chile 2000; 128: 985-95. 18. González Bosquet E, Gene A, Ferrer I, Borras M, Lailla JM. Value of endocervical ureaplasma species colonization as a marker of preterm delivery. Gynecol Obstet Invest 2006; 61:119-23. 19. Odendaal HJ, Popov I, Schoeman J, Grove D. Preterm labour--is Mycoplasma hominis involved? S Afr Med J. 2002 Mar; 92: 235-7. 20.Gerber S, Vial Y, Hohlfeld P, Witkin SS. Detection of Ureaplasma urealyticum in second-trimester amniotic fluid by polymerase chain reaction correlates with subsequent preterm labor and delivery. J Infect Dis. 2003; 187: 518-21. 21. Perni SC, Vardhana S, Korneeva I, Tuttle SL, Paraskevas LR, Chasen ST, Kalish RB, Witkin SS. Mycoplasma hominis and Ureaplasma urealyticum in midtrimester amniotic fluid: association with amniotic fluid cytokine levels and pregnancy outcome. Am J Obstet Gynecol. 2004; 191: 1.382-6. 22. Ovalle A, Gómez R, Martínez MA, Kakarieka E, Fuentes A, Aspillaga C, Ferrand P, Ramírez C. Invasión microbiana de la cavidad amniótica en la rotura de membranas de pretérmino. Resultados maternoneonatales y patologia placentaria según microorganismo aislado. Rev Med Chile 2005; 133: 51-61 23. Kafetzis DA, Skevaki CL, Skouteri V, Gavrili S, Peppa K, Kostalos C, Petrochilou V, Michalas S. Maternal genital colonization with Ureaplasma urealyticum promotes preterm delivery: association of the respiratory colonization of premature infants with chronic lung disease and increased mortality. Clin Infect Dis 2004; 39: 1.113-22. 24. Gübelin W, Martínez MA, Céspedes P, Fich F, Fuenzalida H, De la Parra R, Valderrama L, Zapata S. Aplicación de método molecular en la detección de Mycoplasma genitalium en hombres y en mujeres embarazadas. Rev Chil Infect 2006; 23: 15-19. 25. Horner PJ, Gilroy CB, Thomas BJ, Naidoo RO, TaylorRobinson D. Association of Mycoplasma genitalium with acute non-gonococcal urethritis. Lancet 1993; 342: 582-85. 26. Falk L, Fredlund H, Jensen JS. Symptomatic urethritis is more prevalent in men infected with Mycoplasma genitalium than with Chlamydia trachomatis. Sex Transm Infect 2004; 80: 289-93. Capítulo 30 - Ginecología 27. Manhart LE, Critchlow CW, Holmes KK, Dutro SM, Eschenbach DA, Stevens CE, Totten PA. Mucupurulent cervicitis and Mycoplasma genitalium. J Infect Dis 2003; 187: 650-657. 28. Uno M, Deguchi T, Komeda H, Hayasaki M, Iida M, Nagatani M, Kawada Y. Mycoplasma genitalium in the cervices of Japanese women. Sex Transm Dis 1997; 24: 284-88. 29. Blanchard A, Hamrick W, Duffy L, Baldus K, Cassell GH. Use of the polymerase chain reaction for detection of Mycoplasma fermentans and Mycoplasma genitalium in the urogenital tract and amniotic fluid. Clin Infect Dis 1993; 17: S272-79. 30. Cohen CR, Manhart LE, Bukusi EA, Astete S, Brunham RC, Holmes KK, Sinei SK, Bwayo JJ, Totten PA. Association between Mycoplasma genitalium and acute endometritis. Lancet 2002; 359: 765-66. 31. Moller BR, Taylor-Robinson D, Furr PM. Serological evidence implicating Mycoplasma genitalium in pelvic inflammatory disease. Lancet 1984; 1: 1.102-03. 32. Lu GC, Schwebke JR, Duffy LB, Cassell GH, Hauth JC, Andrews WW, Goldenberg RL. Midtrimester vaginal Mycoplasma genitalium in women with subsequent spontaneous preterm birth. Am J Obstet Gynecol. 2001; 185:163-5. 33. Porte L, Ovalle A, Martínez MA, Santa Cruz A, Pinto ME. Comparación de la reacción de polimerasa en cadena y cultivo en la detección de Ureaplasma urealyticum en líquido amniótico. Rev Chil Infect 1999; 16:105-11. 34. Nelson S, Matlow A, Johnson G, Th’ng C, Dunn M, Quinn P. Detection of Ureaplasma urealyticum in endotracheal tube aspirates from neonates by PCR. J Clin Microbiol 1998; 36: 1.236-39. 35. Jensen JS, Uldum SA, Sondergard-Andersen J, Vuust J, Lind K. Polymerase chain reaction for detection of Mycoplasma genitalium in clinical samples. J Clin Microbiol, 1991; 29: 46-50. 36. Duffy L, Glass J, Hall G, Avery R, Rackley R, Peterson S, Waites K. Fluoroquinolone resistance in Ureaplasma parvum in the United States. J Clin Microbiol 2006; 44: 1.590-1. 37. Pereyre S, González B, de Barbeyrac B, Darnige A, Renaudin H, Charron A, Raherison S, Bébear C, Bébear CM. Mutations in 23S rRNA account for intrinsic resistance to macrolides in Mycoplasma hominis and Mycoplasma fermentans and for acquired resistance to macrolides in M. hominis.Antimicrob Agents Chemother 2002; 46; 3.142-50. 38. Bébear C M, Renaudin J, Charron A, Renaudin H, Barbeyrac B, Schaeverbeke T, Bébear C. Mutations in the gyrA, parC, and parE genes associated with f luoroquinolone resistance in clinical isolates of Mycoplasma hominis. Antimicrob Agents Chemother 1999; 43: 954-56. Infección genital 897 INFECCIÓN GENITAL CHLAMYDIA TRACHOMATIS ampliamente entre 2 y 60%. Ha aumentado esta infección paulatinamente desde los años 60. En mujeres sexualmente activas en Estados Unidos el promedio es 5%, Finlandia (estudio centinela) 8%, Finlandia (15-19 años edad) 15%, China 26 %. En nuestro medio la frecuencia de infección cervical es: EIP 28%(1), población general embarazadas 0 a 2%(2), rotura prematura de membranas de pretérmino 3.8%(3), rotura prematura de membranas de término 3.8%(4), parto prematuro con membranas intactas 4.8%(5). Por edades, pacientes ginecológicas (Santiago 2003-2005): 15-19 años 7.7%, 20-29 años 4.2%, 30-39 años 4.5%, 40-49 años 5.4%, ≥ 50 años 0%. Frecuencia global 4.7%. INTRODUCCIÓN Chlamydia trachomatis (CT) es una infeción de transmisión sexual y causa frecuente de enfermedad en hombres y mujeres. Produce infecciones del tracto genital bajo, enfermedad inflamatoria pélvica (EIP), infertilidad conyugal, uretritis y epididimitis en el hombre, conjuntivitis neonatal y neumonía del recién nacido. La EIP aguda por CT tiene un impacto enorme en el aparato reproductor de la mujer: es causa de obstrucción tubaria, de embarazo tubario, de infertilidad y de dolor pélvico crónico. Se sabe que de las mujeres infértiles que tienen factor obstructivo tubario, Tabla I. Tasas de infecciones de transmisión sexual aguda en el 80% han tenido un episodio asintomático jóvenes entre 16 y 24 entre 1995-2002. de salpingitis por CT. A=hombres. B=mujeres. Data source: KC60 Statutory returns Por sus consecuencias y porque and ISD(D) 5 data. habitualmente la salpingitis por Chlamydia trachomatis es asintomática, se recomienda pesquisa regular de esta bacteria, en la mujer sexualmente activa, especialmente menor de 30 años, cuando se realiza un papanicolaou. Es necesario mantener registro de estas infecciones y tratar a la pareja y a los contactos, para prevenir la EIP y las complicaciones reproductivas en la mujer. En la paciente embarazada CT produce cervicitis y uretritis, pero la mayor parte de las infecciones son asintomáticas. Recordar que cuando se asocia con gonococo la cervicitis y uretritis son mucopurulentas. La relación entre CT y parto prematuro es sugerida por una serie de trabajos durante la década de los 80, pero estudios prospectivos más recientes, incluyendo el multicéntrico del National Institutes of Health de Estados Unidos, establecieron que esta asociación es débil y que no puede excluirse el efecto de otros microorganismos asociados. En el Reino Unido la tendencia de las tasas de Frecuencia infecciones de transmisión sexual aguda en jóvenes La frecuencia de infección cervical por CT varía entre 16 y 24 entre 1995-2002 (con excepción de Escocia 898 2001 y 2002) se expresa en la tabla siguiente(6) : Causas del aumento de la incidencia de las ITS en Europa. Se invocan los siguientes factores: aumento de los viajes y de las migraciones, aumento de las conductas sexuales de riesgo, deterioro de las medidas de control epidemiológico y falta de notificación de las parejas sexuales(7). Tendencia actual de la infección por C trachomatis en USA: en 2001 es la principal ITS con 783.242 casos reportados al CDC. Tasa en mujeres de 15-19 años: 2.536/100.000, de 20-24 años: 2.447/100.000. Tasa en hombres de 20-24 años (pick): 605/100.000(8). El microorganismo Los Chlamydiales son bacterias intracelulares obligadas de células eucarióticas. Se caracterizan por presentar un ciclo de multiplicación único que involucra dos tipos celulares estructural y funcionalmente distintos, los corpúsculos elementales (CE) que son las formas infecciosas y los cuerpos reticulados (CR) que son las formas intracelulares y metabólicamente activas. Los CE se adhieren a receptores celulares en microdominios lipídicos de la célula hospedera siendo incorporados por endocitosis. La unión de la Clamidia activa en la célula hospedera mecanismos de transducción de señales que causan el reordenamiento del citoesqueleto de actina y la endocitosis bacteriana(9) (Figura 1). Figura 1. Las vesículas endocíticas evaden la vía endocítica del hospedero localizándose en la región perinuclear distal al aparato de Golgi donde van a interceptar el tráfico de las vesículas de la vía exocítica y obtener los lípidos necesarios para el crecimiento de la membrana de la inclusión. A las dos horas post infección los CE se diferencian en CR e inician su replicación. Entre las 16 y 20 h., algunos CR comienzan a diferenciarse en CE, mientras que otros continúan en replicación. El proceso de replicación y diferenciación continúa hasta Capítulo 30 - Ginecología las 48 a 72 h. cuando en la inclusión se encuentra un predominio de CE. La lisis de la célula huésped permite liberar una gran población de partículas infecciosas que van a iniciar nuevamente un ciclo infectivo. Además de este ciclo de multiplicación, CT da también lugar a infecciones persistentes. La persistencia se caracteriza por la presencia de partículas viables, pero no cultivables del microorganismo y puede ser inducida in vitro por varios mecanismos entre los que se cuenta la adición de antimicrobianos o IFNγ a los cultivos celulares, o la deprivación de aminoácidos esenciales. Se han identificado 19 serotipos en CT los que se caracterizan por su distinto tropismo tisular y tipos de infección. Los Serotipos A, B, Ba y C se asocian con el tracoma, los serotipos D hasta K causan infecciones urogenitales, mientras que los serotipos L1, L2a, L2 y L3 causan el Linfogranuloma venéreo. La tipificación se efectúa en cultivos celulares con un panel de anticuerpos monoclonales dirigidos a la proteína principal de la membrana externa, OMP1. Con la disponibilidad de técnicas moleculares, la tipificación se ha simplificado actualmente y se realiza amplificando el gen omp1 mediante PCR para luego secuenciar los amplicones(10). Los serotipos genitales de mayor prevalencia en distintas regiones del mundo son E, F y D observándose que el serotipo E, causa generalmente infecciones asintomáticas. Esto sugiere que estas cepas tienen ventajas adaptativas permaneciendo largos períodos sin ser detectadas y explicaría su mayor diseminación en la población(11). Unos pocos estudios han investigado la asociación de serotipos específicos con síntomas y presentación clínica. Se ha relacionado al serotipo F con dolor abdominal y dispareunia en mujeres de E.U.A(12), mientras que el K se relacionó con secreción vaginal y el Ga con uretritis masculina en un número limitado de cepas aisladas en Holanda(13). En infecciones cervicales y uretritis en Chile se ha encontrado la siguiente distribución de Serotipos de CT: E 64.7%, D 15.7%, F 9.8%, D/E 4%, G 2%, Ja 2% y B/D 2%. Persistencia y mecanismo inmunopatológico de daño Las infecciones causadas por CT se caracterizan por la inducción de una respuesta inflamatoria local persistente, que conduce a daño tisular y cicatrización. Existen evidencias que indican que la respuesta inflamatoria se iniciaría y persistiría en las mucosas que constituyen el blanco de la infección por estas Infección genital bacterias (14). La infección de cultivos de células epiteliales, como HeLa induce la secreción de varias citoquinas proinflamatorias y de quemoquinas que atraen y activan leucocitos polimorfonucleares y macrófagos. La aparición de estos mediadores inmunológicos se produce alrededor de las 8 h post infección y van a persistir durante todo el período de multiplicación de las bacterias(14). Cuando CT invade las tubas uterinas activa el subtipo Th1 de las células T, las que a través de la estimulación de la respuesta citotóxica y fagocitosis van a controlar la infección extracelular, con el costo en daño tisular correspondiente. Las células Th1 producen IFNγ el que inhibe la multiplicación intracelular de los microorganismos al depletar el triptofano celular y reduce de esta forma la respuesta inmune, iniciándose nuevamente la multiplicación de los microorganismos con la liberación de CE y la consecuente activación inmunológica. Este ciclo repetitivo de multiplicación microbiana y activación inmunológica conduce al daño en la mucosa tubaria. Entre los antígenos microbianos que se ha señalado como causantes de la inducción del proceso de daño tubario destacan las proteínas del estrés térmico (Hsp). La síntesis de las Hsp es inducida por los microorganismos durante la infección y su reconocimiento inmunológico se asocia a varias condiciones inflamatorias. Se ha observado que anticuerpos anti Hsp 60 kDa de CT (Chsp60) presentes en el suero de pacientes con embarazos ectópicos reconocen epítopes de la proteína Hsp60 humana(15). Se ha demostrado asociación significativa entre la presencia de anticuerpos séricos anti Chsp60, EIP e infertilidad tubaria(16). Más recientemente se ha observado la producción de anticuerpos anti Chsp10 en pacientes con infecciones crónicas por CT, pacientes con embarazos ectópicos y pacientes infértiles(17). Anticuerpos anti Hsp10 de CT reaccionan cruzadamente con el factor de implantación embrionario temprano (EPF) humano y son marcadores de autoinmunidad e infertilidad femenina(17). Infeccion Clínica Chlamydia trachomatis en la enfermedad inflamatoria pélvica aguda y su