TRABAJO DE TITULACION - LAURA FREIRE BERMUDEZ 2015.pdf
Anuncio
UNIVERSIDAD DE GUAYAQUIL FACULTAD DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA TRABAJO DE TITULACIÓN PREVIO A LA OBTENCIÓN DEL TÍTULO DE: MÉDICA VETERINARIA ZOOTECNISTA TEMA “PARASITOSIS GASTROINTESTINAL EN ESPECIES ZOOTÉCNICAS, DIAGNOSTICADAS EN EL LABORATORIO DE BIOTECNOLOGÍA Y MICROBIOLOGÍA ANIMAL (ESPOCH – RIOBAMBA)” AUTORA LAURA MERCEDES FREIRE BERMÚDEZ TUTOR ACADÉMICO M.V.Z. ROBERTO DARWIN COELLO PERALTA, MSc. Guayaquil, Febrero 2015 ii CERTIFICACIÓN DE TUTORES En calidad de tutores del trabajo de titulación: CERTIFICAMOS Que hemos analizado el trabajo de Titulación como requisito previo para optar por el Título de Tercer Nivel de Médico(a) Veterinario(a) Zootecnista. El trabajo de titulación se refiere a: “PARASITOSIS GASTROINTESTINAL EN ESPECIES ZOOTÉCNICAS, DIAGNOSTICADAS EN EL LABORATORIO DE BIOTECNOLOGÍA Y MICROBIOLOGÍA ANIMAL (ESPOCH – RIOBAMBA)” Presentado por: Laura Mercedes Freire Bermúdez Cédula # 0930576558 TUTORES _________________________ ________________________ M.V.Z. Roberto Darwin Coello Peralta, Msc. Blgo. Cristóbal Antonio Freire Lascano TUTOR ACADÉMICO TUTOR METODOLÓGICO _______________________________ Dra. María de Lourdes Salazar Mazamba, PhD. TUTOR DE ESTADÍSTICA Guayaquil, Febrero 2015 iii La responsabilidad por las ideas, investigaciones, resultados y conclusiones sustentadas en éste trabajo de titulación corresponden exclusivamente a la autora. LAURA MERCEDES FREIRE BERMÚDEZ iv Dr. Roberto Cassís Martínez, PhD. RECTOR. Dra. María de Lourdes Salazar Mazamba, PhD. DECANA Abgdo. Evert Vidal Arteaga Ramírez SECRETARIO M.V.Z. Roberto Darwin Coello Peralta, Msc. TUTOR ACADÉMICO v “PARASITOSIS GASTROINTESTINAL EN ESPECIES ZOOTÉCNICAS, DIAGNOSTICADAS EN EL LABORATORIO DE BIOTECNOLOGÍA Y MICROBIOLOGÍA ANIMAL (ESPOCH – RIOBAMBA)” LAURA MERCEDES FREIRE BERMÚDEZ TRABAJO DE TITULACIÓN PREVIO A LA OBTENCIÓN DEL TÍTULO DE: MÉDICA VETERINARIA ZOOTECNISTA. Los miembros del Tribunal de Sustentación designados por la Comisión Interna de la Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia, damos por Aprobada la presente investigación con la Nota de ---- ( ---- ), Equivalente a ----------------. Dra. Lucila Sylva Morán, Msc. PRESIDENTE Dra. Lidia Paredes Lozano EXAMINADOR PRINCIPAL Dr. Mauricio Valle Garay EXAMINADOR PRINCIPAL Dr. Agustín Cabrera Rodríguez EXAMINADOR SUPLENTE vi DEDICATORIA A Dios, por ser el dador de mi vida. Tu Santo Espíritu ha sabido guiarme hacia donde Tú me has llamado. Quiero cumplir siempre Tu voluntad y seguir siendo Tu instrumento en Tu perfecto plan. Soy Tu hija, hasta el final. A la Virgen María Auxiliadora, por ser siempre ese auxilio, mi amparo y protección en todo momento, y por siempre guiarme en mi caminar. A mi familia, mis papás: Luis y Mónica, mis hermanos: Lucho y Pochita, por ser simplemente la mejor familia del mundo y por haberme formado en la persona que soy. Mi hogar siempre ha sido un refugio y un ejemplo de amor y dedicación. A mis amigos, quienes han sabido ser un apoyo y con quienes he compartido tantos momentos inolvidables. Se han ganado mi amistad, la cual espero perdure a través del tiempo y la distancia. A la comunidad científica de la medicina veterinaria, zootecnia y demás ramas afines, que día a día se esfuerzan por realizar investigaciones innovadoras que ponen en auge el campo animal en nuestro país y el mundo. vii AGRADECIMIENTO A Dios, por sus infinitas bendiciones. Es tan hermoso ver como cada día recibo una nueva bendición Tuya. No hay palabras que describan mi gratitud. Sin Ti, no soy nada. Contigo, lo soy todo. A la Virgen María Auxiliadora, por mantenerme protegida y segura con su Santísimo manto, y por siempre permitirme hallar en Ella un consuelo. A mi familia, por haber sido mi apoyo constante y por haberme inculcado desde pequeña el amor y respeto por el mundo animal. A mis amigos, por las risas, locuras y todos los momentos compartidos, pero de igual forma, por sus sinceros consejos y por haberme escuchado cuando lo he necesitado. A mis tutores, por su paciencia, consejos, correcciones y ayuda constante durante la realización de mi trabajo de titulación. A todos mis queridos docentes, los cuales durante mis cinco años de estudios, supieron fomentar aún más en mí la pasión y amor por cada uno de los campos que abarca la medicina veterinaria. A las autoridades de la ESPOCH, en particular de la Facultad de Ciencias Pecuarias, por haberme permitido realizar mis pasantías y mi trabajo de titulación en dicha institución. Al Ing. René Carvajal Msc., Ing. Byron Díaz Msc., PhD., y a todo el equipo de trabajo del LABIMA, por haberme hecho sentir como en casa durante mi estadía en Riobamba, por impartirme sin egoísmo todos sus conocimientos y aportes científicos, y por haberme permitido crecer como profesional y futura docente, al brindarme todas esas grandes oportunidades. viii PENSAMIENTO El plan de Dios es siempre perfecto. ix ÍNDICE DEDICATORIA AGRADECIMIENTO PENSAMIENTO ÍNDICE VI VII VIII IX ÍNDICE DE TABLAS XIII ÍNDICE DE GRÁFICOS XIV INDICE DE ANEXOS XV INTRODUCCIÓN 1 1.1. PROBLEMA 3 1.2. OBJETO 3 1.3. CAMPO DE ACCIÓN 3 1.4. OBJETIVOS 1.4.1. Objetivo general. 1.4.2. Objetivos específicos. 4 4 4 1.5. VARIABLES 1.5.1. Variables independientes. 1.5.2. Variables dependientes. 4 4 4 1.6. HIPÓTESIS 1.6.1. Hi: 1.6.2. Ho: 5 5 5 II. MARCO TEÓRICO 6 2.1. GENERALIDADES DE LAS PARASITOSIS GASTROINTESTINALES 6 x 2.2. PROTOZOOS GASTROINTESTINALES 7 2.3. HELMINTOS GASTROINTESTINALES 2.3.1. Phylum PLATHELMINTHES. 2.3.1.1. Clase TREMATODES. 2.3.1.2. Clase CESTODES. 2.3.2. Phylum NEMATHELMINTHES. 8 8 8 9 9 2.4. HABITAT Y LOCALIZACIÓN GENERAL 10 2.5. CICLO BIOLÓGICO 11 2.6. PATOGENICIDAD Y VIRULENCIA 13 2.7. INMUNIDAD 14 2.8. TRANSMISIÓN 17 2.9. SINTOMAS Y ALTERACIONES ANATOMOPATOLÓGICAS 18 2.10. EFECTOS SOBRE LA PRODUCCIÓN 19 2.11. IMPORTANCIA COMO ZOONOSIS PARASITARIA 19 2.12. DIAGNÓSTICO 2.12.1. Diagnóstico por examen coproparasitario. 2.12.2. Método de frotis directo. 2.12.3. Métodos de concentración. 2.12.3.1. Método de flotación. 2.12.3.2. Método de sedimentación. 20 20 21 21 21 22 2.13. TRATAMIENTO 23 2.14. PREVENCIÓN Y CONTROL 23 III. MATERIALES Y MÉTODOS 25 3.1. CARACTERÍSTICAS DEL ÁREA DE ESTUDIO 3.1.1. Localización de la investigación. 3.1.2. Características de la zona de trabajo. 3.1.2.1. Ubicación geográfica y política. 3.1.2.2. Condiciones climáticas. 25 25 25 25 26 xi 3.2. MATERIALES 3.2.1. De laboratorio. 3.2.1.1. Materiales y reactivos. 3.2.1.2. Equipos. 3.2.2. De oficina. 3.2.2.1. Materiales. 3.2.2.2. Equipos. 3.2.3. Semovientes. 3.2.4. Personal. 26 26 26 27 27 27 28 28 29 3.3. METODOLOGÍA DE TRABAJO 3.3.1. Duración del ensayo. 3.3.2. Tipo de investigación. 3.3.3. Diseño estadístico de la investigación. 3.3.3.1. Población. 3.3.3.2. Tamaño de la muestra. 3.3.3.3. Análisis estadístico. 3.3.4. Diagnóstico de laboratorio. 3.3.4.1. Técnicas coproparasitarias de concentración. 3.3.4.1.1. Método de flotación. 3.3.4.1.2. Método de sedimentación simple. 3.3.4.2. Interpretación e identificación. 29 29 29 29 29 30 31 32 32 32 34 35 IV. RESULTADOS 37 4.1. IDENTIFICACIÓN DE PARASITOSIS GASTROINTESTINALES EN ANIMALES DE ESPECIES ZOOTÉCNICAS, DIAGNOSTICADAS EN EL LABORATORIO DE BIOTECNOLOGÍA Y MICROBIOLOGÍA ANIMAL (ESPOCH – RIOBAMBA). 37 4.2. DETERMINACIÓN DE PARÁSITOS GASTROINTESTINALES EN MUESTRAS DE HECES DE ANIMALES MEDIANTE EL MÉTODO DE FLOTACIÓN Y SEDIMENTACIÓN. 38 4.3. CORRELACIÓN DE LOS CASOS POSITIVOS. Con respecto a la procedencia. Con respecto al sexo Con respecto a la edad Con respecto a la especie zootécnica animal Con respecto a la especie de parásito Con respecto a las especies de parásitos de importancia zoonósica. 39 39 42 43 44 46 49 xii V. DISCUSIÓN 51 VI. CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES 55 6.1. CONCLUSIONES 55 6.2. RECOMENDACIONES 57 VII. RESUMEN 58 VIII. SUMMARY 59 IX. BIBLIOGRAFÍA 60 X. ANEXOS 65 xiii ÍNDICE DE TABLAS TABLA # TÍTULO PÁGINA # 1 Identificación en porcentaje de parasitosis gastrointestinales en animales de especies zootécnicas, diagnosticadas en el Laboratorio de Biotecnología y Microbiología Animal (ESPOCH – Riobamba). 37 2 Determinación en porcentaje de parásitos gastrointestinales en muestras de heces de animales mediante el método de flotación y sedimentación. 38 3 Correlación en porcentaje de los casos positivos con respecto a la procedencia. 40 4 Animales zootécnicos con respecto a la procedencia. 41 5 Correlación en porcentaje de los casos positivos con respecto al sexo. 42 6 Animales zootécnicos con respecto al sexo. 43 7 Correlación en porcentaje de los casos positivos con respecto a la edad. 44 8 Animales zootécnicos con respecto a la edad. 44 9 Correlación en porcentaje de los casos positivos con respecto al animal zootécnico. 45 10 Correlación en porcentaje de los casos positivos con respecto a la especie de parásito. 47 11 Correlación en porcentaje de los casos positivos con respecto a la especie de parásito (grupo). 48 12 Correlación en porcentaje de los casos positivos con respecto a las especies de parásitos de importancia zoonósica. 50 xiii xiv ÍNDICE DE GRÁFICOS GRÁFICO # 1 2 TÍTULO Identificación en porcentaje de parasitosis gastrointestinales en animales de especies zootécnicas, diagnosticadas en el Laboratorio De Biotecnología y Microbiología Animal (ESPOCH – Riobamba). Determinación en porcentaje de parásitos gastrointestinales en muestras de heces de animales mediante el método de flotación y sedimentación. PÁGINA # 38 39 3 Correlación en porcentaje de los casos positivos con respecto a la procedencia. 41 4 Correlación en porcentaje de los casos positivos con respecto al sexo. 42 5 Correlación en porcentaje de los casos positivos con respecto a la edad. 44 6 Correlación en porcentaje de los casos positivos con respecto a la especie zootécnica animal. 46 7 Correlación en porcentaje de los casos positivos con respecto a la especie de parásito. 48 8 Correlación en porcentaje de los casos positivos con respecto a la especie de parásito (grupo). 49 9 Correlación en porcentaje de los casos positivos con respecto a las especies de parásitos de importancia zoonósica. 50 xiv xv INDICE DE ANEXOS ANEXO # I II III PÁGINA # TÍTULO Clasificación taxonómica de los protozoos gastrointestinales. 65 Protozoos gastrointestinales de importancia en especies zootécnicas. Ooquistes de protozoos gastrointestinales. IV V Platelmintos gastrointestinales de importancia en especies zootécnicas. VII VIII IX X XI XII de los 66 Clasificación Platelmintos. VI taxonómica 65 Nematelmintos y 67 Huevos de platelmintos gastrointestinales. Nematelmintos gastrointestinales de importancia en especies zootécnicas. Huevos de nematelmintos gastrointestinales. Ciclos biológicos de los endoparásitos. Ciclo biológico típico de parásitos estrongilados. Dosis de fármacos antiparasitarios (Antiprotozoarios). Dosis de fármacos antiparasitarios (Antihelmínticos). 68 68 69 70 71 71 72 73 XIII Información para determinar el tamaño de la muestra correspondiente a una población específica. 74 XIV Cálculo del tamaño de la muestra. 76 XV Análisis de sensibilidad. 77 xv xvi XVI Tablas y gráficos del número de animales zootécnicos con respecto a la procedencia. 78 XVII Tablas y gráficos del número de animales zootécnicos con respecto al sexo. 84 XVIII Tablas y gráficos del número de animales zootécnicos con respecto a la edad. 90 XIX XX XXI XXII XXIII XXIV XXV Tabla de X2 (Chi Cuadrado). Evaluación de casos positivos mediante la Prueba No Paramétrica para una sola muestra, Prueba de Chi Cuadrado, para el sexo. Evaluación de casos positivos mediante la Prueba No Paramétrica para una sola muestra, Prueba de Chi Cuadrado, para la edad. Evaluación de casos positivos mediante la Prueba No Paramétrica para una sola muestra, Prueba de Chi Cuadrado, para la procedencia. Evaluación de casos positivos mediante la Prueba No Paramétrica para una sola muestra, Prueba de Chi Cuadrado, para la especie de parásito. Evaluación de casos positivos mediante la Prueba No Paramétrica para una sola muestra, Prueba de Chi Cuadrado, para el animal zootécnico. Evaluación de casos positivos mediante la Prueba No Paramétrica para una sola muestra, Prueba de Chi Cuadrado, para la importancia zoonósica. 96 97 98 99 100 101 102 XXVI Hoja de registro de ingreso de muestras. 103 XXVII Hoja de registro de laboratorio. 104 xvi xvii XXVIII XXIX Hoja de registro de diagnóstico. 105 Tabla de registro de los animales muestreados. 106 XXX Cronograma de planificación para la realización del trabajo de titulación. 118 XXXI Ubicación en el mapa político de los distintos lugares de procedencia de las muestras receptadas. 119 XXXII XXXIII Documento - certificado del Laboratorio de Microbiología y Biotecnología Animal (Facultad de Ciencias Pecuarias ESPOCH). Fotografías de la recepción y registro de las muestras de heces en el laboratorio. 120 121 XXXIV Fotografías del diagnóstico realizado empleando el método de flotación. 122 XXXV Fotografías del diagnóstico realizado empleando el método de sedimentación. 124 XXXVI Fotografías de huevos y ooquistes de los gastrointestinales muestreados. xvii parásitos 125 INTRODUCCIÓN Ecuador es un país de clima tropical, con una privilegiada ubicación geográfica, en la que cuenta con una gran variedad de clima en sus cuatro regiones: costa, sierra, oriente e insular. Dichas condiciones climáticas, de temperatura y humedad varían debido a la influencia de las corrientes: Fría de Humboldt y la cálida del Niño, así como también del páramo andino, lo que permite que se diferencien dos estaciones al año, como son el verano y el invierno. En esta gran variedad de clima se presenta una gran biodiversidad de especies tanto vegetales como animales que junto con el humano, interaccionan en un ecosistema muy complejo, sumado a esto la presencia de bacterias, hongos y parásitos, estos acontecimientos hacen que exista el riesgo de que se presenten enfermedades que afectan tanto a especies animales, como al hombre; una de ellas es el parasitismo gastrointestinal, en especial aquellos que tienen comportamiento zoonósico (Vallat, 2014). Los parásitos al igual que otros agentes patógenos, cuentan con extraordinaria variabilidad genética lo que les permite evadir el sistema inmunológico de su hospedero, provocando enfermedades que presentan síntomas y signos como pérdida del apetito, baja conversión alimenticia, diarrea, deshidratación, disminución en la producción, debilidad, pelo áspero, anemia, abdomen hinchado, entre otros, causando serios problemas económicos y de 1 salud en los animales. En la búsqueda por combatir estos efectos, existen programas preventivos que incluyen desparasitaciones y análisis parasitológicos constantes, los cuales permiten mantener un control de la parasitosis aplicando la profilaxis respectiva para la misma. Generalmente las parasitosis gastrointestinales en especies de animales de importancia zootécnicas, son producidas por helmintos, y protozoarios, siendo los más frecuentes Ostertagia sp., Strongyloides sp., Trichostrongylus sp., Cooperia sp., Haemonchus contortus, Trichuris sp., Nematodirus sp., Oesophagostomum sp., entre otros. Estudios realizados en bovinos existentes en distintas localidades de Perú, determinaron que la prevalencia global de parasitismo gastrointestinal, por uno o más géneros nemátodos, fue de 67.5% (Colina, Mendoza, & Jara, 2013). En Ecuador, estas enfermedades se mantienen presentes debido a las condiciones del ambiente, del parásito y del hospedero, facilitando su desarrollo y evolución constante, produciendo frecuentemente brotes en animales de diversas zonas del país. La presente investigación permitió reconocer la presencia de parásitos gastrointestinales en muestras de heces de especies animales que habitan en Riobamba y/o zonas aledañas, identificándose además la existencia de aquellos que son de importancia zoonótica. 2 1.1. PROBLEMA La parasitosis gastrointestinal es un problema que afecta a los animales a nivel mundial. Esto se debe a que los parásitos poseen una acción patógena, la cual provoca daños de forma indirecta y/o directa en los hospederos. Existen diversas especies de parásitos de importancia zoonótica, que pueden acarrear serios problemas a los seres humanos, por lo que existe el riesgo de que estas patologías se mantengan latentes o que por las constantes exposiciones, causen también epidemias, generando pérdidas económicas y perjuicios sanitarios tanto en personas como animales. 1.2. OBJETO Formas de dispersión de los parásitos gastrointestinales en las muestras de heces de especies zootécnicas receptadas en el laboratorio. 1.3. CAMPO DE ACCIÓN Laboratorio de Biotecnología y Microbiología Animal (LABIMA) de la Facultad de Ciencias Pecuarias de la Escuela Superior Politécnica de Chimborazo. Riobamba. 3 1.4. OBJETIVOS 1.4.1. Objetivo general. Identificar parasitosis gastrointestinales en animales de especies zootécnicas, diagnosticadas en el Laboratorio de Biotecnología y Microbiología Animal (ESPOCH – Riobamba). 