guia practica microbiologia 2004

UNIVERSIDAD CATOLICA BOLIVIANA
FACULTAD DE ENFERMERIA
“ELIZABETH SETON”
GUIA DE PRACTICAS DE MICROBIOLOGIA
AUTOR:
Dr. Ricardo Villegas Nava
Colaboración:
o Lic. Claudia Sánchez
o Lic. Yuvinska Salinas
o Est. Katrin Loma
o Est. Ángela Aro
o Est. Marleny Ormachea
o Est. Wendy Arce
o Est. Alison Velazco
o Est. Lorena Villca
Cochabamba – Bolivia
2004
PROLOGO
Cochabamba, Agosto 2004
Hna. María Ángeles González
DECANA
FACULTAD DE ENFERMERIA
UNIVERSIDAD CATOLICA BOLIVIANA
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INTRODUCCIÓN
El presente Curso Práctico de Microbiología es un texto que ha sido preparado
como un manual destinado a las estudiantes de enfermería.
La enfermera se constituye en un miembro importante del equipo de salud, por lo
tanto debe tener conocimientos prácticos en lo que se refiere a como prevenir la
enfermedad y entender los procedimientos de diagnóstico desde el punto de vista
laboratorial.
Nuestro objetivo es el de capacitar a los estudiantes en el campo velozmente
cambiante de la Microbiología, con conocimientos básicos y que le servirán en la práctica,
principalmente en lo que se refiere a la toma de muestras, cultivos, quimioterapia
antimicrobiana, esterilización, desinfección, purificación y prevención.
El proceso educativo exige, además de una programación adaptada al educando,
el material docente que facilite el aprendizaje sin mayores dificultades, poniendo al
alcance de los alumnos los elementos básicos para que el esfuerzo combinado con el
docente pueda superar las exigencias que los estudios demandan.
Estos requerimientos de material de apoyo docente son más necesarios cuando
van dirigidos a estudiantes que se inician en una disciplina, siempre con un objetivo como
el de ampliar su campo de conocimiento.
Existen muchos textos de microbiología que contienen abundantes conocimientos
teóricos que servirán como una base para que el estudiante pueda iniciarse dentro de la
práctica de esta disciplina que la presentamos en forma ordenada y sistemática, con el
propósito de coadyuvar y complementar el aprendizaje teórico de la materia y, de esta
manera capacitarlo para la ejecución e interpretación de las pruebas de laboratorio para el
diagnóstico de las principales enfermedades infecto-contagiosas.
El contenido total está agrupado en seis prácticas: la Práctica nº 1, nos da una visión
general sobre el material utilizado en laboratorio; la Práctica nº 2, los fundamentos de la
óptica y como manejar un microscopio; La Práctica nº 3, sobre la asepsia, antisepsia y
bioseguridad; la Práctica nº 4, nos enseña a emplear y describir los métodos y técnicas
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para la obtención adecuada de muestras para el diagnóstico microbiológico; la Práctica nº
5, sobre el estudio microscópico de las bacterias; la Práctica nº 6, sobre los cultivos de
bacterias y las distintas técnicas.
Cada práctica, se la desarrolla con la suficiente claridad para que el estudiante
pueda realizarla fácilmente, estas actividades serán desarrolladas bajo supervisión del
catedrático colaborado por las auxiliares de prácticas.
ORIENTACIÓN PARA EL ESTUDIANTE
Según el Reglamento de Evaluación Contínua, “Es el proceso contínuo y
sistemático que permite la valoración de los conocimientos, capacidades, destrezas,
habilidades y valores/actitudes que adquieren y desarrollan los(as) estudiantes como
resultado del proceso educativo”.
“El objetivo de la actividad evaluativa es el mejoramiento del proceso de
enseñanza y aprendizaje, y se realiza a través de diferentes actividades, como los
controles de lectura, evaluaciones parciales, exposiciones grupales, trabajos de
investigación, prácticas, etc., que tienen la función de valorar el grado en que se van
alcanzando los objetivos planteados por cada asignatura”.
En este sentido el estudiante deberá cumplir con los siguientes requisitos para
asistir y cumplir con este curso práctico:
 Presentarse a realizar sus prácticas con guardapolvo blanco.
 Asistir con puntualidad y al grupo que fue asignado.
 Cumplir con el 100% de prácticas
 Estudio del tema que corresponda a cada práctica
 Debe ser evaluado en la totalidad de las prácticas
 Realización de la práctica por el estudiante
 Responder al cuestionario de cada práctica y dibujar en el presente
cuadernillo de practicas.
 Presentar el cuadernillo llenado con las respuestas a los cuestionarios y
con los dibujos correspondientes a la práctica anterior.
 Estudio del tema que corresponda a cada práctica
 Los trabajos de grupo que se asignen deberán ser presentados en la fecha
correspondiente.
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PRACTICA No. 1
MATERIAL DE LABORATORIO
OBJETIVOS:
 Conocerán los distintos instrumentos utilizados en laboratorios
 Conocer el uso correcto y el material de que está elaborado cada instrumento
 Realizar el uso correcto de los mismos
MARCO TEÓRICO:
Aro Soporte: Instrumento de laboratorio, que se emplea como soporte- de otros
materiales anexado al soporte universal.
Balón: Es un recipiente de vidrio pirex, que sirve para preparar soluciones o reacciones
químicas, los balones son esféricos y también de fondo plano.
Buretas: Instrumento cilíndrico de vidrio graduado alargado, que termina en una llave
para poder controlar el flujo del líquido que se va ha medir. Se usa en operaciones que, se
necesita volúmenes con gran exactitud.
Cápsula de porcelana: material de laboratorio de porcelana, que se utiliza para la
preparación de mezclas, por evaporación y para someter al calor si sustancias que
requieran de elevadas temperaturas.
Cristalizador: instrumento de laboratorio que se utiliza para la preparación de cristales.
Espátula: Aparato de laboratorio que sirve para sacar las sustancias sólidas de los
recipientes que las contengan.
Gradilla: Material de madera o de hierro, que se utiliza como soporte de los tubos de
ensayos.
Matraz de Erlenmeyer: vasijas o recipientes de vidrio de diversas formas que se emplean
en el laboratorio para calentar líquidos citando hay peligro de pérdida de vaporación, o
para titular en el análisis cuantitativa.
Matraz aforado o Fiola: Instrumento de vidrio de cuello largo y angosto se usa para
preparar soluciones.
Mechero: Es un instrumento de metal o de vidrio destinado a proporcionar combustión,
los mas usados son alcohol y de los de gas, principalmente el de bunsen; consta de un
tubo metálico vertical sujeto a un pie de peso conveniente, funciona a gas cuya entrada se
efectúa por un tubo lateral interrumpido por una llave de paso en la parte inferior existe un
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doble orificio par permitir la entrada de aire, cuya apertura se puede regular. Este se
utiliza para esterilizar el asa, la boca de los tubos de ensayo, matraces, etc.
Mortero: material de laboratorio de porcelana o de vidrio que se usa para moler o reducir
el tamaño de las sustancias que consta de dos partes el mazo y el mortero,
Pinzas para tubo: Instrumento de laboratorio de madera o metal, que, se usa para coger
los tubos de ensayo.
Pipeta: Son instrumentos de vidrio que se usan para medir los líquidos con mayor
exactitud.
Probeta graduada: Instrumento de vidrio, que se emplea, para medir el volumen de los
líquidos.
Pizeta o frasco lavador: Son instrumentos de vidrio o de plástico que se llenan con agua
destilada
Rejilla: material de metal que puede estar o no, cubierto con un círculo de asbesto, se
usa para proteger el fuego directo, el material de vidrio que va a sufrir calentamiento.
Refrigerante: Se usa para condensar los vapores que se desprenden del valón de
destilación por medio de un líquido refrigerante que circula por este.
Soporte universa: Instrumento de metal, que se usa como base soporte para el montaje
de diversos aparatos por ejemplo los que usan en destilación y, filtración etc.
Termómetro: instrumento que mide la temperatura en grados centígrados.
Tubos de ensayo: para disolver, calentar o hacer reacciones pequeñas cantidades de
sustancias líquidas o sólidas y preparación de cultivos. Estos pueden ser grandes
medianos y pequeños.
Vaso precipitado: preparar, disolver o calentar sustancias.
Pinza para balón: sirve para sujetar balones
Soporte universal: posee una base rectangular, además de metal rígido de 60 cm. este
aparato es empleado para colocar y fijar los anillos de las pinzas de la bureta y sostener
matraces y refrigerantes.
Trípode: este puede ser fijo o desmontable, se utiliza para colocar matraces y recipientes
en observación, o para poner estos al fuego y aumentar su temperatura.
Embudo: Sirve para trasvasar líquido de un recipiente a otro, evitando que se derrame
líquido, también se utiliza en operaciones de filtración.
Escobilla: Sirve para limpiar el material de laboratorio.
Varilla de vidrio: sirve como agitador, son de vidrio para que no se oxiden, corroen ni
reaccionan con las sustancias y miden de 20 a 30 cm.
Tapones: sirven para cubrir frascos, tubos de ensayo, matraces o probetas. Algunos
tienen perforaciones para colocar termómetros o varillas de vidrio.
Caja de petri: son recipientes de vidrio o de plástico de forma cilíndrica compuestos de
caja y tapa, recipientes destinados a contener medios de cultivos sólidos cuando se desea
disponer de una gran superficie.
Asas: están construidas por un alambre de platino y mango, se utiliza para tomar
pequeñas muestras de material contaminado, por ejemplo hongos y bacterias.
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Balanza de precisión: Medir masas de sustancias sólidas
Portaobjetos: son láminas rectangulares de vidrio, de bordes biselados que miden 76
mm de largo, 26 mm de ancho y 1 mm de espesor. Son utilizados para realizar
preparaciones microscópicas coloreadas o sin colorear.
Cubreobjetos: son laminillas delgadas de vidrio, de tamaños variados, de forma
cuadrada o redonda, son empleados para cubrir preparaciones y facilitar la observación
microscópica del material que se desea examinar.
Frascos goteros: son botellas de vidrio que tiene la capacidad de 50 a 60 ml con tapón
gotero de vidrio. Se utilizan para el manejo de soluciones colorantes.
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ACTIVIDADES DE LA PRACTICA DE
MATERIAL DE LABORATORIO
1.- Dibuja 5 materiales de laboratorio e indica la función que tienen
2.- Coloca el nombre a los siguientes materiales de laboratorio e indica la función
que tiene cada una
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PRACTICA No. 2
MICROSCOPIA
OBJETIVOS:
 Identificar las partes del microscopio
 Utilizar correctamente el mismo
 Conocer los cuidados correctos del microscopio
MARCO TEORICO:
PARTES DE UN MICROSCOPIO ÓPTICO


