diagnóstico en parasitología

Clinical Handbook Series
Nestlé Purina PetCare Company
Checkerboard Square
St. Louis, Missouri
Parasitología: Diagnósticos en perros y gatos
Dwight D. Bowman, MS, PhD
Elizabeth A. Fogarty, BA
Clinical Handbook Series
Publicado por The Gloyd Group. Inc.
Wilmington, Delaware
©2003 por Nestlé Purina PetCare Company
Todos los derechos reservados.
Impreso en Argentina
Nestlé Purina PetCare Company: Checkerboard Square. St. Louis, Missouri, 63188
Primera impresión 2003
Este libro está protegido por las leyes de propiedad intelectual.
ISBN 0-9678005-9-5
Parasitología: Diagnósticos en perros y gatos
Dwight D. Bowman, MS, PhD
Elizabeth A. Fogarty, BA
Clinical Handbook Series
Nestlé Purina Pet Care Company • Parasitología: Diagnósticos en perros y gatos
3
Contenido
Introducción
7
Parte I
Capítulo 1: Análisis de materia fecal
Frotis fecal directo
Flotación con sulfato de zinc
Métodos de flotación estacionaria
Flotación centrífuga de azúcar
Análisis de sedimentación
Aparato de Baermann
Pruebas de antígenos fecales
Métodos de cultivo de materia fecal
11
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15
17
19
21
22
22
Capítulo 2: Muestras de orina
25
Capítulo 3: Muestras de sangre
Preparación húmeda para Microfilarias y Tripanosomas
Técnica de Knott
Técnicas de membrana
Equipos para pruebas de antígenos
Frotis de sangre teñida
27
27
27
29
29
29
Capítulo 4: Muestras de tejido
Raspaje de piel
Frotis de piel y aspirados de médula ósea
31
31
31
Parte II
Capítulo 5: Parásitos detectados en las heces — Estudio de casos
35
Capítulo 6: Parásitos detectados en la orina — Estudio de un caso
53
Capítulo 7: Parásitos detectados en la sangre — Estudio de casos
55
Capítulo 8: Parásitos detectados en muestras de tejido— Estudio de casos
63
Parte III
Glosario
Lecturas sugeridas
Índice de figuras
75
79
81
Nestlé Purina Pet Care Company • Parasitología: Diagnósticos en perros y gatos
5
Introducción
Los veterinarios en su consultorio hacen
exámenes de rutina de muestras de materia fecal, orina, sangre y tejidos para
detectar parásitos y diagnosticar parasitosis en perros y gatos. Sin embargo, no
hay un solo método que sea apropiado
para todos los tipos de parásitos. Por
ejemplo, si bien un frotis fecal directo
puede ser el mejor método para detectar los trofozoitos de ciertos flagelados,
con frecuencia este método no tiene la
sensibilidad suficiente para detectar el
extraño huevo de helminto que puede
estar presente. Una muestra de sedimento de orina teñido probablemente no
sea la mejor forma de detectar los huevos de distintos helmintos que pueden
estar presentes en el tracto urinario porque existen altas posibilidades de que
los huevos no se adhieran al portaobjetos durante el teñido. De manera similar, el teñido de portaobjetos con material de lavado traqueal puede no ser la
mejor forma de determinar si hay larvas
de Metastrongylidae o huevos de Paragonimus en la muestra, mientras que el
examen directo del sedimento es más
probable que de resultados positivos.
Cuando se conservan las muestras, la
densidad flotante de los huevos con frecuencia cambia y, por lo tanto, la misma
prueba que funciona bien en heces frescas puede resultar inapropiada en materia fecal conservada.
Cryptosporidium o larvas de Mesocestoides, pero, la mayoría de las veces, las
parasitosis pueden desaparecer con relativa facilidad. El diagnóstico correcto
permite administrar a tiempo un producto que curará a la mascota de su infección.
Existen dos tipos de exámenes parasitológicos: aquellos que se realizan como
parte de un examen físico de rutina y
aquellos que se realizan porque se sospecha de un agente o tipo de agente específico. Cuando se realiza un análisis de
materia fecal como parte de un estudio
físico de rutina, se elige una técnica que
de resultados uniformes y confiables para la mayoría de los parásitos más comunes. Se utilizan técnicas especiales
cuando existe la necesidad de buscar
una causa subyacente de una enfermedad inesperada o para verificar una sospecha clínica en base a un examen clínico u otros métodos diagnósticos como
las radiografías. Los métodos especializados, como por ejemplo los cultivos de
sangre y cultivos de piel o las biopsias
de médula ósea para detectar infecciones causadas por flagelados, a veces los
utilizan los laboratorios especiales. Estas
pruebas no se tratarán en detalle en este
manual porque se asume que la mayoría
de dichas muestras serán entregadas
después de consultar con el laboratorio
que realiza la prueba.
Un diagnóstico parasitológico es de gran
ayuda porque por lo general significa
que se puede implementar un tratamiento efectivo. Existen productos comerciales para el tratamiento de la mayoría de
las parasitosis y la parasitología es, entonces, uno de los campos en el cual las
curas son por lo general directas y simples. Hay excepciones, como por ejemplo las infecciones por Cytauxzoon,
El manual "Parasitología: Diagnósticos
en perros y gatos" está dividido en tres
partes. La Parte I presenta información
básica sobre los diversos métodos disponibles para los veterinarios clínicos y laboratorios para el examen de muestras
de materia fecal, orina, sangre y tejido
para la detección de parásitos. Se describen los procedimientos paso por paso,
incluso los equipos y reactivos necesa-
Nestlé Purina Pet Care Company • Parasitología: Diagnósticos en perros y gatos
7
rios, para cada una de las técnicas que
generalmente se utilizan en veterinaria.
Se incluye además, una explicación general de los métodos más especializados
que usualmente usan los laboratorios de
diagnóstico centralizados, como se mencionó anteriormente. En la Parte II, se
presentan casos de estudio que demuestran el uso de las técnicas descriptas en
la Parte I en casos clínicos reales. Cada
estudio de un caso describe las marcas,
la historia clínica, el examen físico, la
evaluación inicial y el supuesto diagnóstico y pasa a tratar el plan de diagnóstico y el resultado. En la Parte III se proporciona material de referencia, incluso
un glosario de términos utilizados en parasitología, lecturas sugeridas para mayor
información e índices de figuras y temas.
es una guía ilustrada de todos los parásitos que pueden aparecer en las heces, la
sangre, la orina o los tejidos de los gatos
y perros. Para estos detalles, se remite al
lector a otras fuentes (ver Lecturas Sugeridas en la Parte III).
Este manual ha sido diseñado para presentar los diversos métodos que se usan
y pueden usarse en el laboratorio clínico. No pretende ser una exhaustiva
compilación de todas la técnicas posibles. Las técnicas presentadas se describen con detalles suficientes para permitir realizarlas en la mayoría de los laboratorios. La utilidad de muchas de las técnicas se ilustra con una serie de historias clínicas que presentan situaciones
en las cuales las diferentes metodologías
podrían ayudar en un diagnóstico. Algunas de las técnicas presentadas no serán
necesariamente el método preferido por
todos los laboratorios o todos los profesores de parasitología. Gran parte de las
controversias entre los parasitólogos sobre las diferente técnicas en realidad parecen remitirse a una diferencia en la
preferencia personal y los parásitos de
rutina que un parasitólogo o un técnico
de laboratorio podría buscar en una
cierta área geográfica. Este manual no
8
Nestlé Purina Pet Care Company • Parasitología: Diagnósticos en perros y gatos
Parte I
Capítulo 1: Análisis de materia fecal
DESCRIPCIÓN GENERAL
El análisis de la materia fecal en veterinaria se
puede realizar con distintos objetivos. Si el análisis de
materia fecal es parte del control de rutina de la mascota, las pruebas adecuadas para lograr este objetivo
son:
• Frotis fecal directo
• Flotación con sulfato de zinc
• Métodos de flotación estacionaria
• Flotación centrífuga de azúcar
Otros métodos, incluso los análisis de sedimentación y el aparato de Baermann se pueden utilizar
cuando el análisis de materia fecal se realiza para diagnosticar una presunta parasitosis de cierto tipo.
Los diferentes análisis funcionan mejor según cada
situación, independientemente de qué tan bien pudiera funcionar la prueba para el diagnóstico de una infección.Algunos laboratorios prefieren los métodos
estacionarios para los análisis de rutina. Un veterinario, amigo de los autores, realiza un análisis estacionario de materia fecal al comenzar el exámen clínico de
la mascota ya sea con una muestra suministrada por
el dueño o tomada durante el exámen. La preparación lleva sólo unos segundos y cuando el análisis está terminado, en aproximadamente 10 o 15 minutos,
el veterinario está listo para examinar la muestra con
el microscopio delante del dueño. Este veterinario
siente que este método compromete al dueño con el
tratamiento recomendado para la mascota. Conoce
bien su parasitología y reconoce que es posible que
pierda algunos parásitos como parte de su diagnóstico: sin embargo, siente que se detectarán parásitos de
rutina como helmintos y coccidios que podrían estar
presentes y no se preocupa por otros parásitos menos
comunes que podrían pasarse por alto en un perro o
gato sano. Otros veterinarios no planean tener los resultados del análisis terminado en el momento de la
visita de la mascota; en cambio, llaman al cliente después para info rmarle los resultados de la prueba. En estos casos, se pueden usar otros métodos analíticos o el
personal técnico puede usar va rios análisis diferentes.
Muestras frescas versus muestras fijadas
En medicina veterinaria, las muestras de materia
fecal frescas, más que las muestras fijadas, por lo general se procesan para exámenes de rutina. En cambio,
en medicina de seres humanos, el peligro de infección del personal de laboratorio con los agentes presentes en las muestras ha llevado a fijar la mayoría de
las muestras antes de presentarlas. Los agentes infecciosos, como por ejemplo la hepatitis A y otros patógenos como la ameba humana, Entamoeba histolytica,
por lo general no están presentes en las muestras provenientes de caninos y felinos; por esta razón, en la
medicina veterinaria, aún se procesan las muestras sin
el fijador inicial. Una ventaja del exámen de preparaciones frescas es que los organismos viviente con frecuencia se pueden visualizar por su movimiento. La
desventaja es que sin fijador, algunos protozoos se
pueden descomponer si no se examina la muestra rápidamente apenas se la recibe. Los huevos y quistes
en las muestras de materia fecal fijadas con formol no
tienen las mismas características de flotabilidad que
cuando no están fijadas con formol. Así, el uso de métodos de sedimentación es mucho más común en los
laboratorios de medicina de seres humanos que en
los laboratorios veterinarios.
Los métodos de sedimentación, como se los describe en los textos de parasitología en seres humanos
y luego en este capítulo, son métodos útiles pero tienden a requerir más tiempo para el exámen de la
muestra. Por lo tanto, para diagnósticos de rutina con
frecuencia se prefieren los métodos de flotación utilizando heces frescas.
Pruebas especializadas
En la actualidad existen métodos que detectan los
antígenos de diferentes parásitos en las heces. Los dos
parásitos que se detectan más comúnmente con este
método son Giardia y Cryptosporidium. Estas pruebas han sido desarrolladas para infecciones en seres
humanos y todavía no están comercializadas en forma
directa para muestras de materia fecal de caninos y felinos. Sin embargo, varios laboratorios de diagnóstico
de animales usan estas pruebas de rutina que parecen
proporcionar resultados adecuados según la verificación interna de los laboratorios que surge de la comparación con métodos de diagnóstico más estándares.
Estas pruebas son relativamente costosas y con frecuencia requieren la adquisición de material suficiente para analizar muchas muestras. Por estas razones,
con frecuencia se realizan en laboratorios de diagnóstico centralizados. De manera similar, los métodos de
rotulación de patógenos con anticuerpos fluorescentes también los usan por lo general los laboratorios
centralizados que tienen microscopios de fluorescencia. Al final de este capítulo se explican en detalle las
pruebas de antígenos fecales.
FROTIS FECAL DIRECTO
El método más rápido para la detección de parasitosis es el frotis fecal salino directo. El término frotis
en realidad no es un nombre muy correcto ya que no
se hacen frotis de las heces. En cambio, una pequeña
cantidad de heces, aproximadamente la que se puede
tomar con el extremo de un aplicador de madera, apenas se humedece en una gota de solución salina en
un portaobjetos (Figura 1.1). En el caso de heces de
perro y gato, hay altas probabilidades de que haya
grandes trozos de granos del alimento seco que hayan
sido ingeridos por la mascota; estos trozos pueden re-
Nestlé Purina Pet Care Company • Parasitología: Diagnósticos en perros y gatos
11
tirarse con el extremo del aplicador. Las heces de perros y gatos con frecuencia absorben la humedad de
la gota que se colocó en el portaobjetos, por lo tanto
puede ser necesario agregar un poco más de solución
salina. Colocar la gota al aplicador y dejar que se deslice sobre el portaobjetos con las heces es una de las
mejores formas de hacerlo.
Por lo general, no hay motivo para hacer estas preparaciones con agua. El objetivo del frotis directo es
visualizar trofozoitos vivos y estas etapas habitualmente se lisarán si la preparación se hace con agua en lugar de solución salina. Por supuesto que si el agua es
el único medio disponible, puede permitirle al clínico
dar un vistazo rápido y detectar altas concentraciones
de huevos o quistes que pueden detectarse en muestras con agua.
Una vez que se ha desparramado el material en el
portaobjetos hasta formar una preparación homogénea y que se han retirado los trozos grandes, se puede
colocar un cubreobjetos sobre la preparación (Figura
1.2). Primero, se debe escanear el portaobjetos con
un objetivo de 10X o 20X (con práctica, todos los parásitos de los perros y gatos se pueden visualizar con
un objetivo de 10X). Luego, se pueden examinar los
objetos de interés más de cerca con un alto objetivo
seco (40X). El uso de una lente de inmersión en aceite sobre preparaciones húmedas por lo general no resulta satisfactorio porque la preparación es demasiado
espesa o porque el material que se encuentra debajo
del portaobjetos se mueve por la presión de la lente
sobre la superficie del cubreobjetos. La observación
con inmersión en aceite es una posibilidad, pero sólo
si se sella primero el portaobjetos con esmalte para
uñas o parafina derretida. En parasitología humana, las
preparaciones con frecuencia se tiñen con yodo, lo
cual hace que los núcleos de los trofozoitos sean más
fáciles de visualizar ya que los gránulos de glucógeno
se tiñen en algunos de los quistes y trofozoitos. En
medicina veterinaria, la mayoría de las especies de
amebas y otros parásitos protozoos importantes en
medicina para seres humanos, por lo general no se
observan, por lo tanto el uso de yodo no es necesario
y tampoco resulta útil.
Figura 1.1. Los materiales necesarios para realizar un frotis directo son: cubreobjetos de 22 x 22 mm (o de 18 x 18 mm), un
portaobjetos para microscopio, un aplicador, heces y solución
salina. Siempre es mejor hacer la preparación con solución salina en lugar de agua, de modo que los trofozoitos vivos permanecerán viables y móviles.
FLOTACIÓN CON SULFATO DE ZINC
Uno de los mejores medios para observar los quistes de Giardia y diversos huevos de parásitos es con
la flotación con sulfato de zinc. Esta técnica tiene la
ventaja de ser rápida y relativamente fácil de realizar.
Como actualmente se consigue solución de sulfato de
zinc ya preparada, la tarea se hace menos onerosa
porque no hay que trabajar en la preparación de este
reactivo. Una alternativa poco costosa es usar sulfato
de magnesio (sales de Epsom) en lugar de sulfato de
zinc. Las únicas desventajas con las sales de Epsom
son que la solución es un poco más viscosa y que
tiende a cristalizarse un poco más rápido durante la
observación (Figura 1.3).
12
Figura 1.2. Al preparar el frotis directo, es importante colocar
una pequeña cantidad de solución salina en el portaobjetos y
luego agregar una pequeña cantidad de heces, más o menos
del tamaño del extremo del aplicador, aproximadamente 2
mm2. Luego se mezclan las heces con la solución salina y se
las desparrama hasta formar una mezcla relativamente clara
(A). Si hay sólidos presentes, en especial común cuando se
administra a los animales alimento seco, se pueden apartar
con cuidado los sólidos a un costado de la gota con el borde
del cubreobjetos antes de bajar el cubreobjetos sobre la preparación (B).
Nestlé Purina Pet Care Company • Parasitología: Diagnósticos en perros y gatos
Figura 1.4. Al tomar la muestra de la parte superior del tubo de
la centrífuga, se lo debe empujar con cuidado hacia abajo en
forma recta a través de la parte superior del líquido y luego se
debe tirar en forma recta hacia arriba. En ocasiones, el
material que se encuentra en la parte superior del tubo puede
ser tan espeso que se parece más a un barro que a un menisco.
En estos casos, parte del material se puede trasladar del lateral
del loop al portaobjetos.
Figura 1.3. Ya sea que se use sulfato de zinc o de magnesio, o
nitrato de sodio, siempre es mejor verificar la gravedad
específica con un hidrómetro. El nitrato de sodio se puede
adquirir seco en una cantidad pre-medida para flotaciones
estacionarias. El sulfato de zinc se puede adquirir líquido con
una gravedad específica de 1,18. El sulfato de magnesio
probablemente sea la solución para flotación menos costosa,
pero algunas sales de Epsom (si bien están graduadas para
alimentos y aprobadas para usar como laxante) pueden estar
levemente descoloridas o pueden contener algunos sólidos
cuando están presente en soluciones de gravedad específica
1,2; la elección de otra marca con frecuencia resolverá estos
problemas. (A) Este hidrómetro tiene una escala de 1,000
(gravedad específica del agua) a 1,220. (B) En esta imagen, el
menisco se encuentra en 1,200, entre los números 80 (1,180) y
20 (1,220). Este hidrómetro sería inapropiado para verificar una
solución azucarada pesada.
Figura 1.5. Cuando se traslada el loop al portaobjetos del
microscopio, se lo puede examinar como la simple y pequeña
porción tomada con el loop o debajo de un cubreobjetos. La
observación de una o dos porciones tomadas con el loop tiene
la ventaja de que la muestra no se desparrama debajo de una
superficie más grande como ocurre con el cubreobjetos. La
desventaja de examinar la porción tomada con el loop es que
se puede secar si el examinador tarda demasiado durante la
observación.
Cuando se la hace en forma correcta, la centrifugación de sulfato de zinc puede hacerse rápido. Mediante el uso de una centrífuga en la que se puedan colocar seis tubos a la vez (Figura 1.4), es fácil que una
persona procese y examine alrededor de 60 muestras
por hora con este método. El secreto del análisis rápido es no usar un cubreobjetos durante la fase de observación del exámen. Una vez que uno se ha tomado el trabajo de concentrar los quistes y huevos en un
pequeño círculo de 5 mm, ¿para qué desparramarlos
debajo de un cubreobjetos de 22 X 22 mm? La realización de la prueba sin cubreobjetos hace que sea necesario examinar las muestras rápidamente, antes de
que se sequen y antes de que los cristales formados a
medida que el sulfato de zinc sale de la solución hagan que la observación de las muestras resulte imposible (Figura 1.5). por lo tanto, sólo se puede preparar
la cantidad de muestras que una persona puede leer
Nestlé Purina Pet Care Company • Parasitología: Diagnósticos en perros y gatos
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en una sola sentada. Con seis muestras, se pueden colocar tres porciones tomadas con el loop en cada portaobjetos, de este modo sólo se necesitan dos portaobjetos cada seis muestras. Si se necesita más tiempo, se puede colocar en el portaobjetos un loop lleno
de agua o una gota de solución salina antes de agregar el loop del tubo. Si en último caso se necesita un
cubreobjetos, se puede agregar una gota de agua al
material que se encuentra sobre el portaobjetos y luego aplicar un cubreobjetos. El loop funcionará mejor
si se lo pasa por la llama antes de cada uso (Figura
1.6). La llama asegura que no se arrastre nada entre
una muestra y la otra. Mientras se coloca el loop en la
llama, puede observarse una acumulación de sulfato
de zinc y materia fecal en él que formará una costra.
Se puede limpiar el loop sumergiéndolo dos o tres veces en agua, raspándolo con un aplicador o colocándolo más tiempo sobre la llama. Es importante que el
loop sea de alambre resistente a las llamas y también
que sea lo suficientemente delgado para que funcione
bien. Un loop típico de microbiología para placas de
agar tiene un alambre muy grueso y el orificio del
loop es demasiado pequeño.
Los quistes de Giardia flotarán sobre la superficie del
sulfato de zinc. Con frecuencia, cuando están
presentes en los bordes del material que se encuentra
sobre el portaobjetos, aparecerán de un color rosado
debido a la aberración esférica causada por la
curvatura de la gota sobre el portaobjetos. La
presencia de huevos también será obvia sobre el
portaobjetos.A medida que se seca el portaobjetos,
los quistes colapsan. Un inconveniente del método
con sulfato de zinc es que no detecta los huevos más
pesados. Por lo tanto, es probable que usando este
método no se observen en la muestra los huevos de
tenias taeniid y Diphyllobothrium y Spirometra, la
mayoría de los trematodos y algunos nematodos, por
ejemplo,Trichuris vulpis.
Figura 1.6. El loop utilizado para tomar una muestra de la parte
superior de un tubo es más fino que el loop típico que se utiliza
en microbiología y tiene un diámetro un poco más grande. Es
importante que el loop sea de alambre resistente a la llama, de
lo contrario se derretirá. La colocación del loop sobre la llama
parece ayudarlo a tomar la muestra del menisco del tubo de la
centrífuga. En ocasiones, el loop acumulará una costra de
material seco producto de los restos de heces y la colocación
sobre la llama que se puede quebrar con cuidado y sacar del
alambre con el extremo de un aplicador.
FLOTACIÓN CON SULFATO DE ZINC
MATERIALES
•Centrífuga común de mesada con rotor de
tambor horizontal oscilante y soportes
para tubos de 13 X 100 mm
• Microscopio binocular compuesto,
debe tener por lo menos objetivos de
10 X y 40 X y 10 piezas oculares
• Vasos de cartón no encerado o vasos
similares de 88 a 120 cm3 (3 a 4 onzas)
• Fieltro de doble pliegue
• Hidrómetro: rango de gravedad específica
1,000 a 1,300
• Botellas plásticas para lavado
• Tubos de centrifuga de fondo redondeado
y de vidri o , de 13 x 100 mm
• Aplicadores de madera
• Portaobjetos para microscopio: de vidrio
de 7,62 x 2,54 cm (3 x 1 pulgadas)
• Mechero de Bunsen, lámpara de alcohol o
encendedor de cigarrillos
• Loop de alambre de aproximadamente
calibre 28 y loop de 4 a 5-mm
14
• Mezclador Vortex
• Agua de la canilla
REACTIVOS
• Solución de sulfato de zinc, gravedad
específica 1,18 (aproximadamente 33 g de
cristales en 100 ml de agua).Verificar la
gravedad específica con un hidrómetro y
ajustarla en caso de ser necesario. El sulfato
de zinc se puede adquirir ya preparado con
una gravedad específica de 1,18.
PROCEDIMIENTO
1. Desmenuzar aproximadamente 1 g de la
muestra de materia fecal en 5 ml de agua en
un vaso de cartón. Esto se puede lograr
mezclando en forma manual con dos
aplicadores. Si se sostienen los aplicadores
con los dedos pulgar e índice, unos ligeros
golpecitos con el dedo anular y mayor sobre
los aplicadores produce una efectiva acción
de mezclado.
2. Filtrar la suspensión de materia fecal a
través de dos capas de gasa y pasarla a un
segundo vaso de cartón, lavando con un
pequeño volumen de agua.
3. Verter el filtrado en el tubo de ensayo.
4. Centrifugar durante 1 minuto a 800g.
5. Decantar el sobrenadante.
6.Agregar aproximadamente 3 ml de
solución de sulfato de zinc y volver a
suspender con los aplicadores y el
mezclador Vortex.
7. Llenar el tubo hasta 1 cm del borde y
volver a centrifugar a aproximadamente
800g durante 1 minuto.
8. Sin sacar el tubo de la centrífuga y con un
loop de alambre recién colocado en la
llama, extraer 1 o 2 loops del centro de la
película de la superficie y colocar en un
portaobjetos con el número de muestra.
9. Examinar con un microscopio compuesto
con magnificaciones de 100X y 400X.
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MÉTODOS DE FLOTACIÓN
ESTACIONARIA
La flotación estacionaria es un medio por el cual los
h u evos y quistes de los parásitos pueden aparecer
flotando en la superficie de un medio líquido. El proceso es de simple realización y se lo puede arm a r
con materiales del laboratorio o con la adquisición
de diversos kits comerciales, como por ejemplo Fec a lyzer® (EVSCO Pharmaceuticals) o Ova s s ay® (Synbiotics Corpora t i o n ) .Todos estos métodos trabajan
sobre el mismo principio. Los huevos son más pesados que el agua, p e ro la mayor parte de la materia fecal es más pesada que los huevo s . De este modo, se
m e z clan las heces con una solución que tiene una
densidad flotante superior a los huevos pero inferior
a los otros materiales de las heces. Mediante pru e b a
y error se ha demostrado que una gravedad específica de 1,2 es aproximadamente la densidad correcta
p a ra lograr una buena separación entre los huevos y
los restos en la mu e s t ra de materia fecal. Una solución de material que pesa 1,2 veces el peso de un volumen igual de agua tiene una gravedad específica de
1,2; por lo tanto, 10 ml de agua pesan 10 gramos y 10
ml de una solución con una gravedad específica de
1,2 pesa 12 gramos.
E n t re los reactivos comunes que se usan en estas prep a raciones están la sal de mesa (NaCl), el sulfato
de zinc, el sulfato de magnesio y el nitrato de sodio.
