Manual de Campo para la Vigilancia Entomológica de Anopheles

Manual de Campo para la Vigilancia
Entomológica de Anopheles
Material elaborado por:
Departamento de Entomología - SENEPA
Agosto - 2013
Apoyo
©Organización Panamericana de la Salud/Organización Mundial de la Salud (OPS/OMS),
Representación en Paraguay. 2013
http://www.paho.org/par
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Manual de Campo para la Vigilancia Entomológica de Anopheles
Índice
Antecedentes ............................................................................................. 4
Los vectores ................................................................................................ 5
¿Qué es el Paludismo? ................................................................................. 6
¿Cuál es la causa? ....................................................................................... 7
Conociendo más al vector ........................................................................... 8
¿Cómo se comportan? ................................................................................ 9
¿Cómo es su ciclo biológico?......................................................................... 9
Ciclo de vida - Morfología .......................................................................... 9
Criaderos .................................................................................................. 12
Tipos de colecta de mosquitos adultos ....................................................... 13
Métodos de colecta de adultos ................................................................... 14
Colecta de larvas ....................................................................................... 17
Observación directa de infección natural en los anofelinos .......................... 19
Indicadores Entomológicos usados con Anopheles ...................................... 21
Procedimientos para Investigaciones Entomológicas de vectores
del Paludismo............................................................................................. 21
Características más resaltantes de los principales vectores del Paludismo ..... 22
Glosario .................................................................................................... 24
Bibliografía ............................................................................................... 27
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Manual de Campo para la Vigilancia Entomológica de Anopheles
Antecedentes
Existen bases ciertas para afirmar que el Paludismo afectó a la población indígena
del Paraguay antes de la llegada de los españoles.
Los aborígenes designaban a la enfermedad con el nombre de akanundu ro’y
por la forma de presentación. Era también conocida como Py’a ruru por el
endurecimiento que se palpaba a nivel de la boca del estómago de los afectados,
consecuencia del agrandamiento del bazo. Además como la periodicidad del
Paludismo coincidía con la época de lluvias y crecidas (diciembre - abril) se le
designaba a ese período ára a, época de caer enfermo. Consecuencia de esta
situación como medida profiláctica la población indígena se alejaba de la
proximidad de los ríos y arroyos porque en las cercanías de los mismos podían
enfermarse de Paludismo.
Los Primeros datos de epidemias de Paludismo en el Paraguay figuran en los
escritos de Moisés Bertoni, esta primera información se refiere a una epidemia
ocurrida en la zona de Alto Paraná en 1878, otros reportes fueron en Misiones
entre los años 1884 y 1885, y nuevamente en Alto Paraná entre 1921 y 1922,
ocasionando en todos los casos gran mortandad.
Otras epidemias fueron las de 1940, 1942, 1946 y 1951, así durante la década del
50, el 90% del país era palúdico. (Situación Actual de Anopheles y la transmisión
de la malaria en Paraguay - Martínez, N. 2003).
Hasta 1956, las actividades antipalúdicas en el Paraguay estuvieron a cargo
de la “Sección de control de roedores, insectos y vectores”, de la división de
Saneamiento Ambiental dependiente de la Dirección de Servicios Normativos del
Ministerio de Salud Pública y Bienestar Social.
El 11 de noviembre de 1955 fue constituida la Comisión de Erradicación del
Paludismo y el 12 setiembre de 1957 se creó el Servicio Nacional de Erradicación
del Paludismo (SENEPA).
En octubre de 1957 se iniciaron los trabajos de erradicación de esta enfermedad.
Entre 1961 y 1967 se hicieron trabajos de reconocimiento geográfico, además
se llevaron a cabo estudios entomológicos y se instalaron puestos de notificación
entre otras actividades.
En el año 1957 se estableció que el área palúdica abarcaba todo el país excepto Asunción.
El 23 de abril de 1968 se firmó el Plan Tripartito de Operaciones entre el gobierno
de Paraguay y la Oficina Sanitaria Panamericana junto con la UNICEF. (Informe
para la Reunión de Directores de la SNEM de las Américas - Rca. del Salvador,
noviembre de 1971.
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Los vectores
Recién desde 1.960 se inició una amplia investigación sobre los anofelinos, que
abarcó los 16 departamentos. Estos estudios señalaron que Anopheles darlingi
y el Anopheles albitarsis eran los vectores de la transmisión del Paludismo en
Paraguay, siendo el primero de ellos el vector primario o principal por sus hábitos
intradomiciliarios.