efecto en la reproducción: infertilidad por obstrucción tubaria y embarazo tubario. La EIP aguda representa un importante problema de Salud Pública. Es responsable del 30 a 40 % de los casos de infertilidad de la mujer, de la mitad de los embarazos ectópicos y de la mayoría de los dolores 899 pelvianos crónicos. En los Estados Unidos el costo de su tratamiento y de las complicaciones es de aproximadamente U$ 5 billones de dólares anuales. El riesgo más temido de la EIP es la infertilidad secundaria a la obstrucción tubaria. Constituyen factores de riesgo en esta infertilidad: a) número de episodios de EIP: RR después de ninguno, uno, dos, tres o más episodios 1.0 / 5.2 / 11.3 / 19.8 respectivamente; b) severidad de la infección (leve, moderada, severa) en pacientes con un episodio RR 1.0 / 1.8 / 5.6; c) tardanza de tres días o más en iniciar terapia RR 1.0 / 3.0(18). CT es la causa más frecuente de EIP en todo el mundo. En Estados Unidos se ha aislado entre el 25 al 60% de las EIP y en Suecia entre el 40 al 60%. En Chile representó el 28% de las pacientes hospitalizadas por EIP aguda. Su sintomatología es silenciosa en la mayoría de los casos(1). El 80% de las mujeres que consultan por infertilidad y tienen factor obstructivo tubario post salpingitis asintomática, presentan evidencias serológicas de infección por CT. La influencia CT en infertilidad se ha demostrado porque se ha detectado por IFI IgG antichlamydia trachomatis en mujeres infértiles entre 64 y 71.4%(19,20) y en embarazos ectópicos en 73%(20). La relación entre Chlamydia trachomatis EIP y embarazo ectópico se demuestra porque en serie de Manitoba, Canadá el embarazo ectópico aumentó 60%, a expensas del grupo etario entre 15-24 años, mujeres con cervicitis, uretritis y EIP, con tasa de CT (por cultivo en células McCoy, IFD y EIE) de 3.418 casos por 100.000 habitantes(21). Sin embargo es necesario considerar otros factores que pueden influir en la aparición del embarazo ectópico, como uso de DIU y tasas de cirugía abdominal y pélvica. Otras evidencias que demuestran esta asociación, mujeres con embarazos ectópicos en Gabón, tuvieron títulos de IgG e IgA antichlamydias significativamente más altos (84%), que los encontrados en embarazadas de primer trimestre (53%) p<0.01 y en embarazadas de tercer trimestre (39%) p<0.001. Además CT fue cultivada de las adherencias tubarias de los embarazos ectópicos (71%)(22). La pesquisa regular de CT reduce la incidencia de EIP. La edad tanto en hombres como en mujeres es un fuerte factor de riesgo. Una variedad de exámenes que incluyen amplificación de ADN de muestras endocervicales en la mujer, endouretrales en el hombre y primera muestra de orina en hombres y mujeres pueden detectar CT con aceptable sensibilidad y especificidad(23,24). 900 Chlamydia trachomatis durante el embarazo Aunque la transmisión de CT durante el parto vaginal puede producir en el niño conjuntivitis y neumonitis, es incierto el rol sobre otros efectos adversos durante el embarazo: rotura prematura de membranas en el embarazo de pretérmino, parto prematuro, bajo peso al nacer, muerte fetal, infección ovular clínica, infección neonatal precoz e infección puerperal(25). Se ha mencionado en la literatura la asociación de infección cervical por CT con los siguientes resultados adversos durante el embarazo: con RPM en el embarazo de pretérmino(26); con prematurez(26-29); con bajo peso al nacer(26); con mortalidad perinatal(27); con parto prematuro y niño con bajo peso al nacer (coinfección con Trichomona vaginalis)(30). Se postula sinergismo entre CT, vaginosis bacteriana y otras bacterias para producir este resultado. Se encontró que la infección génitourinaria por CT a las 24 semanas de gestación tiene riesgo aumentado de dos a tres veces de nacimiento prematuro(31). Sin embargo existen numerosas evidencias contrarias a que CT como única infección se asocie con resultados adversos en el embarazo. Existen varios estudios prospectivos que fallan en demostrar la asociación entre infección por CT y pobre resultado en el embarazo. La principal objeción que tienen los trabajos que se refieren a los resultados adversos durante el embarazo es que la mayoría de ellos no incluyen estudio microbiológico de la cavidad amniótica y generalmente no se mencionan los diferentes microorganismos encontrados en la infección cérvicovaginal. Actualmente se sabe que la infección de la cavidad amniótica se relaciona con rotura prematura de membranas del embarazo de pretérmino, parto prematuro, bajo peso al nacer, infección ovular clínica, infección neonatal e infección puerperal(32). CT no ha sido aislada del líquido amniótico porque en la especie humana probablemente existe un factor antichlamydia trachomatis, no identificado que impide su crecimiento. Esto se sugiere porque se ha descrito sepsis materna por Chlamydia psitacci con infección intrauterina y muerte fetal y no por CT(33). Las experiencias realizadas en Chile apoyan que CT detectada en el cérvix de la mujer embarazada no participa en los resultados adversos de la gestación: embarazadas población general (5.4% de CT cultivo en células de Mc Coy)(34) y adolescentes (5.9% de CT)(35); embarazadas con riesgo de infección (2.3% de CT por IFD sistema Microtrak)(2); rotura prematura Capítulo 30 - Ginecología de membranas de pretérmino (5.1% CT por IFD)(3); rotura prematura de membranas de término (6.3% de CT por IFD)(4). En la amenaza de parto prematuro con membranas intactas sin causa clínica evidente (8.1% de CT por IFD), CT estuvo presente aisladamente en los casos de parto prematuro. Pero estos casos se presentaron con infección intraamniótica e infección cervicovaginal asociados a otras bacterias y no se puede excluir el efecto de los microorganismos asociados sobre el parto prematuro(5). En estudio reciente (National Institute of Child Health and Human Development Maternal-Fetal Medicine) no se encontró asociación entre infección genitourinaria por CT (prevalencia 10% pesquisada entre las 16 y 29 semanas mediante PCR) y parto prematuro con membranas intactas < de 35 y < de 37 semanas. Además el tratamiento de la CT no se asoció con una disminución del parto prematuro(36). Chlamydia trachomatis y fertilización asistida En la fertilización asistida, existe una disminución de las tasas de implantación del embrión en el útero por el incremento de la reacción inflamatoria del huésped (interleukinas, factor de necrosis tumoral, interferon) que ocurre especialmente a nivel celular de la trompa. Se demuestra en las mujeres en las que no se implantó el embrión luego de efectuarse transferencia un aumento de IgA Chlamydial heat-shock proteína en el cérvix (28%) vs 7% de las mujeres que tuvieron embarazos a término (p<0.001)(37). Chlamydia trachomatis e infeccion puerperal postaborto y postparto Se encontró incremento de endometritis (22 a 38%) postaborto electivo en mujeres con infección cervical por CT. Esta endometritis ocurre más tardíamente que la producida por otras bacterias(38). En cambio no se ha logrado demostrar asociación entre CT e infección puerperal posparto. La mayoría de los autores no logran demostrar relación entre endometritis e infección de herida operatoria y existencia de CT. Sólo en reportes aislados se menciona esta relación(39,40). Por eso es necesario realizar trabajos en el futuro que analicen todas las variables presentes, prevalencia de infección, tipo de microbiología aislada, tipo de técnica usada en el diagnóstico microbiológico, para concluir si la participación de CT con resultados adversos en el embarazo dependen directamente de esta bacteria o de la asociación con otros microorganismos. Infección genital Tratamiento antibiótico en la embarazada con infeccion por chlamydia trachomatis Las siguientes evidencias demuestran el beneficio del tratamiento antibiótico en embarazadas con infección por CT: reducción de la rotura prematura de membranas, bajo peso al nacer y muerte fetal en serie con 21% de infección por CT(41); disminución de la rotura prematura de membranas, parto prematuro, bajo peso al nacer con el uso de eritromicina(42); reducción de rotura prematura de membranas de pretérmino, parto prematuro, bajo peso al nacer, infección ovular clínica e infección puerperal con el uso de eritromicina o clindamicina(43); erradicación de la infección por CT durante el embarazo con amoxicilina. El RR de efectividad de amoxicilina comparado con eritromicina fue 1.11 (95% intervalo de confianza CI 1.05-1.18)(44). Nuevamente ninguna de estas publicaciones tiene estudio microbiológico de la cavidad amniótica y tampoco se señala si hubo otros microorganismos aislados en las muestras cérvicovaginales. El efecto beneficioso observado podría deberse a la acción de los antibióticos sobre otros microorganismos presentes. Sin embargo, evidencia reciente demuestra que embarazadas con 19% de infección cervical por CT (IFD y PCR), con baja coinfección por Candida spp., vaginosis bacteriana y T vaginalis (< del 2%) el tratamiento con eritromicina 2 gr por día por siete días incrementa la edad gestacional al parto y el peso del RN(45). Este resultado es concordante con el conocimiento de que el tratamiento de las infecciones del tracto genital inferior de la mujer, particularmente vaginosis bacteriana con clindamicina o antibióticos sugeridos por el CDC, en los grupos con riesgo de parto prematuro y asociados con T vaginalis, C trachomatis, S agalactiae, M hominis previene la rotura prematura de membranas y el parto prematuro(46,47). Chlamydia trachomatis e infección perinatal Conjuntivitis y neumonitis son infecciones frecuentes en el niño causadas por esta bacteria. Se estima que en Estados Unidos 100.000 niños se infectan al año durante su nacimiento. La transmisión vertical de CT durante el parto vaginal ocurre entre un 50 a un 60%. Un tercio de ellos desarrolla conjuntivitis y un 10% puede padecer neumonía por CT en los siguientes tres meses. Se sabe que la infección por esta bacteria toma semanas o meses para dar manifestaciones en el niño. La conjuntivitis es el cuadro clínico más 901 frecuente. Se puede presentar como conjuntivitis leve o bien como oftalmitis exudativa. El tratamiento con nitrato de plata oftálmico es tan efectivo como el colirio oftálmico de eritromicina, de cloramfenicol o de tetraciclina(48). La infección nasofaríngea puede producir neumonitis la que puede manifestarse entre seis semanas y seis meses del parto. La etiología de este cuadro es sugerida por serología, con IgG y IgM elevadas. Aun cuando la neumonitis por esta bacteria no es progresiva habitualmente requiere hospitalización. Frecuentemente se asocia con citomegalovirus y Ureaplasma urealyticum. Puede precederse o no de conjuntivitis. El tratamiento escogido es la eritromicina. En nuestro medio en niños cuyas madres estaban infectadas por CT se encontró conjuntivitis de aparición entre los 10 y 20 días de vida. Ninguno de estos niños hizo neumonitis(30). En las series nacionales, mencionadas anteriormente todas las madres con infección por CT tuvieron parto vaginal y no se encontró conjuntivitis ni neumonitis. Aborto recurrente e infeccion por chlamydia trachomatis Las evidencias no son concluyentes entre esta asociación. En mujeres con dos abortos previos comparado con controles fértiles hay aumento IgG antichlamydias (IFI), pero no se establece finalmente si CT es la causa directa de los abortos(49). En mujeres con aborto recurrente hay aumento de IgG antichlamydias (IFI), pero o no hay asociación(50) o los resultados son no concluyentes por el tamaño reducido de la muestra(51). Diagnóstico microbiológico Sospechar cuando se constata cer vicitis mucopurulenta y en pacientes con riesgo de ETS. Estudiar gonococo en forma simultánea (ver más adelante). 1. Cultivo celular (celulas McCoy) 2. Reacción de polimerasa en cadena 3. Inmunofluorescencia directa (IFD) 4. Ensayos inmunoenzimáticos (ELISA) 5. Serología (IgM e IgG) Inmunofluorescencia indirecta (IFI). CT es una bacteria intracelular. Por lo tanto la muestra para las técnicas diagnósticas 1 a 4 se obtiene frotando el endocérvix con una tórula. Para la serología la muestra es de sangre. 