El primer medio utilizado de rutina para realizar este
p rocedimiento fue la sal de mesa saturada (solución
salina), que tiene una gravedad específica de aprox imadamente 1,2. La separación por lo general no es
tan buena como cuando se usa la centrifugación, pero en general es adecuada para obtener una mu e s t ra
bastante limpia. La solución de nitrato de sodio tiene
la desventaja que parece cristalizarse levemente más
rápido en el portaobjetos que las otras soluciones. La
solución de sulfato de magnesio tiene una viscosidad
que es levemente superior a la de las otras tres soluciones y entonces es posible que los huevos floten a
la superficie más lentamente en este material que en
las otras tres soluciones.
Los métodos en las dive rsas pruebas pre p a ra d a s
(por ejemplo, Fe c a lyzer y Ova s s ay) trabajan sobre el
mismo principio. Difi e ren del método descripto en
cuanto a que el soporte de la mu e s t ra también funciona como tamiz. En el método Fe c a ly z e r, el tubo
en el cual se produce la flotación sirve también como dispositivo de toma de mu e s t ras en el cual el
fondo del accesorio de inserción proporciona un
medio para medir la cantidad de heces que se introduce en el tubo.
FLOTACIÓN ESTACIONARIA
MATERIALES
• Microscopio binocular compuesto: debe
tener por lo menos objetivos de 10 X y 40
X y 10 piezas oculares
• Vasos de cartón no encerado o vasos
similares de 88 a 120 cm3 (3 a 4 onzas)
• Fieltro de doble pliegue
• Hidrómetro: rango de gravedad específica
1,000 a 1,300
• Botellas plásticas para lavado
• Tubos de centrifuga de fondo redondeado
y de vidrio, de 16 x 100 mm
• Soporte para tubos de ensayo
• Aplicadores de madera
• Portaobjetos para microscopio
• Cubreobjetos de vidrio de 18 x 18 mm
• Mezclador Vortex
REACTIVOS
• Solución de flotación:
cloruro de sodio
saturado (solución salina), sulfato de zinc,
gravedad específica 1,18; sulfato de
magnesio, gravedad específica 1,2 o nitrato
de sodio, gravedad específica 1,2.
PROCEDIMIENTO
1. Desmenuzar aproximadamente 1 g de la
muestra de materia fecal en 5 ml de agua en
un vaso de cartón. Esto se puede lograr
mezclando en forma manual con dos
aplicadores. Si se sostienen los aplicadores
con los dedos pulgar e índice, unos ligeros
golpecitos con el dedo anular y mayor sobre
los aplicadores produce una efectiva acción
de mezclado.
2. Filtrar la suspensión de materia fecal a
través de dos capas de gasa y pasarla a un
segundo vaso de cartón, lavando con un
pequeño volumen de solución de flotación.
3. Verter el filtrado en el tubo de ensayo,
colocar el tubo en el soporte.
4. Llenar el tubo con solución de flotación
hasta tener un leve menisco de líquido
moviéndose sobre la superficie.
5. Colocar un cubreobjetos en la parte
superior del tubo.
6. Dejar reposar el tubo con el cubreobjetos
durante 10 o 15 minutos, luego retirar el
cubreobjetos y colocar sobre el portaobjetos
del microscopio
7. Examinar con un microscopio compuesto
con magnificaciones de 100X y 400X.
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15
Método Fecalyzer
El Fecalyzer es un dispositivo de flotación comúnmente usado en muchas prácticas veterinarias (Figura
1.7). El accesorio de inserción verde tiene una porción en el fondo que el cliente puede insertar en las
heces de la mascota para tomar una cantidad de heces previamente medida. Luego se puede colocar el
accesorio de inserción en el vial blanco con tapa a
presión y se lo lleva a la clínica para examinar. La solución de flotación, por lo general solución de nitrato
de sodio a una gravedad específica de 1,2, se agrega
en la cámara blanca, se reinserta el accesorio de inserción verde y se mezcla por rotación con la solución
de flotación. Luego se llena el accesorio de inserción
con la solución de modo tal que aparezca un menisco
en la parte superior y se coloca un cubreobjetos de
22 x 22 mm en la superficie del menisco. Después de
aproximadamente 5 o 10 minutos, se retira el cubreobjetos y se coloca en un portaobjetos de vidrio
para examinar la muestra. El accesorio de inserción
verde tiene una parte con tejido que evita que las partículas más grandes floten en la superficie e interfieran con el exámen microscópico de la muestra.
Método Ovassay
El dispositivo Ovassay Plus Kit es muy similar al Fecalyzer en cuanto a diseño y concepto (Figura 1.8).Al
igual que en el método anterior, se agregan heces a
un accesorio de inserción central y se mezcla con la
solución de flotación, por lo general sulfato de zinc.
Se coloca el filtro en el dispositivo y se crea un menisco positivo mediante el agregado de más solución de
flotación. Se agrega un cubreobjetos para microscopio en la parte superior del dispositivo y luego se deja
que flote el material durante aproximadamente 10 minutos. El accesorio de inserción central tiene una parte con tejido que evita que las partículas más grandes
floten contra el cubreobjetos e interfieran con el
exámen microscópico de la muestra.
Al igual que con el Fecalyzer, la flotación estacionaria
tiene la distintiva ventaja de que no requiere una centrífuga para el procesamiento. La desventaja es que el
método no permite la recuperación máxima de huevos y quistes de parásitos de la muestra de materia fecal. Sin embargo, para diagnósticos de rutina, ambos
análisis son útiles y pueden ayudar en la mayoría de
las situaciones clínicas.
Figura 1.7. El Fecalyzer es un dispositivo de flotación
estacionaria que ha sido desarrollado para la toma y el
procesamiento de muestras de materia fecal. La parte interna
se puede usar para tomar una porción de las heces del tamaño
apropiado mediante la inserción del extremo en las heces.
Luego se puede colocar la muestra en el recipiente exterior y se
la lleva a la clínica. En el momento de examinar la muestra, se
puede agregar medio de flotación y mezclar la muestra girando
el accesorio de inserción dentro del soporte. Luego se llena el
accesorio de inserción con solución de flotación de modo tal
que se forme un menisco positivo. Un tamiz colocado en el
accesorio de inserción evita que las grandes partículas floten
en la superficie. Luego se coloca un cubreobjetos de 22 x 22
mm en la parte superior del tubo y se lo deja reposar de 5 a 10
minutos. Por último, se retira el cubreobjetos y se coloca en un
portaobjetos para microscopio para determinar qué parásitos
han flotado a la superficie.
Figura 1.8. El Ovassay es un dispositivo para recolección y
p rocesamiento de materia fecal que se utiliza para realizar
una flotación de materia fecal estacionaria. El dispositivo
i n t e rno se puede usar para tomar una muestra del tamaño
a p ropiado clavándolo en las heces. Luego, el accesorio de
i n s e rción se puede colocar en el soporte y llevar a la clínica.
En el momento de procesar la muestra, se puede agregar
medio de flotación al tubo y mezclar las heces girando el
accesorio de inserción dentro del soporte. A continuación, se
llena el accesorio de inserción con medio de flotación de
modo tal que se forme un menisco positivo. Se coloca un
c u b reobjetos de 22 x 22 mm sobre el menisco y se lo deja
reposar de 5 a 10 minutos. Por último, se retira el
cubreobjetos y se lo traslada a un portaobjetos para
microscopio para identificar aquellos parásitos que han
flotado a la superf i c i e
16
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FLOTACIÓN CENTRÍFUGA DE AZÚCAR
Los para s i t ó l o gos ve t e ri n a rios en su mayoría prefi eren un método de flotación centrífuga a los métodos
estacionarios. Cada técnico pre fi e re dife rentes medios de flotación, p e ro un método que se usa comúnmente es el método de flotación centrífuga de azúcar. Este método tiene la ventaja de que hará que
h u evos más pesados floten, lo cual no ocurre con los
métodos que emplean dive rsas soluciones salinas
(por ejemplo, sulfato de magnesio, s u l fato de zinc,
cl o ruro de sodio o nitrato de sodio). La solución de
azúcar puede funcionar con flotación estacionaria,
pero con frecuencia los huevos y quistes apare c e r á n
distorsionados por la presión osmótica causada por
el azúcar y la alta viscosidad de la solución re q u i e re
que los huevos permanezcan en la solución dura n t e
un tiempo mayor antes de que logren llegar a la superficie del tubo estacionari o . Este inconveniente ha
sido superado por el uso de centrifugación. La solución de azúcar tiene la desventaja de que puede
a t raer moscas y cucara ch a s . Cuando se trabaja al aire
l i b re , las moscas se vuelven bastante fru s t rantes ya
que se posan y alimentan sobre los bordes de los cub reobjetos en la mu e s t ra fi n a l . Las cucara chas con
f recuencia están presentes en los lab o ra t o rios donde
se alimentan con los derrames o gotas de restos de
mu e s t ras o con el material que queda en los tubos de
la centrífuga o en las mismas centrífugas.
Para los huevos de parásitos de la mayoría de las especies, la flotación centrífuga de azúcar es un método muy fácil de usar y altamente exitoso. Sin embargo , los huevos de trematodos, como por ejemplo los
de Pa rago n i mus y Alaria, con frecuencia colapsarán o
se ab rirán y se saldrá su contenido interno, lo cual a
veces puede hacer que sean más difíciles de re c o n ocer.
Este método es excelente para la demostración de
oocitos de la especie Cryptosporidium. Con los mic roscopios que se usan por lo ge n e ral en los consultorios ve t e rinarios, la interacción entre las pro p i e d ades ópticas de la solución y los oocitos hacen que los
oocitos parezcan pequeños puntos de color rosado a
rojo que flotan en la superficie del azúcar justo debajo del cubreobjetos. Sin embargo, cuando se utilizan
microscopios más sofisticados como los que se usan
p a ra inve s t i g a c i ó n , el color de los oocitos con frecuencia no se observa porque las correcciones de la
aberración esférica en las lentes del objetivo corri gen
la propiedad que hace que los oocitos parezcan ro s ados.
O t ra ventaja del procedimiento de flotación con azúcar es que los portaobjetos se pueden examinar durante un tiempo una vez que están pre p a rados. Si se
evita que los portaobjetos se sequen (colocándolos
sobre una toalla de papel húmeda en una caja de Petri) y se los guarda refrigerados, mu chos de estos
h u evos se pueden observar con éxito durante unos
días. Si se colocan los portaobjetos en un org a n i z a d o r
y se los mantiene fríos, incluso se los puede mandar
con hielo para obtener ayuda en el diagnóstico, con
frecuencia sin tener pro blemas en ver los parásitos
contenidos. Los oocitos de Cryptosporidium tienden
a colapsar después de aproximadamente media hora
y desapare c e n ; los quistes de Giardia presentes con
frecuencia aparecerán colapsados y se necesitará habilidad para identifi c a r l o s , incluso en preparaciones
en nu evos portaobjetos y en las mu e s t ras que se han
dejado por un tiempo, los huevos de anquilostomas
pueden formar embriones, que los hace muy cl a ros y
más difíciles de observa r. Sin embargo , los huevos de
c á s c a ra dura y los oocitos de coccidios se pueden ve r
bastante bien durante va rios días.
La solución utilizada para la flotación es una solución
de azúcar saturada que tiene una gravedad específica
de aproximadamente 1,3. La solución de flotación se
l o gra disolviendo azúcar de caña en agua al punto de
s a t u ración (Fi g u ra 1.9).
Figura 1.9. Cuando se prepara el azúcar para la flotación, por
lo general se necesitan aproximadamente 900 g cada 700 ml
de agua ( aproximadamente 1300 g/l). Será necesario agre g a r
el azúcar lentamente y disolverla revolviendo. Con frecuencia
se puede entibiar el agua para ayudar en la disolución del
azúcar, pero se la debe enfriar antes de verificar la gravedad
específica con un hidrómetro. A algunos les resulta muy útil
p reparar la solución de azúcar en un hervidor doble igual que
cuando se hace caramelo. Es buena idea cuando el producto
se ha enfriado agregar una pequeña cantidad de formol (10
ml/l) para evitar que el moho crezca en el medio.
Con frecuencia se puede acelerar el proceso pro d uciendo la mezcla con calor, se calienta el agua antes
de agregar el azúcar o durante el pro c e s o . Un amigo
por lo ge n e ral hace la solución de azúcar en un hervidor doble donde se agrega el azúcar al agua caliente. Si se usa calor, es necesario veri ficar la gravedad
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17
específica una vez que se dejó enfriar la solución. Si se
calienta la solución durante la producción, se puede formar una gran cantidad de cristales a medida que se enfría la solución. Estos pueden quedar en la botella de almacenamiento. Una vez que se preparó la solución, es
necesario agregar un conservante para evitar que crezca
moho en el agua con azúcar. Generalmente se usan dos
conservantes distintos, fo rmol y fenol (ácido carboxíli-
co), y se agregan aproximadamente 5 ml de formaldehído al 37% o 5 ml de fenol licuado a cada litro. La solución de azúcar también se puede conservar mediante autoclave y congelamiento, pero el autoclave puede causar
la caramelización del azúcar y oscurecer su aspecto. En
las siguientes figuras se describe el procedimiento de
flotación centrífuga de azúcar (Figuras 1.10–1.13).
Figura 1.11. Una vez que se
decantó el agua del sedimento tamizado y centrifugado, se
debe agregar solución de
azúcar (aproximadamente 3 a
4 ml) y el sedimento debe
quedar suspendido en la solución de azúcar. Es importante que se mezcle bien la
muestra y esto resulta más
fácil si se usan dos aplicadores. Se puede usar un mezclador Vortex si los aplicadores
están insertados en las muestras, pero se puede generar
gran cantidad de burbujas de
aire si no se tiene cuidado.
Figura 1.10. Mezclar las heces en un vaso
pequeño y luego volcarlas sobre una gasa
para eliminar los sólidos antes de revolver y
mezclar con el azúcar. Algunos técnicos
pasan por alto la etapa de tamizado, pero si
esto se hace, los sólidos en la muestra final
pueden hacer que resulte muy difícil de
examinar bajo el microscopio.
Figura 1.12. Una vez que la centrífuga se detiene por completo, se
puede levantar el cubreobjetos directamente de la parte superior
del tubo.
18
Figura 1.13. El cubreobjetos se debe colocar
con cuidado sobre un portaobjetos para capturar la menor cantidad de burbujas de aire
que sea posible.
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FLOTACIÓN CENTRÍFUGA DE AZÚCAR
MATERIALES
• Centrífuga común de mesada con rotor
horizontal y soportes para tubos de 16 X
100 mm
• Microscopio binocular compuesto: debe
tener por lo menos objetivos de 10 X y 40
X y 10 piezas oculares
• Vasos de cartón no encerado o vasos
similares de 88 a 120 cm3 (3 a 4 onzas)
• Fieltro de doble pliegue
• Hidrómetro: rango de gravedad específica
1,000 a 1,300
• Botellas plásticas para lavado
• Tubos de centrífuga de fondo redondeado
y de vidrio, de 16 x 100 mm
• Aplicadores de madera
• Portaobjetos para microscopio
• Cubreobjetos de 18 x 18 mm
• Marcador
• Agua de la canilla
• Agitador magnético
REACTIVOS
• Solución de flotación de azúcar: lentamen-
te agregar alrededor de 1000 g de azúcar pura granulada a 1000 ml de agua destilada en
un vaso de laboratorio de 4 L sobre un agitador magnético.Verificar la gravedad específica (debe ser 1,300; esto es básicamente una
solución saturada).Ajustar, en caso de ser necesario, agregando más agua o más azúcar.
PROCEDIMIENTO
1. Con aplicadores (dos funcionan mejor
que uno) colocar aproximadamente 1 g de
heces en un vaso de cartón.
2. Agregar aproximadamente 8 ml de agua
de la canilla y dispersar las heces en el agua
vigorosamente con los aplicadores. Puede
ser que las heces no se separen rápidamente; de ser así, dejar descansar la muestra durante un corto tiempo para permitir que se
ablande.
3. Tamizar el barro fecal pasándolo por un
fieltro a un segundo vaso de cartón.
4.Verter el barro tamizado del segundo vaso
en el tubo de ensayo de la centrífuga.
5. Centrifugar a 800g durante 1 minuto.
6. Decantar el sobrenadante.
7. Agregar solución de flotación de azúcar a
aproximadamente 1/4 del total y volver a
suspender el pellet vigorosamente con dos
aplicadores.
8. Después de colocar el tubo en la centrífuga, llenarlo con solución de azúcar hasta que
rebalse levemente de modo tal que haya un
leve bulto (menisco) en la película de la superficie por sobre el borde del tubo.
9.Agregar un cubreobjetos a la superficie
del tubo.
10. Ca rgar y balancear la centrífuga (asegura rse de balancearla con otro tubo lleno de azúcar). Centrifugar a 800g durante 10 minutos.
11. Ret i rar el cubreobjetos levantándolo dere cho de modo tal que una gota se adhiera al
mismo. Colocar el cubreobjetos sobre un
portaobjetos y examinar con el micro s c o p i o.
ANÁLISIS DE SEDIMENTACIÓN
La medicina veterinaria usa muy poco los distintos
análisis de sedimentación por las siguientes razones:
Los parásitos más comunes se detectan por lo general
usando los métodos de flotación; habitualmente no
hay necesidad de fijar las muestras extraídas de caninos y felinos (como se dijo anteriormente, esto cambia la permeabilidad de los huevos y quistes y por lo
tanto sus densidades flotantes) y muchos de los trematodos y amebas presentes en la materia fecal de los
seres humanos no están en las muestras provenientes
de perros y gatos. De este modo, los beneficios de la
sedimentación por lo general no superan a las desventajas, que incluyen la mayor cantidad de material que
con frecuencia se debe examinar, la dificultad para
ver diversos protozoos cuando están desparramados
en esta muestra más grande sin la ayuda de la aberración esférica y la cantidad de pasos extra que requiere el procesamiento. Las muestras sí tienen la ventaja
de que se pueden conservar de modo tal que una parte o toda la muestra se puede observar otro día, pero
en la mayoría de las clínicas veterinarias, los veterinarios simplemente no tienen tiempo para volver más
tarde y re-examinar los portaobjetos.
El procedimiento de sedimentación más básico es el
simple tamizado de la material fecal en agua o solución salina seguido de la sedimentación en un tubo
sin centrifugación. Un gran porcentaje de las bacterias
permanecerán en la solución y los huevos más pesados se irán al fondo del tubo. El problema es que por
lo general hay una gran cantidad de material que queda por examinar. Sin embargo, el procedimiento es
mejor que nada y casi no tiene costo de preparación.
Muchos de los huevos son muy pesados en comparación con el agua y por lo tanto con frecuencia se
asentarán en un tiempo relativamente corto.
Un procedimiento que tiene éxito en la medicina para seres humanos es el procedimiento de sedimentación en formol/acetato etílico (Figura 1.14). Este método también es útil en la medicina veterinaria porque es capaz de encontrar casi todo lo que puede estar presente en una muestra de materia fecal. El problema, una vez más, es que con frecuencia hay gran
cantidad de material para examinar. El proceso limpia
las muestras que tienen mucha fibra o mucha grasa,
pero por desgracia esto no es tan común en las muestras de perros y gatos. La sedimentación en ácido/acetato etílico es una técnica hermana de la sedimentación en formol/acetato etílico. En esta técnica, las he-
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19
ces frescas se suspenden en una solución ácida, típicamente de ácido clorhídrico (elaborado en una proporción de 40 partes de HCl concentrado con 60 partes
de agua). El resto de la técnica es igual que para el
método de sedimentación en formol/acetato etílico.
El método de sedimentación en formol/acetato etílico
tiende a proporcionar una muestra más limpia que la
obtenida con formol, pero no funciona en quistes de
protozoos. Sin embargo, algunos técnicos prefieren
usar el método con ácido/acetato etílico para las mu e st ras de materia fecal tomadas de animales salvajes.
Figura 1.14. Cuando el acetato etílico se mezcla con el agua fecal, el formol o la mezcla
de ácidos y luego se centrifuga, se formará una capa entre el solvente orgánico y la fase
acuosa. Es necesario desalojar esta obstrucción con un aplicador antes de decantar el tubo. Se debe tener cuidado al desalojar el material de las paredes del tubo de modo tal que
no vuelva a caer en el pellet cuando decante. Si el pellet está en alcohol ácido, probablemente sea deseable volver a suspenderlo en agua antes de colocarlo en un portaobjetos;
de lo contrario, tiende a no formar un lodo sino que se desparrama rápidamente a los bordes del portaobjetos y se sale.
SEDIMENTACIÓN CON ÁCIDO / ACETATO ETÍLICO
MATERIALES
en 60 ml de agua.
• Centrífuga común de mesada con rotor
PROCEDIMIENTO
1. Con aplicadores (dos funcionan mejor
que uno) colocar aproximadamente 1 g de
heces en un vaso de cartón.
2. Agregar aproximadamente 8 ml de agua
de la canilla y dispersar las heces en el agua
vigorosamente con los aplicadores. Puede
ser que las heces no se separen
rápidamente; de ser así, dejar descansar la
muestra durante un corto tiempo para
permitir que se ablande.
3. Tamizar el barro fecal pasándolo por un
fieltro a un segundo vaso de cartón.
4.Verter el barro tamizado del segundo vaso
en el tubo de ensayo de la centrífuga.
5. Centrifugar a 800g durante 1 minuto.
6. Decantar el sobrenadante.
7. Agregar aproximadamente 8 ml de
solución ácida mezclando con el aplicador.
8. Agregar aproximadamente 5 ml de acetato
etílico, colocar el tapón y agitar
vigorosamente apretando el tapón en su
lugar.
9. Sacar el tapón, cargar y balancear la
horizontal y soportes para tubos de 16 X
100 mm
• Microscopio binocular compuesto: debe
tener por lo menos objetivos de 10 X y 40
X y 10 piezas oculares
• Vasos de cartón no encerado o vasos
similares de 88 a 120 cm3 (3 a 4 onzas)
• Fieltro de doble pliegue
• Hidrómetro: rango de gravedad específica
1,000 a 1,300
• Botellas plásticas para lavado
• Tubos de centrífuga cónicos de vidrio de
15 ml
• Tapón de goma
• Aplicadores de madera
• Portaobjetos para microscopio
• Cubreobjetos de 18 x 18 mm
REACTIVOS
• Acetato etílico
• HCl diluido: 40 ml de HCl concentrado
20
centrífuga (asegurarse de balancearla con
otro tubo de peso similar). Centrifugar a
800g durante 10 minutos.
10. Habrá una obstrucción de material en el
lugar de la interfaz ácido/acetato etílico.
Pasar el aplicador alrededor de la pared de
vidrio y hacer decantar el acetato etílico, la
obstrucción y la solución ácida.
11. Examinar el sedimento para detectar la
presencia de huevos.
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APARATO DE BAERMANN
A ve c e s , en la medicina ve t e rinaria se tienen sospechas de infecciones por nematodos que producen
larvas en lugar de huevos que pasan a las heces. En
los perro s , esto ocurre en infecciones con Cre n o s oma vulpis, Fi l a roides hirthi, Fi l a roides osleri y
S t ro n gyloides sterc o ra l i s . En los gatos, A e l u ro s t ro n gylus abstrusus y Strongyloides felis (solo se encuentra
en el Pacífico Sur) son casi las únicas infe c c i o n e s
que dan como resultado la aparición de larvas en las
heces. Se puede hacer un agregado poco común a
esta lista, p e ro estos son la mayoría de los casos en
los cuales la etapa que pasa a las heces es una larva .
F. hirthi y F. osleri tienen larvas que tienden a no move rse mu cho; si cualquiera de estas fueran el agente
s o s p e choso de signos pulmonares observa d o s , ex i sten mu chas pro b abilidades de que el uso de un aparato de Baermann no agregará nada al diagnóstico.
Pa ra estas dos larva s , el mejor medio de encontra r l a s
es con una flotación con sulfato de zinc.
Pa ra las otras especies, el aparato de Baermann (Fi g ura 1.15) aumentará las posibilidades de encontrar las
larvas que pueden estar re l a t i vamente desparra m adas en toda la mu e s t ra de materia fe c a l . Una vez que
se encontra ron las larva s , h ay que dife renciarlas pero
esto en realidad es una tarea re l a t i vamente fácil. A d emás, se debe tener cuidado con el tiempo transcurrido desde la toma de la mu e s t ra de las heces utilizadas para pre p a rar el aparato porque los huevos de
anquilostoma son capaces de tener cría y confundir
el diagnóstico. Sin embargo, en su mayoría, el método de Baermann es una técnica útil para ve ri fi c a r
una infección con cualquiera de estas especies de
nematodos.
Figura 1.15. Este dispositivo consta de un embudo unido a un
tubo de goma por medio de un clamp. La materia fecal se coloca sobre un trozo de gasa o un colador de té y se la suspende sobre agua en el embudo. Las larvas salen de las heces y
pasan al agua. Con el tiempo, las larvas se asentarán en el
fondo del tubo y se las podrá recolectar ya sea colocando un
g o t e ro en la punta que gotee a un portaobjetos o centrifugando el contenido en un tubo de centrífuga y examinando el sedimento.
APARATO DE BAERMANN
MATERIALES
• Tubos de centrífuga cónicos de vidrio de
• Microscopio binocular compuesto: debe
• Espátula (baja lenguas)
• Fieltro de doble pliegue
• Portaobjetos para microscopio
• Cubreobjetos
tener por lo menos objetivos de 10 X y 40
X y 10 piezas oculares
• Embudo de 13 a 15 cm (5 o 6 pulgadas)
de diámetro
• Centrífuga común de mesada con rotor
horizontal y soportes para tubos de 16 X
100 mm
• Estante para tubos y soporte para embudo
• Colador de té o filtro soporte equivalente
• Trozo de tubo de paredes finas de 8 a 10
cm (3 o 4 pulgadas) de longitud
• Gotero sin el bulbo de goma insertado en
un extremo del tubo de paredes finas, el
otro extremo está unido al embudo
• Clamp para el tubo
15 ml
REACTIVOS
• Agua
PROCEDIMIENTO
1. Con la espátula, separar entre 5 y 15 g de
heces y colocarlas en el colador de té (puede resultar más fácil desparramar el material
sobre el fieltro y colocar esto en el colador
o, si no se dispone de un colador, se puede
suspender con un hilo sobre la parte supe-
rior del embudo una bolsita hecha con fieltro)
2. Llenar el embudo con agua de la canilla tibia; mover el tubo y el clamp para eliminar
las burbujas de aire que pudieran estar atrapadas.