El An. darlingi fue encontrado por primera vez en 1.951 en Alto Paraná y Alto
Paraguay. En 1.953 en Unión (San Pedro) y dos años más tarde en Villa del
Rosario del mismo Dpto.
An. darlingi es capturado todo el año pero su densidad es mayor en verano y
otoño, siendo relativamente baja en invierno y primavera.
Numéricamente An. albitarsis predomina ampliamente sobre las otras especies de
Anopheles de Paraguay.
Desde el año 1967 a 1968 fueron identificadas 31 especies de anofelinos de los
cuales An. darlingi y An. albitarsis se encontraban con mayor frecuencia.
La especie An. darlingi fue encontrada a orillas de los ríos Paraná y Paraguay,
también en años sucesivos fue encontrado en el Chaco.
A las especies principales le siguen como vectores secundarios An. strodei,
An. noroestensis y el An. triannulatus.
Desde abril de 1992 a marzo de 1993 el total capturado de anofelinos fue
de 6.265 de los cuales 1.232 correspondieron al vector principal An. darlingi.
(Investigación sobre el comportamiento de anofelinos en localidades a orillas del
lago Itaipú lado paraguayo).
El An. strodei sigue en importancia correlativa al An. albitarsis que predomina siempre.
Este material pretende servir de apoyo en lo relacionado a técnicas básicas de
campo, destinadas a conocer a las especies presentes en determinadas áreas y su
modo de vida, búsqueda de criaderos preferidos y la observación de los hábitos
de las formas adultas, adoptados para el trabajo con anofelinos.
Está dirigido al personal que trabaja con los vectores del Paludismo, que podrá
encontrar en este material los elementos esenciales para iniciar una investigación
entomológica.
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¿Qué es el Paludismo?
Es una enfermedad infecciosa febril aguda, no contagiosa que se manifiesta a
través de algunos síntomas que aparecen aisladamente o en forma conjunta,
dependiendo de la especie del parásito infectante, tales como:
Dolor de cabeza
Escalofríos
Sudoración excesiva
Fiebre alta
Posee fase sintomática inicial caracterizada por: malestar, cefalea, cansancio,
mialgia, náuseas y vómitos que generalmente precede a la fiebre del Paludismo.
El ataque paroxístico se inicia con escalofríos que dura de 15 minutos hasta una
hora, seguido por una fase febril, con temperatura corpórea que puede alcanzar
hasta 41 ºC o más. Después de un período de dos horas, ocurre una disminución
o desaparición completa de la fiebre y el paciente presenta una sudoración
profusa y languidez intensa. Después de la fase inicial, la fiebre asume un carácter
intermitente.
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¿Cuál es la causa?
El Paludismo es causado por la presencia en la sangre de la persona de un agente
infeccioso, un protozoario llamado Plasmodium transmitido por la picadura de un
mosquito infectado del género Anopheles.
Existen cuatro tipos de Plasmodios:
• Plasmodium vivax
• Plasmodium falciparum
• Plasmodium malariae
• Plasmodium ovale (ocurre solo en el continente africano).
La infección autóctona en Paraguay es causada en su totalidad por el parásito de
la especie P. vivax, en tanto que los casos importados se deben tanto a P. vivax
como a P. falciparum. Reservorio: El hombre es el único reservorio.
Clasificación taxonómica del vector
• Phylum : Arthropoda
• Clase : Insecta
• Subclase : Holometabola
• Orden : Diptera
• Suborden : Nematocera
• Familia : Culicidae
• Subfamilia : Anophelinae
Género
{
Anopheles
Anopheles
Sub - géneros: Nyssorhynchus
Kerteszia
Chagasia
Bironella (restricta a Nueva Guinea y Región Australiana).
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Conociendo más al vector
Solamente las hembras hematófagas del género Anopheles, infectadas transmiten
la enfermedad, los machos se alimentan del néctar de las plantas.
Agente transmisor: Los transmisores del Paludismo están incluidos en el:
Sub- género Nyssorhynchus.
Vector principal o primario: Es el gran responsable de la transmisión del
Paludismo, anofelino de real expresión epidemiológica que mantiene la endemia.
En Paraguay el principal vector es: Anopheles (Nys) darlingi.
Los vectores secundarios locales o accidentales: Son de pequeña expresión
epidemiológica encontrados una sola vez infectados.
Algunos anofelinos del sub - género: Nyssorhynchus son hoy considerados
capaces de transmitir Paludismo en la naturaleza, se los considera vectores
secundarios, especialmente cuando coexisten con Anopheles darlingi.
