•006-embriologia del cristalino.qxd

6
Embriología del cristalino
Virginio García-Martínez, Carlos M. Gañán, Ricardo Lagoa, Carmen López-Sánchez
INTRODUCCIÓN
Durante las fases iniciales del desarrollo embrionario tiene
lugar la formación de una serie de placodas ectodérmicas engrosadas, que surgen a los lados de la placa neural, de las que
derivan la mayor parte de los órganos de los sentidos principales (Fig. 1). La placoda más cefálica es la placoda hipofisaria
medial, situada en la cresta neural, que dará origen a la bolsa
de Rathke, precursor de la adenohipófisis. También en la región
cefálica, a ambos lados de la placa neural, se originan las placodas olfatorias, precursoras del epitelio olfatorio. Más laterales
y caudales se desarrollan las placodas del cristalino, asociadas
a las vesículas ópticas que protruyen de la región diencefálica
del tubo neural (que formarán la retina). Finalmente, en posiciones más caudales, se encuentran las placodas del trigémino,
las placodas óticas y las placodas epibranquiales.
Fig. 1. Placodas ectodérmicas craneales. Embriones de pollo en estadio HH4 (A), HH8, 4 somitas (B), HH9, 7 somitas (C) y HH 14, 22 somitas (D) según los estadios Hamburger y Hamilton1, indicando en uno de
los lados de cada embrión la posición de las placodas ectodérmicas craneales: placoda del cristalino (azul), placoda olfatoria (amarilla), placoda
ótica (verde), placoda epibranquial (roja), placoda hipofisaria (naranja) y
placoda trigeminal (rosa). NH: nódulo de Hensen marcado con Shh (sonic hedgehog). PN: placa neural. TN: tubo neural. S: somitas. AC: asa
cardiaca. Flecha verde: vesícula ótica. Flecha azul: vesícula óptica.
EMBRIOLOGÍA DEL CRISTALINO
La complejidad del desarrollo del ojo radica en la participación de varios componentes derivados de distintos orígenes: el ectodermo, el mesénquima de la cabeza, migratorio
de la cresta neural y la pared del diencéfalo. Ello implica que
debe existir una precisa coordinación de todos los elementos, para garantizar la posición coincidente de los elementos
transparentes que permitan la llegada de la imagen a la retina, para así establecer su perfecta coordinación con las estructuras neurales.
Descripción del desarrollo del cristalino
La primera manifestación del desarrollo ocular se aprecia
alrededor del día 22 de gestación, consistiendo en la aparición
de los surcos ópticos en las paredes laterales del diencéfalo.
Posteriormente aumentan de tamaño hasta constituir las vesículas ópticas, que llegan a relacionarse íntimamente con el ectodermo superficial (Fig. 2), donde se induce un engrosamiento de las células ectodérmicas superficiales, que determinan
la primera manifestación de la formación del cristalino.
En el curso del desarrollo la pared externa de la vesícula
óptica comienza a sufrir cambios morfológicos basados en la
adquisición de una forma cóncava (Fig. 3), de tal modo que la
vesícula óptica entra en fase de copa óptica.
88
Fig. 2. Vesículas ópticas. Embrión de pollo en estadio HH12, mostrando la disposición de las vesículas ópticas (VO). La sección, indicada en
B, muestra la relación de las vesículas ópticas (VO) con las células ectodérmicas superficiales (E), que darán origen a la placoda cristaliniana. S:
somitas. MC: mesénquima de la cabeza.
Fig. 3. Etapas iniciales del desarrollo del ojo. En este esquema se muestra la formación de la placoda del cristalino (PC) a partir de las células ectodérmicas superficiales, inducidas por la vesícula óptica (VO), la cual dará lugar posteriormente a la copa óptica. La arteria hialoidea, representada en
rojo, discurre por el canal formado por la fisura coroidea y el surco óptico.
6. EMBRIOLOGÍA DEL CRISTALINO
Fig. 4. Secciones sagitales del ojo en diferentes estadios del desarrollo embrionario y fetal. Se observan la placoda del cristalino (PC),
que formará la vesícula del cristalino (VC) y posteriormente el cristalino
(C). La vesícula óptica, inductora de la diferenciación del ectodermo hacia el cristalino, formará la copa óptica (CO) y finalmente la retina.
Fig. 5. Procesos de diferenciación. Diagrama de los principales procesos de diferenciación que se producen durante el desarrollo del ojo.
