Histophilus somni Hugo Barrios García Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia Universidad Autónoma de Tamaulipas Resumen: Histophilus somni (H. somni) es una bacteria Gram negativa; es un comensal del tracto genital encontrado especialmente en el prepucio de toros y carneros. H. somni puede afectare el tracto respiratorio superior, pero es aislada con mayor frecuencia de tracto respiratorio inferior. H. somni produce varios factores de virulencia principalmente dirigida a la colonización y la evasión de las defensas del huésped y que puede resultar en toxicidad. La especificidad de las proteínas de unión a transferrina, la variedad de factores de adherencia requerida para la colonización y la inmunidad innata del hospedero, puede explicar la estricta especificidad de hospedero de Histophilus. Los factores de colonización incluyen componentes específicos sobre los LOS, tales como phosphoryl-choline (ChoP), pili y algunas proteínas de superficie. Una variedad de factores son producidos, algunos de los cuales con específicos de especies. Las cepas virulentas aparentemente causan enfermedades principalmente a través de la colonización de tejido por penetración de las células epiteliales y endoteliales, difusión, resistencia a las defensas del huésped y la capacidad de inducir apoptosis. La enfermedad que produce es consecuencia de la citotoxicidad y de la inflamación, debido en parte a la presencia de endotoxina que comprometen células de la respuesta inmune celular, epiteliales, endoteliales e inflamatorias. La infiltración subsiguiente de PMN y macrófagos a los sitios de los resultados de la infección bacteriana en la formación de lesiones adicionales. Los síndromes clínicos en el ganado bovino meningoencefalitis reproductivo. Introducción: asociados con tromboembólica, la infección neumonía por y H. somni enfermedad del incluyen tracto Histophilus somni (H. somni) es una bacteria Gram negativa actualmente clasificada como un miembro del grupo Haemophilus-Actinobacillus-Pasteurella (HAP). Las especies del género Haemophilus son patógenos obligados de animales y el hombre. El nombre de Haemophilus significa “amante de sangre”, debido a que la sangre o factores de hemoglobina son necesarios para el aislamiento de esta bacteria. En la mayoría de los casos o requieren nocotinamin adenina dinucleótido (NAD o NAD fosfato factor V) o protoporfirina IX o protoheme compuesto tales como hemina X, o ambos. H. somni es una excepción a la regla, pero se requieren los factores sanguíneos para el crecimiento, pero no NAD o hemina por sí. La reclasificación taxonómica de Haemophilus somnus a Histophilus somni está basadas en la secuenciación de los genes 16s RNA y rpoB, en hibridación DNA y características fenotípicas de capnophilia, como pigmento amarillento y producción de indol (Angen, 2003); con estos mismos estudisos se demostró que Haemophilus somnus, Haemophilus agni e Histophilus ovis representan la misma especie; por lo que se propuso reclasificar a este microorganismo y nombrarlo Histophilus somni (Angen, 1998, Angen, 2003). En la mayoría de las circunstancias, H. somni, existe como comensal en el tracto respiratorio o urogenital, sin embargo pueden tener acceso al tractor respiratorio inferior o a la corriente sanguínea e invadir otros sistema u órganos, tales como sistema respiratorio. Características: Histophilus somni es un bacilo pleomórfico Gramnegativos. Son oxidasa positivo, pleomórfico, requiere de una atmósfera parcial de 10 % de CO 2, fermentan carbohidratos y reducen los nitratos y son facultativos anaerobios (Kilian y Biberstein, 1984); normalmente es indol positivo y produce pigmento amarillento reconocidos (Garcia-Delgado, comensales o 1977; Humphrey, patógenos del 1983). sistema Son