Sistema óptico
o OCULAR: Lente situada cerca del ojo del observador. Amplía la imagen del
objetivo.
o OBJETIVO: Lente situada cerca de la preparación. Amplía la imagen de
ésta.
o CONDENSADOR: Lente que concentra los rayos luminosos sobre la
preparación.
o DIAFRAGMA: Regula la cantidad de luz que entra en el condensador.
o FOCO: Dirige los rayos luminosos hacia el condensador.
Sistema mecánico
o SOPORTE: Mantiene la parte óptica. Tiene dos partes: el pie o base y el
brazo.
o PLATINA: Lugar donde se deposita la preparación.
o CABEZAL: Contiene los sistemas de lentes oculares. Puede ser monocular,
binocular.
o REVÓLVER: Contiene los sistemas de lentes objetivos. Permite, al girar,
cambiar los objetivos.
o TORNILLOS DE ENFOQUE: Macrométrico que aproxima el enfoque y
micrométrico que consigue el enfoque
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MANEJO Y USO DEL MICROSCOPIO ÓPTICO
1. Colocar el objetivo de menor aumento en posición de empleo y bajar la platina
completamente. Si el microscopio se recogió correctamente en el uso anterior, ya
debería estar en esas condiciones.
2. Colocar la preparación sobre la platina sujetándola con las pinzas metálicas.
3. Comenzar la observación con el objetivo de 4x (ya está en posición) o colocar el
de 10 aumentos (10x) si la preparación es de bacterias.
4. Para realizar el enfoque:
a. Acercar al máximo la lente del objetivo a la preparación, empleando el
tornillo macrométrico. Esto debe hacerse mirando directamente y no a
través del ocular, ya que se corre el riesgo de incrustar el objetivo en la
preparación pudiéndose dañar alguno de ellos o ambos.
b. Mirando, ahora sí, a través de los oculares, ir separando lentamente el
objetivo de la preparación con el macrométrico y, cuando se observe algo
nítido la muestra, girar el micrométrico hasta obtener un enfoque fino.
5. Pasar al siguiente objetivo. La imagen debería estar ya casi enfocada y suele ser
suficiente con mover un poco el micrométrico para lograr el enfoque fino. Si al
cambiar de objetivo se perdió por completo la imagen, es preferible volver a
enfocar con el objetivo anterior y repetir la operación desde el paso 3. El objetivo
de 40x enfoca a muy poca distancia de la preparación y por ello es fácil que
ocurran dos tipos de percances: incrustarlo en la preparación si se descuidan las
precauciones anteriores y mancharlo con aceite de inmersión si se observa una
preparación que ya se enfocó con el objetivo de inmersión.
6. Empleo del objetivo de inmersión:
a. Bajar totalmente la platina
b. Subir totalmente el condensador para ver claramente el círculo de luz que
nos indica la zona que se va a visualizar y donde habrá que echar el aceite.
c. Girar el revólver hacia el objetivo de inmersión dejándolo a medio camino
entre éste y el de x40.
d. Colocar una gota mínima de aceite de inmersión sobre el círculo de luz.
e. Terminar de girar suavemente el revólver hasta la posición del objetivo de
inmersión.
f. Mirando directamente al objetivo, subir la platina lentamente hasta que la
lente toca la gota de aceite. En ese momento se nota como si la gota
ascendiera y se adosara a la lente.
g. Enfocar cuidadosamente con el micrométrico. La distancia de trabajo entre
el objetivo de inmersión y la preparación es mínima, aun menor que con el
de 40x por lo que el riesgo de accidente es muy grande.
h. Una vez se haya puesto aceite de inmersión sobre la preparación, ya no se
puede volver a usar el objetivo 40x sobre esa zona, pues se mancharía de
aceite. Por tanto, si desea enfocar otro campo, hay que bajar la platina y
repetir la operación desde el paso 3.
i. Una vez finalizada la observación de la preparación se baja la platina y se
coloca el objetivo de menor aumento girando el revólver. En este momento
ya se puede retirar la preparación de la platina. Nunca se debe retirar con
el objetivo de inmersión en posición de observación.
j. Limpiar el objetivo de inmersión con cuidado empleando un papel especial
para óptica.
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MANTENIMIENTO Y PRECAUCIONES
1. Al finalizar el trabajo, hay que dejar puesto el objetivo de menor aumento en
posición de observación, asegurarse de que la parte mecánica de la platina no
sobresale del borde de la misma y dejarlo cubierto con su funda.
2. Cuando no se está utilizando el microscopio, hay que mantenerlo cubierto con su
funda para evitar que se ensucien y dañen las lentes. Si no se va a usar de forma
prolongada, se debe guardar en su caja dentro de un armario para protegerlo del
polvo.
3. Nunca hay que tocar las lentes con las manos. Si se ensucian, limpiarlas muy
suavemente con un papel de filtro o, mejor, con un papel de óptica.
4. No dejar el portaobjetos puesto sobre la platina si no se está utilizando el
microscopio.
5. Después de utilizar el objetivo de inmersión, hay que limpiar el aceite que queda
en el objetivo con pañuelos especiales para óptica o con papel de filtro (menos
recomendable). En cualquier caso se pasará el papel por la lente en un solo
sentido y con suavidad. Si el aceite ha llegado a secarse y pegarse en el objetivo,
hay que limpiarlo con una mezcla de alcohol-acetona (7:3) o xilol. No hay que
abusar de este tipo de limpieza, porque si se aplican estos disolventes en exceso
se pueden dañar las lentes y su sujeción.
6. No forzar nunca los tornillos giratorios del microscopio (macrométrico,
micrométrico, platina, revólver y condensador).
7. El cambio de objetivo se hace girando el revólver y dirigiendo siempre la mirada a
la preparación para prevenir el roce de la lente con la muestra. No cambiar nunca
de objetivo agarrándolo por el tubo del mismo ni hacerlo mientras se está
observando a través del ocular.
8. Mantener seca y limpia la platina del microscopio. Si se derrama sobre ella algún
líquido, secarlo con un paño. Si se mancha de aceite, limpiarla con un paño
humedecido en xilol.
9. Es conveniente limpiar y revisar siempre los microscopios al finalizar la sesión
práctica.
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ACTIVIDADES DE LA PRACTICA DE
MICROSCOPIA
1.- Coloca las partes al microscopio e indica su función.
2.- ¿De que sistemas consta el microscopio? Menciónalos.
3.- ¿Cuáles son los pasos a seguir para el manejo del microscopio?
4.- ¿Qué cuidados debes tener con el microscopio?
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PRACTICA No. 3
ASEPSIA Y ANTISEPSIA
OBJETIVOS:




Conocer y manejar correctamente las técnicas de asepsia y antisepsia.
Diferenciar asepsia médica y asepsia quirúrgica.
Aprender la aplicación de las técnicas de aislamiento.
Manejar correctamente e indicar la s ventajas y desventajas de los distintos
métodos de esterilización.
MARCCO TEORICO:
Definición:
Asepsia: es la ausencia de microorganismos, un estado libre de gérmenes. Conjunto de
procedimientos que impiden la llegada de microorganismos a un medio, por ejemplo:
técnicas de aislamiento, etc.
Antisepsia: proceso de destrucción de los microorganismos contaminantes de los tejidos
vivos. Conjunto se procedimientos destinados a destruir a los gérmenes patógenos o no
patógenos, por ejemplo: antisépticos, etc.
Antisépticos: son antimicrobianos que sí se pueden aplicar en tejido vivo, pero sólo
localmente, de forma tópica, en piel y mucosas. Los antisépticos no pueden ser
administrados por vía parenteral u oral para tratar infecciones porque las dosis de
antisépticos a las cuales se obtiene un efecto antimicrobiano efectivo son altamente
tóxicas. Al ser sustancias que se utilizan en tejidos vivos requieren de propiedades
especiales. Las características ideales de un antiséptico son:
1. buen índice terapéutico: es la relación que existe entre la concentración
germicida y la concentración tóxica local y sistémica. Mientras menor es la acción
germicida y mayor la acción tóxica, mejor es el índice terapéutico.
2. más germicida que germistático
3. amplio espectro de acción (virus, esporas, hongos, protozoos y bacterias).
4. Efecto de inicio rápido y duración prolongada
5. Solución de baja tensión superficial para que penetre bien en todos las
irregularidades del tejido
6. activo frente a materia orgánica (pus o sangre en heridas infectadas)
Bactericida: agente capaz de destruir a las bacterias.
Bacteriostático: es todo agente que inhibe la reproducción de bacterias. Un agente
puede ser usado como bacteriostático o bactericida dependiendo de su concentración, el
tiempo de acción, etc.
Séptico: presencia de microorganismos patógenos en los tejidos vivos.
Infección: es la entrada y multiplicación de un agente patógeno en el organismo.
Detergentes: los detergentes son sustancias tenso-activas, que por sus propiedades
químicas favorecen el proceso de emulsión de las grasas en agua. Por ello se los usa
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como productos de limpieza ya que facilitan el desprendimiento y posterior eliminación de
la suciedad tanto de los objetos como de la piel.
Contaminado: se refiere a toda superficie, animado o inanimada, que se sabe aloja
microorganismos.
Desinfección de alto nivel: proceso de desinfección de destruye esporas
Desinfección terminal: proceso mediante el cual un área u objeto se desinfecta luego de
que ha ocurrido alguna contaminación.
Limpieza: reducción sustancial del contenido microbiano, sin que llegue a la desaparición
completa de los microorganismos patógenos
Funguicida: agente que destruye a los hongos
Esterilización: la esterilización es la destrucción total de todos los microorganismos,
incluso de las formas más resistentes como esporas bacterianas, virus no lípidicos y
hongos. Con el uso de los procedimientos físicos o agentes químicos.
Los métodos se esterilización son los siguientes:
1. Por calor:
 Seco:
a. Directo: flameado o incineración
b. Indirecto: aire caliente (Pupinel)
 Húmedo:
Físico
a. Calor húmedo discontinuo: tindalización
b. Vapor a presión: autoclave
2. Radiación Ionizante
 Gas óxido de etileno
Químico
 Glutaraldehido activado
Esterilización con calor seco: la acción bactericida del calor seco se debe a la oxidación
física d ruin procedimiento lento e coagulación de la proteína bacteriana por quemadura.
En ausencia de humedad se necesita una temperatura más alta, ya que en esta forma los
microbios son destruidos al absorber el calor. Pueden ser dos tipos:


Directa: flameado o incineración más utilizada en laboratorios y en algunos
hospitales pequeños.
Indirecto: aire caliente u horno de Pasteur con temperatura de 160ºC a 180ºC por
1 a 2 horas siendo el más eficaz y seguro el eléctrico.



Ventajas:
 El aire caliente penetra ciertos materiales que no se pueden esterilizar en el
autoclave
 Puede utilizarse en laboratorios para la esterilización de artículos de vidrio
 El calor seco da protección en esterilización de instrumentos delicados con punta o
filo al que dañaría el vapor
 El acero no se corroe o decolora


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
Desventajas:
 Se requiere más tiempo de acción, porque el aire penetra con lentitud y
uniformidad
 El tiempo y la temperatura varían según el tipo de material
 La sobre exposición puede dañar algún producto
 Destruye telas o material de caucho
Esterilización con calor húmedo: el calor húmedo es la forma de vapor saturado a
presión es eficaz para la destrucción de todas las formas microbianas, incluso espora. La
muerte de las bacterias es causada por la desnaturalización y coagulación de su proteína
o su sistema intercelular enzima-proteína. Estas reacciones son catolizadas por medio del
agua. Estas pueden de dos tipos:

Calor húmedo discontinuo: algunos medios de cultivo que contiene carbohidratos
como la gelatina, leche, etc. no soportan temperaturas elevadas y se realiza
mediante los siguiente procedimientos:
1. Tindalización: hace uso del calor húmedo, para una buena esterilización
se debe realizar a 100ºC por ½ hora (por tres veces discontinuas) durante
1 día.
2. Ebullición: es el paso de un líquido al estado de vapor. El agua en
ebullición representa en forma eficaz y práctica de proporcionar una
desinfección de alto nivel de instrumentos y guantes que entren en
contacto de las membranas mucosas, si bien al hervirlos por 20 minutos se
aniquilan todas las formas vegetativas de las bacterias, los virus, las
levaduras y los hongos, pero no destruye a las esporas.
3. Pasteurización: elimina a todos los microorganismos no esporulados se
puede variar las temperaturas por ejemplo: 62ºC por 30 min; 70ºC por 15
min. Se utiliza para preservar alimentos como ser leche, cerveza.


Vapor a presión: conocido como autoclave, que posee todos los requisitos
indispensables como grados de temperatura y tiempo de exposición, que junto con
el tamaño del autoclave y el flujo del vapor, la densidad y el tamaño de la carga en
la cámara aumentan la tasa se muerte de los microorganismos, en una
temperatura de 121ºC – 132ºC durante 15 minutos o más.
Ventajas:
 Es más fácil segura y eficaz
 El uso del vapor es el procedimiento más rápido, el ciclo total de tiempo es más
corto
 Es más barato y de obtención más fácil
 La mayoría de las autoclaves poseen controles automáticos y dispositivos de
control
Desventajas:
 Se requiere mucho cuidado en la preparación y confección de bultos, en la carga y
manejo del autoclave, así como el secado de los artículos
 Los artículos a esterilizar deben estar limpios, sin grasa ni aceite
 El vapor tiene que estar en contactó directo con todas las partes de los artículos
 Los ciclos de tiempo se ajustan según el tipo de material y tamaño de la carga
 El vapor puede no ser puro
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Esterilización por radiación: la ionización por radiación genera iones al liberar
electrones de los átomos, estos se desprenden violentamente con átomos adyacentes y
se une a ellos, o bien se desprenden del segundo átomo. La energía liberada se
transforma en energía térmica o química la cual causa la muerte de los microorganismos
al romper la molécula del ADN e impide la división molecular y la propagación de la vida.
Las principales fuentes de radiación ionizante son las partículas Beta y rayos gamma.

Ventajas:
 Penetra la morí parte de todos los materiales para esterilizarlos con confiabilidad
 Es el método de esterilización más eficaz
 No genera radiación residual
 Penetran en objetos grandes y voluminosos
Esterilización por gas oxido de etileno: este es un gas incoloro, soluble en agua y en
solventes comunes, se emplea para esterilizar objetos sensibles al calor, este proceso es
relativamente lento. El poder bactericida depende de la concentración del mismo gas,
temperatura, humedad y tiempo de exposición. La actividad esporicida se produce por
aniquilación de los grupos terminales hidroxilo, carboxilo, amino y sulfridrilo.

Ventajas:
 Es un buen sustituto eficaz cuando los artículos no pueden ser esterilizados por
calor
 Es anticorrosivo y no daña el material
 Penetra totalmente todo el material poroso
 No deja película sobre los instrumentos
 Desventajas:
 Es un proceso complicado por lo que se debe usarse indicadores biológicos
 La esterilización lleva más tiempo, es un proceso lento y largo
 Necesita equipo especial y costoso
 Puede formar productos secundarios tóxicos
 Necesita ser ventilado por lo menos 24 horas
 Por frecuentes esterilizaciones pueden formar y aumentar residuos totales de gas
en artículos porosos
 En contacto con la piel produce vesículas y aún quemaduras
 Si se inhala puede ser irritante para las mucosas
Esterilización por glutaraldehido: la solución acuosa de glutaraldehido activado y
amortiguado al 2%, destruye a los microorganismos por desnaturalización de la proteína.
Es preferida para esterilizar instrumentos que no pueden esterilizarse al vapor o no se
cuenta con otro método de esterilización.





