1 ESTUDIO SOBRE EL USO DE MACROFITAS SUMERGIDAS

ESTUDIO SOBRE EL USO DE MACROFITAS SUMERGIDAS PARA EL
TRATAMIENTO DE AGUA.
Zetina Moguel Carlos Enrique, Pat Canul Roberto Juvencio, Peniche Ayora Irene
Josefina, Sauri Salazar Víctor Manuel
Universidad Autónoma de Yucatán. Facultad de Ingeniería. Coordinación de Ingeniería
Ambiental. Av. Industrias No Contaminantes por Anillo Periférico Norte S/N . Apdo.
Postal 150, Cordemex . Mérida, Yucatán. México. CP. 97111 Tel: (99) 410191 ext. 129.
Fax (99) 410189. e-mail: zmoguel@tunku.uady.mx
RESUMEN
El objetivo de este trabajo fue evaluar las tasas de productividad primaria y de
respiración de una asociación de macrofitas sumergidas compuesta por algas del
género Chara, algas filamentosas y Utricularia gibba y de manera paralela evaluar su
capacidad para reducir la concentración de contaminantes. Los resultados muestran un
decremento en la concentración de nitratos de 82 a 89 %; así mismo las
concentraciones de nitritos muestran también una disminución de 87 a 93 % y las
concentraciones de nitrógeno amoniacal mostraron un incremento. Las concentraciones
de fósforo muestran una reducción de 35 a 49 %; sin embargo, los cambios en las
concentraciones de esta variable no fueron diferentes a los cambios ocurridos en los
testigos. Las macrofitas modifican el ambiente físico y químico circundante durante el
período fotosintético incrementando la temperatura, pH y oxígeno disuelto y durante el
período oscuro elevan la conductividad y disminuyen la concentración de oxígeno.
INTRODUCCION
El acuaparque de la ciudad de Mérida, Yucatán, es un parque que cuenta con un
sistema acuático artificial construido a partir de la exposición del acuífero en un banco
de materiales pétreos abandonados. La construcción del cuerpo de agua se hizo con la
finalidad de utilizarlo en actividades recreativas entre las que figuraban el canotaje y el
uso como balneario; sin embargo, a raíz de un florecimiento de fitoplancton ocurrido en
abril de 1998 y que cambió la coloración del agua, la Universidad Autónoma de Yucatán
a solicitud del Municipio de Mérida, inició estudios orientados a evaluar si la calidad del
agua de este sistema era apropiada o no para usarse como balneario, así como
proponer medidas que permitieran alcanzar o mantener las condiciones propicias para
este uso. Algunas de estas medidas fueron el tratamiento de las aguas para evitar los
florecimientos fitoplanctónicos, así como la reducción o eliminación de organismos
potencialmente patógenos. Parte de la problemática asociada al tratamiento de las
aguas está relacionada con que este sistema acuático constituye una exposición a cielo
abierto del acuífero subterráneo y las acciones que se realicen en el sistema tendrán,
en mayor o menor medida, repercusiones sobre él. Esta situación ha estimulado la
1
búsqueda de sistemas de tratamiento basados en el incremento de la capacidad de
autodepuración de los sistemas acuáticos y este trabajo se inscribe en esa búsqueda.
A raíz de la exposición del acuífero, en este sistema se inició un proceso de
colonización natural de vegetales acuáticos, entre los cuales destacan algunas
especies de macrofitas acuáticas emergentes y sumergidas. Las especies de
macrofitas presentes en el acuaparque constituyen asociaciones de gramíneas y tular
con las especies Cladium jamaicience y Typha angustifolia (Miranda, 1964); entre la
asociación de tular y en áreas someras cercanas a estas asociaciones es posible
identificar manchones de macrofitas sumergidas, entre las cuales se presentan algas
del género Chara asociadas a algas filamentosas y la especie Utricularia gibba.