1.4.2. Objetivos específicos. Determinar parásitos gastrointestinales en muestras de heces de animales mediante el método de flotación y sedimentación. Correlacionar los casos positivos con respecto a la procedencia, sexo, edad, animal zootécnico, especies de parásitos y especies de parásitos de importancia zoonósica. 1.5. VARIABLES 1.5.1. Variables independientes. Procedencia, sexo, edad, animal zootécnico. 1.5.2. Variables dependientes. Parásitos gastrointestinales. 4 1.6. HIPÓTESIS 1.6.1. Hi: Si existen casos de parasitosis gastrointestinal en muestras de heces de especies zootécnicas receptadas en el Laboratorio de Biotecnología y Microbiología Animal (ESPOCH – Riobamba). 1.6.2. Ho: No existen casos de parasitosis gastrointestinal en muestras de heces de especies zootécnicas receptadas en el Laboratorio de Biotecnología y Microbiología Animal (ESPOCH – Riobamba). 5 II. MARCO TEÓRICO 2.1. GENERALIDADES DE LAS PARASITOSIS GASTROINTESTINALES Las parasitosis gastrointestinales (también conocidas como PGI) son infestaciones producidas por enteroparásitos, los cuales son un grupo de endoparásitos localizados en el tracto digestivo o gastrointestinal, en donde encuentran las condiciones y el alimento necesarios para su subsistencia, es decir para su desarrollo y maduración (Gállego, 2007). Los PGI obligatoriamente necesitan de un hospedero para sobrevivir, así como también de un medio ambiente óptimo. Pueden afectar a todas las especies zootécnicas conocidas, como son bovinos, ovinos, caprinos, porcinos, camélidos, roedores, lagomorfos y aves de corral. Existen muchos casos en los que se presenta el multiparasitismo, o presencia de diferentes especies de parásitos alojados en un solo hospedero (United States Department of Agriculture [USDA], 2007); o el poliparasitismo, que se refiere a la existencia de una gran cantidad de parásitos de la misma especie, muchas veces ubicados en el mismo o en distintos órganos del hospedador. Algunas de estas infestaciones parasitarias pueden ocasionar enfermedades clínicas y sub-clínicas, pero es importante destacar que algunos parásitos son perjudiciales para el hospedero, en especial cuando se hallan en cantidades suficientes, lo que provoca una infestación que en ocasiones puede causar la muerte. 6 De los parásitos gastrointestinales que provocan perjuicios en estas especies animales, se conocen dos grandes grupos: los protozoos (unicelulares) y los metazoos o helmintos (pluricelulares). 2.2. PROTOZOOS GASTROINTESTINALES La mayoría de los protozoos suelen ser organismos de vida libre, y solo una pequeña parte de los que parasitan a los animales domésticos y silvestres producen enfermedades (Bowman, 2010). Por lo general las patologías provocadas por estos protozoarios son consecuentes a una infección masiva de estos parásitos o a una interacción entre la infección y el estrés que podrían tener los animales (Bowman, 2010). Algunos de estos protozoos son PGI de un gran número de hospedadores vertebrados, el ciclo vital de los mismos incluye la reproducción tanto sexual como asexual. La multiplicación sexual termina con el desarrollo de los ooquistes, los cuales son eliminados con las heces, y en la posterior formación de ocho formas infectantes (cuatro esporozoitos) en cada uno de estos ooquistes, las cuales diseminarán la infección (Bowman, 2010). Los géneros más importantes de protozoos gastrointestinales son Eimeria, Cryptosporidium e Isospora, pertenecientes a la subclase COCCIDIASINA, también conocidos como parásitos coccidios, los cuales abarcan varias especies que ocasionan enfermedades gastrointestinales a los animales y al hombre (Anexo II, II y III ). 7 2.3. HELMINTOS GASTROINTESTINALES El término helminto (gusano), se emplea para referirse a aquellos parásitos que tienen su cuerpo blando y largo. Existen tres clases de helmintos de mayor importancia veterinaria: nemátodos (áscaris), céstodos (tenias) y tremátodos (dístomas); de los cuales, los dos primeros se detectan mayormente en estudios de parasitosis gastrointestinales. Por su parte, Bowman (2010) manifiesta que: ‘‘los helmintos incluyen los Platelmintos (vermes planos, tremátodos, y céstodos), Nematelmintos o nemátodos (vermes redondos), Acantocéfalos y Anélidos’’. De lo anteriormente expuesto, y previo al respectivo análisis, se considera a los parásitos que se describen a continuación, como los más importantes para el referido estudio (Anexo IV). 2.3.1. Phylum PLATHELMINTHES. Estos parásitos son hermafroditas y tienen su cuerpo blando y aplanado dorso-ventralmente. Los tremátodos adultos se ubican en los vasos sanguíneos, intestino, pulmones, conductos biliares y otros órganos de sus hospederos vertebrados finales; mientras que los céstodos adultos se localizan en el intestino, y sus formas de larvas parasitan diversos invertebrados o vertebrados (Bowman, 2010) (Anexo V). 2.3.1.1. Clase TREMATODES. En esta clase PARAMPHISTOMIDAE, se encuentran cuyo los género parásitos más de estudiado la familia es el Paramphistomum, y la familia FASCIOLIDAE, cuya especie más representativa y una de las de mayor importancia zoonótica a nivel mundial es 8 la Fasciola hepática. La mayoría de huevos de tremátodos, son arrastrados a la luz intestinal para luego salir al exterior con las heces (Bowman, 2010) (Anexo VI). 2.3.1.2. Clase CESTODES. El ciclo evolutivo de estos parásitos es indirecto, y se cumple, en general, con participación de uno o dos hospedadores intermediarios. Según la especie de céstodo, las larvas quísticas pueden adquirir formas de: cisticerco, cenuro o quiste hidatídico. Los parásitos del género Moniezia son los más representativos (Vignau & et al, 2005) (Anexo VI). 2.3.2. Phylum NEMATHELMINTHES. Los nemátodos son parásitos de vida libre y parasitaria que carecen de segmentación, tienen forma cilíndrica con los extremos aguzados, y tamaño variable (muchos miden más de un metro, mientras que otros superan el milímetro). Su cuerpo está cubierto por una cutícula que les brinda el característico aspecto anillado. Los huevos se pueden identificar por su contenido de uno o más blastómeros, presencia de mórula o larva, estructura de las cáscaras, entre otros. La eclosión de los huevos tiene lugar dentro del hospedador o en el medio ambiente con las condiciones adecuadas (Vignau & et al, 2005). En su mayoría, los huevos de los nematelmintos son expulsados con las heces fecales de los animales, es por esto que en el diagnóstico coproparasitario la fase de huevos es la que está presente al momento de su observación al microscopio. Por este motivo, considero importante solo 9 describir las características de este estadio biológico, sin profundizar en el estudio y mención de las fases larvarias (Anexo VII). La mayoría de los parásitos nemátodos de importancia gastrointestinal pertenecen al orden STRONGYLIDA. Es importante recalcar lo que nos señala Bowman (2010) acerca de las hembras de las superfamilias STRONGYLOIDEA, TRICHOSTRONGYLOIDEA y ANCYLOSTOMATOIDEA: ‘‘poseen los típicos huevos estrongilados, huevos de superficie lisa y cápsula elipsoidal que contienen un embrión en fase de mórula cuando se depositan y se eliminan con las heces’’. Es correcto por lo tanto, referirse a estos huevos como estrongílidos o estrongilados al momento de su identificación. Entre los más importantes se encuentran los géneros: Strongylus, Oesophagostomum, Chabertia, Trichostrongylus, Ostertagia, Haemonchus, Cooperia, Nematodirus y Bunostomum (Quiroz, 1990). Por otra parte, el género más representativo del orden RHABDITIDA es el Strongyloides; del orden ASCARIDIDA se encuentran los géneros: Ascaris, Toxocara, Parascaris, Ascaridia y Heterakis, mientras que los géneros más relevantes del orden ENOPLIDA son Trichinella y Trichuris (Quiroz, 1990) (Anexo VIII). 2.4. HABITAT Y LOCALIZACIÓN GENERAL El tracto digestivo, desde la boca hasta el recto, es uno de los sitios más concurridos por los endoparásitos, los cuales pueden ubicarse tanto en el lumen como en las capas mucosa, submucosa, muscular y serosa de los órganos. La localización en los distintos tramos del aparato digestivo, está asociada a las 10 características fisicoquímicas del lumen, ambiente de aerobiosis y anaerobiosis, de inmunidad intestinal, del sistema linfoide, respuesta inmune, entre otros (Quiroz, 1990). Entre las ventajas que hallan los parásitos en este hábitat es la existencia del mismo medio que constituye su fuente principal de nutrientes, obteniéndolos a través de su tubo digestivo, a través de su revestimiento corporal, o usando la sangre del hospedador que obtienen provocando micro traumatismos en las paredes de los órganos, afectando a los vasos sanguíneos que los irrigan. De igual manera encuentran desventajas, como las constantes modificaciones del contenido gastrointestinal, la presencia de enzimas digestivas, los movimientos peristálticos y el tránsito intestinal ininterrumpido que ejerce una acción de arrastre la cual tiende a eliminarlos por vía anal, entre otros. Frente a esto, los parásitos han debido desarrollar tácticas para superarlos, como la presencia de estructuras de fijación (ganchos, ventosas), revestimientos cuticulares resistentes, secreción de antienzimas, entre otras (Gállego, 2007). El éxito de estas y otras estrategias por parte de estos microorganismos, es la razón de que el tracto gastrointestinal, sea el medio orgánico elegido como hábitat predilecto por la mayoría de endoparásitos. 2.5. CICLO BIOLÓGICO El ciclo vital de la mayoría de los PGI suele ser directo, y está divido en fases: una etapa externa o exógena, en las que las fases del parásito se hallan en el medio ambiente; así como una etapa interna o endógena, que inicia con la llegada 11 del hospedador (definitivo o intermediario), y continúa con las posibles migraciones hasta hallar una localización definitiva en el órgano donde consiguen su madurez reproductiva (Cordero del Campillo & et al, 2001). La etapa exógena empieza con la expulsión de los huevos en las heces del animal al exterior. En condiciones óptimas de oxígeno, humedad (80%) y temperatura (20ºC), los huevos eclosionan dando origen a larvas L1, lo cual se estima que dura alrededor de siete a diez días. Luego estas L1 pasan a ser larvas L2 desprendiéndose de su cubierta protectora, para luego sufrir una segunda muda para transformarse en larva L3 o estadio infestante. La L1 y L2, dependen de sus reservas alimenticias para sobrevivir, por lo que al agotarse las mismas, mueren (Soulsby, 1987). La L3 infestante es activa, por lo que migra de las heces hacia los tallos y hojas de los pastos, infestando a los animales que las consumen. Según Borchert (1968): ‘‘la migración de las larvas suele ser mínima durante el día y de máxima intensidad en la noche’’. La fase endógena empieza con la ingestión de la L3, y termina con el desarrollo de los parásitos, reproducción y producción de huevos. En el interior del sistema digestivo ocurre un incremento del pH por lo que la L3 muda y penetra la membrana mucosa o entran en las glándulas gástricas, donde se convierten en L4, permaneciendo aquí entre 10 y 14 días, pudiendo inhibir temporalmente su desarrollo debido a las condiciones fisiológicas adversas. Posteriormente las L4 dejan la mucosa y se alojan en el lumen de los distintos órganos, transformándose en L5, para luego volverse parásitos adultos hembras o machos (Vázquez, 2000). Soca, Roque & Soca (2005) afirman que algunas larvas pueden completar su ciclo hasta parásito adulto, y otras permanecen en la mucosa de sus órganos, 12 donde pueden formar nódulos, morir y calcificarse. Cuando las condiciones se vuelven favorables, los huevos salen, estableciendo así un nuevo ciclo evolutivo. (Anexos IX y X). El periodo prepatente es aquel que transcurre entre la entrada de la forma infestante hasta el inicio de la eliminación de huevos, el cual dependiendo del género, puede variar entre los 15 y 45 días (Angulo-Cubillán, 2005). 2.6. PATOGENICIDAD Y VIRULENCIA Existen diversos factores de patogenicidad: intrínsecos o dependientes del parásito y factores extrínsecos o dependientes del hospedero (Gállego, 2007). Los PGI pueden ejercer distintos tipos de acciones nocivas en los hospedadores, como son la mecánica, exfoliadora y tóxica. La acción mecánica se produce por el desarrollo que alcanzan y la cantidad de parásitos presentes, los cuales pueden causar fenómenos de obstrucción o comprensión de los órganos del hospedero al que atacan; de igual forma los endoparásitos traumatizan la mucosa de los órganos y tejidos de los hospederos con sus órganos de fijación (ganchos, ventosas, cápsula bucal) lo cual muchas veces ocasiona infestaciones secundarias, que en la mayoría de casos son más graves y peligrosas que las parasitosis que las originaron (Quiroz, 1990). Con la acción exfoliadora, los endoparásitos sustraen al hospedero, para su alimentación, una gran cantidad de sustancias nutritivas, que en la mayoría de los 13 casos, pueden provocar un grave desequilibrio en la salud de sus hospedadores (Quiroz, 1990). La acción tóxica, se deriva de los fenómenos de desasimilación y desintegración de los parásitos, e incluso de la segregación por parte de los mismos de verdaderas toxinas y metabolitos que producen graves daños al hospedador (Quiroz, 1990). Por otra parte la virulencia de un determinado PGI va a condicionar su capacidad para establecer una infestación. Esta depende de las cepas patógenas o de alguna mutación de la misma, así como de la colonización y de la capacidad invasiva para diseminarse y destruir los tejidos del hospedero (Gállego, 2007). 2.7. INMUNIDAD Algunas enfermedades parasitarias son capaces de alterar el estado inmunitario del hospedador y permitir la actividad y multiplicación del parásito que, en circunstancias normales para el hospedero, estaría controlada (Gállego, 2007). Los animales tardan en desarrollar defensas frente a los parásitos gastrointestinales, entre estos, los animales jóvenes, que poseen muy pocas posibilidades de contrarrestar el efecto perjudicial de los parásitos, siendo esta una de las categorías más afectadas (Montico, Rodríguez, & Iglesias, s.f.). 14 La acción patógena desarrollada por los parásitos puede ser en muchos casos frenada o anulada por las reacciones inmunes específicas e inespecíficas llevadas a cabo por el hospedador. Este desarrolla mecanismos de tipo defensivo e inmunitarios de hipersensibilidad frente a las substancias extrañas del parásito, los cuales se llevan a cabo a pesar de provocar muchas veces un daño tisular en el mismo (Gállego, 2007). Cuando un parásito entra a un organismo, este lo reconoce como agente extraño e intenta eliminarlo, por lo que el microorganismo pone en funcionamiento una serie de elementos para evadir el ataque y permanecer en los hospederos, entre los cuales Saredi (2002) menciona los siguientes: Producción de variaciones antigénicas en la membrana: En la superficie del parásito, existen glicoproteínas que funcionan como antígenos (Ag), los cuales son elaborados al penetrar en el organismo, ante esto, el hospedero responde elaborando anticuerpos, pero la mayoría de veces, cuando estos llegan al parásito, ya se produjo una variante en el código genético de las glicoproteínas, impidiendo que sean atacados. Reclusión: Los parásitos se localizan en zonas de difícil acceso para el sistema inmune: en el interior de las células, formando quistes, o en órganos que poseen baja respuesta inmune. Rapidez de multiplicación: algunos parásitos pueden cambiar rápidamente de un estadio a otro, con una velocidad mayor, que la del hospedero para elaborar anticuerpos, de manera que al atacar al microorganismo, no reconoce sus nuevos Ag. Liberación de factores bloqueantes: el hospedero elabora anticuerpos para eliminar al parásito, y este responde liberando al medio sustancias bloqueantes que los inactivan. 