“Cómo buscar bioherbicidas para la Agricultura Ecológica: del

“Cómo buscar bioherbicidas para la Agricultura Ecológica:
del laboratorio al campo”
Puig CG, Álvarez- Iglesias L, Souza P, Reigosa MJ y Pedrol N
Departamento de Bioloxía Vexetal e Ciencia do Solo, Facultade de Bioloxía, Universidade de Vigo.
Campus Lagoas-Marcosende, 36310, Vigo, España; cgpuig@uvigo.es; Tlf: 986 812616; Fax: 986 812556.
Palabras clave: Alelopatía, metodología, fitotoxicidad, ensayos de invernadero, extractos
vegetales, abonos verdes.
Resumen
Desde tiempos lejanos se han obtenido extractos de plantas con actividad
biológica como remedios para la salud humana, insecticidas, promotores del
crecimiento, o herbicidas, entre otros usos. Sin embargo, y a pesar de que la
química de productos naturales en colaboración con la botánica y otras
ciencias han incrementado nuestro conocimiento sobre los metabolitos
secundarios de las plantas, todavía hay muchísimas especies que nunca se
han considerado o estudiado, y mucho menos se ha realizado la prospección
de toda la biodiversidad existente. Así pues, el principal objetivo de nuestro
trabajo es realizar una prospección de la diversidad vegetal cuyos metabolitos
secundarios y potencial fitotóxico aún no hayan sido estudiados, para encontrar
extractos y compuestos naturales (=especies vegetales) que pudiesen actuar
como bioherbicidas ambientalmente correctos, suponiendo una importante
aportación al desarrollo de la Agricultura Ecológica. Para alcanzar este objetivo,
nuestro grupo de trabajo pretende optimizar el manejo de especies vegetales
alelopáticas para el control de malas hierbas en Agricultura Ecológica, usando
tanto sus extractos acuosos como el propio material vegetal incorporado como
abono verde. También, profundizar en el conocimiento de su potencial
bioherbicida a través de distintas tareas de investigación secuenciales,
utilizando un amplio abanico de materiales y métodos en agronomía y
ecofisiología vegetal, como se detalla a lo largo de este trabajo.
Introducción
Desde comienzos de la agricultura, el control de plantas no deseadas ha sido
clave para la producción de los cultivos. A lo largo del tiempo, los agricultores
han ido apreciando las interacciones entre sus cultivos y otras plantas que
crecían de forma espontánea, con distintas especies compitiendo por el
espacio, los nutrientes, y el agua. La presencia de especies arvenses se
observó como un perjuicio para los cultivos, y con la experiencia se fueron
desarrollando distintas técnicas naturales (rotación, falsa siembra, acolchado,
barbecho, intercultivo, control manual, control mecánico) con las que controlar
la flora no deseada (González Ponce 2006a, 2006b; Guzmán y Alonso 2008a,
2008b, 2008c). En los años 60 surgió la mal llamada “revolución verde”, y con
ella los fitosanitarios de síntesis. El uso masivo de estos compuestos ha
contribuido
notablemente
a
la
contaminación
y
al
deterioro
de
los
agroecosistemas. Además, algunos de ellos se incorporan a la cadena trófica y
son bioacumulables, presentando un riesgo para la salud animal y humana
(Khalid et al. 2002).
En Agricultura Ecológica (AE) está absolutamente prohibido el uso de
herbicidas de síntesis (EC 834/2007). Una de las formas de afrontar el control
de la flora arvense en AE se basa en el conocimiento de las interacciones entre
cultivo y “mala hierba”, ya sea por competencia directa por los recursos del
medio (espacio, luz, agua, nutrientes) como por otras formas de interferencia,
como los fenómenos alelopáticos. La alelopatía es el efecto directo o indirecto,
positivo o negativo, mediado o no por microorganismos, que ejerce una planta
sobre otra a través de la liberación de sustancias químicas a su entorno (Rice
1984). La competencia entre cultivo y flora arvense en los agroecosistemas
viene determinada por el clima, el suelo, y los factores biológicos y de cultivo.