No es absorbible por caucho ni plástico
Es poco volátil de modo que puede reutilizarse
Es eficaz a la temperatura ambiente
Es anticorrosivo, no mancha y eficaz para esterilizar instrumentos
Tiene una tensión superficial baja
Ventajas
Amplio espectro
Grado de desinfección
esterilizante
nivel alto
nivel bajo
Tiempo de inmersión
12 horas
30 min
10 min
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
Desventajas:
 Puede ser irritante, por lo tanto se debe enjuagar exhaustivamente con agua
estéril
 Es una solución con olor
 Es costoso
Desinfección: es el uso de procedimientos físicos o químicos para destruir a la mayoría
de los microorganismos: bacterias y otros microorganismos relativamente resistentes por
ejemplo mycobacterias, virus lipídicos, hongos.
Desinfectantes: son sustancias químicas capaces de destruir un germen patógeno que
debido a su alta toxicidad celular se aplican solamente sobre tejido inanimado, es decir
material inerte.
Según el grado de desinfección tenemos:
1. desinfección de nivel alto
2. desinfección de nivel intermedio
3. desinfección de nivel bajo
Tipo
Desinfección de nivel alto
Desinfección
de
intermedio
Desinfección de nivel bajo
Agentes que no elimina
Fármaco
algunas esporas
Formalaldehido
Glutaraldehido
Hipoclorito de sodio 1%
nivel esporas
Alcohol etílico 70%
Esporas, TBC, VIH y Compuestos de amonio
VHB
Cuaternario
Principales
antisépticos
desinfectantes:
y
DG6-SOLUCION: Detergente, germicida, funguicida. Moderno y poderoso germicida
desinfectante, ha demostrado una actividad 120 veces más rápida que las sales de
mercurio y 50 veces más eficaz que el fenol, yodo, alcohol, formol, etc. Aparte de destruir
los microbios es muy activo contra las formas fungosas (pie de atleta), penetra profunda
mente en los intersticios de la piel y alcanza los gérmenes aislados en las zonas ocultas;
sigue actuando por su efecto residual luego de su largo lapso de su aplicación no tiene
olor, no es cáustico, no mancha la piel ni ropa, no es tóxico a diluciones habituales.
AGUA OXIGENADA (H2O2): Es un antiséptico de amplio espectro germicida, pero tiene la
gran desventaja que es inactivado rápidamente por los tejidos mediante la enzima
catalasa. Usos:
 Se utiliza en heridas profundas por dos motivos: el O2 liberado del catabolismo es
tóxico para las bacterias anaerobias que frecuentemente afectan este tipo de
heridas y, además es útil ya que ayuda a eliminar detritus celulares y tejidos
desvitalizados que favorecen la infección. La acción del agua oxigenada es a
través de la formación de radicales libres.
CLORHEXIDINA: Es un antiséptico de la piel de uso más limitado en consultorios y
hospitales debido a su costo, utilizándose más en clínicas privadas.
Es un antiséptico de bajo espectro de acción, actuando exclusivamente sobre bacterias,
Gram (+) y Gram (-), aunque hay cepas de pseudomona que pueden ser resistentes. No
es viricida ni tampoco esporicida, sin embargo es capaz de inhibir su germinación.
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Las ventajas que justifican el uso de clorhexidina son la acción germicida rápida y su
duración prolongada gracias a que esta sustancia tiene gran adhesividad a la piel, tiene
un buen índice terapéutico y al combinarlo con alcohol al 70% su acción germicida
aumenta. Usos:
 Gluconato de Clorhexidina en solución acuosa con detergente: se utiliza en
limpieza pre-operatoria de piel, en cirugía plástica y en pacientes alérgicos al yodo.
 Clorhexidina al 0,5% en etanol al 70%: se usa para el lavado de manos
YODO: Existen dos tipos de soluciones que contienen yodo. En primer lugar las
soluciones de yodo propiamente tales que son dos, el alcohol yodado (0,1 gr de yodo en
100 ml de alcohol al 70%) y la tintura de yodo (1 gr de yodo en 100 ml de alcohol etílico al
70%). El segundo tipo es un yodóforo, la povidona yodada al 10%. Un yodóforo es un
complejo en que el yodo está unido a una molécula orgánica y se va liberando
progresivamente a la solución. El primer grupo corresponde a soluciones alcohólicas de
yodo y la segunda es una solución acuosa del ión.
Los 3 tipos mencionados tienen la misma acción germicida. Su acción antiséptica se
clasifica entre nivel alto y el nivel intermedio. Son letales en minutos para las bacterias,
hongos, virus, protozoos, quistes amebas y esporas. Sin embargo, frente a esporas secas
requiere de un mayor tiempo de exposición (horas). El yodo es mucho mejor antiséptico
que el alcohol. El alcohol yodado es la forma de alcohol que se usa con mayor frecuencia
debido a su potenciación.
Respecto al uso, para la antisepsia profiláctica de piel y el lavado de manos se usa el
alcohol yodado y la povidona, mientras que para la limpieza de heridas y de mucosas se
utiliza la povidona exclusivamente. El alcohol en estos casos es muy irritante.
Los antisépticos yodados tienen la ventaja de ser baratos.
ALCOHOL ETILICO O ETANOL70%: Una condición particular del etanol es que sí se usa
como antiséptico en una solución pura, al 100%, carece casi por completo de acción
germicida. Esto se debe a que el etanol actúa precipitando las proteínas del germen
exclusivamente en medio acuoso. El alcohol debe estar diluido para tener efecto. La
clínica ha demostrado que la solución germicida más efectiva es el alcohol al 70%.
Soluciones más concentrados que se venden en el comercio tienen menor efectividad.
El etanol 70% es un desinfectante de nivel intermedio. Es letal para bacterias incluyendo
el bacilo de Koch, es un irregular fungicida y viricida, y no actúa sobre las esporas. El
alcohol etílico tiene un uso limitado, particularmente como antiséptico profiláctico en la piel
previo a la introducción de agujas. Sin embargo, para obtener los resultados germicidas
esperados, deberíamos esperar 2 minutos como mínimo (latencia de acción). El alcohol
es un buen antiséptico pero no es el mejor. No debe ser administrado en heridas ya que
es irritante.
Otra característica del etanol es que al combinarlo con antisépticos de otro grupo se
potencia su acción germicida.
Bibliografía:
1. Tiejten Lynda Prevención de las Infecciones
2. Atkinson Lucy Técnicas de Quirófano Nueva Editorial Interamericana S.A. México 1993
3. Dugas Beverly Tratado de Enfermería Práctica Nueva Editorial Interamericana México
1999
19
ACTIVIDADES DE LA PRACTICA DE
ASEPSIA Y ANTISEPSIA
1.- ¿Cuáles son los métodos de esterilización?
2.- Cuál es la definición de los siguientes términos:
 Asepsia:
 Esterilización:
 Fungicida:
 Bacteriostático:
 Antisepsia:
 Detergentes:
3.- ¿Cuáles son los grados de desinfección y que agentes son eliminados en cada
grado?
4.- Realiza los dos tipos de lavado de manos tanto quirúrgico y médico; ¿y en que
caso se realiza cada uno?
5.- ¿Cuántos tipos de calzado de guantes existen, menciónalos y posteriormente
demuéstralo?
20
PRACTICA No. 4
MANEJO DE MUESTRAS
OBJETIVO GENERAL:
Los estudiantes de laboratorio aprenderán y pondrán en práctica las técnicas
correctas para una buena extracción, manejo y trasporte de muestras.
OBJETIVOS ESPECÍFICOS:
Los estudiantes serán capaces de:
 Saber que tipo de muestras es necesario y como de obtiene para el estudio
microbiológico de las distintas patologías.
 Conocer los métodos de obtención de las muestras mas caracterizadas como
(orina, heces, exudados).
 Conocerán como se trasportan las muestras, y los métodos que dispone para
ello.
 Indicar que tipo de muestras y sustancias orgánicas pueden ser extraídos
para la muestra.
 Referir el tipo de muestras que se solicitan y para que estudios son utilizados.
MATERIAL:
 Dos pares de guantes
 Jeringas de 5 o 3cc.
 Dos baja lenguas y una linterna.
 Cuatro hisopos ( cotonetes)
 Un par de porta y cubre objetos ( para la muestra de esputo y de heces).
 Torundas secas y con alcohol.
Cinta adhesiva (para la muestra de oxiuriasis).
 Frascos colectores de esputo. Frascos estériles y limpios para muestras de
orina y heces Bisturí. Termo con paquetes fríos
 Algodón e hisopos
 jabón o jaboncillo abundante agua y toallas
DEFINICION:
La toma de muestra es el conjunto de procedimientos destinados a obtener una parte
representativa cualitativamente y cuantitativamente a partir de un todo, en nuestro caso,
el paciente, es el medio ambiente.
21
CONSIDERACIONES GENERALES PARA LA TOMA DE MUESTRA:
1. Debemos saber QUE vamos a tomar como muestra (esputo, sangre, etc.)
2. PORQUE vamos a tomar la muestra (con fines de diagnostico, investigación)
3. COMO vamos a tomar la muestra (punción, raspado, etc.)
4. DONDE vamos a tomar la muestra (piel, faringe, etc.)
5. CUANDO vamos a tomar la muestra (ayuno, etc.)
CARACTERÍSTICAS DE UNA MUESTRA:
1.
2.
3.
4.
5.
6.
Ser obtenida del lugar donde asiente la patología.
Generalmente tomada de los bordes de la lesión.
Ser cualitativamente optima para su estudio.
Alcanzar cuantitativamente un volumen razonable
En la mayoría de los casos ser de emisión reciente.
En algunos casos haber sido obtenida cuando el paciente esta atravesando
determinadas instancias evolutivas de su patología.
7. Obtenida siguiendo criterios anatómicos y funcionales.
8. Perfectamente envasada, evitando recipientes que potencialmente puedan
producir contaminaciones accidentales.
9. Enviada inmediatamente al laboratorio para su estudio o si tiene que
transcurrir algún tiempo será enviada en recipientes especiales o en medios de
cultivo de transporte.
10. Obtenida con material esterilizado y en condiciones de
asepsia.
PROCEDIMIENTO PARA LA TOMA DE MUESTRAS:
El frasco en el aislamiento de un germen se debe, más a menudo, a una mala toma de
muestras o a deficiencias en el transporte de las mismas que a unos fallos en las técnicas
de cultivo. Por ello, es muy importante la estudiante que vaya a realizar la toma de
muestras esté bien informado d las normas a seguir.
Instrucciones generales y especificas a seguir para lograr una buena toma de muestras.
1. La toma de muestras debe realizarse antes de iniciar el tratamiento con
antimicrobianos, ya que este interfiere en la observación directa del germen, así
como en posterior aislamiento del mismo en los medios de cultivo.
2. La toma de muestras debe realizarse en los lugares donde sea más probable es
encontrar el microorganismo con la menor contaminación externa posible.
3. Recoger la muestra en el estadio de la enfermedad más apropiado.
4. Las muestras deben recoger es cantidades suficientes para permitir un examen
completo; deben colocarse en recipientes estériles y remitirse lo más pronto
posible el laboratorio.
5. Es un requisito indispensable que el laboratorio recibe la suficiente o técnicas
adecuas.
6. El personal debe rechazar las muestras que no se han recogido de forma
adecuada y los especialistas deben apoyar esta actitud.
22
7. Recordando:
 La toma de muestras debe realizarse antes de iniciar el
tratamiento antimicrobiano.
 Es muy importante seguir las normas necesarias
para evitar la contaminación externa.
 La cantidad debe ser suficiente y es fundamental que se utilice un
recipiente.
CLASIFICACION DE
LA TOMA DE MUESTRAS:
Se clasifican en:
 MUESTRAS SUPERFICIALES
 MUESTRAS DE CAVIDADES
 MUESTRAS ESPECIALES.
 MUESTRA SUPERFICIALES:
Aquí consignamos a las muestras de la piel, pelo, uñas.
1. PIEL: Tenemos dos posibilidades de obtener la muestra, ya sea procediendo
a alzar a los gérmenes con el asa bacteriología, por simple raspado ligero o con la
ayuda de bisturí proceder a raspar algo energéticamente los bordes de la lesión, de
manera no solo obtendremos los microorganismos sino también las capas superficiales
de la piel, esto es provechoso en el caso de ciertas determinaciones.
Finalmente puede ser que en determinados casos se pretenden nódulos los cuales
están por debajo de la piel, siendo más palpable que visibles; en este caso procedemos
también a raspar con el bisturí el lugar de la lesión llegando hasta el nódulo de manera
que una vez obtenida la pulpa, esta puede ser procesada y así llegar a observar al
microbio.
2. PELO: También hay dos posibilidades, la primera cuando los gérmenes se
hallan localizados en el folículo piloso, en este caso será suficiente proceder a raspar la
región con el asa bacteríol6gíca previo de la zona con agua destilada, también se podrá
arrancar el pelo a fin de aislar al germen a partir del folículo piloso.
La segunda posibilidad se vera cuando el tallo del pelo este atacado (micosis) en esta
situación procederá acortar el pelo para su observación o posterior procesamiento en
cultivo.
3. UÑAS: Se utilizan dos técnicas, de acuerdo al sitio atacado. La primera se
utiliza cuando la lesión asienta en el lecho ungueal, en esta
técnica desplazamos el
asa bacteriológica, previo lavado de la región con agua destilada por el lecho ungueal con
un solo trazo firme y seguro.
Si la uña se halla atacada por microorganismos (hongos) entonces procedemos a cortar
ayudados de un bisturí a fin de continuar luego con el cultivo y el diagnostico a través de
la microscopia.
23
 MUESTRA DE CAVIDADES:
Consignamos
las muestras de mucosas, conducto auditivo
externo, esputo, orina, heces fecales.
1. MUCOSAS.- El instrumento que sirve de como denominador en la obtención de
estas muestras es el hisopo, es decir un aplicada de madera que posee es uno de sus
extremos un engrosamiento de algodón y que obviamente debe ser esterilizado. Si vamos
describiendo las mucosas de arriba hacia abajo, encontramos lo siguiente:
2. MUCOSAS CONJUNTIVAL.- Usamos un hiposo estéril aunque algunas
escuelas prefieren utilizar el asa bacteriológica, luego ubicamos la conjuntiva infectada o
aquella que presente mayor exudado si la muestra a nivel del ángulo interno del ojo
afectado. El hisopado debe ser cuidadoso y suave para rió producir mayor traumatismo.
3. MUCOSA NASAL.- De igual forma utilizamos un hisopo si la lesión es visible a
simple vista procedemos entonces a obtener la muestra, si la lesión es mucho más
interna. Entonces será necesario que un especialista la obtenga con instrumental que
nosotros ya no poseemos. Hay otras oportunidades en que es preciso utilizar un cincel
delgado y largo que podemos fabricar a partir de un sujetador de papel (clip) el cual es
convertido en alambre rectilíneo y posteriormente aplastando uno de los extremos
obtendremos un pequeño cincel, con el cual y una vez esterilizado procedemos a raspar
lesiones sospechosas.
4. MUCOSA ORAL.- En esta cavidad es sencillo tomar cualquier nuestra pues
tenemos gran visibilidad Allí podemos observar donde se localizan una lesión y
posteriormente utilizando el hisopo llevar a cabo la toma de muestra. Por otra parte para
fines de investigación podemos escoger cualquier segmento de la mucosa oral puesto,
que esta posee una flora variada de microorganismos.
5. MUCOSA GENITAL FEMENINA.- Aun debemos considerar dos posibilidades
más y son aquellas que se presentan en el caso de una mujer con himen intacto y otra
que haya tenido contacto sexual. En la mujer con himen intacto tan solo debemos
esperar que las secreciones se viabilicen al exterior para así ser obtenidas.
En la mujer desflorada utilizaremos el especulo es decir dos valvas que una vez
introducidas en el canal vaginal pueden ser separadas a voluntad, brindándonos de esta
forma un campo de acción y observación ideales luego procederemos a hisopar las
regiones escogidas, haciendo hincapié en las vecindades del orificio cervical externo,
pues allí se acumularan las secreciones.

