EFECTO DEL MALATION EN LA MORFOLOGIA DENDRÍTICA DE NEURONAS PIRAMIDALES DE CORTEZA MEDIA PREFRONTAL Y DE HIPOCAMPO F. Sánchez, A.D. Salcido, G. Flores-Álvarez, C. Gamboa-Esteves Laboratorio de Neuropsiquiatría, Instituto de Fisiología, Benemérita Universidad Autónoma de Puebla, México, fremioht@hotmail.com RESUMEN El malatión es un pesticida de uso común en el hogar y en la agricultura; no obstante, exponerse continuamente a cantidades pequeñas de este compuesto puede causar daños neurológicos importantes. En este trabajo se reporta el efecto del malatión sobre la morfología dendrítica de neuronas localizadas en áreas relacionadas con la conducta, el aprendizaje y la memoria. Diariamente y durante catorce días se inyectó malatión (40 mg/kg de peso) intraperitonealmente a ratones adultos. El grupo control se trató únicamente con aceite de maíz puro, usado como vehículo. Posteriormente, se evaluó la actividad locomotora, y se extrajo el cerebro para analizarlo mediante la técnica de Golgi-Cox y con el método de Sholl1. En los ratones tratados con malatión encontramos reducciones importantes en la longitud dendrítica total, en el número de orden dendrítico, y en la densidad de espinas dendríticas de células piramidales de la corteza prefrontal y del hipocampo, principalmente. La actividad locomotora también disminuye en los animales tratados con malatión. Estos resultados podrían relacionarse con algunas alteraciones neurológicas que se manifiestan en el personal expuesto crónicamente a este pesticida. 1. INTRODUCCIÓN El malatión es un compuesto organofosforado (OP) que se produce comercialmente en los Estados Unidos y en el extranjero desde 1956. Es el insecticida más utilizado en la agricultura, jardinería y en el hogar debido a su alta inestabilidad química. En la actualidad su uso esta restringido (NOM-001-ECOL 1993) por ser más tóxico y por causar más efectos agudos en los vertebrados que los órgano clorados (LD50 oral=2,800 y LD50 contacto dérmico=4,100 mg/kg en humanos). Las exposiciones agudas de malatión producen daños en las vías respiratorias, en el sistema cardiovascular, en el tracto gastrointestinal, sobre la piel, en el sistema reproductivo, y de manera especial en el sistema nervioso (Nigg, 2000; Tos-Luty, 2003; Contreras, 1999; Banasik, 2003). Una vez que este compuesto ingresa al cuerpo humano, se metaboliza en el hígado, y se transforma en una sustancia química más tóxica conocida como malaoxón. El malaoxón se une a los sitios activos de la enzima acetilcolinesterasa (AChE), específicamente en el residuo catalítico de serina, en consecuencia inhibe la actividad de la AChE, y provoca la acumulación del neurotransmisor acetilcolina (ACh) en los tejidos afectados. Este proceso altera la transmisión colinérgica en las uniones neuroefectoras y en el sistema nervioso (Nigg, 2000; Koelle, 1992). La sobreestimulación sistémica de los receptores colinérgicos produce ciertos síntomas físicos como, calambres abdominales, vómitos, diarrea, visión borrosa, excesiva sudoración, salivación, lagrimeo, y secreciones traquobronquiales, bradicardia, taquicardia, torsión muscular, e incontinencia urinaria y fecal. Por otro lado, se ha reportado que también la exposición continua a dosis bajas de malatión produce daños a largo plazo en el la respuesta inmune, en el sistema nervioso, en la espermatogénesis, en la conducta y en la morfología neuronal (Ray, 2001; Boutsiouki, 2004; Viadir, 2004; Fullerton, 1990; Singh, 2000; Levin, 1976; Jamal, 2002a, Contreras, 1999, Sánchez-Santed, 2004; Sirvatsan, 1999). Así mismo, se han reportado cambios importantes en la conducta como efectos crónicos y aparentemente no reversibles provocados por la intoxicación aguda con OPs y por la exposición continua a bajos niveles. De acuerdo a estos antecedentes, es