Observando con detenimiento la distribución de las plantas en la naturaleza,
llegamos a la conclusión de que ésta no es al azar, y que no responde
solamente a parámetros físico-químicos. De hecho, durante miles de años, las
plantas silvestres han desarrollado numerosas y muy variadas estrategias para
competir por el nicho donde establecerse. Uno de estos mecanismos moldeado
por la evolución es precisamente la alelopatía. Las sustancias que liberan las
plantas en su entorno se denominan aleloquímicos, pudiendo interferir en la
germinación y el crecimiento de las plantas “adversarias” (Ridenour y Callaway
2001). Estos metabolitos liberados provocan cambios físico-químicos en el
medio, efectos en los microorganismos del suelo, intervienen en la resistencia a
herbívoros, estimulan el establecimiento de simbiosis, e indirectamente la
inhibición del crecimiento de las especies con la que la planta donadora
compite; a su vez, la alelopatía es un estrés biótico más que, junto con el resto
de factores bióticos y abióticos, son motor de evolución y fuentes de
biodiversidad (Pedrol et al. 2006). Una explicación al éxito de las plantas
invasoras es el desarrollo de una mayor capacidad competitiva a través de
fenómenos alelopáticos. Plantas y cultivos exóticos encuentran en su
composición química natural un arsenal de armas de lucha contra cultivos y
especies silvestres locales con las que no han coevolucionado. Numerosos
estudios se centran en la capacidad que tiene la flora arvense para invadir un
terreno causando pérdidas en los cultivos, y cómo la alelopatía actúa como
mecanismo de lucha en estas plantas (Singh et al. 2003). Consideramos, pues,
que la diversidad vegetal puede ser un verdadero “laboratorio natural” y ser,
entonces, una fuente ideal en la búsqueda de plantas con cierta actividad
fitotóxica, tan efectiva o más que la de los herbicidas sintéticos.
El fenómeno de la alelopatía es muy común en los agroecosistemas (Kohli et
al. 1998; Kohli et al. 2006; Singh et al. 2001; Weston y Duke 2003). De hecho,
los primeros indicios documentados sobre alelopatía se observaron en cultivos,
p. ej., en garbanzo (Theophrastus, 300 A.C.). Se ha observado que un número
considerable de cultivos exhiben efectos alelopáticos sobre otros cultivos y
malas hierbas (Batish et al. 2001; De Alburquerque et al. 2011; Tesio y Ferrero
2010). Los residuos de los cultivos precedentes también afectan el
comportamiento de otros cultivos debido a la liberación de aleloquímicos
(Batish et al. 2001; Singh et al. 2001). Se liberan una gran variedad de
compuestos solubles e insolubles en agua y fitotoxinas volátiles de los cultivos
y sus residuos de cosecha, que se acumulan en el suelo y afectan la
germinación de propágulos de otros cultivos vecinos, con serias repercusiones
en la calidad y cantidad de las cosechas (Batish et al. 2001). Por esta razón,
ciertas prácticas tradicionales como los cultivos de cobertera, cultivos
acompañantes, policultivos y abonos verdes, etc., necesitan ser profundamente
revisados.
Se requiere aún mucha investigación sobre el manejo adecuado y la naturaleza
alelopática de especies herbicidas, la duración del efecto, el momento de
aplicación, etc. Hasta la fecha, los métodos principales de control de malezas
en AE continúan siendo mecánicos y preventivos, mientras que todavía
estamos muy lejos de generalizar el uso de la alelopatía en los
agroecosistemas ecológicos y sostenibles. Durante la última década se han
publicado muchos estudios científicos sobre los efectos alelopáticos. Sin
embargo, ’la utilización de la alelopatía en una práctica agrícola normal todavía
está en desarrollo y requiere más investigación’ (Conclusiones Proyecto FP5
FATEALLCHEM, “Fate and toxicity of allelochemicals (natural plant toxins) in
relation to environment and consumer”). La International Allelopathy Society
reúne a numerosos científicos cuyo tema central de investigación es el papel
de
la
alelopatía
en
el
control
de
malas
hierbas
(http://www-
ias.uca.es/research.html), aunque en la mayoría de los casos se centran en
cultivos concretos, en aislamiento e identificación de nuevos compuestos, o en
aplicaciones complementarias a la agricultura convencional o sostenible, pero
no concretamente a la AE.