902 El diagnóstico de laboratorio es un factor importante en el control de las infecciones por CT, dado el gran porcentaje de infecciones asintomáticas y secuelas reproductivas asociadas que causa este microorganismo. El aislamiento en cultivos celulares fue, debido a su gran especificidad, la técnica de referencia para el diagnóstico, pero su sensibilidad varía entre 70 y 85% y requiere mantener la viabilidad de los microorganismos por lo que ha ido siendo reemplazado por las técnicas de amplificación de los ácidos nucleicos(52,53). Entre las técnicas inmunológicas de diagnóstico, los ensayos de ELISA detectan el LPS con anticuerpos monoclonales o policlonales, mientras que en la técnica de IFD se emplean anticuerpos monoclonales dirigidos a la proteína OMP1. Las fortalezas de las técnicas inmunológicas son su fácil ejecución y su buena especificidad, mayor de 98% para ELISA y 94 a 99% para la IFD(52,53). La IFD es la técnica más empleada en los laboratorios clínicos grandes en nuestro país. Sus ventajas comparativas con respecto de las técnicas de ELISA son permitir evaluar la calidad de la muestra y actualmente el bajo costo de los anticuerpos monoclonales(52,53). El aspecto débil de las técnicas inmunológicas es su baja sensibilidad lo que otorga gran importancia a la adecuada toma de las muestras clínicas. Una muestra representativa para diagnóstico de infección cervical se obtiene exponiendo el cérvix bajo especuloscopía, para luego retirar el mucus o secreción ectocervical. La tórula se introduce en el canal endocervical, dejando que se humedezca por algunos segundos, para posteriormente efectuar una rotación tendiente a obtener células columnares, blanco de la infección por este microorganismo. Las técnicas inmunológicas tienen mejor rendimiento en pacientes sintomáticos, generalmente hombres con uretritis, en virtud del mayor número de partículas infecciosas, o en poblaciones de alta prevalencia de infección(54). Sin embargo, las infecciones en la mujer son mayoritariamente asintomáticas y persistentes. Un estudio que comparó técnicas de diagnóstico, efectuado en poblaciones asintomáticas de varios países, con prevalencia de infección promedio de 4.5%, demostró que las técnicas de amplificación detectan 30% más de infecciones cervicales que las técnicas de ELISA(55). Si se estima que el 40% de las infecciones cervicales por CT hacen enfermedad inflamatoria pélvica (EIP), las infecciones cervicales no detectadas por ELISA corresponden a varios casos probables de EIP no tratados(56). No se incluyeron en este estudio resultados de IFD, ya que esta técnica de diagnóstico en países desarrollados no es empleada por el alto costo que tiene la observación microscópica por Capítulo 30 - Ginecología personal calificado. Actualmente se dispone de técnicas comerciales de amplificación del DNA de CT, como COBAS AMPLICORMR (Roche), las que se caracterizan por su gran sensibilidad y especificidad. Esta técnica COBAS AmplicorMR se ha evaluado en estudios multicéntricos, en muestras endocervicales y de orina de mujeres y muestras uretrales y de orina de hombres, obtenidas en poblaciones de mediana(57) y de baja prevalencia de infección(58) por CT. La sensibilidad de la PCR fue 83 a 90% en muestras endocervicales, 84 a 89% en orina de mujeres, 84 a 89% en muestras uretrales y 90% en muestras de orina de hombres(57,58). La especificidad de la PCR fue mayor al 98% en ambos estudios(57,58). Sin embargo, el alto costo de las técnicas automatizadas de amplificación ha creado interés en los últimos años por efectuar esfuerzos tendientes a estandarizar las técnicas de PCR caseras óo “in-house”. Las técnicas de PCR caseras pueden ser tanto o más sensibles que las técnicas comerciales, pero por ser manuales tienen mayor riesgo de resultados falsos positivos por arrastre de DNA entre muestras. Se requiere seguir protocolos estrictos para evitar la contaminación. Durante su implementación, se debe calcular la sensibilidad y especificidad analítica del procedimiento y en cada ensayo clínico incluir un control positivo, un control de calidad de la muestra procesada para amplificación y uno o más controles negativos, dependiendo del número de muestras a amplificar. Manejo Se aconseja tratamiento a la pareja y abstinencia sexual durante el tratamiento 1. Terapia farmacológica en embarazadas, en orden de preferencia: a.Eritromicina 500 mg oral cada 6 horas x 7 días b.Azitromicina 1 gramo oral x 1 vez c.Amoxicilina 500 mg oral cada 8 horas x 7 días 2. En pacientes ginecológicas: a. Doxiciclina 200 mg oral por día por 7 a 15 días b. Eritromicina 500 mg oral cada 6 horas x 7 días c. Azitromicina 1 gramo oral x 1 vez 3. Elección: a. Doxiciclina, 100 mg oral, 2/día, x 7 a 15 días b. Azitromicina, 1 g oral dosis única 4. Alternativa: a. Amoxicilina*, 500 mg oral,4/día, x 7 días b. Eritromicina*, 500 mg oral, 4/ día x 7 días c. Tetraciclina, 500 mg oral, 4/día x 7 días Guidelines for the management of STD OMS, 2003(59). * Elección embarazadas Infección genital La falla del tratamiento ocurre en aproximadamente e el 5%. Generalmente recurre en pacientes con infecciones gonocóccicas asociadas. Azitromicina administrada en una sola dosis de 1 gr suele ser eficiente en el tratamiento de cervicitis y uretritis(60). Prevención Por el serio impacto que tiene en la reproducción la EIP aguda por C trachomatis es necesario desarrollar estrategias a nivel nacional destinadas a prevenir los efectos de esta infección. Se sugiere su pesquisa especialmente en la población menor de 30 años, con factores de riesgo cuando se hace el Papanicolaou. Es necesario mantener un registro de estas infecciones y debe hacerse tratamiento de la pareja y de todos los contactos. BIBLIOGRAFÍA 1. Ovalle A, Martínez MA, Casals A, Yuhaniak R, Giglio MS. Estudio clínico y microbiológico de la enfermedad inflamatoria pélvica aguda. Rev Chil Obstet Ginecol 1993; 58: 103-12. 2. Ovalle A, Martínez MA, Villagra E, Roncone E, Sandoval R, Silva R. Flora microbiana genital en embarazadas con y sin riesgo de infección. Rev Chil Obstet Ginecol 1996; 61: 5-11. 3. Ovalle A, Martínez MA, Poblete JP, Fuentes A, Villablanca E, Gómez R, y cols. Microbiología aislada en la rotura prematura de membranas de pretérmino. Relación con morbilidad infecciosa materna neonatal e intervalo rotura de membranas-parto. Rev Chil Obstet Ginecol 1995; 60: 252-62. 4. Ovalle A, Martínez MA, Gómez R, Giglio MS, Fuentes A, Valderrama O, Rubio R, Ferrand P. Microbiología aislada en la rotura prematura de membranas de término y factores de riesgo de infección en la madre y recién nacido. Rev Chil Obstet Ginecol 1998; 63: 282-89. 5. Ovalle A, Martínez MA, Gómez R, Sáez J, Menares I, Aspillaga C y Schwarze JE. Parto prematuro con membranas intactas. Microbiología del líquido amniótico y tracto genital inferior y su relación con los resultados maternoneonatales. Rev Med Chile 2000; 128: 985-95. 6. Brown AE, Sadler KE, Tomkins SE, McGarrigle CA, LaMontagne DS, Goldberg D, Tookey PA, Smyth B, Thomas D, Murphy G, Parry JV, Evans BG, Gill ON, Ncube F, Fenton KA. Recent trends in HIV and other STIs in the United Kingdom: data to the end of 2002. Sex Transm Infect. 2004; 80: 159-66. 7. Hughes G, Paine T, Thomas D. Surveillance of sexually 903 transmitted infections in England and Wales. Euro Surveill. 2001; 6: 71-80. 8. Sexually transmitted diseases treatment guidelines 2002. Centers for Disease Control and Prevention. MMWR Recomm Rep. 2002 May 10; 51(RR-6): 1-78. 9. Dautry-Varsat A, Balaña ME, Wyplosz B. Chlamydia – host cell interactions: Recent advances on bacterial entry and intracellular development. Traffic 2004; 5: 561-70. 10. Yuan Y, Zhang X, Watkins NG, Caldwell HD. Nucleotide and deduced amino acid sequences for the four variable domains of the major outer membrane proteins of the 15 Chlamydia trachomatis serovars. Infect Immun 1989; 57: 1.040-49. 11. Sturm-Ramírez K, Brumblay H, Diop K, GueyeNdiaye A, Sankalé J-L, Thior I, N’Doye I, Hsieh C-C, Mboup S, Kanki PJ. Molecular epidemiology of genital Chlamydia trachomatis in high-risk women in Senegal, West Africa. J Clin Microbiol 2000; 38: 138-45. 12. Geisler WM, Suchland RJ, Whittington WL, Stamm WE. The relationship of serovars to clinical manifestations of urogenital Chlamydia trachomatis infection. Sex Transm Dis 2003; 30: 160-5. 13. Morré SA, Rozendaal L, Van Valkengoed IG, Boeke AJ, Van Voorst Vader PC, Schirm J, De Blok S, Van den Hoek JA, Van Doornum GJ, Meijer CJ, Van den Brule AJ. Urogenital Chlamydia trachomatis serovars in men and women with a symptomatic or asymptomatic infection: an association with clinical manifestations? J Clin Microbiol 2000; 38: 2.292-96. 14. Rasmussen SJ, Eckmann L, Quayle AJ, Shen L, Zhang Y-X, Anderson DJ, Fierer J, Stephens RS, Kagnoff MF. Secretion of proinflammatory cytokines by epithelial cells in response to Chlamydia infection suggests a central role for epithelial cells in chlamydial pathogenesis. J Clin Invest 1997; 99: 77-87. 15. Yi Y, Zhong G, Brunham RC. Continuous B-cell epitopes in Chlamydia trachomatis heat shock protein 60. Infect Immun 1993; 61: 1.117-1.120. 16. Wagar EA, Schachter J, Bavoil P, Stephens RS. Differential human serologic response to two 60,000 molecular weight Chlamydia trachomatis antigens. J Infect Dis 1990; 162: 922-27. 17. Betsou F, Sueur JM, Orfila J. Serological investigation of Chlamydia trachomatis heat shock protein 10. Infect Immun 1999; 67: 5.243-46. 18. Westrom L. Chlamydia and his effect on reproduction. Human Reprod 1996; 11: 23-31. 19. Patton DL, Askienazy M, Henry-Suchet J, Campbell LA, Cappuccio A, Tannous W, et al. Detection of Chlamydia trachomatis in fallopian tube tissue in women with postinfectious tubal infertility. Am J 904 Obstet Gynecol 1994; 171: 95-101. 20. Fuentes A, Salas C, Prado V, Devoto L. Seroprevalencia de anticuerpos anti-clamidia tracomatis en mujeres fértiles e infértiles en Santiago de Chile. Reunión ALIR CUZCO, abril 1997. 21. Orr P, Sherman E, Blanchard J, Fast M, Hammond G, Brunham R. Epidemiology due to Chlamydia trachomatis in Manitoba, Canadá. Clin Infect Dis 1994; 19: 876-83. 22. Ville Y, Leruez M, Glowaczower E, Robertson JN, Ward ME. The role of Chlamydia trachomatis and Neisseria gonorrhoeae in the aetiology of ectopic pregnancy in Gabon. Brit J Obstet Gynaec 1991; 98: 1.260-66. 23. Nelson HD, Helfand M. Screening for chlamydial infection. Am J Prev Med. 2001: 95-107. 24. Honey E, Templeton A. Prevention of pelvic inflammatory disease by the control of C. trachomatis infection. Int J Gynaecol Obstet. 2002; 78: 257-61. 25. McGregor JA, French JI. Chlamydia trachomatis infection during pregnancy. Am J Obstet Gynecol 1991; 164: 1.782-9. 26. Martin DH, Koutsky L, Eschenbach DA, Daling JR, Alexander ER, Benedetti JK, Holmes KK. Prematurity and perinatal mortality in pregnancies complicated by maternal Chlamydia trachomatis infections. JAMA 1982; 247: 1.585-8. 27. Gravett MG, Nelson HP, DeRouen T, Critchlow C, Eschenbach DA, Holmes KK. Independent association of bacterial vaginosis to pretem birth. JAMA 1986; 256: 1.899-903. 28. Martius J, Krohn M, Hillier S Stamm WE, Holmes KK, Eschenbach DA. Relation of vaginal Lactobacillus species, cervical Chlamydia trachomatis and bacterial vaginosis to preterm birth. Obstet Gynecol 1988; 71: 89-95. 29. Polk et al.The Johns Hopkins Study Group for Cervicitis and Adverse Pregnancy Outcome. Association of Chlamydia trachomatis and Mycoplasma hominis with intrauterine growth retardation and preterm delivery. Am J Epidemiol 1989; 129: 1.247-51. 30. Hardy PH, Hardy JB, Nell EE, Graham DA, Spence MR, Rosenbaum RC. Prevalence of six sexually transmitted disease agents among pregnant inner-city adolescents and pregnancy outcome. Lancet 1984; 2: 333-7. 31. Andrews WW, Goldenberg RL, Mercer B, Iams J, Meis P, Moawad A, Das A, Vandorsten JP, Caritis SN, Thurnau G, Miodovnik M, Roberts J, McNellis D. The Preterm Prediction Study: association of secondtrimester genitourinary chlamydia infection with subsequent spontaneous preterm birth. Am J Obstet Gynecol. 2000; 183: 662-8. 32. Gómez R, Ghezzi R, Romero R, Muñoz H, Tolosa J, Capítulo 30 - Ginecología Rojas Iván. Premature labor and intra-amniotic infection. Clinics in Perinatology 1995; 22: 281-342. 33. McGregor JA, Chlamydial infection in women. Obstet Gynecol Clin North Am 1989; 16: 565-92. 34. Aliaga P, Bernal J, Martínez MA, Dabancens A, Fernández P, Nazer J. Incidencia de Chlamydia trachomatis en el embarazo. Rev Chil Obstet Ginecol 1985; 50: 140-49. 35. Bernal JN , Martínez MA, Triantafilo J, Suárez M, Dabancens A, Hurtado C, y cols. Diagnóstico de enfermedades de transmisión sexual en adolescentes embarazadas chilenas. Rev Chil Obstet Ginecol 1989; 54: 66-70. 36. Andrews WW, Klebanoff MA, Thom EA, Hauth JC, Carey JC, Meis PJ Caritis SN, Leveno KJ, Wapner RJ, Varner MW, Iams JD, Moawad A, Miodovnik M, Sibai B, Dombrowski M, Langer O, O’Sullivan MJ Midpregnancy genitourinary tract infection with Chlamydia trachomatis: association with subsequent preterm delivery in women with bacterial vaginosis and Trichomonas vaginalis. Am J Obstet Gynecol. 2006; 194: 493-500. 37. Witkin SS, Khalid MS, Gregory N, Jeremias J, Grifo JA, Rosenwaks Z. Unsuspected Chlamydia trachomatis infection and in vitro fertilization outcome. Am J Obstet Gynecol 1994; 171: 208-14. 38. Moller BR, Ahrons S, Laurin J, Mardh PA. Pelvic infection after elective abortion associated with Chlamydia trachomatis. Obstet Gynecol 1982; 59: 210. 39. Wager GP, Martin DH, Koutsky L, et al. Puerperal infection morbidity: relationship to routine delivery and to antepartum Chlamydia trachomatis infection. Am J Obstet Gynecol 1980; 138: 1.028-33. 40. Cytryn A, Sen P, Chung HR, et al. Severe pelvic infection from Chlamydia trachomatis after cesarean section. JAMA 1982; 247: 1.732-4. 41. Ryan GM, Abdella TN, McNeelley SG, Baselsky VS, Drummond DE. Chlamydia trachomatis infection in pregnancy and effect of treatment on outcome. Am J Obstet Gynecol 1990; 162: 34-9. 42. Cohen Y, Veille J-C, Calkins BM. Improved pregnancy outcome following successful treatment of Chlamydial infection. JAMA 1990; 263: 3.160-8. 43. Alger LS, Lovchik JC. Effect of antenatal treatment of Chlamydia trachomatis on pregnancy outcome (Abstract) Annual Meeting of the Infectious Disease Society for Obstetrics and Gynecology, Quebec, Canadá 1989. 44. Turrentine MA, Newton ER. Amoxicillin or erythromycin for the treatment of antenatal Chlamydial infection: a meta-analisis. Obstet Gynecol 1995; 86: 1.021-5. 45. Rastogi S, Das B, Salhan S, Mittal A. Effect of treatment Infección genital for Chlamydia trachomatis during pregnancy. Int J Gynaecol Obstet. 2003; 80: 129-37. 46. McGregor JA, French JI, Parker R, Draper D, Patterson E, Jones W, et al. Prevention of premature birth by screening and treatment for common genital tract infections: Results of a prospective controlled evaluation. Am J Obstet Gynecol 1995; 173: 157-67. 47. French JI, McGregor JA, Parker R. Readily treatable reproductive tract infections and preterm birth among black women. Am J Obstet Gynecol 2006; 194: 1.717-26. 48. Schachter J, Grossman M, Sweet RL, et al. Prospective study of perinatal transmission of Chlamydia trachomatis. JAMA 1986; 255: 3.374-7. 49. Quin PA, Petric M, Barkin M, et al. Prevalence of antibody to Chlamydia trachomatis in spontaneous abortion and infertility. Am J Obstet Gynecol 1987; 156: 291-6. 