Las macrofitas juegan un papel importante en el flujo de energía y los ciclos de
nutrientes en los sistemas lacustres. Durante la fotosíntesis son capaces de incorporar
energía en forma de materia orgánica y durante este proceso toman nutrientes del agua
y de manera importante fósforo y nitrógeno. Por otra parte debido a la captación de
nutrientes, modificaciones del medio circundante o por liberación de substancias
antibióticas, son capaces de inhibir el crecimiento y reproducción de otros organismos,
entre los que se cuentan algas microscópicas y grupos bacterianos (Wetzel, 1981). El
fósforo y algunas formas químicas del nitrógeno son considerados contaminantes
cuando se presentan en el agua en concentraciones elevadas, su presencia favorece el
crecimiento de fitoplancton y la proliferación de organismos potencialmente patógenos
por lo que es deseable disminuir su concentración y para esto se han desarrollado
diferentes métodos de tratamiento que incluyen procedimientos químicos y biológicos.
Las plantas acuáticas se han usado desde hace tiempo en sistemas de tratamiento de
aguas residuales, los tipos de plantas usadas son: algas microscópicas en sistemas de
lagunas, plantas flotantes como el jacinto de agua o las lentejas de agua y plantas
emergentes entre las cuales se encuentra el tule o junco usados en pantanos (Pedraza,
1994). Se ha encontrado que los sistemas basados en plantas constituyen alternativas
de tratamiento que permiten buenas eficiencias de remoción de contaminantes; sin
embargo, prevalecen problemas relacionados con: la separación de las plantas del
agua de los efluentes o la cosecha, el proceso de conversión de la cosecha en
subproductos útiles o fácilmente manejables, en algunos casos la acumulación de
metales que disminuye la posibilidad de uso; en otros casos, la necesidad de
implementación de sistemas de cultivo y en el caso de algunas plantas flotantes y en
pantanos, la proliferación de mosquitos y otros organismos nocivos (Cano y Collado,
1998).
Las macrofitas sumergidas brindan algunas características que pueden resultar de
interés en sistemas de tratamiento; por una parte, las ramificaciones y su arquitectura
complicada facilita los procesos de sedimentación de sólidos, así como un área
importante para la fijación de grupos de microorganismos asociados capaces de
degradar materia orgánica en suspensión y, por otra parte, debido a su tamaño y forma
son más fácilmente manejables en términos de la cosecha o eliminación de biomasa en
sistemas de tratamiento construidos como canales o estanques. La especie Utricularia
gibba presenta una característica que puede ser importante en sistemas de tratamiento,
2
esta planta tiene vesículas que actúan como trampa de organismos pequeños entre los
cuales se cuentan larvas de insectos y algunos organismos acuáticos. Esta propiedad
brinda la posibilidad de controlar la proliferación de insectos en los sistemas de
tratamiento. Por su parte, las macro algas del género Chara son organismos que han
mostrado una gran capacidad de absorción de fósforo del medio acuático
(Wetzel,1981).
Aunque de una manera general este trabajo está orientado al estudio de la
potencialidad de uso de plantas sumergidas originarias de la región en sistemas de
tratamiento de agua, en una primera aproximación se pretende describir los efectos de
la actividad metabólica de las plantas sumergidas sobre su ambiente circundante y
medir su capacidad para modificar la composición de las formas de nitrógeno y asimilar
fósforo (Begon et al., 1988). También pretende sentar las bases para la modelación de
esta capacidad de modificación del medio y los procesos que los rigen y, por último,
generar preguntas que puedan servir de base a trabajos de investigación posteriores.
En este contexto, el objetivo de este trabajo en particular, es evaluar la productividad
primaria y respiración de una asociación de macrofitas sumergidas compuesta por
algas del género Chara, algas filamentosas y Utricularia gibba mediante los cambios en
la concentración de oxígeno; y de manera paralela, evaluar la capacidad de
modificación del medio circundante en términos de la temperatura, pH, conductividad y
la composición específica de las formas de nitrógeno, así como la capacidad de
eliminación del medio acuático de fósforo disuelto.
METODO
La colecta de plantas se hizo en el acuaparque de la ciudad de Mérida, en las áreas
inundadas circundantes a los tulares; se tomaron manchones de plantas que incluían
Utricularia gibba, un alga del género Chara y algas filamentosas. Las plantas fueron
transportadas al laboratorio en donde se les conservó durante tres días en acuarios de
vidrio con agua procedente del acuaparque.