3. Si hay gran cantidad de larvas activas presentes, como ocurre con frecuencia en el caso de Aelurostrongylus, unas pocas gotas se
pueden examinar después de aproximadamente una hora, pero puede ser necesario
dejar reposar la preparación en el aparato de
un día para otro.
4. Llenar el tubo de la centrífuga desde el
fondo abriendo el clamp (¡RECORDAR que
las larvas de Strongyloides de tercera etapa
pueden penetrar en la piel!)
5. Centrifugar y examinar con el microscopio
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21
PRUEBAS DE ANTÍGENOS FECALES
En la actualidad, existen pruebas para detectar los antígenos de Cryptosporidium y Giardia cuando están
presentes en muestras de materia fecal. Estas pruebas
tienen la ventaja de eliminar la necesidad de confiar
en la microscopía. Sin embargo, una desventaja importante es que en la actualidad su uso resulta relativamente costoso. Por lo tanto, cuando se ejecuta un
control positivo y negativo, una sola prueba puede ser
muy costosa. Sin embargo, existen muchas rezones para pensar que este tipo de pruebas será cada vez más
común para el diagnóstico de los patógenos relativamente difíciles de encontrar.
Las pruebas actuales se realizan del modo típico para
una placa de ensayo inmuno-absorbente vinculado a
enzimas (ELISA) o para inmuno-ensayos de fase sólida.
Es mucho más probable que los veterinarios realicen
los ensayos de fase sólida (Figura 1.16) porque están
diseñados para usarlos con pacientes individuales. Los
laboratorios de diagnóstico es más probable que utili-
Figura 1.16. Este es un ejemplo de un inmunoensayo de fase
sólida diseñado para usar con una sola muestra (ProSpecT®
Giard i a / C ryptosporidium Formato Rápido). La prueba es similar a las desarrolladas para detectar diversos antígenos y anticuerpos en muestras de sangre o suero. Las heces diluidas
se aplican a la membrana y, luego, después de una serie de
pasos, ocurrirá un cambio colorimétrico en la membrana con
manchas que se oscurecerán si el antígeno está presente en
las heces. Dichas pruebas han sido desarrolladas para detectar los antígenos de Giardia y Cryptosporidium. La foto es gentileza de REMEL Inc
22
cen las placas de ELISA (Figura 1.17) porque ellos realizan un batch de muestras de proceso y tienen muchas muestras para analizar al mismo tiempo.
Los diversos ensayos ProSpecT® (Remel) para Giardia
y Cryptosporidium son ejemplos de estos ensayos.
MÉTODOS DE CULTIVO DE MATERIA FECAL
El único método de cultivo de materia fecal para protozoarios capaz de ser realizado en la mayoría de los
consultorios veterinarios es el sistema de cultivo recientemente presentado InPouchTM para tricomonadas (BioMed Diagnostics)(Figura 1.18). Este sistema
tiene pequeños sobres de plástico con medio que
puede ser inoculado con hisopos fecales y los protozoarios se cultivan a temperatura ambiente. Se ha
comprobado que el sobre da muy buenos resultados
en la aislación de tricomonadas provenientes de heces de gatos con diarrea.
El kit usado para la detección de organismos en las
heces de felinos estuvo originalmente diseñado para
Figura 1.17. Este es un ensayo ELISA que se ha usado de ru t ina para detectar antígenos de Cryptosporidium en materia fecal (ProSpecT® Cryptosporidium Ensayo de Microplacas; hay
un ensayo similar para Giardia). El costo
de las placas hace
que la prueba sea
muy cara, por lo tanto
sólo se utiliza de ru t ina en laboratorios de
diagnóstico centralizados. Por lo general
la muestra se analiza
con una muestra de
c o n t rol positiva y negativa. Los resultados
se pueden leer visualmente o mediante el uso de un lector de ELISA. En la pru eba mostrada (A), las cubetas positivas se ponen de color amarillo al finalizar la prueba y las negativas quedan transpare ntes. La intensidad del color se puede utilizar como una aproximación para la intensidad de la infección. Las fotos son gentileza de REMEL Inc
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la detección de Tritrichomonas foetus en muestras
vaginales de hembras de bovinos y todavía se lo comercializa sólo para este uso. Por suerte, el proceso
funciona bien para las muestras de materia fecal sin
una gran proliferación de bacterias como para que hagan que no se puedan leer las muestras. Una vez que
se ha incubado la muestra en el sobre, se la puede
examinar con un microscopio directamente a través
de la pared del sobre utilizando un dispositivo proporcionado por el fabricante que aplana y desparrama
el sobre para poder examinarlo. Si hay tricomonadas
presentes, se las puede sacar con una pipeta para seguir examinándolas con el microscopio o para pasarlas a otro medio. Este es el primer kit que hace que el
cultivo de muestras de este patógeno sea relativamente fácil de analizar en el consultorio.
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23
Capítulo 2: Muestras de orina
El análisis de muestras de orina para detectar parásitos es relativamente fácil en comparación con el análisis de materia fecal. Existen pocos parásitos del tracto
urinario que ocurren comúnmente en los perros y gatos; estos pertenecen a la especie capilaria y son Pearsonema plica y P. Feliscati. En general, no se encuentran otros huevos de parásitos en la orina de los perros y gatos. En raras ocasiones, los perros se infectan
con Dioctophyme renale, el cual produce los huevos
encontrados en la orina. En muy pocos casos, se ha
encontrado que los gatos tengan nemátodos típicos
de vida libre, Pelodera strongyloides, que se multiplican dentro de la orina de la vejiga. En las áreas donde
la prevalencia de infección por Dirofilaria immitis es
alta, es posible encontrar microfilarias dentro de la
orina de los perros.
Los sólidos de la orina se deben concentrar mediante
sedimentación centrífuga y el sedimento se debe lavar
con solución salina (Figura 2.1). Luego, el sedimento
se puede examinar en una preparación húmeda para
detectar la presencia de cualquiera de estos estadíos
parásitos.
Figura 2.1 La sedimentación centrífuga simple seguida del
exámen del pellet después de la decantación, por lo general,
p ro p o rcionará la mejor posibilidad de éxito en la
recuperación e identificación de parásitos
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25
Capítulo 3: Muestras de sangre
Se puede examinar la sangre para detectar parásitos utilizando va rios métodos cuya elección depende en gran
medida del objetivo del análisis. Cuando se buscan organismos vivos como por ejemplo micro fi l a rias o tri p anosomas que se espera que estén vivos y presentes en
números relativamente importantes, la mejor elección
es colocar una gota de sangre fresca sobre un portaobjetos y examinarla para detectar organismos reptantes.
En infecciones por Babesia y Cytauxzoon, los estadíos
en la sangre típicamente no se mu even excepto dentro
de las células sanguíneas de las cuales son parásitos.
Por lo tanto, la detección de estos parásitos se logra habitualmente por el exámen de películas de sangre teñidas. Estos parásitos se ven mejor cuando se tiñe la sangre con una tinción Romanov s ky, como por ejemplo
Giemsa, si bien con frecuencia se pueden obtener resultados adecuados utilizando los métodos de ru t i n a
para tinción de sangre.
En el caso de infecciones fi l a riales en las cuales se encuentran microfi l a rias en sangre, se han desarrollado
métodos para concentrar las microfi l a rias mediante el
lisado de los glóbulos rojos. Los dos métodos que utilizan esta técnica de rutina son la prueba de Knott y la
técnica de membrana. El desarrollo de muchas pruebas
in situ de los antígenos y anticuerpos del paciente ha
dado como resultado el exámen de la sangre en muchas ocasiones mediante la aplicación directa de sangre
entera, plasma o suero a dive rsos dispositivos que luego se examinan a través de dive rsas tecnologías de captura y visualización de antígenos o anticuerpos. Estos
va riados kits para detección de antígenos y anticuerpos
para usar con sangre pasan por etapas muy rápidas de
desarrollo, mejoramiento y cambio.
PREPARACIÓN HÚMEDA PARA
MICROFILARIAS Y TRIPANOSOMAS
La colocación de una pequeña gota de sangre debajo
de un microscopio proporciona un medio rápido para
d i agnosticar infecciones por tripanosomas o nemátodos fi l a rioides si hay estadíos suficientes circulando en
la sangre en el momento del exámen (Figura 3.1). En
aquellos lugares del mundo donde el parásito Dirofilaria immitis es muy común, el exámen de una pre p a ración húmeda con una pequeña cantidad de sangre sob re un cubreobjetos por lo general será un método
muy sensible y poco costoso para detectar infecciones.
Sin embargo, con la baja prevalencia y la gran cantidad
de perros incluidos en programas preventivos para Dirofi l a ria immitis en gran parte de los Estados Unidos, la
preparación húmeda con frecuencia no es una técnica
altamente productiva. Los tripanosomas solo se encuentran raramente en los perros en la mayoría de los
lugares del mundo y el Trypanosoma cruzi está con
frecuencia presente en la sangre en niveles muy bajos.
Figura 3.1: La colocación de una pequeña gota de sangre
sobre un portaobjetos es un método excelente para encontrar
microfilarias si están presentes, cualquiera sea la cantidad.
No hay nada más reconfortante que preparar los portaobjetos
y ver microfilarias reptantes. También es una forma bastante
buena de distinguir las microfilarias de Dirofilaria immitis
(que se muestran aquí) de las de Dipetalonema reconditum;
éstas últimas son capaces de impulsarse con facilidad en la
s a n g re mientras que las microfilarias de Dirofilaria immitis
tienden sólo a moverse. Un hallazgo aún más interesante es
encontrar algo como un tripanosoma en una de estas
preparaciones.
Por lo tanto, el uso de la preparación húmeda para
d i agnosticar estas infecciones con frecuencia tampoco
vale la pena. Sin embargo, es extremadamente gratificante cuando se espera encontrar Diro fi l a ria immitis y
el exámen de una gota de sangre revela una gran cantidad de larvas reptantes sobre el portaobjetos.
TÉCNICA DE KNOTT
La técnica de Knott es un método utilizado para
examinar una mayor cantidad de sangre para detección
de microfi l a rias que la cantidad que es posible analizar
con la pre p a ración húmeda (por lo general, 1 ml de
sangre para la técnica de Knott comparado con 0,02
ml para la preparación húmeda). La técnica se basa en
el hecho de que las soluciones hipo-osmóticas
causarán la lisis de los glóbulos rojos sin afectar a las
microfilarias. La prueba se ha realizado de rutina con
fo rmol al 2% para lisar los glóbulos rojos y fijar las
microfi l a rias para su posterior exámen (Figura 3.2). Los
e rrores típicos que cometen los principiantes son preparar el fo rmol al 2% en solución salina en lugar de
agua y usar fo rmol al 10% en lugar de fo rmol al 2% ;
ambos errores hacen que se fijen los glóbulos rojos en
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27
lugar de que se lisen, lo cual anula el propósito de
la prueba. Una vez que se han lisado las células, los glóbulos blancos y cualquier microfi l a ria que esté presente se concentran mediante el uso de la centri f u g a c i ó n
(Fi g u ra 3.3).
Por lo ge n e ral en estas muestras, las micro fi l a rias están
teñidas con azul de metileno; se agrega una gota al
sedimento (es mejor usar una gota muy pequeña, de lo
contrario habrá mucho precipitado en una muestra de
color azul muy oscuro) o se prepara fo rmol al 2% con
la tinción diluida.
No siempre es necesario agregar fo rmol o tinción si el
técnico que examina sabe qué es lo que busca en la
preparación. Los glóbulos rojos pueden lisarse con
ag u a , el tubo puede centri f u g a rse y el sedimento puede
volver a suspenderse en una pequeña cantidad de solución salina, lo cual producirá un sedimento que se puede examinar para detectar microfilarias. El único problema es que las microfi l a rias no se teñirán y apare c erán solo como pequeñas y delgadas líneas vermiformes
con un extremo redondeado y el otro muy puntudo
(Fi g u ra 3.4). El diámetro de la microfi l a ria es casi igual
al de un glóbulo rojo. Sin embargo, las microfi l a rias son
más fáciles de identificar cuando se agrega tinción con
azul de metileno (Figura 3.5).
Figura 3.2: Se transfiere 1 ml
de sangre, ya sea fresca,
tratada con ácido edético
(EDTA) o con heparina, a 10
ml de formol al 2%, lo cual
hace que se lisen los glóbulos rojos.
28
Figura 3.3: Una vez que se ha
dejado reposar la muestra
durante 5 a 10 minutos para
permitir que los glóbulos rojos se lisen y para darle tiempo a las microfilarias para
que el formol las fije, se centrifuga el tubo para recolectar los glóbulos blancos y las
microfilarias en el sedimento.
Con frecuencia se agrega una
pequeña cantidad de tinción
de metileno al sedimento para ayudar en la visualización
de las microfilarias.
Figura 3.4: El sedimento se puede examinar sin tinción y las microfilarias se pueden identificar como estructuras delgadas similares a un cabello con colas en punta. De hecho, se puede
realizar el análisis sin usar formol y las microfilarias aún estarán reptando si la preparación se examina rápidamente una vez
que se ha formado el sedimento. Originalmente, esta prueba se
desarrolló para mirar las muestras transcurridos varios días y
hasta semanas después de haber sido tomadas en el campo y
la tinción se agregaba de modo tal que los diversos tipos de microfilarias que se presentan comúnmente en los seres humanos
pudieran ser distinguidos.
Figura 3.5: Con la tinción de azul de metileno agregada, los numerosos núcleos dentro de las microfilarias fijadas están teñidos de azul haciendo que sea más fácil identificar las microfilarias. Se debe tener cuidado de no agregar demasiada tinción,
de lo contrario la muestra será demasiado oscura para examinarla con facilidad.
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TÉCNICAS DE MEMBRANA
Otra técnica para examinar sangre y detectar
microfilarias es el uso de un filtro de membrana (DifilTest®; EVSCO Pharmaceuticals). Con este método, las
células sanguíneas se lisan de manera muy similar a lo
que ocurre en la prueba de Knott. Luego, en lugar de
que la muestra se concentre utilizando
centrifugación, la sangre lisada es forzada a través de
un filtro de membrana.A continuación, se toma el
filtro y se lo coloca sobre el portaobjetos del
microscopio debajo de un cubreobjetos para
examinarlo. La prueba puede ser muy sensible y
captura todas las microfilarias que se encuentran en
el mililitro de sangre sobre la membrana. Una vez
más, como con la técnica de Knott, las microfilarias se
pueden examinar con o sin tinción.
EQUIPOS PARA PRUEBA DE ANTÍGENOS
Las pruebas de antígenos por lo general son capaces
de discriminar entre infecciones por Dirofilaria
immitis y Dipetalonema reconditum, y esto hace que
la necesidad de diferenciación microscópica de estas
dos microfilarias que viven en la sangre sea menos
importante que hace unos años. Estas pruebas
pueden a veces dar resultados falso-negativos cuando
la carga de helmintos adultos de Dirofilaria immitis es
bastante baja pero también a veces cuando hay un
gran número de microfilarias circulando. Por lo tanto,
en los perros con historias desconocidas, siempre es
mejor realizar las pruebas para detección de
microfilarias y una prueba para detección de
antígenos. Debe recordarse también que alrededor del
20% de los perros con Dirofilaria immitis tienen
infecciones "ocultas", es decir, infecciones sin
microfilarias circulantes. En estos casos y en los
perros que han estado recibiendo tratamientos
preventivos con avermectina, las pruebas para
detección de antígenos son las preferidas para
determinar si un perro tiene una infección por
Dirofilaria immitis.
FROTIS DE SANGRE TEÑIDA
Los frotis de sangre de rutina, teñidos por la mayoría
de los laboratorios, son capaces de revelar la
presencia de parásitos. Estos métodos son los más
confiables para diagnosticar babesiosis o
cytauxzoonosis, sin embargo, se están desarrollando
pruebas de antígenos para babesiosis que es probable
que suplanten al frotis de sangre de rutina con este
propósito. Estas pruebas también funcionarán bien
para la tripanosomiasis, sin embargo, con frecuencia
hay cantidad insuficiente de protozoos lo cual hace
que el diagnóstico sea difícil.
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29
Capítulo 4: Muestras de tejido
RASPAJE DE PIEL
Un raspaje de piel para detectar los ácaros de las especies Sarcoptes scabiei, Notoedres cati, o Demodex
se realiza mejor utilizando un bisturí y una pequeña
cantidad de aceite mineral (Figura 4.1). Para los Sarcoptes y Notoedres, es necesario raspar bastante profundo tal vez sacando una pequeña cantidad de sangre del lugar donde se realiza el raspaje. Las costras a
veces pueden ser un poco gruesas y puede ser necesario separarlas y romperlas en el portaobjetos mediante el uso de finos fórceps o un par de sondas dentales de acero inoxidable (Figura 4.2). Una vez que se
separa el material, se puede agregar un cubreobjetos y
examinar la preparación con el microscopio. Con frecuencia los ácaros estarán en movimiento, lo cual hace que sea relativamente fácil distinguirlos.
Figura 4.1: Los materiales necesarios para realizar un raspaje
de piel son aceite mineral, fórceps, bisturí, portaobjetos para
microscopio y cubreobjetos.
El método para examinar el material ceroso de los oídos de animales con sospecha de ácaros de los oídos
es similar. Los adultos de Sarcoptes y Notoedres son
mucho más pequeños que los Otodectes, por lo tanto
es necesario buscar estos parásitos con un poco más
de cuidado.
FROTIS DE PIEL Y ASPIRADOS DE MÉDULA
ÓSEA
La tinción de células de la piel y aspirados de médula
ósea con Diff-Quik que se hace de rutina puede demostrar los estadíos de amastigota de los tripanosomas y Leishmania. La cuidadosa tinción de estas preparaciones con Giemsa u otras tinciones hematológicas mejorará la definición de los parásitos dentro de
la célula huésped en la cual se encuentran.
Figura 4.2: Al realizar el raspaje de piel, puede ser necesario
raspar hasta que salga un poco de sangre del lugar donde se
realiza el raspaje. Esto ocurre especialmente cuando se trata
con Sarcoptes scabei que viven a mayor profundidad. La hoja
del bisturí se sumerge en el aceite mineral y luego se lo usa
para raspar la piel. Algunas de las costras pueden ser bastante
duras y esto puede requerir que se las separe con los fórceps
antes de aplicar el cubreobjetos al portaobjetos con el material.
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Parte II
Capítulo 5: Parásitos detectados en las heces - Estudio de casos
Plan diagnóstico
CASO 1
Descripción. Perra de raza mestiza de dos
meses de vida.
Historia. Adoptada dos semanas antes de un
refugio local, la cachorra había recibido
vacunas iniciales y había sido desparasitada con
embonato de pirantel (Nemex®; Pfizer). La
cachorra había estado alerta y saludable, pero
durante los dos últimos días se había vuelto
letárgica y anoréxica y no se había observado
que defecara durante ese período. Las heces
observadas cerca del ano eran oscuras y
blandas; los dueños no observaron materia
fecal líquida.
Exámen físico. La cachorra estaba deprimida y,
a excepción de esto, su estado físico era bueno.
El recorrido de los intestinos se sentía
engrosado y era marcadamente palpable. Las
membranas mucosas aparecían un poco
pálidas, lo cual sugería una leve anemia.
Evaluación inicial. La historia de esta cachorra y
la presencia del recorrido de los intestinos
engrosado llevaron al clínico a sospechar de
una infección por helmintos adquiridos en el
momento del nacimiento, los que se descartan
más típicamente son ancylostomas (gusanos
con forma de gancho), nematelmintos (gusanos
redondos) o ambos. El recorrido engrosado de
los intestinos sugería infección por
nematelmintos (Toxocara canis) pero la leve
anemia sugería infección por ancylostomas
(Ancylostoma caninum).
Diagnóstico presuntivo. Severa infección por
nemátodos, probablemente nematelmintos.
Tomar una muestra de materia fecal para el exámen
simple de detección de huevos de parásitos. Se tomó
una pequeña porción de heces del recto y se realizó
un análisis por flotación estacionaria con nitrato de
sodio.A los 10 minutos, se examinó la muestra y se
encontró que contenía gran cantidad de huevos de T.
Canis.
Diagnóstico: Toxocara canis
Se podrían haber realizado varias otras pruebas que
también habrían recuperado los huevos de T. Canis.
Probablemente una prueba de flotación centrífuga
habría recuperado los huevos en situaciones con bajos recuentos de huevos en las cuales la flotación estacionaria podría haber sido negativa. Por otro lado,
con gran cantidad de huevos presentes, es probable
que un frotis directo de las heces habría sido tan exitoso como cualquiera de los métodos de concentración para revelar la presencia de huevos.
Resultado
Se trató a la cachorra con prazicuantel / embonato de
pirantel / febantel (Drontal® Plus; Bayer) y eliminó
una gran cantidad de parásitos. El tratamiento anterior con embonato de pirantel probablemente había
logrado eliminar la mayoría de los helmintos adultos
presentes en ese momento, pero se esperaba que más
helmintos hubieran migrado y se hubieran desarrollado en el intestino provenientes de sitios recluidos en
el hígado y los pulmones donde habían estado alojados desde antes del nacimiento de la cachorra. Se
planificó comenzar un tratamiento preventivo de rutina para Dirofilaria immitis que incluía el control de
infecciones por nematelmintos.
Se informó a los dueños que había altas probabilidades de que las áreas del patio donde había defecado
la perra estuvieran contaminadas con grandes cantidades de huevos de T. Canis. Habían comprado a la cachorrita como compañía para sus hijos, por lo tanto
se advirtió a los dueños sobre la necesidad de tratar
de limpiar todo el lugar ya sea eliminando o tapando
el suelo contaminado o evitando de alguna forma el
acceso al lugar contaminado para reducir las posibilidades de transmisión zoonótica.
Figura 5.1: El huevo de Toxocara canis es un buen huevo para usar como re f e rencia para re c o rdar por su tamaño; es apenas más grande que la longitud del eje longitudinal
del Ancylostoma caninum y tiene un diámetro que es casi igual a la longitud del eje
longitudinal de los huevos de Trichuris vulpis y Uncinaria stenocephala. Debajo de un
objetivo de 10X en la mayoría de los microscopios que se usan para diagnóstico, la distancia a través del campo de visión es de aproximadamente 1,8 a 2 mm, o 1800 a 2000
µm. El huevo de T. Canis tiene un diámetro aproximado de 80 µm (el de T. Cati tiene un
diámetro levemente menor, alrededor de 70 µm de diámetro), por lo tanto, debajo de
un objetivo de 10X, entrarán entre 22 y 25 huevos de T. Canis en el campo de visión.
Debajo del objetivo de 40X, el campo de visión es de aproximadamente 450 a 500 µm,
por lo tanto solo alrededor de 6 de estos huevos entrarán en una línea a lo largo del
campo de visión. El otro buen marco de re f e rencia son los quistes de Giardia canis o
G. Cati. Estos quistes tienen una longitud aproximada de 10 µm o alrededor de un décimo del diámetro de un huevo de T. Canis. Por lo tanto, debajo de un objetivo de 40X,
se podrán ver 60 quistes de Giardia alineados a lo largo del campo de visión.
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35
Plan diagnóstico
CASO 2
Descripción. Macho cruza de Labrador
Retriever y Pastor Alemán de aproximadamente
dos años.
Historia. Los dueños habían adoptado al perro
en un refugio en Illinois y lo habían llevado al
hospital veterinario para castrarlo con un
cupón que les había dado el refugio y para
comenzar con su programa de rutina para la
salud de la mascota. No se conocían más
antecedentes del perro.
Exámen físico. El perro parecía estar
perfectamente sano a excepción de algunas
cicatrices en la oreja derecha. Se observó que
tenía buen apetito y que la materia fecal era
normal. No presentaba signos de ácaros en los
oídos y la piel se veía normal. Una leve
gingivitis sugería que el perro necesitaba una
limpieza dental e iniciar cuidados dentales de
rutina.
Evaluación inicial. El perro era joven y sano,
pero tenía una historia virtualmente
desconocida. Los dueños quisieron iniciar los
cuidados de rutina para su mascota, incluso la
prevención de Dirofilaria immitis y las vacunas
de rutina. Los dueños tenían otros perros y se
sabía que cumplían bien con los tratamientos
recomendados y el cronograma de visitas para
las otras mascotas.
Diagnóstico presuntivo. Perro normal.
Era necesario examinar al perro para detectar una
potencial infección por Dirofilaria immitis antes de
comenzar la terapia preventiva. Como no se conocía
la historia, se realizó un exámen fecal de rutina
utilizando el procedimiento de flotación con azúcar.
También se realizó un hemograma de rutina.
El hemograma dio resultados normales y las pruebas
de Dirofilaria immitis, antígenos y Knott dieron
resultado negativo. El exámen de la materia fecal
reveló huevos de Toxocara canis,Ancylostoma
caninum, Uncinaria stenocephala,Trichuris vulpis y
un huevo redondo con cáscara marrón gruesa y
rugosa que se parecía un poco a T. Canis. El exámen
más detallado de la muestra y la comparación de los
huevos con imágenes de textos y de Internet
revelaron que era un huevo de Baylisascaris
procyonis. Baylisascaris procyonis es un parásito
típico de los mapaches, sin embargo se han
encontrado infecciones con las formas adultas de este
parásito en los perros, en especial en el Medio Oeste
de los Estados Unidos.