50. Rae R, Smith IW, Liston WA, Kilpatrick DC. Chlamydial serologic studies and recurrent spontaneous abortion. Am J Obstet Gynecol 1994; 170: 782-5. 51. Witkin SS, Ledger WJ. Antibodies to Chlamydia trachomatis in sera of women with recurrent spontaneous abortions. Am J Obstet Gynecol 1992; 167: 135-9. 52. Black CM. Current methods of laboratory diagnosis of Chlamydia trachomatis infections. Clin Microbiol Rev 1997; 10: 160-84. 53. Martínez MA. Diagnóstico microbiológico de Chlamydia 905 trachomatis: Estado actual de un problema. Rev Chil Infectol 2001; 18: 275-84. 54. Dean VC. Chlamydial infections. Current Women’s Health Reports 2002; 2: 266-75. 55. Watson EJ, Templeton A, Russell I, Paavonen J, Mardh P-A, Stary A, Stray Pederson B. The accuracy and efficacy of screening tests for Chlamydia trachomatis: a systematic review. J Med Microbiol 2002; 51: 102131. 56. Hillis SD, Wasserheit I. Screening for chlamydia a key to the prevention of pelvic inflammatory disease. New Engl J Med 1996; 334: 1.399-1.413. 57. Vincelette J, Schirm J, Bogard M, Bourgault A-M, Luijt DS, Bianchi A, Van Voorst PC, Butcher A, Rosenstraus M. Multicenter evaluation of the fully automated COBAS AMPLICOR PCR test for detection of Chlamydia trachomatis in urogenital specimens. J Clin Microbiol 1999; 37: 74-80. 58. Van der Pol B, Quinn T, Gaydos CA, Crotchfelt K, Schachter J, Moncada J, Jungkind D, Martin DH, Turner B, Peyton C, Jones RB. Multicenter evaluation of the AMPLICOR and automated COBAS AMPLICOR CT/NG tests for detection of Chlamydia trachomatis. J Clin Microbiol 2000; 38: 1.105-12. 59. Guidelines for the management of STD OMS, 2003. 60. Jones RB. New treatments for Chlamydia trachomatis. Am J Obstet Gynecol 1991; 164: 1.789-93. 906 Capítulo 30 - Ginecología INFECCIÓN GENITAL NEISSERIA GONORRHOEAE INTRODUCCIÓN Neisseria gonorrhoeae (NG), diplococo Gram negativo con aspecto de granos de café, es agente etiológico de la gonorrea, una de las ITS de mayor prevalencia en el mundo. Es una bacteria, con exigencias de crecimiento que requiere el uso de cultivos enriquecidos. Tiene variabilidad genética y gran potencial de desarrollo de resistencia. Posee el mayor arsenal de factores de virulencia. Una característica notable de este microorganismo es su capacidad de revertir la expresión de sus moléculas de superficie, o experimentar variación antigénica con alta frecuencia; destacando por su variabilidad los pili, las proteínas de opacidad de colonias (Opa) y el lipooligosacárido (LOS), lo que ha retardado el desarrollo de vacunas. Afecta primariamente el tracto génitourinario de hombres y mujeres. En la mujer se localiza de preferencia en el canal cervical en forma asintomática. Una fracción de estos casos (20%) puede producir signos y síntomas que son el resultado de cervicitis mucopurulenta y uretritis. Después de C trachomatis NG es la bacteria más frecuentemente aislada en la enfermedad inflamatoria pélvica aguda. Se ha encontrado a nivel del tracto genital inferior en mujeres embarazadas(1) aumentando dos veces el riesgo de trabajo de parto prematuro y rotura de membranas de pretérmino. Sin embargo su aislamiento en líquido amniótico es difícil. Se piensa que esto estaría dado por una acción antibacteriana del líquido amniótico que provocaría alteraciones morfológicas en la bacteria y que impediría su desarrollo(2). Además, las pacientes portadoras pueden transmitir el microorganismo al recién nacido, favoreciendo la instalación de una oftalmopatía que puede conducir a la ceguera si se desatiende. Epidemiología Es una de las ITS más prevalentes en el mundo, con 361.705 casos reportados al CDC el 2001 y más de 60 millones de nuevos casos notificados anualmente(3,4). Tiene igual distribución etaria que C trachomatis. Sin embargo existen diferencias importantes en Estados Unidos por Estado y es más frecuente NG en negros e hispanos. El ser humano constituye reservorio exclusivo para NG. El gonococo es muy sensible a condiciones ambientales. En la enfermedad inflamatoria pélvica ha sido aislada en el 30% en EE.UU, en el 20% en Suecia y en el 17% en Chile(5). Un 0.5 a 7% de las pacientes embarazadas son portadoras de NG, dependiendo de los factores de riesgo y de los sitios utilizados para aislar el germen (canal endocervical, recto y faringe)(6). La tendencia de las tasas en hombres y mujeres tanto en Europa (Reino Unido, Gráfico 1) como en Chile (Tabla I) es hacia un ascenso a través del tiempo, especialmente en Europa. Gráfico 1. Tendencia de las tasas de seleccionadas infecciones de transmisión sexual aguda en jóvenes entre 16 y 24 años en el Reino Unido entre 1995-2002. (Excepto Escocia 2001 y 2002) A=hombres B=mujeres(7). 907 Infección genital Tabla I. MINSAL, 2001 Vigilancia universal Chile 1995-2001(8). Gonorrea (Nº casos) Tasas 1995 1996 1997 1998 1999 2000 2001 2.886 2.688 2.318 2.264 2.390 2.488 2.947 20.3 18.6 15.8 15.3 16.2 16.4 19.1 Las causas del aumento de la incidencia de las ITS en Europa son: aumento de los viajes y de las migraciones; aumento de las conductas sexuales de riesgo; deterioro de las medidas de control epidemiológico y falta de notificación de las parejas sexuales(9). El microorganismo y mecanismos de patogenicidad Su lipopolisacárido (LPS) difiere del de otras bacterias Gram negativas, porque carece del oligosacárido repetitivo lateral o antígeno O, por ello se denomina lipooligosacárido (LOS). El LOS es responsable de la reacción inflamatoria que acompaña a la infección gonocócica al activar el complemento y promover la atracción y fagocitosis por los leucocitos. El LOS tiene efecto citotóxico al nivel de las tubas uterinas y es responsable de la resistencia que presentan algunas cepas a la acción bactericida normal del suero. NG tiene la particularidad de cambiar la composición de su LOS incorporando moléculas de ácido siálico de su hospedero dando origen a tipos de LOS con o sin contenido de ácido siálico en su estructura(10). De esta forma, los microorganismos varían su potencial invasivo y la susceptibilidad a la actividad bactericida normal del suero. Los gonococos que no contienen ácido siálico en el LOS son más invasivos que aquellos que tienen LOS glicosilado. Por el contrario aquellas cepas con LOS glicosilado son más resistentes a la actividad bactericida del suero(10). Existe, además, similitud antigénica entre el LOS del gonococo y algunos antígenos presentes en los eritrocitos humanos, lo que permite al microorganismo mantener la inmunotolerancia de su hospedero(11). Los gonococos expresan ocho a once proteínas Opa diferentes, cada una de las cuales es codificada por su propio gen estructural(12). Los genes opa individuales varían independientemente de fase con una frecuencia de 10-3 células por generación(13). Conforme a esto, una cepa de gonococo puede expresar una, múltiples o ninguna proteínas simultáneamente. El repertorio de proteínas Opa confiere diversidad genética dentro de una cepa, creando subpoblaciones antigénicamente distintas. Las variantes Opa también pueden diferir en su capacidad de evadir las respuestas o en su capacidad de adherencia o invasión de las células del hospedero. La porina de NG tiene la capacidad de translocar en los puntos de contacto con las membranas celulares de la célula hospedera donde van a servir de punto de formación de los reordenamientos del citoesqueleto necesarios para su internalización(10). Se ha demostrado que la translocación a las membranas mitocondriales resulta en la apoptosis de células HeLa(14). Finalmente, NG tiene un sistema que le permite extraer el fierro desde las proteínas transportadoras de fierro del ser humano. El sistema, que se induce en condiciones de baja disponibilidad de fierro, consiste en expresar en su membrana externa receptores de transferrina y lactoferrina, los cuales extraen el fierro de estas proteínas como asimismo del grupo heme y de la hemoglobina. La especificidad de este sistema de captación de fierro podría explicar por qué el ser humano es el único hospedero de NG. Patogenia El proceso infeccioso se inicia con la adherencia del pili del gonococo a la proteína cofactor de membrana (MCO o CD46) en la superficie apical de las células epiteliales de las mucosas(15,16). La unión a las células hospederas induce la acumulación de actina y proteínas asociadas a actina bajo el sitio de adherencia. La depolimerización del pili permite en una segunda instancia la interacción entre las adhesinas asociadas a la opacidad de las colonias (proteínas Opa) y receptores celulares del hospedero, lo que induce la internalización de la bacteria(17). Luego de la entrada del gonococo al interior de la célula se produce la transcitosis a través de las células epiteliales y posteriormente la entrada al compartimento subepitelial, permitiendo el establecimiento de una infección localizada o diseminada (Figura 1). Se han identificado dos tipos de receptores celulares para Opa; miembros de la familia de moléculas de adhesión celular relacionadas al antígeno carcinoembrionario (CEACAM) y proteoglicanos de heparán sulfato 908 (HSPG)(18,19). CEACAMs están presentes en una variedad de células incluyendo células epiteliales, endoteliales y fagocitos, existiendo diferencias en la expresión de los distintos CEACAMs en diferentes tipos celulares y tejidos(18). Existen evidencias que sugieren, además, la participación de dos proteínas de la matriz extracelular; fibronectina y vitronectina y de integrinas en el proceso de adherencia e inducción de la endocitosis celular(20) . Figura 1. En la mujer, NG se une a receptores de las células columnares de la superficie endo y ectocervical, probablemente CR3 (receptor del complemento 3)(10). La unión del pili a CR3, permite a la bacteria superar la repulsión electrostática entre su superficie y la superficie de la célula del hospedero y al mismo tiempo activar una cascada de señales de transducción mediadas por las familias Src-tirosina kinasas y Rho GTP asas que resultan en modificaciones del citoesqueleto celular permitiendo su internalización dentro de macropinosomas(10). A diferencia de la intensa respuesta inflamatoria que causa el gonococo en la uretra masculina, 50 a 80% de las infecciones cervicales son asintomáticas y entre 70 a 90% de las mujeres con infección gonocócica diseminada no tienen signos de infección genital(10). La adherencia de NG a las células cervicales no induce una respuesta inflamatoria humoral ni tampoco induce la expresión de las citoquinas proinflamatorias IL-1, IL-6 y IL-8 lo que facilita su sobrevida en el tracto genital femenino, logrando un estado similar al de portación(10). Infección genital ascendente se presenta en 20% mujeres con gonorrea cervical. El ascenso es favorecido probablemente por factores hormonales que inducen cambios en la expresión de receptores al nivel de la mucosa genital y favorecen la adherencia del gonococo. En consecuencia con esta hipótesis es la mayor frecuencia de casos de EIP e infección gonocócica diseminada (IGD) durante la etapa menstrual(21). Estudios “in vitro” por cultivo de células de tubas uterinas ha demostrado que NG se adhiere Capítulo 30 - Ginecología específicamente a las células no ciliadas, mediante sus adhesinas Opa y los pili. La infección resulta en la pérdida de la actividad ciliar y desprendimiento celular, citotoxicidad mediada por la inducción local de TNFα, IL-1ß, e IL-8(22). Por otra parte, la infección de NG en células HeLa resulta en el transporte de las porinas a las mitocondrias, desde donde inicia la apoptosis de las células hospederas(14). Se ha sugerido que la apoptosis de las células epiteliales podría también explicar la citotoxicidad observada en cultivos de trompas de Falopio(14). Infección clínica Tiene un período de incubación rápido de tres a cinco días. Puede producir una infección purulenta localizada. En ambos sexos, produce conjuntivitis, proctitis, faringitis; en hombres, uretritis, epididimitis y prostatis aguda; en mujeres cervicitis, que conduce en un 20% a enfermedad inflamatoria pélvica (EIP: endometritis, salpingitis, peritonitis). La prevalencia de NG en la EIP ha cambiado con el tiempo y es diferente en los distintos países. En Estados Unidos se ha aislado en el 30 a 50% de las infecciones pélvicas, en Suecia en el 23% para luego disminuir en los años 90(23), pero en los últimos diez años ha experimentado un leve aumento en la mayoría de los países europeos(7). La faringitis aparece habitualmente en niños abusados sexualmente. La oftalmopatía neonatal es la más común manifestación de niños con madres con infección genital por NG. Las manifestaciones de infección diseminada son artritis de rodillas, muñecas, tobillos y erupción cutánea y aparece ocasionalmente durante el embarazo(24). Factores de riesgo de infección gonocóccica diseminada Depende a) de las características del huésped: se presenta con déficit de C5, C6, C7, C8, en el sexo femenino preferentemente, favorecido por la menstruación y el embarazo con infección faríngea concomitante y, b) de las características del agente: resistencia a la acción bactericida del suero y auxotipo AHU-10(25). N gonorrhoeae y embarazo En la mujer embarazada está asociada con parto prematuro e infección neonatal(26). Pero sólo un 0.5 a 7% de las pacientes embarazadas son portadoras de Neisseria gonorrhoeae. Es infrecuente el aislamiento 909 Infección genital de este microorganismo del líquido amniótico. Esta situación microbiológica se debe a la gran dificultad que tiene este microorganismo en desarrollarse en este medio, por una acción antibacteriana específica del líquido amniótico, acción observada a través de cambios morfológicos con microscopía electrónica(27). Diagnóstico 1. Sospechar en pacientes de alto riesgo de ETS (contactos, presencia de otras infecciones de riesgo, múltiples parejas sexuales, etc.) e infección vaginal recurrente 2.Flujo vaginal purulento verdoso, resistente