necesario plantear estudios que den a conocer las alteraciones morfológicas neuronales y su relación con los cambios conductuales que causa un OP como el malatión. Bajo este contexto, en el presente estudio proponemos investigar el efecto del malatión en la conducta de ratones expuestos crónicamente a dosis bajas, correlacionando con las posibles alteraciones morfológicas en neuronas localizadas en regiones cerebrales relacionadas con los cambios conductuales: células piramidales de la corteza prefrontal, células espinosas medianas del núcleo acumbens y neuronas piramidales del hipocampo. 2. METODOLOGIA Se emplean 16 ratones macho de la cepa NIH con 402g de peso y procedentes del bioterio central “Claude Bernard” de la Benemérita Universidad Autónoma de Puebla. Las condiciones ambientales de temperatura y humedad son de 18-230C y 50-60% respectivamente, y el ciclo de luz-oscuridad es de 12 horas, con libre acceso a agua y a alimento. Un grupo de 8 ratones se designa como el grupo experimental (GE) y los otros ocho como el grupo control (GC). AL GE se les administra una dosis diaria (40 mg/kg peso) de malatión (grado reactivo 97 % de pureza, Sigma Aldrich) vía intraperitoneal durante 15 días, mientras que al GC se trata únicamente con aceite de maíz puro (Sigma, FLUKA Biochemika, 63156, 250 ml) empleado como vehículo. Quince días después se evalua la actividad locomotora. Para ello, se emplean cajas de acrílico (44 x 22 x 22 cm) equipadas con 8 pares de fotodiodos en las paredes laterales que detectan el movimiento cuando las extremidades del ratón interrumpen la trayectoria de un haz de luz infrarroja imperceptible para el animal. Las interrupciones se cuantifican como desplazamientos por un contador computarizado que registra el número de desplazamientos en 6 intervalos sucesivos de diez minutos cada uno, de tal modo que la actividad locomotora tiene la duración de 1 hora (Flores, 1996). Posteriormente, los ratones se anestesian con pentobarbital sódico intraperitoneal (64 mg/kg peso) para sacrificarlos previa perfusión intracardiaca con solución salina al 0.9 %. Se extrae el cerebro y se almacena en 20 ml de solución de Golgi-Cox durante quince días. Después se hicen cortes coronales de 200 m de grosor utilizando un vibrotomo motorizado (MA759). Los cortes se colocan sobre portaobjetos tratados previamente con gelatina al 2 % y se revelan con hidróxido de amonio y alcohol. Los cortes se observan con un microscopio de luz (Leica modelo DMSL) adaptado a una cámara lúcida. Figura 1. Se localiza el área de interés: el núcleo accumbens (NA), la corteza prefrontal (CPF) e Hipocampo, y se procede a identificar las neuronas espinosas medianas del NA y las neuronas piramidales de la CPF y del hipocampo. Se dibujan observando a 40X. En total se dibujaron 480 neuronas, 160 por cada área antes mencionada. Las espinas dendríticas de estas neuronas se dibujaron en el mismo equipo a 100x. La evaluación de los datos morfológicos se realiza mediante el análisis de Sholl, el cual consiste en sobreponer una serie de círculos concéntricos alrededor del cuerpo de la neurona y de esta manera determinar el número de dendritas que interceptan cada uno de los círculos. Figura 2. Para el análisis, cada caso será representado por el valor promedio obtenido por cada círculo de radio diferente (existe 10 m de diferencia entre cada círculo que antecede a otro), obteniéndose el número de dendritas que cruzan cada círculo de tal forma que se gráfica el número de intersecciones entre las dendritas identificadas y cada círculo concéntrico contra el número ordinal de cada circulo que se encuentra a 10 m uno de otro, por tanto, contra distancia o longitud del árbol dendrítico. Por otro lado, para calcular la densidad de las espinas, bajo la cámara lucida se traza una porción