La preparación del experimento requirió de los siguientes pasos:
1. Esterilización de un volumen de 10 litros de agua del acuaparque en autoclave a 15
lb durante 15 minutos
2. Lavado de las plantas con agua corriente hasta eliminar la mayor parte de residuos
de sedimentos y materia orgánica, inmediatamente antes de realizar el experimento
3. Enjuagado de las plantas con agua esterilizada del acuaparque para homogeneizar
el agua que serviría para las unidades experimentales.
4. Recolección del agua utilizada en el paso 3 para evaluar las concentraciones iniciales
de nitrógeno y fósforo, así como para montar el experimento en dos matraces testigo y
cuatro matraces con plantas.
Parte del agua recolectada en el paso tres se utilizó para evaluar las concentraciones
iniciales de nitrógeno amoniacal (método de destilación), nitritos (método de
diazotación), nitratos (método de la brucina) y fósforo (método colorimétrico basado en
la digestión con ácido vanamolibdatofosfórico ); estas determinaciones se hicieron
3
filtrando previamente el agua con un filtro del No 41 para eliminar sólidos; las técnicas
utilizadas se tomaron de Standard Methods (APAHA AWWA, WPCF; 1985, 1992).
Se montó el experimento utilizando un total de 6 matraces de 500 ml, dos de ellos
contenían solamente el agua del último enjuague de las plantas. De los otros cuatro
matraces, a tres se les adicionaron 30 g (peso húmedo) de la asociación de plantas y a
un matraz se le pusieron 20 g de la asociación de plantas. Estos matraces con plantas
se llenaron con agua de características similares a la usada en los testigos (agua
procedente del último enjuague).
El experimento terminó de montarse a las 8:30 de la mañana y a partir de las 9:10 se
iniciaron las mediciones de temperatura, oxígeno disuelto en mg/l, pH y conductividad
S/cm; estas mediciones se hicieron con electrodos , se empleó un analizador
electroquímico marca Orbeco Hellige. Las mediciones se hicieron en los horarios que
se indican en la Tabla 1.
A las 8:30 de la mañana del día siguiente al que se inició el experimento se hizo la
última medición de las variables (temperatura, O2 , pH y Conductividad) y se extrajo el
agua de los matraces; en cada caso se filtró con una membrana del No 41 y se
procedió a la determinación de nitrógeno amoniacal, por nitritos y nitratos así como
fósforo, con las mismas técnicas utilizadas para la determinación de las
concentraciones iniciales que se describen líneas arriba.
Tabla 1. Hora de las mediciones y su transformación a un horario continuo con
transformación de los minutos al sistema decimal
Hora
10-02-99
10-02-99
10-02-99
10-02-99
10-02-99
10-02-99
10-02-99
11-02-99
9:10
9:35
9:45
11:20
13:25
15:50
18:00
8:30
Hora transformada
9.17
9.58
9.75
11.33
13.42
15.83
18.00
32.50
El análisis de los datos se inició con la elaboración de gráficos de las variables
temperatura, oxígeno disuelto, pH y conductividad para cada matraz - testigos y
matraces con plantas - utilizando las mismas escalas para resaltar las tendencias y
diferencias.