15 Existen también, factores propios del parásito que influyen en la respuesta inmune del hospedador, como son: tamaño, localización, migración y multiplicación del parásito, fecundidad, resistencia, adaptación y especificidad parasitaria. Una vez que el parásito entra en el hospedero, este desarrolla una respuesta inmunológica en la que participan anticuerpos, células efectoras y complemento. Existen por lo tanto distintos tipos de comportamientos del hospedador relacionados con la inmunidad: Inmunidad esterilizante: el parásito enferma al hospedero, luego este se recupera clínicamente y queda inmune frente ese microorganismo, evitando que se produzca una re-infestación. Inmunidad concomitante: se refiere al estado de inmunidad del hospedador a la re-infestación, inducida por la presencia de una población parasitaria tolerada por el hospedador, contra una sobrecarga de la misma población. Esto no destruye los organismos. La inmunidad desaparece cuando son eliminados los parásitos, permitiendo que nuevamente el hospedero sea susceptible. Inmunidad innata: presente en un organismo desde su nacimiento, comprende diversos factores como la edad, genética, y las barreras naturales como la piel y las mucosas. Inmunodepresión: La respuesta inmune se encuentra disminuida o inhibida en forma temporal, favoreciendo la permanencia y reproducción de los parásitos. De igual forma, existen mecanismos especializados por parte del hospedero, para contraatacar el daño de los parásitos. Es así como, en el caso de los protozoos, los anticuerpos séricos contra los Ag de superficie de los mismos 16 pueden: aglutinarlos o inmovilizarlos, inhibir su reproducción o en algunos casos eliminarlos en acción conjunta con células citotóxicas y el sistema de complemento. En caso de los helmintos parásitos es diferente, ya que estos se han adaptado evolutivamente al parasitismo, lo cual ha implicado enfrentarse y superar al sistema inmunitario del hospedador. Es por esto que debido a mayor exposición, menor resistencia y mayor susceptibilidad, la mayoría de los hospedero albergan pocos gusanos, los cuales casi siempre producen enfermedad leve o subclínica, u ocasionan morbilidad, muy rara vez mortalidad (Saredi, 2002). 2.8. TRANSMISIÓN El mecanismo de transmisión se da por contacto directo, siendo el más frecuente la vía oral-fecal. La vía de entrada predilecta para los enteroparásitos, es el contacto y penetración por vía oral, el cual se produce de forma accidental, cuando el hospedero ingiere agua, suelo o alimentos vegetales o animales, en los cuales están presentes las formas infestantes del parásito ya sea quistes y ooquistes de protozoos, huevos embrionados, larvas de helmintos, entre otros (Gállego, 2007). Por otro lado, para lograr el paso a un nuevo hospedero indispensable para la continuación de sus ciclos vitales y con ello su supervivencia, los parásitos desarrollan estadios o fases que son capaces de abandonar al hospedero, asegurando con esto una ruta de evacuación para las mismas. En el caso de los PGI, la vía de salida de elección es la rectal o anal. 17 2.9. SINTOMAS Y ALTERACIONES ANATOMOPATOLÓGICAS Las alteraciones que provocan estos parásitos, generan la aparición de múltiples signos, síntomas y lesiones, los cuales se detallan a continuación: Inapetencia, pérdida de peso, letargia, distensión abdominal, deshidratación, diarrea, pelo hirsuto (largo, quebradizo y seco), mucosas pálidas, edemas y aumento de la frecuencia cardiaca y respiratoria; todo esto acompañado de anemias. En fases terminales de la enfermedad se observa emaciación y muerte del animal. Al momento de la necropsia, en el cadáver se observa emaciación, palidez de mucosas y órganos, edema en cavidades corporales, ganglios linfáticos locales aumentados, mucosas edematosas con úlceras, presencia de nódulos y posible observación de parásitos adultos. En el estudio histopatológico se observa atrofia de las vellosidades intestinales, incremento de eosinófilos y mastocitos y glándulas de la mucosa dilatadas con posible presencia de estadios parasitarios (Angulo-Cubillán, 2005). En el caso específico de las protozoosis gastroentéricas, el signo clínico más común es la diarrea, que puede ser intermitente o acuosa y profusa, con mucus y pocas veces con presencia de sangre; esto se da como resultado de la destrucción del epitelio gastrointestinal debido a la multiplicación de multitud de parásitos (Bowman, 2010). Esta diarrea, también puede estar acompañada de anorexia, fiebre, deshidratación, dolor abdominal, debilidad y pérdida de peso. En el caso de algunos protozoos y céstodos, se pueden observar la presencia de quistes o estadios larvarios calcificados (González, Madrid, & Soto, 2008). La aparición de estos síntomas puede variar de leve a grave, generando cursos agudos o crónicos. Esto depende de varios factores como: el tipo de 18 infestación (simple o mixta), predominancia de un género específico, presencia de enfermedades adicionales, carga parasitaria y respuesta del hospedero frente al parásito (Angulo-Cubillán, 2005). 2.10. EFECTOS SOBRE LA PRODUCCIÓN La disminución en la ganancia de peso de los animales adultos, así como la mortalidad en los jóvenes, son considerados los efectos más representativos que causan estos parásitos sobre la producción animal. Todos los tipos de producción de las especies zootécnicas, como son carne, leche, lana, entre otros, se ven afectados por estas enfermedades. El retardo en la ganancia de peso va a incrementar el tiempo de estadía del animal en la explotación, así como el retraso del inicio de la vida reproductiva del mismo, lo que provoca un aumento de los costos de producción, acarreando por lo tanto pérdidas significativas para los productores (AnguloCubillán, 2005). 2.11. IMPORTANCIA COMO ZOONOSIS PARASITARIA Algunos de los PGI son zoonóticos, es decir que se transmiten de los animales vertebrados al hombre y viceversa; esto es importante debido a sus repercusiones en la economía y en la salud humana y animal, en especial si las mismas involucran a los animales de abasto. Estas parasitosis se presentan en la mayoría de casos de forma mixta, en donde los géneros que predominan varían de acuerdo a diversos factores y condiciones de manejo en cada explotación animal (Comité mixto FAO/OMS de expertos en zoonosis, 1969) y (Naquira, 2010). 19 La prevalencia e intensidad de estas infestaciones parasitarias en el mundo presentan variaciones considerables de distribución y aparición estacional a causa de factores geográficos y climáticos y de actividades tanto animales como humanas, así como la posibilidad de erradicar o controlar las mismas (Organización Mundial de la Salud [OMS], 1981). Así mismo, las parasitosis gastrointestinales son una de las enfermedades transmisibles más difíciles de controlar, esto se debe no solo a su alta difusión, sino también a los factores varios que intervienen a lo largo de su cadena de propagación; siendo más común en las áreas tropicales y subtropicales de países subdesarrollados (Espinosa, Alazales, & García, 2011). 2.12. DIAGNÓSTICO 2.12.1. Diagnóstico por examen coproparasitario. Previamente es importante tener presente la historia clínica del animal junto con el examen físico y el análisis de todos los síntomas que se presentan (diagnóstico presuntivo) para posteriormente efectuar el diagnóstico de laboratorio. Para el análisis coproparasitario de laboratorio, las muestras de heces se deben tomar directamente del recto del animal, se las rotula correctamente y se las transporta en refrigeración hasta el momento de su debido proceso en el laboratorio. 20 Existen diversos métodos para el diagnóstico de las enfermedades parasitarias gastrointestinales. A continuación se describen las que se emplearon en la presente investigación. 2.12.2. Método de frotis directo. Es un método cualitativo utilizado en su mayoría, para el diagnóstico de protozoarios gastrointestinales, en sus formas de quistes y trofozoitos. En algunos casos también es de gran ayuda para identificar ciertos helmintos. Las heces examinadas se diluyen con agua, y se colocan en un portaobjeto para su observación directa e inmediata al microscopio. 2.12.3. Métodos de concentración. Existe una variedad de técnicas de enriquecimiento que se emplean con el propósito de conseguir una mayor concentración de parásitos aun cuando exista una mínima cantidad de los mismos. Para esto, se utilizan los distintos métodos basados en la flotación, sedimentación y migración larvaria. Con estas técnicas se obtienen resultados cualitativos o cuantitativos dependiendo del método empleado (Cardona, 2005). 2.12.3.1. Método de flotación. Este método tiene como fundamento, la flotación de los elementos parasitarios contenidos en las heces mediante una solución saturada con una densidad mayor a la de los parásitos. Los huevos son separados del material fecal y concentrados por medio de un fluido de flotación con una gravedad específica apropiada. Por lo general los huevos y quistes suelen tener 21 una densidad entre 1.05 y 1.15 y flotan a una temperatura de 20°C (Álvarez & et al, 2010). Entre las soluciones de concentración empleadas, están la solución salina saturada (Willis – Molloy), la solución azucarada (Sheather), la solución de sulfato de zinc (Faust), entre otras. Las dos primeras soluciones mencionadas son las más utilizadas, y tienen una densidad promedio de entre 1.20 – 1.27. Este método se emplea para observar huevos de céstodos, nemátodos y quistes de algunos protozoos. No es adecuado para huevos de tremátodos y suelen alterar los trofozoitos y/o quistes de algunos protozoos dificultando su identificación (Bowman, 2010). 2.12.3.2. Método de sedimentación. Se utiliza para detectar huevos de tremátodos de un peso mayor que la densidad del agua o de otras soluciones. El fundamento se basa en la capacidad de algunos huevos de sedimentar dentro de una solución de baja densidad como el agua. Los huevos tienen un color que facilita su identificación, más aún si se agrega un colorante de contraste que tiñe todo el material vegetal que se encuentra, con excepción de los huevos. Existen diversas modificaciones al método, siendo la más usada la técnica de sedimentación simple (Álvarez & et al, 2010). 22 2.13. TRATAMIENTO Existen diversas drogas antiparasitarias, usadas por sus propiedades para eliminar los distintos helmintos, céstodos y protozoos y empleadas de acuerdo a las necesidades presentes en la explotación animal. La dosis de estos medicamentos, varía dependiendo de la especie animal, peso y fin principal para el que se lo desee emplear. Al seleccionar el fármaco a emplear, se debe tener en cuenta su eficacia, grado de actividad, persistencia, precio y fácil administración, sin embargo el factor principal deberá ser la presencia de las distintas parasitosis en la explotación. De igual forma se debe evitar la resistencia a estos medicamentos, dosificando correctamente, alternando los tratamientos, y aplicando los mismos en los momentos adecuados de acuerdo al previo diagnóstico de laboratorio (González, Madrid, & Soto, 2008) (Anexos XI y XII). 2.14. PREVENCIÓN Y CONTROL El método de control más utilizado es el tratamiento preventivo realizando desparasitaciones periódicas cada 3-4 meses, logrando de esta manera cortar el ciclo vital de los parásitos. También se recomienda realizar una segunda desparasitación 21 días después de la primera dosis, posterior a esto se puede repetir el tratamiento según la frecuencia de las lluvias y la presencia de los distintos parásitos en la zona de explotación. Entre otras medidas de control y prevención están: 23 Evitar la sobre carga del pastizal realizando rotación de potreros y empleando el pastoreo alterno con diferentes especies animales y evitando el pastoreo conjunto de animales jóvenes y adultos. Mantener una carga animal adecuada y evitar el hacinamiento de los animales. Garantizar un buen nivel nutricional de los animales. Controlar los diferentes vectores mecánicos y biológicos que existan. Realizar una correcta limpieza y desinfección de comederos, bebederos y establos, manteniendo secos los mismos y evitando la acumulación de agua en lugares frecuentados por los animales. Efectuar periódicamente análisis de heces para obtener un diagnóstico seguro que permita aplicar el adecuado en caso de existir alguna enfermedad parasitaria en la explotación (Morales & et al, 2011). 24 III. MATERIALES Y MÉTODOS 3.1. CARACTERÍSTICAS DEL ÁREA DE ESTUDIO 3.1.1. Localización de la investigación. El trabajo de investigación se llevó a cabo en el Laboratorio de Biotecnología y Microbiología Animal (LABIMA) de la Facultad de Ciencias Pecuarias de la Escuela Superior Politécnica de Chimborazo (ESPOCH), ubicado en la ciudad de Riobamba, Panamericana Sur Km 1 ½. 3.1.2. Características de la zona de trabajo. 3.1.2.1. Ubicación geográfica y política. Región: Interandina Zona: Central Provincia: Chimborazo Cantón: Riobamba Superficie: 979,7 km2 Altitud: 2720 m.s.n.m Latitud: 9807000 UTM Longitud: 764600 UTM 25 3.1.2.2. Condiciones climáticas. Temperatura media anual: 13.4ºC Precipitación promedio anual: 200 - 500mm Humedad relativa media anual: 77.5% 3.2. MATERIALES 3.2.1. De laboratorio. 3.2.1.1. Materiales y reactivos. Guantes de exploración Muestras de heces Colador de metal Mandil Portaobjetos Cubreobjetos Pinzas anatómicas Espátula Vasos plásticos desechables Vasos de precipitación 100, 250 ml Mortero Toallas de papel absorbente Rollo de papel aluminio Varillas de agitación de vidrio Tubos de ensayo Asa de platino Pipeta Pasteur Pipetas volumétricas 1, 5, 10 ml 26 Probetas 100, 250, 500 ml Pera de succión Gradillas Termómetro Palillos de madera Cucharas plásticas Solución mixta de concentración Agua destilada Lugol Formol al 10% Alcohol al 70% 3.2.1.2. Equipos. Refrigeradora Microscopio binocular Cámara para microscopio Balanza electrónica Pipeteador electrónico Centrífuga Reverbero Estufa 3.2.2. De oficina. 3.2.2.1. Materiales. Hojas para impresora Cuaderno de apuntes 27 Fundas plásticas Marcador permanente Etiquetas autoadhesivas Esferográficos Lápiz Hojas de registro Memoria USB 3.2.2.2. Equipos. Cámara fotográfica Impresora Computadora portátil 3.2.3. Semovientes. 200 clasificados en: 10 alpacas (Vicugna pacos) 13 bovinos (Bos taurus) 46 caprinos (Capra hircus) 9 codornices (Coturnix coturnix) 17 conejos (Oryctolagus cuniculus) 17 cuyes (Cavia porcellus) 23 gallinas domésticas y 9 pollos (Gallus gallus) 17 llamas (Lama glama) 31 ovinos (Ovis aries) 28 6 porcinos (Sus domesticus) 2 vicuñas (Vicugna vicugna) 3.2.4. Personal. Egresada Técnico Docente encargado del laboratorio 3.3. METODOLOGÍA DE TRABAJO 3.3.1. Duración del ensayo. Se analizaron las muestras remitidas al laboratorio, durante los meses de marzo a junio, y de octubre a diciembre del 2014. 3.3.2. Tipo de investigación. Se realizó un estudio de tipo descriptivo transversal; con enfoque retroprospectivo. 3.3.3. Diseño estadístico de la investigación. 3.3.3.1. Población. Conformada por especies zootécnicas (bovinos, ovinos, caprinos, camélidos, roedores, lagomorfos, aves de corral) de Riobamba y zonas aledañas pertenecientes a la provincia de Chimborazo, cuyas muestras de heces fueron remitidas al laboratorio donde se realizó la investigación. 29 Para estimar la población a estudiar, se consideró que en el laboratorio se receptaban entre un rango de 20-40 muestras de heces por mes, calculando que en un año se receptarían en promedio alrededor de 360 muestras, por lo que se consideró que este sería el tamaño de la población. 3.3.3.2. Tamaño de la muestra. Para calcular el tamaño de la muestra se aplicó la fórmula matemática para el cálculo del tamaño de la muestra correspondiente a una población específica, comparando luego el resultado obtenido con la tabla de información para determinar el tamaño de la muestra correspondiente a una población específica (Anexo XIII). n= ( [( ) ) ( ) ] En donde: N = Tamaño de la Población. n = Tamaño de la Muestra. α = Error tipo 1, 5 %, (0,05). Z = Es el valor del número de unidades de desviación estándar para una prueba de dos colas, con una zona de rechazo igual a alfa. Para el 95%, (0,95), Z = 1,959963985 0,25 = Es el valor de p2 que produce el máximo valor de error estándar, esto es p = 0,5. 30 Se estudió una muestra de 200 casos, que se receptaron en el laboratorio donde se realizó la presente investigación. Se estudió además la asociación de las variables sexo, edad, especie zootécnica, procedencia y zoonosis (Anexo XIV). 3.3.3.3. Análisis estadístico. Con los datos obtenidos se realizó un análisis estadístico descriptivo, en el cual se recolectó, organizó y presentó los datos obtenidos usando tablas, y gráficos. Para evaluar los datos, se utilizó el método porcentual para determinar en porcentaje cuantos animales son positivos o negativos empleando la fórmula: %= x 100 Los casos positivos fueron evaluados mediante la Prueba No Paramétrica para una sola muestra, Prueba de Chi Cuadrado, cuya fórmula matemática es: 2 = (Fo – Fe)2/Fe En donde: 2 = Chi Cuadrado. Fo = Frecuencias observadas. 31 Fe = Frecuencias esperadas. g.l. = grados de libertad. El valor calculado de 2 se comparó con el valor tabulado de 2 con k – r grados de libertad. La regla de decisión, entonces, fue: rechazar Ho si 2 calculado es mayor o igual que el valor tabulado de 2 para el valor seleccionado de α (Wayne, 2002) (Anexos XIXI - XXV). Además se realizó el análisis de sensibilidad mediante la siguiente fórmula (Anexo XV): Resultados de la Prueba Resultados Verdaderos Positivos (A) Negativos (C) Total (A + C) 3.3.4. Diagnóstico de laboratorio. 3.3.4.1. Técnicas coproparasitarias de concentración. 3.3.4.1.1. Método de flotación. Para preparar la solución de concentración que se utilizó en los diagnósticos, se siguió los siguientes parámetros sugeridos por el Ing. Byron Díaz (Docente y director del LABIMA), el cual considera que esta 32 fórmula contiene además de la sal, azúcar, lo cual aumenta la densidad de la solución, y facilita la flotación de mayor cantidad de ooquistes o huevos de parásitos. -Solución mixta de concentración*: Cloruro de sodio (NaCl) ………………………. 