generalmente respiratorio, tracto genitourinario del humanos y ha sido aislado de ganado bovino, ovejas, bisonte. Causan varios síndromes en ganado y ovejas incluyendo Meningo Encefalitis Tronboembólica (TME), infección del tracto respiratorio superior, neumonía, bacteremia, aborto, artritis, miocarditis, infertilidad y epididimitis ovina (Inzana, 1999). Aunque la bacteria puede causar algunas de estas condiciones, es un comensal del tracto genital encontrado especialmente en el prepucio de toros y carneros. H. somni puede afectare el tracto respiratorio superior, pero es aislada con mayor frecuencia de tracto respiratorio inferior (Cassidy, 1997). Hábitat y trasmisión: H. somni es un parásito obligado de la superficie de la mucosa de un solo huésped mamífero o especies estrechamente relacionadas. Esta bacteria estrictas, no pueden sobrevivir expuestas al medio ambiente y colonizan al hospedero por contacto directo con otro con enfermedad clínica, considerado un portador asintomático, a través de fómites contaminados, por inhalación de aerosoles infecciosos. Es un comensal en el tracto respiratorio o urogenital pero puede ganar acceso al tractor respiratorio inferior o a la sangre e invadir a otros sistemas u órganos (Angen, 2003). La diseminación de esta bacteria se debea varias circunstancias como la virulencia del patógeno y las defensas del hospedero, quizás debido a stress al asinamiento y transporte, un infección viral previa, micoplasmas, u otras infecciones, u otras condiciones que podrían suprimir la inmunidad natural y adaptativa del hospedero. Esto puede explicar en parte el por qué la patogenia, ocurre en animales que están sujetos a prácticas de manejo intenso. Además en están bien adaptadas para escapar a los mecanismos de defensa del hospedero (Angen, 2003). Interacción patógeno – hospedero: La vía de entrada para H. soni es comúnmente el tracto genital. La interacción con la flora normal en el sitio puede influenciar el resultado de la exposición. La flora normal no inhibe el crecimiento de H. somni y tal vez actúa como primera línea de defensa; el epitelio mucociliar es la segunda línea de defensa del aparato respiratorio contra la colonización de H. somni (Corbeil, 1985). La endotoxina es el mayor componente de la membrana externa comúnmente referida tanto a lipooligosacaridos (LOS) en lugar y es de lipopolisaráridos (LPS), porque la falta de la cadena O en todas las especies examinadas (Hitchcock, 1986). Histophilus somni se une a celular epiteliales vaginales y células endoteliales (Sylte, 2001). Esto tal vez puede ser mediado por proteínas uniendo a heparina en pulmón, las cuales interactúan con proteoglicanos sulfatados en células endoteliales (Behling–Kelly, 2006). La interacción de H. somni, con células endoteliales de corazón de bovino resulta en rearreglo del citoesqueleto, lo que significa un incremento en el flujo de albumina y reducción en la resistencia eléctrica tras-endotelial, la cual puede alterar la integridad de la barrera de sangre–cerebro (BBB) e incrementar la permeabilidad de la pared celular de células endoteliales y vasculares (Behling-Kely, 2007). Posteriormente H. somni y su Lipooligosacáridos (LOS) pueden activar captasas e inducir apoptosis de pulmón de bovino y de las células endoteliales vasculares del cerebro (Sylte, 2001, 2003, 2006). Adicionalmente H. somni y sus LOS puede inducir la apoptosis de células endoteliales (Kuckleburg, 2005). El resultado de la activación de las plaquetas genera un proceso proinflamatroio que puede contribuír a la inflamación vascular y daño celular endotelial característico de la enfermedad H. somni. El organismo no solo compromete células endoteliales si no también celulas fagocíticas. H somni también modula neutrófilos bovinos (leucocitos polimorfonucleares (PNM)) y disminuyendo la función de los macrófagos e induciendo apoptosis (Yang, 1988). H. somni puede modular la función fagocítica y sobrevivir intracelularmente, probablemente comprometiendo y matando las células fagocíticas; Chiag en 1986 mostró que H. somni produce factores supresivos de PMN identificados como las bases púricas y pirimídina así como también ribonucleótidos y ribonicleósidos. Estudios de supervivencia intracelular se han extendido a monocitos bovinos y macrófagos incluyendo la inhibición de la explosión oxidativa de células fagocíticas (Lederer, 1987; Sample y Czuprynski, 1991; Pfeifer, 1992; Gomis,1997). H. somni también produce histamina, probablemente a través de la descarboxilación de histidina (Ruby, 2002). La secreción es facilitada en medio ambiente con CO2, como en los bronquios, lo cual puede contribuir a la patogénesis de enfermedad respiratoria. Factores ambientales que favorecen la enfermedad: Observaciones clínicas revelan el estrés como un importante componente en la susceptibilidad a la infección de H. somni, especialmente como parte del complejo "fiebre de embarque" (o complejo respiratorio bovino). Se ha propuesto que la infección viral disminuye las defensas del huésped, sin embargo no está completamente definido, aunque la producción de IFN – γ después de la infección viral puede aumentar la susceptibilidad a la infección bacteriana secundaria (Sun y Metzger, 2008). La infección con virus sincitial respiratorio bovino (BRSV) resulta con signos de enfermedad más severos con H. somni que con cualquier otro patógeno (Gershwin, 2005). Los becerros sanos pre – desafiados con el herpes virus 1 de bovino son más susceptibles a Mannheimia haemolytica - induciendo neumonía y enfermedad sistémica (Potter, 1999 ). Factores de virulencia: Entre los factores de virulencia que tiene H. somni para inducir enfermedad está la colonización, invasión, daño celular, y la evasión de la respuesta del huésped. LOS (Lipo-oligosacáridos): En el caso específico de H. somni, se ha reportado la producción de un tipo diferente de endotoxinas, caracterizadas como lipo-oligosacáridos, los cuales presentan variación antigénica y fenotípica de fase. Esta variación puede actuar como un factor importante de evasión de los mecanismos de defensa de la respuesta inmune del hospedero. LOS de H. somni es similar en estructura y función a los de H. influenza y Neisseria gonorrhoeae. Es microheterogénea y carece de la cadena O de LPS. El componente de lipídico A tiene actividad endotóxica y es similar en composición a la de E. coli (Inzana,1988). El núcleo interno y externo del oligosacárido es muy similar en estructura a la de N. gonorrhoeae, y contiene lacto - N - neotetraosa o lacto - N - tetraosa (Cox, 1998), oligosacáridos también presente en glucoesfingolípidos de células de mamíferos; por lo tanto, la similitud a los antígenos del hospedero puede hacer que el oligosacárido sea pobremente inmunogénico (Inzana, 1997). El potencial de heterogenecidad antigénica en H. somni tiene que ver con la fase de variación LOS. La variación de fase en H. influenza y H. somni es debida, al menos en parte, a los microsatélites de repetición de ADN en el marco de lectura abierta (ORF) (Weiser, 1989; Inzana, 1999). Los LOS de H. somni contie ChoP (phosphorylcholine), cuya expresión varía debido a un número variable de repeticiones en tándem; La expresión de ChoP se asocia a la colonización del tracto respiratorio bovino, que parece ser llevado a través de la unión activando el factor de receptor (PAF - R) que se encuentran en las plaquetas y las células epitelial y endoteliales (Gyles, 2010). H. influenzae, H. ducreyi, y al parecer H. somni catabolizan ácido siálico (N - acetil - 5 - ácido