1. Anopheles (Nys) albitarsis
2. Anopheles (complex) albitarsis
3. Anopheles (Nys) strodei
Son considerados vectores secundarios o vectores potenciales por haber sido
encontrados naturalmente infectados en alguna área endémica de Brasil,
particularmente en Amazonia, aunque son poco susceptibles a P. vivax y
P. falciparum (Deane et al., 1.984; Klein et al., 1.991).
1. Anopheles (Nys) braziliensis
2. Anopheles (Nys) nuñeztovari
3. Anopheles (Nys) oswaldoi
4. Anopheles (Nys) triannulatus
5. Anopheles (Nys) evansae
6. Anopheles (Nys) galvaoi
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¿Cómo se comportan?
Durante el día, los mosquitos Anopheles buscan abrigo en lugares húmedos sin
mucha luz. Son activos desde que se oculta el sol (al atardecer) hasta el amanecer,
cada especie tiene un pico de actividad nocturna, que varía según su especie.
Las hembras pican a las personas en búsqueda de sangre, esencial para madurar
sus huevos. Los machos se alimentan de savia, así como del néctar de las plantas.
¿Cómo es su ciclo biológico?
Los mosquitos anofelinos tienen un ciclo biológico que comprenden las siguientes fases:
• Las hembras ponen sus huevos en el agua.
• Los huevos dan origen a las larvas, con cuatro estadios acuáticos.
• De larvas pasan a pupwas.
• Y las pupas (que no se alimentan) se desarrollan y se tienen los mosquitos
adultos.
Usualmente todo el desarrollo desde huevo a adulto dura alrededor de unos 7 a
20 días o más dependiendo de las condiciones de temperatura y disponibilidad
de alimento. A temperaturas de 31 ºC el ciclo puede ser solo de 7 días, a 20 ºC
o menos hasta 20 días.
Huevos
Las hembras adultas de Anopheles copulan una vez y continúan poniendo
huevos a lo largo de su vida, realizan una ingesta sanguínea cada dos o tres días.
La hembra pone una tanda de huevos antes de la siguiente ingesta de sangre.
Depositan sus huevos aisladamente en tandas de 50 a 200 huevos, éstos presentan
unas estructuras llamadas flotadores, en los extremos laterales.
Larvas
Flotador
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Larvas
No poseen sifón respiratorio, los espiráculos se abren en una placa situada en la
superficie del VIII segmento. Pasan por cuatro etapas en el desarrollo de las larvas
(L1 – L4).
Ausencia de sifón
Pupas
Las pupas tienen aspecto de una coma,
son bastante móviles cuando son
perturbadas, aunque están casi siempre
quietas en contacto con la superficie
del agua. Su cuerpo tiene inicialmente
el mismo color de la larva, recien se
transforma cuando va llegando el
momento de la emergencia del adulto.
Adultos
Reposan con el cuerpo y la probóscide
en línea recta, casi en ángulo recto con
el sustrato.
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Hembras con palpos largos equivalentes al largo de la probóscide, antenas más
cortas que éstas. Los machos con palpos tan o más largos que la probóscide.
Palpo
Probóscide
Hembra con palpos de longitud
semejante a la probóscide.
Alas de Anofelinos
Alas con escamas oscuras y blanco amarillentas en forma de pelos y dispuestas en
formas de manchas en las venas.
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Criaderos
Los locales donde los mosquitos depositan sus huevos y se desarrollan hasta la
fase adulta son llamados criaderos.
Estos pueden ser: ríos, arroyos, lagos, riachos, charcos temporales, agujeros de
árboles y de piedras, huellas de pisadas de animales, axilas de hojas, todos estos
son los llamados criaderos naturales y éstos varían mucho de especie a especie,
algunas prefieren cuerpos de agua con sombras, mientras que otras prefieren
ambientes soleados.
Algunos anofelinos prefieren agua contaminada, mientras que otros, aguas poluídas. Otras especies buscan criaderos de carácter permanente y otras temporales,
preferencialmente usan cuerpos de agua con vegetación emergente.
Criaderos Naturales
El hombre está destruyendo el hábitat natural del vector, situación que da paso a
la búsqueda de criaderos artificiales por parte de los anofelinos.
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Tipos de colecta de mosquitos adultos
COLECTA INTRADOMICILIAR: colecta que se realiza dentro de una casa. Los
mosquitos en reposo deben ser buscados en dormitorios y en las paredes con
ayuda de linternas. Pueden realizarse colectas nocturnas o diurnas.
COLECTA PERIDOMICILIAR: se realiza hasta un perímetro de 10 metros
alrededor de una casa. Las búsquedas pueden ser diurnas o nocturnas.