El objeto de nuestro trabajo trata de esto y mucho más; de especies vegetales
que nos rodean y están a nuestro alcance, de especies que en un principio
entorpecen nuestras producciones agrícolas pero que luego podemos usar
para protegerlas, de la búsqueda de compuestos fitotóxicos naturales que
permanecen sólo el tiempo necesario para cumplir su función y luego son
fácilmente metabolizados.
Por tanto, nuestra hipótesis de partida es que el material vegetal y extractos
crudos de nuevas especies con capacidad fitotóxica demostrada tras una
prospección inicial intensa, podrían ser utilizados como cócteles naturales de
aleloquímicos con efecto bioherbicida que, bajo determinadas condiciones y
debidamente dosificados, al ser aportados al suelo como abonos verdes o
aplicados sobre las malas hierbas controlasen su germinación y/o crecimiento.
La utilización racional y programada en AE de una o más de estas especies
potencialmente alelopáticas, aunque no erradique todas las malezas, puede
permitir el mantenimiento natural, sostenible y rentable del equilibrio mala
hierba / cultivo a favor de este último.
Para alcanzar este objetivo, nuestro grupo de trabajo pretende optimizar el
manejo de especies vegetales alelopáticas para el control de malas hierbas en
AE, usando tanto sus extractos acuosos como el propio material vegetal
incorporado como abono verde. También, profundizar en el conocimiento de su
potencial
bioherbicida
a
través
de
distintas
tareas
de
investigación
secuenciales, utilizando un amplio abanico de materiales y métodos en
alelopatía, agronomía y ecofisiología vegetal, los cuales se explican a
continuación.
Metodología
Nuestro método de trabajo se divide en 3
etapas graduales, las cuales se pueden
ilustrar
mediante
una
pirámide
Campo
3
invertida
(Figura 1). La primera etapa consiste en
ensayos de laboratorio a pequeña escala, es
decir, in vitro, donde el “ecosistema” del
ensayo se restringe a semillas y placas Petri,
2
1
Invernadero
In vitro
y se realiza bajo condiciones determinadas y
totalmente
controladas.
Estos
bioensayos
representan una herramienta muy poderosa,
Figura 1.
al margen de ser sencillos y de bajo coste. Si los resultados obtenidos en este
primer paso son prometedores, se avanza a la etapa o nivel siguiente. A
medida que subimos en la pirámide, el volumen del “ecosistema” aumenta, así
como la duración de los ensayos y los factores bióticos y abióticos a tener en
cuenta. Con este orden se consigue economizar recursos y tiempo, ya que si
una especie vegetal no muestra potencial alelopático en la primera etapa,
directamente se descarta como posible herramienta para el control de malas
hierbas en etapas posteriores. ¿Por dónde empezar?
Ante la gran diversidad vegetal que nos rodea, lo primero que nos planteamos
es realizar una prospección inicial de especies potencialmente útiles para el
control de malas hierbas por su naturaleza alelopática, y seleccionadas en
función de los siguientes criterios: (i) plantas que hayan sido utilizadas
tradicionalmente en climas similares al nuestro pero de las que no se dispone
de referencias bibliográficas acerca de su naturaleza alelopática, (ii) especies
silvestres emparentadas taxonómicamente con cultivos alelopáticos ya
estudiados de familias especialmente ricas en aleloquímicos fitotóxicos, (iii)
especies de las que se han aislado aleloquímicos que no reproducen su
capacidad alelopática observada en el campo (p. ej. el eucalipto), (iv) especies
silvestres o cultivadas destinadas a fines medicinales con propiedades
fungicidas, bactericidas, etc., que no hayan sido evaluadas como bioherbicidas,
y (v) especies invasivas cuya actividad radica en la liberación al medio de
metabolitos secundarios. Además de estos criterios, también se tienen en
cuenta la disponibilidad en el agroecosistema y facilidad de recolección de las
especies a estudiar, con el fin de que sea factible el uso de las mismas a la
hora de aplicarlas en el campo.