Diagnóstico: Baylisascaris procyonis y otros
nemátodos intestinales
Baylisascaris procyonis y otros nemátodos intestinales
Una vez más, al igual que con los huevos de T. Canis
en el Caso 1, cualquiera de los métodos de
concentración utilizados de rutina probablemente
habría revelado la infección en este perro. Sin
embargo, las pruebas que utilizan nitrato de sodio,
sulfato de zinc y sulfato de magnesio tienen la
desventaja de que los portaobjetos tienden a secarse
y que la solución de flotación se cristaliza bastante
rápido. Por lo tanto, es difícil conservar el
portaobjetos durante mucho tiempo cuando se
encuentra algo poco usual. En la mayoría de los
huevos de helminto (que no sean las tenias de
Difilobotridios y muchos de los huevos de
trematodos más grandes), el portaobjetos preparado
para la flotación con azúcar se puede examinar con
cuidado con frecuencia durante una semana después
de haber sido preparado. Se necesita tener cuidado
de mantener el portaobjetos en una cámara húmeda
Figura 5.2: Huevo de Baylisascaris procyonis en heces de perro. Este huevo es
levemente más pequeño que los huevos de Toxocara canis y Toxascaris leonina, tiene
una cáscara marrón gruesa y por lo general se elimina con una célula simple. El
exterior rugoso de la cáscara del huevo no tiene un patrón como la cáscara de los
huevos de T. Canis y es rugoso y oscuro comparado con la cáscara del huevo de T.
Leonina.
36
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y en el refrigerador cuando no se está examinando la
muestra. Es mejor dejar que la muestra y su recipiente
se calienten a temperatura ambiente antes del
exámen porque de lo contrario la condensación sobre
el cubreobjetos no permitirá al principio la
visualización del material debajo del cubreobjetos; sin
embargo, esta condensación desaparecerá con un
poco de paciencia. Dichos portaobjetos, si son
inmovilizados, pueden enviarse por correo para que
los examinen otros profesionales. Se debe recordar
que si el portaobjetos está a temperatura ambiente
durante mucho tiempo los huevos de ancylostomas
comenzarán a desarrollarse.Al principio serán muy
claros a medida que se forma la larva pero finalmente
pueden romper la cáscara. Por lo tanto, si bien se
pueden leer los portaobjetos durante varios días una
vez que se han preparado, siempre es mejor
examinarlos el mismo día que se los prepara si fuera
posible.
Resultado
Se trató a los perros con fenbendazole (Panacur®;
Intervet) durante tres días, y esta droga eliminó todos
los nemátodos intestinales. Luego se le administró al
perro una dosis preventiva para Dirofilaria immitis. Se
controlaron las heces después de dos semanas de
tratamiento y no se encontraron huevos.
Baylisascaris procyonis ha sido responsable de graves
enfermedades neurológicas y muerte de varios niños
en los Estados Unidos. Se cree que estos casos han
estado relacionados con niños que habían contraído
grandes cantidades de huevos por contacto con suelo
contaminado con heces de mapache.También se ha
registrado enfermedad neurológica en más de 100
especies de aves y mamíferos que han ingerido los
huevos de este parásito. Los mapaches por lo general
defecan siempre en los mismos lugares que se
denominan "letrinas de mapache." Por lo tanto, la
enfermedad en los niños tiende a producirse cuando
han ingerido de alguna forma suelo de estos lugares o
han colocado objetos en ellos o se han puesto los
dedos en la boca y éstos han estado en contacto con
el suelo u otro cubre suelo presente en estos lugares.
A medida que aparecen más y más perros infectados,
la preocupación es que puede haber más casos de
infección de seres humanos por este parásito. El
perro, a diferencia del mapache, es un animal que
defeca en lugares indiscriminados y por esto causará
una mayor dispersión de los huevos en sus heces en
áreas más frecuentadas por personas. No se sabe con
seguridad cómo los perros se infectan con este
parásito, pero se cree que se infectan al comer
roedores u otros animales que han ingerido los
huevos en forma parecida a la que se infectan los
mapaches adultos.
El huevo de B. Procyonis es tan resistente como los
de T. Canis, por lo tanto la limpieza completa del suelo
es una tarea muy difícil. Los huevos de estos parásitos
probablemente pueden sobrevivir en el suelo en la
mayoría de los climas durante varios años.
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37
Plan diagnóstico
CASO 3
Descripción. Gata doméstica de pelo corto
esterilizada de tres años.
Historia. El dueño de la gata informó que su
mascota es una gata de interior-exterior sana.
Sin embargo, el dueño había encontrado gran
cantidad de esferas similares a semillas de
amapolas en la cama y mantas de la gata. El
dueño llevó a la gata y la gran cantidad de
objetos que parecían semillas al consultorio
para examinarlos y también proporcionó una
muestra de materia fecal para analizar. El dueño
explicó que salvo esto, la gata parecía normal y
sana.
Exámen físico. La gata parecía inteligente y
alerta y tenía buena disposición. El exámen
otoscópico reveló que los conductos auditivos
internos eran normales. Parecía que la gata
tenía un poco de alopecia en la espalda y
signos de suciedad de pulgas, si bien no se
encontraron pulgas.
Evaluación inicial. Parecía ser una gata normal
y sana sin ningún signo desfavorable de
infección o lesiones en la piel, a excepción de
un área pequeña en la espalda. Se pensó que la
gata podía estar llena de pulgas, si bien no se
vio ninguna y el dueño informó que tampoco
las había visto en su casa. La gata no estaba en
un programa de control de pulgas.
Diagnóstico presuntivo. El clínico sospechó
que la gata estaba infectada por una tenia y que
el material que parecía ser semillas eran
proglotidos secos. Otra posibilidad era que el
pequeño material que parecía ser semillas
representaba una forma de alguna planta o
insecto de vida libre que podría haber
ingresado a la cama por accidente y no era un
agente causante de enfermedad.
Figura 5.3: Segmentos
secos de Dipylidium caninum que se parecen a
pequeñas semillas redondas de tamaño similar al de las semillas de
sésamo. (La muestra es
gentileza de la Dra.
Jeanne Baines)
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Se preparó una flotación fecal estacionaria de rutina a
partir de la muestra de materia fecal proporcionada.
También se examinaron las "semillas".Algunas de las
"semillas" se colocaron en una pequeña cantidad de
agua de la canilla.
La flotación con nitrato de sodio arrojó resultados negativos. El exámen de las "semillas" reveló esferas duras de color amarillo bastante difíciles de describir.
Sin embargo, las semillas que se colocaron en agua se
expandieron lentamente y se desdoblaron presentándose como segmentos de tenia. El detallado exámen
de los segmentos reveló que eran segmentos de tenia
Dipylidium caninum, que se puede reconocer por las
esferas de huevos contenidas y los orificios laterales
reproductivos de a pares
Diagnóstico: Dipylidium caninum
Con frecuencia las soluciones de flotación no diagnosticarán infecciones por tenia porque los huevos
individuales de la tenia y las esferas de huevos de
Dipylidium caninum son demasiado pesados para la
mayoría de las soluciones, excepto la solución de azúcar, por lo tanto, los huevos no flotan sobre la superficie del medio.
En Canadá, en el norte del Medio Oeste de los Estados Unidos y en algunas partes de Europa, existe
preocupación por el hecho de que los gatos y perros
puedan estar diseminando huevos de tenia que en
realidad son huevos de Echinococcus multilocularis.
Esta es una infección hepática zoonótica en los seres
humanos muy significativa que causará la muerte si
no se la trata. El huésped final natural es típicamente
el zorro y el huésped intermedio es un pequeño roedor. Si los perros y gatos cazan, existe la posibilidad
de que puedan infectarse con este parásito. Por lo
tanto, si se observan huevos de tenia en las heces pero nunca se vieron segmentos de ésta, se debe sospechar de que la infección sea por Echinococcus. Si
bien el tratamiento de la gata será el mismo, E. Multilocularis infecta a las personas pero Taenia taeniaeformis del gato casi nunca lo hace.
Resultado
Se trató a la gata sin complicaciones con prazicuantel/embonato de pirantel (Drontal) para eliminar todas las tenias que pudieran estar presentes.También
se colocó a la gata en un programa mensual de prevención de pulgas. Se informó al dueño que era probable que hubiera pulgas en la casa porque esta es
posiblemente la forma en que se infectó la gata.
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Figura 5.4: Uno de los segmentos secos que ha sido re hidratado para mostrar el aspecto característico de D.
Caninum.
Figura 5.5: Primer plano del segmento de D. Caninum para
mostrar las esferas de huevos contenidas dentro del segmento.
Figura 5.6: Se ha aplastado el segmento para liberar las
esferas de huevos (cinco) dentro del área próxima al segmento.
Figura 5.7: Vista de una esfera de huevos simple utilizando
microscopía de contraste de interf e rencia diferencial para
mostrar el aspecto de los organismos individuales hexacantos
dentro de las esferas de huevos.
Figura 5.8: Dos embriones hexacantos individuales de D.
Caninum en los cuales se evidencian los ganchos de las larvas.
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39
Plan diagnóstico
CASO 4
Descripción. Gato doméstico entero, de pelo
corto, de cuatro años.
Historia. Este gato sano de interior-exterior fue
a la clínica para que se le realizará su chequeo
anual de rutina. El gato tomaba ivermectina
(Heartgard® para Gatos; Merial) para prevenir
infecciones por Dirofilaria immitis, ancylostomas y nematelmintos y recibía fipronil (Frontline®; Merial) para el control de pulgas y garrapatas. El gato estaba flaco y había perdido peso
desde su última visita hace un año. Estaba al día
con todas las vacunas necesarias.
Exámen físico. El animal se veía normal al examinarlo. Las membranas mucosas estaban pálidas y se sospechaba que pudiera estar un poco
anémico.
Evaluación inicial. Preocupaba la pérdida de
peso en este gato sano. La posible anemia también se consideró preocupante debido a su potencial asociación con alguna enfermedad grave relacionada con la pérdida de peso. Se le realizó un hemograma y un análisis de materia fecal de rutina. Si no se encuentra nada anormal,
se le realizará una radiografía.
Diagnóstico presuntivo. Inexplicable pérdida
de peso, preocupación por un posible tumor u
otro síndrome subyacente relacionado con la
pérdida de peso y la anemia.
Se realizó el hemograma y se encontró que el gato
presentaba anemia macrocítica con hemoglobina disminuida. El análisis de la materia fecal reveló huevos
de lo que parecía ser un trematodo o céstodo difilobotridio. El exámen cuidadoso de los huevos presentes en las heces determinó que era un huevo de Spirometra mansonoides. Este huevo de tenia es morfológicamente muy similar al huevo de trematodo pulmonar Paragonimus kellicotti, pero el huevo de Spirometra es por lo general levemente menos marrón y tiene
una cáscara un poco más fina.Además, con frecuencia
el opérculo no aparece tan bien demarcado como
ocurre con el Paragonimus.
Diagnóstico: Spirometra mansonoides
Los huevos de tenia Spirometra y Diphyllobothrium,
conjuntamente con los trematodos Paragonimus kellicotti y Alaria marcianae, con frecuencia flotarán en
solución azucarada, pero también se romperán y/o
colapsarán en sí mismos, lo cual los hace en cierta
forma más difíciles de identificar. El problema es que
estos son huevos relativamente pesados comparados
con los huevos de los nemátodos más comunes (por
ejemplo,Toxocara y Ancylostoma), y con frecuencia
no flotarán en los medios de rutina que habitualmente hacen un trabajo excelente con los nemátodos más
comunes. Por desgracia, los rangos de Spiromentra y
Paragonimus se superponen en gran parte de los Estados Unidos y esto ayuda a que el diagnóstico sea un
poco más difícil.
Resultado
Se trató al gato con una inoculación subcutánea de
prazicuantel (Droncit®; Bayer) dada en 6X la dosis de
rutina para la especie Taenia y Dipylidium caninum.
Después del tratamiento, el gato mejoró considerablemente. Recuperó el peso perdido rápidamente y la repetición del hemograma arrojó valores normales.
Figura 5.9: El huevo de este céstodo, Spirometra mansonoides,
se parece al huevo de un trematodo. En esta muestra, el opérculo difícil de discernir se encuentra en el extremo más puntudo del huevo. Algunas muestras parecerán ser más alargadas
o tendrán extremos más similares en cuanto al tamaño. Los
huevos son similares en tamaño a los de las especies Paragonimus y a veces se deberán examinar varias muestras antes
de poder confirmar un diagnóstico.
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Plan diagnóstico
CASO 5
Descripción. Gata doméstica de pelo corto de
dos meses de vida.
Historia. Se llevó a esta gata a la clínica para recibir las vacunas de rutina y para un chequeo
general. El dueño había notado que en los últimos días las deposiciones de la gata eran blandas, pero no parecía que el animal tuviera alguna otra afección.
Exámen físico. La gata parecía normal y estaba
atenta y alerta. La temperatura corporal era un
poco elevada (39.5ºC). La palpación del abdomen reveló un recorrido intestinal que parecía
engrosado, pero no demasiado. Los exámenes
otoscópicos y oftalmoscópicos eran normales.
Se realizó un exámen de materia fecal de rutina.
Evaluación inicial. Era una gata relativamente
normal con posible enfermedad intestinal infecciosa de etiología desconocida. Había recibido sus primeras vacunas y se la llevaba al veterinario para que recibiera la segunda dosis de
las vacunas para rinotraqueitis viral felina
(FVR), panleucopenia (FPV) y calicivirus felino.
Debido al engrosamiento del recorrido intestinal y las deposiciones líquidas se decidió realizar un exámen de materia fecal de rutina.También se tomaron muestras para el cultivo bacteriano de las heces.
Diagnóstico presuntivo. Enteritis de etiología
desconocida.
Tanto el cultivo de bacterias de las heces como el hemograma completo arrojaron resultados normales. Se
examinó una muestra de materia fecal por flotación
centrífuga de azúcar y se encontraron nu m e rosos ovoquistes pequeños presentes en la materia fecal. Se det e rminó que la gata eliminaba ovoquistes que eran
morfológicamente indistinguibles de los de Toxoplasma
gondii.
Los gatos pueden eliminar tres ovoquistes que son mu y
pequeños e indistinguibles.Además de los ovoquistes
de T. Gondii, los gatos también pueden eliminar ovoquistes de Hammondia hammondi o Besnoitia darlingi.
Como las infecciones por T. Gondii son lejos las más comunes de estas especies que se encuentran en los gatos, es más pro b able que los ovoquistes eliminados
sean de T. Gondii.
Diagnóstico: Toxoplasma gondii
No se consideró necesario realizar serología para toxoplasmosis en esta gata porque probablemente suministraría poca info rmación adicional. No hay mucha información sobre cuánta reacción cruzada existe entre las
p ruebas serológicas para estas tres especies en los diferentes ensayos utilizados para detectar anticuerpo al Toxoplasma en suero de gatos.Además, la gata probablemente se había infectado hacía poco. Después de la ingestión de ovoquistes, los gatos no los eliminan hasta
después de aproximadamente 3 semanas de haber contraído la infección y sólo eliminan ovoquistes durante
unos pocos días. La corta edad de esta gata indica que
probablemente adquirió su infección por ingestión de
ovoquistes cuando tenía un mes de vida aproximadamente y no por ingestión de un ratón o un pájaro infectados. Después de la ingestión de un huésped intermedio con bradizoitos, la gata comenzaría a eliminar ovoquistes a los 3 o 4 días después de comerse el ratón.
Resultado
Figura 5.10: En el centro de esta imagen de una flotación con azúcar de heces de gato vista con objetivo de
40X, se puede ver un ovoquiste simple no esporu l a d o
de Toxoplasma gondii. En las muestras de materia fecal que no son tan frescas, el esporoblasto central puede haberse dividido en dos esporoquistes separados.
Se informó a los dueños que la gata estaba infectada
con Toxoplasma gondii y eliminaba los ovoquistes en
las heces. Se les advirtió que tuvieran cuidado al eliminar los desechos de la gata y que desinfectaran los elementos que estuvieran en contacto con los desechos
con agua muy caliente. Se recomendó que se alberg a ra
a la gata en la clínica durante los próximos días para
que las heces pudieran ser eliminadas del ambiente
con cuidado y para poder tomar muestras adicionales
de materia fecal para ve ri ficar que el resultado fuera negativo antes de llevar la gata a su casa. La gata se quedó
en la clínica 4 días. Cuando su materia fecal reveló que
no había ovoquistes presentes, se la mandó a su casa.
En la próxima visita, cuando la gata tenía 12 semanas
de vida, se la examinó cuidadosamente para detectar la
presencia de signos de toxoplasmosis diseminada (por
ejemplo: fiebre, cambios oftalmoscópicos, re c o rrido intestinal engrosado) y la gata estaba completamente normal.
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41
Plan diagnóstico
CASO 6
Descripción. Gata Abisinia de un año.
Historia. La gata presentó períodos recurrentes
de materia fecal blanda a líquida durante los
últimos meses. Los reiterados exámenes de
flotación de materia fecal no han dado ningún
agente parásito y los cultivos de bacterias han
sido negativos. La gata recibe selamectin
(Revolution®; Pfizer) en forma mensual para el
control de Dirofilaria immitis, helmintos
intestinales y pulgas. La gata ha sido tratada en
dos ocasiones empíricamente por infecciones
intestinales entéricas, una vez con una tanda de
metronidazole y otra vez con amoxicilina, sin
obtener ningún efecto. Se colocó a la gata en
un programa de dieta hipoalergénica
especialmente formulada, pero esto tampoco
mejoró los signos.
Exámen físico. La gata parece estar atenta,
alerta y aparentemente goza de buena salud. El
único signo parece ser los variados períodos de
materia fecal blanda a líquida que se presentan
esporádicamente.
Evaluación inicial. Esta es una causa continua
de preocupación para el cliente. Sin embargo,
la gata, de no ser por este signo, parece sana y
no tiene otros signos de enfermedad. Los
análisis de sangre realizados han arrojado
valores normales y nunca se informó que
tuviera fiebre durante las visitas.
C o n t i nuar tratando al animal por las alergias y considerar la posible referencia o consulta para desarrollar una
forma de intervención que sea curativa.
Durante el exámen, la gata defecó una pequeña cantidad de heces líquidas. Se preparó un frotis directo en
una pequeña cantidad de solución salina empleando este material. Se notó que la muestra estaba llena de pequeños organismos flagelados.
Diagnóstico: Infección por tricomonas
Las infecciones por tricomonas no se detectarían en
flotaciones de materia fecal; los parásitos serían destru idos por la solución de flotación hiperosmótica y no
flotarían a la superficie ya sea en la flotación estacionaria o en la flotación centrífuga. El frotis directo es la fo rma más fácil de hacer el diagnóstico porque cuando
los organismos se mu even, son fáciles de encontrar.
Resultado
Se trató la tricomoniasis con una tanda de metronidazole combinado con enrofloxacina (Baytril®; Bayer). Después de 2 semanas, pareció que la consistencia de las
heces mejoraba y en general parecía que la gata estab a
curada. Una vez que la materia fecal se hizo más firme,
los organismos ya no se detectaron en los exámenes de
m a t e ria fecal realizados. Se mantuvo a la gata en su dieta hipoalergénica y esto también pareció ayudar a mantener la consistencia apropiada de la materia fecal. El
cultivo de materia fecal sería una posibilidad de verificar que la gata seguía manteniendo valores negativos.
Sin un trabajo muy cuidadoso, es casi imposible determinar qué especie de tricomonas está causando la enfermedad en los gatos. Un grupo cree que el parásito es
una especies de Pentatrichomonas que se da en los seres humano y en los perros. Más recientemente, se sugirió que la tricomona que causa enfermedad en los gatos es en realidad la Tri t ri chomonas fetus, el mismo organismo que causa ab o rtos en el ganado. Hasta hace
poco, se consideraban que estas tricomonas en los gatos eran organismos comensales que no causaban enfermedades a los gatos, pero cuando los gatos desarrol l aban diarrea, los eliminaban en las heces y se podían
detectar.A h o ra parece que estos protozoos pueden ser
capaces de causar enfe rmedades por sí mismos.
Figura 5.11: Trofozóito de una tricomona visto bajo micro s c o p í a
d i f e rencial de interf e rencia que muestra la membrana
ondulante, axostilo que se proyecta desde el extremo posterior
y una punta de los flagelos dirigidos anteriormente. En las
p reparaciones frescas, estos organismos se detectan con
mayor facilidad por su movimiento al nadar.
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Plan diagnóstico
CASO 7
Descripción. Hembra Beagle esterilizada de seis
años.
Historia. Esta perra ha sido un paciente regular
durante toda su vida y siempre ha estado sana
y feliz. Esta visita no es una excepción; la perra
parece estar normal sin ninguna queja.
Exámen físico. Normal; como se esperaba, esta
perra parece gozar de perfecta salud.
Evaluación inicial. La perra está sana, sin
ningún signo de enfermedad.
Diagnóstico presuntivo. Chequeo a los 6 años
normal.
Como se trataba de un exámen anual de ru t i n a , se re a l izó un exámen de materia fecal y una prueba de antígeno de Dirofilaria immitis que se realiza año por medio.
La prueba de antígeno dio resultado negativo, pero la
flotación de materia fecal reveló nu m e rosos quistes de
Giardia canis.
Diagnóstico: Giardia canis
El método utilizado para este diagnóstico fue una fl o t ación centrífuga de azúcar. Con la utilización de este método, con frecuencia se hace colapsar a los quistes o el
citoplasma de los organismos que están dentro del
quiste puede retra e rse lejos de la pared del quiste en
un extremo del quiste, dando la apariencia general de
cuerpos concéntricos de un lado de un óvalo claro. Un
medio más fácil y rápido de diagnóstico de quistes de
Giardia es el uso del método de flotación con sulfato
de zinc. Este es un método muy rápido porque las dos
c e n t rifugaciones son muy cortas y hay muy poco material para examinar en la muestra tomada con el loop.
Utilizando este método, los quistes por lo general no
colapsan. Se debe recordar que con la Giardia, si el perro tiene diarrea, existe una muy alta pro b abilidad de
que los quistes no estarán presentes en las heces y que
el diagnóstico tendrá que basarse en encontrar los trofozoitos en un frotis directo o mediante el uso de un
ensayo inmu n o absorbente vinculado a enzimas (ELISA)
para captura de antígenos o una prueba equivalente para captura de antígenos.
No está claro si anteri o rmente no se vio la infección o
si el animal la adquirió recientemente. En cualquiera de
los casos, la perra no parece tener ningún signo de la
infección.
Resultado
Figura 5.12: Quistes de Giardia canis recuperados en una
flotación centrífuga con sulfato de zinc.
El resultado se ve complicado por el hecho de que la
Giardia canis es un agente potencialmente zoonótico. Los
dueños tienen nietos y querían tratar al perro. Se le administró fenbendazole (Panacur) en tandas de 3 días y se
volvieron a analizar las heces a los 5 días del último tra t amiento. Una vez más, las heces dieron resultado positivo.
Entonces, se le dio una segunda tanda de tratamiento
con fenbendazole que se extendió durante 5 días.A los
cinco días del último tratamiento, se volvieron a examinar las heces del perro y el resultado fue negativo.
Parece que estos casos van y vienen durante períodos
prolongados y no está claro como una buena inmunidad
es relativa para la prevención de la infección, si bien parece ser bastante buena en relación con la prevención de
la diarrea en los animales infectados. Como se trata de
una potencial zoonosis, el tratamiento está más o menos
indicado por la presencia del parásito. El problema es
que puede llegar a ser casi imposible liberar al perro totalmente de la infección, ya sea porque las drogas no producen la eliminación total o porque el perro se re-infecta
constantemente. Si los dueños están realmente preocupados por el potencial zoonótico, pro b ablemente valdría la
pena administrarle la vacuna que se ha desarrollado y
que debe prevenir la infección.
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Plan diagnóstico
CASO 8
Descripción. Cinco gatos domésticos de pelo
corto de nueve semanas de vida.
Historia. El dueño informó que la camada de
gatitos había recibido las vacunas según el
cronograma, se había observado que tenían
nematelmintos y habían sido tratados con
pracicuantel / embonato de pirantel (Drontal).
Durante la última semana, los gatitos
desarrollaron heces blandas y uno de los cinco
diarrea bastante grave.
Exámen físico. La temperatura y la frecuencia
respiratoria de los gatos estaban dentro de los
límites normales. El gato que había tenido
diarrea estaba un poco deshidratado. Las heces
que habían sido eliminadas no contenían
ningún rastro de sangre y eran de color
bastante claro.
Evaluación inicial. Los signos coincidían con
diarrea del intestino delgado. El color claro de
las heces indicaba que no había sangrado o
hemorragia significativos de la mucosa en el
intestino delgado.Todos los gatos habían sido
vacunados contra el virus de la panleucopenia.
Diagnóstico presuntivo. Posible gastroenteritis.
Se tomaron muestras de materia fecal para
detectar la presencia de quistes de Giardia y
ovoquistes de Isospora.
Figura 5.13: Los ovoquistes de Cryptosporidium canis,
C. Felis, C. Parvum y C. Hominis son morfológicamente indistinguibles. Puede verse que los ovoquistes en
las flotaciones de azúcar tienen una coloración levemente rosada causada por la aberración esférica presente en la mayoría de las lentes de bajo costo que se
usan en los microscopios de diagnóstico. Con la óptica
de alta corrección presente en la mayoría de los microscopios que se usan para investigación, esta coloración rosada tiende a desapare c e r.
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Un frotis directo de las heces del gato con el peor caso
de diarrea no mostró contacto con ningún quiste de
Giardia felis. Un análisis con flotación de azúcar reveló
que no había ovoquistes de Isospora presentes, si bien
se identifi c a ron ovoquistes muy pequeños que concord aban con un diagnóstico de Cry p t o s p o ridium felis. Se
remitió a un lab o ratorio una muestra de materia fecal
de cada gato para realizar más pruebas de detección
de criptosporidiosis a fin de ve ri ficar el diagnóstico.
Diagnóstico: Cryptosporidium felis
Los ovoquistes vistos en la flotación de azúcar eran pequeños y parecían flotar debajo de la solución de azúcar, justo por debajo del cubreobjetos.Al examinarlos
con el microscopio, los ovoquistes parecían tener un
l eve color rosado.Al usar el objetivo de 10X, los ovoquistes aparecían como pequeños puntos de color rosa
sobre el portaobjetos. Después de aproximadamente
15 minutos, los ovoquistes colapsarán y se harán re l a t ivamente difíciles de reconocer.