En la concavidad de la copa óptica, las células ectodérmicas superficiales crecen y se diferencian, para constituir la placoda del cristalino, que posteriormente dará lugar a la formación de la vesícula del cristalino (Figs. 4 y 5), zona engrosada
que paulatinamente se desprende del epitelio superficial, del
cual se había originado (donde se iniciarán posteriormente los
primeros estadios del desarrollo corneal).
La formación de la placoda del cristalino y la posterior diferenciación en la vesícula del cristalino confieren un aspec-
Fig. 6. Desarrollo de fibras cristalinianas. Representación esquemática del cristalino mostrando el proceso del desarrollo de las fibras cristalinianas desde el epitelio del cristalino (EC) de la periferia hacia el núcleo
del cristalino (NC). FC: fibras cristalinianas de la corteza.
to morfológico peculiar a esta estructura. La morfología de la
vesícula del cristalino, durante la fase de separación del ectodermo superficial, es esférica y presenta una gran cavidad
central, que en el curso del desarrollo, aproximadamente hacia la séptima semana de gestación, va desapareciendo debido a que las células de la pared que la delimitan se elongan progresivamente, para constituir las células o fibras del
cristalino, alargadas y transparentes, con presencia de gran
actividad mitótica, y caracterizadas por contener casi exclusivamente (más de un 90%) proteínas cristalinianas, principalmente α, β y γ, grupos a su vez compuestos de varios
miembros, cuyos patrones de activación y acumulación son
diferentes.
La formación de las fibras del cristalino, que contienen
las proteínas cristalinianas, se deben al alargamiento de las
células epiteliales que se disponen en la superficie interior
de la vesícula cristaliniana, que en el centro formarán las fibras del núcleo del cristalino2. El resto de las fibras del cristalino, situadas más periféricas, constituirán la corteza o córtex cristaliniano, y se originan por la transformación y
diferenciación de las células cúbicas del epitelio anterior del
cristalino (Fig. 6).
De forma interesante, durante el desarrollo embrionario
todas las células cúbicas del epitelio anterior del cristalino
muestran actividad mitótica; sin embargo, este proceso de división se va restringiendo progresivamente a la zona periférica o ecuatorial del cristalino, cesando en la región central.
Las células hijas se dirigen progresivamente hacia el interior
del cristalino, alargándose y perdiendo su potencial mitótico
y comienza a producir ARN mensajero de las proteínas cristalinianas.
Las proteínas cristalinianas muestran un patrón y una secuencia de aparición muy característicos, de modo que las α
son las primeras que aparecen en las células epiteliales aún
no diferenciadas morfológicamente. La síntesis de las proteínas β-cristalinianas tiene lugar cuando las fibras del cristalino comienzan a alargarse, mientras que las proteínas γ están
presentes en las fibras totalmente diferenciadas. Cada grupo
de proteínas cristalinianas está compuesto por varios miembros; sus patrones de activación y de acumulación son diferentes (algunos de los miembros de una familia se activan de
forma coordinada). Los patrones de expresión de las proteínas cristalinianas varían considerablemente de una especie a
otra. Se considera que estas proteínas facilitan la transparencia óptica del cristalino para permitir la transmisión de suficiente luz.
Simultáneamente a la formación del cristalino y de forma
íntimamente relacionada, tiene lugar la formación de la copa
óptica, proceso asimétrico que se origina en el borde ventral
de la vesícula óptica, no en el centro, lo que da lugar a la hendidura denominada fisura coroidea, que se continua con el tallo óptico (cuello estrecho que conecta la copa óptica con el
diencéfalo). Durante gran parte del desarrollo ocular inicial, la
fisura coroidea y el surco óptico forman un canal por el cual
discurre la arteria hialoidea (Fig. 3).
89
II. FUNDAMENTOS
La arteria hialoidea distalmente irriga al cristalino durante su desarrollo y en el periodo fetal tiene lugar la degeneración de esta porción de la arteria. Después de este proceso,
el cristalino se nutre por difusión, desde el humor acuoso y
del humor vítreo.
Factores moleculares implicados en el desarrollo
del cristalino
Hoy día es bien conocido que los cambios que se producen en la forma de un órgano a lo largo de su desarrollo no
son mera consecuencia de los cambios de forma de las células que lo constituyen o de las fuerzas y presiones que actúan sobre ellos3.
Existen evidencias y experimentos que ponen de manifiesto que la dirección de estos procesos está llevada a cabo
por la expresión de diferentes genes que determinan de forma precisa los cambios necesarios requeridos para la correcta adquisición de la forma y de la función del órgano4.