neuramínico) (Neu5Ac), y por lo tanto puede incorporar Neu5Ac en su LOS a través de las vías metabólicas (Vimr, 2000; Schilling et al 2001.; Inzana et al. 2002); por lo tanto, H. somni parece ser capaz rodear su superficie celular con Neu5Ac. La adición de Neu5Ac en la LOS inhibe el enlace del anticuerpo a H. somni y mejora la resistencia al suero (Vimr, 2000; Schilling, 2001; Inzana, 2002). Los LOS sialitizados también se unen más al factor del complemento H que los LOS no sialitizados , lo que resulta en una menor activación. Además, la sialilación de H. somni inhibe la fagocitosis y la muerte intracelular de las bacterias (Gyles, 2010). Por lo tanto los LOS de H. somni son un componente de la virulencia multifactorial: el componente del lípido A posee actividad endotóxica, mientras el oligosacárido tal vez promueva la colonización y resistencia a la respuesta inmune celular a través de la expresión de ChoP y Neu5Ac (Gyles 2010). Formación de Biopelículas: Las biopelículas bacteriales son agregaciones de bacterias que viven en una comunidad ó entorno altamente estructurado y organizado. H. somni forma fácilmente comunidades de biopelículas in vitro e in vivo (Sandal, 2007.; Sandal, 2009). H. somni aislado de neumonía bovina, forma una biopelícula madura que consta de microcolonias gruesas, arquitectura de homogéneas con forma cerrada en una matriz extracelular amorfa. En contraste, H. somni aislado de prepucio, forma un biopelícula de grupos de células que se encuentran en forma de torre o distintas estructuras filamentosas entrelazadas entre sí por bandas de matriz extracelular (Sandal, 2007). Como en muchas especies bacteriales, la formación biopelículas, en H. somni progresa a través de estados de desarrollo bacteriano múltiples (Davey y O 'Toole 2000; Sauer, 2002; Schembri, 2003) y muestra un ciclo de vida distinto, fenotípico, que incluye las etapas de enlace, crecimiento, maduración y desprendimiento. Las diferencias en la arquitectura del biopelícula por la dos cepas pueden correlacionar con la virulencia; Debido a que H. somni es un habitante obligado de los bovinos, la formación de un biofipelículas sugiere que esta estructura puede ser importante para los la colonización de los tractos respiratorios u otros aspectos de la virulencia, y puede proporcionar un selectiva ventaja para las cepas que causan la enfermedad sistémica. En contraste, la cepa aislada de prepucio, menos virulenta, sólo necesita colonizar un sitio específico, el cual es un sustancialmente diferente en forma ambiental a la de diversos tipos de tejidos sistémicos (Sandal, 2009; O 'Toole, 2009). Proteínas de unión a trasferrina: Otro atributo de virulencia importante es la capacidad para adquirir hierro en competencia con el huésped, como se ha señalado en el adquisición de hierro de mecanismo de H. somni, quien posee un receptor formado por 2 proteínas, llamadas TbpA (proteína de unión a transferrina A) y TbpB (proteína de unión a transferrina B) (Gonzales, 2005). TbpA es una proteína integral de membrana actúa como un canal por el cual se transporta el hierro que es desprovisto de la transferrina. La proteína TbpA posee una región de 10 aminoácidos altamente conservados, los cuales son proyectados hacia la membrana externa y probablemente esta región funcione como un dominio que le permita el paso al hierro libre. Por otra parte la proteína TbpB es una lipoproteína que contiene una secuencia que expresa una señal para la peptidasa II, la cual se encuentra localizada en su extremo amino terminal. La proteína se encuentra expuesta en la superficie bacteriana y tiene la capacidad de distinguir entre la transferrina cargada con hierro (holotransferrina) y la transferrina libre de hierro (apotransferrina), mostrando alta afinidad por la