Debido a que durante el experimento no se detectó de manera visual la formación de
burbujas, los cambios en la concentración de oxígeno fueron interpretados como
resultado de los procesos de fotosíntesis y respiración. Como resultado de la
observación de las tendencias de oxígeno disuelto, este parámetro se relacionó con la
4
radiación solar durante el día debida a la luz solar y se propuso un modelo del
comportamiento de esta variable; se modeló utilizando la expresión:
I = (b(H-Hmin)*{1-exp[c*(H-H max)]})^2
(1)
Donde
I= Radiación solar
Hmin= Hora de la mañana con mínima radiación solar = 5.75 horas
Hmax= Hora de la tarde con la mínima radiación solar = 18.25 horas
b y c = constantes
El ajuste del modelo se hizo utilizando datos observados en una estación meteorológica
situada a escasos 50 metros del laboratorio y mediante mínimos cuadrados, los valores
estimados de las constantes son b = 931.72 y c = 0.0008092
Se modeló la evolución de la concentración de oxígeno en el agua como una función de
la irradianza estandarizada, de la masa de macrofitas en los matraces y tasas
respiratorias y fotosintéticas. La expresión utilizada fue:
[O2]t = [O2 ]t-1+M*(I*α – [O2]t-1*β)
(2)
Donde
[O2]t = Concentración de oxígeno en el tiempo t
M= Peso de las macrofitas
I= Irradianza
α = tasa fotosintética
[O2]t-1= Concentración de oxígeno en el tiempo t-1
β = tasa respiratoria
La estimación de los parámetros α y β se hizo aproximando mediante la suma de
cuadrados de las diferencias entre valores observados y predichos y realizando una
segunda estimación minimizando la suma de los cocientes de los logaritmos naturales
de los valores observados entre los predichos. La minimización se hizo por métodos
numéricos utilizando la función SOLVER de EXCEL.
A partir de las curvas de concentración de oxígeno se evaluó la producción como la
suma de la producción de oxígeno durante el día y se calculó mediante la
descomposición de la expresión (2) quedando de la forma:
[Producción]t = M*I*α
(3)
La respiración durante el período del experimento se evaluó como la suma del consumo
de oxígeno calculada a partir de la descomposición de la expresión (2) y que queda de
la forma:
5
[Consumido]t = M*(– [O2 ]t-1*β)
(4)
La eliminación de fósforo y las diferentes formas de nitrógeno se evaluó con respecto a
la concentración inicial:
% Eliminación de Nutriente = ([Nutriente]i-[Nutriente]f) /[Nutriente]i
Donde
i = Indica la concentración inicial
f = Indica concentración final
RESULTADOS
Los resultados obtenidos durante el experimento muestran diferencias apreciables en el
comportamiento de la temperatura, oxígeno disuelto, pH y conductividad entre los
testigos (matraces sin plantas) y los matraces con plantas. Los datos obtenidos están
contenidos en las Tabla 2 y la expresión gráfica se presenta en las Figuras 1 a 4 .
Respecto a la temperatura, la presencia de macrofitas propició temperaturas más altas
en casi medio grado (0.45ºC). El oxígeno por su parte fue mayor en los matraces con
plantas que en los testigos durante ciertas horas del día; sin embargo, disminuyó de
una manera más pronunciada durante las horas de la noche. Los cambios en el pH
muestran que en los matraces testigo presentaron hasta 0.2 unidades de pH menos
que los matraces con plantas durante la etapa fotosintética; sin embargo, después del
período nocturno los matraces con plantas presentaron valores promedio de 0.6
unidades de pH menos que los matraces testigo. En la conductividad no se aprecian
diferencias notables durante las horas del día, pero después del período nocturno los
matraces con macrofitas presentaron en promedio valores de conductividad de hasta
100 µS/cm más altos que los testigos.
Tabla 2. Mediciones de temperatura, oxígeno disuelto, pH y conductividad obtenidas en
los testigos y los matraces con plantas (T1, T2, etc.)