MUESTRAS ESPECIALES. ESPUTO.- El esputo es la colección de secreciones patológicas provenientes del
árbol traqueo-bronquial. La muestra podemos obtenerla a través de diferentes técnicas,
entre las cuales citaremos las más importantes:
1. FORMA NATURAL DE ELIMINACIÓN DEL ESPUTO: Esta es la técnica más
utilizada, se aplica a pacientes que pueden entender y aplicar las instrucciones que se
les dé.
24
Entregamos al paciente un recipiente especial para esta muestra y le indicamos que al
despertara proceda a realizar un enjuague bucal con un antiséptico, luego debe
proceder a expectorar directamente dentro de recipiente, llegando a acumular por lo
menos tres esputos (flemas).
Posteriormente se sierra herméticamente el envase y deberá ser enviado a laboratorio
debidamente rotulado (nombre completo, edad y sexo) además de la numeración
correspondiente y fecha.
2. LAVADO GÁSTRICO.- Esta técnica se práctica en pacientes que no van ha
poder realizar lo anterior, los niños (por que degluten el esputo), ancianos, enfermos
mentales finalmente mujeres (por que también degluten el esputo.
3. LAVADO TRAQUEAL.- Esta técnica consiste en instalar suero fisiológico tibia
hacia el árbol traqueo- bronquial de manera que provoquemos el acceso de tos al
despertar o excitar ese reflejo, en esa circunstancia debemos estar bien protegidos con
barbijo, gorro, mandil y guantes.
4. FORMA POSTURAL.- Este método también es útil en pacientes que no
pueden eliminar en forma espontánea la muestra.
Procedemos a colocar al paciente en decúbito ventral sobre una camilla (o cualquier
superficial que cumpla la misma función ) con una almohada debajo de ala región
abdominal finalmente la cabeza queda colgado en una de los extremos la camilla al
igual que los brazos lateralmente: de esta forma por simple acción de la gravedad la
secreciones se viabilizaran al exterior, directamente al recipiente
 RECOGIDA DE ORINA. - La toma de muestras se realizará en un frasco estéril que
no deberá abrirse antes de la recogida.
La recogida de orina puede realizarse de tres formas:
1. RECOGIDA DE LA PORCIÓN MEDIA DE LA MICCIÓN.- Es aconsejable que
la orina recogida sea de la primera hora de la mañana. El paciente debe lavarse
meticulosamente los genitales externos con agua y jabón enjugándose finalmente con
agua limpia. Iniciará la micción despreciándose la primera parte. A continuación, y sin
detener la micción, debe recogerse la segunda mitad de la misma en un frasco estéril de
unos 20, 35 m1 evitando tocara el interior o borde de 1 frasco.
2. SONDAJE VESICAL 0 PUNCIÓN DE SONDA.- El sondaje vesical debe
utilizárselo menos posible yaque con lleva el riesgo de provocar una infección por
introducir microorganismos del exterior. Se efectuara en condiciones de rigurosa asepsia
y por personal cualificado.
El enfermo portadores de sonda permanente debe recogerse la muestra a trabes de la
sonda y nunca directamente de la bolsa.
3. PUNCION SUPRAPÚVICA.- Esta técnica permite extraer la orina directamente
de la vejiga mediante una jeringa con aguja asegurando una muestra libre de
contaminaciones. Este método puede realizarse con muy poco riesgo en lactantes, niños
y adultos con vejiga llena.
25
Dado que la orina es un excelente medio de cultivo para la mayor parte de las
bacterias, la muestra debe refrigerarse inmediatamente después de la extracción.
A 40º C el recuadro de bacterias permanece constante durante 24 horas.
4. TÉCNICA DE RECOLECCIÓN EN 24 HORAS.- Se usa cuando la patología
esta situada en los riñones. Consiste en recolectar durante 24 horas toda la orina
eliminada de manera que aumentemos las posibilidades de coleccionar el agente
etiológico.
Características del recipiente para recolectar orina.
a. La capacidad mínima es de 250 cc.
b. Debe poseer boca ancha.
c. Debe poseer sistema de rosca y tapa que asegure con este sistema.
d. Debe ser estéril.
e. Debe ser construido de material susceptible de esterilización.
f. De preferencia será transparente a fin de observar ciertas características
macroscópicas.
g. Tiene que consignar el nombre, edad, sexo del paciente, además de la
fecha y el correspondiente número de registro.
 HECES FECALES.- Tenemos dos posibilidades: heces diarreicas y heces sólidas.
1. HECES DIARREICAS.- En este caso obtenemos un volumen similar al de
una cuchara sopera lo que más o menos viene a ser una cantidad de 10 cc. Estas
muestras deben procesarse dentro de un margen de tiempo prudencial pues al
acidificarse muchos gérmenes patógenos se lisan.
2. HECES SÓLIDAS.- Se toma un volumen similar al de una pepa de durazno.
Características del recipiente para recolectar heces fecales.
a. La capacidad mínima es de 30 ml
b. Debe poseer sistema de rosca y tapa que asegure con este sistema, o en
su defecto un tapón que asegure herméticamente.
c. En lo posible debe ser estéril, aunque se puede utilizar un envase bien
lavado.
d. Podrá ser construido de material susceptible de esterilización,
(polipropileno, policarbonato, vidrio)
e. No debe ser fabricado de cartón pues deshidrata la muestra. En último
caso se podrá utilizar recipientes de cartón parafinado.
f. Tiene que consignar el nombre, edad, sexo del paciente, además de la
fecha y el correspondiente número de registro.
26