331 g. Agua destilada ………………………….…... 1000 ml Azúcar …………………………………………. 200 g. *Calentar mezclando continuamente hasta disolver, evitando la ebullición. Se realizó el método de flotación utilizando el siguiente procedimiento descrito por el Cardona (2005): 1. Pesar de 2 a 5 gramos de la muestra de heces (usar el mortero si es necesario homogenizar la misma). 2. Diluir la muestra previamente pesada en 15 o 20 ml de la solución mixta de concentración. 3. Disolver las heces con una cuchara o varilla de vidrio. 4. Diluir y filtrar entre 3 y 5 veces con un cedazo o colador, hasta observar la homogenización de la muestra. 5. Verter en un tubo de ensayo ubicado en una gradilla. 6. Llenar el resto del volumen del tubo, empleando la solución mixta de concentración usada previamente, hasta formar un menisco convexo en la boca del tubo de ensayo. 33 7. Eliminar con un palillo de madera las burbujas que flotan. 8. Colocar una lámina cubre objetos y dejar reposar por un mínimo de 15 minutos y un máximo de 30. Pasado este tiempo, los huevos se colapsan o se rompen debido a la acción osmótica. Al poseer los huevos una densidad menor que la solución, flotan a la superficie. 9. Retirar cuidadosamente el cubreobjetos del tubo de ensayo junto con la gota de fluido adherida. 10. Colocar el cubre objetos sobre un portaobjetos limpio. 11. Observar al microscopio con objetivos de 4x, 10x, y 40x. Bowman (2010), sugiere que ‘‘a fin de evitar la omisión o el solapamiento de algunos campos, iniciar el examen a lo largo de un borde del cubreobjetos desde una esquina a la contraria. Desplazarse después al ancho de un campo y continuar el examen’’. Se recomienda seguir esta sugerencia para todos los métodos que requieran de observación microscópica. 3.3.4.1.2. Método de sedimentación simple. Para realizar el diagnóstico coproparasitario según este método se siguió el siguiente procedimiento descrito por Thienpont, Rochette y Vanparij (1989), realizando ciertas modificaciones detalladas por Bowman (2010): 1. Mezclar en un vaso de precipitación, 10 g de heces con 10 ml agua destilada, usando una espátula. 2. Pasar la suspensión por el cedazo o colador. 34 3. Centrifugar durante 1 a 2 minutos a 1500 – 2000 rpm. 4. Desechar el sobrenadante. 5. Volver a suspender el sedimento en 10 ml de agua y repetir los pasos 4 y 5 hasta que el sobrenadante esté claro. 6. Agitar el sedimento con ayuda de una varilla de vidrio, o agitar la preparación vigorosamente por 30 segundos. 7. Centrifugar durante 1 minuto a 2000 rpm. 8. Decantar el sobrenadante y examinar esa porción del sedimento colocando unas gotas sobre un portaobjeto. 9. Agregar una gota de lugol. 10. Mezclar y extender ambas gotas. 11. Observar directamente al microscopio sin colocar una laminilla cubreobjeto. 3.3.4.2. Interpretación e identificación. Las fases que aparecen normalmente en las técnicas de diagnóstico son los huevos y larvas. Sin embargo, en la mayoría de infestaciones provocadas por gusanos, la identificación se basa en los huevos. Los datos y resultados obtenidos se escribieron en las hojas de registros, para luego realizar la respectiva correlación de las variables independientes del estudio (Anexos XXVI - XXIX). 35 En los casos positivos, se tomaron fotografías y se realizó la respectiva identificación con ayuda de las claves de identificación y a través de las características morfológicas según descripción de varios autores: (Foreyt, 2001); (Gibbons, Jacobs, Fox, & Hansen, s.f.); (López & et al, 2006); (Organización Mundial de la Salud [OMS], 1997); (Soulsby, 1987) y (Thienpont, Rochette, & Vanparijs, 1989). 36 IV. RESULTADOS En la presente investigación se obtuvieron los siguientes resultados: 4.1. IDENTIFICACIÓN DE PARASITOSIS GASTROINTESTINALES EN ANIMALES DE ESPECIES ZOOTÉCNICAS, DIAGNOSTICADAS EN EL LABORATORIO DE BIOTECNOLOGÍA Y MICROBIOLOGÍA ANIMAL (ESPOCH – RIOBAMBA). De 200 animales muestreados entre los meses de marzo a junio, y de octubre a diciembre del 2014; se determinó un total de 155 animales que dieron un diagnóstico positivo como mínimo a una especie de parásito, lo que representó el 77,5% y un total de 45 negativos que representó el 22,5%. La prueba tuvo una sensibilidad del 77,5 % (Anexo XV). Tabla 1. Identificación en porcentaje de parasitosis gastrointestinales en animales de especies zootécnicas, diagnosticadas en el Laboratorio de Biotecnología y Microbiología Animal (ESPOCH – Riobamba). # ANIMALES # ANIMALES MUESTREADOS POSITIVOS 200 155 % POSITIVOS # ANIMALES NEGATIVOS % NEGATIVOS 77,5 45 22,5 37 Gráfico 1. Identificación en porcentaje de parasitosis gastrointestinales en animales de especies zootécnicas, diagnosticadas en el Laboratorio De Biotecnología y Microbiología Animal (ESPOCH – Riobamba). 80 70 60 50 % POSITIVOS 40 % NEGATIVOS 30 20 77,5 10 22,5 0 % ANIMALES MUESTREADOS 4.2. DETERMINACIÓN DE PARÁSITOS GASTROINTESTINALES EN MUESTRAS DE HECES DE ANIMALES MEDIANTE EL MÉTODO DE FLOTACIÓN Y SEDIMENTACIÓN. Los 155 animales que resultaron positivos mediante el método de flotación, representaron el 100%; a diferencia que por el método de sedimentación, no se presentaron casos positivos, siendo esto el 0%. Tabla 2. Determinación en porcentaje de parásitos gastrointestinales en muestras de heces de animales mediante el método de flotación y sedimentación. # ANIMALES POSITIVOS 155 # % # ANIMALES ANIMALES % POSITIVOS POSITIVOS POSITIVOS POSITIVOS MÉTODO MÉTODO MÉTODO MÉTODO SEDIMENTACIÓN FLOTACIÓN SEDIMENTACIÓN FLOTACIÓN 155 100 0 38 0 Gráfico 2. Determinación en porcentaje de parásitos gastrointestinales en muestras de heces de animales mediante el método de flotación y sedimentación. 100 90 80 70 60 50 40 30 20 10 0 % POSITIVOS MÉTODO FLOTACIÓN % POSITIVOS MÉTODO SEDIMENTACIÓN 100 0 % ANIMALES MUESTREADOS 4.3. CORRELACIÓN DE LOS CASOS POSITIVOS. Con respecto a la procedencia. Se analizaron las muestras de animales provenientes de los siguientes lugares: Alausí, Chambo, Chazo Juan Alto, Colta, Estación Experimental Tunshi ESPOCH, Facultad de Ciencias Pecuarias – ESPOCH, Granja Integral - Facultad de Recursos Naturales – ESPOCH, Guano, Programa de Especies Menores Facultad de Ciencias Pecuarias –ESPOCH, Palacio Real, Parque Ricpamba, Pelileo, Riobamba y Urbina (Anexo XXXI). El mayor número de animales que dieron un diagnóstico positivo como mínimo a una especie de parásito se registró en animales que provenían de la Estación Experimental Tunshi - ESPOCH: 45 animales positivos con un 97,83%, seguido de 42 animales positivos de Riobamba con 79,25% y 25 animales de 39 Palacio Real con 96,15%. Por otro lado se obtuvo un 100% de animales positivos pero con menor número de animales muestreados en Colta, Guano, Parque Ricpamba y Pelileo. Los datos positivos globales de este estudio fueron evaluados mediante la Prueba de Chi Cuadrado determinándose significancia estadística (Anexos XVI y XXII). Tabla 3. Correlación en porcentaje de los casos positivos con respecto a la procedencia. PROCEDENCIA # ANIMALES #ANIMALES % MUESTREADOS POSITIVOS POSITIVOS Alausí 3 2 66,67 Chambo 9 1 11,11 Chazo Juan Alto 12 0 0,00 Colta 11 11 100,00 E.E. Tunshi. 46 45 97,83 FCP 1 0 0,00 G. I. FRN 6 1 16,67 Guano 4 4 100,00 P. E. M. FCP 16 11 68,75 Palacio Real 26 25 96,15 Parque Ricpamba 4 4 100,00 Pelileo 8 8 100,00 Riobamba 53 42 79,25 Urbina TOTAL 1 200 1 155 100,00 66,89 Nota: G. I. FRN: Granja Integral. Facultad de Recursos Naturales. ESPOCH P. E. M. FCP: Programa de Especies Menores. Facultad de Ciencias Pecuarias. ESPOCH E.E. Tunshi: Estación Experimental Tunshi. ESPOCH / FCP: Facultad de Ciencias Pecuarias. ESPOCH 40 Gráfico 3. Correlación de los casos positivos con respecto a la procedencia. Alausí Chambo Chazo Juan Alto Colta E.E. Tunshi. FCP G. I. FRN Guano P. E. M. FCP Palacio Real Parque Ricpamba Pelileo Riobamba Urbina 45 40 35 30 25 20 15 10 5 0 # CASOS POSITIVOS Tabla 4. Animales zootécnicos con respecto a la procedencia. ANIMAL PROCEDENCIA ZOOTÉCNICO A B CA COD CON CU GD LL OV PO POR VI TOTAL Alausí - 1 - - - 1 - - - - 1 - 3 Chambo - - - - - - 9 - - - - - 9 Chazo Juan Alto - - - 9 - 1 1 - - - 1 - 12 Colta - - - - - - - - 11 - - - 11 E.E. Tunshi. - - 40 - - - - - 6 - - - 46 FCP - - - - - - 1 - - - - - 1 G. I. FRN - - - - 6 - - - - - - - 6 Guano - 2 - - - - - - 2 - - - 4 P. E. M. FCP - - - - 11 5 - - - - - - 16 Palacio Real 9 - - - - - - 17 - - - - 26 Parque Ricpamba 1 3 - - - - - - - - - - 4 Pelileo - - - - - - 8 - - - - - 8 Riobamba - 6 6 - - 10 4 - 12 9 4 2 53 Urbina - 1 - - - - - - - - - - 1 9 17 17 9 6 2 200 TOTAL 10 13 46 23 17 31 Nota: G. I. FRN: Granja Integral. Facultad de Recursos Naturales. ESPOCH / P. E. M. FCP: Programa de Especies Menores. Facultad de Ciencias Pecuarias. ESPOCH / E.E. Tunshi: Estación Experimental Tunshi. ESPOCH / FCP: Facultad de Ciencias Pecuarias. ESPOCH / A: Alpaca - B: Bovino - CA: Caprino - COD: Codorniz - CON: Conejo - CU: Cuy – GD: Gallina doméstica - LL: Llama - OV: Ovino - PO: Pollo - POR: Porcino - VI: Vicuña 41 Con respecto al sexo Del total de 200 muestras estudiadas: 118 machos y 82 hembras, dio como resultado que el mayor número de animales con diagnóstico positivo (como mínimo a una especie de parásito) se registró en los machos: 102 animales positivos con un 85,71; mientras que las hembras registraron 53 casos positivos con un 65,43%. Los datos positivos globales fueron evaluados mediante la Prueba de Chi Cuadrado determinándose significancia estadística de acuerdo al sexo (Anexos XVII y XX). Tabla 5. Correlación en porcentaje de los casos positivos con respecto al sexo. SEXO MACHO HEMBRA TOTAL # ANIMALES #ANIMALES % MUESTREADOS POSITIVOS POSITIVOS 119 102 85,71 81 53 65,43 200 155 75,57 Gráfico 4. Correlación de los casos positivos con respecto al sexo. 120 100 80 MACHO 60 HEMBRA 40 20 0 #ANIMALES POSITIVOS 42 Tabla 6. Animales zootécnicos con respecto al sexo. ANIMAL SEXO ZOOTÉCNICO A B CA COD CON CU GD LL OV PO POR VI TOTAL HEMBRAS 3 3 13 9 11 10 16 6 9 - 1 1 82 MACHOS 7 10 33 - 6 7 7 11 22 9 5 1 118 TOTAL 10 13 46 9 17 17 23 17 31 9 6 2 200 Nota: A: Alpaca - B: Bovino - CA: Caprino - COD: Codorniz - CON: Conejo - CU: Cuy – GD: Gallina doméstica - LL: Llama - OV: Ovino - PO: Pollo - POR: Porcino - VI: Vicuña Con respecto a la edad De 200 muestras estudiadas se presentó lo siguiente: 8 animales positivos de <1 mes con un porcentaje de 80%; 21 animales positivos de entre 1-6 meses con un 36,84%; 14 animales positivos de entre 7-11 meses con un 77,78%; 107 animales positivos de entre 1-4 años con un porcentaje de 97,27% y 5 animales positivos de >4 años representando un 100%. El grupo etario que presentó mayor número de animales con diagnóstico positivo (como mínimo a una especie de parásito) fue el de 1-4 años siendo 107 animales. Los datos positivos globales fueron evaluados mediante la Prueba de Chi Cuadrado determinándose significancia estadística con respecto a la edad (Anexos XVIII y XXI). 43 Tabla 7. Correlación en porcentaje de los casos positivos con respecto a la edad. # ANIMALES MUESTREADOS # ANIMALES POSITIVOS % POSITIVOS < 1 mes 10 8 80,00 1 - 6 meses 57 21 36,84 7 - 11 meses 18 14 77,78 1 - 4 años 110 107 97,27 > 4 años TOTAL 5 200 5 100,00 155 78,38 EDAD Gráfico 5. Correlación de los casos positivos con respecto a la edad. 120 < 1 mes 100 80 1 - 6 meses 60 7 - 11 meses 1 - 4 años 40 > 4 años 20 0 # ANIMALES POSITIVOS Tabla 8. Animales zootécnicos con respecto a la edad. EDAD A B < 1 mes - - - - - 2 8 - - - - - 10 1 - 6 meses - - 3 9 15 9 6 - - 9 6 - 57 7 - 11 meses - - 4 - - 3 - 6 5 - - - 18 10 13 37 - 2 3 9 11 23 - - 2 110 1 - 4 años > 4 años TOTAL - - 10 13 CA COD CON CU GD LL OV PO POR VI TOTAL 2 - - - - - 3 - - - 5 46 9 17 17 23 17 31 9 6 2 200 Nota: A: Alpaca - B: Bovino - CA: Caprino - COD: Codorniz - CON: Conejo - CU: Cuy – GD: Gallina doméstica - LL: Llama - OV: Ovino - PO: Pollo - POR: Porcino - VI: Vicuña 44 Con respecto al animal zootécnico Del total de 200 animales muestreados, se estudiaron las siguientes especies: alpacas, bovinos, caprinos, codornices, conejos, cuyes, gallinas, gallos, llamas, ovinos, pollos, porcinos y vicuñas. El mayor número de animales con diagnóstico positivo (como mínimo a una especie de parásito) se presentó en caprinos siendo 46 animales positivos con el 100%; seguido de los ovinos 28 animales positivos con el 90,32%; llamas 17 animales positivos con el 100%; bovinos 13 animales positivos con el 100%; conejos 12 animales positivos con el 70,59%; 9 alpacas positivas con el 90%; 9 cuyes positivos con el 52,94%; 6 gallos positivos con el 85,71%; 6 gallinas positivas con el 37,50%; 5 pollos positivos con el 55,56%; 2 vicuñas positivas con el 100%; 2 porcinos con el 33,33% y 0 codornices positivas con el 0%. Los datos positivos globales fueron evaluados mediante la Prueba de Chi Cuadrado determinándose significancia estadística (Anexo XXIV). Tabla 9. Correlación en porcentaje de los casos positivos con respecto al animal zootécnico. ANIMAL ZOOTÉCNICO # # ANIMALES % ANIMALES MUESTREADOS POSITIVOS POSITIVOS Alpaca 10 9 90,00 Bovino 13 13 100,00 Caprino 46 46 100,00 Codorniz 9 0 0,00 Conejo 17 12 70,59 Cuy Gallina doméstica 17 23 9 12 Llama 17 17 52,94 52,17 100,00 Ovino 31 28 90,32 Pollo 9 5 55,56 Porcino 6 2 33,33 Vicuña TOTAL 2 200 2 155 100,00 45 70,41 Gráfico 6. Correlación de los casos positivos con respecto al animal zootécnico. 50 Alpaca 45 Bovino Caprino 40 Codorniz 35 Conejo 30 Cuy 25 Gallina doméstica 20 Llama 15 Ovino 10 Pollo 5 Porcino 0 Vicuña # ANIMALES POSITIVOS Con respecto a la especie de parásito Entre las distintas especies de parásitos encontradas estuvieron: Capillaria sp., Cooperia sp., Cryptosporidium sp., Eimeria sp., Nematodirus filicollis, estrongiloides digestivos (Orden STRONGYLIDA), Paramphistomum cervi, Strongyloides papillosus, Toxocara vitulorum y Trichuris sp. De los 200 animales muestreados, el mayor número de animales con diagnóstico positivo (como mínimo a una especie de parásito) se presentó en animales que poseían estrongiloides digestivos (orden STRONGYLIDA) siendo 90 animales positivos representando el 45%, mientras que el menor número de animales positivos se observó en animales parasitados con Paramphistomum cervi, siendo 3 casos positivos con el 1,50%. Por otro lado no se presenció ningún parásito de Fasciola hepática. 46 De igual forma, de las 10 especies de parásitos encontradas, el 84% pertenecían al grupo de los helmintos, mientras que el 48,5% eran del grupo de los protozoos. Los datos positivos globales fueron evaluados mediante la Prueba de Chi Cuadrado determinándose significancia estadística (Anexo XXIII). Tabla 10. Correlación en porcentaje de los casos positivos con respecto a la # ANIMALES MUESTREADOS # ANIMALES POSITIVOS % POSITIVOS especie de parásito. Capillaria sp. Cooperia sp. Cryptosporidium sp. Eimeria sp. Fasciola hepática Nematodirus filicollis Orden STRONGYLIDA (Estrongiloides digestivos) Paramphistomum cervi Strongyloides papillosus 200 200 200 200 200 200 7 9 21 76 0 26 3,50 4,50 10,50 38,00 0,00 13,00 200 90 45,00 200 200 3 25 1,50 12,50 Toxocara vitulorum Trichuris sp. TOTAL 200 200 200 4 4 2,00 2,00 12,05 ESPECIE DE PARÁSITO 47 Gráfico 7. Correlación de los casos positivos con respecto a la especie de parásito. Capillaria sp. 90 Cooperia sp. 80 Cryptosporidium sp. 70 Eimeria sp. 60 Fasciola hepática 50 Nematodirus filicollis 40 Estrongiloides digestivos 30 Paramphistomum cervi 20 Strongyloides papillosus 10 Toxocara vitulorum 0 Trichuris sp. #ANIMALES POSITIVOS Tabla 11. Correlación en porcentaje de los casos positivos con respecto a la especie de parásito (grupo). ESPECIE DE PARÁSITO #ANIMALES #ANIMALES MUESTREADOS POSITIVOS PROTOZOOS HELMINTOS 200 200 TOTAL 200 97 168 % POSITIVOS 48,5 84 66,25 48 Gráfico 8. Correlación de los casos positivos con respecto a la especie de parásito (grupo). 180 160 140 120 PROTOZOOS 100 HELMINTOS 80 60 40 20 0 #ANIMALES POSITIVOS Con respecto a las especies de parásitos de importancia zoonósica. De las 10 especies de parásitos que se encontraron, solo el parásito Cryptosporidium sp. es de importancia zoonósica representando el 10%. Las demás especies de parásitos encontrados no son de importancia zoonósica, siendo 9 parásitos con el 90%. Los datos positivos globales fueron evaluados mediante la Prueba de Chi Cuadrado determinándose significancia estadística (Anexo XXV). 49 Tabla 12. Correlación en porcentaje de los casos positivos con respecto a las especies de parásitos de importancia zoonósica. ESPECIE DE PARÁSITO ZOONOSIS Capillaria sp. NO Cooperia sp. NO Cryptosporidium sp. SI Eimeria sp. NO Nematodirus filicollis NO Estrongiloides digestivos NO Paramphistomum cervi NO Strongyloides papillosus NO Toxocara vitulorum NO Trichuris sp. NO ESPECIES DE PARÁSITOS ENCONTRADOS ESPECIES DE PARÁSITOS DE IMPORTANCIA ZOONÓSICA ESPECIES DE PARÁSITOS SIN IMPORTANCIA ZOONÓSICA # PARÁSITOS % PARÁSITOS 10 100 1 10 9 90 Gráfico 9. Correlación en porcentaje de los casos positivos con respecto a las especies de parásitos de importancia zoonósica. 