a tratamiento habitual 3. Cervicitis mucopurulenta 4. Descarga uretral purulenta (exprimir si hay duda) 5. Disuria 6.Diagnóstico de certeza: microbiológico El diagnóstico de certeza de gonorrea se efectúa por aislamiento de NG de la mucosa afectada (endocérvix, uretra, faringe, recto) en agar Thayer-Martin y su identificación por pruebas bioquímicas, enzimáticas, inmunológicas o moleculares (CDC)(28) (Figura 2). NG es muy lábil a las condiciones ambientales, por lo que el cultivo requiere la siembra inmediata de las muestras o el empleo de medios de transporte como Stuart o Amies. El diagnóstico de gonorrea en muestras endocervicales, como asimismo el diagnóstico en todo paciente de infección faríngea y rectal y el diagnóstico en casos de sospecha de abuso sexual debe ser efectuado mediante cultivo con identificación del agente(28). Solamente en el hombre, las características clínicas de la infección y la observación de diplococos Gram negativos intracelulares en la secreción uretral son suficientes para el diagnóstico de infección gonocócica. No obstante, en el hombre, el hallazgo de diplococos Gram negativo extracelulares sugiere la presencia de infección gonocócica y requiere confirmación con cultivo en Thayer Martin. Manejo N gonorrhoeae ha variado su susceptibilidad antimicrobiana a lo largo del tiempo haciendo necesario cambiar los esquemas de tratamiento cuando la resistencia ha superado el 5% (OMS)(29). Un alto porcentaje de cepas de NG es resistente a penicilina y a tetraciclinas, resistencia mediada tanto por mutaciones cromosomales como por la adquisición de genes Figura 2. Sitio de toma de muestras. Las muestras se transportan en medios Stuart, Amies a temperatura ambiente. de resistencia. Los antimicrobianos más empleados actualmente para el tratamiento de la gonorrea son ciprofloxacino, ceftriaxona y espectinomicina. La resistencia a ciprofloxacina es actualmente frecuente en algunas partes de Europa, Asia, el Pacífico y algunas partes de E.U.A. Se debe a mutaciones cromosomales y otorga resistencia a otras fluoroquinolonas(30). En Chile, la resistencia afecta a menos del 5% de las cepas. En nuestro país el Instituto de Salud Pública tiene a cargo la vigilancia de la susceptibilidad antimicrobiana de NG, a partir de las muestras enviadas por los Centros de Control de las ETS de los diferentes Servicios de Salud y las cepas aisladas por los laboratorios clínicos. Los antimicrobianos vigilados son penicilina, tetraciclina, espectinomicina, ciprofloxacina y ceftriaxona. 1. Tratamiento de la pareja y abstinencia sexual durante el tratamiento 2. Tratamiento gonorrea genital y rectal no complicada (alternativas): • Ciprofloxacina, 500 mg, oral, dosis única (no usar en embarazadas) • Ceftriaxona, 250 mg, i.m., dosis única • Azitromicina, 1 g, oral, dosis única • Cefixima, 400 mg, oral, dosis única • Espectinomicina, 2g, i.m., dosis única MINSAL CONASIDA, ETS, 2000 (31). El gonococo ha adquirido una importante resistencia a las penicilinas, por lo que se desaconseja su uso(32). 910 Capítulo 30 - Ginecología Tabla II. Susceptibilidad antimicrobiana de cepas chilenas de N gonorrhoeae años 1998 - 2000. Antimicrobiano Penicilina Tetraciclina Ciprofloxacino Ceftriaxona % cepas susceptibles/año de estudio 1998 (225 cepas) 1999 (219 cepas) 2000 (244cepas) 20.0 14.1 22.1 35.6 100.0 100.0 8.2 100.0 100.0 25.4 99.2 100.0 Instituto de Salud Pública de Chile, Junio 2002(33) Antimicrobianos recomendados Infección gonocóccica diseminada • Ceftriaxona, 1 g, i.m. o e.v. una vez día • Alternativa: - Ciprofloxacina, 400 mg e.v. c/12 h. - Espectinomicina, 2g, i.m. c/12 h. • Terapia parenteral: 24-48 h. • Continuar terapia oral para completar una semana - Ciprofloxacina, 500 mg oral c/12 h. - Cefixima, 400 mg oral c/12 h. BIBLIOGRAFÍA 1. Bernal JN, Martínez MA, Triantafilo J, Suárez M, Dabancens A, Hurtado C, y cols. Diagnóstico de enfermedades de transmisión sexual en adolescentes embarazadas chilenas. Rev Chil Obstet Ginecol 1989; 54: 66-70. 2. Mlyncek M, Pec J, Belej K. The effect of amniotic fluid on Neisseria gonorrhoeae. J Gynecol Obstet Biol Reprod 1988; 17: 333-7. 3. Woods CR. Gonococcal infections in neonates and young children. Semin Pediatr Infect Dis. 2005;16:25870. 4. Gerbase AC, Rowley JT, Mertens TE. Global epidemiology of sexually transmitted diseases. Lancet 1998; 351: 2-4. 5. Ovalle A, Martínez MA, Casals A, Yuhaniak R, Giglio MS. Estudio clínico y microbiológico de la enfermedad inflamatoria pélvica aguda. Rev Chil Obstet Ginecol 1993; 58: 103-12. 6. Chen XS, Yin YP, Chen LP, Thuy NT, Zhang GY, Shi MQ, Hu LH, Yu YH. Sexually transmitted infections among pregnant women attending an antenatal clinic in Fuzhou, China. Sex Transm Dis. 2006 ; 33: 296-301. 7. Brown AE, Sadler KE, Tomkins SE, McGarrigle CA, LaMontagne DS, Goldberg D, Tookey PA, Smyth B, Thomas D, Murphy G, Parry JV, Evans BG, Gill ON, Ncube F, Fenton KA. Recent trends in HIV and other STIs in the United Kingdom: data to the end of 2002. Sex Transm Infect. 2004; 80: 159-66. 8. MINSAL CONASIDA, ETS, 2001. 9. Hughes G, Paine T, Thomas D. Surveillance of sexually transmitted infections in England and Wales. Euro Surveill. 2001; 6: 71-80. 10. Edwards JL, Apicella MA. The molecular mechanisms used by Neisseria gonorrhoeae to initiate infection differ between men and women. Clin Microb Rev 2004; 17: 965-81. 11. Mandrell R E. Further antigenic similarities of Neisseria gonorrhoeae lipooligosaccharides and human glycosphingolipids. Infect Immun 1992; 60: 3.017-20. 12. Mayer LW. Rates of in vitro changes of gonococcal colony opacity phenotypes. Infect Immun1982; 37: 481-85. 13. Stern A, Brown M, Nickel P, Meyer TF. Opacity genes in Neisseria gonorrhoeae: control of phase and antigenic variation. Cell 1986; 47: 61-71. 14. Muller A, Gunther D, Brinkmann V, Hurwitz R, Meyer TF, Rudel T. Targeting of the pro-apoptotic VDAC-like porin (PorB) of Neisseria gonorrhoeae to mitochondria of infected cells. EMBO J. 2000; 19: 5.332- 43. 15. Brossay L, Paradis G, Fox R, Koomey M, Hebert J. Identification, localization, and distribution of the PilT protein in Neisseria gonorrhoeae. Infect. Immun 1994; 62: 2.302- 08. 16. Källström H, Blackmer-Gill D, Albiger B, Liszewski ML, Atkinson JP, Jonsson AB. 2001. Attachment of Neisseria gonorrhoeae to the cellular pilus receptor CD46: identification of domains important for bacterial adherence. Cell Microbiol 2001; 3: 133-43. 17. Merz A J, So M, Sheetz MP. Pilus retraction powers bacterial twitching motility. Nature 2000; 47: 98-102 Infección genital 18. Hook M, Kjellen L, Johansson S. Cell-surface glycosaminoglycans. Annu Rev Biochem 1984; 53: 847-69. 19. Bos M P, Grunert F, Belland RJ. Differential recognition of members of the carcinoembryonic antigen family by Opa variants of Neisseria gonorrhoeae. Infect Immun 1997; 65: 2.353-61. 20. Van Putten J, Duensing TD, Cole RL. Entry of Opa+ gonococci into HEp-2 cells requires concerted action of glycosaminoglycans, fibronectin and integrin receptors. Mol Microbiol 1998; 29: 369-379. 21. Tauber PF, Wettich W, Nohlen M, Zaneveld LJ. Diffusible proteins of the mucosa of the human cervix, uterus, and fallopian tubes: distribution and variations during the menstrual cycle. Am J Obstet Gynecol 1985; 151: 1.115-25. 22. Maisey K, Nardocci G, Imarai M, Cardenas H, Ríos M, Croxatto HB, Heckels JE, Christodoulides M, Velásquez LA. Expression of proinflammatory cytokines and receptors by human fallopian tubes in organ culture following challenge with Neisseria gonorrhoeae. Infect Immun 2003; 71: 527-32. 23. Mardh PA. Pelvic inflammatory disease and related disorders. Novel observations. Scand J lnfect Dis 1990; 69: 83 -7. 24. Woods CR. Gonococcal infections in neonates and young children. Semin Pediatr Infect Dis. 2005; 16: 258-70. 25. Zamorano J, Porte L, Peláez JM, Varela C. Manifestaciones 911 inusuales de la infección por Neisseria. Rev Chil Infectol 2002; 19: 174-180. 26. Ovalle A, Martínez MA, Ferrand P, Peña V, Schwarze JE. Infección intraamniótica por Neisseria gonorrhoeae en un caso de rotura prematura de membranas de pretérmino. Rev Chil Obstet Ginecol 1999; 64: 7378. 27. Kilmarx PH, Black CM, Limpakarnjanarat K, Shaffer N, Yanpaisarn S, Chaisilwattana P, Siriwasin W, Young NL, Farshy CE, Mastro TD, St Louis ME. Rapid assessment of sexually transmitted diseases in a sentinel population in Thailand: prevalence of chlamydial infection, gonorrhoea, and syphilis among pregnant women. Sex Transm Infect 1998; 74: 189-93. 28. Centers for Disease Control and Prevention. Screening tests to detect Chlamydia trachomatis and Neisseria gonorrhoeae infections - 2002. MMWR 2002; 51: RR15. 29. The WHO Western Pacific gonococcal antimicrobial surveillance programme. Surveillance of antibiotic resistance in Neisseria gonorrhoeae in the WHO Western Pacific Region, 2000. CDI 2001; 25(4): 274-6. 30. Centers for Disease Control and Prevention. Sexually transmitted diseases. Treatment guidelines 2006. MMWR 2006; 55: RR11. 31. MINSAL CONASIDA, ETS, 2000. 32. Thompson L. Tratamiento de la gonorrea en adolescentes y adultos. Rev Chil Infect 2000; 17: 158-160 33. Instituto de Salud Pública de Chile, Junio 2002. 912 Capítulo 30 - Ginecología INFECCIÓN GENITAL CANDIDIASIS VULVOVAGINAL INTRODUCCIÓN La infección por hongos afecta frecuentemente a la mujer con o sin embarazo produciendo un cuadro con flujo vaginal blanco y prurito intenso. La característica más importante de la enfermedad es la intensidad de la sintomatología que motiva la consulta. El agente causal más frecuente es la Candida albicans. La candidiasis vulvovaginal (CVV) es la segunda causa de infección vaginal en la mujer en edad fértil, estimándose que tres de cuatro mujeres sufrirán un episodio a lo largo de la vida(1). Es causada generalmente por levaduras del género Candida, las que forman parte de la flora comensal del intestino y vagina(1). El embarazo, la diabetes mellitus no controlada y el consumo de antibióticos son los principales factores predisponentes para al cambio de la condición patogénica de la levadura, desde asintomática a sintomática(1). Tradicionalmente se consideró que era innecesario aislar e identificar a Candida spp en pacientes con CVV, ya que C albicans se presentaba en el 85 a 90% de los episodios(1). Sin embargo, en la última década tanto en la literatura extranjera como en Chile, se advierte un aumento progresivo de especies de Candida no albicans en pacientes con CVV sintomática y asintomática, representando más del 30% de las levaduras aisladas(2-4). Las Candidas especies más frecuentemente aisladas son C glabrata, C tropicalis, C parapsilosis y C krusei, las que presentan menor susceptibilidad in vitro al fluconazol y a otros compuestos azólicos que C albicans, o exhiben resistencia intrínseca como C krusei(2-7). La variedad de cepas, la resistencia, la diabetes y la inmunodepresión son factores que condicionan la candidiasis vulvoginal recurrente (CVVR) o complicada, que requiere habitualmente tratamientos seleccionados. La relación entre CVV, aborto y parto prematuro es aceptada solamente con presencia de DIU o cerclaje(8,9). Epidemiología Segunda causa más común de infección vaginal, luego de vaginosis bacteriana, Candida albicans coloniza la vagina de entre el 30 a 50% de las mujeres embarazadas y en el 10% de las pacientes ginecológicas, mientras que la infección sintomática (vulvovaginitis micótica) tiene una frecuencia promedio de un 15%. La CVVR aparece, en frecuencia menor al 5%. Existen más de 100 especies identificadas. En EE.UU., las especies más frecuentes aisladas son: C albicans 57-67%, C glabrata 21% y C tropicalis 6%(7). En Chile C albicans 74%, C glabrata 22%, C tropicalis 3% y C parapsilosis 1% son las especies más frecuentes(10). Clásicamente se distinguen dos grupos: los portadores asintomáticos 40% y la vulvovaginitis sintomática 60%. La CVV sintomática puede ser: no complicada: infección habitualmente esporádica, en individuos sanos y con buena respuesta a todos los tratamientos, y complicada o recurrente (CVVR), pequeño grupo (<5%) con tres, cuatro o más episodios anuales de CVV(11). Estas mujeres habitualmente presentan patología de base, que requiere estudio y necesitan tratamientos seleccionados. El 75% de las mujeres presenta CVV alguna vez en su vida y el 45% más de dos episodios. En el 30 a 50% existe como reservorio intestinal. La prevalencia es difícil de conocer porque no hay notificación obligatoria, existe sobre-diagnóstico y especialmente porque al ceder fácilmente con cualquier terapia, el auto-tratamiento es muy frecuente. No es ETS. Microbiología Candida albicans es una levadura que forma parte de la microbiota comensal de la cavidad oral, tracto digestivo y vagina del ser humano. Es un hongo dimórfico con capacidad de crecer en dos formas diferentes, levadura (blastospora) y filamento o hifa. En la forma de levadura, el hongo se reproduce por yemación, mientras que en la forma de hifa genera filamentos dentro de los cuales se produce 913 Infección genital división mitótica y formación de septos a intervalos regulares, sin interrumpir el proceso de extensión. Posteriormente las hifas se fragmentan dando origen a nuevas levaduras e hifas. Las hifas se generan por lo tanto como ramas de hifas preexistentes o por yemación de las blastosporas. C albicans regula su morfología en respuesta a las características fisiológicas de su medio ambiente. Las condiciones ambientales que encuentra in vivo en el hospedero, como pH y temperatura favorecen la formación de filamentos, mientras que in vitro a baja temperatura y bajo pH se desarrolla en la forma de levadura. Hifas y pseudohifas poseen todas las Candidas, excepto C glabrata que sólo forma blastosporas. La formación de hifas ha sido implicada en la patogenicidad del hongo, ya que las formas