MUESTRAS ESPECÍFICAS
1. EXTRACCIÓN DE SANGRE PARA CULTIVOS: La técnica de extracción consta
de una serie de pasos que deben rigurosamente, con objeto de reducir al máximo
el riesgo de contaminación.
▪
Colocar una ligadura en el antebrazo.
▪
Escoger la vena tocando la piel antes de la desinfección.
▪
Limpiar la piel con alcohol (70%) sobre el sitio de la venopuntura en un
área se unos 5 cm frotando vigorosamente.
▪
Aplicar yodo-povi dona (2 %) desde el centro hacia afuera, hasta haber
saturado todo el circulo. Se dejara que el yodo se seque, durante un
minuto como mínimo, Este tiempo es fundamental y se debe cronometrar.
▪
Si después de desinfectada, el flebotomista debe tocar la piel, deberá
desinfectarse los dedos que va a usar para la palpación o bien utilizar
guantes estériles.
▪
Se insertara la aguja en la vena a y se realizara la extracción. Se
cambiaran las agujas antes de inyectar la sangre en las botellas de
cultivo.
▪
Después e retirar la aguja, la piel del paciente se desinfectara otra ves
con alcohol al 70% , ya que muchos enfermos son sensibles al yodo.
▪
Una ves inoculadas, las botellas de hemocultivos deben remitirse
inmediatamente al laboratorio para iniciar lo más pronto posible su
procesamiento.
No es aconsejable extraer sangre a través de una derivación 0 catéter, ya que estos
dispositivos pueden estará colonizados por bacterias que no están presentes en la
sangre el paciente por lo tanto, estos hemocultivos podrían dar resultados falsos
positivos.
También se aconseja realizar la toma por debajo de las tubuladuras intravenosas ya que
la sangre tomada por encima e ella estará diluida por el líquido transfundido.
Se recomienda 3 muestras en 24 h con un intervalo entre ellas superior a 1 h.
Sin embargo se acepta 2 o 3 extracciones separadas 30 min. Cada 24h, para cada
hemocultivo, se extraerán lO ml de sangre y se inoculará a partes iguales en dos frascos
(5ml en cada uno) uno para aislamiento de gérmenes aerobios y otro para anaerobios.
27
2. LIQUIDO CEFALORRAQUÍDEO: Esta muestra se obtiene a partir de una punción
lumbar que se practica entre el 3er. Y 4to. Espacio intervertebral lumbar.
Esta es una técnica práctica operatoria y se la debe realizar con todos los cuidados
necesarios teniendo en cuenta las contraindicaciones.
La cantidad necesaria es de 3 - 5ml. y siempre se debe realizar un estudio microscópico
antes de entrar al estudio microbiológico. La presión más importante es de procesar el
liquido cefalorraquídeo dentro de un margen de tiempo mínimo desde la toma de
muestra, pues muchos gérmenes se lisan transcurrido cierto tiempo; dándonos de esta
manera un resultado negativo.
3. MUESTRA CAPILAR: técnicas.
 Realizar la antisepsia del lugar elegido (lóbulo de la oreja, pulpejo del dedo
anular, planta del pie en lactantes.
 Funcionar con rapidez y firmeza de tal manera que ingrese toda la punta de la
lanceta.
 Descartar la primera gota.
 Recoger la sangre que fluye libremente llenando las tres cuartas partes del
capilar.
 Presionar suavemente el lugar de punción con un algodón empapado en alcohol.
 La punción cutánea o capilar se emplea para:
• Frotis
• Micro hematocrito
• Grupo sanguíneo
• Recuento de lóbulos blancos
• Y otros.
CONCLUSIÓN.- No solo se puede obtener de los segmentos mencionados, en
determinado momento cualquier región del cuerpo humano se presta a ser tributarla de
este procedimiento.
28
EJERCICIOS DE EVALUACIÓN (Extracción de muestras)
1.- ¿Qué características debe tener una muestra indique 6?
R………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………
2.- ¿Por qué es importante obtener la muestra con material estéril y con asepsia?
R..............................................................................................................................................
................................................................................................................................................
................................................................................................................................................
................................................................................................................................................
.......................................................................................................................................
3.- ¿Por qué es importante refrigerar la muestra de orina inmediatamente después
de la extracción?
R………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………
4.- ¿Cuáles son las características del frasco para recolectar la orina?
R…………………………………………………………………………………………………….
…………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………
………………………………………………………………………………………….........
5.- ¿Cuál de las siguientes muestras no deben guardarse en la nevera cuando se
requiere realizar un cultivo microbiológico? Subraya la respuesta y justifícala.
a) Esputo
b) Orina
c) Liquido céfalo raquídeo
d) Heces
Porque………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………
6.- ¿Para qué estudio se emplea la punción cutánea o capilar?
R………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………
29
7.- ¿De que espacio intervertebral se obtiene la muestra del Líquido Céfalo
Raquídeo y porque?
R………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………
………………………………………………………………………………………………
8.- ¿Qué pasa con las heces cuando se las deja mucho tiempo sin refrigerarse y sin
conservantes?
R………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………
………………………………………………………………………………………………
9.- ¿Por qué no es aconsejable extraer sangre de una derivación o catéter?
R ……………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………
10.- ¿Qué medidas de seguridad debe tener la persona que recolecta cualquier tipo
de muestra y porque?
R …………………………………………………………………………………………………….
…………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………
………………………………………………………………………………………………....
30
PRACTICA No. 5
TINCIONES
OBJETIVO GENERAL:
Los estudiantes de laboratorio aprenderán y pondrán en práctica las técnicas
correctas de las tinciones y su importancia.
OBJETIVOS ESPECÍFICOS:
1.- Conocer la morfología de los elementos en sangre aquellos que son normales y los
producidos por patologías.
2.- Aprender la técnica de extensión realizando la gota gruesa y un extendido delgado
para la observación del parásito.
3.- Conocer los parásitos de la sangre en caso de Malaria.
4.- Conocerla técnica de tinción de Leishman.
5. Conocer las causas que puede dar error en
una tinción.
DEFINICIÓN.Las tinciones fueron desarrolladas filogenéticamente para poder diferenciarlos tipos de
elementos existentes en el torrente sanguíneo como ser Glóbulos Rojos, Glóbulos
Blancos, Plaquetas y todos los elementos que puedan existir de acuerdo a las
enfermedades presentes.
MATERIAL..
.
.
-
Dos varillas de vidrio
Frasco Lavador
Cronómetro
Gradilla para secarlos porta objetos
Porta objetos
REACTIVOS.Colorante de Leishman
Buffer o Agua ale alcalina
FUNDAMENTO.Las Tinciones Hematológicas, se fundamenta en la coloración de los elementos formes
de la Sangre.
Elementos Celulares: a) Glóbulos Rojos o eritrocitos
b) Glóbulo s Blancos o leucocitos
c) Plaquetas o Trombocitos
Las células de la sangre tienen un origen común en la médula ósea de los huesos.
31
Tanto los Glóbulos Rojos como Blancos y Plaquetas provienen de una calda
pluripotencial llamada Stem-Cell, o célula troncal las que por acción de diferentes
hormonas y respondiendo a las necesidades del organismo progresan en varias Iíneas
de diferenciación.
Los Glóbulos Rojos.- Son elementos más abundantes en la sangre circulante y le dan
su característico color rojo se produce en la medula ósea y salen a la circulación en
forma de discos bicóncavos sin núcleo.
La función primordial del Glóbulo Rojo es transportar el Oxígeno.
Los Glóbulos Blancos o Leucocitos.- Los leucocitos son células encargadas de la
defensa contra las infecciones cuando hay una agresión de un agente patógeno los
leucocitos acuden al lugar de la agresión y destruyen al invasor secretando sustancias
que los inhiben (anticuerpos) o digiriéndolos (Fagocitosis) o por último destruyéndolos
por contacto (Cito toxicidad)
Los leucocitos se dividen en tres clases diferentes, a pesar de derivar de una célula
común en la médula ósea.
Estos tres tipos diferentes de leucocitos son:
a) Granulocitos  Neutrófilos, Eosinófilos y Basófilos
b) Monocitos
c) Linfocitos  Linfocitos B
 Linfocitos T
El número normal d e leucocitos son: de 6000 a 8000 por
mm3
Plaquetas.- Son células muy pequeñas sin núcleo que provienen de la médula ósea,
tiene una vida media de 7 días y su tamaño es de 2 a 4 micrones.
Los colorantes colorean el elemento ingresando a través de la pared celular adquiriendo
una coloración característica, tanto el núcleo en caso de un glóbulo Blanco, coloreando
también la Hemoglobina o los elementos que se puedan formar dentro de los eritrocitos.
En caso de la coloración de Bacilos cada colorante tiene su principio y colorea de
acuerdo a las características de membrana de cada bacilo que se especifica en la
práctica respectiva.
Existen además soluciones decolorantes que permiten en una misma placa diferenciar
dos tipos de Bacterias.
PROCEDIMIENTO.1.-Preparar un extendido de Sangre en caso decoloración Hematológica esto consiste en
una capa delgada, única, de células sanguíneas. Esto facilita la observación de las
características morfológicas de los de los parásitos presentes en los glóbulos rojos.
32
Depositar la gota en un extremo y con un extensor poner en ángulo de 45º realizar el
extendido.
2.- Realizar la gota gruesa realizando la desfibrinaci6n para deshemoglobinizar y nos
permita ver mejor el hematozoario.
3. - Cabe mencionar que la placa se fija con el metanol existente en el colorante.
4.- Depositar el colorante sobre la placa cubriendo en su totalidad
5.- Homogeneizar el colorante soplando la placa por el lateral de la misma.
6.- Cronometrar el tiempo exacto que la técnica prescribe por el lapso de 4 minutos.
7.- Dejar caer unas 4 a 5 gotas de agua alcalina o buffer homogenizar soplando la placa
por uno de los laterales.
8.- Dejar por el lapso de 12 minutos.
9.- Lavar con abundante agua para eliminar los excesos de colorante.
10.- Dejar secar el extendido ya teñido
11.- Examinar al microscopio.
INTERPRETACIÓN.Los parásito s de la Malaria toman con la coloración de Leishman en la gota gruesa y en
el extendido, que permite el reconocimiento del tamaño y forma del parásito.
La identificación de la especie y del estadio se basa, principalmente, en el aspecto del
núcleo y del citoplasma del parásito:
▪
▪
El núcleo del parásito (la cromatina) es generalmente redonda y se
colorea de un rojo intenso (rojo grosella).
El citoplasma tomas diferentes formas, desde una forma de anillo a
una totalmente irregular, y se colorea siempre de color azul violáceo
o cielo, aunque la totalidad puede variar ligeramente.
Para el reconocimiento de la especie y el estadio de los plasmo dios, el extendido
permite observar mejor las características del parásito, aunque a veces se pueda hacer
diagnostico de especie de la gota gruesa.
RESULTADOS.El resultado debe dar una descripción detallada de los elementos o gérmenes que
se pueda observarlos mismos deben ser supervisados por un Bioquímico en dichos
resultados se debe hacer constar:
1.- Morfología de los elementos en sangre
2.- Indicar la presencia del hematozoario como SPP
3.- Indicarla cantidad de los G. Rojos, G. Blancos, Plaquetas por recuento en
100 elementos.
33
CAUSAS DE ERROR.- Frotis muy grueso
- Frotis teñido antes de fijar
- Colorante no filtrado (precipitando cristales)
- Colorantes muy concentrados.
Tinción ácido-alcohol resistente
bacilo de koch