holotransferrina (Gray – Owen, 1996; Shouldies, 2004; Retzer, 1998). Hemolisinas: Algunas cepas de H. somni producen in vitro una zona estrecha de hemólisis en agar sangre después de> 24 h de incubación a 37 ° C. Sin embargo, la incubación adicional de algunos a 4°C produce hemólisis β más intensa. Sin embargo, ninguna hemolisina de H. somni se ha caracterizado. La actividad hemolítica no es necesaria para la patogénesis, ya que la cepa aislada de pulmón neumónico no es hemolítica, sien membargo la actividad hemolítica juega un papel en la septicemia y sus secuelas (Gyles, 2010). Proteínas de unión a inmunoglobulinas (IgBPs): Varios estudios han identificado una variedad de componentes de proteínas de H. somni que puede estar implicados tanto en la virulencia como en la inducción de la inmunidad protectora (Corbeil, 1995 ). Un grupo de proteínas conocidas como proteínas de unión a inmunoglobulina (IgBPs ) de H. somni se han caracterizado y se ha demostrado que se unen los immunolgobulins bovina (Widders, 1988; Yarnall, 1988). Bastida – Corcuera, 1999a demostró que la Región Fc de IgG2b de bovino se adhiere a IgBPs de H. somni. Estas proteínas podrían actuar de forma conjunta in vivo para bloquear la unión de anticuerpos específicos a H. somni ( Corbeil, 1995 ;Corbeil, 1997ª). Diagnóstico bacteriológico: H. somni crece en medio de agar chocolate (ACH) preparado con Infusión cerebro corazón agar suplementado con 10 % de sangre desfibrinada de bovino y 0.5% de extracto de levadura, e incubaron a 37 °C durante 24 a 48 h con atmósfera de 10% de CO2 (García-Delgado, 1976; Inzana, 1987). La identificación se realiza tomando en cuenta varios aspectos como las características de la colonia que puede ser forma circular, convexa, brillante, tamaño aproximado de 1 a 2 mm, pigmento ligeramente amarillento y consistencia similar a la mantequilla, morfología microscópica, reacciones bioquímicas; Son oxidasa positivo, fermentan carbohidratos, reducen los nitratos y normalmente es indol positivo (Kilian y Biberstein, 1984; Inza y Corbeil, 1987) Debido a las características del H. somni que dificultan su aislamiento, como alternativa para confirmar la presencia del patógeno se utilizan las técnicas de inmunohistoquímica por su mayor sensibilidad (O’Toole y col., 2009) y la de reacción en cadena de la polimerasa (PCR) a partir de semen de carneros con epididimitis (Saunders, 2007). Sin embargo el uso de estas técnicas suele no estar presente en la mayoría de los laboratorios de diagnóstico. Bibliografía: Angen O, Ahrens P, Tegtmeier C. Development of a PCR test for identification of Haemophilus somnus in pure and mixed cultures. Vet Microbiol 1998;(63):39-48. Angen O, Ahrens P, Kuhnert P, Christensen H, Mutters R. Proposal of Histophilus somni gen. nov., sp. nov. for the three species incertae sedis ‘Haemophilus somnus’, Haemophilus agni’ and ‘Histophilus ovis’. Int J Syst Evol Microbiol 2003;(53):1449-1456. Garcia-Delgado GA, Little PB, Barnum DA. A comparison of various Haemophilus somnus strains. Can J Comp Med 1977; (41):380-388. Humphrey JD, Stephens LR. Haemophilus somnus: a review. Vet Bull. 1983;(53):987–1004. Corbeil LB, Gogolewski RP, Stephens LR, Inzana TJ(1995). Haemophilus somnus: antigen analysis and immune responses. In: Donachie W, Lainson FA, Hodgson JC (Editors). Haemophilus, Actinobacillus, and Pasteurella. New York, NY: Plenum Press, pp. 63-73 Widders PR, Smith JW, Yarnall M, McGuire TC, Corbeil LB (1988). Non-immune immunoglobulin binding of Haemophilus somnus. Journal of Medical Microbiology 26: 307–311 Yarnall M, Widders PR, Corbeil LB (1988). Isolation and characterization of Fc receptors from Haemophilus somnus. Scandinavian Journal of Immunology 28: 129–137 Bastida-Corcuera FD, Butler JE, Yahiro S, Corbeil LB (1999b). Differential complement activation by bovine IgG2 allotypes. Veterinary Immunology and Immunopathology 71: 115-123 Corbeil LB, Bastida-Corcuera FD, Beveridge TJ (1997a). Haemophilus somnus immunoglobulin binding proteins and surface fibrils. Infection and Immunity 65: 4250-4257 Inzana TJ, Corbeil LB. Development of a defined medium for Haemophilus somnus isolated from cattle. Am J Vet Res 1987;(48):366–369. Angen, O. , P. Ahrens , P. Kuhnert , H. Christensen , and R. Mutters . 