El estado de madurez de la planta en el momento de la recolección también es
un factor importante a considerar. Muchos estudios sugieren que el periodo de
tiempo requerido para que las sustancias tóxicas se formen está afectado por
el estado de madurez de la planta. Si el material vegetal que se quiere
incorporar en el suelo se encuentra en un estado joven, las fitotoxinas se
liberarán de forma rápida en la descomposición de los residuos, pero también
se degradarán con la misma rapidez. Sin embargo, cuando los residuos
vegetales son maduros, se necesitará un periodo de descomposición más largo
para la liberación de las fitotoxinas, pero el efecto fitotóxico perdurará más
tiempo en el suelo (Khalid et al. 2002). Esto es interesante ya que las semillas
silvestres de un banco de malas hierbas no están sincronizadas, sino que
germinan gradualmente a lo largo del establecimiento del cultivo. Por esta
razón, consideramos apropiado el uso de especies vegetales en floración,
cuando la planta se encuentra en un estado fenológico adultoy con mayor
cantidad y variedad de metabolitos secundarios potencialmente útiles para
el control de malas hierbas.
1ª etapa: ensayos de laboratorio (in vitro)
La valoración del potencial herbicida de las especies seleccionadas se lleva a
cabo mediante bioensayos de germinación y crecimiento sobre papel de filtro
en placa Petri. Son utilizados para realizar una selección previa en laboratorio
de aquellos productos con mayor actividad, que son luego escalados al nivel de
invernadero y de campo. Para ello, se preparan extractos acuosos dejando
macerar material fresco a T ambiente y oscuridad (para evitar la
fotodegradación de compuestos) en agua destilada (para reproducir de la forma
más realista posible las condiciones de liberación de aleloquímicos en
condiciones naturales) durante 24 h. Los extractos vegetales acuosos se
ensayan sobre especies diana modelo, como Lactuca sativa L. cv. Grandes
Lagos y Agrostis stolonifera L. cv. Pencross. Ambas especies son ampliamente
utilizadas como dicotiledónea y monocotiledónea modelo, respectivamente, en
estudios alelopáticos debido a su rápida germinación, uniformidad genética y a
su alta sensibilidad a la acción de los aleloquímicos (Dayan y Duke 2006). Esto
permite una comparación universal de los resultados de los bioensayos para
muchos extractos o compuestos diferentes (Macías et al. 2000). El efecto
fitotóxico se cuantifica mediante la comparación de los resultados de
germinación y elongación de primordios de raíz y tallo de las semillas que
sufren el tratamiento frente a un control, el cual se diferencia del tratamiento
únicamente en la ausencia del material ensayado. Estos dos parámetros se
verán afectados cuando también lo estén otros fenómenos fisiológicos más
concretos, por lo que se cubre así un rango más amplio de efectos. En el caso
de A. stolonifera, se aplica el método de Dayan et al. (2000) para ensayos
miniaturizados con plantas de semilla pequeña, donde el efecto fitotóxico sobre
la germinación y el crecimiento es estimado visualmente, y basado en una
valoración con escala de 0 a 5, significando 0 la ausencia de efecto
(crecimiento máximo) y 5 la inhibición completa de crecimiento, tomando como
referencia de valor 0 el control negativo (agua destilada) (Figura 2.).
Figura 2. Bioensayo miniaturizado del crecimiento de A. stolonifera en placas de 24 pocillos con los
distintos extractos naturales como tratamientos.
En función de los resultados obtenidos en estos primeros ensayos, se
caracterizarán aquellos extractos acuosos con mayor poder herbicida frente a
herbicidas comerciales, mediante la obtención de pautas dosis/respuesta y
concentraciones IC50 e IC80 (dosis que inhibe la germinación o reduce el
crecimiento de radícula en torno al 50% y 80% del control, respectivamente),
mediante bioensayos simultáneos en placa Petri sobre las especies modelo,
especies de cultivo y especies de malas hierbas mono- y dicotiledóneas. La
determinación de ciertos parámetros críticos y universales como el IC50 e IC80
es importante ya que constituye una fuente de información rápida y permite
establecer un marco de referencia para los ensayos siguientes (Dayan et al.