COLECTA EXTRADOMICILIAR:
Colecta en un sitio más allá de un
perímetro de 10 metros alrededor de
una casa.
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Métodos de colecta de adultos
Cebo humano protegido
Esta colecta se lleva a cabo exponiendo parte del cuerpo (pierna o brazo, sin
repelente) como atrayente para capturar a los insectos que se posen a picar, no
es necesario esperar a que el insecto pique para capturarlo, una vez que se pose
y con experiencia se procede a la captura del insecto con un capturador manual y
eventualmente se puede utilizar una red entomológica. El investigador debe estar
munido de una linterna manual con pilas, con la finalidad de iluminar mejor los
puntos de colecta y sorprender a los alados, esta norma también sirve durante
el día, ya que los locales de reposo de los mosquitos son frecuentemente poco
iluminados.
Una vez capturado el mosquito se coloca en un frasco colector cubierto con tela
fina o malla.Utilizar un frasco diferente para las colectas por hora, etiquetar
debidamente con todos los datos. (Departamento, localidad, horario, etc.)
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Este método se puede aplicar durante
la noche o el día, igualmente se
puede utilizar en el intradomicilio,
peridomicilio o extradomicilio, permite
colectar mayormente insectos hembras
y además nos indica las especies que
son antropofílicas (preferencia por
alimentarse de sangre humana) o por
lo menos cierta preferencia por picar al
hombre.
Trampa shannon
Esta trampa descripta por Shannon (1939), consiste originalmente de una
estructura de tejido de color blanco para la captura de mosquitos al aire libre.
Este método usa el mismo principio del cebo humano como atrayente y
una fuente luminosa en su interior. Los insectos capturados son mayormente
hembras y algunos machos. Este método se usa en ambientes peridomiciliares
o extradomiciliares y también nos indica el nivel de antropofilia de las especies
colectadas.
Los mosquitos que vuelan en el interior de la trampa son colectados con
succionadores manuales.
Trampa de luz
TIPO “CDC” (Communicable Disease Center, Atlanta, U.S.A.)
Este método de colecta utiliza como atrayente una luz ultravioleta junto a la
cual está asociada una hélice cuyo movimiento aspira los mosquitos hacia un
recipiente. Pueden contener o no sustancias como gas carbónico para aumentar
la atracción. (Mulhern, 1953; Morris & De Foliart, 1969).
A diferencia de los métodos con cebo humano, esta colecta es para capturar
indistintamente machos y hembras, y no permite determinar niveles de antropofilia.
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Esta trampa se puede utilizar tanto en intradomicilio, peridomicilio o extradomicilio y puede trabajar toda la noche o por un determinado número de horas,
según los requerimientos del trabajo a realizar, se la cuelga a una altura de 0.80
a 1,50 metros del suelo.
Colecta de adultos con capturadores manuales a
base de succión
Este procedimiento se hace para las búsquedas en los lugares de reposo de los
insectos adultos. Este método es aplicable en el intradomicilio, peridomicilio o
extradomicilio.
Es uno de los métodos más frecuentemente utilizados por su simplicidad y
economía. Existen varios modelos de capturadores basados en los dispositivos
inicialmente descriptos por Buxton (1.928) y adaptado por Correa (1.960).
Consiste en un tubo de acrílico de 6 centímetros de largo y 2 centímetros de
diámetro, abierto en ambas extremidades y en uno de ellos es colocado una fina
tela mosquitero.
Los mosquitos son succionados individualmente con el tubo de acrílico, a la cual
va encastrada una manguera de goma que genera una presión negativa.
Los mosquitos así capturados pueden ser transferidos directamente a los
recipientes mortíferos (con cloroformo) o a las jaulas de transporte si se quiere
mantenerlos vivos.
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Colectas de larvas
Corresponde a una búsqueda manual, para el caso de larvas de Anopheles este
registro va asociado al criadero.
Metodología
• Identificar los cuerpos de agua, posibles criaderos de Anopheles.
• Realizar un relevamiento de datos, incluyendo: dimensiones, tipo de vegetación
acuática, área sombreada, fauna (peces, artrópodos).
• Georreferenciar los sitios de los criaderos y capturas de larvas.
• Una vez elegido el punto de colecta, con movimientos rápidos introducir
el cucharón en un ángulo de aproximadamente 45º, recoger el agua a fin de
permitir el examen del contenido, con ayuda de una pipeta las larvas y pupas
son capturadas y colocadas en tubos de vidrios o de plásticos tipo Kant. Para su
conservación, en caso que no haya necesidad de mantenerlos vivos, agregar alcohol
al 70 %.