2003 . Proposal of Histophilus somni gen. nov., sp. nov. for the three species “ Haemophilus somnus ” , “ Haemophilus agni ” and “ Histophilus ovis ” . Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 53 : 1449 – 1456 . Kilian , M. , and E. L. Biberstein . 1984 . Genus II. Haemophilus . In Bergey ’ s manual of systematic bacteriology , 8th ed . vol. 1 . N. R. Krieg and J. G. Holt (eds.). Baltimore, MD : The Williams & Wilkins Co. , pp. 558 – 569 . Inzana , T. J. 1999 . The Haemophilus somnus complex . In Current veterinary therapy 4: food animal practice . J. L. Howard and R. A. Smith (eds.). Philadelphia, PA : W. 13. Saunders Co. ,pp. 358 – 361 . Cassidy JP, McDowell SW, Reilly GA, Mc Conell WJ, Forster F, Lawler D. Thrombotic meningoencephalitis associated with Histophilus ovis infection in lambs in Europe. Vet Rec 1997;140(8):193-195. Corbeil , L. B. , F. D. Bastida - Corcucra , and T. J. Beveridge . 1997 . Haemophilus somnus immunoglobulin binding proteins and surface fi brils . Infect. Immun. 65 : 4250 – 4257 . Hitchcock , P. J. , L. Leive , P. H. Makela , E. T. Rietschel , W. Strittmetter , and D. C. Morrison 1986 . Lipopolysaccharide nomenclature - past, present, and future . J. Bacteriol. 166 : 699 – 705 Sylte , M. J. , L. B. Corbeil , T. J. Inzana , and C. J. Czuprynski . 2001 . Haemophilus somnus induces apoptosis in bovine endothelial cells in vitro . Infect. Immun. 69 : 1650 – 1660 . Yang , Y. F. , M. J. Sylte , and C. J. Czuprynski . 1998 . Apoptosis: a possible tactic of Haemophilus somnus for evasion of killing by bovine neutrophils . Microb. Pathog. 24 : 351 – 359 . Lederer , J. A. , J. F. Brown , and C. J. Czuprynski . 1987 . “ Haemophilus somnus , ” a facultative intracellular pathogen of bovine mononuclear phagocytes . Infect. Immun. 55 : 381 – 387 . Sample , A. K. , and C. J. Czuprynski . 1991 . Elimination of hydrogen peroxide by Haemophilus somnus , a catalase - negative pathogen of cattle . Infect. Immun. 59 : 2239 – 2244 . Pfeifer , C. G. , M. Campos , T. Beskorwayne , L. A. Babiuk , and A. A. Potter . 1992 . Effect of Haemophilus somnus on phagocytosis and hydrogen peroxide production by bovine polymorphonuclear leukocytes . Microb. Pathog. 13 : 191 – 202 . Gomis , S. M. , D. L. Godson , T. Beskorwayne , G. A. Wobeser , and A. A. Potter . 1997 . Modulation of phagocytic function of bovine mononuclear phagocytes by Haemophilus somnus . Microb. Pathog. 22 : 13 – 21 . Ruby , K. W. , R. W. Griffi th , and M. L. Kaeberle . 2002 . Histamine production by Haemophilus somnus . Comp. Immunol. Microbiol. Infect. Dis. 25 : 13 – 20 . Sun , K. , and D. W. Metzger . 2008 . Inhibition of pulmonary antibacterial defense by interferon gamma during recovery from infl uenza infection . Nat. Med. 14 : 558 – 564 . Gershwin, L. J. , L. J. Berghaus , K. Arnold , and M. L. Anderson . and L. B. Corbeil . 2005. Immune mechanisms of pathogenetic synergy in concurrent bovine pulmonary infection with Haemophilus somnus and bovine respiratory syncytial virus . Vet. Immunol. Immunopathol. 107 : 119 – 130 . Potter , A. A. , A. B. Schryvers , J. A. Ogunnariwo , W. A. Hutchins , R. Y. Lo , and T. Watts . 1999. Protective capacity of the Pasteurella haemolytica . transferrin-binding proteins TbpA and TbpB in cattle. Microb. Pathog. 