un mundo pequeño

UN MUNDO PEQUEÑO:
INICIACIÓN EN LA OBSERVACIÓN MICROSCÓPICA.
Autor: Francisco Luis López Rodríguez
DNI: 80 127 204 -B
INTRODUCCIÓN
Para poder ver un objeto es necesario que la luz reflejada o emitida por el mismo sea
percibida, al menos, por dos células de nuestra retina. En el caso de objetos muy
pequeños, como los llamados organismos microscópicos, esto no ocurre así y por lo
tanto no pueden ser observados a simple vista.
Para percibir, observar y estudiar estas formas disponemos de instrumentos que nos
permiten amplificar su tamaño, son los llamados microscopios.
Para observaciones incluso de menos de una micra (0,000001 m) podemos utilizar el
microscopio óptico, mientras que para tamaños inferiores se deben utilizar los
microscopios electrónicos u otras técnicas más específicas.
La aplicación de los métodos y actividades prácticas descritas en este documento es
perfectamente aplicable a cualquier nivel de Secundaria.
Antes de describir los métodos que nos permitirán la observación de algunos de estos
pequeños seres conviene conocer bien el manejo del aparato que vamos a utilizar,
garantizando de esta forma el éxito de nuestro trabajo.
1. EL MICROSCOPIO ÓPTICO: ESTRUCTURA Y MANEJO.
PARTES DEL MICROSCOPIO.
•
PARTE MECÁNICA.
1. PIE. Es la base del aparato. En él se encuentra el sistema de iluminación y sirve
de apoyo para el brazo.
2. BRAZO. Sustenta el aparato óptico y el él se fija la platina. Contiene dos
tomillos de ajuste, el macrométrico (macro) y el micrométrico (micro).
3. PLATINA. Placa metálica con un orificio que permite el paso de luz. En ella se
coloca la preparación y suele tener un sistemá de fijación de la misma y, en
ocasiones, dos tomillos coaxiales que permiten desplazar la preparación adelante y
atrás y lateralmente, con el fin de colocar la muestra debajo del objetivo.
4. TORNILLOS DE AJUSTE. Permiten desplazar la platina verticalmente para
regular la distancia de la preparación al objetivo y conseguir el enfoque adecuado.
El tomillo de ajuste macrométrico permite un desplazamiento mayor de la platina y
un enfoque grueso. El tomillo de ajuste micrométrico realiza un desplazamiento
muy pequeño y un enfoque fino.
•
PARTE ÓPTICA.
5. OCULAR. Tubo provisto de una lente por donde se mira. Suele ser
intercambiable. El aumento que consigue aparece grabado en el lateral.
6. OBJETIVO. Tubo provisto de varias lentes, es la parte más cercana a la
preparación. El aumento de cada objetivo aparece grabado en el lateral. Suelen ser:
x4, x10, x40, xl00.
EL AUMENTO TOTAL SE CALCULA MULTIPLICANDO EL AUMENTO DEL
OBJETIVO POR EL AUMENTO DEL OCULAR.
7. REVOLVER. Pieza giratoria que contiene los objetivos. Se puede hacer girar
con el fin de cambiar el objetivo que estamos utilizando.
•
SISTEMA DE ILUMINACIÓN
8. Actualmente se suele utilizar una lámpara situada sobre el pié, cuya intensidad está
controlada por un regulador.
Adosado a la parte inferior de la platina hay un condensador que concentra el flujo de
luz, su posición más correcta es cerca de la preparación. También encontramos el
diafragma que se abre o cierra para regular la luz que llega a la preparación.
MANEJO DEL MICROSCOPIO
•
PREPARACIÓN
La muestra que queremos observar debe ser transparente, ya que la luz debe
pasar a su través y llegar hasta el objetivo.
Colocamos la muestra sobre el portaobjetos, vidrio rectangular y grueso, y se le
aplica el tratamiento adecuado (tinción, fijación, etc), posteriormente se coloca encima
el cubreobjetos, vidrio cuadrado muy fino.
•
OBSERVACIÓN
1. Comprobamos que la platina está lo más separada posible de los objetivos y que
tenemos colocado el objetivo más pequeño (x4).
2. Colocamos la muestra en la platina y la sujetamos con el sistema de fijación.
3. Encendemos la luz y desplazamos la platina hasta que la muestra quede colocada
encima del haz de luz.
4. Usando el tomillo macrométrico acercamos la platina al objetivo más pequeño
sin que llegue a tocarlo. Para asegurarnos de esto realizaremos esta operación sin
mirar por el ocular.
