revisión hepatozoon

Diego Eiras/2010
HEPATOZOONOSIS CANINA
INTRODUCCIÓN
La hepatozoonosis canina es una coccidiosis extraintestinal crónica descripta en perros de la
India en 1905 y actualmente distribuída endémicamente en diversas regiones de casi todo el mundo
(Craig, 1990).
Las especies del género Hepatozoon (Miller, 1908) infectan una amplia variedad de
mamíferos, aves, reptiles y anfibios. Las infecciones ocurren mediante la ingestión de artrópodos
hematófagos que actúan como hospedadores definitivos.
Hepatozoon canis (James, 1905) es un coccidio transmitido por la garrapata marrón del
perro Rhipicephalus sanguineus y tradicionalmente mencionado en Africa, Asia y Europa; y en los
últimos años también descripto en perros de Sudamérica (O` Dwyer et. al., 2001; Eiras et al., 2007).
Hepatozoon americanum, reconocido como especie diferente en perros de Norteamérica
(Vincent-Johnson et. al., 1997), se transmite mediante ingestión de la garrapata Amblyomma
maculatum.
Ambas especies se diferencian por el tropismo tisular y la expresión clínica. Estudios
genéticos y antigénicos proveen soporte adicional para la diferenciación (Baneth et. al., 2000).
Mientras que H. canis induce cuadros clínicos de leves a moderados y puede ser facilmente
demostrado mediante el reconocimiento de gamontes en extendidos de sangre periférica, H.
americanum es más dificil de diagnosticar debido a que se presenta frecuentemente con muy escasa
parasitemia. Además tiene mayor afinidad por el tejido muscular y produce una enfermedad más
severa en los individuos afectados.
El primer caso de hepatozoonosis en Buenos Aires fue reportado en 1998 (Silva et al.), y
desde entonces se viene observando un incremento considerable en el número de animales
infectados año tras año.
EPIDEMIOLOGÍA Y PATOGENIA
Las infecciones naturales se adquieren
por la ingestión de una garrapata infectada
con ooquistes maduros (Craig, 1990). En la
luz del intestino del perro se produce la
ruptura de los ooquistes y la posterior
liberación de esporocistos y esporozoitos.
Éstos atraviesan la pared del intestino e
invaden células mononucleares. Luego,
transportados por sangre y linfa, alcanzan el
bazo, médula ósea, hígado, ganglios, riñones,
pulmón y otros tejidos.
La esquizogonia se desarrolla en las
células de éstos órganos. Los esquizontes o
merontes liberan unos pocos merozoitos que
invaden más células y desarrollan nuevos
esquizontes (Microesquizontes) que producen
muchos micromerozoitos.
Luego
de
varias
generaciones
esquizogónicas, los micromerozoitos invaden
el citoplasma de neutrófilos y monocitos
como cuerpos ovales de 11 x 5 µm
denominados gamontes. Asi comienza la
gametogonia que luego finaliza en el intestino
de la garrapata. Los primeros gamontes
aparecen en la sangre 28 a 43 días postinfección (Baneth et. al., 1998). La detección
de gamontes en neutrófilos y monocitos
sugiere que el ingreso del parásito sucede en
la médula ósea a nivel del precursor común
para éstas células (CFU-GM) (Baneth et. al.,
1995).
Las garrapatas se alimentan e ingieren
gamontes que se liberan de los leucocitos en
su intestino para transformarse en gametas.
Los ooquinetos formados luego de la
singamia penetran la pared del intestino e
inician la esporogonia en la cavidad del
cuerpo. En esta localización se forman los
ooquistes
maduros
que
permanecen
infectantes en el hemocele hasta ser ingeridos
un hospedador adecuado. Los ooquistes
maduros estan formados por varios
esporocistos que contienen a su vez 12 a 24
esporozoitos cada uno.
Las
ninfas
de
Rhipicephalus
sanguineus que adquieren los gamontes
circulantes desarrollan ooquistes esporulados
unos 53 días después (Baneth et. al., 2001).
Posteriormente, las garrapatas adultas
transmiten la infección al ascender a un nuevo
hospedador. No se demostró el pasaje
transovárico.
El desarrollo de hepatozoonosis
clínica se encuentra asociado con el estado
inmunitario del animal. Las infecciones
subclínicas son frecuentes y diversas
condiciones predisponen a que el protozoario
desarrolle la enfermedad (Craig, 1990). Éstas
condiciones están relacionadas a defectos
Las infecciones con H. canis pueden
ser
subclínicas
e
incidentalmente
diagnostacadas en perros aparentemente sanos
(Murata et. al.,1993; Jáuregui y Lopez, 1995),
o pueden estar asociadas a enfermedad clínica
severa en perros con alta parasitemia (Craig,
1990; Baneth et. al., 1995; Hervás et. al.,
1995).