Microscopio
Portaobjetos
Cubreobjetos
Asa de siembra
Cubeta de tinción
Cultivo bacteriano
Pinzas





Frasco lavador
Mechero de alcohol
Papel de filtro
azul de metileno
fucsina-fenol
34

mezcla de ácido y alcohol
REALIZACIÓN
1. Prepara un frotis bacteriano.
2. Cubrir la preparación con carbofucsina.
3. Calentar la preparación en un mechero Bunsen durante 5 min. No debe hervir. Si
se evapora, se añade más carbofuxina para que no se seque en ningún momento.
4. Lavar con agua el resto de colorante.
5. Decolorar con la mezcla ácido-alcohol.
6. Lavar con agua para que no prosiga la decoloración.
7. Teñir con azul de metileno 1 min.
8. Lavar con agua el resto de colorante.
9. Secar la preparación.
10. Examinar al microscopio.
Tinción GRAM: Bacterias Gram-Positivas
Método de identificación de bacterias mediante una tinción específica. Desarrollado por
el médico danés Hans Christian Joachim Gram, es un procedimiento utilizado
universalmente. En un primer momento las bacterias se tiñen con violeta de genciana
(derivado metilado anilínico) y después se tratan con la solución de Gram (1 parte de
yodo, 2 partes de yoduro potásico y 300 partes de agua); por último se lavan con alcohol
etílico, y unas bacterias retienen el fuerte color azul de la violeta de genciana y otras se
decoloran por completo. A veces se añade una contratinción con fucsina o eosina para
teñir las bacterias decoloradas de color rojo y hacerlas más visibles.
Se denominan bacterias Gram positivas a aquellas que retienen la tinción azul y bacterias
Gram negativas a las que quedan decoloradas. Algunas bacterias presentan capacidad
variable de tinción de Gram y se llaman Gram variables. Bacterias Gram positivas típicas
son los estafilococos que producen forúnculos; Gram negativas representativas son la
Escherichia coli de la flora intestinal o los bacilos de la tos ferina; Gram variables son los
bacilos de Koch de la tuberculosis.
35
Cocos Gram-positivos
Racimos: forma típica de Staphylococcus sp,
como
aureus
Finos: S.
forma
típica de Listeria sp
Tetradas: forma típica de Micrococcus sp
Gruesos:
Cadenas: forma típica
típica de
deStreptococcus
Clostridium sp,
como C.
S. pneumoniae,
perfringens, C.Streptococcus
septicum grupo B
Gruesos: forma típica de Clostridium sp,
como C. perfringens, C. septicum
Ramificados: forma típica de
Actinomycetes y
Nocardia, como A. israelii
36
Tinción GRAM: Bacterias Gram-Negativas
Racimos: forma típica de Staphylococcus
sp, como S. aureus
Cocos Gram-negativos
Diplococos: forma usual de
Neiseria sp, como N.
Cocobacilos: forma usual de Acinetobacter
meningitidis.
Moraxella
sp, que puede ser Gram-positivo o Gram-
También
sp
y
Acinetobacter sp aparecen con morfología de
diplococos.
negativo, y, a menudo, Gram-variable.
Acinetobacter puede ser pleomórfico, y
a veces aparece como coco Gram-positivo.
Bacilos
Cocobacilos: forma usual de Haemophilus sp,
finos:
forma
usual
de
enterobacteriaceae, como E. Coli
como H. influenzae
Curvados: forma usual de Vibrio sp, como V.
cholerae, y Campylobacter sp, como C. jejuni
Forma de aguja fina: forma usual de
Fusobacterium sp
37
Tinción GRAM: Bacterias Gram-Negativas
Cocos Gram-negativos
Bacilos
finos:
forma
usual
enterobacteriaceae, como E. Coli
de
Diplococos: forma usual de Neiseria sp, como
N. meningitidis
También Moraxella sp y Acinetobacter sp
aparecen con morfología de diplococos.
Acinetobacter puede ser pleomórfico, y a
veces aparece como coco Gram-positivo.
38
Forma de aguja fina: forma usual de
Cocobacilos: forma usual de Haemophilus sp,
como H. influenzae
Fusobacterium sp
Cocobacilos: forma usual de Acinetobacter
sp,
que puede ser Gram-positivo o Gram-negativo, y,
a menudo, Gram-variable.
Curvados: forma usual de Vibrio sp, como
V. cholerae, y Campylobacter sp, como C.
jejuni
EJERCICIOS DE EVALUACIÓN (Tinciones)
39
1.- ¿Qué objetivo tienen las tinciones?
R………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………
2.- ¿Por qué es importante conocer la morfología de los elementos de la sangre?
R..............................................................................................................................................
................................................................................................................................................
................................................................................................................................................
................................................................................................................................................
.......................................................................................................................................
3.- ¿Cuáles son las principales causas de error en las tinciones y por que se debe
tener mucho cuidado en no cometer errores?
R………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………
4.- ¿Mencione 3 diferencias entre las bacterias gram negativas y positivas?
R…………………………………………………………………………………………………….
…………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………
………………………………………………………………………………………….........
5.- La tinción de Zielh – Neelsen es la mas utilizada en el diagnostico de…
a) Mycobacterium tuberculosis
b) Mycobacterium bovis
c) Mycobacterium szulgay
d) Micobacterium Leprae
e) a y d son ciertos
f) Ninguno
6.- La coloración de Zielh – Neelsen utiliza como colorante principal….
a)
b)
c)
d)
e)
Violeta cristal
Fucsina fenicada básica
Azul de metileno
Safranina
Fucsina ácida
7.- ¿Cómo se interpretan los resultados de la tinción de Zielh – Neelsen en el caso
de la tuberculosis.
40
R………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………
………………………………………………………………………………………………
8.- ¿Por qué es importante deshemoglobinizar los glóbulos rojos?
R………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………
………………………………………………………………………………………………
9.- ¿De que color se tiñe el núcleo del plasmodium y por que?
R ……………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………
10.- ¿Qué formas toma el citoplasma del plasmodium y de que color se tiñe?
R …………………………………………………………………………………………………….
…………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………
………………………………………………………………………………………………....
PRACTICA No. 6
CULTIVOS
41
OBJETIVOS:





Conocer los distintos medios de cultivos
conocer sus usos y materiales
Realizar un cultivo correcto
Conocer que enfermedades se diagnostican con el apoyo de los cultivos
Interpretar el crecimiento de las colonias.
MATERIALES:

Muestras de bacterias Gram (–) y Gram (+)