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Manual de Campo para la Vigilancia Entomológica de Anopheles
Una vez hecha la colecta, el restante del líquido arrojar al suelo y no dentro del
criadero, con eso se reduce la agitación del líquido de manera a no espantar las
demás formas inmaduras que allí se encuentran. Se debe tener siempre el cuidado
de causar la menor perturbación posible en el criadero que se está investigando.
Cada tubo conteniendo las larvas y pupas debe ser debidamente etiquetado,
la etiqueta debe ser completada con lápiz y el mismo debe estar pegada por el
tubo o dentro del mismo, con los datos bien especificados como: fecha, lugar
de colecta, Departamento, distrito, localidad, nombre del colector y número de
cucharonadas.
Si se necesitan las larvas vivas para su posible cría en insectario, transportarlos en
botellas, sin tapar o destaparlas cada 2 horas, de manera a que las larvas y pupas
respiren. Para evitar someterlos a mucho movimiento transportarlos en cajas de
isopor. Colectar agua del criadero y transportarlos en otro recipiente para su uso
en la cría de las formas inmaduras.
Perímetro del criadero (m)
Nº de puntos
1 - 50
1 punto cada 5m; no más
51- 100
1 punto cada 8m; no más
de 10 puntos en total.
101 - 500
1 punto cada 10m; no más
de 10 puntos en total
501 a más
1 punto cada 50 o 80 m; no más
de 10 puntos en total.
La unidad de muestra o punto corresponde a un metro cuadrado (m2)
y se toman 10 - 15 cucharonadas por punto.
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• Las larvas colectadas deben ser registradas en el formulario por estadio del ciclo
biológico (larva I, II, III, IV y pupa).
• Se deben tomar datos físicos y biológicos del criadero.
En el caso de investigar criaderos como las bromelias proceder de la
siguiente manera:
• Cortar las hojas hasta el nivel próximo de la base. Vaciar el contenido en un
recipiente de color blanco y buscar las formas inmaduras con ayuda de la pipeta.
Observación directa de infección
natural en los anofelinos
En todos los casos se deben mantener los mosquitos vivos, identificarlos
taxonómicamente y registrar todos los datos de colecta (departamento, distrito,
localidad, fecha y hora de colecta, tipo de colecta, nombre del colector).
Determinar la especie del insecto vector antes de la disección, en caso de que la
determinación no se pueda realizar previamente se guardará el cuerpo del insecto
en una caja entomológica numerada, que coincidirá con la muestra estudiada.
Materiales
• Estiletes entomológicos (punta fina) o agujas finas.
• Aspirador manual de insectos o capturador.
• Portaobjetos
• Agua destilada
• Solución salina estéril.
• Estereoscopio.
• Microscopio.
• Criovial
Metodología
1. Separar los insectos hembras (vivos) según la especie.
2. Con aspirador atrapar una hembra y colocar en el criovial, llevar al refrigerador,
sino se cuenta con el mismo, usar una pequeña cantidad de cloroformo, esperar
unos segundos hasta que la hembra desvanezca.
3. Extrae la hembra con una pinza de punta fina y colocarla en una lámina
portaobjetos con una gota de solución salina.
4. Decapitar al mosquito con ayuda de dos estiletes entomológicos de la siguiente
manera: con las puntas de los dos estiletes entre la cabeza y el tórax, con uno
sujetar el tórax y con el otro desplazar la cabeza rompiendo su unión con el tórax.
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Manual de Campo para la Vigilancia Entomológica de Anopheles
5. En la parte de la cabeza que estaba unida al tórax se puede notar unas estructuras a manera de tres dedos de una mano, esas son las glándulas salivales. Con
mucho cuidado y con la ayuda de los estiletes, retirar las glándulas de la cabeza.
6. Una vez separadas las glándulas salivales, se observarán al microscopio como
formas móviles alargadas
7. Si se desea fijar la muestra, dejar secar en la misma lámina, fijar con metanol
absoluto y colorear con Giemsa por 20-30 minutos, enjuagar con agua destilada
y dejar secar para su posterior observación al microscopio para buscar esporozoitos infectados en las glándulas.
Sujetar el tórax
Sujetar
Separar la cabeza
Glándula salival infectada
Separar para extraer los
ovarios y tubo digestivo
Esporozoitos
Glándulas salivales obtenidas en campo
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Indicadores entomológicos usados con Anopheles
Adultos
Índice de picadura hombre - hora:
IPHH:
Total de arrofelinos colectados
Nº de horas de colecta x Nº de colectores
Inmaduros
Media de larvas por cucharonada:
MLC:
Nº total de larvas
Nº de cucharonadas
Procedimientos para las investigaciones
entomológicas de vectores del paludismo
Con la ficha de notificación del caso se debe proceder a la investigación
entomológica antes del rociado.