90 80 70 60 50 40 30 20 10 0 ESPECIES DE PARÁSITOS DE IMPORTANCIA ZOONÓSICA ESPECIES DE PARÁSITOS SIN IMPORTANCIA ZOONÓSICA 50 V. DISCUSIÓN En la investigación realizada se determinó que los animales zootécnicos con mayor número de casos positivos fueron los caprinos (46) seguidos de los ovinos (28) y las llamas (17). Acerca de esto Nieto & Isakovich (2005) señalan que: ‘‘Los endoparásitos que atacan a los caprinos son principalmente helmintos y protozoos. Los caprinos son animales muy susceptibles a la infestación de múltiples especies de parásitos’’, también mencionan que el 90% de las cabras hospedan lombrices en sus intestinos, de tal manera que se sustenta el resultado obtenido. Por otro lado, estudios realizados por Fierro, O. Fuente especificada no válida. en llamas y alpacas de la provincia de Imbabura, señalan la presencia de protozoos gastrointestinales en un 67.5%. En mis observaciones, considero que el alto parasitismo en cabras y ovinos se debe a que son animales de alta rusticidad, por lo que generalmente los productores descuidan su alimentación y sanidad, ocurriendo lo mismo en llamas y vicuñas, que al ser animales en su mayoría de vida silvestre, es poco probable que reciban las atenciones y tratamientos preventivos adecuados. En el presente estudio se empleó una solución mixta para realizar el diagnóstico por el método de flotación. En varias investigaciones realizadas acerca de la identificación de parásitos en distintas especies animales, se emplea la solución salina saturada, la cual no contiene azúcar (Armijos, 2013) (Lema, 2013), (Fierro, 2010) y (Sampedro, 2013). De acuerdo a mis experiencias previas empleando ambas soluciones, considero que al haber usado en mi investigación la solución mixta que contenía azúcar y sal, se logró aumentar la concentración de los huevos y/o ooquistes que se encontraban en las muestras de heces receptadas, lo que me permitió identificar una mayor cantidad de parásitos. 51 En el presente estudio, todos los animales positivos fueron diagnosticados empleando ambos métodos: flotación y sedimentación, sin embargo el método de sedimentación no presento ningún caso positivo. Acerca de esto, se han realizado estudios comparativos como los de Navone, y otros (2005), quienes obtuvieron mejores resultados empleando el método de flotación, sobre el cual indican que es más fácil de realizar y presenta baja probabilidad de errores técnicos recuperando un amplio rango de parásitos. Opino que esto se debe a que en mi estudio, la mayoría de parásitos encontrados fueron helmintos, cuyos huevos poseen una densidad menor a la solución empleada en el método de flotación, por lo que se detectan con facilidad; mientras que al no existir presencia de parásitos tremátodos en las muestras, no fueron detectados al emplearse el método de sedimentación, el cual se utiliza para observar dichos microorganismos. En la presente investigación, se determinó que de las 10 especies de parásitos encontrados en el muestreo, solo el Cryptosporidium sp. se considera como especie de importancia zoonósica, de igual manera, este parásito fue encontrado mayormente en rumiantes. Esto se confirma con lo mencionado por Rojas Cruz (2012): ‘‘La especie de Cryptosporidium que infecta a humanos y mamíferos es Cryptosporidium parvum. A esta enfermedad se la conoce como criptosporidiosis, la cual es una zoonosis, de hospedero no específico’’. Por lo tanto considero importante describir este resultado, ya que este parásito es un agente patógeno que en un futuro podría convertirse en causante de algún brote o epidemia, acarreando un grave problema de importancia tanto en salud pública como animal. 52 Con respecto al sexo, el presente estudio determinó un total de 102 machos positivos y 53 hembras, de los cuales fueron 10 bovinos machos, 3 bovinos hembras, y 22 ovinos machos y 9 ovinos hembras. Por otra parte, en estudios realizados en ovinos de la provincia de Chimborazo por Cabrera M. (2007), se registró parasitosis gastrointestinal por nemátodos en un porcentaje de 28% en machos y 23% en hembras; mientras que el trabajo realizado en el cantón Guamote por Sampedro (2013), indicó que el porcentaje de protozoarios gastrointestinales en bovinos machos fue de 93,33% y en las hembras de 94.29%. En mi opinión, estos resultados pueden variar dependiendo del sistema endócrino de cada género animal, pudiendo ciertas hormonas, como la testosterona en machos, y la progesterona y estrógeno en hembras, ser capaces de influir sobre la respuesta inmune ante los parásitos que afectan a los animales. Colina, Mendoza, & Jara (2013) en su investigación concluyen que se parasitan con mayor frecuencia los vacunos de entre 1 y 3 años. En este trabajo, se encontró que los animales de entre 1-4 años fueron los más parasitados, de los cuales 13 fueron bovinos; por lo que se está de acuerdo con lo expuesto por estos autores. Considero que la causa de esto se debe a que por lo general esta es la categoría del hato a la que se le suele prestar menos atención y la cual recibe menos cuidados, debido a que el productor suele considerar que son animales que poseen una inmunidad adquirida, olvidando que al igual que los animales jóvenes, necesitan recibir los tratamientos profilácticos necesarios. Alcaino & Gorman (1999) realizaron un estudio en el que detallan la lista de parásitos que han sido identificados en distintas especies animales en Chile, mencionando dentro de estas especies, a los estrongiloides digestivos y coccidias. Por otro lado, en una investigación similar realizada en animales 53 domésticos en Yucatán, México, por Rodríguez-Vivas, Cob-Galera, & Domínguez-Alpizar (2001), se determinó el orden COCCIDIA como el más frecuente con 93.40%, seguido del orden STRONGYLIDA con el 75.41%. Concuerdo con estos autores, ya que en el presente trabajo, los parásitos del orden STRONGYLIDA, conocidos también como estrongiloides digestivos, fueron los que se observaron en mayor cantidad con un porcentaje de 45%. Considero que estos resultados se presentan debido a que el orden STRONGYLIDA abarca una extensa cantidad de especies de parásitos gastrointestinales, los cuales han demostrado haber desarrollado distintos mecanismos de acción para de esta manera poder afectar a todas las especies de animales existentes no solo en nuestra región, sino en todo el mundo. En investigaciones en bovinos y ovinos en las que se determinó, entre otros parásitos, Fasciola hepática, se empleó como técnica de diagnóstico el método de sedimentación y lavado (Domínguez, 2003) (Pala, 2011). Por otro lado, en el presente estudio se empleó el método de sedimentación simple, con el cual no se identificó ningún parásito de Fasciola hepática en las 200 muestras receptadas. En mi opinión, considero que este resultado se pudo haber presentado debido a que el método de sedimentación simple empleado pudo haber presentado una menor sensibilidad frente al método de sedimentación y lavado utilizado en los estudios previamente mencionados, el cual evidenció casos positivos para el referido parásito zoonótico. 54 VI. CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES De la presente propuesta de investigación se concluye y recomienda lo siguiente: 6.1. CONCLUSIONES 6.1.1. Se identificó parásitos gastrointestinales en muestras de heces de animales de especies zootécnicas receptadas en el LABIMA durante los meses de marzo a junio y octubre a diciembre del 2014. Todas las muestras que resultaron positivas fueron determinadas por el método de flotación, mientras que por el método de sedimentación, todas resultaron negativas. 6.1.2. Se correlacionó los casos positivos:: En cuanto a la procedencia como dato a evaluar, dio como resultado que el mayor número de animales positivos se registró en animales pertenecientes a la Estación Experimental Tunshi – ESPOCH. En cuanto al sexo como dato a evaluar tomando en cuenta a los machos y hembras, dio como resultado que el mayor número de animales positivos se registró en los machos. 55 En cuanto a la edad como dato a evaluar, se tomó un rango de <1 mes a >4 años. El mayor número de animales positivos se presentó en animales de 1-4 años. En cuanto a los animales zootécnicos como dato a evaluar, dio como resultado que el mayor número de animales positivos se presentó en caprinos. En cuanto a la especie de parásito como dato a evaluar, dio como resultado que el parásito que se presentó en mayor número fueron los estrongiloides digestivos (Orden STRONGYLIDA). De igual forma se determinó que las especies de parásitos encontradas, eran en su mayoría helmintos. En cuanto a las especies de parásitos de importancia zoonósica como dato a evaluar, dio como resultado que de todos los parásitos encontrados, solo el Cryptosporidium sp. era de importancia zoonósica. 6.1.3. Si existen casos positivos de parasitosis gastrointestinal en muestras de heces de especies zootécnicas receptadas en el Laboratorio de Biotecnología y Microbiología Animal (ESPOCH – Riobamba). El análisis de sensibilidad fue de 77,5% y la prueba de Chi Cuadrado determinó que existe significancia estadística (P0.05 y P0.01). 56 6.2. RECOMENDACIONES 6.2.1. Efectuar investigaciones similares acerca de parásitos gastrointestinales en los diferentes animales domésticos y zootécnicos en otras zonas del país. 6.2.2. Realizar estudios acerca de los distintos genotipos de los parásitos gastrointestinales de los diferentes animales zootécnicos. 6.2.3. Informar a las autoridades competentes de salud animal y pública, los resultados del presente trabajo. 6.2.4. Transmitir los resultados obtenidos a los distintos miembros de las comunidades científicas, médicas y a la sociedad en general. 6.2.5. Promover la aplicación de medidas de control y prevención de manejo zootécnico con el fin de combatir las parasitosis gastrointestinales en los animales del país. 6.2.6. Fomentar la creación de planes y programas profilácticos que prevengan futuros brotes zoonóticos ocasionados por Cryptosporidium sp. 6.2.7. Utilizar una técnica comparativa y relacionarla con el método de sedimentación, en futuros estudios a realizarse acerca de la determinación de platelmintos. 57 VII. RESUMEN El presente trabajo de investigación realizado en el Laboratorio de Biotecnología y Microbiología Animal (LABIMA) de la Facultad de Ciencias Pecuarias de la Escuela Superior Politécnica de Chimborazo (ESPOCH), durante los meses de marzo a junio y de octubre a diciembre del 2014, tuvo como objetivo la identificación de parasitosis gastrointestinales en animales de especies zootécnicas diagnosticadas en el mencionado laboratorio, empleando los métodos de diagnóstico de flotación y sedimentación. Se analizaron 200 muestras de heces receptadas, y se obtuvieron los siguientes resultados: 77,5 % de los animales dieron positivos a parasitosis gastrointestinales empleando el método de flotación con un 100% de casos positivos por este método, y de sedimentación con un 0%. Los caprinos fueron la especie zootécnica más parasitada, mientras que las codornices no presentaron parásitos. La especie de parásito que más predominó fueron los pertenecientes al orden STRONGYLIDA (estrongiloides digestivos) y la única especie de parásito de importancia zoonósica hallado fue el Cryptosporidium sp. La mayor cantidad de animales positivos provenían de la Estación Experimental Tunshi – ESPOCH. Con relación a la edad, los animales más afectados fueron los de 1-4 años, y de acuerdo al sexo, los machos presentaron más parásitos que las hembras. Se concluye que existe significancia estadística en las distintas variables evaluadas, por lo que se acepta la hipótesis planteada en el estudio, recomendando un mayor seguimiento y control de esta enfermedad que actualmente afecta a los distintos animales de todo el país. Palabras claves: Parásitos gastrointestinales, especies zootécnicas, muestras de heces, método de flotación y sedimentación, LABIMA, ESPOCH, Riobamba. 58 VIII. SUMMARY The following research study, done at the Laboratory of Biotechnology and Animal Microbiology (LABIMA) of the Facultad de Ciencias Pecuarias of the Escuela Superior Politécnica de Chimborazo (ESPOCH), from march to june and october to december 2014, aimed to identify the gastrointestinal parasites in species of husbandry animals diagnosed in this laboratory, using the flotation and sedimentation methods. Two hundred stool samples were analyzed, and the following results were obtained: 77,5% of the tested animals were positive using the flotation method (100%) and 0% were positive using the sedimentation method. Goats were the husbandry animal species which had the higher percentage of positive cases. The more frequent gastrointestinal parasites were from the STRONGYLIDA order (strongylid type eggs) and the only parasite with a zoonotic importance found was the Cryptosporidium sp. The highest number of positive animals came from the Estación Experimental Tunshi – ESPOCH. According to the age, the most affected animals were >4 years with 100% of positive cases tested; and according to the sex, males had more number of parasites than the females. There was a statistical significance in all the variables that were evaluated, so it is concluded the hypothesis of the study was accepted, suggesting a better control and prevention of this disease which nowadays affects the whole animal population of this country. Key words: Gastrointestinal parasites, husbandry animals, stool samples, flotation and sedimentation methods, LABIMA, ESPOCH, Riobamba. 59 IX. BIBLIOGRAFÍA Alcaino, H., & Gorman, T. (1999). Parásitos de los animales domésticos en Chile. Parasitología al día, 23(1-2), 33-41. Recuperado el 19 de Enero de 2015, de http://www.scielo.cl/scielo.php?pid=s0716-07201999000100006&script=sci_arttext Álvarez, J., & et al. (2010). Diagnóstico de enfermedades parasitarias selectas de rumiantes. México: Instituto Nacional de Investigación Forestales, Agrícola y Pecuarias. Angulo-Cubillán, F. (2005). Manual de ganadería doble propósito. Venezuela: Fundación GIRARZ. Armijos, N. (2013). Prevalencia de parásitos gastrointestinales de bovinos que se sacrifican en el camal municipal de Santa Isabel. Tesis de Grado, Universidad de Cuenca. Facultad de Ciencias Agropecuarias, Cuenca, Ecuador. Recuperado el 20 de Enero de 2015, de http://dspace.ucuenca.edu.ec/bitstream/123456789/414/1/Tesis.pdf Borchert, A. (1968). Parasitología veterinaria. Cuba: Revolucionaria. Bowman, D. (2010). Georgis Parasitología veterinaria. España: Elsevier. Cabrera M., M. (2007). Estudio integral de la parasitosis, propuesta y evaluación de un programa sanitario en ovinos, proyecto "Caleras Shobolpamba". Tesis de Grado, Escuela Superior Politcénica de Chimborazo. Facultad de Ciencias Pecuarias. Escuela de Ingeniera Zootécnica, Riobamba, Ecuador. Recuperado el 22 de Enero de 2015, de http://dspace.espoch.edu.ec/bitstream/123456789/1574/1/17T0858.pdf Cardona, E. (2005). Parasitología veterinaria. La coprología como técnica de diagnóstico. Colombia: COLCIENCIAS. Colina, J., Mendoza, G., & Jara, C. (2013). Prevalencia e intensidad del parasitismo gastrointestinal por nemátodos en bovinos, Bos taurus, del Districto Pacanga (La Libertad, Perú). Revista REBIOL, 33(2), 76-83. Comité mixto FAO/OMS de expertos en zoonosis. (1969). Tercer informe. Recuperado el 15 de agosto de 2014, de http://apps.who.int/iris/bitstream/10665/38370/1/WHO_TRS_378_spa.pdf?ua=1 Cordero del Campillo, M., & et al. (2001). Parasitología veterinaria. España: McGraw-HillInteramericana. 60 Cornett, J., & Beckner, W. (1998). Introductory statistics for the behavioral sciencies. Estados Unidos: Charles Merrill Publishing. Domínguez, R. P. (2003). Diagnóstico de la incidencia de las enfermedades parasitarias zoonóticas en las ganaderías lecheras del Carchi (Proyecto ESPOCH-PROMSA 1272). Tesis de Grado, Escuela Superior Politécnica de Chimborazo. Facultad de Ciencias Pecuarias. Escuela de Ingeniería Zootécnica, Riobamba, Ecuador. Recuperado el 20 de Enero de 2015, de http://dspace.espoch.edu.ec/bitstream/123456789/1867/1/17T0668.pdf Domínguez, R. P. (2003). Diagnóstico de la incidencia de las enfermedades parasitarias zoonóticas en las ganaderías lecheras del Carchi (Proyecto ESPOCH-PROMSA 1272). Tesis de Grado, Riobamba, Ecuador. Recuperado el 20 de Enero de 2015, de http://dspace.espoch.edu.ec/bitstream/123456789/1867/1/17T0668.pdf Espaine, C., & Lines, R. (1983). Manual de parasitología y enfermedades parasitarias. Tomo II. Cuba: ENPES-MES. Espinosa, M., Alazales, M., & García, A. (2011). Parasitosis intestinal, su relación con factores ambientales en niños del sector "Altos de Milagro", Maracaibo. Recuperado el 22 de agosto de 2014, de Revista Cubana de Medicina General Integral, 27(3), 396-405: http://scielo.sld.cu/scielo.php?script=sci_arttext&pid=S086421252011000300010&lng=es Estrada, J. (2013). Manual de prácticas de parasitología. México: Universidad Autónoma del Estado de México. Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia. Fierro, M. F. (2010). Diagnóstico parasitario, evaluación de eficiencia antihelmíntica y diseño de un plan sanitario parasitológico en la caravana de alpacas de la Comunidad de Morochos, Cantón Cotacachi. Tesis de grado, Escuela Superior Politécnica de Chimborazo. Facultad de Ciencias Pecuarias. Escuela de Ingeniería Zootécnica, Riobamba, Ecuador. Recuperado el 12 de Enero de 2015, de http://dspace.espoch.edu.ec/bitstream/123456789/1183/1/17T0982.pdf Flores, G. (1985). Enfermedades parasitarias del ganado bovino. Prevención y control. Recuperado el 25 de agosto de 2014, de FONAIAP Divulga, 17: http://sian.inia.gob.ve/repositorio/revistas_tec/FonaiapDivulga/fd17/texto/enferm edadesparasitarias.htm Foreyt, W. (2001). Veterinary parasitology. Reference manual. Estados Unidos: Blackwell Publishing Professional. 61 Gállego, J. (2007). Manual de parasitología: morfología y biología de los parásitos de interés sanitario. España: Edicions Universitat Barcelona. Gibbons, L., Jacobs, D., Fox, M., & Hansen, J. (s.f.). La Guía RVC/FAO para diagnóstico parasitológico veterinario. Obtenido de https://www.rvc.ac.uk/Review/Parasitology_Spanish/Index/Index.htm González, C., Madrid, N., & Soto, E. (2008). Desarrollo sostenible de la ganadería doble propósito. Venezuela: Fundación GIRARZ. Lapage, G. (1984). Parasitología Veterinaria. México: Compañía Editorial Continental. Lema, R. (2013). Diagnóstico parasitario y aplicación de un plan sanitario en ovinos del cantón Chunchi. Escuela Superior Politeecnica de Chimborazo. Facultad de Ciencias Pecuarias. Escuela de Ingenieriia Zootecnica, Riobamba. Recuperado el 20 de Enero de 2015, de http://dspace.espoch.edu.ec/bitstream/123456789/2685/1/17T1168.pdf López, M., & et al. (2006). Atlas de parasitología. Colombia: El Manual Moderno. Montico, M., Rodríguez, M., & Iglesias, R. (s.f.). Parasitosis gastrointestinal en bovinos. Recuperado el 21 de agosto de 2014, de CORFO Río Colorado.: http://www.corforiocolorado.gov.ar/archivos/parasitosisgastrointestinal.pdf Morales, G., & et al. (2011). Enfermedades parasitarias gastrointestinales y pulmonares de bovinos, ovinos y caprinos. Recuperado el 25 de agosto de 2014, de http://www.engormix.com/MA-ganaderia-carne/sanidad/articulos/enfermedadesparasitarias-en-animales-t3382/165-p0.htm Morales, G., Pino, L., Sandoval, E., & Moreno, L. (1998). Importancia de los animales acumuladores de parásitos (wormy animals) en rebaños de ovinos y caprinos naturalmente infectados. Analecta Veterinaria, 18(1/2), 1-6. Recuperado el 22 de Enero de 2015, de http://sedici.unlp.edu.ar/bitstream/handle/10915/11088/Documento_completo__. pdf?sequence=1 Murray, R., & Larry, J. (2009). Estadística. México: McGraw-Hill-Interamericana. Naquira, C. (2010). Las zoonosis parasitarias: Problema de salud pública en el Perú. Obtenido de Revista Peruana de medicina experimental y salud pública, 27(4), 494-497: http://www.scielo.org.pe/pdf/rins/v27n4/a01v27n4.pdf 62 Navone, G. T., Gamboa, M. I., Kozubsky, L. E., Costas, M. E., Cardozo, M. S., Sisliauskas, M. N., & González, M. (2005). Estudio comparativo de recuperación de formas parasitarias por tres diferentes métodos de enriquecimiento coproparasitológico. Parasitología latinoamericana, 60(3-4), 178-181. Recuperado el 18 de Enero de 2015, de http://www.scielo.cl/scielo.php?script=sci_arttext&pid=S071777122005000200014&lang=es Nieto, S. O., & Isakovich, J. (2005). Enfermedades más comunes en caprinos y ovinos. En I. N. Agriicolas, Manual de produccioon de ovinos y caprinos. Venezuela: INIA. Recuperado el 19 de Enero de 2015, de http://www.fundacitezulia.gob.ve/download/Manual_de_produccion_ovino_y_caprino.pdf Organización Mundial de la Salud [OMS]. (1981). Infecciones intestinales por protozoos y helmintos. Suiza: OMS. Recuperado el 20 de agosto de 2014, de http://whqlibdoc.who.int/trs/WHO_TRS_666_(part1)_spa.pdf Organización Mundial de la Salud [OMS]. (1997). Métodos básicos de laboratorio en parasitología médica. Suiza, Ginebra: OMS. Pala, L. P. (2011). Determinación de los tiempos de reinfestación de las cargas parasitarias (parásitos pulmonares, gastrointestinales y hepáticos), en ovinos de la estación de Altura Moyocancha ubicada a 3600 msnm perteneciente a la ESPOCH. Tesis de Grado, Escuela Superior Politécnica de Chimborazo. Facultad de Ciencias Pecuarias. Escuela de Ingeniería Zootécnica, Riobamba, Ecuador. Recuperado el 19 de Enero de 2015, de http://dspace.espoch.edu.ec/bitstream/123456789/1555/1/17T01070.pdf Quiroz, H. (1990). Parasitología. México: Limusa, S.A. de C.V. Real Academia Española. (2001). Diccionario de la lengua española (22.aed.). Obtenido de http://lema.rae.es/drae/?val= Rodriiguez-Vivas, R. I., Cob-Galera, L. A., & Domiinguez-Alpizar, J. L. (Enero-Marzo de 2001). Frecuencia de paraasitos gastrointestinales en animales domeesticos diagnosticados en Yucataan, Meexico. Revista Biomed, 12(1), 19-23. Recuperado el 18 de Enero de 2015, de http://www.cirbiomedicas.uady.mx/revbiomed/pdf/rb011214.pdf Rojas Cruz, C. (15 de Septiembre de 2012). Cryptosporidium spp: Un parásito emergente asociado a diarrea. Revista Gastrohnup, 14(3). Recuperado el 19 de Enero de 2015, de http://bibliotecadigital.univalle.edu.co/bitstream/10893/5945/1/12%20cryptospori dium.pdf 63 Sampedro, W. I. (2013). Diagnóstico endoparasitario y evaluación antihelmíntica para su control en dos comunidades de la Parroquia Cebadas del cantón Guamote. Tesis de Grado, Escuela Superior Politeecnica de Chimborazo. Facultad de Ciencias Pecuarias. Escuela de Ingenieriia Zooteecnica, Riobamba, Ecuador. Recuperado el 20 de Enero de 2015, de http://dspace.espoch.edu.ec/bitstream/123456789/2686/1/17T1169.pdf Saredi, N. G. (2002). Manual práctico de parasitología médica. Argentina: Laboratorios Andrómaco. Soca, M., Roque, E., & Soca, M. (2005). Epizootología de los nemátodos gastrointestinales de los bovinos jóvenes. Obtenido de Pastos y Forrajes, 28(3), 175-185: http://www.redalyc.org/articulo.oa?id=269121675001 Soulsby, E. (1987). Parasitología y enfermedades parasitarias en los animales domésticos. México: Interamericana. Sumano, H. (2006). Farmacología veterinaria. México: McGraw-Hill-Interamericana. Thienpont, D., Rochette, F., & Vanparijs, O. (1989). Diagnóstico de las helmintiasis por medio del examen coprológico. Bélgica: Janssen Research Foundation. United States Department of Agriculture [USDA]. (2007). Multiparasitismo. Recuperado el 21 de agosto de 2014, de Tesauro Agrícola y Glosario: http://agclass.nal.usda.gov/mtwdk.exe?k=default&l=115&w=53713&n=1&s=5&t=2 Valcárcel, F. (2010). Atlas de parasitología ovina. España: Servet. Vallat, B. (2014). Los ganaderos son actores clave en la lucha contra las zoonosis. Recuperado el 19 de agosto de 2014, de Albéitar Portal Veterinaria: http://albeitar.portalveterinaria.com/noticia/13025/La-firma-invitada/Losganaderos-son-actores-clave-en-la-lucha-contra-las-zoonosis.html Vázquez, V. M. (2000). Agentes etiológicos y ciclos de la vida de los nemátodos gastrointestinales. En: Memorias 1er. Curso Internacional "Nuevas perspectivas en el diagnóstico y control de nemátodos gastrointestinales en pequeños rumiantes". México: Torres, Aguilar & Ortega. Vignau, M., & et al. (2005). Parasitología práctica y modelos de enfermedades parasitarias en los animales domésticos. Argentina: Universidad Nacional de La Plata. Wayne, W. (2002). Bioestadística: Base para el análisis de las ciencias de la salud. México: Limusa, S.A. de C.V. 64 X. ANEXOS ANEXO I. Clasificación taxonómica de los protozoos gastrointestinales. REINO SUB REINO P R O T I S T A P R O T O Z O A PHYLUM CLASE A P I C O M P L E X A C O N O I D A S I D A SUB CLASE C O C C I D I A S I N A FAMILIA GÉNERO Isospora EIMERIIDAE Eimeria CRYPTOSPORIDIIDAE Cryptosporidium Elaborado por: Autora. Fuente: Álvarez, J. A. et al. 2010; Bowman, 2010; Quiroz, 1990 y Soulsby, 1987. ANEXO II. Protozoos gastrointestinales de importancia en especies zootécnicas. PARÁSITO Eimeria sp. E. bovis E. zuerrnii E. ovina E. caprina E. alpacae E. lamae E. brunetti Cryptosporidium sp. Isospora sp. ESPECIE Bovinos Ovinos Caprino Camélidos LOCALIZACIÓN Bovino Bovino Ovinos Caprinos Camélidos Camélidos Aves Intestino delgado Intestino delgado Intestino delgado Intestino delgado Intestino delgado Intestino delgado Ciego Intestino delgado Intestino delgado Bovinos, Ovinos Caprinos, Camélidos ZOONOSIS: Ingestión de ooquistes Bovinos Ovinos Caprino Porcinos Intestino delgado Intestino delgado OOQUISTES Ovoide, elipsoidal. Alargado o puntiagudo en los extremos. En su interior contiene esporozoitos. 28x20 µm 18x16 µm 29x21 µm 32x23 µm 26x21 µm 38x28 µm 25x19 µm 5-6 µm x 6 µm Ovalado. En su interior contiene esporozoitos. 16-20 µm x 19-22 µm Elaborado por: Autora. Fuente: Álvarez, et al. 2010; Bowman, 2010; Lapage, 1984 y Soulsby, 1987. 65 ANEXO III. Ooquistes de protozoos gastrointestinales. Eimeria sp. Isospora sp. Elaborado por: Autora. Fuente: Morales, et al. 2011 y Estrada, 2013. 66 ANEXO IV. Clasificación taxonómica de los Nematelmintos y Platelmintos. REINO PHYLUM N E M A A T H CLASE S E C E R N E N T E A ORDEN FAMILIA ASCARIDIDA ASCARIDIDAE RHABDITIDA STRONGYLOIDIDAE HETERAKIDAE STRONGYLIDAE CYATHOSTOMIDAE STRONGYLIDA ANCYLOSTOMATIDAE N E TRICHOSTRONGYLIDAE L I M I M N T A E S L I A P L A T Y H E L M I N T E S A D E N O P H O R E A T R E M A T O D A C E S T O D A TRICHURIDAE GÉNERO Ascaris Parascaris Ascaridia Toxocara Toxascaris Heterakis Strongyloides Strongylus Chabertia Oesophagostomum Bunostomum Ancylostoma Trichostrongylus Ostertagia Marshallagia Camelostrongylus Cooperia Haemonchus Nematodirus Trichuris Capillaria ENOPLIDA TRICHINELLIDAE PARAMPHISTOMIDAE Trichinella Paramphistomum ECHINOSTOMIDA FASCIOLIDAE TAENIIDEA TAENIIDAE ANOPLOCEPHALIDEA ANOPLOCEPHALIDAE Fasciola Taenia Moniezia Elaborado por: Autora. Fuente: Álvarez, J. A. et al. 2010; Bowman, 2010; Quiroz, 1990 y Soulsby, 1987. 67 ANEXO V. Platelmintos gastrointestinales de importancia en especies zootécnicas. PARÁSITO Moniezia sp. Fasciola hepática Paramphistomum sp. ESPECIE Bovinos Ovinos Caprinos Camélidos Bovinos Ovinos Caprinos Bovinos LOCALIZACIÓN Intestino delgado Hígado HUEVO Forma triangular o piramidal 56 a 75 µm Huevos operculados no embrionados. Elipsoidal. Amarillento o marrón claro. Rumen ZOONOSIS Ingestión de metacercarias 140 x 80 µm Elipsoidal Verde claro 150 x 75 µm Elaborado por: Autora. Fuente: Álvarez, et al. 2010; Bowman, 2010; Soulsby, 1987 y Thienpont, et al., 1989. ANEXO VI. Huevos de platelmintos gastrointestinales. Moniezia sp. Fasciola hepática Paramphistomum sp. Elaborado por: Autora. Fuente: Thienpont, et al., 1989. 68 ANEXO VII. Nematelmintos gastrointestinales de importancia en especies zootécnicas. PARÁSITO Haemonchus contortus Ostertagia ostertagi Trichostrongylus sp. Cooperia sp. Bunostomum sp. Nematodirus sp. Strongyloides sp. Ascaris suum Chabertia ovina Oesophagostomum sp. Trichuris sp. Ascaridia galli ESPECIE Bovinos Ovinos Caprinos Camélidos Bovinos Ovinos Caprinos Camélidos Bovinos Ovinos Caprinos Camélidos ZOONOSIS: Ingestión de larvas Bovinos Ovinos Caprinos Camélidos Bovinos Ovinos Caprinos Camélidos Bovinos Ovinos Caprinos Camélidos Bovinos Ovinos Caprinos Camélidos ZOONOSIS: Ingestión de larvas Porcinos ZOONOSIS: Ingestión huevos larvados Ovinos Caprinos Bovinos Ovinos Caprinos Camélidos Porcinos Bovinos Ovinos Caprinos Camélidos Porcinos Aves LOCALIZACIÓN Abomaso Abomaso Abomaso Intestino delgado Intestino delgado Intestino delgado Intestino delgado HUEVO Embrionados. Blastómeros grandes. Polos asimétricos. - 80 x 45 µm Mórula con gran cantidad de pequeños blastómeros. 80 x 45 µm Cáscara delgada. Más de 8 blastómeros 80 x 40 µm Polos similares con paredes paralelas 77 x 34 µm Extremos romos y células embrionarias 4-8 blastómeros. - 95x50 µm Ovoides. Blastómero oscuro 160-230 x 85-121µm Intestino delgado Extremos romos. Embrión ya desarrollado. Huevos larvados. - 50x22 µm Intestino delgado Pared gruesa. Color marrón. 85x80 µm Intestino grueso Ciego Colon Ciego Colon Intestino delgado Oval o elipsoidal. Polos ligeramente achatados 90-105 x 50-55 µm Polos similares. Ancho y oval. Blastómeros grandes 70-76 x 36-40µm Forma de limón. Pardo-amarillento, Cáscara gruesa. Dos tapones polares. - 70-80 x 30-42 µm Elipsoidales. Paredes laterales forma de barril. 85 x 50 µm Elaborado por: Autora. Fuente: Álvarez, J. A. et al. 2010; Bowman, 2010; Lapage, 1984; Soulsby, 1987 y Thienpont, et al., 1989. 69 ANEXO VIII. Huevos de nematelmintos gastrointestinales. Trichuris sp. Nematodirus sp. Ascaris suum Strongyloides sp. Haemonchus contortus Ostertagia sp. Bunostomum sp. Ascaridia sp. Cooperia sp. Marshallagia marshalli Oesophagostomum sp. Heterakis sp. Trichostrongylus sp. Capillaria sp. Chabertia ovina Elaborado por: Autora. Fuente: Morales, et al. 2011; Estrada, 2013 y Thienpont, et al., 1989. 70 ANEXO IX. Ciclos biológicos de los endoparásitos. Fuente: Cordero del Campillo, 2001, p. 35. ANEXO X. Ciclo biológico típico de parásitos estrongilados. Estadios de vida libre Estadios exógenos Adultos Estadios (lumen, tracto parasitarios digestivo) Huevos en mórula 1 (heces) Primer estadio larvario (heces, suelo) 2 4 Cuarto estadio larvario (mucosa, tracto digestivo) 3 Tercer estadio Estadio larvario infectante <<larva envainada>> (vegetación) Fuente: Bowman, 2011, p. 165. 71 Segundo estadio larvario (heces, suelo) ANEXO XI: Dosis de fármacos antiparasitarios (Antiprotozoarios). FÁRMACOS R U M I A N T E S OVINOS Y CAPRINOS BOVINO PORCINOS 13 mg/kg A Sulfadimetoxina 100 mg/kg VO Sulfametazina 65-130 mg/kg C >0.5 % C 130 mg/kg VO 130 mg/kg VO Sulfametoxipiridazina 20-22 mg/kg 50 mg/kg A/C 10 mg/kg VO 125-250 ppm C 30 g/909 kg C 1 mg/kg VO 75-125 ppm C Amprolio 10 mg/kg Lasalocida 1 g/ 30 kg C CONEJOS CUYES AVES Sulfaquinoxalina SC/ IM A/C 60 mg/kg CAMÉLIDOS VO 30 mg/kg VO 100-200 mg/kg A 125-250 ppm 125-250 ppm 75-100 mg/kg 0.5-1% C 120 ppm C A Elaborado por: Autora. Fuente: Bowman, 2010, Foreyt, 2001 y Sumano, 2006. Nota: VO = Vía oral / IM = Vía intramuscular / SC = Vía subcutánea / A= En el agua de bebida / C= En el alimento 72 C ANEXO XII: Dosis de fármacos antiparasitarios (Antihelmínticos). FÁRMACOS Piperazina Tiabendazol Albendazol Fenbendazol Mebendazol Oxfendazol Oxibendazol Febantel Morantel Pirantel Tetramisol Levamisol BOVINO 220 mg/kg 50-100 mg/kg 10 mg/kg 5-10 mg/kg 10 mg/kg 2.5 mg/kg 10 mg/kg 7.5 mg/kg 10 mg/kg 25 mg/kg 10-15 mg/kg 7-8 mg/kg R U M I A N T E S OVINOS Y CAMELIDOS CAPRINOS 220 mg/kg VO 220 mg/kg VO VO 40-66 VO VO VO VO VO VO VO VO VO VO VO VO Ivermectina Abamectina Doramectina Niclosamida 0.2 mg/kg 0.2 mg/kg 0.2 mg/kg 90 mg/kg SC SC SC/IM VO Praziquantel 5-20 mg/kg VO 4 mg/kg 10 mg/kg VO SC Niclofolán Nitroxinil mg/kg 10 mg/kg 10 mg/kg VO VO 10 mg/kg 5-10 mg/kg 15 mg/kg VO 22 mg/kg 5 mg/kg 10 mg/kg 5 mg/kg 10 mg/kg 25 mg/kg 10-15 mg/kg 7.5 mg/kg 5 mg/kg 0.2 mg/kg 0.2 mg/kg 0.2 mg/kg 50-100 mg/kg 10-15 mg/kg 4 mg/kg 10 mg/kg VO VO VO VO VO VO SC SC VO VO VO VO PORCINOS AVES CONEJOS CUYES 275-440 mg/kg 62-83 mg/kg VO VO 250 ppm 250-500 mg/kg VO VO 5-20 mg/kg VO 10-15 mg/kg 3-25 mg/kg VO VO 200-300 mg/kg 15-60 mg/kg VO VO 10-25 mg/kg VO 15 mg/kg VO 0.2 mg/kg VO 7 mg/kg VO 4-5 mg/kg VO 200 mg/kg VO 10-60 mg/kg VO 3-4.5 mg/kg 15 mg/kg 5-10 mg/kg 5-7.5 kg/mg 22 mg/kg 15 mg/kg VO VO VO VO VO VO 20-50 mg/kg 10-50 mg/kg VO VO 75-100 mg/kg 40-50 mg/kg VO VO 7-10 mg/kg 10 mg/kg 18 mg/kg 10-15 mg/kg 5-8 mg/kg VO VO 7.5-8 mg/kg VO 20-40 mg/kg VO 0.2 mg/kg 0.2 mg/kg 0.2 mg/kg VO 0.3 mg/kg 0.3 mg/kg 0.3 mg/kg VO SC IM 0.1 mg/kg VO 50 mg/kg VO 6 mg/kg VO VO VO 4 mg/kg SC Elaborado por: Autora. Fuente: Bowman, 2010, Foreyt, 2001 y Sumano, 2006. Nota: VO = Vía oral / SC = Vía subcutánea / IM = Vía intramuscular 73 50 mg/kg VO 3-5 mg/kg VO ANEXO XIII: Información para determinar el tamaño de la muestra correspondiente a una población específica. Población Muestra Población Muestra Población Muestra N n N n N n 10 10 220 140 1200 291 15 14 250 144 1 300 297 20 19 240 148 1 400 297 25 24 250 152 1 500 306 30 28 260 155 1 600 310 35 32 270 159 1 700 313 40 36 280 162 1 800 317 45 40 290 165 1900 320 50 44 300 169 2000 322 55 48 320 175 2200 327 60 52 340 181 2400 381 65 56 360 186 2600 355 70 59 380 191 2800 338 75 63 400 196 3000 341 80 86 420 201 3500 346 85 70 440 205 4000 351 90 73 460 210 4500 354 95 76 480 214 5000 357 100 80 500 217 6000 361 110 86 550 226 7000 364 120 92 600 234 8000 367 130 97 650 242 9000 368 140 103 700 248 10000 370 150 108 750 254 15000 375 74 Población Muestra Población Muestra Población Muestra N n N n N n 160 113 800 260 20000 377 170 118 850 265 30000 379 180 123 900 269 40000 380 190 127 950 274 50000 381 200 132 1000 278 75000 382 210 136 1 100 285 1000000 384 Fuente: Cornett, J & Beckner, W. (1998: 46) 75 ANEXO XIV: Cálculo del tamaño de la muestra. Para calcular el tamaño de