Temperatura ºC
Hora Testigo Testigo
T1
T2
9.17
28
28.1
28.2
28.1
9.58
9.75
28
28
28
27.9
11.33
28.4
28.3
28.6
28.7
13.42
28.9
28.7
29.2
29.3
15.83
29
29
29.4
29.4
18.00
28.7
28.7
28.9
28.9
32.50
26.5
26.5
26.4
26.5
Oxígeno disuelto mg/l
H
Testigo Testigo
T1
T2
9.17
5.27
5.12
4.63
4.33
T3
28.2
T4
27.7
27.9
28.7
29.3
29.4
28.9
26.5
27.6
28.6
29.3
29.5
28.9
26.5
T3
4.71
T4
4.9
6
Temperatura ºC
Hora Testigo Testigo
T1
T2
9.58
9.75
4.75
4.6
3.27
2.35
11.33
4.73
4.97
5.46
5.28
13.42
4.66
4.64
6.96
6.42
15.83
4.38
4.13
5.8
5.66
18.00
3.6
3.7
4.1
2.6
32.50
2.07
2.1
0.35
0.17
pH
H
Testigo Testigo
T1
T2
9.17
9.58
8.36
8.35
7.98
7.85
9.75
11.33
8.25
8.29
8.43
8.46
13.42
8.35
8.37
8.6
8.6
15.83
8.25
8.25
8.43
8.43
18.00
8.19
8.22
8.17
8.03
32.50
7.68
7.72
7.14
7.03
Conductividad µS/cm
H
Testigo Testigo
T1
T2
9.17
9.58
573
543
613
619
9.75
11.33
592
583
604
607
13.42
544
557
549
585
15.83
585
571
595
602
18.00
569
583
598
609
32.50
573
586
675
721
T3
2.81
5.41
6.81
6
3.6
0.13
T3
T4
3.82
5.5
6.14
5.81
3.7
0.13
T4
7.96
7.95
8.48
8.62
8.45
8.08
7.09
8.34
8.47
8.32
7.98
7.13
T3
T4
610
609
600
576
594
598
688
604
579
577
603
663
7
TºC
30.0
29.5
29.0
28.5
28.0
27.5
27.0
26.5
26.0
0.00
Testigo
Testigo
T1
T2
T3
T4
10.00
20.00
30.00
40.00
Horas
Figura 1. Comportamiento de la temperatura.
O2 (mg/l)
8
6
4
2
0
0.00
10.00
20.00
30.00
40.00
Testigo
Testigo
T1
T2
T3
T4
Horas
Figura 2. Comportamiento de la concentración de oxígeno disuelto
8
9
Testigo
Testigo
T1
T2
T3
T4
pH
8.5
8
7.5
7
0.00
10.00
20.00
30.00
40.00
Horas
Figura 3. Comportamiento del pH
750
Testigo
Testigo
T1
T2
T3
T4
S/cm
700
650
600
550
500
0.00
10.00
20.00
30.00
40.00
Horas
Figura 4. Comportamiento de la conductividad
Las expresiones gráficas muestran que las variables tienen un comportamiento
dependiente de la actividad biológica en los matraces; dada la forma en que se montó
el experimento es de esperarse que en los testigos prevalezcan formas biológicas
microscópicas, principalmente fitoplancton y bacterias asociadas a las macrofitas y que
durante el lavado pasaron a conformar la biota del agua de los matraces testigo. En
términos del oxígeno, en estos matraces testigo se observa una tendencia decreciente
por lo que se puede inferir que predominan los procesos respiratorios de poca magnitud
comparados con los valores de los matraces con macrofitas. Por otra parte, los cambios
en los matraces con plantas muestran variaciones importantes tanto en oxígeno como
9
en el resto de las variables y esto sugiere que los procesos metabólicos de estos
organismos produce cambios significativos en las variables medidas.
El modelo de producción y consumo de oxígeno propuesto en este trabajo permitió un
buen ajuste entre los datos observados y predichos. En la Tabla 3 se presentan los
valores puntuales de los parámetros estimados para cada matraz con macrofitas y la
suma de cuadrados del logaritmo natural del cociente entre valores observados y
predichos. En las Figuras 5 a 8 se muestran gráficamente los valores observados y los
predichos por el modelo.
Tabla 3. Estimaciones puntuales de las tasas de producción y respiratorias en los
matraces con macrofitas.
Matraz
M3
M4
M5
M6
Tasa de
Tasa
producción
Respiratoria
(α)
(β)
0.0000654 0.0055358
0.0000902 0.0113815
0.0001287 0.0076553
0.0000990 0.0120860
Matraz 3
mg/O2/l
8
6
O2(predicho)
O2 (observado)
4
2
0
0
20
40
Horas
Figura 5. Concentración de oxígeno disuelto observada y predicha para el matraz 3
10
Matraz 4
mg/O2/l
7
6
5
4
3
2
1
0
O2(predicho)
O2(obsevado)
0
20
40
Horas
Figura 6. Concentración de oxígeno disuelto observada y predicha para el matraz 4
Matraz 5
8
mg/O2/l
7
6
5
4
O2(predicho)
O2(obsevado)
3
2
1
0
0
10
20
30
40
Horas
Figura 7. Concentración de oxígeno disuelto observada y predicha para el matraz 5.