Hisopos estériles

Asa de cultivo

Agar sangre

Guantes

Porta y cubreobjetos

Microscopio

Mechero
MARCO TEORICO:
Cultivos bacterianos: Colonias de
bacterias Escherichia coli (más
grande, rosa) y Proteus vulgaris
(más pequeña, de color castaño)
que crecen juntas en una placa
Petri. En circunstancias normales
estas bacterias son inofensivas y
habitan en el intestino humano
favoreciendo la digestión, si bien
pueden convertirse en patógenas y
producir infecciones del tracto
urinario. Los científicos y médicos
llevan a cabo cultivos bacterianos y
estudian sus características con el
fin de adquirir conocimientos
respecto a las enfermedades
bacterianas y su prevención
PRUEBAS DE SENSIBILIDAD A LOS ANTIMICROBIANOS
42
OBJETIVO GENERAL:
Los estudiantes de laboratorio aprenderán y pondrán en práctica las técnicas
correctas para una buena extracción, manejo y trasporte de muestras.
OBJETIVOS ESPECÍFICOS:
Los estudiantes serán capaces de:
•
Conocer en que se basa la elección de un antimicrobiano para el tratamiento de
una infección y los motivos por los que se realizan las pruebas de sensibilidad y
cuando ésta indicado hacerlas.
•
Saber interpretar el antibiograma de acuerdo a los términos Intermedio, Sensible
y Resistente.
•
Conocer los principales grupos de antibacterianos disponibles y su mecanismo de
acción.
•
Conocer el por qué se hace resistente el microorganismo frente a un determinado
antibiótico.
•
Entender el fundamento del antibiograma, el modo en que se debe realizar y las
principales fuentes de error.
ANTIBIOGRAMA.- Un consiste en poner en contacto al germen que hemos cultivado con
distintos antibióticos para ver la sensibilidad de cada uno de ellos para dar el tratamiento
correcto.
Se cultivan en cajas Pettry que contiene el medio adecuado (“Muller Hinton”), que
favorecen el crecimiento de los microorganismos, se adiciona posteriormente los discos
de sensibilidad ( Discos embebidos del antibiótico) de acuerdo al germen identificado
(Gram. (+) o (-) ).
Luego de 24 horas, y en algunos casos, 48 horas, observaremos el grado de inhibición
del antibiótico sobre la bacteria representado por falta de crecimiento bacteriano alrededor
del disco ( Halo inhibitorio).
Se procede posteriormente a medir el tamaño del Halo con la ayuda de una regla la
lectura es del diámetro del halo existiendo tablas para ver la sensibilidad o resistencia del
germen..
Hemos de escoger por tanto aquel que tenga mayor inhibición y con él y las propias
defensas del organismo se intentará erradicarlo, es decir, curar la infección bacteriana.
43
El antibiograma tiene cuatro utilidades principales:
 La utilidad básica del antibiograma es la instauración de un tratamiento antibiótico
correcto al paciente. Es necesario conocer si el microorganismo responsable de la
infección posee mecanismos que le confieran inmunidad frente a algún antibiótico
para no incluirlo como terapia.
 En cuanto al tratamiento el antibiograma no sólo es necesario en la instauración,
también resulta útil en el seguimiento e incluso en la confirmación de tratamientos
empíricos. En ocasiones la enfermedad infecciosa resulta grave y se comienza el
tratamiento antes de conocer los datos de sensibilidad de la cepa. El antibiograma
tiene que confirmar, o en su caso corregir el tratamiento.
 Otra aplicación de las técnicas de estudio de resistencia es la epidemiología. Es
necesario detectar el aumento de los niveles de resistencia en los aislamientos
clínicos para tomar medidas correctoras.
 Por otro lado también puede tener utilidad diagnóstica porque el perfil de
resistencia puede en algún caso orientar en la identificación bacteriana.
ANTIBIÓTICO.- Es una sustancia orgánica producida por microorganismos capaces de
inhibir o destruir el desarrollo de otro microorganismo debiendo tener las siguientes
condiciones:
a) Especificidad o " Espectro de acción"
b) Elevada potencia biológica que se refiere a la CMI
c) Toxicidad selectiva.- Que es la capacidad de inhibir el
microorganismo sin producir toxicidad al organismo
Se clasifican por:
▪
▪
▪
Origen  Biológicos, sintéticos y semisintéticos
Estructura Química  Son familias con características similares
formando grupos por matices Ej. β Lactamicos, Macrolidos, sulfas,
nitrofurantoínas, etc.
Actividad --> Amplio espectro, menos amplio y corto siendo
además:
a) Bacteriostáticos.- reversible
b) Bactericida .- Irreversible
ACCION DE LOS ANTIBIÓTICOS SOBRE LAS BACTERIAS EN GENERAL
a) Sobre coco y Bacilos Gram. (+) y (-) AMPLIO ESPECTRO.
Gentamicina, Sulfametoxsazol, trimietoprin (Bactrin),
Ciprofloxacina, Cefotaxima, Cioranfenícol, tetracíclinas.
b) Sobre cocos y bacilos Gram. (+) MENOS ESPECTRO.
Penicilinas, Vancomicina, Eritromicína, la Cefalotina,
Nitrofurantoina, etc.
44
e) Sobre Bacilos Gram. (-) CORTO ESPECTRO.- Ampicilina,
Cloranfenicol, Cefalotina, más otras cefalosporinas, Polimixina
B y E.
MECANISMO DE ACCIÓN.


Para actuar debe llegar al foco infeccioso
Ingresar al interior de la bacteria
Alcanzar una concentración intracelular.
En el aspecto molecular actúan:
1) Inhibiendo la pared celular
2) Alteran la membrana Citoplasmática
3) Inhiben la síntesis proteica
4) Bloqueo de la síntesis de los ácidos nucleicos.
FUNDAMENTO.El antibiograma por el método de difusión en agar es una prueba en la que se enfrenta
la bacteria inoculada sobre la superficie del medio de agar a una solución antibiótica
absorbida en discos de papel filtro. Varios factores afectan el halo de inhibición:
- La carga de antibiótico en los discos
- La difusión del antibiótico en el medio de cultivo
- La cantidad del inóculo bacteriano
- La composición o grosor del medio de cultivo debe ser de 4 a 6
El tiempo de incubación .
Se usa normalmente el medio de Múller-Hinton porque permite el crecimiento de casi
toda clase de bacterias y sin C02, El inóculo bacteriano debe tener una turbidez similar
al estándar de Mc-Farland. La inoculación se puede efectuar con hisopo de algodón
estéril, la placa se debe incubar a 37ºC en aerobiosis por el lapso de 18 a 24 hrs. Si el
tiempo es más prolongado puede dar lecturas erróneas del tamaño del halo.
El tratamiento antimicrobiano es uno de los pilares fundamentales para combatir las
enfermedades infecciosas. La elección de un determinado agente está condicionada por
una serie de factores entre los que destacan:
-
Conocimiento de la sensibilidad del microorganismo infectante.
Propiedades Farmacológicas
Factores relacionados con el paciente (Patología de base, inmunidad...)
Los dos últimos puntos son más dirigidos a la parte clínica siendo el medico quien tenga
que realizar la elección de un determinado medicamento.
MATERIAL.-
45
• Cepa Bacteriana
• Placas de agar de Múller-Hinton
• Solución salina estéril
• Un estándar de Mc.Farland
• Discos comerciales de antibióticos
• Hisopos estériles
• Pinzas de laboratorio
• Asa de platino
• Estufa de incubación a 37ºC
• Regla.
PROCEDIMIENTO.1.- Preparar el cultivo de 24 hrs. anteriormente sembrado y analizado con un Gram. El
tipo de bacteria.
2.- Inocular 3 o 4 colonias de las Bacterias en 5 ml.. de solución salina estéril hasta una
turbidez equivalente a la de Mc.Farland
3.- Utilizando un hisopo de algodón, sumergirlo en el inóculo y eliminar el exceso
presionándolo sobre la pared interna del tubo que lo contiene.
46
4.- Inocular la superficie de una placa de agar de Müller-Hinton con el hisopo pasándolo
uniformemente por toda la superficie en tres direcciones. Por último pasar el hisopo por
el reborde de la placa de agar dejar secar unos minutos.
5.- Colocar los discos de antibióticos sobre la superficie del agar utilizando unas pinzas
estériles y apretándolos suavemente sobre la superficie del agar. Los discos no deben
estar a menos de 15 mm de los bordes de la placa y lo bastante separados entre ellos
para que no se superpongan las zonas de inhibición.
47
6.- Incubar la placa en posición invertida a 37ºC durante 18 a 24 hrs.
7.- Medir los diámetros de la zona de inhibición con una regla.
48
INTERPRETACIÓN.Los diámetros de los halos de inhibición se traducen a las categorías de (R), Intermedio
(I) y Sensible (S) de acuerdo a los criterios interpretativos de la tabla.
Agente
antimicrobiano
Ampicilina
Cloranfenicol
Cefalotina
Ciprofloxacina,
Cefotaxíma
Eritromicina
Gentamicina
Penicilina
Sufatrimetroprin
Vancomicina
Diámetro del Halo de inhibición
R
1
S
≤ 14
≤ 12
≤ 14
≤ 14
≤ 14
≤ 13
≤ 12
≤ 10
≤ 10
≤9
≥ 17
≥ 18
≥ 18
≥ 17
≥ 23
≥ 18
≥ 15
≥ 13
≥ 16
≥ 12
15-16
13-17
15-17
15-16
14-17
13-14
11-12
11-15
10-11
CONCLUSIÓN.- Podemos concluir indicando que la práctica ha cumplido con los
objetivos propuestos.
49
EJERCICIOS DE EVALUACIÓN (Antibiograma)
1.- ¿Qué objetivo tienen el antibiograma?
R………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………
2.- ¿Por qué es importante realizar siempre un antibiograma de dar un tratamiento
farmacológico?
R..............................................................................................................................................
................................................................................................................................................
................................................................................................................................................
................................................................................................................................................
.......................................................................................................................................
3.- ¿Cuáles son las principales causas de error en las tinciones y por que se debe
tener mucho cuidado en no cometer errores?
R………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………
4.- ¿Cuáles son las 4 utilidades principales del antibiograma?
R…………………………………………………………………………………………………….
…………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………
………………………………………………………………………………………….........
5.- ¿Qué medicamentos tiene acción sobre los gram negativos?
R………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………
………………………………………………………………………………………………
6.- ¿Qué medicamentos tiene acción sobre los gram positivos?
R………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………
………………………………………………………………………………………………
50
7.- ¿Qué condiciones importantes debe tener un antibiótico?
R………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………
………………………………………………………………………………………………
8.- ¿Qué medicamentos es de amplio espectro?
a)
b)
c)
d)
e)
Cloranfenicol
Penicilina
Ampicilina
Gentamicina
Cloranfenicol
9.- ¿Por qué se debe tener mucha asepsia en el procedimiento de siembra y la
colocación de discos y a que distancia deben estar los discos?
R ……………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………
10.- ¿Cómo se mide el diámetro de un halo y porque tiene que medirse antes de 48
hrs.?
R …………………………………………………………………………………………………….
…………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………
………………………………………………………………………………………………....
51