5. Mirando ya por el ocular bajaremos lentamente la platina hasta que observemos
la preparación enfocada. A continuación utilizaremos el tomillo de ajuste
micrométrico para conseguir un enfoque perfecto.
6. Buscaremos la iluminación más adecuada
7. Utilizando los tomillos de desplazamiento lateral localizaremos en la muestra la
zona más adecuada para la observación.
8. Para observar la muestra a más aumento bajaremos la platina, giramos el
revolver hasta colocar sobre la muestra el siguiente objetivo, volvemos a subir la
platina mirando lateralmente para que no toquen la preparación y el objetivo,
moramos por el ocular y bajamos la platina para enfocar.
9. Se dibujará lo observado en cada uno de los aumentos, indicando lo que se está
viendo y el aumento.
10. Al acabar la observación se baja la platina, se coloca el objetivo de menor
aumento y se retira la preparación.
El microscopio se guarda de forma que quede bien protegido y se lava el
material utilizado.
A.
B.
C.
D.
E.
OCULARES (A)
REVOLVER (B)
OBJETIVOS (C) (los aumentos en el ext.)
PLATINA (D)
Tornillos para desplazar la preparación sobre la
platina en sentido longitudinal y transversal (E)
F. CONDENSADOR (F)
G. Tornillo MACROMÉTRICO (G)
H. Tornillo MICROMÉTRICO (H)
I. DIAFRAGMA IRIS (I)
J. Tornillo para regular la altura del condensador
(J)
K. INTERRUPTOR (K)
L. Regulador de la Intensidad de Luz (L)
M. PINZAS para ajustar la preparación sobre la
platina (M)
N. PIE O SOPORTE (N)
Fuente:
(http://www.uam.es/personal_pdi/ciencias/bolarios/BiologiaCCAA/Guiones/Practica3.htm)
2. ACTIVIDADES PRÁCTICAS DE MICROSCOPÍA
Comenzaremos describiendo una serie de preparaciones sencillas, tradiciones ya en el
inicio del uso de técnicas de microscopía como son la “observación de células vegetales
y animales”:
2.1. OBSERVACIÓN DE CÉLULAS DE LA PULPA DEL TOMATE.
Únicamente necesitaremos un trozo de tomate, unas pinzas, dos portaobjetos y un
microscopio óptico.
Comenzaremos extrayendo una muestra de la pulpa de tomate, para ello tomaremos un
trozo muy pequeño del tejido de color rojo intenso que está próximo a la piel, en su
parte interna.
A continuación colocaremos la muestra en el centro de un portaobjetos y colocaremos el
segundo cristal encima de la pulpa, apretando fuertemente por los bordes (nunca por el
centro).
Ahora podemos colocar la preparación en el microscopio y observarla al menor de los
aumentos, con el fin de localizar aquellas células más adecuadas. Una vez centrada la
célula elegida colocamos sucesivamente aumentos mayores, pudiendo distinguirse
fácilmente las distintas partes de la célula vegetal: pared celular, membrana plasmática,
citoplasma, núcleo e incluso orgánulos como los cromoplastos, donde se encuentran los
pigmentos que dan color al tomate.
2.2. OBSERVACIÓN DE CÉLULAS DE LA EPIDERMIS DE LA CEBOLLA.
En este caso usaremos :
una cebolla,
bisturí (o un cuchillo),
pinzas,
un portaobjetos,
un cubreobjetos,
azul de metileno,
cubeta de tinción,
frasco lavador
microscopio.
Para obtener la muestra separaremos una de las capas de la cebolla. De su parte interna
cortaremos un rectángulo de aproximadamente 1 cm x 0,5 cm. Lo extraeremos con las
pinzas y lo colocamos sobre el portaobjetos.
Para mejorar la observación vamos a teñir las células con un colorante llamado azul de
metileno. Para ello colocamos el porta sobre la cubeta de tinción y añadimos una gota
del colorante, esperamos un minuto. A continuación, y sujetando la piel de la cebolla
con la pinza, inclinamos la preparación sobre la cubeta y dejamos caer un chorro de
agua sobre la zona teñida con el frasco lavador, de forma que arrastre el exceso de
colorante.
Por último se tapa la muestra con un cubreobjetos y la colocamos en el microscopio.
Seguimos los pasos explicados anteriormente y podremos observar de nuevo las
distintas partes de una célula vegetal. En este caso además podemos ver como se
asocian las células individuales para formar un tejido. Se trata en este caso de tejido
epitelial en forma de panal ya que las células son hexagonales.
2.3. OBSERVACIÓN DE CÉLULAS DE LA MUCOSA BUCAL HUMANA.
Se tratan de células animales, con características distintas a las vistas anteriormente y
mucho más pequeñas, por lo que no conviene desesperarse.