distal de la dendrita de más de 10 µm de longitud a una amplificación de 100x y sobre este dibujo se contarán el número de espinas por cada 10 µm, entonces se obtiene el promedio de espinas por cada 10 µm Por lo tanto de cada neurona dibujada obtendremos 3 datos importantes que son: longitud dendritica , la bifurcación y numero de orden. Figura 1. Diagrama en el que se muestra la observación y trazado de neuronas mediante la cámara lúcida para su posterior análisis de Sholl. Figura 2. Plantilla para el análisis de Sholl. Cada disco concéntrico esta calibrado para que el primer círculo corresponda a un radio de 10 m, el segundo a 10m y sucesivamente todos representan 10 m más. Los datos obtenidos se analizaron por medio del análisis de varianza de dos vias considerando a la edad y tratamiento como factores independientes, post hoc de Newman-Keuls después de un ANOVA significativo. El nivel de significancia estadística fue de cuando p 0.05. BIBLIOGRAFIA 1. R. Gibb and B. Kolb, “A method for vibratome sectioning of Golgi-Cox stained whole rat brain”, J Neurosci Methods, Vol. 79, 1, 1998, pp 1-4. 2. H. N. Nigg and J. B. Knaak, “Blood cholinesterases as human biomarkers of organophosphorus pesticide exposure”, Rev Environ Contsm Toxicol, Vol. 163, 2000, pp 29-111. 3. S. Tos-Luty, et al, “Dermal and oral toxicity of malathion in rats”, Ann gric Environ Med, Vol. 10, 2003, pp 101-106. 4. H. R. Contreras and E. Bustos-Obregon, “Morphological alterations in Mouse testis by a signle dose of malathion”. J Exp Zool. Vol. 284, 3, 1999, pp 355-359. 5. M, Banasik, et al, “Selective inhibition of acetylcholinesterase in the cerebellum and hippocampus of mice following an acute treatment with malathion”, J Enzime Inhib Med Chem, Vol. 18, 6, 2003, pp 551-555. 6. G. B. Koelle, “Pharmacology and toxicology of organophosphates and carbonates”, in : Clinical and experimental toxicology of organophosphates and carbonates (Ballantyn B, Marrs T, eds. Butterworth Heinmann, Oxford 1992) pp 33-37. 7. D. E. Ray and P. G. Richards, “The potential for toxic effect of chronic, low-dose exposure to organophosphates”, Toxicoogy Letters, Vol. 20, 1-3, 2001, pp 342-351. 8. P. Boutsiouki and G. F. Clough, “Modulation of microvascular function following low-dose exposure to the organophosphorus compound malathion in human skin in vivo”, J Appl Physiol, Vol. 97, 2004, pp 1091-1097. 9. C.A. Viadir, “Age dependence of organophosphate and carbamate neurotoxicity in the postnatal rat: extrapolation to the human”, Toxicol appl Pharmacol, Vol. 196, 2, 2004, pp 287-302. 10. C. S. Fullerton, R. J. Ursano, “Behavioral and psychological responses to chemical and biological warfare”, Mil Med, Vol. 155, 2, 1990, pp 54-9. 11. S. Singh, N. Sharma, “Neurological syndromes following organophosphate poisoning”, Neurol India, Vol. 48, 4, 2000, pp 308-13. 12. H. S. Levin, R. L. Rodnitzky, D. L. Mick, “Anxiety associated with exposure to organophosphate compounds”, Arch Gen Psychiatry, Vol. 33,2, 1976, pp 225-8. 13. G. A. Jamal, “A clinical neurological, neurophysiological, and neurophysological study of sheep farmers and dippers exposed to organophosphate pesticides”, Occup Environ Med, Vol. 59, 2002, pp 434-441. 14. F. Sanchez-Santed, et al, “Long-term functional neurotoxicity of paraoxon and chlorpyrifos: behavioural and pharmacological evidence”, Neurotoxicol Teratol, Vol. 26, 2, 2004, pp 305-17. 15. M. Srivatsan, “Effects of organophosphates on cholinesterase activity and neurite regeneration in Aplysia”, Chem Biol Interact, Vol. 119-120, 1999, pp 371-8. 16. G, Flores, et al, “Alterations in dendritic morphology of prefrontal cortical and nucleus accumbens neurons in post-pubertal rats after neonatal excitotoxic lesions of the ventral hippocampus”, Neuroscience, Vol. 133, 2, 2005, pp 463-70.