El lab o ratorio info rmó que todas las mu e s t ras de materia fecal dieron resultado positivo para el antígeno de
Cryptosporidium. Por lo tanto, e ra pro b able que los
cinco gatos eliminaran ovocitos en las heces.
Resultado
No hay ningún tratamiento que detenga la eliminación
de los ovoquistes de Cry p t o s p o ridium en las heces de
dive rsos huéspedes; por lo tanto, la única terapia que
podría aplicarse a los gatos era un tratamiento complementario.Al gato deshidratado se le administraron líquidos y a los demás el dueño los monitoreó de cerca
para ve ri ficar que no desarrollaran también signos de
deshidratación. Se tomó una mu e s t ra de materia fecal
de los otros cinco gatos adultos que vivían en la misma
casa y se encontró que eran negativos para el antígeno
de Cryptosporidium. Las mu e s t ras de materia fecal tomadas de los cinco gatitos a las dos semanas de su primera visita fueron normales y no contenían ovoquistes
o antígeno.
Se info rmó a los dueños que este era un agente potencialmente zoonótico, si bien no se conoce qué tan común es la transmisión del parásito felino a los seres humanos. Se sugi rió a los dueños que limpiaran con frecuencia el lugar donde los animales hacían sus deposiciones y que se lavaran las manos regularmente. Se señaló que existía poco riesgo de que los ovoquistes presentaran un potencial de transmisión de la enfermedad
a los otros gatos adultos que vivían
en la misma casa a menos que tuvieran algún trastorno inmunosupresor subyacente y se sabía que todos los gatos adultos estaban sanos.
Figura 5.14: Esta es una imagen de dos
ovoquistes obtenida con una lente de
100X de inmersión en aceite y
microscopía
de
interf e re n c i a
diferencial
para
mostrar
los
esporozoitos y el cuerpo residual
p resente dentro de cada ovoquiste.
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Plan diagnóstico
CASO 9
Descripción. Gato doméstico intacto, de pelo
largo, de cuatro años.
Historia. El gato es un cazador sano de interior
/ exterior que se va de la casa con frecuencia
por varios días, y generalmente vuelve con "trofeos" como por ejemplo pequeños cadáveres
de animales que parecen terminar al pie de la
cama. El dueño religiosamente le aplica fipronil
(Frontline) todos los meses y no le ha visto garrapatas, si bien son comunes en la zona. El gato ha sido un paciente bastante regular que
consulta al veterinario anual o semi-anualmente
y que el año pasado había sido tratado por lo
que parecía ser la herida de una mordedura. Esta vez, el dueño ha notado el desarrollo de una
tos que va empeorando progresivamente. Los
signos eran relativamente inocuos al principio,
con las ocasionales toses y estornudos. Sin embargo, estos signos habían empeorado progresivamente y ahora estaban acompañados de una
secreción nasal muco purulenta en algunas
ocasiones.
Exámen físico. El gato tenía un áspero ruido
pulmonar y estaba disneico.Alrededor de la nariz tenía costras por la secreción. La temperatura no era significativamente elevada y el gato
solo presentaba signos mínimos de malestar.
Evaluación inicial. Un frotis del material teñido
con Diff-Quik reveló un gran número de neutrófilos con bacterias sumergidas y varios eosinófilos. La experiencia había mostrado que los
gatos en esta zona y con estos antecedentes
podían a veces estar infectados por Metastrongyliadae.
Diagnóstico presuntivo. Neumonitis verminosa
con potencial infección bacteriana secundaria.
Se sacaron imágenes radiográficas de tórax que mostraban una marcada infiltración intersticial difusa de los
pulmones. Se preparó un aparato de Baermann para
examinar las heces y dos horas después, se observa ro n
muchas larvas activas. Se identificaron las larvas como
larvas de Aeluro s t o n gylus ab s t rusus por la cola con espina dorsal.
Diagnóstico: Aelurostrongylus abstrusus
El Aelurostrongylus es uno de los pocos nemátodos larva que se encuentran en las heces de un gato y el único que es común encontrar. Cuando se encuentran larvas, un rápido exámen de la espina de la larva con frecuencia confi rma la identificación.
Resultado
Se trató al gato con fenbendazole (Panacur) durante 5
días y también se le dio enrofloxacina (Baytril) para
tratar la infección bacteriana concurrente. Dos semanas después del tratamiento, la técnica con el embudo
de Baermann reveló que todavía había larvas presentes
en la materia fecal. Se pensó que tal vez éstas eran larvas que todavía estaban madurando a partir de los huevos en el tejido, por lo tanto se detuvo el tratamiento y
se examinó una segundamu e s t ra a las dos semanas
que dio resultado negativo para las larvas. Una radiografía de seguimiento a los 6 meses y otro análisis con embudo de Baermann no revelaron signos de la infección
anterior.
Figura 5.15: Larvas recuperadas del embudo de Baermann. Estas larvas tienden a ser altamente móviles y fáciles de re c u p erar con el método de Baermann. Las larvas están caracterizadas por su largo esófago y el típico extremo de la cola en forma de gancho.
Figura 5.16: Radiografía de los pulmones del gato que muestra
los infiltrados parchados intersticiales que son característicos
de las infecciones muy fuertes con este parásito.
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Plan diagnóstico
CASO 10
E nviar el nódulo extraído para realizar un análisis histopatológico.
Descripción. Galgo Irlandés macho, intacto, de
seis años.
Historia. Este perro vive en una gran explotación agropecuaria, se le permite vagar libremente por la explotación y siempre vuelve a la
casa por la noche y duerme en la sala de estar.
Inicialmente se notó que el perro roncaba un
poco cuando dormía y luego pareció desarrollar una tos significativa. Si bien seguía activo y
continuaba roncando, parecía que cada vez estaba menos activo que antes. El perro había estado constantemente en un programa de prevención de Dirofilaria immitis desde su nacimiento y hace 6 meses se le realizó un análisis
de materia fecal de rutina que dio resultados
negativos para huevos y quistes de parásitos.
Exámen físico. El perro estaba atento, alerta y
jugaba activamente. No presentaba fiebre y el
hemograma completo y los análisis bioquímicos eran relativamente normales. Se notó que el
perro jadeaba y se decidió examinarlo mediante una broncoscopía.
Diagnóstico: Filaroides osleri
Después de descubrir los nódulos, se realizó un
exámen de materia fecal por flotación centrifuga con
s u l fato de zinc que resultó positivo para grandes cantidades de larvas de Filaroides osleri . La flotación fecal
realizada previamente había sido una flotación estacionaria con nitrato de sodio y se asumió que esto hab í a
causado que no se detectaran las larvas.
Resultado
Se administró al perro fenbendazole (Panacur) durante
10 días.Al mismo tiempo, se extrajeron la mayoría de
los nódulos por escisión utilizando el broncoscopio.
Después de tres semanas, una flotación centrífuga con
s u l fato de zinc reveló que todavía había gran cantidad
de larvas en las heces. Como el tratamiento con fenbendazole no pudo eliminar la infección, esto llevó a
un segundo tratamiento con levamisole. Otra flotación
centrífuga con sulfato de zinc de las heces del perro a
las tres semanas de haber concluido el tratamiento vo lvió a revelar larvas en las heces. Una segunda tanda de
levamisole eliminó el parásito de las heces del perro.
Figura 5.17: Larva de Filaroides osleri (también conocida como Oslerus osleri)
recuperada de una flotación
centrífuga con sulfato de
zinc. Estas larvas no son
muy activas y por lo general
no se recupera ninguna de
los embudos de Baermann.
Evaluación inicial. Se anestesió al perro y se lo
examinó con el broncoscopio. Se detectaron
nódulos en las diversas bifurcaciones de la traquea y los bronquios, algunos de estos nódulos
tenían más de un centímetro de diámetro. Se
estimó que había probablemente más de 50 de
estos nódulos que se podían ver con el broncoscopio. Se extrajeron varios nódulos; uno se
envió para un análisis histopatológico y otro se
examinó groseramente en solución salina. Se
determinó que el nódulo que se examinó groseramente era una masa de pequeños helmintos en movimiento.
Diagnóstico
presuntivo.
Filaroides osleri
Figura 5.18: Nódulo de F. Osleri
extraído por resección durante la
visualización con un tubo
endotraqueal.
Figura 5.19: Corte histológico a través de un
nódulo cortado que muestra secciones a través
de la gran cantidad de helmintos enro s c a d o s
dentro del nódulo.
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Plan diagnóstico
CASO 11
Descripción. Labrador Retriever macho, intacto, de 6 meses de vida.
Historia. Se presentó un cachorro sano con diarrea. Casi desde el nacimiento había recibido
tratamiento preventivo para Dirofilaria immitis.
Exámen físico. No hubo hallazgos significativos; el hemograma completo y los análisis bioquímicos fueron normales. Un exámen de rutina de la materia fecal utilizando el método de
flotación centrífuga con sulfato de zinc reveló
larvas en las heces.
Evaluación inicial. La causa de la diarrea era
una infección por Strongyloides stercoralis. Se
identificaron larvas en las heces por la forma
del esófago y la presencia de un gran primordio genital.
Diagnóstico presuntivo. Infección por Strongyloides stercoralis
El hecho de que este perro era positivo para S. Sterc oralis, que la infección se transmite tanto por penetración a través de la piel como por vía de infección transm a m a ria y que el perro había sido adquirido recientemente a un gran criador de cach o rros donde vivía en
íntimo contacto con muchos otros perros sugería que
la infección podría estar presente en otros cach o rros
del mismo criadero. Se contactó al ve t e ri n a rio del cri adero quien proporcionó heces de algunos de los otros
p e rros. Estas muestras fecales se ex a m i n a ron con la técnica del embudo de Baermann para aumentar la sensibilidad del diagnóstico. Con el uso del método del embudo de Baermann, cinco de siete muestras fecales que
fueron examinadas provenientes de perros de todas las
edades y de dos camadas diferentes dieron positivo para la infección.
Diagnóstico: Infección por Strongyloides
stercoralis en este cachorro y otros provenientes del mismo criadero
Resultado
En el momento de la visita a la clínica, se trató al perro
con una inoculación subcutánea terapéutica de ivermectina. Una muestra de materia fecal tomada dos semanas después del tratamiento y examinada con el embudo de Baermann no contenía larvas.
Después de que todas las muestras fecales del criadero
también mostraron la presencia de larvas de Strongyloides stercoralis, todos los perros del establecimiento fueron tratados con una dosis terapéutica de ivermectina.
Dos semanas después del tratamiento, se tomó un conjunto adicional de muestras fecales que se examinaron
para detectar la presencia de larvas utilizando el método del embudo de Baerm a n n . En este momento, se encontró que las heces de todos los perros eran negativas
para larvas.
La necesidad de tratamiento se vio incrementada por el
hecho de que el S. Stercoralis es un conocido patógeno
zoonótico que se puede transmitir a los seres humanos.
Por lo tanto, era esencial que los dueños y el criadero
fuente estuvieran conscientes del potencial zoonótico
de este parásito. Los estadíos en el suelo tienen una vida
relativamente corta, por lo tanto una buena y minuciosa
limpieza del entorno y el secado de todo el suelo o los
c o rrales era muy probable que limpiara el predio de toda larva potencialmente amenazadora en el entorno.
Figura 5.20: Esta es la larva de primer estadío, rabditiforme de
S t rongyloides stercoralis. Las características que cabe destacar son el corto esófago que tiene tres porciones distintivas, el
espacio bucal alineado con la cutícula y el primordio genital de
tamaño muy grande que se da entre el intestino y la pared del
cuerpo ventral justo posterior al cuerpo medio. Las larvas son
bastante móviles y se las puede recuperar con un embudo de
Baermann.
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Plan diagnóstico
CASO 12
Se consultó sobre los helmintos recuperados de la
muestra fecal.
Descripción. Gato doméstico intacto, de pelo
corto, de seis años.
Diagnóstico: Trichinella spiralis
Historia. Este gato de interior-exterior recientemente desarrolló una diarrea que consistía en
mezclas de heces mucosas con sangre. Estos
signos habían persistido durante aproximadamente una semana. El gato tenía antecedentes
de obstrucción y había estado sometido a una
dieta especial para disolución de cristales de estruvita. El dueño sospechaba que el gato seguía
siendo un cazador ávido.
Resultado
Diagnóstico presuntivo. Infección por un nemátodo, presentación sugestiva de especies de
Strongyloides, con gran número de larvas que
se eliminaban con las heces. El gato comenzó a
recibir fenbendazole durante 10 días.
Se completó la tanda de 10 días con fenbendazole. C omo se esperab a , la diarrea cedió a medida que la fase
intestinal de la infección desapareció. Sin embargo, res u l t aba incierto si el fenbendazole habría impedido la
migración de pre-larvas a los músculos del gato.Aprox imadamente a las tres semanas de la presentación, el gato pareció tener una moderada eosinofilia que desapareció tra n s c u rrido otro mes. Casi al mismo tiempo, el
gato pareció mostrar signos de comportamiento errático, brotes de hiperactividad, ocultamiento y períodos
aparentemente muy largos con la mirada fija en el espacio.
A los seis meses, el gato desarrolló problemas de eliminación uri n a ria recurrentes. Se encontró que el probl ema se debía a la continua acumulación de cálculos de
e s t ruvita dentro de la vejiga a pesar del régimen con
dieta especial. Las radiografías revelaron que los cálculos eran relativamente grandes y necesitaban ser extirpados quirúrgicamente. Se decidió esterilizar al gato al
mismo tiempo que se le ex t i r p aban los cálculos.También se decidió que las secciones histológicas de los
músculos serían examinadas para ve ri ficar el éxito de la
terapia con fenbendazole.
La histopatología realizada sobre el tejido muscular extraído en la cirugía reveló la presencia de unos pocos
quistes típicos de Tri chinella dentro de los músculos
del gato. El hecho de que el gato no tuviera otros signos de infección sugi rió que no había necesidad de seguir administrando ningún otro tratamiento para la infección.
Figura 5.21 (Derecha) Macho adulto de Trichinella Spiralis recuperado de las heces. El macho también tiene un
esófago esticosoma que se puede ver que se extiende
desde la cabeza (hacia la izquierda) y vuelve hacia la mitad del cuerpo. El macho no tiene espículas como muchos
nemátodos pero, en cambio, tiene un par de grandes est ructuras similares a papilas que le ayudan a agarrar a la
hembra durante la copulación (una de estas se puede ver
en el extremo posterior hacia la dere c h a )
Figura 5.22: (Derecha) Hembra adulta de T. Spiralis re c u p e r ada de las heces. Se puede notar que el helminto contiene el típico esófago esticosoma hacia el extremo anterior (a la izq u i e rda) y que tiene el cuerpo lleno de pequeñas pre - l a rv a s
desde el nivel del cuerpo medio hacia la cola (a la derecha).
Exámen físico. El gato estaba un poco letárgico
y deprimido.Tal vez mostró un leve aumento
de la temperatura rectal. Los análisis de sangre
y clínicos eran relativamente normales, con un
posible aumento en la deshidrogenasa láctica
(DHL) y leve elevación en el número de leucocitos circulantes.
Evaluación inicial. El exámen de las heces por
flotación reveló unos pocos quistes de Giardia
felis. En el frotis directo de las heces se vieron
pequeños nemátodos. Los helmintos parecían
bastante grandes, de 1 a 2 mm de longitud, y no
se parecían a las larvas de Aelurostrongylus abstrusus, Metrastrongylidae de los gatos.
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Nestlé Purina Pet Care Company • Parasitología: Diagnósticos en perros y gatos
Figura 5.23. Sección que atraviesa el músculo de un gato y
muestra una célula del músculo infectada con larva de T.
Spiralis de primer estadío.
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Plan diagnóstico
CASO 13
Descripción. Gata doméstica esterilizada, de pelo corto, de dos años.
Historia. Hacía sólo dos meses que los dueños
de la gata se habían mudado de Ann Arbor, Michigan a Seattle,Washington. La gata ha desarrollado una grave tos, tiene disnea y anorexia y
ha perdido peso durante las dos últimas semanas.
Exámen físico. Se encontró que la gata tenía ásperos ruidos pulmonares. No parecía haber
compromiso de las vías respiratorias superiores. Un hemograma reveló un número de eosinófilos levemente elevado, pero de no ser por
esto, el análisis era normal.
Evaluación inicial. Neumonitis verminosa, más
probablemente Dirofilaria immitis.
Diagnóstico presuntivo. Enfermedad por Dirofilaria immitis.
En base a los signos, a la Dirofi l a ria immitis se la puso
en una posición bastante alta en la lista de descart e .
Por lo tanto, se realizaron pruebas de antígenos y anticuerpos de la Dirofi l a ria immitis y ambas dieron resultados negativos para ésta. El exámen fecal reveló la presencia de huevos de nematelmintos, h u evos de capilaria Eucoleus aerophilus, y huevos de trematodo Paragon i mus kellicotti.
Se tomó la decisión de sacar radiografías para ve ri fi c a r
la presencia de P. Kellicotti en los pulmones y para veri ficar que el gato no tuviera Dirofi l a ria immitis. No se
esperaba que la infección por E.Aerophilus pro d u j e ra
ningún signo que concordara con los cambios radiográficos.
Diagnóstico: Paragonimus kellicotti
Resultado
Las radiografías revelaron una lesión cavitacional en el
lóbulo infe rior derecho del pulmón. Se observó también consolidación de los pulmones como lo indicaban las opacidades intersticiales. Se esperaba que la gata se hubiera infectado cuando todavía vivía en Michigan. Se consideró que el progresivo empeoramiento de
los signos era la reacción dentro de los pulmones a los
h u evos depositados dentro de los tejidos.
Se decidió que se trataría a la gata con prazicuantel
(Droncit) para los trematodos de pulmón y se administró prazicuantel durante tres días en una dosis de 50
mg/kg. Se tomaron radiografías una semana después
del tratamiento y las lesiones parecían haber empeorado, presumiblemente debido a que los helmintos dent ro del nódulo habían mu e rt o . Dos semanas más tarde,
la gata inició una tanda de 7 días de fenbendazole (Panacur) en una dosis de 50 mg/kg con la intención de
eliminar la infección por capilaria y asegurar la muerte
de los trematodos de pulmón.
Un exámen de materia fecal y las radiografías sacadas
dos meses después de la presentación inicial no reve l aron signos de infección por trematodos de pulmón.
Figura 5.24. Huevo de Paragonimus kellicotti. Nótese
el opérculo y el bulto abopercular o estructura con forma de espina en el extremo opuesto del huevo.
50
Nestlé Purina Pet Care Company • Parasitología: Diagnósticos en perros y gatos
Figura 5.26. Radiografía (vista lateral) que muestra extenso infiltrado con
una lesión de la cavidad en el lóbulo inferior derecho. La lesión de la
cavidad probablemente contiene un par de trematodos adultos. El
infiltrado se debe probablemente a una reacción a los huevos en el tejido.
Figura 5.25. Radiografía (vista ventral) que muestra múltiples
infiltrados emparchados en el lóbulo inferior derecho, uno de
los cuales es cavitario.
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51
Capítulo 6: Parásitos detectados en las heces—Estudio de casos
Plan diagnóstico
CASO 14
Descripción. Caniche macho intacto de cinco
años.
Historia. El dueño había notado que el perro
hacía fuerza cuando orinaba y que eliminaba algunas gotas de sangre en la orina.También notó
que orinaba con mayor frecuencia y que comía
menos durante las últimas semanas.
Exámen físico. El perro parecía gozar de buena
salud en general y tenía una temperatura rectal
que apenas superaba la normal. Era evidente
que el animal no se sentía cómodo con la palpación y que tenía la vejiga distendida e hinchada. La palpación de la vejiga reveló que el
perro sentía dolor. Se le suministró un sedante
y se pasó un catéter urinario sin resultados que
produjo un volumen de orina. No parecía tener
ningún signo significativo de urolitos y se decidió que una radiografía no era garantía.
Se decidió que se trataría al perro y que se examinaría la orina para volver a detectar la presencia de huevos dentro de un mes.
Diagnóstico: Pearsonema plica
Resultado
Se le prescribió un tratamiento de 10 días de fenbendazole administrado en gránulos con el alimento en
dosis de 50 mg/kg de peso corporal. Se produjo otro
período aparente de obstrucción que nuevamente requirió el pasaje de un catéter para proporcionar alivio al animal.A partir de entonces el perro no mostró
más signos. El exámen de orina después de un mes
no reveló huevos del nemátodo capillaria.
Evaluación inicial. Se notó que la orina contenía varios glóbulos rojos y unos pocos glóbulos
blancos. El exámen del sedimento reveló una
gran cantidad de huevos del nemátodo capillaria, Pearsonema plica.
Diagnóstico presuntivo. Se decidió que el perro sufría una obstrucción uretral como efecto
secundario de una cistitis estéril que probablemente era el resultado de una infección de la
pared de la vejiga con Pearsonema plica.
Figura 6.1. Huevo del nemátodo capillaria Pearsonema plica, que
es uno de los pocos huevos que se encuentran en la orina de los
p e rros. La especie que se encuentra en los gatos por lo general se
considera que es Pearsonema feliscati.
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53
Capítulo 7: Parásitos detectados en la sangre—Estudio de casos
Plan diagnóstico
CASO 15
Descripción. Beagle macho intacto de cuatro
años.
Historia. El perro presentaba una grave enfermedad respiratoria. Los primeros signos que
notaron los dueños estaban relacionados con
que el animal se cansaba rápido cuando hacía
ejercicio. El estado del perro empeoraba progresivamente y había tenido dos episodios de
síncope. Este animal había sido adoptado en
un refugio cuando tenía aproximadamente un
año y desde entonces siempre había vivido en
el norte de Colorado. No había visitado al veterinario recientemente y había recibido las vacunas contra la rabia en un programa de servicio
comunitario.
Exámen físico. El perro presentaba tos severa y
molestias respiratorias. En la cavidad abdominal
se evidenció ascitis. Las muestras de sangre presentaron signos de hemólisis.
Evaluación inicial. El perro presentaba dolor
agudo con significativa cardiopatía en las cavidades derechas.
Diagnóstico presuntivo. Insuficiencia cardíaca
congestiva.
Se realizaron radiografías y análisis de sangre. Las
radiografías del corazón y los pulmones revelaron
agrandamiento de las cavidades derechas del corazón,
la arteria pulmonar principal y las arterias
pulmonares en los lóbulos del pulmón.También se
observó obstrucción y engrosamiento de las arterias
pulmonares. La prueba de antígenos para Dirofilaria
immitis dio resultado positivo y había un gran
número de microfilarias presentes en las películas
sanguíneas que habían sido preparadas para realizar
los hemogramas. La hemólisis de la sangre sugería
síndrome de vena cava y la ecografía reveló la
presencia de helmintos en la vena cava inferior.
Diagnóstico: Síndrome de vena cava
(Infección por Dirofilaria immitis)
Resultado
Dada la gravedad del diagnóstico de síndrome de
vena cava, se decidió que la única forma de salvar al
perro era con una intervención quirúrgica para
extraer la mayor cantidad posible de helmintos. Se
sedó al perro y con anestesia local se le realizó una
flebotomía en la vena yugular. Se extrajeron los
helmintos con pinzas de cocodrilo. Se monitoreó
cuidadosamente al perro durante los días siguientes y
se recuperó bien. Después de un mes, se lo trató con
diclorhidrato de melarsomina (Immiticide®; Merial)
que toleró muy bien. Luego se le administró una
dosis preventiva de rutina para Dirofilaria immitis.
Este caso fue sorprendente porque el perro vivía en
un área donde no se considera que haya Dirofilaria
immitis. Probablemente el perro se infectó en otro
lugar antes de llegar al refugio donde fue adoptado ya
que la infección es de larga duración.
Figura 7.1. Microfilaria de Dirofilaria immitis teñida con
Giemsa.
Nestlé Purina Pet Care Company • Parasitología: Diagnósticos en perros y gatos
55
Plan diagnóstico
CASO 16
Para confirmar, se tomaron muestras de suero y se las
envió a un lab o ra t o rio de diagnóstico.
Descripción. Cachorro de Labrador Retriever
de 5 meses de vida
Diagnóstico: Infección por Neospora caninium
Historia. Este cachorro nació normal, pero a comienzos de la décima semana de vida desarrolló una parálisis de las extremidades traseras
que continuó avanzando. Parecía que también
las extremidades delanteras estaban un poco
afectadas y el cachorro llego al punto en que
apenas se podía mover. Uno de los otros cachorros de la camada murió al poco tiempo de
nacer, pero los demás cachorros de la camada
no mostraron signos de infección. La madre parecía normal.
Exámen físico. El cachorro estaba despierto y
alerta sin signos aparentes de dolor. Presentaba
contractura de las articulaciones tanto en las
extremidades traseras como delanteras.
Resultado
Como se esperaba, los resultados de la serología confirmaron el diagnóstico clínico.Ya se había preparado a
los dueños para un diagnóstico de neosporosis y se les
sugi rió la eutanasia. Se sacri ficó al animal. Se solicitó
presentar al cach o rro para una necropsia y los dueños
estuvieron de acuerdo. La histopatología reveló la presencia de organismos dentro de las fibras nerviosas.
Se informó a los dueños que los casos de infección
neonatal por Neospora caninum pasan de la madre a
los cach o rros durante reiterados embarazos. Por lo tanto, se sugi rió esterilizar a la hembra para que no volviera a tener cría por miedo a tener una repetición de los
signos observados en este cach o rro.
Evaluación inicial. La presentación era contractura de las articulaciones probablemente como
resultado de una poliradiculitis.
Diagnóstico presuntivo. El cuadro era bastante
representativo de la presentación clínica de la
neosporosis neonatal.