Usaremos :
una pequeña espátula de borde romo,
frasco lavador,
cuentagotas,
mechero de alcohol,
cubeta de tinción
azul de metileno,
portaobjetos,
cubreobjetos,
microscopio óptico.
Tomaremos la muestra del interior de la boca, haciendo pasar la espátula muy
suavemente por la parte interna de la mejilla, con una ligera pasada ya se obtiene una
abundante cantidad de células.
El líquido que queda en el borde de la espátula se coloca en el centro del portaobjetos y
se le añade una gota de agua con el cuentagotas. A continuación se procede a su secado,
situándolo a unos 10 cm. sobre la llama del mechero de alcohol, moviendo la
preparación sobre la misma y evitando que se caliente excesivamente, pues se
quemarían las células.
Una vez seca y fijada la muestra la colocamos sobre la cubeta de tinción y añadimos una
gota de azul de metileno. Esperamos dos minutos.
Volcamos sobre la cubeta y lavamos el sobrante de colorante, como anteriormente.
Finalmente se coloca el cubreobjetos y observamos al microscopio.
En este caso tendremos que utilizar aumentos mayores ya que son células más pequeñas
que las vegetales. Podremos diferenciar membrana plasmática, citoplasma y núcleo, e
incluso orgánulos en forma de gránulo coloreados de azul.
2.4. OBSERVACIÓN DE MICROROGANISMOS DE AGUA DULCE:
DE UNA INFUSIÓN Y DE CHARCA.
Se trata en este caso de preparaciones muy sencillas que nos van a permitir observar
pequeños seres vivos y algunos en movimiento. La mayoría serán protistas, algas,
crustáceos y larvas de diversos animales que forman parte del plancton.
Solo necesitaremos una muestra de agua, un portaobjetos excavado y microscopio.
Para preparar una infusión únicamente tendremos que verter abundante agua en un vaso
y añadir diversas hojas de vegetales (hortalizas, lechuga, acelgas ….). Si están en estado
de descomposición mejor aún. Esperaremos unos días y ya está lista la muestra.
Para observar organismos de charca conviene tomar la muestra de un lugar donde el
agua esté encharcada, escogiendo preferentemente las zonas próximas a vegetación.
El procedimiento en ambos casos se limita a colocar una gota de agua en la excavación
del porta (también se puede utilizar un porta no excavado) y observarlo a pocos
aumentos, tratando de identificar los diferentes seres que podremos encontrar mientras
desplazamos la preparación en toda su amplitud.
Hay que tener en cuenta que algunos de estos seres se mueven libremente, y algunos
muy rápidamente, por lo que hay que estar muy atento.
Para identificarlos es necesario disponer de una guía de organismos de agua dulce.
En la dirección de Internet http://msnucleus.org/watersheds/mission/plankton.pdf
aparecen dibujados e identificados algunos de ellos.
2.5. OBSERVACIÓN DE BACTERIAS DEL YOGUR.
Mayor dificultad implica la observación de bacterias, debido a su pequeño tamaño y a la
necesidad de aplicar las técnicas microscópicas con mayor precisión.
Necesitaremos :
un yogur natural, que tendremos durante una semana a temperatura ambiente,
azul de metileno,
cubeta de tinción,
frasco lavador,
cuentagotas,
mechero de alcohol,
alcohol metílico,
porta y cubreobjetos,
glicerina,
cucharilla
microscopio.
Colocamos una pequeña muestra de yogur en el centro del potaobjetos y añadimos una
gota de agua, mezclándolos.
Secamos al mechero de alcohol igual que hicimos anteriormente.
Añadimos unas gotas de alcohol metílico para eliminar la grasa del yogur y secamos al
aire.
Se coloca el porta sobre la cubeta y se tiñe con azul de metileno durante dos minutos.
Lavamos con agua a chorro (frasco lavador) y dejamos secar.
Colocamos sobre la muestra una gota de glicerina y colocamos el cubreobjetos.
En este caso solo podremos observar a aumentos grandes, pudiendo distinguir al bacilo
láctico (estreptococo) de forma esférica y asociado formando cadenas granuladas y al
bacilo bulgárico con forma alargada de bastón y de mayor tamaño.
BIBLIOGRAFÍA.
MANUAL DE PRÁCTICAS DE MICROSCOPÍA. 1975. ENOSA. MADRID.
J. CAÑETE. ACTIVIDADES DE LABORATORIO – BIOLOGÍA I y II. LIBRO DEL
PROFESOR. TECNOLOGÍA Y SISTEMAS DIDÁCTICOS. ENOSA. 1995
MADRID.