Priorizar las investigaciones entomológicas en las áreas donde:
• Se han detectado casos autóctonos de Paludismo y en las localidades cercanas
a los casos.
• Lugares nuevos donde no se conocen las especies de Anopheles presentes,
para evaluar la receptividad y vulnerabilidad de la localidad en la introducción
del Paludismo.
• Localidades que presentaren casos autóctonos en los últimos 6 meses.
• Lugares donde hay evidencia de ocurrencia de brotes.
• Tomar datos sobre hábitos conductuales de los casos como ser: si se dedican
a la pesca, caza u otras actividades de riesgo para una posible transmisión de la
Paludismo.
En todas las investigaciones se deben:
Realizar la captura de adultos y larvas de Anopheles, en todos los casos los
ambientes deben ser caracterizados y las metodologías de colecta especificadas.
Se recomienda la colecta de adultos de 3 horas de duración iniciando cuando
empieza el crepúsculo solar (ajustar el horario para verano así como para invierno)
normalmente de 17:00 hs. hasta las 21:00 hs.
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Manual de Campo para la Vigilancia Entomológica de Anopheles
Los mosquitos colectados deberán ser
separados por horario de colecta y
registrar las condiciones ambientales
(temperatura, humedad). Los puntos
de colecta deben ser georreferenciados.
Se ubicarán los criaderos potenciales
más cercanos a las viviendas de los casos.
Georreferenciamiento del punto de captura
Caracteristicas más resaltantes de los
principales vectores del paludismo.
a) An. (Nys) darlingi.
(Root, 1.926) vector principal, alcanza gran densidad en las áreas de transmisión
del Paludismo, en algunos casos hasta el 20 % del total de anofelinos capturados
(Entomología/Senepa). Su capacidad vectorial epidemiológicamente establecida
está relacionada con su elevada domiciliación y antropofilia (preferencia de
alimentarse del hombre), este mosquito es el más doméstico de los anofelinos,
a pesar que últimamente las hembras han variado su hábito luego de la
hematofagia, ya que antes permanecían dentro de las casas y en los últimos años
se los ha observado en reposo fuera en la vegetación circundante a causa del uso
de insecticidas (Queiroz y Suárez, 1.990).
Según Root (1.926) es una especie que tiene acentuada preferencia por los
dormitorios y posan principalmente en las partes más bajas de las paredes,
relativamente raro es que posen sobre muebles o ropas encima de 2 mts. en las
paredes. (Rochou, 1.958).
Considerada como vector relacionado con la presencia de grandes colecciones
hídricas como ríos, lagos, represas, que constituyen lugares preferidos para el
desarrollo de sus formas inmaduras, estos lugares pueden ser totalmente soleados
o parcialmente sombreados (Forattini, 1962) por lo que es calificado como vector
de los ríos y represas (Rachou, 1958). Secundariamente utilizan como criaderos
excavaciones, depresiones de terreno etc. por ocasión de recrudecimiento de su
densidad (Coutinho, 1947).
Los meses de mayor densidad del An. darlingi, vector principal del Paludismo
en Paraguay corresponden a los meses de abril, mayo, octubre y noviembre,
alcanzando picos más altos en los meses de abril y noviembre. El horario de
mayor densidad se registra entre las 17 hs. y las 19 hs. (Entomología/SENEPA)
correspondiendo a capturas intra y extradomiciliar, horario que coincide con el
hábito de los pobladores de sentarse en la periferia de la casa o practicar la
pesca. An. darlingi presenta un amplio radio de vuelo, reportándose su capacidad
de volar hasta 7.2 km (Charlwood &Alecrim, 1.989).
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Manual de Campo para la Vigilancia Entomológica de Anopheles
b) An. (Nys) albitarsis.
(Lynch-Arribalzaga, 1.878) es considerado como el mosquito de más vasta
distribución y abundancia (Deane, 1.948), su importancia como vector tiene
hasta ahora opiniones divergentes, considerada como vector principal por
algunos (Segura, 1.998) y de menor importancia por otros (Deane, 1.986). Esta
especie es el anofelino de mayor densidad entre los vectores del Paludismo,
su capacidad vectorial está más relacionada a su densidad que a su incidencia
domiciliaria (Rochau,1.958), en algunos casos frecuenta los domicilios y exhibe
cierto antropofilismo, aunque sólo tiene importancia epidemiológica cuando se
encuentra en alta densidad o cuando coexiste con un vector importante como An.
darlingi.