11
mg/O2/l
Matraz 6
8
7
6
5
4
3
2
1
0
O2(predicho)
O2(obsevado)
0
20
40
Horas
Figura 8. Concentración de oxígeno disuelto observada y estimada para el matraz 6.
Las expresiones (3) y (4) permitieron el cálculo de la producción durante las horas
iluminadas del día y la respiración durante horas iluminadas y oscuras. En la Tabla 4 se
presenta la suma de la producción (producción bruta) y la respiración de los matraces
con macrofitas; los valores fueron calculados en mg/O2 /l y transformados a mg/C/l
utilizando para la producción bruta el factor 0.375/1.2 y para la respiración 0.375
(Brower y Zar, 1977). Estos factores se usan para fitoplancton, pero en este trabajo
pueden servir para obtener una aproximación.
Tabla 4. Producción y respiración durante el período del experimento calculados
utilizando las expresiones (3) y (4)
M3
M4
M5
M6
(mg /O2/l)
(mg/ C/l )
Producción Respiración Producción Producción Respiración Producción
bruta
neta
bruta
neta
11.277
12.922
-1.645
3.52
4.85
-1.32
15.570
23.490
-7.920
4.87
8.81
-3.94
22.204
17.619
4.585
6.94
6.61
0.33
11.385
17.240
-5.854
3.56
6.46
-2.91
Los valores de las diferentes formas de nitrógeno así como los ortofosfatos evaluados
al inicio y al final del experimento se muestran en la Tabla 5 y en la Tabla 6 se
presentan los porcentajes de cambio en la concentración de estas variables en relación
a los valores iniciales. Los resultados muestran un incremento considerable de las
concentraciones de NH3 en todos los matraces, pero mientras que en los testigos este
incremento no supera el 100%, en los matraces con macrofitas se presentaron
incrementos del orden del 330% al 732%. Los nitritos (NO2) en cambio muestran una
disminución, a excepción de uno de los testigos en el que se incrementaron en un
12
156% . La diferencia más importante en términos de nitrógeno se manifestó en la
concentración de nitratos (NO3), mientras que en los testigos la concentración final fue
mayor a la concentración inicial en un 30%; en los matraces con macrofitas la
concentración disminuyó en valores cercanos al 90%. Por último, el fósforo disuelto
disminuyó en todos los matraces, pero las concentraciones finales de los matraces
testigo fueron menores que las concentraciones finales en los matraces con macrofitas.
Tabla 5. Concentraciones de las diferentes formas de nitrógeno (NH3, NO2 y NO3) y
fósforo disuelto (PO4 ) evaluadas al principio y final del experimento.
Matraz
Lectura Inicial
N-NH3 mg/l
0.353
Testigo
Testigo
Matraz 1
Matraz 2
Matraz 3
Matraz 4
0.705
0.705
2.46
2.94
2.35
1.52
N-NO2 mg/l
0.140
Lectura Final
0.036
0.359
0.008
0.013
0.017
0.015
N-NO3 mg/l
0.669
PO4 mg/l
0.511
0.852
0.898
0.073
0.116
0.096
0.085
0.248
0.156
0.270
0.328
0.259
0.305
Tabla 6. Porcentajes de cambio en la concentración de nutrientes en testigos y
matraces con macrofitas. Los valores negativos indican incrementos en relación a la
concentración inicial.
Matraz
Testigo
Testigo
3
4
5
6
N-NH3
-99.7%
-99.7%
-596.9%
-732.9%
-565.7%
-330.6%
N-NO2
74.3%
-156.4%
93.9%
90.7%
87.9%
88.9%
N-NO3
-27.4%
-34.2%
89.1%
82.7%
85.7%
87.3%
PO4
51.5%
69.5%
47.2%
35.8%
49.3%
40.3%
DISCUSION
El experimento muestra que la presencia de las macrofitas produce modificaciones
notables en las condiciones del medio físico y químico. Estas modificaciones están
relacionadas principalmente con actividades metabólicas como son la fotosíntesis y la
respiración. Así, las diferencias de las temperaturas entre testigos y matraces con
macrofitas sugieren reacciones exotérmicas en estos últimos que se manifiestan con
valores más altos.