filamentosas tienen mayor capacidad de adherencia e invasividad tisular que las blastosporas (12). Otros factores de virulencia conocidos son sus adhesinas, la producción de enzimas hidrolíticas y el cambio fenotípico(12). Entre las enzimas hidrolíticas destacan las aspartil proteinasas, las cuales facilitan la invasividad tisular y favorecen la evasión de la respuesta inmune. El cambio fenotípico permite también a la levadura evadir la respuesta inmune(12). Respuesta inmune Tradicionalmente se ha postulado que la respuesta inmune adaptativa celular, dada por los linfocitos T CD4+ del subtipo Th1 constituyen la respuesta inmune predominante contra la infección por C albicans al nivel de mucosas. Sin embargo, no hay correlación entre la respuesta inmune innata y adaptativa que presenta el hospedero en la CVV y la protección conferida a la infección. En el modelo murino de CVV se ha demostrado que infección vaginal experimental por C albicans induce a nivel de los ganglios linfáticos regionales una respuesta en linfocitos T CD4+ del subtipo Th1(13). Sin embargo, la respuesta Th1 en la circulación periférica no protege a los animales de la infección por la levadura(14). Por otra parte, estudios clínicos efectuados en mujeres con CVVR muestran que las pacientes presentan una respuesta CD4+ Th1 normal en la circulación periférica(15). Con respecto a la inmunidad humoral, se ha observado que mujeres con CVV desarrollan altos niveles de IgA, IgG1 e IgG4, pero no existen evidencias que demuestren un rol protector de los anticuerpos(16). Tampoco se ha demostrado un rol protector de la respuesta inmune innata mediada por los granulocitos, pese a que in vitro estas células presentan actividad fungicida(16). No se ha estudiado el rol protector de otras células del sistema inmune innato como células dendríticas o macrófagos a la infección vaginal por Candida. Debido a la falta de actividad protectora de la respuesta inmune adaptativa e innata mediada por los granulocitos, se ha sugerido que debido a la relación de tipo comensalista que tiene Candida en el ecosistema vaginal el hospedero ha evolucionado un mecanismo de inmunorregulación que inhibe una respuesta adaptativa severa en la mucosa vaginal(16). Recientemente se ha sugerido un rol protector de las células epiteliales vaginales contra la CVV. En un estudio con voluntarias humanas se determinó que las mujeres con CVV sintomática tuvieron menores niveles de actividad anti Candida en sus células epiteliales que mujeres con CVV asintomática(17). El mecanismo de acción antifúngico no es bien conocido. Se sabe que requiere contacto con la célula vaginal intacta, es fungistático y ácido lábil, pero no está mediado por ningún tipo de mediador soluble(17). Factores de riesgo Los siguientes factores son considerados de riesgo para adquirir CVV: actividad sexual, anticonceptivos hormonales, duchas vaginales (C glabrata), antibióticos sistémicos (tetraciclinas, betalactámicos), alteración de flora Lactobacilar normal de la vagina, embarazo (factor hormonal, más depresión de la inmunidad), diabetes (niveles de glucosa elevados, acidez vaginal, alteración de la inmunidad) e inmunosupresión. Candidiasis vulvovaginal y embarazo Parto Prematuro e infección congénita No existen evidencias que relacionen infección vaginal por Candida con parto prematuro con o sin rotura de membranas. En nuestro medio, no se relacionó el aislamiento de Candida albicans en líquido amniótico (2%) y vagina (3%) con latencia acortada y resultado adverso perinatal, en el embarazo de pretérmino con rotura prematura de membranas (entre 24 y 34 semanas)(18,19). En el parto prematuro con membranas intactas entre 24 y 34 semanas no se relacionó la prematurez global ni la prematurez menor de 34 semanas con infección vaginal por C albicans (15%)(20). Tampoco se encontró asociación entre infección vaginal por Candida con parto prematuro o bajo peso al nacer(21). Pero en pacientes portadoras de DIU no extraído o con cerclaje, está descrito el aislamiento de estos 914 microorganismos del líquido amniótico. En estos casos la Candida por intermedio de infección intraamniótica y corioamnionitis histológica se asocia con parto prematuro y aborto(8,9). La funisitis, al igual que en las infecciones bacterianas ascendentes, es de mal pronóstico, asociándose con prematurez, muerte perinatal (sepsis) y candidiasis congénita(22). Capítulo 30 - Ginecología Diagnóstico de Laboratorio Examen microscópico directo: Fresco, KOH al 10%, Tinción de Gram y Papanicolaou: tienen sensibilidad 26% y especificidad 100%. Morbilidad infecciosa materna Hay baja o ausente incidencia de morbilidad materna febril en la infección intraamniótica por Candida(8). Diagnóstico Diagnóstico clínico de Candida albicans Prurito/Ardor vulvar muy intenso Flujo blanco, grumoso, disgregado Eritema-inflamación mucosa(vulva y vagina) Lesiones de grataje Ausencia mal olor pH ácido Diagnóstico clínico de Candida glabrata Menor inflamación vulvovaginal Flujo menos caseoso o grumoso. No se adhiere a la pared vaginal(no forma hifas) (23,24). Figura 3. Examen al fresco (blastoconidias, hifas) Tinción de Gram Gram vaginal de paciente con CVV. Se observa intensa reacción inf lamatoria y la presencia de abundantes levaduras. Cultivo. Para el aislamiento de especies de Candida se dispone de dos medios de cultivo: agar Sabouraud y agar cromogénico. El agar Sabouraud es un medio básico empleado en el aislamiento de los hongos. Contiene un antimicrobiano de amplio espectro para eliminar la Microbiota bacteriana. Las levaduras crecen en este medio entre 48 y 96 h. de incubación, esperándose hasta cinco días para descartar los cultivos. La identificación de las levaduras se efectúa mediante la determinación del tubo germinativo, que es un túbulo delgado de paredes rectas, no septado en el sitio de unión con la célula madre(23,25) que emite C albicans al ser colocada en suero. Las otras especies de Candida no forman tubo germinativo. La identificación de las especies de Candida no albicans requiere pruebas de asimilación o de fermentación de azúcares o se efectúa Figura 1. Figura 2. Figura 4. Tubo germinativo 915 Infección genital por microcultivo, identificando las estructuras que desarrollan las levaduras en un medio pobre como agar maíz con Tween 80. Agar cromogénico. El Agar CHROMagar es uno de los medios comerciales que se emplean para aislar e identificar las especies de Candida con una gran sensibilidad y especificidad(26). Contiene sustratos nutritivos cromogénicos que son usados diferencialmente por las especies de levaduras generando al crecer colonias de distintos colores. C glabrata genera colonias rosa rojizo púrpura, C tropicalis desarrolla colonias azules, C krusei forma colonias rosadas pálidas con bordes blancos y C parapsilosis da origen a colonias blanco marfil(23,25). La morfología de las colonias también asiste en el proceso de identificación. El diagnóstico se obtiene entre 48 y 72 h. a b c Las especies son menos susceptibles que la C albicans a los compuestos azólicos(2-7). Se ha sugerido que el aumento de la incidencia de C glabrata ha ocurrido por un mecanismo de selección por el uso indiscriminado de terapias antifúngicas, especialmente por automedicación con compuestos azólicos, orales o de uso tópico(6). Este cambio epidemiológico tiene repercusiones clínicas, porque C glabrata ha sido también asociada con CVV crónica y recurrente(3-6). La mejoría clínica y erradicación microbiológica de estos casos se logra con óvulos vaginales de ácido bórico por catorce días(2,3). Susceptibilidad: se puede obtener por la técnica de la Microdilución en caldo (CIM) y el E-test. Manejo Tratamiento CVV no complicada: Buen resultado tópico u oral, dosis única o catorce días(27). • Se aconseja abstinencia sexual durante el tratamiento • Tratamiento antifúngico. Tópico (intravaginal profundo y sobre la piel vulvar) u oral. Clotrimazol, un óvulo vaginal (100 mg) en la noche por siete días; crema dos veces al día por siete días. Un óvulo vaginal 500 mg dosis única. Nistatina, un óvulo vaginal (100.000 UI) en la noche por diez días; ungüento una vez al día por diez días. Fluconazol, una cápsula (150 mg) por una vez. Puede ser usado en el embarazo. Ketoconazol / Itraconazol Miconazol 2% crema, 5 g día por siete días. Un supositorio 200 mg día por tres días. Un supositorio 100-mg día por siete días. Durante el primer trimestre preferir clotrimazol, nistatina y miconazol dado que se han utilizado por muchos años sin que exista evidencia de teratogénesis. 3. Con compromiso de piel repetir fluconazol una cápsula (150 mg) a la semana, una o dos veces más. Candidiasis vulvovaginal recurrente Figura 5. Agar cromogénico. a) C tropicalis, b) C glabrata, c) C krusei. Factores predisponentes. Se invocan los siguientes factores en su presentación: variedad de cepas, aparición de resistencia, diabetes, colonización persistente, falla de la inmunidad celular y polimorfismo genético. Variedad de cepas. En Chile, al igual que en otros países la frecuencia de C albicans ha disminuido y han aumentado las Candida spp. Las Candidas especies más frecuentemente aisladas son C glabrata, 916 Capítulo 30 - Ginecología C tropicalis, C parapsilosis y C krusei(10). Se sostiene que C glabrata ha aumentado la incidencia por un mecanismo de selección frente a uso indiscriminado o automedicación de terapias antifúngicas azólicas(6). Resistencia. Las Candidas spp presentan menor susceptibilidad in vitro al f luconazol y a otros compuestos azólicos que C albicans, o exhiben resistencia intrínseca como C krusei(2-7). La resistencia frente a azoles se ha detectado preferentemente con C glabrata. Uno de los factores que ha intervenido para incrementar esta resistencia es el uso indiscriminado de terapias antifúngicas azólicas. Es conveniente, por lo tanto, para optimizar el tratamiento en pacientes con CVVR la identificación de las especies(28). En Chile este aumento de la resistencia frente a los azoles se aprecia en la Tabla I. Tabla I. Resistencia de Candida spp aisladas en Chile(29) frente a fluconazol e itraconazol* Especie % resistencia Fluconazol C. Albicans 0 C. Parapsilosis 5 C. Tropicalis 17 C. Famata 0 C. Glabrata 40 % resistencia Itraconazol 0 0 0 33 60 *100% Sensibilidad a Anfotericina Diabetes En la mayoría de las pacientes con CVVR existe un trasfondo de diabetes. La tolerancia a la glucosa (75g) está alterada y la hemoglobina glicosilada es significativamente mayor en estas mujeres, en comparación con pacientes con Candidiasis no complicada. En este grupo el manejo metabólico adecuado favorecerá el tratamiento satisfactorio de la candidiasis. Colonización persistente En pacientes con CVVR se detecta más fácilmente Candida asintomática en la vagina en comparación con mujeres con infecciones aisladas. Un déficit de la inmunidad celular permite la proliferación y persistencia de la Candida(30). Falla de la inmunidad celular Falla en la respuesta de las células T: Aunque el empeoramiento de la respuesta de las células T se asocia con CVVR, los datos de la respuesta inmunológica en estas pacientes son controversiales. Se sostiene que la CVVR aparece por baja o ausente producción de IFN-gamma, como consecuencia de una falla de la respuesta de las células T helper regulada por la producción de IL-10(31). Pero también se sostiene que en pacientes con lesiones de la mucosa por CVVR existen altos niveles de producción de IFN-gamma uno por las células T helper, con bajos niveles de IL-4(32). También puede existir en la inmunidad celular, elevación tardía (16 a 18 h.) de las interleukinas 2 y 12, IFN-gamma e histaminas(33). Otra alteración de la inmunidad encontrada en la vagina es la existencia de bajos niveles de mannosabinding lectina (MBL) asociada a un polimorfismo genético. La MBL con estructura similar al complemento C1q es un elemento clave de la inmunidad innata(34). En las pacientes sin esta alteración los niveles adecuados de MBL impiden la repetición de episodios candidiásicos (Candidiasis simple o no complicada)(34,35). También se ha encontrado niveles menores de actividad antifúngica vaginal en mujeres con CVVR en comparación con controles(36). Polimorfismo genético Se ha encontrado en pacientes con CVVR polimorfismo en alelo 54 del gen MBL (mannosebinding lectin) que conduce como se ha dicho, a producción de bajos niveles de mannosa-binding lectina en la vagina y a la repetición de los episodios de Candidiasis por alteración de la inmunidad innata anticándida(34,35). Otra asociación entre polimorfismo en el alelo 54 de un gen de MBL es con enfermedades autoinmunes (lupus eritematoso diseminado, artritis reumatoide y Síndrome de Sjögren’s). En Japón en estas pacientes se ha encontrado aumento de los niveles séricos de MBL que explicarían en parte la aparición de estas enfermedades(37). Otro polimorfismo estudiado es en el alelo 589 del gen de IL-4. Aumenta la producción de IL-4 en la secreción vaginal con disminución de factores anticándida a este nivel, óxido nítrico y MBL(38). Manejo CVVR(39) • Confirmar el diagnóstico de CVVR. • Descartar otras infecciones vaginales y otras entidades no infecciosas que se presentan con idénticos síntomas. Identificación de especies y Infección genital • sensibilidad fúngica. Identificar diabetes. Tratamiento CVVR • Itraconazol oral 100 mg x día x 14-21 días. • Ketoconazol oral 200 mg x día x 14-21 días. • Fluconazol oral 150 mg semanal x 6 semanas. • Clotrimazol óvulo vaginal 100-mg x día por 14 días. • Tratamiento mantención: 6 meses(40). • Tratamiento a la pareja: Balanitis. • Otras alternativas. • Acido bórico (C glabrata) Mala respuesta a tratamientos habituales, 300 mg vaginales (óvulo 300 mg) por catorce días, luego 300 mg por cinco días desde el primer día de la regla durante cinco ciclos menstruales (80% cura)(2,3,41). • Fluconazol oral 150 mg semanal por seis meses(42). Este tratamiento prolongado reduce la tasa de recurrencias de la CVVR sintomática, pero la curación a largo plazo difícilmente se logra. • Dexagin óvulos (ácido bórico, dexametasona, diyodohidroxiquinoleina, lactosa, cloruro de benzalconio) un óvulo vaginal por catorce días. Prevención Se sabe que los microorganismos probióticos orales (L rhamnosus, L acidophilus o L fermentum) por estimulación del sistema inmune pueden prevenir infecciones en órganos distantes. Los mecanismos que se invocan para lograr este efecto son: a) algunas bacterias probióticas ingeridas oralmente pueden llegar en estado viable al aparato urogenital, y b) la mucosa intestinal “mejorada” inhibe traslocaciones de potenciales patógenos que por vía hematógena afectan la microflora del tracto urogenital y de la cavidad oral. Se han obtenido efectos beneficiosos en la prevención de infección del tracto urinario, vaginosis bacteriana, gastritis por H pylori e infecciones respiratorias en niños. En CVVR se requieren más estudios para demostrar eficacia en la prevención(43,44). BIBLIOGRAFÍA 1. Sobel JD. Candidal vulvovaginitis. Clin Obstet Gynecol 1993; 36: 152-65. 