la muestra se aplicó la fórmula matemática para el cálculo del tamaño de la muestra correspondiente a una población específica, la cual se estimó en 360, comparando luego el resultado obtenido con la tabla de información para determinar el tamaño de la muestra correspondiente a una población específica (Anexo XIII). n= ( ) ( [( ) ) ] En donde: N = Tamaño de la Población. n = Tamaño de la Muestra. α = Error tipo 1, 5 %, (0,05). Z = Es el valor del número de unidades de desviación estándar para una prueba de dos colas, con una zona de rechazo igual a alfa. Para el 95%, (0,95), Z = 1,959963985 0,25 = Es el valor de p2 que produce el máximo valor de error estándar, esto es p = 0,5 n= ( [( ) ) ( ) ] n = 186,09 casos 200 casos 76 ANEXO XV: Análisis de sensibilidad. Resultados de la Prueba Resultados Verdaderos Positivos (A) Negativos (C) Total (A + C) Resultados de la Prueba Resultados Verdaderos Positivos 155 Negativos 45 Total 200 SENSIBILIDAD = 77,5% 77 ANEXO XVI: Tablas y gráficos del número de animales zootécnicos con respecto a la procedencia. ALPACAS PROCEDENCIA ALPACAS Palacio Real 9 Parque Ricpamba 1 TOTAL 10 BOVINOS PROCEDENCIA Alausí BOVINOS 1 Guano 2 Parque Ricpamba 3 Riobamba 6 Urbina 1 TOTAL 13 78 CAPRINOS PROCEDENCIA CAPRINOS Estación Experimental Tunshi. Riobamba TOTAL 40 6 46 CODORNICES PROCEDENCIA CODORNICES Chazo Juan Alto 9 TOTAL 9 79 CONEJOS PROCEDENCIA CONEJOS Granja Integral - Facultad de Recursos Naturales (ESPOCH) 6 Programa de Especies Menores - Facultad de Ciencias Pecuarias (ESPOCH) 11 TOTAL 17 CUYES PROCEDENCIA CUYES Alausí 1 Chazo Juan Alto 1 Programa de Especies Menores - Facultad de Ciencias Pecuarias (ESPOCH) 5 Riobamba 10 TOTAL 17 80 GALLINAS DOMÉSTICAS PROCEDENCIA GALLINAS DOMÉSTICAS Chambo Chazo Juan Alto Facultad de Ciencias Pecuarias (ESPOCH) Pelileo Riobamba TOTAL 9 1 1 8 4 23 LLAMAS PROCEDENCIA LLAMAS Palacio Real 17 TOTAL 17 81 OVINOS PROCEDENCIA OVINOS Colta 11 Estación Experimental Tunshi (ESPOCH) 6 Guano 2 Riobamba 12 TOTAL 31 POLLOS PROCEDENCIA POLLOS Riobamba 9 TOTAL 9 82 PORCINOS PROCEDENCIA PORCINOS Alausí Chazo Juan Alto 1 Riobamba 4 TOTAL 6 1 VICUÑAS PROCEDENCIA VICUÑAS Riobamba 2 TOTAL 2 1 #REF! 0,5 0 83 ANEXO XVII: Tablas y gráficos del número de animales zootécnicos con respecto al sexo. ALPACAS SEXO ALPACAS HEMBRAS 3 MACHOS 7 TOTAL 10 SEXO BOVINOS HEMBRAS 3 MACHOS 10 TOTAL 13 BOVINOS 84 CAPRINOS SEXO CAPRINOS HEMBRAS 13 MACHOS 33 TOTAL 46 SEXO CODORNICES HEMBRAS 9 MACHOS - TOTAL 9 CODORNICES 85 CONEJOS SEXO CONEJOS HEMBRAS 11 MACHOS 6 TOTAL 17 CUYES SEXO CUYES HEMBRAS 10 MACHOS 7 TOTAL 17 86 GALLINAS DOMÉSTICAS SEXO GALLINAS DOMÉSTICAS HEMBRAS 16 MACHOS 7 TOTAL 23 LLAMAS SEXO LLAMAS HEMBRAS 6 MACHOS 11 TOTAL 17 87 OVINOS SEXO OVINOS HEMBRAS 9 MACHOS 22 TOTAL 31 POLLOS SEXO POLLOS HEMBRAS - MACHOS 9 TOTAL 9 1 #REF! 0,5 0 88 PORCINOS SEXO PORCINOS HEMBRAS 1 MACHOS 5 TOTAL 6 1 #REF! #REF! 0,5 0 VICUÑAS SEXO VICUÑAS HEMBRAS 1 MACHOS 1 TOTAL 2 89 ANEXO XVIII: Tablas y gráficos del número de animales zootécnicos con respecto a la edad. ALPACAS EDAD ALPACAS 1 - 4 años 10 TOTAL 10 BOVINOS EDAD BOVINOS 1 - 4 años 13 TOTAL 13 90 CAPRINOS EDAD CAPRINOS 1 - 6 meses 3 7 - 11 meses 4 1 - 4 años 37 > 4 años 2 TOTAL 46 CODORNICES EDAD CODORNICES 1 - 6 meses 9 TOTAL 9 91 CONEJOS EDAD CONEJOS 1 - 6 meses 15 1 - 4 años 2 TOTAL 17 CUYES EDAD CUYES < 1 mes 2 1 - 6 meses 9 7 - 11 meses 3 1 - 4 años 3 TOTAL 17 92 GALLINAS DOMÉSTICAS GALLINAS DOMÉSTICAS EDAD < 1 mes 8 1 - 6 meses 6 1 - 4 años 9 TOTAL 23 LLAMAS EDAD LLAMAS 7 - 11 meses 6 1 - 4 años 11 TOTAL 17 93 OVINOS EDAD OVINOS 7 - 11 meses 5 1 - 4 años 23 > 4 años 3 TOTAL 31 POLLOS EDAD POLLOS 1 - 6 meses 9 TOTAL 9 94 PORCINOS EDAD PORCINOS 1 - 6 meses 6 TOTAL 6 1 #REF! 0,5 0 VICUÑAS EDAD VICUÑAS 1 - 4 años 2 TOTAL 2 2 1,5 1 - 4 años 1 0,5 0 VICUÑAS 95 ANEXO XIX: Tabla de X2 (Chi Cuadrado). Grados de Libertad 20 % 10 % 5% 2% 1% 0,1 % 1 1,64 2,71 3,84 5,41 6,64 10,83 2 3,22 4,60 5,99 7,82 9,21 13,82 3 4,64 6,25 7,82 9,84 11,34 16,27 4 5,99 7,78 9,49 11,67 13,28 18,46 5 7,29 9,24 11,07 13,39 15,09 20,52 6 8,56 10,64 12,59 15,03 16,81 22,46 7 9,80 12,02 14,07 16,62 18,48 24,32 8 11,03 13,36 15,51 18,17 20,09 26,12 9 12,24 14,68 16,92 19,68 21,67 27,88 10 13,44 15,99 18,31 21,16 23,21 29,59 11 14,63 17,28 19,68 22,62 24,72 31,26 12 15,81 18,55 21,03 24,05 26,22 32,91 13 16,98 19,81 22,36 25,47 27,69 34,53 14 18,15 21,06 23,68 26,87 29,14 36,12 15 19,31 22,31 25,00 28,26 30,58 37,70 96 ANEXO XX: Evaluación de casos positivos mediante la Prueba No Paramétrica para una sola muestra, Prueba de Chi Cuadrado, para el sexo. Casos Positivos 2 2 Fo Fe (Fo – Fe) (Fo – Fe) (Fo – Fe) /Fe Hembras 53 77,5 -24,5 600,25 7,75 Machos 102 77,5 24,5 600,25 7,75 Suman 155 155 0 *** 15,49 155/2 = 77,5 El resultado obtenido es 15,49 Los g.l. = (r – 1) g.l. = 2 – 1 = 1 g.l. = 1 Buscamos en la tabla 2 con un α 0,05 y 1 g.l.=3,84, y con un α 0,01 y 1 g.l=6,64; por lo tanto se acepta la hipótesis de investigación porque el 2 calculado es superior al 2 de la tabla. Hay significancia estadística (P0.05 y P0.01). 97 ANEXO XXI: Evaluación de casos positivos mediante la Prueba No Paramétrica para una sola muestra, Prueba de Chi Cuadrado, para la edad. Casos Positivos < 1 mes 1 - 6 meses 7 - 11 meses 1 - 4 años > 4 años Suman 2 2 Fo Fe (Fo – Fe) (Fo – Fe) (Fo – Fe) /Fe 8 21 14 107 5 31 -23 529 17,06 31 -10 100 3,23 31 -17 289 9,32 31 76 5776 186,32 31 -26 676 21,81 155 155 0 *** 237,74 155/5 = 31 El resultado obtenido es 237,74 Los g.l. = (r – 1) g.l. = 5 – 1 = 4 g.l. = 4 Buscamos en la tabla 2 con un α 0,05 y 4 g.l.=9,49, y con un α 0,01 y 4 g.l=13,28; por lo tanto se acepta la hipótesis de investigación porque el 2 calculado es superior al 2 de la tabla. Hay significancia estadística (P0.05 y P0.01). 98 ANEXO XXII: Evaluación de casos positivos mediante la Prueba No Paramétrica para una sola muestra, Prueba de Chi Cuadrado, para la procedencia. 2 2 Fo Fe (Fo – Fe) (Fo – Fe) Alausí 2 11,07 -9,07 82,2649 7,43 Chambo 1 11,07 -10,07 101,4049 9,16 Chazo Juan Alto 0 11,07 -11,07 122,5449 11,07 Colta 11 11,07 -0,07 0,0049 0,00 E.E. Tunshi. 45 11,07 33,93 1151,2449 104,00 FCP 0 11,07 -11,07 122,5449 11,07 G. I. FRN 1 11,07 -10,07 101,4049 9,16 Guano 4 11,07 -7,07 49,9849 4,52 P. E. M. FCP 11 11,07 -0,07 0,0049 0,00 Palacio Real 25 11,07 13,93 194,0449 17,53 Parque Ricpamba 4 11,07 -7,07 49,9849 4,52 Pelileo 8 11,07 -3,07 9,4249 0,85 Riobamba 42 11,07 30,93 956,6649 86,42 Urbina Suman 1 155 11,07 -10,07 101,4049 9,16 155 0 *** 274,88 Casos Positivos (Fo – Fe) /Fe 155/14 = 11,07 El resultado obtenido es 274,88 Los g.l. = (r – 1) g.l. = 14 – 1 = 13 g.l. = 13 Buscamos en la tabla 2 con un α 0,05 y 13 g.l.=22,36, y con un α 0,01 y 13 g.l=27,69; por lo tanto se acepta la hipótesis de investigación porque el 2 calculado es superior al 2 de la tabla. Hay significancia estadística (P0.05 y P0.01). 99 ANEXO XXIII: Evaluación de casos positivos mediante la Prueba No Paramétrica para una sola muestra, Prueba de Chi Cuadrado, para la especie de parásito. 2 2 Fo Fe (Fo – Fe) (Fo – Fe) Capillaria sp. 7 26,5 -19,5 380,25 14,35 Cooperia sp. 9 26,5 -17,5 306,25 11,56 Cryptosporidium sp. 21 26,5 -5,5 30,25 1,14 Eimeria sp. 76 26,5 49,5 2450,25 92,46 Nematodirus filicollis 26 26,5 -0,5 0,25 0,01 Estrongiloides digestivos 90 26,5 63,5 4032,25 152,16 Paramphistomum cervi 3 26,5 -23,5 552,25 20,84 Strongyloides papillosus 25 26,5 -1,5 2,25 0,08 Toxocara vitulorum 4 26,5 -22,5 506,25 19,10 Trichuris sp. 4 26,5 -22,5 506,25 19,10 265 265 0 *** 330,81 Casos Positivos Suman (Fo – Fe) /Fe 265/10 = 26,50 El resultado obtenido es 330,81 Los g.l. = (r – 1) g.l. = 10 – 1 = 9 g.l. = 9 Buscamos en la tabla 2 con un α 0,05 y 9 g.l.=16,92, y con un α 0,01 y 9 g.l=21,67; por lo tanto se acepta la hipótesis de investigación porque el 2 calculado es superior al 2 de la tabla. Hay significancia estadística (P0.05 y P0.01). 100 ANEXO XXIV: Evaluación de casos positivos mediante la Prueba No Paramétrica para una sola muestra, Prueba de Chi Cuadrado, para el animal zootécnico. 2 2 Fo Fe (Fo – Fe) (Fo – Fe) Alpaca 9 12,92 -3,92 15,3664 1,19 Bovino 13 12,92 0,08 0,0064 0,00 Caprino 46 12,92 33,08 1094,2864 84,70 Codorniz 0 12,92 -12,92 166,9264 12,92 Conejo 12 12,92 -0,92 0,8464 0,07 Cuy 9 12,92 -3,92 15,3664 1,19 Gallina doméstica 12 12,92 -0,92 0,8464 0,07 Llama 17 12,92 4,08 16,6464 1,29 Ovino 28 12,92 15,08 227,4064 17,60 Pollo 5 12,92 -7,92 62,7264 4,85 Porcino 2 12,92 -10,92 119,2464 9,23 Vicuña Suman 2 155 12,92 -10,92 119,2464 9,23 155 0 *** 142,33 Casos Positivos (Fo – Fe) /Fe 155/12 = 12,92 El resultado obtenido es 142,33 Los g.l. = (r – 1) g.l. = 12 – 1 = 11 g.l. = 11 Buscamos en la tabla 2 con un α 0,05 y 11 g.l.=19,68, y con un α 0,01 y 11 g.l=24,72; por lo tanto se acepta la hipótesis de investigación porque el 2 calculado es superior al 2 de la tabla. Hay significancia estadística (P0.05 y P0.01). 101 ANEXO XXV: Evaluación de casos positivos mediante la Prueba No Paramétrica para una sola muestra, Prueba de Chi Cuadrado, para la importancia zoonósica. 2 2 Casos Positivos Fo Fe (Fo – Fe) (Fo – Fe) (Fo – Fe) /Fe ESPECIES DE PARÁSITOS DE IMPORTANCIA ZOONOSICA 1 5 -4 16 3,20 ESPECIES DE PARÁSITOS SIN IMPORTANCIA ZOONOSICA 9 5 4 16 3,20 Suman 10 10 0 *** 6,40 10/2 = 5 El resultado obtenido es 6,40 Los g.l. = (r – 1) g.l. = 2 – 1 = 1 g.l. = 1 Buscamos en la tabla 2 con un α 0,05 y 1 g.l.=3,84; por lo tanto se acepta la hipótesis de investigación porque el 2 calculado es superior al 2 de la tabla. Hay significancia estadística (P0.05). 102 ANEXO XXVI: Hoja de registro de ingreso de muestras. UNIVERSIDAD DE GUAYAQUIL FACULTAD DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA HOJA DE REGISTRO DE INGRESO DE MUESTRAS FECHA: CÓDIGO: ESPECIE ANIMAL: PROCEDENCIA: SEXO: EDAD: ANTECEDENTES: OBSERVACIONES: RESPONSABLE: LAURA FREIRE BERMÚDEZ 103 ANEXO XXVII: Hoja de registro de laboratorio. UNIVERSIDAD DE GUAYAQUIL FACULTAD DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA HOJA DE REGISTRO DE LABORATORIO FECHA: CÓDIGO: ESPECIE ANIMAL: PROCEDENCIA: SEXO: EDAD: RESULTADOS: PARÁSITO ESTADIO RESPONSABLE: LAURA FREIRE BERMÚDEZ 104 TÉCNICA DE DIAGNÓSTICO ANEXO XXVIII: Hoja de registro de diagnóstico # FECHA ESPECIE CODIGO ANIMAL PROCEDENCIA SEXO EDAD D. FLOT. D.SEDM. E C ED CA N SP TR CO PC TV FH Nota: D. FLOT.: Diagnóstico: Método de Flotación / D.SEDM.: Diagnóstico: Método de Sedimentación G. I. FRN: Granja Integral. Facultad de Recursos Naturales. ESPOCH P. E. M. FCP: Programa de Especies Menores. Facultad de Ciencias Pecuarias. ESPOCH E.E. Tunshi: Estación Experimental Tunshi. ESPOCH / FCP ESPOCH: Facultad de Ciencias Pecuarias. ESPOCH Eimeria sp. (E) / Cryptosporidium sp. (C) / Orden Strongylida - Estrongiloides digestivos (ED) / Capillaria sp. (CA) / Nematodirus filicollis (N) Strongyloides papillosus (SP) / Trichuris sp. (TR) / Cooperia sp. (CO) / Paramphistomum cervi (PC) / Toxocara vitulorum (TV) / Fasciola hepática (FH) 105 ANEXO XXIX: Tabla de registro de los animales muestreados. # 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 ESPECIE FECHA CODIGO ANIMAL 24/03/2014 G01 Gallina 24/03/2014 G02 Gallina 24/03/2014 G03 Gallina 24/03/2014 G04 Gallina 24/03/2014 C01 Conejo 24/03/2014 C02 Conejo 24/03/2014 C03 Conejo 24/03/2014 C04 Conejo 24/03/2014 C05 Conejo 24/03/2014 C06 Conejo 24/03/2014 C07 Conejo 24/03/2014 C08 Conejo 24/03/2014 C09 Conejo 24/03/2014 C10 Conejo 24/03/2014 C11 Conejo PROCEDENCIA Chambo Chambo Chambo Chambo G. I. FRN G. I. FRN G. I. FRN G. I. FRN G. I. FRN G. I. FRN P. E. M. FCP P. E. M. FCP P. E. M. FCP P. E. M. FCP P. E. M. FCP SEXO Hembra Hembra Hembra Hembra Macho Hembra Macho Hembra Hembra Macho Macho Macho Hembra Hembra Hembra EDAD 63 semanas 64 semanas 65 semanas 66 semanas 4 meses 5 meses 4 meses 5 meses 5 meses 4 meses 6 meses 1 año 1 año 5 meses 2 meses D. FLOT. D.SEDM. E C ED CA N SP TR CO PC TV FH x x x x x x Nota: D. FLOT.: Diagnóstico: Método de Flotación / D.SEDM.: Diagnóstico: Método de Sedimentación G. I. FRN: Granja Integral. Facultad de Recursos Naturales. ESPOCH P. E. M. FCP: Programa de Especies Menores. Facultad de Ciencias Pecuarias. ESPOCH E.E. Tunshi: Estación Experimental Tunshi. ESPOCH / FCP ESPOCH: Facultad de Ciencias Pecuarias. ESPOCH Eimeria sp. (E) / Cryptosporidium sp. (C) / Orden Strongylida - Estrongiloides digestivos (ED) / Capillaria sp. (CA) / Nematodirus filicollis (N) Strongyloides papillosus (SP) / Trichuris sp. (TR) / Cooperia sp. (CO) / Paramphistomum cervi (PC) / Toxocara vitulorum (TV) / Fasciola hepática (FH) 106 # FECHA ESPECIE CODIGO ANIMAL PROCEDENCIA SEXO EDAD D. FLOT. D.SEDM. E C ED CA N SP TR CO PC TV FH 16 24/03/2014 C12 Conejo P. E. M. FCP Hembra 2 meses x 17 24/03/2014 C13 Conejo P. E. M. FCP Macho 2 meses x 18 24/03/2014 C14 Conejo P. E. M. FCP Hembra 6 meses x 19 24/03/2014 CU01 Cuy P. E. M. FCP Macho 15 días 20 24/03/2014 CU02 Cuy P. E. M. FCP Macho 10 meses 21 24/03/2014 CU03 Cuy P. E. M. FCP Macho 8 meses 22 24/03/2014 CU04 Cuy P. E. M. FCP Hembra 15 días 23 07/04/2014 CU05 Cuy P. E. M. FCP Hembra 10 meses 24 07/04/2014 CO01 Codorniz Chazo Juan Alto Hembra 80 días 25 07/04/2014 CO02 Codorniz Chazo Juan Alto Hembra 80 días 26 07/04/2014 CO03 Codorniz Chazo Juan Alto Hembra 80 días 27 09/04/2014 CO04 Codorniz Chazo Juan Alto Hembra 80 días 28 09/04/2014 CO05 Codorniz Chazo Juan Alto Hembra 80 días 29 09/04/2014 CO06 Codorniz Chazo Juan Alto Hembra 80 días 30 24/04/2014 CO07 Codorniz Chazo Juan Alto Hembra 80 días 31 24/04/2014 CO08 Codorniz Chazo Juan Alto Hembra 80 días 32 24/04/2014 CO09 Codorniz Chazo Juan Alto Hembra 80 días Nota: D. FLOT.: Diagnóstico: Método de Flotación / D.SEDM.: Diagnóstico: Método de Sedimentación G. I. FRN: Granja Integral. Facultad de Recursos Naturales. ESPOCH P. E. M. FCP: Programa de Especies Menores. Facultad de Ciencias Pecuarias. ESPOCH E.E. Tunshi: Estación Experimental Tunshi. ESPOCH / FCP ESPOCH: Facultad de Ciencias Pecuarias. ESPOCH Eimeria sp. (E) / Cryptosporidium sp. (C) / Orden Strongylida - Estrongiloides digestivos (ED) / Capillaria sp. (CA) / Nematodirus filicollis (N) Strongyloides papillosus (SP) / Trichuris sp. (TR) / Cooperia sp. (CO) / Paramphistomum cervi (PC) / Toxocara vitulorum (TV) / Fasciola hepática (FH) 107 # FECHA ESPECIE CODIGO ANIMAL D. FLOT. D.SEDM. E C ED CA N SP TR CO PC TV FH PROCEDENCIA SEXO EDAD Porcino Chazo Juan Alto Hembra 2 meses CU06 Cuy Chazo Juan Alto Hembra 4 meses 35 24/04/2014 G05 Gallina Chazo Juan Alto Hembra 60 semanas 36 24/04/2014 BOV01 Bovino Alausí Macho 18 meses x 37 24/04/2014 CU07 Cuy Alausí Macho 1 año x 38 24/04/2014 PORC02 Porcino Alausí Macho 60 días 39 25/04/2014 POLL01 Pollo Riobamba Macho 10 semanas 40 25/04/2014 POLL02 Pollo Riobamba Macho 10 semanas 41 25/04/2014 POLL03 Pollo Riobamba Macho 12 semanas 42 25/04/2014 POLL04 Pollo Riobamba Macho 12 semanas 33 24/04/2014 PORC01 34 24/04/2014 43 28/04/2014 GA01 Gallo FCP Macho 10 semanas 44 28/04/2014 OV01 Ovino E.E. Tunshi. Macho 9 meses x 45 28/04/2014 CAP01 Caprino E.E. Tunshi. Macho 9 meses x x 46 28/04/2014 CAP02 Caprino E.E. Tunshi. Macho 8 meses x 47 28/04/2014 OV02 Ovino E.E. Tunshi. Hembra 10 meses 48 28/04/2014 OV03 Ovino E.E. Tunshi. Macho 10 meses 49 28/04/2014 OV04 Ovino E.E. Tunshi. Hembra 11 meses x x x x x Nota: D. FLOT.: Diagnóstico: Método de Flotación / D.SEDM.: Diagnóstico: Método de Sedimentación G. I. FRN: Granja Integral. Facultad de Recursos Naturales. ESPOCH P. E. M. FCP: Programa de Especies Menores. Facultad de Ciencias Pecuarias. ESPOCH E.E. Tunshi: Estación Experimental Tunshi. ESPOCH / FCP ESPOCH: Facultad de Ciencias Pecuarias. ESPOCH Eimeria sp. (E) / Cryptosporidium sp. (C) / Orden Strongylida - Estrongiloides digestivos (ED) / Capillaria sp. (CA) / Nematodirus filicollis (N) Strongyloides papillosus (SP) / Trichuris sp. (TR) / Cooperia sp. (CO) / Paramphistomum cervi (PC) / Toxocara vitulorum (TV) / Fasciola hepática (FH) 108 # FECHA ESPECIE CODIGO ANIMAL PROCEDENCIA SEXO EDAD D. FLOT. D.SEDM. E C ED CA N SP TR CO PC TV FH 50 28/04/2014 OV05 Ovino E.E. Tunshi. Hembra 1 año x 51 28/04/2014 CAP03 Caprino E.E. Tunshi. Hembra 1 año x x 52 29/04/2014 OV06 Ovino E.E. Tunshi. Macho 1 año x x x 53 29/04/2014 CAP04 Caprino E.E. Tunshi. Macho 11 meses x x x 54 29/04/2014 GA02 Gallo FCP Macho 6 semanas x x 55 29/04/2014 G06 Gallina Chambo 56 29/04/2014 CAP05 Caprino E.E. Tunshi. Hembra 6 semanas x x x x 57 29/04/2014 CAP06 Caprino E.E. Tunshi. Hembra 7 semanas x x x x 58 29/04/2014 CAP07 Caprino E.E. Tunshi. Hembra 2 años x x x x 59 29/04/2014 CAP08 Caprino E.E. Tunshi. Hembra 4 años x x x x 60 29/04/2014 CAP09 Caprino E.E. Tunshi. Macho 6 años x x x x 61 29/04/2014 CAP10 Caprino E.E. Tunshi. Hembra 1 año x x x x 62 29/04/2014 CAP11 Caprino E.E. Tunshi. Macho 6 meses x x x x 63 29/04/2014 CAP12 Caprino E.E. Tunshi. Macho 7 años x x x x 64 29/04/2014 CAP13 Caprino E.E. Tunshi. Macho 8 meses x x x x 65 06/05/2014 CAP14 Caprino E.E. Tunshi. Hembra 1 año x x x x 66 06/05/2014 CAP15 Caprino E.E. Tunshi. Hembra 3 años