En el caso del cristalino y siguiendo la secuencia de acontecimientos referidos en el apartado anterior correspondiente
a la embriología desde el punto de vista descriptivo, son evidentes en la actualidad la participación de diferentes genes
en el desarrollo, la mayoría de los cuales no son específicos
del cristalino, sino que participan también en el desarrollo de
otros órganos5.
Teniendo en cuenta los primeros acontecimientos en el
desarrollo del ojo, es de gran significación el hecho de que,
en las fases más iniciales, las vesículas ópticas y las células ectodérmicas superficiales (ectodermo del cristalino) expresan Pax-66-7, gen esencial regulador de la morfogénesis
del ojo en vertebrados e invertebrados8,9. Sin embargo, en
algunos modelos experimentales, se ha observado que la expresión de Pax-6 es necesaria, pero no suficiente, para el
proceso de inducción. De este modo, es necesaria simultáneamente la activación y combinación de los genes Sox (principalmente Sox-2), regulados a su vez por Pax- 6. Sox-2 se expresa a nivel de las células ectodérmicas superficiales y su
expresión se mantiene a medida que la placoda del cristalino se invagina para formar la vesícula del cristalino, regulando la actividad de los genes que controlan la formación de
las proteínas cristalinianas10-12.
Se ha propuesto que la expresión de Shh (sonic hedgehog) a nivel de la placa precordal, combinada con el desplazamiento del prosencéfalo y el movimiento celular de la línea
media, inhibirían la expresión de Pax-6 en la línea media ventral diencefálica13. Este proceso permite mantener separadas
ambas áreas o campos ópticos. La no coordinación de este
proceso permitiría la convergencia de ambos con la aparición
de una ciclopia.
Uno de los ejemplos más evidentes, de los que inicialmente fueron analizados, es el proceso de interacción que tiene lugar entre las paredes de las vesículas ópticas y el ectodermo
superficial que forma la placoda del cristalino, que pone de
90
manifiesto el papel inductor de la vesícula óptica sobre el ectodermo. Hasta tal punto que la extirpación precoz experimental de las vesículas ópticas se traduce en una ausencia de
desarrollo de la placoda del cristalino, y el ectodermo superficial se diferencia en células ectodérmicas no cristalinianas.
Por otro lado, un ectodermo de procedencia ectópica puede
ser inducido hacia una diferenciación cristaliniana en presencia de vesículas ópticas. Estos datos podrían constituir la
base de las alteraciones de microftalmia o anoftalmia, que
han sido puestas de manifiesto en mutantes small eye y fidget
en mamíferos14.
En el curso del desarrollo vuelve a jugar un papel activo
el gen Pax-615. En Drosophila se denomina gen maestro del
desarrollo ocular, ya que puede iniciar la cascada de los cerca de 2.500 genes reguladores del proceso. La ausencia de
expresión (mutantes eyeless) no es compatible con el desarrollo ocular. El equivalente en mamíferos (mutante small
eye) muestra un desarrollo de las vesículas ópticas, pero no
se induce la formación del cristalino. En el caso de la especie humana han sido identificados dos genes: Eya (eyes absent) y Six (sine oculis), los cuales son activados por Pax-6 en
Drosophila. Estos datos sugieren que el aparato genético básico se conserva durante la filogenia, a pesar de las grandes
diferencias en la estructura y desarrollo del ojo de los vertebrados y de los insectos. Además, en el ratón, los genes Eya1 y Eya-2 son expresados a nivel de las placodas del cristalino y se ha propuesto que serían necesarios para su proceso
de inducción y diferenciación precoz. En experimentos de pérdida de función de Pax-6 estos genes no se expresan y el desarrollo ocular se detiene16.
En referencia específicamente al desarrollo del cristalino,
se ha puesto de manifiesto que en las fases iniciales sus células epiteliales estarían sometidas a la influencia de Sox y
de otras proteínas relacionadas con el oncogen Maf, posiblemente determinantes del proceso de diferenciación hacia células alargadas y transparentes que contienen grandes cantidades de proteínas cristalinianas especializadas17. No
obstante, en embriones de aves se ha puesto de manifiesto
que Maf se expresa precozmente a nivel de las células ectodérmicas superficiales, antes de la formación de la placoda
del cristalino16,18.
Finalmente, cabe especial mención el hecho de que el
cristalino está influenciado por otras estructuras, incluso en
la etapa postnatal. Después de la inducción del cristalino, las
proteínas secretadas a nivel de la retina, constituidas fundamentalmente por factores de crecimiento fibroblástico (FGFs:
fibroblast growth factors), se acumulan detrás del cristalino,
en el vítreo, y estimulan la diferenciación de fibras cristalinianas19. Estos datos han sido puestos de manifiesto tras la
manipulación experimental basada en la rotación del cristalino, colocando su superficie anterior en relación con el vítreo.