2. Redondo-López V, Lynch M, Schmitt C, Cook R, Sobel JD. Torulopsis glabrata vaginitis: Clinical aspects and susceptibility to antifungal agents. Obstet Gynecol 1990; 76: 651-5. 3. Spinillo A, Capuzzo E, Egbe TO, Baltaro F, Nicola S, 917 Piazzi G. Torulopsis glabrata vaginitis. Obstet Gynecol 1995; 85: 993-8. 4. Fidel PL, Vásquez JA, Sobel JD. Candida glabrata: Review of epidemiology, pathogenesis and clinical disease with comparison to C. albicans. Clin Microbiol Rev 1999; 12: 80-96. 5. Horowitz BJ. Antifungal therapy in the management of chronic candidiasis. Am J Obstet Gynecol 1988; 158: 996-7. 6. Sobel JD, Chaim W. Treatment of Torulopsis glabrata vaginitis: Retrospective review of boric acid therapy. Clin Infect Dis 1997; 24: 649-52. 7. Sobel JD, Faro S, Force R, Foxman B, Ledger WJ, Nyirjesy PR, Reed BD, Summers PR. Vulvovaginal candidiasis: epidemiologic, diagnostic, and therapeutic considerations. Am J Obstet Gynecol 1998; 178: 203-11. 8. Roque H, Abdelhak Y, Young BK. Intra amniotic candidiasis. Case report and meta-analysis of 54 cases. Perinat Med. 1999; 27: 253-62. 9. Horn L, Nenoff P, Ziegert M, Hockel M. Missed abortion complicated by Candida infection in a woman with rested IUD. Arch Gynecol Obstet 2001; 264: 215-7. 10. Gatica JL, Goic I, Martínez MA, Reid I, Céspedes P, Arias C, Ovalle A, Muster O. Utilidad del Agar cromocándida para el diagnóstico diferencial de candida spp aisladas de muestras vaginales. Rev Chil Obstet Ginecol 2002; 67: 300-304. 11. Hurley R. Recurrent Candida infection. Clin Obstet Gynaecol 1981; 8: 209-14. 12. Naglik JR, Challacombe SJ, Hube B. Candida albicans secreted aspartyl proteinases in virulence and pathogenesis. Microbiology and Molecular Biology Reviews; 2003: 67: 400-428. 13. Fidel P L, Lynch M, Sobel J. Candida-specific Th1type responsiveness in mice with experimental vaginal candidiasis. Infect Immun 1993; 61: 4202-07. 14. Fidel P L, Lynch M E, Sobel J D. Effects of preinduced Candida-specific systemic cell-mediated immunity on experimental vaginal candidiasis. Infect Immun 1994; 62: 1.032-38. 15. Fidel P L, Lynch M E, Redondo-López V, Sobel J D, Robinson R. Systemic cell-mediated immune reactivity in women with recurrent vulvovaginal candidiasis (RVVC). J Infect Dis 1993; 168: 1.458-65. 16. Fidel PL. Immunity in vaginal candidiasis. Curr Opin Infect Dis 2005; 18: 107-11. 17. Barousse M, Espinosa T, Dunlap K, Fidel PL. Vaginal epithelial cell anti-Candida albicans activity is associated with protection against symptomatic vaginal candidiasis. Infect Immun 2005; 73: 7.765-67. 18. Ovalle A, Martínez MA, Giglio S, Poblete JP, Fuentes A, Villablanca E, Gómez R. Microbiología aislada en la rotura prematura de membranas de pretérmino. Relación con morbilidad infecciosa materna neonatal e intervalo rotura de membranas-parto. Rev Chil Obstet Ginecol 1995; 60: 252-62. 918 19. Ovalle A, Martínez MA, Kakarieka ME, Gómez R, Torres J, Fuentes A, Ruiz M, Ángel R. Histopatología de la placenta en la rotura prematura de membranas de pretérmino. Relación con la microbiología aislada y con los resultados maternoneonatales. Rev Med Chile 1998; 126: 911-918. 20. Ovalle A, Martínez MA, Gómez R, Sáez J, Menares I, Aspillaga C y Schwarze JE. Parto prematuro con membranas intactas. Microbiología del líquido amniótico y tracto genital inferior y su relación con los resultados maternoneonatales. Rev Med Chile 2000; 128: 985-95. 21. Cotch MF, Hillier SL, Gibbs RS, Eschenbach DA. Epidemiology and outcomes associated with moderate to heavy Candida colonization during pregnancy. Vaginal Infections and Prematurity Study Group. Am J Obstet Gynecol. 1998; 178: 374-80. 22. Qureshi F, Jacques SM, Bendon RW, Faye-Peterson OM, Heifetz SA, Redline R, Sander CM. Candida funisitis: A clinicopathologic study of 32 cases. Pediatr Dev Pathol. 1998; 1: 118-24. 23. Forbes BA, Sahm DF y Weissfeld AS: Laboratory methods in basic mycology. Bailey & Scott’s. Diagnostic Microbiology. 10th ed. New York: Mosby Inc, 1998. 24. Nyirjesy P, Seeney SM, Terry Grody MH, Jordan CA, Buckley HR: Chronic fungal vaginitis: The values of cultures. Am J Obstet Gynecol 1995; 173: 820-3. 25. Campbell MC, Stewart JL: The medical mycology handbook. New York: John Wiley & Sons, 1980. 26. Odds FC, Bernaerts R: CHROMagar Candida, a new differential isolation medium for presumptive identification of clinically important Candida species. J Clin Microbiol 1994; 32: 1.923-9. 27. Guidelines for treatment of STD. CDC MMWR. 2002; 47(RR-1): 76. 28. García Heredia M, García SD, Copolillo EF, Cora Eliseth M, Barata AD, Vay CA, de Torres RA, Tiraboschi N, Famiglietti AM. Prevalence of vaginal candidiasis in pregnant women. Identification of yeasts and susceptibility to antifungal agents. Rev Argent Microbiol. 2006; 38: 9-12. 29. Silva V, Díaz MC, Febré N. Vigilancia de la resistencia de levaduras a antifúngicos Rev Chil Infect 2002; 19 Supl 2: 149-56. 30. Giraldo P, von Nowaskonski A, Gomes FA, Linhares I, Neves NA, Witkin SS. Vaginal colonization by Candida in asymptomatic women with and without a history of recurrent vulvovaginal candidiasis. Obstet Gynecol. 2000; 95: 413-6. 31. Carvalho LP, Bacellar O, Neves N, de Jesús AR, Carvalho EM. Downregulation of IFN-gamma production in patients with recurrent vaginal candidiasis. J Allergy Clin Immunol. 2002; 109: 102-5. 32. Piccinni MP, Vultaggio A, Scaletti C, Livi C, Gómez MJ, Giudizi MG, Biagiotti R, Cassone A, Romagnani Capítulo 30 - Ginecología S, Maggi E. Type 1 T helper cells specific for Candida albicans antigens in peripheral blood and vaginal mucosa of women with recurrent vaginal candidiasis. J Infect Dis. 2002; 186: 87-93. 33. Fidel PL Jr, Ginsburg KA, Cutright JL, Wolf NA, Leaman D, Dunlap K, Sobel JD. Vaginal-associated immunity in women with recurrent vulvovaginal candidiasis: evidence for vaginal Th1-type responses following intravaginal challenge with Candida antigen. J Infect Dis. 1997; 176: 728-39. 34. Babula O, Lazdane G, Kroica J, Ledger WJ, Witkin SS. Relation between recurrent vulvovaginal candidiasis, vaginal concentrations of mannose-binding lectin, and a mannose-binding lectin gene polymorphism in Latvian women. et al. Clin Infect Dis. 2003; 37: 733-7. 35. Liu F, Liao Q, Liu Z. Mannose-binding lectin and vulvovaginal candidiasis. Int J Gynaecol Obstet. 2006; 92: 43-7. 36. Barousse M, Steele C, Dunlap K, Espinosa T, Boikov D, Sobel JD. Growth inhibition of Candida albicans by human vaginal epithelial cells. J Infect Dis 2001; 184: 1.489-93. 37. Tsutsumi A, Sasaki K, Wakamiya N, Ichikawa K, Atsumi T, Ohtani K, Suzuki Y, Koike T, Sumida T. Mannose-binding lectin gene: polymorphisms in Japanese patients with systemic lupus erythematosus, rheumatoid arthritis and syndrome. Genes Immun. 2001; 2: 99-104. 38. Babula O, Lazdane G, Kroica J, Linhares IM, Ledger WJ, Witkin SS. Frequency of interleukin-4 (IL-4) -589 gene polymorphism and vaginal concentrations of IL-4, nitric oxide, and mannose-binding lectin in women with recurrent vulvovaginal candidiasis. Clin Infect Dis. 2005; 40: 1.258-62. 39. Sobel JD. Management of patients with recurrent vulvovaginal candidiasis. Drugs. 2003; 63: 1.059-66. 40. MacNeill C, Carey JC. Recurrent vulvovaginal candidiasis. Curr Womens Health Rep. 2001; 1: 31-5. 41. Sobel JD, Chaim W, Nagappan V, Leaman D. Treatment of vaginitis caused by Candida glabrata: use of topical boric acid and flucytosine. Am J Obstet Gynecol. 2003; 189: 1.297-300. 42. Sobel JD, Wiesenfeld HC, Martens M, Danna P, Hooton TM, Rompalo A, Sperling M, Livengood C 3rd, Horowitz B, Von Thron J, Edwards L, Panzer H, Chu TC. Maintenance fluconazole therapy for recurrent vulvovaginal candidiasis. N Engl J Med. 2004; 351: 876-83. 43. de Vrese M, Schrezenmeir J. Probiotics and nonintestinal infectious conditions Br J Nutr. 2002; 88 Suppl 1: S59-66. 44. Falagas ME, Betsi GI, Athanasiou S. Probiotics for prevention of recurrent vulvovaginal candidiasis: a review. J Antimicrob Chemother. 2006; 58: 266-72. 919 Infección genital INFECCIÓN GENITAL TRICHOMONA VAGINALIS INTRODUCCIÓN Trichomoniasis, la enfermedad de transmisión sexual no viral más común en el mundo, es causada por el protozoo flagelar Trichomona vaginalis (TV), parásito flagelado, unicelular, móvil que puede infectar el aparato génitourinario de hombres y mujeres. El espectro clínico varía desde un estado asintomático a un cuadro con síntomas suaves, moderados o severos. Induce en los neutrófilos la producción de IL-8, responsable del reclutamiento y activación leucocitaria. La acumulación leucocitaria causaría la inflamación que acompaña a la infección. Produce fosfolipasas A2 y C y Citotoxinas. La sangre (menstruación) favorece su crecimiento. En la mujer causa frecuentemente un cuadro vaginal inflamatorio caracterizado por flujo vaginal verdoso, ardor, prurito y disuria. Se asocia con parto prematuro y niños con bajo peso al nacer, especialmente en la población negra americana. La TV se ha aislado desde el líquido amniótico, desconociéndose con certeza su papel patógeno en estas circunstancias. Amplifica la transmisión del VIH en ciertas poblaciones, se asocia con cepas oncogénicas del HPV incrementando las neoplasias cervicales y aumenta el riesgo de EIP en mujeres infectadas con C trachomatis. Frecuencia Según la OMS, existen 120 millones de mujeres con Trichomoniasis cada año. La prevalencia según grupo estudiado: población general 0.5%, universitarias 3%, adolescentes 6%, población en riesgo de VIH 18 a 33%, prostitutas 37%. La TV puede encontrarse en la vagina en forma asintomática en una proporción de pacientes embarazadas (2 %). Ubicación: Vagina, uretra, glándula Bartholino, próstata. Características generales: compromete la vagina causando vaginitis (40% asintomática), el cérvix, la uretra, glándulas de Bartholino, de Skene, recto y próstata. El Microorganismo T vaginalis es un protozoo flagelado, de 9x7 µm. que se caracteriza por su morfología piriforme cuando crece en cultivos axénicos (Figura 1). En contraste, el microorganismo se aplana y adopta una morfología ameboídea cuando se adhiere a monocapas de células vaginales humanas in vitro(1). En su estructura destacan una membrana ondulante, formada por extensión de la membrana plasmática y el axostilo, que corresponde a un manojo de microtúbulos de orientación anteroposterior. Poseen además, cuatro flagelos anteriores y un flagelo envuelto por la membrana ondulante. Las tricomonas carecen de mitocondrias y los procesos de obtención de energía se llevan a cabo en los hidrogenosomas, precursores de las mitocondrias. El microorganismo se multiplica por fisión binaria. Figura 1. Mecanismos de patogenicidad Las Trichomonas se adhieren estrechamente al epitelio vaginal, luego de solubilizar la barrera de mucina mediante la acción de mucinasas(2). TV posee cuatro adhesinas y varias cisteín-proteasas de superficie que participan en el proceso de adherencia. El control de la expresión de las adhesinas está regulado a nivel transcripcional por la presencia de fierro. Las evidencias indican que la adherencia de TV a las mucosas del hospedero es un proceso multifactorial, 920 porque la adherencia eficiente del microorganismo a monocapas de células HeLa requiere la cooperación de ambos tipos de moléculas(3). TV secreta varias proteasas, de 20 a 110 kDa, destacando por su mayor número las cisteín-proteasas. Estas proteínas son los principales factores de virulencia producidos por el microorganismo. Además de su participación en el proceso de adherencia ya mencionado, han sido identificadas como un factor de desprendimiento celular, ya que actúan soltando las células de los cultivos celulares y constituyen además, factores citotóxicos responsables de la introducción de poros en las membranas celulares y eritrocitos del hospedero(3). Recientemente se ha demostrado que una cisteín-proteasa de 24 kDa induce la lisis celular mediante el mecanismo de apoptosis(4). La infección por TV estimula la llegada de neutrófilos al sitio de infección. Se ha demostrado que TV induce en los neutrófilos la producción de IL-8, mediante la vía de transducción de señales NF-κβ y MAP kinasa. La IL-8 es una potente quemoquina responsable del reclutamiento y activación leucocitaria. La acumulación leucocitaria causaría la inflamación que acompaña a la infección(5). Recientemente se ha demostrado la capacidad de M hominis de invadir, sobrevivir y multiplicarse en el citoplasma de TV(6). Esta estrecha relación microbiana permitiría la transmisión de M hominis a nuevos hospederos y explicaría la persistencia de M hominis en el tracto genital de algunas mujeres a pesar de la