2000). Dichos parámetros se determinan mediante el ajuste matemático de
curvas dosis-respuesta. Si el modelo es aceptable puede ser utilizado para
describir la tendencia o la respuesta a la concentración de los extractos, o para
calcular concentraciones de interés basadas en el modelo (como los índices de
inhibición).
2ª etapa: ensayos de invernadero
Existe abundante bibliografía sobre el potencial bioherbicida de extractos
acuosos o aceites esenciales basados en bioensayos in vitro. Sin embargo, en
la naturaleza el suelo juega un papel esencial en el destino de los compuestos
liberados por parte de la planta, de modo que muchos de estos compuestos
considerados como aleloquímicos por los resultados de laboratorio tendrían en
la naturaleza poca o nula actividad biológica sobre plantas, debido a su
inestabilidad, rápida degradación o cambio continuo por la presencia de
microorganismos, u otras interacciones con el suelo (Duke 2010). Por este
motivo, es imprescendible añadir el factor suelo en estudios alelopáticos.
Los bioensayos alelopáticos a nivel de invernadero se llevan a cabo
generalmente usando recipientes de material inerte (macetas u otros
contenedores) donde se hacen crecer plantas testigos hasta estado adulto. De
esta forma se pueden realizar ensayos no sólo de germinación y crecimiento de
plántulas, sino también de respuesta de las especies receptoras en distintas
etapas de todo su ciclo vital, o al menos durante el crecimiento temprano en
cultivos y especies arvenses de gran porte. Además, pueden medirse otros
parámetros más específicos y con distinto significado ecofisiológico: variables
medibles in vivo utilizando técnicas de intercambio de gases y fluorescencia de
clorofilas (tasa de fotosíntesis, eficiencia fotosintética o estado de estrés), y
multitud de parámetros post-cosecha (área específica foliar, proteínas,
pigmentos, azúcares, metabolitos del estrés, análisis elemental, biomasa), sin
olvidar las ráices. Los ensayos de invernadero permiten la valoración del
potencial herbicida de la especie en estudio como material incorporado al suelo
a diferentes dosis y a distintos tiempos de siembra de malas hierbas y cultivos,
con el fin de optimizar dosis y momento de aplicación. Siguiendo esta línea de
investigación, nuestro grupo de trabajo lleva a cabo ensayos en maceta, donde
se evalúa 1) el efecto del material vegetal incorporado en el suelo sobre el
establecimiento de cultivos con un banco de semillas de las principales malas
hierbas asociadas al cultivo, y 2) la duración y dinámica de su efecto fitotóxico
sobre la germinación y crecimiento del cultivo y las especies arvenses
competidoras del cultivo. Para ambos ensayos, se parte de concentraciones de
material vegetal fresco incorporado al suelo igual a las dosis IC50 e IC80
obtenidas en los ensayos previos con extractos acuosos sobre las especies
diana. Se utilizan como control negativo macetas con suelo agrícola sin
tratamiento, y como control positivo, macetas con suelo tratado con un
herbicida sintético de preemergenciaa la dosis de campo recomendada. En
nuestro trabajo, la utilización del herbicida comercial resulta ser muy útil para
establecer comparaciones.
Un ejemplo de ensayo del primer tipo se puede consultar en Puig et al. (2012a).
En este caso también se evaluó el efecto de la especie vegetal potencialmente
alelopática a concentraciones menores, con el propósito de optimizar las dosis
suficientes requeridas para el control de malas hierbas en campo. Dada la
duración de este ensayo, 4 semanas, los controles se acondicionaron
añadiendo pajitas de plástico para bebida cortadas en porciones de 1 cm,
mimetizando así el efecto ahuecante del mismo volumen de material vegetal
incorporado, pero con un aditivo inerte (Wuest et al. 2000). Se evitan así
efectos no deseados de la mayor compactación del suelo en ausencia de
material vegetal. A los 30 días tras la siembra, se contó el número de plántulas
vivas emergidas de malas hierbas y cultivo. A continuación, las plantas se
cortaron a nivel del suelo y se secaron a 70 ºC durante 72 h para obtener la
biomasa aérea en peso seco de cada especie. Se calculó el rendimiento del
cultivo según la fórmula “rendimiento (%) = [biomasa aérea de cultivo /
(biomasa aérea cultivo + biomasa aérea de malas hierbas)] x 100.