El oxígeno por su parte es un subproducto de la fotosíntesis y un recurso para los
procesos respiratorios. Su comportamiento se asocia a la presencia o ausencia de luz y
13
mientras en los testigos muestra una tendencia decreciente casi continua, en los
matraces con macrofitas se rige por la presencia o ausencia de luz.
El pH responde también a los ciclos de luz-obscuridad; los cambios en esta variable
están asociados al uso del CO2 durante la fotosíntesis y a la liberación durante los
procesos respiratorios. De esa manera durante el día la absorción de CO2 realizada por
las plantas eleva de manera considerable el pH, mientras que durante la noche la
liberación de CO2 por los procesos respiratorios disminuyen su valor, las diferencias
entre testigos y matraces con macrofitas se explican por las diferencias de biomasa
que lleva a cabo los procesos fotosintéticos o respiratorios.
Aunque la conductividad se comportó de manera similar en testigos y matraces con
macrofitas durante el día, la respiración durante la noche parece haber modificado las
concentraciones de sales en el medio, elevándola en los matraces con macrofitas. Este
hecho puede estar relacionado con la liberación, por parte de los vegetales, de iones
como sulfatos, sodio, potasio u otras formas que intervienen en procesos metabólicos o
son subproductos de ellos.
Un aspecto importante en relación con las modificaciones que las actividades
metabólicas de las macrofitas producen sobre el medio acuático son un elevado pH y
una alta concentración de oxígeno disuelto; estas condiciones combinadas con la
presencia de luz solar en las capas superficiales han mostrado efectos letales o
inhibitorios del crecimiento de organismos patógenos y han sido utilizados en sistemas
de lagunas de alta tasa (Sarikaya et al., 1987, Toha et al., 1991, Saqqar y Pescod,
1992). En el caso de las macrofitas durante las horas de fotosíntesis se presentaron
valores mayores de 8 unidades de pH y concentraciones de oxígeno disuelto mayores
de 6 mg/l; estos valores parecen ser apropiados para la eliminación de patógenos en
presencia de luz solar.
El uso del modelo de producción-respiración parece representar bien los procesos
fotosintéticos y respiratorios y los parámetros (tasas de producción y respiración)
permiten la estimación por separado de la producción y respiración. Los resultados del
modelo, así como los balances de oxígeno inicial y final, sugieren que en la mayor parte
de los matraces con macrofitas la producción fue menor a la respiración. Este hecho
puede tener su origen en el estrés o (perturbación fisiológica) producido por el manejo
de las plantas y pudiera ser necesario realizar experimentos de mayor duración para
establecer ciclos de más utilidad en la predicción de los procesos y su uso en el diseño
de sistemas de tratamiento basados en macrofitas.
Las modificaciones observadas en las formas químicas de nitrógeno indican la
absorción de nitratos y su transformación a formas reducidas (NH3); este proceso es
común en las plantas que toman del medio nitratos y utilizan en los procesos
fotosintéticos el amonio (Coombs et al., 1985). Sin embargo, durante el experimento
estas formas reducidas de nitrógeno se incrementan y esto sugiere que la producción
de estos subproductos puede haber sido mayor a las posibilidades de incorporación a la
biomasa de las plantas; otra explicación posible a este incremento es la reducción
14
química de nitritos y nitratos durante la noche en que se presentaron condiciones
prácticamente anóxicas (ver Tabla 2).
Por su parte el fósforo aunque sufre una reducción en las concentraciones, no presenta
diferencias apreciables entre los testigos y los matraces con macrofitas, lo que sugiere
que es la actividad de microorganismos presentes en ambos medios lo que explica las
disminuciones similares. Se sabe que la absorción de fosfato es más intensa en
presencia de luz, especialmente bajo limitaciones de CO2 y resulta en una acumulación
reversible del fosfato celular, gran parte del cuál es liberado al medio (Wetzel, 1981).