terapia antimicrobiana. La capacidad de reservorio microbiano de los protozoos fue descrita por primera vez para la Enfermedad del Legionario e involucra la simbiosis de Legionella pneumophila en amebas de vida libre. Sin embargo, T vaginalis y M hominis son patógenos humanos estrictos, siendo incapaces de sobrevivir en el ambiente, por lo que la simbiosis se debe establecer en el tracto genital. Clínica El espectro clínico es variable desde un estado asintomático hasta un cuadro severo. Los factores exactos que determinan esta expresión variable de sintomatología no están bien dilucidados. Se postula que la producción de inmunoglobulinas específicas IgG, particularmente IgG1 e IgM en las mujeres infectadas por TV juega un papel en la aparición de trichomoniasis sintomática(6). En el 60% de los casos la infección es sintomática causando irritación vaginal (75%), dispareunia, disuria y dolor abdominal bajo. El flujo genital es fluido, Capítulo 30 - Ginecología amarillo-verdoso, espumoso (10%) y de mal olor (97%). El cérvix “en fresa” se presenta entre 2 a 10% al ojo desnudo y 90% a la colposcopía (Figura 2). Figura 2. Importancia clínica Asociación con otras ITS Está descrito la frecuente coexistencia entre TV con C trachomatis y N gonorrhoeae. Por esta razón se considera que TV es un marcador de ITS(7) y por lo tanto es recomendable en pacientes con infección por TV el tratamiento empírico de C trachomatis y N gonorrhoeae(8). También es reconocida la asociación con HPV (cepas oncogénicas 16,18, 31, 33)(9). Asociación con RPM, parto prematuro Existe asociación significativa, entre infección por TV sola o asociada con vaginosis bacteriana y C trachomatis con parto prematuro y niños con bajo peso al nacer, especialmente en la población negra donde TV es más prevalente(10,11). Tratamiento antibiótico de TV y resultados El tratamiento con una sola dosis de nitroimidazole erradica la infección en la paciente ginecológica. Esto permite disminuir la transmisión del VIH en la mujer con trichomoniasis(12). Pero en la población embarazada el tratamiento de la trichomoniasis con metronidazol reduce el riesgo de infección persistente(12,13), pero incrementa la incidencia de parto prematuro y niños con bajo peso de nacimiento(12-15). 921 Infección genital No se sabe exactamente por qué ocurre esto. Se postula que con el tratamiento con metronidazol se liberaría un virus (de doble cadena de RNA, albergado en la T vaginalis) o bien la muerte de este parásito puede inducir respuesta inflamatoria que aumentaría el parto prematuro(16). La tricomoniasis asintomática no se relaciona con parto prematuro. Su pesquisa y tratamiento rutinario no se recomienda(17). Indicador de riesgo de VIH TV incrementa el riesgo de infección por VIH, según las evidencias actuales porque: a) produce en el epitelio urogenital disrupción lo que facilita el pasaje del VIH a las capas vecinas y activación de la inflamación local incrementando la replicación(18); b) amplifica la transmisión del VIH en las comunidades afroamericanas estadounidenses(19) y c) ingiere y digiere linfocitos infectados con VIH (experiencia in vitro)(20). Asociación con NIE Son fuertes las evidencias que asocian TV con NIE: a) es frecuente la coexistencia entre TV y HPV cepas oncogénicos(16,18); b) en estudio en que se analizaron varios trabajos mediante análisis combinado, se encontró asociación entre TV y el riesgo de neoplasia cervical(21). Esta asociación es responsable del 5% de las neoplasias cervicales(22) y c) pacientes con NIE tuvieron anticuerpos anti TV en mayor cantidad que pacientes controles. Este incremento fue mayor en las mujeres entre 40-49 años y con NIE II-III(23). Asociación con EIP T vaginalis, vaginosis bacteriana C trachomatis, Mycoplasma spp. y N gonorrhoeae son los patógenos más frecuentemente asociados con EIP(24). CT es la causa más frecuente de EIP en todo el mundo. También es frecuente la ocurrencia de EIP en la mujer con colonización endocervical por Chlamydia trachomatis asociada con TV(25) y especialmente cuando la mujer presenta infección por VIH(26). Diagnóstico microbiológico El diagnóstico se efectúa generalmente por examen al fresco de la secreción vaginal, procedimiento que tiene entre 38% y 82% de sensibilidad y que depende de la capacidad de visualización de Trichomonas móviles(3). Las muestras deben ser observadas al microscopio en las primeras dos horas de obtenidas, ya que el microorganismo va perdiendo la movilidad a temperatura ambiente. El aislamiento en caldos de cultivo es la técnica de referencia para el diagnóstico de TV, pero se requieren tres a cinco días para la obtención de resultados y los medios de cultivo duran 2-4 semanas. TV es un organismo anaerobio y crece en la parte inferior de los medios de cultivo, desde donde se extraen alícuotas para observar al microscopio los trofozoitos móviles. El diagnóstico de Trichomonas mediante la tinción de Papanicolaou tiene la ventaja de su amplia disponibilidad y su buena especificidad, 95%(28). Sin embargo, la tinción tiene alrededor de 40% de falsos negativos(28). Las trichomonas suelen redondearse y perder su morfología piriforme en muestras con alto contenido en leucocitos. En estas circunstancias es difícil distinguirlas de estos elementos celulares. Por otra parte, los flagelos no son fácilmente detectables en todas las preparaciones. En los últimos años se han diseñado numerosos partidores que permiten amplificar varias regiones específicas del genoma de TV, demostrando ser más sensibles que el cultivo y el examen al fresco(3). Sin embargo, probablemente el desconocimiento del impacto que tiene la infección por TV ha desestimado la necesidad de implementar estas técnicas de mayor sensibilidad. Diagnóstico Clínico Descarga vaginal purulenta, verdosa o cremosa, que produce ardor, dolor vaginal, prurito y disuria. Tiene importante eritema vaginal y en algunas ocasiones cérvix inflamatorio como “fresa”. Tratamiento Manejo • • Se aconseja tratamiento a la pareja y abstinencia sexual durante el tratamiento Tratamiento farmacológico(13,15,31,32): a.Metronidazol 500 mg vaginal cada 12 horas x siete días b.Metronidazol 250 mg oral cada 12 hrs. x siete días c.Metronidazol 2 gr oral x una dosis d.Tinidazol 2 gr x una dosis. El metronidazol clasificado por la FDA como categoría B, no parece asociarse con riesgo teratogénico aumentado. Como alternativa durante el primer trimestre del embarazo las pacientes pueden tratarse con óvulos 922 de clotrimazol de 100 mg por seis días. Metronidazol en una dosis oral es suficiente para la cura parasitológica. Es más alta con el tratamiento de las parejas sexuales(15). Otros: Ornidazol:1,5 g dosis única (95% éxito) Clotrimazol óvulos, Povidona yodada. Falla del tratamiento Se recomienda repetir mismo esquema o alternativo. Si no se trató a la pareja, es necesario tratarla. Con falla terapéutica: se recomienda usar Metronidazol 2gr c/24 horas por siete a diez días. La resistencia al metronidazol es infrecuente. En estos casos se recomienda Tinidazol: 2gr dosis única. La alternativa con nitroimidazol frente a resistencia no es tan clara su eficacia y tiene significativa toxicidad(32). BIBLIOGRAFÍA 1. Arroyo R, González-Robles A, Martínez-Palomo A, Alderete JF. Signalling of Trichomonas vaginalis for amoeboid transformation and adhesion synthesis follows cytoadherence. Mol Microbiol 1993; 7: 299-309. 2. Lehker MW, Sweeney D. Trichomonal invasion of the mucous layer requires adhesins, mucinases, and motility. Sex Transm Inf 1999; 75; 231-238. 3. Schwebke JR, Burgess D. Trichomoniasis. Clin Microbiol Rev 2004; 17: 794-803. 4. Sommer U, Costello CE,Hayes GR, Beach DH, Gilbert RO, Lucas JJ, Singh BN. Identification of Trichomonas vaginalis cysteine proteases that induce apoptosis in human vaginal epithelial cells. J Biol Chem 2005; 280: 23.853-23.860. 5. Ryu J-S, Kang J-H, Jung S-Y, Shin M-H, Kim J-M, Park H, Min D-Y. Production of Interleukin-8 by human neutrophils stimulated with Trichomonas vaginalis. Infect Immun 2004; 72: 1.326-32. 6. Dessi D, Delogu G, Emonte E, Catania MR, Fiori PL, Rappelli P. Long-term survival and intracellular replication of Mycoplasma hominis in Trichomonas vaginalis cells: potential role of the protozoon in transmitting bacterial infection. Infect Immun 2005; 73: 1.180-6. 7. Yadav M, Gupta I, Malla N. India. Kinetics of immunoglobulin G, M, A and IgG subclass responses in experimental intravaginal trichomoniasis: prominence of IgG1 response. Parasite Immunol. 2005; 27: 461-7. 8. Reynolds M, Wilson J. Is Trichomonas vaginalis still a marker for other sexually transmitted infections in women Int J STD AIDS. 1996; 7: 131-2. 9. Lo M, Reid M, Brokenshire M. Epidemiological Capítulo 30 - Ginecología features of women with trichomoniasis in Auckland sexual health clinics: 1998-99. N Z Med J. 2002; 115: U119. 10. Garland SM, Tabrizi SN, Chen S, Byambaa C, Davaajav K. Prevalence of sexually transmitted infections (Neisseria gonorrhoeae, Chlamydiatrachomatis, Trichomonas vaginalis and human papillomavirus) in female attendees of a sexually transmitted diseases clinic in Ulaanbaatar, Mongolia. Infect Dis Obstet Gynecol. 2001; 9: 143-6. 11. Cotch MF, Pastorek JG 2nd, Nugent RP, Hillier SL, Gibbs RS, Martin DH, Eschenbach DA, Edelman R, Carey JC, Regan JA, Krohn MA, Klebanoff MA, Rao AV, Rhoads GG. Trichomonas vaginalis associated with low birth weight and preterm delivery. The Vaginal Infections and Prematurity Study Group. Sex Transm Dis. 1997; 24: 353-60. 12. French JI, McGregor JA, Parker R. Readily treatable reproductive tract infections and preterm birth among black women. Am J Obstet Gynecol. 2006; 194: 1.717-26. 13. Forna F, Gulmezoglu AM. Interventions for treating trichomoniasis in women. Update of: Cochrane Database Syst Rev. 2003; (2): CD000218. 14. Okun N, Gronau KA, Hannah ME. Antibiotics for bacterial vaginosis or Trichomonas vaginalis in pregnancy: a systematic review. Health and Human Development trial that found an excess of preterm births in children of women with Trichomonas vaginalis infection who were treated with metronidazole. Obstet Gynecol. 2005; 105: 857-68. 15. Gulmezoglu AM. Interventions for trichomoniasis in pregnancy. Cochrane Database Syst Rev. 2002; (3): CD000220. 16. Kigozi GG, Brahmbhatt H, Wabwire-Mangen F, Wawer MJ, Serwadda D, Sewankambo N, Gray RH.Treatment of Trichomonas in pregnancy and adverse outcomes of pregnancy: a subanalysis of a randomized trial in Rakai, Uganda. Am J Obstet Gynecol. 2003; 189: 1.398-400. 17. Champney WS, Curtis SK, Samuels R. Cytopathology and release of an RNA virus from a strain of Trichomonas vaginalis. Int J Parasitol. 1995; 25: 1.463-71. 18. Klebanoff MA, Carey JC, Hauth JC, Hillier SL, Nugent RP, Thom EA, Ernest JM, Heine RP, Wapner RJ, Trout W, Moawad A, Leveno KJ, Miodovnik M, Sibai BM, Van Dorsten JP, Dombrowski MP, O’Sullivan MJ, Varner M, Langer O, McNellis D, Roberts JM. Failure of metronidazole to prevent preterm delivery among pregnant women with asymptomatic Trichomonas vaginalis infection. N Engl J Med 2001 16; 345: 487-93. 19. Guenthner PC, Secor WE, Dezzutti CS. Trichomonas vaginalis-induced epithelial monolayer disruption and human immunodeficiency virus type 1 (HIV-1) replication: implications for the sexual transmission of HIV-1. Infect Immun. 2005; 73: 4.155-60. 20. Sorvillo F, Smith L, Kerndt P, Ash L. Trichomonas Infección genital vaginalis, HIV, and African-Americans. Emerg Infect Dis. 2001; 7: 927-32. 21. Rendon-Maldonado J, Espinosa-Cantellano M, Soler C, Torres JV, Martínez-Palomo A.Trichomonas vaginalis: in vitro attachment and internalization of HIV-1 and HIV-1-infected lymphocytes. J Eukaryot Microbiol. 2003; 50: 43-8. 22. Zhang ZF, Begg CB. Is Trichomonas vaginalis a cause of cervical neoplasia? Results from a combined analysis of 24 studies. Int J Epidemiol. 1994; 23: 682-90. 23. Zhang ZF, Graham S, Yu SZ, Marshall J, Zielezny M, Chen YX, Sun M, Tang SL, Liao CS, Xu JL, et al. Trichomonas vaginalis and cervical cancer. A prospective study in China. Ann Epidemiol. 1995; 5: 325-32. 24. Sayed el-Ahl SA, el-Wakil HS, Kamel NM, Mahmoud MS. A preliminary study on the relationship between Trichomonas vaginalis and cervical cancer in Egyptian women. J Egypt Soc Parasitol. 2002; 32: 167-78. 25. Grio R, Latino MA, Leotta E, Smirne C, Lanza A, Spagnolo E, Perozziello A, Caneparo A, Bello L, Lerro R. Sexually transmitted diseases and pelvic inflammatory disease. Minerva Ginecol. 2004; 56: 141-7. 26. Paisarntantiwong R, Brockmann S, Clarke L, Landesman S, Feldman J, Minkoff H. The relationship of vaginal trichomoniasis and pelvic inflammatory disease among 923 women colonized with Chlamydia trachomatis. Sex Transm Dis. 1995; 22: 344-7. 27. Moodley P, Wilkinson D, Connolly C, Moodley J, Sturm AW. Trichomonas vaginalis is associated with pelvic inflammatory disease in women infected with human immunodeficiency virus. Clin Infect Dis. 2002; 34: 519-22. 28. Wiese W, Patel SR, Patel SC, Ohl CA, Estrada CA. A meta-analysis of the Papanicolaou smear and wet mount for the diagnosis of vaginal trichomoniasis. Am J Med 2000; 108: 301-8. 29. Radonjic IV, Dzamic AM, Mitrovic SM, Arsic Arsenijevic VS, Popadic DM, Kranjcic Zec IF. Diagnosis of Trichomonas vaginalis infection: The sensitivities and specificities of microscopy, culture and PCR assay. Eur J Obstet Gynecol Reprod Biol. 2006; 126: 116-20. 30. Burtin B, Taddio A, Ariburnu O. Einarson TR, Koren G. Safety of metronidazole in pregnancy: A metaanalysis Am J Obstet Gynecol 1995; 172: 525-9. 31. CDC. Centers for Disease Control and Prevention. 2002 Guidelines for treatment of sexually transmitted diseases. MMWR.2002. 32. Nanda N, Michel RG, Kurdgelashvili G, Wendel KA. Trichomoniasis and its treatment. Expert Rev Anti Infect Ther. 2006; 4: 125-35. 924 Capítulo 30 - Ginecología