En un ensayo del segundo tipo, con el fin de estudiar la duración y dinámica del
material vegetal enterrado en el suelo, Puig et al. (2012a) prepararon todas las
macetas, para 10 tiempos de siembra y 4 réplicas por tratamiento en el mismo
día, e inmediatamente sembraron aquellas macetas correspondientes al tiempo
1. Cada tres días se realizó una nueva siembra, hasta 10 en total, con una
duración del ensayo de un mes (Figura 3). En cada tiempo de siembra, se
removió superficialmente el suelo de las macetas correspondientes, simulando
la preparación de un lecho de siembra. Diez días después de cada siembra, se
realizaron conteos de germinación y se midieron variables de crecimiento.
Las macetas de ambos ensayos se mantuvieron en invernadero en condiciones
de Tª y humedad controladas (luz natural y Tª ≤26 ºC); se controló la humedad
del sustrato mediante gravimetría, próxima a la capacidad de campo pero
evitando la percolación. Una vez realizada la cosecha, en cada maceta se
midió la conductividad eléctrica del suelo y el pH.
Figura 3. Vista de 3 macetas del ensayo de duración y dinámica de efectos
fitotóxicos correspondientes a 3 tiempos consecutivos de siembra.
Siguiendo esta metodología en invernadero, los autores valoraron 1) el efecto
de filodios de Eucalyptus globulus Labill. enterrados en el suelo sobre el
establecimiento de maíz forrajero (Zea mays L. cv. Anjou 387) y de un banco
de semillas de malas hierbas más representativas del cultivo, y 2) la duración y
dinámica del efecto fitotóxico del eucalipto sobre la germinación y crecimiento
temprano de maíz y 2 de las especies arvenses más problemáticas,
Amaranthus retroflexus L. y Echinochloa crus-galli (L.) P. Beauv. Los filodios de
eucalipto pudieron controlar especies de malas hierbas como A. retroflexus,
Solanum nigrum, E. crus-galli y Digitaria sanguinalis. Un modelo de dos fases,
una inhibitoria y otra estimulatoria, podría explicar la dinámica del efecto
fitotóxico del eucalipto sobre el crecimiento del maíz, estableciendo un periodo
de seguridad para el cultivo de entre 12 y 15 días tras la incorporación del
material vegetal al suelo.
Con los resultados obtenidos en los ensayos de invernadero, se puede
establecer una aproximación metodológica para la siguiente etapa: el campo.
Por supuesto, la transferencia completa al campo requiere de información extra
aportada por más estudios de invernadero, donde se podría valorar el potencial
de inhibición del material vegetal enterrado sobre los microorganismos del
suelo, la variación de los efectos dependiendo de la estación de recogida o
estado fenológico del material, o el destino de las fitotoxinas una vez liberadas
al suelo, entre otros.
3ª etapa: campo
Como reflejo final de los resultados obtenidos de los ensayos de laboratorio e
invernadero, se emplean ensayos de campo, donde se añade a la rutina de
producción de un cultivo determinado la metodología previamente establecida
para el control de malas hierbas. De esta forma, y bajo condiciones reales, se
ensayan las dosis, formas y momentos de incorporación del material vegetal
potencialmente alelopático, y se tiene en cuenta los plazos de siembra de
aquellos cultivos sensibles a los aleloquímicos. En este caso, se describen los
efectos sobre la diversidad y abundancia de la flora arvense mediante la
realización de distintos muestreos a corto, medio y largo plazo dentro del
ensayo, y sobre parámetros agronómicos del cultivo, siendo el rendimiento
agrícola sin duda uno de los más importantes.