Todos estos datos en conjunto ponen de manifiesto la
existencia de mecanismos precisos que aseguran la correcta
diferenciación y alineamiento del cristalino con el resto del
sistema visual durante su desarrollo.
6. EMBRIOLOGÍA DEL CRISTALINO
BIBLIOGRAFÍA
1. Hamburger V, Hamilton HL. A series of normal stages in the development of the chick embryo. J Morphol 1951; 88: 49-92.
2. Kuszak JR, Zoltoski RK, Tiedemann CE. Development of lens sutures. Int J Dev Biol 2004; 48: 889-902.
3. Hasan A, Yu J, Smith DL, Smith JB. Thermal stability of human alphacrystallins sensed by amide hydrogen exchange. Protein Sci 2004;
13: 332-341.
4. Ogino H, Yasuda K. Sequential activation of transcription factors in
lens induction. Dev Growth and Differ 2000; 42: 437-448.
5. Chow RL, Lang RA. Early eye development in vertebrates. Annu Rev
Cell Dev Biol 2001; 17: 255-296.
6. Li HS, Yang JM, Jacobson RD, Pasko D, Sundin O. Pax6 is first expressed in a region of ectoderm anterior to the early neural plate:
Implications for stepwise determination of the lens. Dev Biol 1994;
162: 181-194.
7. Ashery-Padan R, Gruss P. Pax6 activity in the lens primordium is required for lens formation and for correct placement of a single retina in the eye. Curr Opin Cell Biol 2000, 13: 706-714.
8. Cvekl A, Yang Y, Chauhan BK, Cveklova K. Regulation of gene expression by Pax6 in ocular cells: A case of tissue-preferred expression of
crystallins in lens. Int J Dev Biol 2004; 48: 829-844.
9. Cvekl A, Duncan MK. Genetic and epigenetic mechanisms of gene regulation during lens development. Prog Retin Eye Res 2007; 26:
555-597.
10. Kondoh H. Transcription factors for lens development assessed in
vivo. Curr Opin Genet Dev 1999; 9: 301-308.
11. Kamachi Y, Uchikawa M, Tanouchi A, Sekido R, Kondoh H. Pax6 and
SOX2 form a co-DNA-binding partner complex that regulates initiation
of lens development. Genes Dev 2001; 15: 1272-1286.
12. Kondoh H, Uchikawa M, Kamachi Y. Interplay of Pax6 and SOX2 in
lens development as a paradigm of genetic switch mechanisms for
cell differentiation. Int J Dev Biol 2004; 48: 819-827.
13. Zhang XM, Yang XJ. Temporal and spatial effects of sonic hedgehog
signaling in chick eye morphogenesis. Dev Biol 2001; 233: 271-299.
14. Verma AS, Fitzpatrick DR. Anophthalmia and microphthalmia. Orphanet J Rare Dis 2007. In press.
15. Cvekl A, Piatigorsky J. Lens development and crystallin genes expression. J Biol Chem 1996; 279: 11088-11095.
16. Reza HM, Ogino H, Yasuda K. L-Maf, a downstream target of Pax6, is
essential for chick lens development. Mech Dev 2002; 116: 61-73.
17. Cui W, Tomarev SI, Piatigorsky J, Chepelinsky AB, Duncan MK. Mafs,
Prox1, and Pax6 can regulate chicken ‚B1-Crystallin gene expression. J Biol Chem 2004; 279: 11088-11095.
18. Reza HM, Yasuda K. Lens differentiation and crystallin regulation: a
chick model. Int J Dev Biol 2004; 48: 805-817.
19. Lovicu FJ, McAvoy JW. Growth factor regulation of lens development.
Dev Biol 2005; 280: 1-14.
TEXTOS DE REFERENCIA
I.
II.
III.
IV.
V.
Carlson BM. Embriología humana y biología del desarrollo. 3.ª edición. Madrid: Harcourt; 2005.
Gilbert SF. Developmental Biology. 8.ª edición. Sunderland: Sinauer; 2006.
Larsen WJ. Embriología humana. 3.ª edición. Madrid: Elsevier; 2003.
Moore KL, Persaud TVN. Embriología clínica. 7.ª edición. Madrid: Elsevier; 2004.
Sadler TW. Langman Embriología Médica. 6.ª edición. México: Editorial Panamericana; 1993.
91