Figura 7.2. Lo más probable es que este cachorro de Labrador Retriever se haya infectado
en el útero con Neospora caninum. Los signos
son evidencia de las
contracturas de las ext remidades que ocurre n
cuando se dañan los
nervios en el perro en
c recimiento. Los vendajes en los pies indican
que se intentó pro t e g e r
al perro de las abrasiones cuando intentaba
caminar.
Figura 7.3. Corte a través del músculo que
muestra un quiste en una célula muscular.
Figura 7.4. Micrografía electrónica de los organismos en una célula de
Schwann que muestra el daño causado a la vaina de mielina (La imagen
es gentileza del desaparecido Profesor John Cummings).
56
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Plan diagnóstico
CASO 17
Descripción. Mastín macho entero de cuatro
meses de vida.
Historia. Este perro de 18 kg que vivía en Oklahoma hacía dos semanas que estaba inapetente
cuando los dueños hicieron la consulta con el
veterinario. Durante este tiempo el perro había
hecho materia fecal blanda y había perdido casi
un kilo de peso corporal. Se había tratado al perro con varias tandas de antibióticos entre ellos
enrofloxacina, trimetoprima-sulfa y cloranfenicol. El perro estaba al día con todas las vacunas
y había recibido prednisona durante 3 días justo antes de la presentación.
Exámen físico. El perro estaba flaco y presentaba una leve linfoadenopatía. Tenía fiebre leve
(40ºC). Se encontró anemia no regenerativa moderada que era normocrómica y normocítica y
también una leve linfopenia. No se detectaron
parásitos en el análisis de materia fecal.
Evaluación inicial. Se tomaron aspirados con
aguja fina de un nódulo linfático poplíteo
agrandado. Los frotis realizados con los aspirados se tiñeron con tinción de Wright-Giemsa.
Los frotis contenían linfocitos maduros y linfoblastos desparramados. Había numerosos organismos extracelulares identificados como trofozoitos de Trypanosoma cruzi por ser fusiformes
y tener cinetoplasto posterior grande, núcleo
central y membrana ondulante.
Se ve ri ficó la infección mediante dos pruebas adicionales: aislación de cultivos celulares de organismos provenientes de aspirados de nódulos linfáticos adicionales y serología utilizando una prueba de anticuerpos con fluorescencia indire c t a .Ambas pruebas verificaron el resultado de
la observación inicial realizada en el aspirado teñido.
Diagnóstico: Trypanosoma cruzi
Resultado
Debido a la mala prognosis para tratar esta infección en
los perros, se sugi rió que el dueño considerara la posibilidad de sacrificar a este animal. Esta fue la decisión del
dueño y también se obtuvo la autorización para realizar
una necropsia y un exámen patológico al perro. El
exámen histológico de los dive rsos tejidos musculares,
incluso el corazón, reveló grandes cantidades de estadíos
amastigota de los organismos presentes en los tejidos.
Por lo general, las infecciones en los seres humanos se
adquieren cuando una persona frota las heces de los
grandes insectos triatomidas que se alimentan de sangre
en la picadura causada por el artrópodo. En los perros,
se cree que la infección puede adquiri rse por la ingestión de los mismos insectos. Cuando los insectos se
aplastan en la boca del perro, los organismos iniciarán la
infección penetrando en la mucosa bucal. Los estadíos
tripomastigotas en la sangre de los perros son dire c t amente infecciosos para otros huéspedes, incluso las personas; por lo tanto la manipulación de la sangre de animales potencialmente infectados se debe realizar cuidadosamente para evitar pinch a rse con las agujas. En la
mayoría de los casos crónicos, los estadíos en el torrente
sanguíneo son bastante raros; la transmisión por estadíos
en la sangre por lo general sería un problema en los perros dadores de sangre y se los debe analizar para detectar esta potencial infección.
Diagnóstico presuntivo. Infección por Trypanosoma cruzi.
Figura 7.5. La película de sangre con tinción de Giemsa muestra tres tripomastigotas de Trypanosoma cruzi, que, a diferencia de los de tripanosomas africanos,
tienden a tener forma de "C" en lugar de
f o rma de "S" cuando se los ve en películas de sangre. La tripomastigota de T.
cruzi tiene un cinetoplasto muy grande en
el extremo posterior que parece sobre s alir en el citoplasma y las formas divididas
no se observan dentro de la sangre .
Nestlé Purina Pet Care Company • Parasitología: Diagnósticos en perros y gatos
57
Figura 7.6. La preparación con tinción de Giemsa muestra los
estadíos promastigota de T. cruzi que se obtienen en cultivo.
58
Figura 7.7. Este corte histológico a través del tejido muscular
muestra dos nidos de amastigotas dentro de las fibras
musculares.
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Plan diagnóstico
CASO 18
Descripción. Pastor Alemán macho entero de
cuatro años.
Historia. El perro había pasado los últimos seis
meses en Grecia con la familia de su dueño.
Desde que volvió a su casa, mostraba signos de
anorexia, pérdida progresiva de peso y depresión. Mientras estuvo en Grecia, el perro estuvo
sano, había visitado al veterinario para una consulta de rutina y le habían administrado tratamiento preventivo para Dirofilaria immitis.Además, recibía una dosis mensual de imidacloprida (Advantage®; Bayer) para la prevención de
pulgas. El perro vivía principalmente adentro
de la casa, sólo salía en ocasiones para realizar
caminatas por el campo con la familia. El dueño informó que la consistencia de la materia fecal y la frecuencia de la defecación y micción
eran normales.
Exámen físico. Se notó que el perro tenía fiebre (temperatura rectal 40.5ºC) y membranas
mucosas pálidas.Al palparlo se observó que tenía el bazo agrandado. No se observaron lesiones dérmicas. Se encontró que el hematocrito
era 28%.
Evaluación inicial. Dado el antecedente del viaje y los signos, parecía que había una enfermedad sistémica que podría estar relacionada con
diversos agentes infecciosos como Leishmania,
especie Ehrlichia, especie Rickettsia o Babesia.
Se prepararon frotis de sangre y se los tiñó con tinción
de Diff-Quik y Wright/Giemsa. Se tomaron muestras de
suero y se las presentó para obtener la serología para
ehrlichiosis y ri ckettsiosis canina. Se decidió que para
seguir trabajando en la leishmaniosis se esperarían los
resultados de las pruebas para estas otras dos infecciones. El frotis de sangre reveló merozoitos de Babesia canis en los glóbulos rojos. Después de va rios días, se entregaron los resultados de la serología y el perro resultó
ser serológicamente negativo para las otras infecciones.
Diagnóstico: Babesia canis
Resultado
Se inició el tratamiento utilizando dipropionato de imidocarb (Imizol®; Schering-Plough para Salud Animal)
en una dosis subcutánea de 6,6 mg/kg. El tratamiento
se repitió a las dos semanas (se realizaron dos tratamientos en total).Al mes del primer tratamiento, se volvieron a examinar las películas de sangre y no se ev idenciaron organismos en los frotis de sangre.Al mes
del tratamiento, el bazo seguía un poco agrandado pero
el hematocrito estaba dentro de los valores límite normales.
Debido a los signos presentes, también se sospechó de
leishmaniasis como causa potencial o infección concomitante en este caso.A los 2 meses, la enfermedad del
perro había mejorado notoriamente pero se decidió
que sería mejor ve ri ficar si el perro era negativo para
Leishmania. Por lo tanto, se tomó unamu e s t ra de suero
y se la envió a un lab o ra t o rio comercial (Heska Corp.,
Fo rt Collins, CO). Los resultados del análisis revelaron
que el perro no tenía anticuerpos para Leishmania.A
los seis meses del tratamiento para Babesia canis, el perro no tenía ningún signo que pudiera estar relacionado con cualquiera de los patógenos.
Diagnóstico presuntivo. Enfermedad infecciosa
potencialmente relacionada con uno o varios
agentes infecciosos que podrían haber sido adquiridos en Grecia
Figura 7.8. Película de sangre con
tinción de Giemsa que muestra un
glóbulo rojo con un par de mero z o i t o s
de Babesia canis con forma de lágrima
en una célula.
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59
Plan diagnóstico
CASO 19
Monitorear y estabilizar.
Diagnóstico: Cytauxzoon felis
Descripción. Gato Siamés de cinco años.
Historia. El gato presentaba una enfermedad
de duración desconocida. El dueño informó
que su gato había desaparecido durante varios
días y que había aparecido bastante enfermo.
Después de haberlo cuidado durante dos días
sin lograr mejoría, el dueño llevó al gato a la clínica. Era un animal de interior-exterior que vivía en los suburbios del sur de Arkansas.
Exámen físico. El gato estaba deprimido y tenía
una temperatura rectal de 37.5ºC.Al ingresar a
la clínica, presentaba severa ascitis e ictericia y
molestias respiratorias relativamente graves. Los
ensayos ELISA realizados en el lugar dieron resultado negativo para el Virus de la Inmunodeficiencia Felina y el Virus de la Leucemia Felina.
La material fecal parecía normal, pero hacía varios días que el gato no comía. La orina era de
color marrón oscuro. El hematocrito era 22%.
Se prepararon y tiñeron portaobjetos con sangre. Los glóbulos rojos contenían elementos
identificados en ese momento como Haemobartonella.
Las infecciones por Cytauxzoon felis transmitidas por
las garrapatas, que es un organismo que existe naturalmente en los gatos monteses sin signos de enfermedad declarada, con frecuencia resultan fatales para
los gatos domésticos. Sin embargo, algunos gatos domésticos han sobrevivido a la infección y algunos de
estos gatos sobrevivientes han recibido tratamiento
(por ejemplo con dipropionato de imidocarb [Imizol]
o antibióticos) mientras que otros no recibieron ningún tratamiento. Se cree que las aislaciones pueden
diferir en cuanto al grado de virulencia.
Los estadíos anulares muy pequeños de Cytauxzoon
presentes en los glóbulos rojos de los gatos son bastante pequeños en comparación con los de Babesia
canis de los perros. Se parecen a la forma más pequeña de babesiosis canina, Babesia gibsoni. Por desgracia, los gatos que sucumben a una enfermedad grave
causada por citauxzoonosis con frecuencia no presentan estadíos en los glóbulos rojos; los estadíos en
los macrófagos que ocluyen los vasos sanguíneos ocurren antes del asentamiento de la mayoría de los estadíos en los glóbulos rojos. Una biopsia de médula
ósea o de un nódulo linfático tal vez podría ayudar a
mejorar el diagnóstico de infección con la identificación de los macrófagos hipertrofiados.
Evaluación inicial. Se inició la administración
endovenosa de solución de lactato sódico compuesta y al gato se le colocó una inyección subcutánea de enrofloxacina.
Diagnóstico presuntivo. Infección sistémica, hemobartonelosis, o tal vez enfermedad sistémica
por aparato digestivo perforado o trauma .
Figura 7.9. Película de sangre teñida que
muestra
varios
glóbulos
rojos
parasitados por los pequeños trofozoitos
de Cytauxzoon felis con forma anular.
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Nestlé Purina Pet Care Company • Parasitología: Diagnósticos en perros y gatos
Resultado
El gato empeoraba rápidamente. Se le administró líquido
por vía endovenosa pero siguió desarrollando molestias
respira t o rias cada vez más severas. El gato mu rió a las
48 horas de haber ingresado al hospital. Se realizó una
necropsia y el hígado, los pulmones, los riñones y el bazo aparecieron congestionados. Se enviaron muestras de
tejido de estos órganos a un lab o ratorio de diagnóstico
para poder determinar la causa de la muerte. La histopatología reveló oclusión de todos los vasos en los órganos
presentados con células altamente agrandadas que contenían numerosos merozoitos del agente causal, Cytauxzoon felis.Al examinar nu evamente la película de sangre
teñida se vio que los organismos presentes eran C. felis,
y no Haemobartonella felis.
Figura 7.10. Corte a través del tejido pulmonar del gato. La imagen muestra un corte longitudinal de un vaso sanguíneo que tiene el lumen completamente obstruido por los grandes macrófagos hipertrofiados parasitados por C. felis.
Figura 7.11. Corte a través del tejido pulmonar del gato. La
imagen muestra un corte a través de un vaso obstruido con
los mismos estadíos presentes en el corte longitudinal en la
Figura 7.10.
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61
Capítulo 8: Parásitos detectados en muestras de tejido— Estudio de casos
Plan diagnóstico
CASO 20
Realizar un análisis de materia fecal, una ecografía y
una prueba de antígenos fecales para los virus.
Descripción. Hembra de cinco años, cazadora
de mapaches, esterilizada.
Diagnóstico: Heterobilharzia americana
Historia.Aproximadamente tres semanas antes
de visitar la clínica, la perra comenzó con diarrea. Salvo este síntoma y la pérdida de peso
durante el ultimo mes, estaba sana. La perra
recibe un tratamiento preventivo de rutina para
Dirofilaria immitis y usa collares para pulgas
que le cambian mensualmente. La perra se mudó recientemente de la zona rural de Louisiana
a Nueva Orleans.
Exámen físico. La perra parecía normal salvo
que se veía levemente delgada.Al palparla, se
notó un recorrido intestinal un poco engrosado
y fibrosis en el hígado. Parece haber una leve
eosinofilia según el hemograma y parece que la
orina contiene proteína incrementada.
Una vez que se ha realizado el diagnóstico, el exámen
exhaustivo de las heces mediante la simple sedimentación posterior a la dilución en solución salina revela una gran cantidad de huevos de esta especie de
trematodo.
Se trató a la perra como paciente interno con pracicuantel en una dosis elevada de 50 mg/kg (10 veces
la dosis utilizada típicamente para tratar parásitos intestinales). La perra toleró bien el tratamiento y a las
6 semanas aproximadamente había retornado a su
comportamiento y a su peso normales. El hecho de
que ahora la perra viviera en la ciudad significaba
que probablemente no sería susceptible a repetir la
infección por nadar en ríos pantanosos con cercaria
infecciosa .
Resultado
Evaluación inicial. Parece que la perra tiene enteritis de etiología desconocida.
Diagnóstico presuntivo. Enteritis causada por
virus (parvovirus, coronavirus), bacterias (colibacilosis, salmonelosis), parásitos (Trichuris trichiura, ancylostomas, heteroesquistosomosis) y
toxinas (cuerpos extraños, plomo, zinc), gastroenteritis hemorrágica, invaginación intestinal, enfermedad sistémica (insuficiencia renal o
cardíaca)
Figura 8.1. Corte histológico a través de una muestra de biopsia de hígado que presenta dos huevos de trematodo Hetero b i lharzia americana en el tejido hepático.
No se diagnosticaron virus y no se detectaron parásitos mediante la prueba de flotación estacionaria. Se
realizó una flotación con sulfato de zinc para buscar
Giardia, pero no se encontraron organismos. De manera similar, las pruebas de antígenos para Giardia y
Cryptosporidium fueron negativas. La ecografía reveló recorridos intestinales levemente engrosados. Si
bien la perra había estado bajo tratamiento preventivo mensual de rutina para Dirofilaria immitis que po-
Figura 8.2. Corte histológico a través de un vaso en la muestra
de biopsia del hígado que exhibe un corte transversal a través
de un macho adulto enroscado alrededor de un helminto hembra más delgado. Las áreas más oscuras dentro del helminto
son el intestino.
Nestlé Purina Pet Care Company • Parasitología: Diagnósticos en perros y gatos
63
dría haber eliminado otras infecciones por nematodos, se le administró pracicuantel / embonato de pirantel / febantel (Drontal Tablets Plus).
El estado de la perra no cambia y la diarrea y la pérdida de peso parecen empeorar. Por lo tanto, se realiza
una laparotomía exploratoria.Al abrir la cavidad abdominal, se nota que el hígado está firme y veteado. Se
toma una muestra del hígado para realizar una biopsia. Se observan objetos pequeños y elongados con
forma de gusano en las venas mesentéricas y se toma
uno de éstos objetos.
El exámen del material de la biopsia revela huevos del
trematodo esquistosomático, Heterobilharzia americana, en los tejidos hepáticos.Además, se observa que el
objeto que parecía un gusano recuperado de la vena
mesentérica es un par adulto de trematodos.
Figura 8.3. Macho y hembra adultos de H. americana (teñidos de rojo) recuperados de una vena mesentérica. El macho,
más grande y con cuerpo más grueso, retiene a la hembra más delgada dentro de su canal ginofórico.
Figura 8.4. Huevo de H. americana recuperado con el método
de sedimentación fecal. Obsérvese que el huevo contiene un
miracidio completamente desarrollado y que si se lo colocara
en agua en lugar de solución salina podría desovar. La
imagen es gentileza del Dr. J. Flowers, North Carolina State
University, Raleigh, NC.
64
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Plan diagnóstico
CASO 21
Descripción. Gato doméstico entero, de pelo
corto, de nueve años.
Historia. El gato, originariamente de Oklahoma,
visitó al veterinario por alopecia en el pabellón
auditivo.
Exámen físico. El gato presentaba alopecia en
aproximadamente dos tercios del pabellón interno y un tercio del pabellón externo en ambos oídos.También presentaba una moderada
descamación alrededor de los márgenes de los
pabellones en ambos oídos. En todos los demás aspectos, el gato parecía relativamente normal. Un análisis de materia fecal de rutina no
mostró ningún estadío parásito detectable. El
gato había estado recibiendo ivermectina.
(Heartgard para Gatos) como tratamiento preventivo para Dirofilaria immitis y una dosis regular de imidacloprid (Advantage) para el control de pulgas.
Evaluación inicial. Se consideró que el gato presentaba una afección dérmica que coincidía
con dermatofitosis, sarna o leishmaniasis.
Diagnóstico presuntivo. Dermatitis infecciosa
posiblemente causada por dermatofitos (Microsporum o Trichophyton), sarna (notoédrica
o demodéctica), o leishmaniasis.
Se trató al gato por las tres afecciones. Se examinaron
los oídos del gato con una lámpara de Wood y no se
observó fluorescencia. Se extra j e ron pelos de la zona
periférica a la lesión para realizar un cultivo de hongos
con un medio de prueba para dermatofitos que dio resultado negativo cuando se lo examinó a los 6 días. Se
encontró que los raspajes de piel preparados en aceite
mineral no contenían garrapatas Notoedres ni Demodex. Un frotis de raspaje de piel con tinción de WrightGiemsa reveló nu m e rosas células con formas amastigotas lo cual llevó a diagnosticar leishmaniasis.
Diagnóstico: Leishmania mexicana
Resultado
El diagnóstico de leishmaniasis se hizo en base a frotis
teñidos de las lesiones de los oídos. La leishmaniasis visceral se considera rara en los gatos, por lo tanto se consideró que era una infección cutánea por Leishmania
mexicana. Las opciones potenciales de tratamiento
eran eliminar quirúrgicamente el pabellón de ambos oídos o realizar una terapia ex p e rimental con una tanda
de seis semanas de itraconazole. El dueño eligió realizar
la escisión de los pab e l l o n e s . La eliminación quirúrgi c a
del tejido afectado no presentó complicaciones y el gato se curó sin re c u rrencia de las lesiones.
La infección en el gato causó preocupación por el potencial de transmisión zoonótica al dueño o al personal
del hospital. Esto tendría que ocurrir a través de la
transmisión directa de los organismos a una lesión o
h e rida ab i e rta en la piel de la persona que manipula al
gato. Si bien se consideró que el riesgo era pequeño, se
pensó que era posible que las lesiones no desapare c erían espontáneamente y que la amenaza estaría pre s e nte. Por lo tanto, se consideró que tratarlo era la única
opción.
Figura 8.5. Este macrófago en una preparación de la piel con
tinción de Giemsa muestra un macrófago lleno del estadío
amastigota de Leishmania mexicanum. Morfológicamente, las
f o rmas amastigotas no se pueden distinguir de las otras
especies de Leishmania y cuando están en los macrófagos no
se pueden distinguir de las de Trypanosoma cru z i .
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65
Plan diagnóstico
CASO 22
Descripción.Terrier de Norwich macho, entero,
de siete años.
Historia. El perro recientemente había presentado alopecia en la cara y en la parte posterior
de las rodillas de las patas traseras.También se
notó pérdida de pelo en las orejas. Esto ocurría
desde hacía varios meses. El perro parecía estar
un poco pruriginoso, pero no en exceso. No ha
habido cambios significativos en la dieta ni
cambios en la casa donde vive el perro. El perro está al día con las vacunas y recibe el tratamiento preventivo de 6 meses de duración para
Dirofilaria immitis todos los veranos. Hace dos
años, tuvo un problema de pulgas, pero el uso
de milbemicina oxima / lufenuron (Sentinel®;
Novartis) en el tratamiento para la prevención
de Dirofilaria immitis controló el problema de
las pulgas. Un exámen de material fecal realizado en la última visita, hace 6 meses, dio resultados negativos para todos los parásitos.
Se realizaron raspajes de piel para obtener un diagnóstico. Los raspajes se tiñeron con tinción de DiffQuik y Gram. Los raspajes también se desmenuzaron
en aceite mineral usando agujas finas sobre el portaobjetos antes de colocar un cubreobjetos sobre el
material para examinarlo.
Diagnóstico: Sarcoptes scabiei
Resultado
Se encontraron garrapatas Sarcoptes scabiei (se reconocen por su forma redondeada y pretarsos largos y
no segmentados) en los raspajes de piel. Se trató al
perro con una inoculación subcutánea de ivermectina (200 µg/kg).Al mes, las lesiones habían mejorado
significativamente y el perro inició un tratamiento
preventivo para Dirofilaria immitis con una dosis
mensual de selamectina (Revolution).A los seis meses, el perro ya no presentaba lesiones y los raspajes
de piel tomados en ese momento dieron resultado negativo para garrapatas.
Exámen físico. El perro estaba atento, alerta y
normal al palparlo. Se observó alopecia en el
hocico y en la parte de atrás de las rodillas.
Las orejas parecían tener las puntas inflamadas.
El exámen con lámpara de Wood no reveló
fluorescencia.
Evaluación inicial. Infección dermatológica: los
potenciales diferenciales incluyen demodicosis,
sarna sarcóptica, dermatofitosis.
Diagnóstico presuntivo. Lesiones dermatológicas que concuerdan con infección por dermatofitos o garrapatas.
Figura 8.6. Hembra adulta de garrapata Sarcoptes scabiei
recuperada en un raspaje de piel. Se notan bien las grandes
espinas en el cuerpo.
Figura 8.7. Macho adulto de garrapata Sarcoptes scabiei
recuperada en un raspaje de piel.
66
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Plan diagnóstico
CASO 23
Preparación para una potencial infección urinaria;
exámen de los oídos para detectar garrapatas.
Descripción. Gata doméstica de pelo corto, esterilizada, de ocho años.
Diagnóstico: Otodectes cynotis
Historia. La gata había sido adoptada en un refugio de animales hacía dos meses y tenía problemas de micción inadecuada en la casa. Se
la llevó a la clínica para consultar sobre cómo
minimizar el problema de micción. Se realizó
un exámen físico de rutina.
Resultado
Exámen físico. La gata parecía normal y su pelo
estaba en buen estado.Tenía los nódulos linfáticos inguinales agrandados y en el muslo trasero
derecho se sintió algo que parecía ser un perdigón; sin embargo, la falta de lesiones sugirió
que era una herida vieja. El reflejo auricular-pedio era positivo y tenía los oídos llenos de una
suciedad fina de color gris amarronado que sugería la presencia de garrapatas.
Evaluación inicial. Gata normal con problemas
de conducta relacionados con la micción. Se
consideró que la lesión por el perdigón no requería ningún tratamiento. El reflejo auricularpedio y la presencia de cera sugerían una alta
probabilidad de garrapatas en los oídos.
El exámen otoscópico reveló cientos de garrapatas en
cada oído. Esto también se pudo verificar colocando
una pequeña cantidad del material sobre un portaobjetos y examinándolo con un microscopio. Se le limpiaron los oídos masajeando con 1 mL de aceite mineral en cada canal auditivo y un hisopo. Luego se trató la afección mediante la aplicación de ivermectina
(ACAREXX®; Blue Ridge Pharmaceuticals/IDEXX Laboratories) en cada oído.
Los estudios para detectar una potencial infección
urinaria no revelaron infección subyacente . La micción mejoró con la incorporación de más cajas sanitarias, sin embargo, si bien el problema se redujo, no
terminó. Luego el tratamiento comenzó a determinar si el gato tenía aversión al sustrato o a la ubicación o preferencia por algún sustrato. El dueño mostró muchos deseos de pasar por las diversas pruebas
hasta rectificar el problema.
Diagnóstico presuntivo. Problemas de conducta
y potencial invasión de garrapatas en el oído.
Figura 8.8. Huevos de Otodectes cynotis recuperados del canal
auditivo en la limpieza con hisopos. Dentro del cascarón de
los huevos, pueden verse las garrapatas en desarro l l o .
Figura 8.9. Garrapata hembra adulta O. cynotis recuperada con
un hisopo para oídos.
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67
Plan diagnóstico
CASO 24
Descripción. Perra cruza de cuatro años.
Historia. Esta perra era miembro activo regular
de la casa en el sur de Wisconsin. Con frecuencia acompañaba a la familia a los parques locales y a campamentos y excursiones en canoa.
La perra había viajado mucho, había realizado
distintos viajes a varios estados del sur, había
hecho varios viajes largos a las montañas de
Colorado y había caminado mucho por el Sendero de los Apalaches. La perra recibe atención
veterinaria de rutina y se le administra milbemicina oxima / lufenuron (Sentinel) y fipronil
(Frontline) regularmente desde que nació. Una
semana antes, la perra había desarrollado una
protuberancia en el lado interno de la pata delantera izquierda. La lesión de la pata delantera
se convirtió en una pápula que se rompió. Los
dueños pensaban que veían algo que parecía
un hilo blanco o una parte de un tendón en la
herida. La perra no parece tener ningún otro
signo de infección.
Exámen físico. La perra parecía tener buena salud, no presentaba signos de infección generalizada. No tenía fiebre y no hubo hallazgos significativos en el hemograma o en el panel de análisis bioquímicos.