Existe abundante bibliografía que respalda el uso potencial de plantas
alelopáticas como cultivos de cobertera, o aplicadas al suelo como abonos
verdes o mulch para el control de la flora arvense (Bhowmik y Inderjit 2003; De
Albuquerque et al. 2011; Tesio y Ferrero 2010; Xuan et al. 2005), siendo los
cereales de invierno y las leguminosas aquellas especies vegetales que han
recibido más atención por parte de los científicos (Cherr et al. 2006; Kruidhof et
al. 2009). Nosotros rompemos una lanza en favor del uso de plantas silvestres,
o de la abundante biomasa de otros cultivos, como es el caso de los residuos
de tala de eucalipto (Puig et al. 2012b). Creemos que este uso alternativo de
los cultivos forestales y la reutilización de la biomasa de la abundante y
accesible flora arvense puede convertirse en una herramienta sencilla y
económica de control de la flora arvense. El uso de nuevas alternativas
investigadas para el servicio de los productores, contribuirá sin duda a la
sostenibilidad de los agroecosistemas y a la concienciación general de que la
Agricultura Ecológica es posible, rentable, y, probablemente, la única
alternativa de producción socialmente justa y ambientalmente correcta.
Conclusiones
La combinación de ensayos in vitro con experimentos de maceta sobre los
efectos fitotóxicos de una especie vegetal, es muy útil para valorar su uso
potencial para el control de malas hierbas en el campo. En nuestro trabajo, se
establece una metodología adecuada y novedosa de bioensayos de
invernadero en maceta para el estudio del potencial bioherbicida de cultivos y
plantas silvestres.
La Alelopatía representa una alternativa real a los herbicidas convencionales
de síntesis, como herramientas complementarias a otras prácticas ecológicas
para una producción agrícola ecológica de calidad, sostenible, saludable, y
respetuosa con el medio ambiente. Aún así, debido a la compleja naturaleza de
este fenómeno, el estudio de la dinámica o duración, o los mecanismos de
acción de los aleloquímicos en un contexto ecológico es complicado y requiere
todavía mucho esfuerzo de investigación al servicio de la Agricultura Ecológica.
Referencias bibliográficas
Batish DR, Singh HP, Kohli RK, Kaur S. 2001. Crop allelopathy and its role in ecological
agriculture. Journal of Crop Production 4: 121-161.
Bhowmik PC, Inderjit. 2003. Challenges and opportunities in implementing allelopathy for
natural weed management. Crop Protection 22: 661-671.
Cherr CM, Scholberg JMS, McSorley R. 2006. Green manure approaches to crop production: A
synthesis. Agronomy Journal 98: 302-319.
Dayan FE, Romagni JG, Duke SO. 2000. Investigating the mode of action of natural
phytotoxins. Journal of Chemical Ecology 26: 2079-2094.
Dayan FE, Duke SO. 2006. Clues in the search for new herbicides. En: MJ Reigosa, N Pedrol,
L González (Eds) Allelopathy. A Physiological Process with Ecological Implications.
Springer, Dordretch, Holanda. ISBN 978-1-4020-4279-9, pp. 63-84.
De Albuquerque MB, Dos Santos RC, Lima LM, Melo Filho PDA, Nogueira RJMC, Da Câmara
CAG, Ramos ADR. 2011. Allelopathy, an alternative tool to improve cropping systems. A
review. Agronomy of Sustainable Development 31: 379-395.
Duke, SO. 2010. Allelopathy: current status of research and future of the discipline: A
commentary. Allelopathy Journal 25: 17-30.
EC No 834/2007. COUNCIL REGULATION Official Journal of the European Union of 28 June
2007 on organic production and labelling of organic products and repealing Regulation
(EEC) No 2092/91. OJ 20.7.2007, L189, p. 1-23.
González-Ponce R. 2006a. Métodos para el control de malas hierbas. (I) Culturales. (Eds)
Ministerio de Agricultura, Pesca y Alimentación. Hojas divulgadoras Nº 2119 HD. ISBN: 84491-0691-5.
González-Ponce R. 2006b. Métodos para el control de malas hierbas. (II) Físicos y Biológicos.