La ubicación en el tiempo de las mediciones de N y P no permiten relacionar la
concentración de estos nutrientes con las curvas de producción y respiración; sin
embargo, puede suponerse que durante la fotosíntesis, las plantas los tomen del medio
(nitratos y fósforo disuelto) disminuyendo su concentración y lo liberen durante las
horas de obscuridad. Una consideración importante sobre los resultados obtenidos en
este trabajo es que las concentraciones de nitratos son bajas y eso puede inducir
errores en las determinaciones analíticas, sin embargo, consideramos que la
regularidad observada en los diferentes matraces indica consistencia al menos en la
tendencia de las observaciones.
Los procesos de asimilación y liberación de nutrientes del medio por parte de las
macrofitas está íntimamente relacionado a los procesos fotosintéticos y respiratorios.
En este orden de ideas, el modelo de simulación de producción tiene utilidad para
obtener predicciones sobre la concentración de nutrientes en el medio y de ahí derivar
acciones de diseño y manejo. Los resultados obtenidos en este trabajo son insuficientes
para alcanzar ese nivel de predicción; sin embargo, se cuenta ya con un modelo cuya
capacidad predictiva y asociación con las variables de mayor interés debe ser probada
y complementada con nuevos experimentos.
CONCLUSIONES
La presencia de las macrofitas en los matraces produce modificaciones importantes en
el comportamiento de las condiciones físicas y químicas del medio si se compara con
los testigos y la combinación de valores que alcanzan las variables se encuentran en
los rangos en que pueden inducir la eliminación de microorganismos patógenos, sin
embargo es necesario realizar experimentos orientados a evaluar esta capacidad de
eliminación de microorganismos.
El uso de macrofitas sumergidas parece una opción viable para la eliminación de
nitratos y fósforo del agua; sin embargo, en relación al fósforo no se puede aseverar
que sean las macrofitas las responsables de su eliminación del medio acuático.
AGRADECIMIENTOS
Agradecemos el apoyo del Ing. Juan Vázquez Montalvo por el apoyo brindado en la
captura de datos de radiación solar y demás variables meteorológicas.
15
REFERENCIAS
APHA, AWWA, WPCF 1985. Standard methods for the examination of water and
wastewater. 16th Edition. Washington D.C.
APHA, AWWA, WPCF 1992. Standard methods for the examination of water and
wastewater. 18th Edition.Washington D.C.
BEGON M., HARPER J.L. AND C.R. TOWSEND. 1988. Ecología, Individuos,
Poblaciones y Comunidades. Ed. Omega. España.
BROWER J.E. AND J.H. ZAR 1977. Field and Laboratory methods for general
Ecology . M.C. Brown Publishers. Iowa, USA.
CANO A.J., Y R. COLLADO. 1998. La lenteja de agua como sistema blando de
depuración de aguas residuales de bajo coste. Criterios de diseño, funcionamiento y
rendimientos. Tecnología del Agua Año XVIII (174): 18-25.
COOMBS D. ,O. HALL, S.P. LONG AND J.M.D. SCURLOCR.(Eds) 1985. Thechniques
in bioproductivity and photosynthesis. Sponsored by United Nations Environment
Programme Pergamon Press.
MIRANDA F. 1964. Vegetación de la Península yucateca. Escuela Nacional de
Agricultura, Colegio de Posgraduados, Serie de sobretiros No 2.
PEDRAZA G. 1994. Reciclaje del efluente de origen animal con tres especies de
plantas acuáticas. Livestock Research for Rural Development. 6(1). 12 pp
SAQQAR M.M., AND M.B. PESCOD. 1992. Modelling coliform reduction in wastewater
stabilization ponds. Wat. Sci. Tech. 26(7-8): 1667-1677
SARIKAYA H.Z., A.M. SAATSI AND A.F. ABDULFATTAH. 1987. Effect of pond depth
on bacterial die-off. Journal of Environmental Engineering 113(6): 1350-1361
TOHA J., SOTO M.A. Y S. CONTRERAS. 1991. Removal of faecal coliform in high pH
ponds using rapid growth algal biomass. Int. Journal of Environmental Healt
Research 1: 236-239.
WETZEL R. 1981. Limnología. Ed. Omega. Barcelona, España.
16