Examinar las larvas para obtener detalles
morfológicos. Las larvas también se pueden examinar
en preparaciones frescas con solución salina; las
larvas de Dracunculus deben tener una cola larga que
termina bien en punta.
Diagnóstico: Dracunculus insignis
Resultado
Se decidió que la cirugía sería el mejor tratamiento
para eliminar el gusano. Se anestesió a la perra y se
hizo una incisión quirúrgica a lo largo del área del
extremo libre del gusano. Con una cuidadosa
disección fue posible eliminar todo el gusano. La
preocupación inicial era que el gusano iba a requerir
una incisión muy extendida que causaría una cicatriz
significativa. Por suerte, el gusano estaba replegado
en sí mismo varias veces, lo cuál permitió que la
extracción resultara sencilla.
Una segunda preocupación potencial era la
posibilidad de que hubiera más de un gusano dentro
de la perra. No se observó un segundo gusano en el
lugar de la incisión, pero existía la preocupación de
que pudiera haber gusanos presentes en otros tejidos.
No se le administró Ivermectina porque se cree que
tiene muy poco efecto en los adultos de este parásito.
Se informó a los dueños que la perra se había
infectado por la ingestión de agua con copépodos de
este nemátodo, que se encuentran típicamente en las
nutrias y otros carnívoros. Existía poco o ningún
riesgo de que los dueños hubieran adquirido el
mismo parásito de manera similar.
Evaluación inicial. La perra presentaba una lesión en el codillo que podía coincidir con un
trauma o algún tipo de lesión del tubo de drenaje. Se decidió realizar tinciones con Diff-Quik
y Gram en el lugar de la lesión. El exámen del
portaobjetos reveló la presencia de algunos
neutrófilos polimorfonucleares (PMN) y eosinófilos y unos pocos cocos gram negativos.También se observaron algunas estructuras largas
con forma de gusano de aproximadamente 600
µm de longitud.
Diagnóstico presuntivo. Dracunculus, Dirofilaria
immitis, rhabditis u otro parásito nemátodo que
vive en la piel.
Figura 8.10. Pata de un perro con una hembra de Dracunculus
insignis saliente.
Figura 8.11. Larva de D. insignis extraída del líquido recuperado
de alrededor del área donde salía el gusano de los tejidos de la
pata.
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Plan diagnóstico
CASO 25
Descripción. Labrador Retriever color chocolate, macho, intacto, de 4 años.
Historia. Se examinó a este perro del sur de
Vermont como parte de un exámen de salud de
rutina. El perro recibía tratamiento preventivo
de rutina para Dirofilaria immitis y los análisis
anteriores de materia fecal habían dado resultados negativos. Si bien era por lo general una
mascota de interior, a veces tenía acceso a los
terrenos que rodeaban la casa, que se encuentra en el límite de la ciudad.
Exámen físico. El perro parece estar sano y en
buen estado físico. Durante el exámen físico se le
sacó una garrapata de la base del oído derecho.
En todo lo demás, el perro parecía normal.
Se identificó a la garrapata como un adulto del género Ixodes mediante la identificación de la ranura preanal que es característica de este género. Surgen tres
peguntas en relación con la presencia de la garrapata.
Primera pregunta, la garrapata aislada ¿es una especie
de Ixodes dammini o alguna otra especie de Ixodes,
como por ejemplo, Ixodes cookei, que es menos probable que actúe como vector de la enfermedad de Lyme? Segunda, la garrapata, ¿alberga al agente de la enfermedad de Lyme, Borrelia burgdorferi? Tercera, la
garrapata ¿está lo suficientemente congestionada como para haber transmitido el agente al perro? Por
precaución, se comenzó a administrar al perro una
tanda de tetraciclina.También se recomendó darle fipronil (Frontline) para el control de las garrapatas. Se
envió la garrapata a un laboratorio de diagnóstico local para su identificación específica y para determinar
mediante reacción en cadena de la polimerasa si estaba infectada con espiroquetas.
Evaluación inicial. Invasión de garrapatas.
Diagnóstico presuntivo. Ixodes dammini (o Ixodes scapularis).
Figura 8.12. Hembra adulta de garrapata Ixodes dammini (Ixodes
scapularis) que se ha alimentado
durante dos días.
Figura 8.13. Hembra adulta de garrapata Ixodes dammini que se ha
alimentado durante cuatro días.
Figura 8.14. Hembra adulta de garrapata Ixodes
dammini que se ha alimentado durante seis
días.
Nestlé Purina Pet Care Company • Parasitología: Diagnósticos en perros y gatos
69
Diagnóstico: Ixodes dammini (Ixodes scapularis)
A diferencia de los seres humanos, que por lo general
se infectan con la enfermedad de Lyme por medio de
las garrapatas en estadíos ninfales, resulta típico que
los perros se infecten con el agente de las garrapatas
en estadío adulto. Si bien existen casos de transmisión
transovárica de la hembra a los huevos, dichas transmisiones son raras y los estadíos de larva casi nunca
se infectan con el agente. Sólo cuando las larvas se alimentan de un roedor infectado adquieren la infección
que luego está presente en los estadíos ninfales y
adultos. La garrapata tiene que permanecer adherida
al huésped durante más de 24 y hasta 48 horas para
que las espiroquetas se abran camino en las glándulas
salivales, a través de la picadura de garrapata y lleguen
al perro. Por lo tanto, si se sacan las garrapatas el mis-
mo día que se adquirieron, las probabilidades de
transmisión al perro son mínimas. Se debe tener cuidado de no aplastar la garrapata al sacarla porque si
no se pueden liberar las espiroquetas y entrar a la herida causada por la picadura.
Resultado
El laboratorio confirmó que la garrapata era de la especie Ixodes scapularis y que era positiva para el
agente de la enfermedad de Lyme. El gran tamaño de
la garrapata en el momento que se la extrajo sugería
que había estado en el perro y se había alimentado al
menos durante varios días y que habría tenido tiempo
de transmitir el agente al perro. Por lo tanto, la tanda
de antibióticos era probablemente la acción correcta.
Figura 8.15. Ninfa no alimentada de I.
dammini. Este es el estadío que
usualmente transmite la enfermedad de
Lyme a los seres humanos.
Figura 8.16. Ninfa no alimentada de I.
dammini; vista ventral para mostrar la
ranura pre-anal.
Figura 8.17. Larva de I. dammini recién
salida y la cáscara de su huevo. La ranura
p re-anal no se puede ver en esta vista dorsal
de la larva.
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Plan diagnóstico
CASO 26
Escisión
Diagnóstico: Especie Cuterebra
Descripción. Gato doméstico entero, de pelo
corto, de cuatro años.
Historia. Los dueños notaron una inflamación
debajo de la mandíbula derecha del gato.
Exámen físico. El gato parece responder totalmente a la manipulación. No hay signos de dolor en el lugar de la inflamación. La inflamación
parece firme y tiene un poco más de 1 cm de
diámetro. Un minucioso exámen de la lesión revela un pequeño orificio en la piel cercano al
centro de la lesión.
Diagnóstico presuntivo. Posible cuerpo extraño
o miasis.
Este caso ocurrió en el norte de Arizona y casos similares ocurren en gran parte de toda Norteamérica. En
el noreste de los Estado Unidos, las infecciones estacionarias ocurren principalmente entre Agosto y Septiembre. Las lesiones se pueden presentar como en
este caso o como una enfermedad sistémica más grave. Parece haber tres formas principales de presentación: una tos transitoria posiblemente relacionada
con la migración de las larvas a través de los pulmones, el desarrollo de la larva madura en un mosquito
en la piel o la desgraciada migración de la larva al sistema nervioso, por ejemplo el cerebro o la médula espinal. Ocasionalmente, se han sacado larvas de la cavidad nasal o de la órbita del ojo.
Resultado
Después de aplicar anestesia local, se hace una pequeña incisión en el lugar del orificio sobre la piel. En
este momento, se observó que había un organismo vivo ubicado ahí adentro. El organismo era muy probablemente una larva de una especie de Cuterebra. Con
cuidado se sacó la larva del tejido. Por el gran tamaño y las grandes espinas negras se identificó a la larva
como Cuterebra. Se lavó la herida pero no se indicó
ningún otro tratamiento.
Figura 8.18. Lesión en la quijada de un gato de la cual
se extrajo una larva de Cutere b r a . .
Figura 8.19. Larva extraída del género Cuterebra. La
l a rva se identifica por su gran tamaño, las hileras de
espinas negras y, si se le examina con cuidado el
extremo posterior, por los característicos espiráculos
(no se pueden ver en esta ilustración con esta
magnificación).
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71
Parte III
Glosario de Términos
-A-
-C-
Amastigota, estadíos: Estadío en el ciclo de vida de
muchos protozoos tripanosomas que están formados
por una célula redondeada u oval con un núcleo, el cinetoplasto, y un cuerpo basal pero que no tienen un
flagelo que fluya libre.
Copépodos: Pequeños artrópodos crustáceos acuáticos que sirven como huésped intermedio para los parásitos de Diphyllobothrium, Dracunculus, y otros parásitos.
Antígenos, pruebas de: Pruebas diagnósticas que detectan los antígeno de ciertos parásitos cuando están
presentes en una muestra de materia fecal o sangre.
Actualmente se cuenta con inmunoensayos de fase
sólida y ensayos inmunoabsorbentes vinculados a enzimas (ELISA) para Cryptosporidium y Giardia que se
utilizan en muestras de materia fecal. En el caso de
muestras de sangre, se cuenta con kits para pruebas
de antígenos para Dirofilaria immitis con el objetivo
de determinar si un perro tiene infección por Dirofilaria immitis.
Aspirados de médula ósea: Pequeños volúmenes de
médula ósea extraídos de la pelvis o el esternón con
anestesia general o local que se examinan con un microscopio para identificar las anormalidades en las células sanguíneas en desarrollo.
Axoestilo: Estructura elongada con forma de tubo o
varilla de soporte que pasa a través del eje longitudinal de algunos protozoos flagelados, como por ejemplo las tricomonas. Puede ser simple o múltiple, filamentoso o rígido y con frecuencia proyecta el extremo posterior hacia afuera.
-BBaermann, aparato de: Este método se usa para diagnosticar infecciones causadas por nematodos en las
cuales aparecen larvas, en lugar de huevos, en las heces. El dispositivo consta de un embudo unido a un
trozo de tubo de goma con un clamp; la materia fecal
se coloca sobre una gasa o colador de té y se la suspende en el agua dentro del embudo. Las larvas salen
de las heces y se asientan en el fondo del tubo, donde
se pueden juntar colocando una gota de la punta sobre un portaobjetos o centrifugando el contenido en
un tubo de centrífuga.
Bradizoitos: Pequeñas formas de Toxoplasma gondii similares a una coma que se encuentran en grupos encerrados en un pseudoquiste. Los bradizoitos, a diferencia de los taquizoitos, tienen tendencia a ser resistentes a la digestión de pepsinas y a contener glucógeno almacenado.
Cultivo de materia fecal: Método diagnóstico para la
detección de protozoos en el cual se inocula el medio
de cultivo con hisopados fecales. Existe un kit comercial para realizar la prueba y detectar tricomonas utilizando sobres con medio de cultivo para cultivar tricomonas a temperatura ambiente.
-DDiff-Quik, tinciones: Tinciones de tipo Giemsa con
una metodología simplificada que permite una preparación más rápida de un producto terminado para su
exámen.
-EEnsayo inmunoabsorbente vinculado a enzimas (ELISA): Inmunoensayo que se realiza utilizando un anticuerpo rotulado con un marcador de enzimas para
diagnosticar parasitosis. Según cómo esté configurado
el test, el ensayo se puede utilizar para detectar antígenos o anticuerpos, circulantes, a parásitos específicos en la sangre de un animal. En parasitología veterinaria, se cuenta con kits comerciales para el ensayo
ELISA para el diagnóstico de Cryptosporidium y Giardia en materia fecal. En los laboratorios comerciales
se utilizan ensayos ELISA para la detección de anticuerpos y para evaluar si los animales han estado expuestos a Leishmania,Toxoplasma, u otras Dirofilaria
immitis y también muchos otros parásitos.
Esporoblasto: Esporoquiste inmaduro de un parásito
coccidio.
Esporoquiste: Estadío en el ciclo de vida de diversos
trematodos que se desarrolla a partir de un huevo. Por
desgracia, el mismo término se utiliza para describir
las etapas de diagnóstico de la especie Sarcocystis
que se eliminan con las heces de los carnívoros y que
representan los estadíos producidos dentro del ovoquiste de un protozoo apicomplejo.
Esporozoito: Estadío en el ciclo de vida de algunos
protozoos apicomplejos (por ejemplo, Plasmodium)
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75
que resulta de las divisiones por reducción que ocurren dentro del ovoquiste y que constituye el estadío
infeccioso que se produce por la fusión de gametos.
-FFilariforme, esófago: Forma de esófago que se encuentra en los nematodos que no está dividida en tres
secciones distinguibles. Este tipo de esófago presente
en las larvas metastrongiloides lleva este nombre por
el tipo de esófago que se encuentra en los nematodos
filaroides. (Comparar con Rabditiforme, esófago).
Flagelos: Apéndices con forma de látigo de los protozoos utilizados para motilidad en la superficie. Los
zoólogos con frecuencia llaman a la estructura de las
células de protozoo "ondulipodium" para diferenciarla
de los flagelos de las células de las bacterias que son
estructuras morfológicamentes bastante diferentes.
Flotación estacionaria, métodos de: Método de diagnóstico en el cual los huevos y quistes de parásitos se
hacen flotar a la superficie de un medio líquido y luego se examinan con un microscopio. La solución debe
tener una densidad boyante superior a la de los huevos pero inferior a la de otros materiales que puedan
estar presentes en las heces para que ocurra la separación (es ideal una gravedad específica de 1,2). Entre
los reactivos comunes que se utilizan están la sal de
mesa (salmuera), el sulfato de zinc, el sulfato de magnesio y el nitrato de sodio. El proceso se puede realizar utilizando materiales que se tengan en la clínica o
el laboratorio o adquiriendo un kit comercial.
Flotación, métodos de: Cualquiera de varios procedimientos utilizados para concentrar los huevos de parásitos para una detección más confiable que el
exámen directo de las muestras de materia fecal. Se
utiliza un líquido con una gravedad específica lo suficientemente alta (~1,180 o superior) para hacer que
los huevos floten a la superficie.Ver también Flotación con sulfato de zinc, Flotación estacionaria y Flotación centrífuga de azúcar.
Flotación centrífuga de azúcar: Método de diagnóstico comúnmente utilizado para detectar huevos y quistes de parásitos en una muestra de materia fecal. Se
suspende la muestra de materia fecal en agua, la mezcla acuosa se pasa por un tamiz de fieltro y se centrífuga. Luego, el pellet se vuelve a suspender en una
solución de azúcar con una gravedad específica de
aproximadamente 1,3. Se coloca un cubreobjetos sobre el tubo de la centrífuga y se vuelve a centrifugar.
Finalmente, se retira el cubreobjetos y se lo coloca en
un portaobjetos para microscopio para examinarlo.
Flotación con nitrato de sodio: Método diagnóstico
76
para visualizar los huevos de parásitos en una muestra
de materia fecal. Es la misma técnica que para la flotación con sulfato de zinc, pero se utiliza nitrato de sodio en lugar de usar sulfato de zinc.Ver Flotación con
sulfato de zinc.
Flotación con sulfato de magnesio: Método diagnóstico para visualizar los huevos de parásitos en una
muestra de materia fecal. Es la misma técnica que para la flotación con sulfato de zinc, pero se utiliza sulfato de magnesio (sales de Epsom), una alternativa muy
económica, en lugar de usar sulfato de zinc.Ver Flotación con sulfato de zinc.
Flotación con sulfato de zinc: Método diagnóstico rápido y relativamente sencillo para visualizar los huevos y quistes de parásitos en una muestra de materia
fecal. Se suspende la muestra en agua, se la filtra a través de una gasa, se la centrifuga, se la vuelve a suspender en solución de sulfato de zinc y se la vuelve a
centrifugar. Se utiliza un loop de alambre para tomar
la capa de la superficie que se coloca en un portaobjetos y se examina con un microscopio para detectar
huevos o quistes de protozoos.
Frotis de materia fecal: Técnica de diagnóstico básica
en la cual una pequeña cantidad de heces se desparrama suavemente en una gota de solución salina sobre un portaobjetos para microscopio.
Frotis de piel: Técnica de diagnóstico básica en la
cual se desparraman las células de la piel en un portaobjeto para microscopio para ser examinadas. La tinción con Giemsa u otras tinciones hematológicas pueden mejorar la visualización de los parásitos, como
por ejemplo los estadíos amastigotas de los tripanosomas y Leishmania.
Frotis de sangre: Se coloca una pequeña muestra de
sangre en un portaobjetos para estudiarla con un microscopio. Por lo general, se seca la sangre en el portaobjetos y luego se la fija y tiñe utilizando varios métodos diferentes. En un frotis de sangre "delgado", el
objetivo es dispersar la sangre con el borde de otro
portaobjetos de modo tal que el frotis tenga sólo una
célula de espesor.
Frotis directo de materia fecal: Técnica de diagnóstico
básica en la cual una pequeña cantidad de heces se
desparrama suavemente en una gota de solución salina sobre un portaobjetos para microscopio.
-GGiemsa, tinción: Compuesto de azul de metileno-eosina y azul de metileno utilizado para la tinción diferencial de los frotis de sangre.
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-H-
-O-
Hemograma: Registro escrito o gráfico de los recuentos de células sanguíneas.
Ovoquiste: Estadío en el ciclo de vida de un protozoo
apicomplejo caracterizado por un zigota encapsulado
que representa la fusión de un macrogameto y un microgameto.
Hidrómetro: Instrumento utilizado para determinar la
gravedad específica de un líquido.
Opérculo: Estructura con forma de tapa o cubierta.
-K-
-P-
Knott, técnica de: Técnica de diagnóstico para análisis
de sangre a fin de detectar microfilarias en base al hecho de que las soluciones hipo-osmóticas causarán la
lisis de los glóbulos rojos sin afectar a las microfilarias. Por lo general se utiliza formol al 2% para lisar los
glóbulos rojos y fijar las microfilarias para su posterior
exámen. Luego se centrifuga la muestra y se puede
agregar tinción con azul de metileno para hacer que
las microfilarias sean más fáciles de visualizar.
-MMembrana, técnicas de: Técnica de diagnóstico para
examinar muestras de sangre para la detección de microfilarias. Se lisan las células sanguíneas como en la
técnica de Knott, pero en lugar de usar centrifugación, la sangre lisada se hace pasar por un filtro de
membrana. Luego se coloca el filtro en un portaobjetos y se lo examina con un microscopio.
Merozoitos: Estadío en el ciclo de vida de algunos
Protozoos (por ejemplo, Plasmodium) que se desarrollan a partir de un esporozoito.
Microfilarias: Estadío previo a la larva de los parásitos
nematodos (Filarioideas) que se encuentran en la sangre y los tejidos.
Miracidio: Larva ciliada de primer estadío de un trematodo. Estadío que sale de los huevos.
Montaje húmedo: Técnica de diagnóstico básica en la
cual se coloca una gota de sangre en un portaobjetos
y se la examina con un microscopio. El montaje húmedo es un medio rápido para diagnosticar infecciones por tripanosomas o nematodos filarioides si hay
estadíos suficientes circulando en la sangre en el momento de realizar el exámen.
Muestras fijadas: Muestras tratadas con un conservante, como por ejemplo formol, para su conservación.
Proglotis: Segmento del cuerpo de una tenia.
-RRabditiforme, esófago: Forma de esófago que se encuentra en los nematodos en los cuales hay tres porciones bien distinguidas, una porción anterior muscular,
una porción media más delgada y un bulbo cerca de la
unión con el intestino. Esta fo rma lleva el nombre de
los nematodos rabditoides de vida libre ya que todos
éstos por lo ge n e ral poseen este tipo de esófago.
Raspaje de piel: Se realiza un raspaje de piel para obtener una muestra para la detección de parásitos externos como por ejemplo las garrapatas de las especies Sarcoptes scabei, Notoedres cati y Demodex. Se
obtiene la muestra utilizando un bisturí y una pequeña cantidad de aceite mineral y luego se examina el
material con un microscopio. El material ceroso de
los oídos se puede examinar de la misma forma para
detectar garrapatas de los oídos.
Romanovsky, tinción: Tinción con azul de metilenoeosina utilizada para frotis de sangre.
-SSedimentación con ácido / acetato etílico, : Método
diagnóstico en el cual se prepara una mezcla aguada a
partir de heces frescas, se centrífuga y se suspende en
una solución ácida (por lo general HCl diluído). Se
agrega acetato etílico y, después de volver a centrifugar, se examina el sedimento final con un microscopio
para detectar parásitos.Ver también Sedimentación,
ensayos de.
Sedimentación con formol / acetato etílico: Este método es similar a la sedimentación con ácido / acetato
etílico, pero sustituye la solución de ácido por el formol.Ver también Sedimentación con ácido / acetato
etílico y Sedimentación, ensayos de.
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Sedimentación, ensayos de: Método de diagnóstico
para detectar huevos de parásitos en una muestra de
materia fecal. Los ensayos de sedimentación se utilizan muy poco en medicina veterinaria; se prefieren
los métodos de flotación porque detectan en forma
efectiva los parásitos más comunes en los perros y gatos y porque los ensayos de sedimentación requieren
el exámen de una mayor cantidad de materia fecal. En
los ensayos de sedimentación con ácido / acetato etílico y formol / acetato etílico se prepara una mezcla
acuosa que luego se pasa por un tamiz, se centrífuga,
decanta y mezcla con el ácido o la solución de formol. Se agrega acetato etílico al tubo que se vuelve a
centrifugar y se examina el sedimento con un microscopio.
-TTripoamastigota, estadíos: Estadío en el ciclo de vida
de ciertos protozoos tripanosomatoides caracterizado
por un cuerpo esbelto y elongado con un cinetoplasto, membrana ondulante en toda la longitud del cuerpo, y un flagelo que emerge del lateral del cuerpo.
Trofozoitos: Estadío de alimentación móvil y activo de
un protozoo.
-VVermiforme: Que se parece a un gusano tanto por la
forma como por el movimiento.
78
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Bibliografía sugerida
Ash LR, Orihel TC. Parasites: A Guide to Laboratory
Procedures and Identification. Chicago:ASCP Press,
1987; 328 páginas. Es un excelente libro de métodos,
sin embargo, contempla principalmente a los
parásitos de los seres humanos.
Ash LR, Orihel TC. Atlas of Human Parasitology, 4th
ed. Chicago:ASCP Press, 1997; 410 páginas. Atlas de
parasitología humana con hermosas ilustraciones,
proporciona también una introducción a cada
parásito y a los métodos de diagnóstico.
Bowman DD. Georgis’ Parasitology for
Veterinarians, 8th ed. Philadelphia:WB Saunders,
2002; 408 páginas. Texto general sobre parasitología
veterinaria que abarca los parásitos tanto de
animales grandes como pequeños.
Hendrix CM. Diagnostic Veterinary Parasitology,
2nd ed. St. Louis: Mosby, 1998; 321 páginas. Este libro
presenta una excelente y concisa descripción de los
métodos de diagnóstico para los parásitos de los
animales.
Foreyt WJ. Veterinary Parasitology, Reference
Manual, 5th ed.Ames, IA: Iowa State University Press,
2001; 244 páginas. Excelente guía de parasitología y
diagnóstico veterinario; contiene información
importante sobre parásitos exóticos.
Garcia, LS. Diagnostic Medical Parasitology, 4th ed.
Washington, DC:ASM Press, 2001; 1092 páginas.
Excelente y detallada fuente bibliográfica sobre
parásitos y métodos de laboratorio para
laboratorios de parasitología en seres humanos.
Sloss MW, Kemp RL, Zajac AM. Veterinary Clinical
Parasitology, 6th ed.Ames, IA: Iowa State University
Press, 1994; 208 páginas. Ningún parasitólogo o
médico veterinario puede trabajar sin este práctico
manual. Pronto se publicará una edición aún
mejor con nuevos colores.
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79
Índice de Figuras
Capítulo 1:
Figura 1.1.
Los materiales necesarios para realizar
un frotis directo son: cubreobjetos de
22 x 22 mm (o de 18 x18 mm), un
portaobjetos para microscopio,
un aplicador, heces y solución salina.
Siempre es mejor hacer la preparación
con solución salina en lugar de agua,
de modo que los trofozoitos vivos
permanecerán viables y móviles.
Figura 1.2.
Al preparar el frotis directo,
es importante colocar una pequeña
cantidad de solución salina en el
portaobjetos y luego agregar una
pequeña cantidad de heces, más o
menos del tamaño del extremo del aplicador, aproximadamente 2 mm2. Luego
se mezclan las heces con la solución
salina y se las desparrama hasta formar
una mezcla relativamente clara (A). Si
hay sólidos presentes, especialmente
común cuando se administra a los animales, alimento seco, se pueden apartar con
cuidado los sólidos a un costado de la
gota con el borde del cubreobjetos antes
de bajar el cubreobjetos sobre la
preparación (B).
Figura 1.3.
Ya sea que se use sulfato de zinc o de
magnesio, o nitrato de sodio, siempre es
mejor verificar la gravedad específica
con un hidrómetro. El nitrato de sodio se
puede adquirir seco en una cantidad
pre-medida para flotaciones
estacionarias. El sulfato de zinc se puede adquirir líquido con una gravedad
e s p e c í fica de 1,18. El sulfato de magnesio
probablemente sea la solución para
flotación más económica, pero algunas
sales de Epsom (si bien están graduadas
para alimentos y aprobadas para usar
como laxante) pueden estar levemente
descoloridas o pueden contener algunos
sólidos cuando están presente en
soluciones de gravedad específica 1,2; la
elección de otra marca con frecuencia
resolverá estos problemas. (A)
Este hidrómetro tiene una escala de
1,000 (gravedad específica del agua) a
1,220. (B) En esta imagen, el menisco se
encuentra en 1,200, entre los números 80
(1,180) y 20 (1,220). Este hidrómetro
sería inapropiado para verificar una solución azucarada pesada.