(Eds) Ministerio de Agricultura, Pesca y Alimentación. Hojas divulgadoras Nº 2120 HD.
ISBN: 84-491-0690-7.
Guzmán Casado GI, Alonso Mielgo AM. 2008a. Buenas prácticas en Producción Ecológica.
Asociaciones y Rotaciones (Eds) Ministerio de Medio Ambiente y Medio Rural y Marino.
ISBN: 978-84-491-0865-5.
Guzmán Casado GI, Alonso Mielgo AM. 2008b. Buenas prácticas en Producción Ecológica.
Uso de Abonos Verdes (Eds) Ministerio de Medio Ambiente y Medio Rural y Marino. ISBN:
978-84-491-0867-9.
Guzmán Casado GI, Alonso Mielgo AM. 2008c. Buenas prácticas en Producción Ecológica.
Aprovechamiento y control de Flora Arvense (Eds) Ministerio de Medio Ambiente y Medio
Rural y Marino. ISBN: 978-84-491-0869-3.
Khalid S, Ahmad T, Shad RA. 2002. Use of Allelopathy in Agriculture. Asian Journal of Plant
Sciences 3: 292-297.
Kohli RK, Batish D, Singh HP. 1998. Allelopathy and its implications in agroecosystems. Journal
of Crop Production 1: 169-202.
Kohli RK, Batish DR, Singh HP. 2006. Allelopathic interactions in agroecosystems. En Reigosa
MJ, Pedrol N, González L (Eds) Allelopathy. A Physiological Process with Ecological
Implications. Springer, Dordrecht (Holanda), pp. 465-493.
Kruidhof HM, Bastiaans L, Kropff MJ. 2009. Cover crop residue management for optimizing
weed control. Plant & Soil 318: 169-184.
Macías FA, Castellano D, Molinillo JMG. 2000. Search for standard phytotoxic bioassay for
allelochemicals. Selection of standard target species. Journal of Agricultural & Food
Chemistry 48: 2512-2521.
Pedrol N, González L, Reigosa MJ. 2006. Allelopathy and abiotic stress. En: Reigosa MJ,
Pedrol N, González L (Eds) Allelopathy. A Physiological Process with Ecological
Implications. Springer, Dordretch, Holanda, pp. 171-210.
Puig CG, Álvarez-Iglesias L, Reigosa MJ, Pedrol N. 2012a. En prensa. Eucalyptus globulus
leaves incorporated as green manure for weed control in maize. Weed Science. DOI:
10.1614/WS-D-12-00056.1
Puig CG, Álvarez-Iglesias L, Reigosa MJ, Pedrol N. 2012b. Los residuos de tala de eucalipto
pueden ser útiles para el control de malas hierbas en Agricultura Ecológica. Comunicación
oral y Proceeding del IV Congreso Internacional de Agroecología y Agricultura Ecológica.
Vigo, 21-23 Junio.
Rice EL. 1984. Allelopathy, 2nd ed. Academic Press, Orlando, 189pp.
Ridenour WM, Callaway RM. 2001. The relative importance of allelopathy in interference: the
effects of an invasive weed on a native bunchgrass. Oecología 126: 444-450.
Singh HP, Batish DR, Kohli RK. 2001. Allelopathy in agroecosystems: an overview. Journal of
Crop Production 4: 1-41.
Singh HP, Batish DR, Kohli RK. 2003. Allelopathic interactions and allelochemicals: New
possibilities for sustainable weed management. Critical Reviews in Plant Science 22: 239–
311.
Tesio F, Ferrero A. 2010. Allelopathy, a chance for sustainable weed management.
International Journal of Sustainable Development World Ecology 17: 377-389.
Weston LA, Duke SO. 2003. Weed and crop allelopathy. Critical Reviews in Plant Science 22:
367-389.
Wuest SB, Albrecht SL, Skirvin KW. 2000. Crop residue position and interference with wheat
seedling development. Soil & Tillage Research 55: 175-182.
Xuan TD, Shinkichi T, Khanh TD, Min CI. 2005. Biological control of weeds and plant pathogens
in paddy rice by exploiting plant allelopathy: an overview. Crop Protection 24: 197-206.