27 ( 4 ): 197 – 206 . Inzana , T. J. , J. Ma , T. Workman , R. P. Gogolewski , and P. Anderson . 1988. Virulence properties and protective effi cacy of the capsular polymer of Haemophilus (Actinobacillus) pleuropneumoniae serotype 5 . Infect. Immun. 56 : 1880 – 1889 . Sandal , I. , W. Hong , W. E. Swords , and T. J. Inzana . 2007 . Characterization and comparison of biofi lm development by pathogenic and commensal isolates of Histophilus somni . J. Bacteriol. 189 : 8179 – 8185 . Sandal, I. , J. Q. Shao , S. Annadata , M. A. Apicella , M. Boye , T. K. Jensen , et al. 2009 . Histophilus somni biofi lm formation in cardiopulmonary tissue of the bovine host following respiratory challenge . Microbes. Infect. 11 : 254 – 263 . Davey , M. E. , and A. G. O ’ Toole . 2000 . Microbial biofi lms: from ecology to molecular genetics. Microbiol. Mol. Biol. Rev. 64 : 847 – 867 . Sauer , K. , A. K. Camper , G. D. Ehrlich , J. W. Costerton , and D. G. Davies . 2002 . Pseudomonas aeruginosa displays multiple phenotypes during development as a biofi lm . J. Bacteriol. 184 : 1140 – 1154 . Schembri , M. A. , K. Kjaergaard , and P. Klemm . 2003 . Global gene expression in Escherichia coli biofi lms . Mol. Microbiol. 48 : 253 – 2567 . O’Toole, D. , T. Allen , R. Hunter , and L. B. Corbeil . 2009 . Diagnostic exercise: acute myocarditis and histophilosis in feedlot cattle . Vet. Pathol. 46 : 1015 – 1017 . Gonzáles M., Méndez J., Barbosa J., Rodríguez J., Gutiérrez M. and Ferri E. 2005. Sistemas de captación de hierro en Haemophilus parasuis. Tesis Doctoral Universidad de León. Facultad de Veterinaria. Departamento de Patología Animal (Sanidad Animal):331 paginas Gray - Owen , S. D. , and A. B. Schryvers 1996 . Bacterial transferrin and lactoferrin receptors . Trends Microbiol. 4 : 185 – 191 . Shouldies R., Skene J., Douglas R., McRee E., Schryvers B. and Tari W. 2004. Structural basisfor iron binding and release by a novel class of periplasmic iron-binding proteins found in Gramnegative pathogens. Journal of Bacteriology. 186:3903-3910. Retzer, M. D., R. Y u, Y. Mang, G. C. Gonzalez , and A. B. Schryvers. 1998. Discrimination between ape and iron - loaded forms of transferrin by transferrin binding protein B and its N – terminal sub fragment . Microb. Pathog. 25 : 175 – 180 Sylte , M. J. , C. J. Kuckleburg , F. P. Leite , T. J. Inzana , and C. J. Czuprynski . 2006 . Tumor necrosis factor - alpha enhances Haemophilus somnus lipooligosaccharide - induced apoptosis of bovine endothelial cells . Vet. Immunol. Immunopathol. 110 : 303 – 309 . Sylte , M. J. , F. P. Leite , C. J. Kuckleburg , T. J. Inzana , and C. J. Czuprynski . 2003 . Caspase activation during Haemophilus somnus lipooligosaccharide - mediated apoptosis of bovine endotelial cells . Microb. Pathog. 35 : 285 – 91 Kuckleburg , C. J. , M. J. Sylte , T. J. Inzana , L. B. Corbeil , B. J. Darien , and C. J. Czuprynski . 2005. Bovine platelets activated by Haemophilus somnus and its LOS induce apoptosis in bovine endothelial cells . Microb. Pathog. 38 : 23 – 32 . Vimr , E. , C. Lichtensteiger , and S. Steenbergen . 2000 . Sialic acid metabolism ’ s dual function in Haemophilus infl uenzae . Mol. Microbiol. 36 : 1113 – 1123 . Schilling , B. , S. Goon , N. M. Samuels , S. P. Gaucher , J. A. Leary , C. R. Bertozzi , et al. 2001 . Biosynthesis of sialylated lipooligosaccharides in Haemophilia ducreyi is dependent on exogenous sialic acid and not mannosamine. Incorporation studies using N - acylmannosamine analogues, N glycolyineuraminic acid, and 13C – labeled N - acetylneuraminic acid. Biochem. 40 : 12666 – 12677 . O’Toole, D. , T. Allen , R. Hunter , and L. B. Corbeil . 2009 . Diagnostic exercise: acute myocarditis and histophilosis in feedlot cattle . Vet. Pathol. 46 : 1015 – 1017 .