El curso de la enfermedad es
usualmente prolongado, con períodos de
remisión aparente y posteriores recaídas. Los
animales normalmente presentan fiebre,
caquexia, depresión, atrofia muscular
generalizada, hiperestesia (especialmente
notable en la región lumbar) y anemia
moderada a severa.
Generalmente hay anemia normocítica
y normocrómica no regenerativa, aunque a
veces puede ser regenerativa e incluso
genéticos en los neutrófilos, sistema inmune
inmaduro en animales de menos de 4-6 meses
de edad, terapias inmunosupresivas y coinfecciones con diversos agentes como
Toxoplasma (Harmelin et. al.,1992), Babesia
(Mc Cully et.al., 1975), Leishmania (Rioux
et. al., 1964), Ehrlichia (Gosset et. al., 1985),
Dirofilaria immitis (Craig et. al., 1978),
Parvovirus canino (Baneth et. al., 1997) y
Distemper canino (Mc Cully et. al., 1975).
Durante los meses cálidos del año, la
parasitemia se incrementa junto con el
número de casos clínicos (Murata et. al.,
1993), y la presencia de garrapatas sobre el
animal guarda relación directa con el nivel de
parasitemia y ésta con la manifestación de la
enfermedad. La multiplicación activa de los
merontes tisulares induce la ruptura de células
y la formación de nuevos merozoitos que
invaden otras células o se diferencian a
gamontes circulantes, produciendo marcada
reacción inflamatoria o elevación de la
parasitemia según el caso. Es en definitiva
entonces, el nivel de actividad esquizogónica
tisular lo que explica la mayoría de las
lesiones y sígnos y el responsable del mayor o
menor número de formas parasitarias
circulantes.
contener algún componente hemolítico
(inmunomediado o por fragmentación
globular).
Los recuentos leucocitarios suelen ser
muy elevados. Hay marcada neutrofilia con
desvío a la izquierda y en algunos casos
monocitosis y/o eosinofilia.
En muchos casos se observa
hiperproteinemia (hiperglobulinemia con
hipoalbuminemia). Hay incrementos de alfa y
beta globulinas (por aumentos en las proteinas
de fase aguda) y gammapatías policlonales.
La hipoalbuminemia se debe a inanición y/o
perdida
urinaria
secundaria
a
glomerulonefritis
u
otros
procesos
inflamatorios graves.
La actividad de fosfatasa alcalina en el
suero suele hallarse elevada debido a
disfunción hepática o aumento en la actividad
osteoclástica. También puede aparecer
hipoglucemia.
La médula ósea manifiesta una
elevada relación mieloide-eritroide.
En algunos casos puede observarse
proliferación perióstica como hallazgo
radiológico, sobre todo en las extremidades
posteriores.
Los cachorros de menos de 4-6 meses
de edad suelen presentarse con fiebre,
decaimiento, anorexia, atrofia muscular,
descarga ocular, dolor lumbar y otros sígnos
similares al del Moquillo neurológico como
mioclonías focalizadas. En el hemograma
puede hallarse leucopenia debida a
neutropenia, linfopenia o ambas.
La inmunidad humoral estimulada por
H. canis produce anticuerpos que pueden
favorecer los depósitos amiloides e
inmunocomplejos en múltiples órganos
produciendo vasculitis, glomerulonefritis y
otros trastornos inmunomediados.
DIAGNÓSTICO Y TRATAMIENTO
El diagnóstico definitivo se realiza mediante la observación de gamontes
intracitoplasmáticos en los extendidos de sangre. La citología o histopatología de varios tejidos y
órganos hemolinfáticos suele utilizarse para observar merontes.
Recientemente se ha desarrollado un ensayo de ELISA para la detección de anticuerpos
reactivos contra antígenos solubles de los gamontes de H. canis con una sensibilidad del 86 % y una
especificidad del 97 % (Gonen et. al., 2004). La seroconversión se detecta entre la primera y la
cuarta semana post-infección y los anticuerpos permanecen por encima del valor de corte durante
varios meses.
El tratamiento debe centrarse en 3 objetivos:
- Control completo de las garrapatas
- Prevenir o eliminar la sintomatología
- Mantener al animal sin parasitemia
La bibliografía sugiere la utilización de Imidocarb, Toltrazuril, Clindamicina, etc., con
respuestas muy variadas. Estos tratamientos no logran la eliminación total del parásito. Aunque se
puede alcanzar la remisión clínica y reducción de la parasitemia, suelen verse recaídas algún tiempo
después del tratamiento.
Los perros que remiten clinicamente y consiguen eliminar la parasitemia serán reevaluados
hematologicamente antes de la siguiente primavera y durante toda la estación de garrapatas o
cuando se observen recaídas clínicas.
El pronostico es más favorable en animales jóvenes. En muchos de estos casos, la respuesta
positiva al tratamiento se observa desde los primeros días. Los síntomas pueden desaparecer
completamente (incluso las mioclonías) y la parasitemía suele ser negativa luego de 2 o 3 semanas.