x x x x Hembra 16 semanas x Nota: D. FLOT.: Diagnóstico: Método de Flotación / D.SEDM.: Diagnóstico: Método de Sedimentación G. I. FRN: Granja Integral. Facultad de Recursos Naturales. ESPOCH P. E. M. FCP: Programa de Especies Menores. Facultad de Ciencias Pecuarias. ESPOCH E.E. Tunshi: Estación Experimental Tunshi. ESPOCH / FCP ESPOCH: Facultad de Ciencias Pecuarias. ESPOCH Eimeria sp. (E) / Cryptosporidium sp. (C) / Orden Strongylida - Estrongiloides digestivos (ED) / Capillaria sp. (CA) / Nematodirus filicollis (N) Strongyloides papillosus (SP) / Trichuris sp. (TR) / Cooperia sp. (CO) / Paramphistomum cervi (PC) / Toxocara vitulorum (TV) / Fasciola hepática (FH) 109 # FECHA ESPECIE CODIGO ANIMAL D. FLOT. D.SEDM. FH PROCEDENCIA SEXO EDAD E C ED CA N SP TR CO PC TV x 67 06/05/2014 CAP16 Caprino E.E. Tunshi. Hembra 1 año x 68 06/05/2014 G07 Gallina Riobamba Hembra 6 semanas 69 06/05/2014 CU08 Cuy Riobamba Hembra 7 semanas 70 06/05/2014 C15 Conejo P. E. M. FCP Hembra 3 meses x x 71 06/05/2014 C16 Conejo P. E. M. FCP Hembra 3 meses x x 72 06/05/2014 C17 Conejo P. E. M. FCP Hembra 3 meses x x 73 06/05/2014 ALP01 Alpaca Parque Ricpamba Macho 3 años x x 74 06/05/2014 BOV02 Bovino Parque Ricpamba Macho 1 año x x x 75 06/05/2014 BOV03 Bovino Parque Ricpamba Hembra 3 años x 76 06/05/2014 BOV04 Bovino Parque Ricpamba Macho 4 años x 77 06/05/2014 CAP17 Caprino E.E. Tunshi. Macho 2 años 78 06/05/2014 CAP18 Caprino E.E. Tunshi. Macho 2 años x 79 06/05/2014 CAP19 Caprino E.E. Tunshi. Macho 1 año x 80 06/05/2014 CAP20 Caprino E.E. Tunshi. Macho 2 años 81 06/05/2014 CAP21 Caprino E.E. Tunshi. Macho 2 años 82 06/05/2014 CAP22 Caprino E.E. Tunshi. Macho 3 años 83 06/05/2014 CAP23 Caprino E.E. Tunshi. Macho 2 años x x x x x x x x x x x Nota: D. FLOT.: Diagnóstico: Método de Flotación / D.SEDM.: Diagnóstico: Método de Sedimentación G. I. FRN: Granja Integral. Facultad de Recursos Naturales. ESPOCH P. E. M. FCP: Programa de Especies Menores. Facultad de Ciencias Pecuarias. ESPOCH E.E. Tunshi: Estación Experimental Tunshi. ESPOCH / FCP ESPOCH: Facultad de Ciencias Pecuarias. ESPOCH Eimeria sp. (E) / Cryptosporidium sp. (C) / Orden Strongylida - Estrongiloides digestivos (ED) / Capillaria sp. (CA) / Nematodirus filicollis (N) Strongyloides papillosus (SP) / Trichuris sp. (TR) / Cooperia sp. (CO) / Paramphistomum cervi (PC) / Toxocara vitulorum (TV) / Fasciola hepática (FH) 110 ESPECIE CODIGO ANIMAL # FECHA 84 06/05/2014 CAP24 85 06/05/2014 86 87 D. FLOT. D.SEDM. E C ED CA N SP TR CO PC TV FH PROCEDENCIA SEXO EDAD Caprino E.E. Tunshi. Macho 3 años x CAP25 Caprino E.E. Tunshi. Macho 4 años x 29/05/2014 CU09 Cuy Riobamba Macho 6 semanas 29/05/2014 CU10 Cuy Riobamba Macho 6 semanas 88 29/05/2014 CU11 Cuy Riobamba Hembra 6 semanas 89 29/05/2014 CU12 Cuy Riobamba Hembra 6 semanas 90 03/06/2014 G08 Gallina Chambo Hembra 62 semanas 91 03/06/2014 G09 Gallina Chambo Hembra 62 semanas 92 03/06/2014 G10 Gallina Chambo Hembra 66 semanas 93 03/06/2014 G11 Gallina Chambo Hembra 64 semanas 94 03/06/2014 CU13 Cuy Riobamba Hembra 10 semanas x x 95 03/06/2014 CU14 Cuy Riobamba Macho x 96 03/06/2014 CU15 Cuy Riobamba Hembra 10 semanas x 97 10/06/2014 CAP26 Caprino E.E. Tunshi. Macho 3 años x 98 10/06/2014 CAP27 Caprino E.E. Tunshi. Macho 3 años x 99 10/06/2014 CAP28 Caprino E.E. Tunshi. Macho 3 años x 100 10/06/2014 CAP29 Caprino E.E. Tunshi. Macho 3 años x x x 10 semanas x x x Nota: D. FLOT.: Diagnóstico: Método de Flotación / D.SEDM.: Diagnóstico: Método de Sedimentación G. I. FRN: Granja Integral. Facultad de Recursos Naturales. ESPOCH P. E. M. FCP: Programa de Especies Menores. Facultad de Ciencias Pecuarias. ESPOCH E.E. Tunshi: Estación Experimental Tunshi. ESPOCH / FCP ESPOCH: Facultad de Ciencias Pecuarias. ESPOCH Eimeria sp. (E) / Cryptosporidium sp. (C) / Orden Strongylida - Estrongiloides digestivos (ED) / Capillaria sp. (CA) / Nematodirus filicollis (N) Strongyloides papillosus (SP) / Trichuris sp. (TR) / Cooperia sp. (CO) / Paramphistomum cervi (PC) / Toxocara vitulorum (TV) / Fasciola hepática (FH) 111 # FECHA ESPECIE CODIGO ANIMAL PROCEDENCIA SEXO EDAD D. FLOT. D.SEDM. E C ED CA N SP TR CO PC TV FH 101 16/06/2014 CAP30 Caprino E.E. Tunshi. Hembra 3 años x 102 08/10/2014 CAP31 Caprino E.E. Tunshi. Macho 2 años x 103 08/10/2014 CAP32 Caprino E.E. Tunshi. Macho 2 años 104 08/10/2014 CAP33 Caprino E.E. Tunshi. Macho 4 años x 105 08/10/2014 CAP34 Caprino E.E. Tunshi. Macho 4 años x 106 16/10/2014 CAP35 Caprino E.E. Tunshi. Macho 4 años 107 16/10/2014 CAP36 Caprino E.E. Tunshi. Macho 3 años 108 16/10/2014 CAP37 Caprino E.E. Tunshi. Hembra 2 años 109 16/10/2014 CU16 Cuy Riobamba Hembra 2 años 110 16/10/2014 CU17 Cuy Riobamba Hembra 2 años 111 16/10/2014 CAP37 Caprino Riobamba Hembra 3 años 112 17/10/2014 CU18 Caprino Riobamba Macho 1 año x 113 17/10/2014 CU19 Caprino Riobamba Macho 1 año x 114 17/10/2014 CU20 Caprino Riobamba Macho 1 año x 115 17/10/2014 CU21 Caprino Riobamba Macho 1 año x 116 17/10/2014 CU22 Caprino Riobamba Macho 1 año x 117 17/10/2014 BOV05 Bovino Riobamba Macho 2 años x x x x x x x x x x x Nota: D. FLOT.: Diagnóstico: Método de Flotación / D.SEDM.: Diagnóstico: Método de Sedimentación G. I. FRN: Granja Integral. Facultad de Recursos Naturales. ESPOCH P. E. M. FCP: Programa de Especies Menores. Facultad de Ciencias Pecuarias. ESPOCH E.E. Tunshi: Estación Experimental Tunshi. ESPOCH / FCP ESPOCH: Facultad de Ciencias Pecuarias. ESPOCH Eimeria sp. (E) / Cryptosporidium sp. (C) / Orden Strongylida - Estrongiloides digestivos (ED) / Capillaria sp. (CA) / Nematodirus filicollis (N) Strongyloides papillosus (SP) / Trichuris sp. (TR) / Cooperia sp. (CO) / Paramphistomum cervi (PC) / Toxocara vitulorum (TV) / Fasciola hepática (FH) 112 # FECHA ESPECIE CODIGO ANIMAL PROCEDENCIA SEXO EDAD D. FLOT. D.SEDM. E C ED CA N SP TR CO PC TV FH 118 17/10/2014 BOV06 Bovino Riobamba Macho 2 años x 119 17/10/2014 BOV07 Bovino Riobamba Macho 3 años x 120 20/10/2014 BOV08 Bovino Riobamba Macho 2 años x 121 20/10/2014 BOV09 Bovino Riobamba Macho 3 años x 122 20/10/2014 123 20/10/2014 BOV10 LL01 Bovino Llama Riobamba Palacio Real Hembra Hembra 3 años 2 años 124 20/10/2014 LL02 Llama Palacio Real Hembra 2 años x 125 23/10/2014 LL03 Llama Palacio Real Hembra 3 años x 126 23/10/2014 LL04 Llama Palacio Real Macho 2 años 127 23/10/2014 VIC01 Vicuña Riobamba Hembra 3 años x x 128 23/10/2014 VIC02 Vicuña Riobamba Macho 3 años x 129 23/10/2014 OV07 Ovino Colta Macho 3 años x 130 23/10/2014 OV08 Ovino Colta Macho 4 años x 131 23/10/2014 OV09 Ovino Colta Macho 2 años x 132 23/10/2014 OV10 Ovino Colta Hembra 2 años x 133 23/10/2014 OV11 Ovino Colta Macho 3 años x 134 23/10/2014 OV12 Ovino Colta Macho 3 años x x x x x x x x x x x x x Nota: D. FLOT.: Diagnóstico: Método de Flotación / D.SEDM.: Diagnóstico: Método de Sedimentación G. I. FRN: Granja Integral. Facultad de Recursos Naturales. ESPOCH P. E. M. FCP: Programa de Especies Menores. Facultad de Ciencias Pecuarias. ESPOCH E.E. Tunshi: Estación Experimental Tunshi. ESPOCH / FCP ESPOCH: Facultad de Ciencias Pecuarias. ESPOCH Eimeria sp. (E) / Cryptosporidium sp. (C) / Orden Strongylida - Estrongiloides digestivos (ED) / Capillaria sp. (CA) / Nematodirus filicollis (N) Strongyloides papillosus (SP) / Trichuris sp. (TR) / Cooperia sp. (CO) / Paramphistomum cervi (PC) / Toxocara vitulorum (TV) / Fasciola hepática (FH) 113 ESPECIE # FECHA CODIGO ANIMAL 135 23/10/2014 OV13 Ovino PROCEDENCIA Colta SEXO Macho EDAD 3 años D. FLOT. D.SEDM. E C ED CA N SP TR CO PC TV x x FH 136 23/10/2014 OV14 Ovino Colta Macho 1 año x 137 30/10/2014 OV15 Ovino Riobamba Macho 2 años x 138 30/10/2014 OV16 Ovino Riobamba Macho 2 años 139 30/10/2014 OV17 Ovino Riobamba Macho 2 años 140 30/10/2014 OV18 Ovino Riobamba Macho 2 años 141 31/10/2014 OV19 Ovino Riobamba Macho 3 años 142 31/10/2014 OV20 Ovino Riobamba Macho 3 años x 143 31/10/2014 OV21 Ovino Riobamba Macho 1 año x 144 31/10/2014 OV22 Ovino Riobamba Macho 1 año x 145 31/10/2014 OV23 Ovino Riobamba Hembra 1 año x 146 31/10/2014 OV24 Ovino Riobamba Hembra 9 meses x 147 31/10/2014 POLL05 Pollo Riobamba Macho 9 semanas x 148 31/10/2014 POLL06 Pollo Riobamba Macho 9 semanas x 149 31/10/2014 POLL07 Pollo Riobamba Macho 9 semanas x 150 31/10/2014 POLL08 Pollo Riobamba Macho 9 semanas x 151 04/11/2014 POLL09 Pollo Riobamba Macho 9 semanas x x x x Nota: D. FLOT.: Diagnóstico: Método de Flotación / D.SEDM.: Diagnóstico: Método de Sedimentación G. I. FRN: Granja Integral. Facultad de Recursos Naturales. ESPOCH P. E. M. FCP: Programa de Especies Menores. Facultad de Ciencias Pecuarias. ESPOCH E.E. Tunshi: Estación Experimental Tunshi. ESPOCH / FCP ESPOCH: Facultad de Ciencias Pecuarias. ESPOCH Eimeria sp. (E) / Cryptosporidium sp. (C) / Orden Strongylida - Estrongiloides digestivos (ED) / Capillaria sp. (CA) / Nematodirus filicollis (N) Strongyloides papillosus (SP) / Trichuris sp. (TR) / Cooperia sp. (CO) / Paramphistomum cervi (PC) / Toxocara vitulorum (TV) / Fasciola hepática (FH) 114 ESPECIE # FECHA CODIGO ANIMAL 152 06/11/2014 G12 Gallina D. FLOT. PROCEDENCIA Riobamba D.SEDM. SEXO EDAD E C ED CA N SP TR CO PC TV Hembra 16 semanas x x 153 06/11/2014 G13 Gallina Riobamba Hembra 16 semanas x 154 06/11/2014 BOV11 Bovino Guano Macho 3 años x x 155 07/11/2014 BOV12 Bovino Guano Macho 2 años x x 156 07/11/2014 LL05 Llama Palacio Real Macho 8 meses x 157 07/11/2014 LL06 Llama Palacio Real Macho 8 meses x 158 07/11/2014 LL07 Llama Palacio Real Macho 9 meses x 159 07/11/2014 LL08 Llama Palacio Real Macho 10 meses x 160 07/11/2014 LL09 Llama Palacio Real Macho 10 meses x 161 07/11/2014 LL10 Llama Palacio Real Hembra 10 meses x 162 07/11/2014 LL11 Llama Palacio Real Hembra 1 año x 163 07/11/2014 LL12 Llama Palacio Real Macho 1 año x x 164 07/11/2014 LL13 Llama Palacio Real Macho 1 año x x 165 07/11/2014 LL14 Llama Palacio Real Macho 2 años x 166 07/11/2014 LL15 Llama Palacio Real Hembra 2 años x 167 07/11/2014 LL16 Llama Palacio Real Macho 2 años x 168 07/11/2014 LL17 Llama Palacio Real Macho 3 años x FH x x x x x x x x Nota: D. FLOT.: Diagnóstico: Método de Flotación / D.SEDM.: Diagnóstico: Método de Sedimentación G. I. FRN: Granja Integral. Facultad de Recursos Naturales. ESPOCH P. E. M. FCP: Programa de Especies Menores. Facultad de Ciencias Pecuarias. ESPOCH E.E. Tunshi: Estación Experimental Tunshi. ESPOCH / FCP ESPOCH: Facultad de Ciencias Pecuarias. ESPOCH Eimeria sp. (E) / Cryptosporidium sp. (C) / Orden Strongylida - Estrongiloides digestivos (ED) / Capillaria sp. (CA) / Nematodirus filicollis (N) Strongyloides papillosus (SP) / Trichuris sp. (TR) / Cooperia sp. (CO) / Paramphistomum cervi (PC) / Toxocara vitulorum (TV) / Fasciola hepática (FH) 115 ESPECIE # FECHA CODIGO ANIMAL 169 07/11/2014 ALP02 Alpaca D. FLOT. D.SEDM. FH PROCEDENCIA Palacio Real SEXO Macho EDAD 3 años E C ED CA N SP TR CO PC TV x x x 170 07/11/2014 ALP03 Alpaca Palacio Real Macho 3 años x 171 07/11/2014 ALP04 Alpaca Palacio Real Macho 2 años 172 07/11/2014 CAP38 Caprino E.E. Tunshi. Macho 3 años x 173 07/11/2014 CAP39 Caprino E.E. Tunshi. Hembra 2 años x 174 07/11/2014 CAP40 Caprino E.E. Tunshi. Macho 3 años 175 10/11/2014 ALP05 Alpaca Palacio Real Macho 2 años 176 10/11/2014 ALP06 Alpaca Palacio Real Macho 2 años 177 16/11/2014 ALP07 Alpaca Palacio Real Macho 2 años 178 16/11/2014 ALP08 Alpaca Palacio Real Hembra 2 años 179 21/11/2014 ALP09 Alpaca Palacio Real Hembra 2 años x x x 180 21/11/2014 ALP10 Alpaca Palacio Real Hembra 2 años x x x 181 28/11/2014 OV25 Ovino Riobamba Macho 3 años x x 182 28/11/2014 OV26 Ovino Riobamba Hembra 3 años x 183 28/11/2014 OV27 Ovino Guano Hembra 5 años 184 28/11/2014 OV28 Ovino Guano Hembra 4 años x 185 03/12/2014 BOV13 Bovino Urbina Hembra 1 año x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x Nota: D. FLOT.: Diagnóstico: Método de Flotación / D.SEDM.: Diagnóstico: Método de Sedimentación G. I. FRN: Granja Integral. Facultad de Recursos Naturales. ESPOCH P. E. M. FCP: Programa de Especies Menores. Facultad de Ciencias Pecuarias. ESPOCH E.E. Tunshi: Estación Experimental Tunshi. ESPOCH / FCP ESPOCH: Facultad de Ciencias Pecuarias. ESPOCH Eimeria sp. (E) / Cryptosporidium sp. (C) / Orden Strongylida - Estrongiloides digestivos (ED) / Capillaria sp. (CA) / Nematodirus filicollis (N) Strongyloides papillosus (SP) / Trichuris sp. (TR) / Cooperia sp. (CO) / Paramphistomum cervi (PC) / Toxocara vitulorum (TV) / Fasciola hepática (FH) 116 ESPECIE # FECHA CODIGO ANIMAL 186 03/12/2014 PORC03 Porcino D. FLOT. D.SEDM. FH PROCEDENCIA Riobamba SEXO Macho EDAD 50 días E C ED CA N SP TR CO PC TV x x 187 03/12/2014 PORC04 Porcino Riobamba Macho 50 días 188 03/12/2014 PORC05 Porcino Riobamba Macho 50 días 189 03/12/2014 PORC06 Porcino Riobamba Macho 50 días 190 04/12/2014 OV29 Ovino Colta Macho 4 años x 191 04/12/2014 OV30 Ovino Colta Macho 5 años x x 192 04/12/2014 OV31 Ovino Colta Macho 5 años x x 193 08/12/2014 GA03 Gallo Pelileo Macho 28 días x 194 08/12/2014 GA04 Gallo Pelileo Macho 28 días x 195 08/12/2014 G14 Gallina Pelileo Hembra 28 días x 196 08/12/2014 G15 Gallina Pelileo Hembra 28 días x 197 08/12/2014 G16 Gallina Pelileo Hembra 28 días x 198 08/12/2014 GA05 Gallo Pelileo Macho 28 días x 199 08/12/2014 GA06 Gallo Pelileo Macho 28 días x 200 08/12/2014 GA07 Gallo Pelileo Macho 28 días x x Nota: D. FLOT.: Diagnóstico: Método de Flotación / D.SEDM.: Diagnóstico: Método de Sedimentación G. I. FRN: Granja Integral. Facultad de Recursos Naturales. ESPOCH P. E. M. FCP: Programa de Especies Menores. Facultad de Ciencias Pecuarias. ESPOCH E.E. Tunshi: Estación Experimental Tunshi. ESPOCH / FCP ESPOCH: Facultad de Ciencias Pecuarias. ESPOCH Eimeria sp. (E) / Cryptosporidium sp. (C) / Orden Strongylida - Estrongiloides digestivos (ED) / Capillaria sp. (CA) / Nematodirus filicollis (N) Strongyloides papillosus (SP) / Trichuris sp. (TR) / Cooperia sp. (CO) / Paramphistomum cervi (PC) / Toxocara vitulorum (TV) / Fasciola hepática (FH) 117 ANEXO XXX: Cronograma de planificación para la realización del trabajo de titulación. ACTIVIDADES O ETAPAS 1. Diseño del trabajo de titulación 2. Establecer contactos con directivos 3. Recolección de la información. Observación de campo. Fuentes primarias. Fuentes secundarias. 4. Elaborar Marco Teórico 5. Procesar los datos (Codificación y tabulación). 6. Tratamiento matemático y estadístico de los datos experimentales. 7. Análisis e interpretación de los resultados. 8. Redacción preliminar. 9. Elaborar informe final. 10. Entregar informe final. 1 X 2 3 X X 4 X X X X X DURACIÓN (MESES) 5 6 7 8 9 10 11 12 X X X X X X X X X X X X X 118 ANEXO XXXI: Ubicación en el mapa político de los distintos lugares de procedencia de las muestras receptadas. PROVINCIA DE CHIMBORAZO Alausí Chambo Guano: Chazo Juan Alto, Urbina Colta Riobamba: Estación Experimental Tunshi - ESPOCH, Facultad de Ciencias Pecuarias – ESPOCH, Granja Integral - Facultad de Recursos Naturales – ESPOCH, Programa de Especies Menores Facultad de Ciencias Pecuarias ESPOCH, Palacio Real, Parque Ricpamba PROVINCIA DE TUNGURAHUA Pelileo 119 ANEXO XXXII: Documento - certificado del Laboratorio de Microbiología y Biotecnología Animal (Facultad de Ciencias Pecuarias - ESPOCH). 120 ANEXO XXXIII. Fotografías de la recepción y registro de las muestras de heces en el laboratorio. Freire Bermúdez, L.M. 2015. Trabajo de titulación. 121 ANEXO XXXIV. Fotografías del diagnóstico realizado empleando el método de flotación. Freire Bermúdez, L.M. 2015. Trabajo de titulación. 122 Freire Bermúdez, L.M. 2015. Trabajo de titulación. 123 ANEXO XXXV. Fotografías del diagnóstico realizado empleando el método de sedimentación. Freire Bermúdez, L.M. 2015. Trabajo de titulación. 124 ANEXO XXXVI: Fotografías de huevos y ooquistes de los parásitos gastrointestinales muestreados. Eimeria sp. en cerdo (40x) Eimeria sp. en pollo (40x) Eimeria sp. en cuy (40x) Strongyloides papillosus en caprino (40x) Freire Bermúdez, L.M. 2015. Trabajo de titulación. 125 Estrongiloides digestivos en caprino (10x) Trichuris sp. en ovino (40x) Eimeria sp. en pollo (10x) Cryptosporidium sp. en ovino (40x) Toxocara vitulorum en ovino (40x) Strongyloides papillosus en ovino (40x) Freire Bermúdez, L.M. 2015. Trabajo de titulación. 126 Capillaria sp. en gallina (40x) Eimeria sp. en conejo (10x) Estrongiloide digestivo en conejo (40x) Eimeria sp. en conejo (40x) Cryptosporidium sp. en cuy(40x) Estrongiloide digestivo en cuy (40x) Freire Bermúdez, L.M. 2015. Trabajo de titulación. 127 Cooperia sp. en bovino (10x) Strongyloides papillosus en ovino (40x) Trichuris sp. en vicuña (10x) Nemtodirus filicollis en ovino (10x) Cryptosporidium sp. en bovino (40x) Nemtodirus filicollis en llama (10x) Freire Bermúdez, L.M. 2015. Trabajo de titulación. 128 Nematodirus filicollis en caprino (40x) Cooperia sp. en vicuña (40x) Paramphistomum cervi en ovino (40x) Estrongiloides digestivos en ovino (40x) Estrongiloides digestivos en alpaca (10x) Nemtodirus filicollis en vicuña (10x) Freire Bermúdez, L.M. 2015. Trabajo de titulación. 129