An. albitarsis no presenta hábitos uniformes en lo que concierne a ambientes
humanos, es más zoofílico (preferencia por sangre de animales) y exofílico, en
otras es dotado de acentuado antropofilismo procurando intensamente frecuentar
la casa del hombre, dentro de las habitaciones prefiere posar en las partes altas de
las paredes (Rochou, 1.958). En ausencia de sus hospederos preferenciales o en
las épocas de elevada densidad, se pueden alimentar del hombre con frecuencia
y en este caso pueden eventualmente infectarse al alimentarse de portadores de
gametocitos de plasmodios en áreas cuya endemicidad fuera desencadenada y
mantenida por An. darlingi.
Las formas inmaduras se desarrollan en variados tipos de criaderos, temporarios o
permanentes, naturales o artificiales, totalmente expuestos al sol o completamente
sombreados como excavaciones, lagos, pantanos, áreas inundadas, remanso de
ríos, lagos, cursos de agua. Los picos más altos de densidad de este anofelino en
Paraguay ocurren en los meses de febrero, marzo, abril y setiembre (Entomología/
SENEPA).
c) Anopheles (complex) albitarsis.
An. albitarsis forma un complejo de 4 especies: An. albitarsis sensu estrictu, An.
marajoara, An. deaneorum y una cuarta aún no descripta. (Wilkerson e col, 1.995).
La posible implicancia de cada una está basada en su distribución geográfica. Estos
anofelinos comprenden especies que morfológicamente son iguales, pero tienen
diferente composición genética. Estas especies se llaman especies gemelas y en
conjunto se conocen como un complejo. A pesar de ser morfológicamente idénticas,
las especies están aisladas reproductivamente, esto resulta de la acumulación de
diferencias genéticas que a menudo conduce a diferencias en la bio - ecología y
comportamiento.
d) An. (Nys) strodei. (Root, 1.926).
Hallado por una única vez con infección natural en 1.939 por Correa, no es una
especie doméstica, generalmente no entra dentro de las casas y si esto ocurre es
solo en número insignificante, es una especie zoofílica, tiene densidad elevada,
su capacidad vectorial está relacionada a extensas modificaciones del ambiente
(Oliveira - Ferreira e col, 1.990). Sus formas inmaduras son encontradas en criaderos
constituidos por grandes y pequeñas colecciones de agua como represas, lagos,
remansos de ríos, charcos, pozos y aguas con cierto movimiento (Forattini, 1.962)
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GLOSARIO
ANTROPOFÍLIA: Es la cualidad de un insecto de picar al hombre y alimentarse
de su sangre.
BROMELIA: Planta epífita sin tallo, con las hojas envainadoras reunidas en la
base.
CEBO HUMANO: Es el hombre como atrayente de insectos, se usa para colectar
los insectos antropofílicos.
CAPACIDAD VECTORIAL: Es el número de contactos potencialmente infectivos
de una población de mosquitos por persona infectada por unidad de tiempo.
CASOS AUTÓCTONOS (enfermedad): Son los casos de una enfermedad que
ocurren en un lugar determinado.
CICLO DE TRANSMISIÓN: Son todos los pasajes por diferentes hospederos
que tiene un organismo patógeno.
CICLO DE VIDA: Son los cambios por los que pasa un organismo a lo largo de
su vida.
COLECTA: Es el resultado de capturar insectos por unidad de tiempo.
CONTACTO VECTOR-HOMBRE: Son los momentos que los insectos vectores
se acercan al hombre para picarle.
CRIADERO: Es el cuerpo de agua donde se desarrollan los estadios inmaduros
del insecto.
CRIADERO ARTIFICIAL: Es una construcción hecha por el hombre que en
algún momento se llena de agua y los mosquitos ponen huevos y se desarrollan
sus larvas y pupas.
CUERPO DE AGUA: Es cualquier acumulación de agua, grande o pequeña,
estancada o en movimiento.
DOMICILIADO: Cuando un vector invade las casas para buscar refugio y
alimentarse con sangre.
DENSIDAD POBLACIONAL: Es la expresión de la abundancia de una especie,
se da en número por unidad de tiempo.
DEPRESIÓN DEL TERRENO: Es una hendidura producida por un curso de
agua o desmoronamiento de rocas, que deja un vacío en la superficie del terreno.
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GLOSARIO
DISTRIBUCIÓN GEOGRÁFICA: Son todas las zonas (localidades, distritos,
departamentos, etc.) en donde ha sido reportado un mismo organismo.