La principal herramienta de prevención es el correcto control de las garrapatas para evitar la
transmisión del protozoario.
Bibliografía
1.
2.
3.
Baneth G, Harmelin A, Presentey BZ. Hepatozoon canis infection in two dogs. JAVMA 1995; 206:1981-1984.
Baneth G, Shkap V, Presentey BZ, Pipano E. Hepatozoon canis: The prevalence of antibodies and gametocytes
in dogs in Israel. Veterinary Research Communications 1996; 20:41-46.
Baneth G, Shkap V, Samish M, Pipano E, Savitsky I. Antibody response to Hepatozoon canis in
experimentally infected dogs. Vet. Parasitol. 1998; 74: 299-305.
4.
5.
6.
7.
8.
9.
10.
11.
12.
13.
14.
15.
16.
17.
18.
19.
20.
Baneth G, Aroch I, Presentey BZ. Hepatozoon canis infection in a litter of Dalmatian dogs. Vet. Parasitol.
1997; 70:201-206.
Baneth G, Weigler B. Retrospective Case-Control Study of Hepatozoonosis in Dogs in Israel. J. Vet. Int. Med.
1997; 6:365-370.
Baneth G, Barta JR, Shkap V, Martin DS, Macintire DK, Vincent-Johnson N. Genetic and antigenic evidence
supports the separation of Hepatozoon canis and Hepatozoon americanum at the species level. J. Of Clin.
Microbiology. 2000; 38:1298-1301.
Baneth G, Shkap V, Samish M, Jaffe CL. Antigenic analysis of gamonts of Hepatozoon canis purified from
Leukocytes. J. Parasitol. 2000; 86: 289-294.
Baneth G, Samish M, Alekseev E, Aroch I, Shkap V. Transmission of Hepatozoon canis to dogs by naturallyfed or percutaneously-injected Rhipicephalus sanguineus ticks. J. Parasitol. 2001; 87: 606-611.
Cicuttin GL, Rodriguez Vargas M, Jado I, Anda P. Detección de Rickettsia SPP. en la Ciudad de Buenos
Aires. Resultados preliminares. IV Congreso Argentino de Zoonosis. Acta Bioquímica Clínica
Latinoamericana 2004;1:55.
Craig TM. Hepatozoonosis. In: Greene CE. Infectious Diseases of the Dog and Cat. Segunda edición.
Philadelphia: WB Saunders Co. 1990; pp. 458-465.
Eiras DF, Basabe J, Scodellaro CF, Banach DB, Matos ML, Krimer A, Baneth G. First molecular
characterization of canine hepatozoonosis in Argentina: evaluation of asymptomatic Hepatozoon canis
infection in dogs from Buenos Aires. Vet. Parasitol. 2007; 149: 275-279.
Esarte MS, Dodino ML, Duchene A, Iazbik MC, Salaj JF. Hepatozoonosis canina en la zona oeste del Gran
Buenos Aires. Selecciones Veterinarias 1999; 3:260-264.
Ewing SA, Panciera RJ, Mathew JS, Cummings CA, Kocan AA. American canine Hepatozoonosis, An
Emerging Disease in the New World. Annals of the New York Academy of Sciences 2000; 916:81-92.
Gonen L, Strauss-Ayali D, Shkap V, Vincent-Johnson N, Macintire DK, Baneth G. An enzyme –linked
immunosorbent assay for antibodies to Hepatozoon canis. Vet. Parasitol. 2004; 122: 131-139.
Guglielmone AA, Estrada-Peña A, Keirans JE, Robbins RG. Rhipicephalinae, Rhipicephalus In: Ticks (Acari:
Ixodida) of the Neotropical Zoogeographic Region. First published. The Netherlands: International Consortium
on Ticks and Tick-borne Diseases. 2003; 106-107.
Moço TC, O’Dwyer LH, Vilela FC, Barrella TH, da Silva RJ. Morphologic and Morphometric Analysis of
Hepatozoon spp. (Apicomplexa, Hepatozoidae) of snakes. Mem, Inst. Oswaldo Cruz, Rio de Janeiro. 2002; 97:
1169-1176.
Murata T, Inoue M, Tateyama S. Vertical tranmission of Hepatozoon canis in Dogs. J. Vet. Med. Sci. 1993;
55: 867-868.
Murata T, Shinoda K, Inoue M. Seasonal periodical appearance of Hepatozoon canis gamont in the peripheral
blood. J. Vet. Med. Sci. 1993; 55: 877-879.
Paludo GR, Dell´Porto A, de Castro e Trindade AR, McManus C, Friedman H. Hepatozoon spp.: report of
some cases in dogs in Brasília, Brazil. Vet. Parasitol. 2003; 118: 243-248.
Silva MC, Rodriguez MS, Rosa A,Pereira ME, Marquez AG. Hepatozoon canis: primer caso en Buenos Aires,
Argentina. Rev. Med. Vet.1999; 6:489-492.