Figura 1.4.
Al tomar la muestra de la parte superior
del tubo de la centrífuga, se lo debe
empujar con cuidado hacia abajo en
forma recta a través de la parte superior
del líquido y luego se debe tirar en forma
recta hacia arriba. En ocasiones, el
material que se encuentra en la parte
superior del tubo puede ser tan espeso
que se parece más a un barro que a un
menisco. En estos casos, parte del
material se puede trasladar del lateral del
loop al portaobjetos.
Figura 1.5.
Cuando se traslada el loop al
portaobjetos del microscopio, se lo pue
de examinar como la simple y pequeña
porción tomada con el loop o debajo de
un cubreobjetos. La observación de una
o dos porciones tomadas con el loop
tiene la ventaja de que la muestra no se
desparrama debajo de una superficie
más grande como ocurre con el
cubreobjetos. La desventaja de
examinar la porción tomada con el loop
es que se puede secar si el examinador
tarda demasiado durante la observación.
Figura 1.6.
El loop utilizado para tomar una muestra
de la parte superior de un tubo es más
fino que el loop típico que se utiliza en
microbiología y tiene un diámetro un
poco más grande. Es importante que el
loop sea de alambre resistente a la llama,
de lo contrario se derretirá.
La colocación del loop sobre la llama
parece ayudarlo a tomar la muestra del
menisco del tubo de la centrífuga.
En ocasiones, el loop acumulará una
costra de material seco producto de los
restos de heces y la colocación sobre la
llama que se puede quebrar con cuidado
y sacar del alambre con el extremo de
un aplicador.
Figura 1.7.
El Fecalyzer es un dispositivo de
flotación estacionaria que ha sido
desarrollado para la toma y el
procesamiento de muestras de materia
fecal. La parte interna se puede usar para
tomar una porción de las heces del tamaño
apropiado mediante la inserción del
extremo en las heces. Luego se puede
colocar la muestra en el recipiente
exterior y se la lleva a la clínica.
En el momento de examinar la muestra,
Nestlé Purina Pet Care Company • Parasitología: Diagnósticos en perros y gatos
81
Figura 1.8.
Figura 1.9.
se puede agregar medio de flotación y
mezclar la muestra girando el accesorio
de inserción dentro del soporte. Luego
se llena el accesorio de inserción con
solución de flotación de modo tal que se
forme un menisco positivo. Un tamiz
colocado en el accesorio de inserción
evita que las grandes partículas floten en
la superficie. Luego se coloca un
cubreobjetos de 22 x 22 mm en la parte
superior del tubo y se lo deja reposar de
5 a 10 minutos. Por último, se retira el
cubreobjetos y se coloca en un
portaobjetos para microscopio para
determinar qué parásitos han flotado a la
superficie.
El Ovassay es un dispositivo para
recolección y procesamiento de materia
fecal que se utiliza para realizar una
flotación de materia fecal estacionaria. El
dispositivo interno se puede usar para
tomar una mu e s t ra del tamaño apropiado
clavándolo en las heces. Luego,
el accesorio de inserción se puede
colocar en el soporte y llevar a la clínica.
En el momento de procesar la muestra,
se puede agregar medio de flotación al
tubo y mezclar las heces girando el
accesorio de inserción dentro del
soporte.
A continuación, se llena el accesorio de
inserción con medio de flotación de
modo tal que se forme un menisco
positivo. Se coloca un cubreobjetos de
22 x 22 mm sobre el menisco y se lo deja
reposar de 5 a 10 minutos. Por último, se
retira el cubreobjetos y se lo traslada a un
portaobjetos para microscopio para
identificar aquellos parásitos que han
flotado a la superficie.
Cuando se prepara el azúcar para la
flotación, por lo general se necesitan
aproximadamente 900 gr. cada 700 ml.
de agua ( aproximadamente 1300 gr./l).
Será necesario agregar el azúcar lentamente y disolverla revolviendo. Con frecuencia se puede entibiar el agua para
ayudar en la disolución del azúcar, pero
se la debe enfriar antes de verificar la
gravedad específica con un hidrómetro.
A algunos les resulta muy útil preparar la
solución de azúcar en un hervidor doble
igual que cuando se hace caramelo. Es
cuando el producto se ha enfriado
agregar una pequeña cantidad de formol
(10 ml/l) para evitar que el moho crezca
en el medio.
Figura 1.10. Mezclar las heces en un vaso pequeño y
82
luego volcarlas sobre una gasa para
eliminar los sólidos antes de revolver y
mezclar con el azúcar. Algunos técnicos
pasan por alto la etapa de tamizado, pero
si esto se hace, los sólidos en la muestra
final pueden hacer que resulte muy
difícil de examinar bajo el microscopio.
Figura 1.11. Una vez que se decantó el agua del
sedimento tamizado y centrifugado, se
debe agregar solución de azúcar
(aproximadamente 3 a 4 ml.) y el
sedimento debe quedar suspendido en la
solución de azúcar. Es importante que se
mezcle bien la muestra y esto resulta
más fácil si se usan dos aplicadores. Se
puede usar un mezclador Vortex si los
aplicadores están insertados en las
muestras, pero se puede generar gran
cantidad de burbujas de aire si no se
tiene cuidado.
Figura 1.12. Una vez que la centrífuga se detiene por
completo, se puede levantar el
cubreobjetos directamente de la parte
superior del tubo.
Figura 1.13. El cubreobjetos se debe colocar con
cuidado sobre un portaobjetos para
capturar la menor cantidad de burbujas
de aire que sea posible.
Figura 1.14. Cuando el acetato etílico se mezcla con
el agua fecal, el formol o la mezcla de
ácidos y luego se centrifuga, se formará
una capa entre el solvente orgánico y la
fase acuosa. Es necesario desalojar esta
obstrucción con un aplicador antes de
decantar el tubo. Se debe tener cuidado
al desalojar el material de las paredes del
tubo de modo tal que no vuelva a caer
en el pellet cuando decante. Si el pellet
está en alcohol ácido, probablemente sea
deseable volver a suspenderlo en agua
antes de colocarlo en un portaobjetos;
de lo contrario, tiende a no formar un
lodo sino que se desparrama
rápidamente a los bordes del
portaobjetos y se sale.
Figura 1.15. Este dispositivo consta de un embudo
unido a un tubo de goma por medio de
un clamp. La materia fecal se coloca
sobre un trozo de gasa o un colador de
té y se la suspende sobre agua en el
embudo. Las larvas salen de las heces y
pasan al agua. Con el tiempo, las larvas
se asentarán en el fondo del tubo y se las
podrá recolectar ya sea colocando un
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gotero en la punta que gotee a un
portaobjetos o centrifugando el
contenido en un tubo de centrífuga y
examinando el sedimento.
Figura 1.16. Este es un ejemplo de un inmunoensayo
de fase sólida diseñado para usar con
una sola muestra (ProSpecT® Giardia/Cryptosporidium Formato Rápido).
La prueba es similar a las desarrolladas
para detectar diversos antígenos y anticuerpos en muestras de sangre o suero.
Las heces diluídas se aplican a la
membrana y, luego, después de una
serie de pasos, ocurrirá un cambio
colorimétrico en la membrana con
manchas que se oscurecerán si el
antígeno está presente en las heces.
Dichas pruebas han sido desarrolladas
para detectar los antígenos de Giardia y
Cryptosporidium.
La foto es gentileza de REMEL Inc.
Figura 1.17. Este es un ensayo ELISA que se ha usado
de rutina para detectar antígenos de
Cryptosporidium en materia fecal
(ProSpecT® Cryptosporidium Ensayo de
Microplacas; hay un ensayo similar para
Giardia). El costo de las placas hace que
la prueba sea muy cara, por lo tanto sólo
se utiliza de rutina en laboratorios de
diagnóstico centralizados. Por lo general
la muestra se analiza con una muestra de
control positiva y negativa.
Los resultados se pueden leer
visualmente o mediante el uso de un
lector de ELISA. En la prueba mostrada
(A), las cubetas positivas se ponen de
color amarillo al finalizar la prueba y las
negativas quedan transparentes.
La intensidad del color se puede utilizar
como una aproximación para la
intensidad de la infección. Las fotos son
gentileza de REMEL Inc.
Figura 1.18. Hasta hace poco tiempo, no existían mé
todos que se aplicaran de rutina al
cultivo de organismos en un consultorio
veterinario. El desarrollo y la aplicación
del ensayo en sobres para detectar
infecciones por tricomonas en los gatos
parece ser un método que se puede usar
con mayor frecuencia. Este método se
desarrolló originalmente para el cultivo
de tricomonas de transmisión sexual del
tracto urogenital de ganado vacuno y de
seres humanos, sin embargo el kit para
ganado vacuno parece funcionar para el
cultivo de las tricomonas presentes en
las heces de los gatos. La foto es gentileza
de BioMed Diagnostics, Inc.
Capítulo 2:
Figura 2.1
La sedimentación centrífuga simple
seguida del exámen del sedimento después de la decantación, por lo general,
proporcionará la mejor posibilidad de
éxito en la recuperación e identificación
de parásitos.
Capítulo 3:
Figura 3.1.
La colocación de una pequeña gota de
sangre sobre un portaobjetos es un mé
todo excelente para encontrar
microfilarias si están presentes,
cualquiera sea la cantidad. No hay nada
más reconfortante que preparar los
portaobjetos y ver microfilarias
reptantes.También es una forma bastante
buena de distinguir las microfilarias de
Dirofilaria immitis (que se muestran en
la figura) de las de Dipetalonema
reconditum; éstas últimas son capaces de
impulsarse con facilidad en la sangre
mientras que las microfilarias de
Dirofilaria immitis tienden sólo a
moverse. Un hallazgo aún más interesante
es encontrar algo como un tripanosoma
en una de estas preparaciones.
Figura 3.2.
Se transfiere 1 ml. de sangre, ya sea
fresca, tratada con ácido edético (EDTA)
o con heparina, a 10 ml de formol al 2%,
lo cual hace que se lisen los glóbulos rojos.
Figura 3.3.
Una vez que se ha dejado reposar la
muestra durante 5 a 10 minutos para
permitir que los glóbulos rojos se lisen y
para darle tiempo a las microfilarias para
que el formol las fije, se centrifuga el
tubo para recolectar los glóbulos
blancos y las microfilarias en el pellet.
Con frecuencia se agrega una pequeña
cantidad de tinción de metileno al pellet
para ayudar en la visualización de las
microfilarias.
Figura 3.4.
El pellet se puede examinar sin tinción y
las microfilarias se pueden identificar
como estructuras delgadas similares a un
cabello con colas en punta. De hecho, se
puede realizar el análisis sin usar formol
y las microfilarias aún estarán reptando
si la pre p a ración se examina rápidamente
una vez que se ha formado el pellet.
Originalmente, esta prueba se desarrolló
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83
para mirar las muestras transcurridos
varios días y hasta semanas después de
haber sido tomadas en el campo y la
tinción se agregaba de modo tal que los
diversos tipos de microfilarias que se
presentan comúnmente en los seres humanos pudieran ser distinguidos.
Figura 3.5.
de T. Canis tiene un diámetro
aproximado de 80 µm (el de T. Cati tiene
un diámetro levemente menor, alrededor
de 70 µm de diámetro), por lo tanto,
debajo de un objetivo de 10X, entrarán
entre 22 y 25 huevos de T. Canis en el
campo de visión. Debajo del objetivo de
40X, el campo de visión es de
aproximadamente 450 a 500 µm, por lo
tanto sólo alrededor de 6 de estos
huevos entrarán en una línea a lo largo
del campo de visión. El otro buen marco
de referencia son los quistes de Giardia
canis o G. cati. Estos quistes tienen una
longitud aproximada de 10 µm o
alrededor de un décimo del diámetro de
un huevo de T. canis. Por lo tanto, debajo
de un objetivo de 40X, se podrán ver 60
quistes de Giardia alineados a lo largo
del campo de visión.
Con la tinción de azul de metileno
agre g a d a , los nu m e rosos núcleos dentro
de las microfilarias fijadas están teñidos
de azul haciendo que sea más fácil
identificar las microfilarias. Se debe tener
cuidado de no agregar demasiada
tinción, de lo contrario la muestra será
demasiado oscura para examinarla con
facilidad.
Capítulo 4:
Figura 4.1.
Los materiales necesarios para realizar
un raspaje de piel son aceite mineral,
fórceps, bisturí, portaobjetos para
microscopio y cubreobjetos.
Figura 4.2.
Al realizar el raspaje de piel, puede ser
necesario raspar hasta que salga un poco
de sangre del lugar donde se realiza el
raspaje. Esto ocurre especialmente
cuando se trata de Sarcoptes scabei,
parásito que vive a mayor profundidad.
La hoja del bisturí se sumerge en el
aceite mineral y luego se lo usa para
raspar la piel. Algunas de las costras
pueden ser bastante duras y esto puede
requerir que se las separe con los
fórceps antes de aplicar el cubreobjetos
al portaobjetos con el material.
Capítulo 5:
Figura 5.1.
84
El huevo de Toxocara canis es un buen
huevo para usar como referencia para
recordar por su tamaño; es apenas más
grande que la longitud del eje
longitudinal del Ancylostoma caninum y
tiene un diámetro que es casi igual a la
longitud del eje longitudinal de los
huevos de Trichuris vulpis y Uncinaria
stenocephala. Debajo de un objetivo de
10X que tiene la mayoría de los
microscopios que se usan para
diagnóstico, la distancia a través del
campo de visión es de aproximadamente
1,8 a 2 mm, o 1800 a 2000 µm. El huevo
Figura 5.2.
Huevo de Baylisascaris procyonis en
heces de perro. Este huevo es levemente
más pequeño que los huevos de
Toxocara canis y Toxascaris leonina,
tiene una cáscara marrón gruesa y por lo
general se elimina con una célula simple.
El exterior rugoso de la cáscara del
huevo no tiene un patrón como la
cáscara de los huevos de T. canis y es
rugoso y oscuro comparado con la
cáscara del huevo de T. leonina.
Figura 5.3.
Segmentos secos de Dipylidium caninum
que se parecen a pequeñas semillas
redondas de tamaño similar al de las
semillas de sésamo. (La muestra es
gentileza de la Dra. Jeanne Baines)
Figura 5.4.
Uno de los segmentos secos que ha sido
re-hidratado para mostrar el aspecto
característico de D. Caninum.
Figura 5.5.
Primer plano del segmento de
D. Caninum para mostrar las esferas de
huevos contenidas dentro del segmento.
Figura 5.6.
Se ha aplastado el segmento para liberar
las esferas de huevos (cinco) dentro del
área próxima al segmento.
Figura 5.7.
Vista de una esfera de huevos simple
utilizando microscopía de contraste de
interferencia diferencial para mostrar el
aspecto de los organismos individuales
hexacantos dentro de las esferas de huevos.
Figura 5.8.
Dos embriones hexacantos individuales
de D. Caninum en los cuales se
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evidencian los ganchos de las larvas.
Figura 5.9.
El huevo de este cestodo, Spirometra
mansonoides, se parece al huevo de un
trematodo. En esta muestra, el opérculo
difícil de discernir se encuentra en el
extremo más puntudo del huevo.
Algunas muestras parecerán ser más
alargadas o tendrán extremos más
similares en cuanto al tamaño.
Los huevos son similares en tamaño a los
de las especies Paragonimus y a veces
se deberán examinar varias muestras
antes de poder confirmar un diagnóstico.
Figura 5.10. En el centro de esta imagen de una
flotación con azúcar de heces de gato
vista con objetivo de 40X, se puede ver
un solo ovoquiste de Toxoplasma gondii
sin esporulaciones. En las muestras de
materia fecal que no son tan frescas, el
esporoblasto central puede haberse
dividido en dos esporoquistes separados.
Figura 5.11. Trofozoito de una tricomona visto bajo
microscopía diferencial de interferencia
que muestra la membrana ondulante,
axoestilo que se proyecta desde el
extremo posterior y una punta de los
flagelos dirigidos anteriormente. En las
preparaciones frescas, estos organismos
se detectan con mayor facilidad por su
movimiento al nadar.
Figura 5.12. Quistes de Giardia canis recuperados en
una flotación centrífuga con sulfato de
zinc.
Figura 5.13. Los ovoquistes de Cryptosporidium
canis, C. Felis, C. Parvum y C. Hominis
son morfológicamente indistinguibles.
Puede verse que los ovoquistes en las
flotaciones de azúcar tienen una
coloración levemente rosada causada
por la aberración esférica presente en la
mayoría de las lentes de bajo costo que
se usan en los microscopios de
diagnóstico. Con la óptica de alta
corrección presente en la mayoría de los
microscopios que se usan para
investigación, esta coloración rosada
tiende a desaparecer.
Figura 5.14. Esta es una imagen de dos ovoquistes
obtenida con una lente de 100X de
inmersión de aceite y microscopía de
interferencia diferencial para mostrar los
esporozoitos y el cuerpo residual
presente dentro de cada ovoquiste.
Figura 5.15. Larvas recuperadas del embudo
de Baermann. Estas larvas tienden a ser
altamente móviles y fáciles de recuperar
con el método de Baermann. Las larvas
están caracterizadas por su largo esófago
y el típico extremo de la cola en forma
de gancho.
Figura 5.16. Radiografía de los pulmones del gato
que muestra los infiltrados parchados
intersticiales que son característicos de
las infecciones muy fuertes con este
parásito.
Figura 5.17. Larva de Filaroides osleri (también
conocida como Oslerus osleri)
recuperada de una flotación centrífuga
con sulfato de zinc. Estas larvas no son
muy activas y por lo general no se
recupera ninguna de los embudos de
Baermann.
Figura 5.18. Nódulo de F. Osleri extraído por
resección durante la visualización con
un tubo endotraqueal.
Figura 5.19. Corte histológico a través de un nódulo
cortado que muestra secciones a través
de la gran cantidad de helmintos
enroscados dentro del nódulo.
Figura 5.20. Esta es la larva de primer estadío,
rabditiforme de Strongyloides stercoralis.
Las características que cabe destacar son
el corto esófago que tiene tres porciones
distintivas, el espacio bucal alineado con
la cutícula y el primordio genital de
tamaño muy grande que se da entre el
intestino y la pared del cuerpo ventral
justo posterior al cuerpo medio.
Las larvas son bastante móviles y se las
puede recuperar con un embudo de
Baermann.
Figura 5.21 Macho adulto de Trichinella Spiralis
recuperado de las heces. El macho
también tiene un esófago esticosoma
que se puede ver que se extiende desde
la cabeza (hacia la izquierda) y vuelve
hacia la mitad del cuerpo. El macho no
tiene espículas como muchos
nemátodos pero, en cambio, tiene un par
de grandes estructuras similares a
papilas que le ayudan a agarrar a la
hembra durante la copulación (una de
estas se puede ver en el extremo
posterior hacia la derecha)
Figura 5.22. Hembra adulta de T. Spiralis recuperada
Nestlé Purina Pet Care Company • Parasitología: Diagnósticos en perros y gatos
85
de las heces. Se puede notar que el
helminto contiene el típico esófago
esticosoma hacia el extremo anterior (a
la izquierda) y que tiene el cuerpo lleno
de pequeñas pre-larvas desde el nivel del
cuerpo medio hacia la cola (a la derecha).
Figura 5.23. Sección que atraviesa el músculo de un
gato y muestra una célula del músculo
infectada con larva de T. Spiralis de
primer estadío.
un quiste en una célula muscular.
Figura 7.4.
Micrografía electrónica de los
organismos en una célula de Schwann
que muestra el daño causado a la vaina
de mielina.
Figura 7.5.
La película de sangre con tinción de
Giemsa muestra tres tripomastigotas de
Trypanosoma cruzi, que, a diferencia de
los de tripanosomas africanos, tienden a
tener forma de "C" en lugar de forma de
"S" cuando se los ve en películas de
sangre. La tripomastigota de T. cruzi tiene
un cinetoplasto muy grande en el
extremo posterior que parece sobresalir
en el citoplasma y las formas divididas
no se observan dentro de la sangre.
Figura 7.6.
La preparación con tinción de Giemsa
muestra los estadíos promastigota de T.
cruzi que se obtienen en cultivo.
Figura 7.7.
Este corte histológico a través del tejido
muscular muestra dos nidos de
amastigotas dentro de las fibras musculares.
Figura 7.8.
Película de sangre con tinción de
Giemsa que muestra un glóbulo rojo con
un par de merozoitos de Babesia canis
con forma de lágrima en una célula.
Figura 7.9.
Película de sangre teñida que muestra
varios glóbulos rojos parasitados por los
pequeños trofozoitos de Cytauxzoon
felis con forma anular.
Figura 5.24. Huevo de Paragonimus kellicotti. Nótese
el opérculo y el bulto abvopercular o
estructura con forma de espina en el
extremo opuesto del huevo.
Figura 5.25. Radiografía (vista ventral) que muestra
múltiples infiltrados emparchados en el
lóbulo inferior derecho, uno de los
cuales es cavitario.
Figura 5.26. Radiografía (vista lateral) que muestra
extenso infiltrado con una lesión de la
cavidad en el lóbulo inferior derecho. La
lesión de la cavidad probablemente con
tiene un par de trematodos adultos.
El infiltrado se debe probablemente a
una reacción a los huevos en el tejido.
Capítulo 6:
Figura 6.1.
Huevo del nemátodo Capillaria
pearsonema plica, que es uno de los
pocos huevos que se encuentran en la
orina de los perros. La especie que se
encuentra en los gatos por lo general se
considera que es Pearsonema feliscati.
Capítulo 7:
Figura 7.1.
Microfilaria de Dirofilaria immitis
teñida con Giemsa.
Figura 7.2.
Lo más probable es que este cachorro de
Labrador Retriever se haya infectado en
el útero con Neospora caninum. Los
signos son evidencia de las contracturas
de las extremidades que ocurren cuando
se dañan los nervios en el perro en
crecimiento. Los vendajes en los pies
indican que se intentó proteger al perro
de las abrasiones cuando intentaba caminar.
Figura 7.3.
86
Corte a través del músculo que muestra
Figura 7.10. Corte a través del tejido pulmonar del
gato. La imagen muestra un corte
longitudinal de un vaso sanguíneo que
tiene el lumen completamente obstruído
por los grandes macrófagos
hipertrofiados parasitados por C. felis.
Figura 7.11. Corte a través del tejido pulmonar del
gato. La imagen muestra un corte a
través de un vaso obstruído con los
mismos estadíos presentes en el corte
longitudinal en la Figura 7.10.
Capítulo 8:
Figura 8.1.
Corte histológico a través de una
muestra de biopsia de hígado que
presenta dos huevos de trematodo
Heterobilharzia americana en el tejido
hepático.
Nestlé Purina Pet Care Company • Parasitología: Diagnósticos en perros y gatos
Figura 8.2.
Figura 8.3.
Figura 8.4.
Figura 8.5.
Corte histológico a través de un vaso en
la muestra de biopsia del hígado que
exhibe un corte transversal a través de
un macho adulto enroscado alrededor de
un helminto hembra más delgado. Las
áreas más oscuras dentro del helminto
son el intestino.
Figura 8.13. Hembra adulta de garrapata Ixodes
dammini que se ha alimentado durante
cuatro días.
Macho y hembra adultos de
H. americana (teñidos de rojo)
recuperados de una vena mesentérica. El
macho, más grande y con cuerpo más
grueso, retiene a la hembra más delgada
dentro de su canal ginofórico.
Figura 8.15. Ninfa no alimentada de I. dammini. Este
es el estadío que usualmente transmite la
enfe rmedad de Lyme a los seres humanos.
Huevo de H. americana recuperado con
el método de sedimentación fecal.
Obsérvese que el huevo contiene un
miracidio completamente desarrollado y
que si se lo colocara en agua en lugar de
solución salina podría desovar.
Figura 8.17. Larva de I. dammini recién salida y la
cáscara de su huevo. La ranura pre-anal
no se puede ver en esta vista dorsal de la
larva.
Este macrófago en una preparación de
piel con tinción de Giemsa muestra un
macrófago lleno del estadío amastigota
de Leishmania mexicanum.
Morfológicamente, las formas
amastigotas no se pueden distinguir de
las otras especies de Leishmania y cuando
están en los macrófagos no se pueden
distinguir de las de Trypanosoma cruzi.
Figura 8.6.
Hembra adulta de garrapata Sarcoptes
scabiei recuperada en un raspaje de piel.
Se notan bien las grandes espinas en el
cuerpo.
Figura 8.7.
Macho adulto de garrapata Sarcoptes
scabiei recuperada en un raspaje de piel.
Figura 8.8.
Huevos de Otodectes cynotis
recuperados del canal auditivo en la lim
pieza con hisopos. Dentro del cascarón
de los huevos, pueden verse las
garrapatas en desarrollo.
Figura 8.9.
Garrapata hembra adulta O. cynotis
recuperada con un hisopo para oídos.
Figura 8.14. Hembra adulta de garrapata Ixodes
dammini que se ha alimentado durante
seis días.
Figura 8.16. Ninfa no alimentada de I. dammini; vista
ventral para mostrar la ranura pre-anal.
Figura 8.18. Lesión en la quijada de un gato de la
cual se extrajo una larva de Cuterebra.
Figura 8.19. Larva extraída del género Cuterebra. La
larva se identifica por su gran tamaño,
las hileras de espinas negras y, si se le
examina con cuidado el extremo
posterior, por los característicos
espiráculos (no se pueden ver en esta
ilustración con esta magnificación)
Figura 8.10. Pata de un perro con una hembra de
Dracunculus insignis saliente.
Figura 8.11. Larva de D. insignis extraída del líquido
recuperado de alrededor del área donde
salía el gusano de los tejidos de la pata.
Figura 8.12. Hembra adulta de garrapata Ixodes
dammini (Ixodes scapularis) que se ha
alimentado durante dos días.
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