ENDÉMICO: Es un organismo o enfermedad que ocurre solo en un área
determinada, su distribución geográfica está restringida a esa área.
ENDOFILIA: Cuando un insecto entra a las casas y las usa como refugio.
EXOFILIA: Es cuando un insecto reposa fuera de las casas.
ENDOFAGIA: Cuando un insecto se alimenta dentro de las casas que invade.
EXOFAGIA: Cuando un insecto se alimenta fuera de las casas.
ESPEJO DE AGUA: Es la superficie de un cuerpo de agua.
ESTADIOS INMADUROS: Son las etapas del desarrollo de un insecto previas
al adulto (huevo, larvas L1-L4, pupa).
EXPERTIS: Experiencia o conocimiento que se tiene a partir de la práctica
desarrollada.
FUENTE DE ALIMENTACIÓN: Animales que son picados por los insectos y de
los cuales se alimentan de sangre.
FUENTE DE INFECCIÓN: Animal, humano, objeto o sustancia de la cual el
agente infeccioso pasa a un huésped.
HEMATOFAGIA: Hábito de alimentación de aquellos que se nutren de sangre.
HOSPEDERO: Es el animal u hombre que recibe un patógeno, un insecto es
hospedero intermediario.
INSECTO: Es un artrópodo que posee tres pares de patas, pueden ser alados o no.
LARVA: Forma juvenil de los organismos pluricelulares que difiere del animal
adulto en su forma de vida y en sus estructuras internas y externas.
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GLOSARIO
NO DOMICILIADO: Cuando un insecto no invade las casas, ni se alimenta
dentro. Realiza sus actividades en ambientes rurales.
PERIDOMICILIAR: Ambiente en los alrededores de la casas, para el Sistema de
Vigilancia Entomológica, 10 metros a la redonda.
PLASMODIO: Parásito que produce la enfermedad del Paludismo.
PUPA: Último estadio inmaduro de insectos holometábolos, de la pupa emerge
el adulto o imago.
RESERVORIO: Animal que naturalmente está infectado con un patógeno y es
la fuente donde los vectores se infectan al picarle y alimentarse con su sangre. El
reservorio no manifiesta síntomas de la enfermedad.
TRANSMISIÓN: Acto en el que un vector infecta a un animal o el hombre con
un patógeno que específicamente propaga.
VECTOR: Insecto que transmite un agente patógeno de un animal u hombre
infectado a otro.
VECTOR POTENCIAL: Otras especies del mismo género o de la misma familia
de aquellas comprobadas como vectores y que ocurren en una misma zona.
VIGILANCIA ENTOMOLÓGICA: Es el conjunto de actividades organizadas,
programadas y orientadas al registro sistemático de información sobre las
poblaciones de vectores, con la finalidad de predecir, prevenir y/o controlar los
daños que causan y enfermedades que transmiten.
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Manual de Campo para la Vigilancia Entomológica de Anopheles
BIBLIOGRAFIA CONSULTADA
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Universidade de São Paulo 2002.
- Forattini OP. Entomología Médica. Volumen 1. São Paulo 1.962.
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y reservorios. Paraguay 1.956.
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- Malaria em las Américas. Informe de la IV reunión de los directores de los
Servicios Nacionales de Erradicación de la Malaria en las Américas. Cuaderno
técnico Nro 5 OPS - 1.987.
- Rotraut AGB, Lourenzo R. Principias Mosquitos de Importancia Sanitaria no
Brasil Editora Fiocruz.
- Malaria en las Américas. Informe de la reunión de Directores de los Servicios
Nacionales de Erradicación de la Malaria. OPS Brasilia, D.F. Brasil. 1.993.
- Manual de Capacitación en Entomología de la Malaria. 2012.
- Ricciard IRA. Entomología Aplicada a la Malaria. 1.975.
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Sudamérica Central US. Departament of the Health Atlanta Georgia. 1963.
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orillas del Lago Itaipú – Paraguay. SENEPA 1.993.
- Boletín Epidemiológico – Rca. Del Paraguay Ministerio de Salud Pública y
Bienestar Socil. 4 (15); 5 (16) ; 6 (18).
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Doenças Tropicais, 1985; 37: 123-127.
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Malaria y la Región Amazónica. Fundación Nacional de Salud. 1.997.
- Rubio-Palis Y. Anhopheles (Nyssorhynchus) de Venezuela, Taxonomía, Bionomía,
Ecología e Importancia Médica. Venezuela. 2000.
- Manual de Campo para la Vigilancia Entomológica. Ministerio de Salud.
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