1. Recolección y conservación de muestras en campo

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INSTITUTO DEL MAR DEL PERÚ
SEDE REGIONAL DE TUMBES
ÁREA DE ESTUDIOS AMBIENTALES
CURSO TALLER
“RECOLECCIÓN Y CONSERVACIÓN DE MUESTRAS EN
CAMPO DESPUÉS DE ORIGINADO ALGÚN DAÑO O PERJUICIO
SOBRE UN CUERPO DE AGUA Y SU ENTORNO”
12 Y 13 DE MARZO DEL 2009
DISEÑADO Y EXPUESTO POR:
Percy A. Montero Rodríguez
Biólogo Pesquero
Karina L. Agurto Romero
Química
TUMBES
PERÚ
Taller: Recolección y Conservación de muestras en campo después de originado algún daño o perjuicio sobre en un
cuerpo de agua y su entorno.
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1.
FUNDAMENTO:
Debido a los accidentes ocurridos el año 2008 y especialmente a fines de enero del presente año,
en que se avistaron peces muertos (Mugil cephalus, “lisa” en su mayoría) en un canal de marea
llamado “Nicasio”, ubicado a la margen izquierda del río Zarumilla, y cercano a la zona Puerto
25, han quedado algunas dudas por aclarar a cerca de las posibles causas que originaron tal
accidente, tanto en la población extractiva artesanal de la zona, como de las instituciones
encargadas del cuidado, administración y estudio del ecosistema de manglar ubicado dentro del
Santuario Nacional Los Manglares de Tumbes (SNLMT), muestra única de este tipo ecosistema
en nuestro país.
Una de las razones por la que no se pueden realizar investigaciones científicas que resuelvan o
esclarezcan las posibles causas de mortandad de organismos acuáticos, derrames o presencia de
agentes extraños y contaminantes en los cuerpos de agua naturales, es la falta o inoportuna
comunicación. Dicho de otro modo, debido a una comunicación poco eficiente y muchas veces
no veraz de los hechos. También influye la falta de acción anticipada, con conocimiento y
nociones básicas de muestreo, y coordinación conjunta frente a una eventualidad de este tipo.
En tal sentido, y para poder tener una respuesta eficaz y eficiente luego de ocurrir un futuro
accidente ecológico en los ecosistemas acuáticos de la Región Tumbes, el personal del
IMARPE, Sede Regional Tumbes, Área de Estudios Ambientales, en coordinación con MEDA,
DESA, PRODUCE y SERNANP realizarán el Taller de capacitación para el personal de campo
y guarda parques del Santuario Nacional Los Manglares de Tumbes (SNLMT) y Zona de
Amortiguamiento (ZA), el cual se titula: “Recolección y conservación de muestras en Campo
después de originado algún daño o perjuicio sobre en un cuerpo de agua y su entorno”, el cual
se enfocará y brindará algunas pautas básicas de muestreo al público interesado en participar.
2.
PARTES DEL TALLER:
Este taller está diseñado para brindar un conocimiento básico de muestreo en campo y también
para brindar algunas nociones acerca de las variables físicas, químicas y biológicas que influyen
en la calidad de un cuerpo de agua.
El taller constará de dos partes; una teórica (12 de marzo), la que se dictará en el auditorio de
conferencias del IMARPE, Sede Regional de Tumbes, en donde que se dará a conocer:
2.1.
Las fases de acción de las instituciones o involucrados directos ante un eventual
accidente.
2.2.
Las etapas de un muestreo en campo frente al eventual accidente.
2.3.
Los materiales de campo necesarios para un recolector de información y muestras en
campo.
2.4.
Los instructivos de muestreo de las variables ambientales y agentes contaminantes.
2.4.1.
Instructivo para recolección de muestras Biológicas.
2.4.2.
Instructivo para recolección de muestras Microbiológicas y para análisis
Químicos.
2.4.3.
Instructivo para recolección de muestras para determinar Agentes
Contaminantes.
2.4.4.
Instructivo para recolectar muestras para análisis Físicos.
2.5.
Anexos, que brindan información complementaria.
Y la segunda parte del taller (13 de marzo) constará de una simulación de recolección de
información y de muestras de campo en un canal de marea específico en el SNLMT y ZA.
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Taller: Recolección y Conservación de muestras en campo después de originado algún daño o perjuicio sobre en un
cuerpo de agua y su entorno.
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2.1. FASES DE ACCIÓN ANTE UN EVENTUAL ACCIDENTE:
DIAGRAMA DE FLUJO
CONOCIMIENTO DEL
ACCIDENTE
¡Debe ser oportuno!
TRASLADO A LA
ZONA DEL
ACCIDENTE
¡Debe ser oportuno!
AVISTAMIENTO
Y VERIFICAIÓN
DEL ACCIDENTE
VERAZ
NO VERAZ


¡Debe ser imparcial!
IDENTIFICACIÓN
DEL ACCIDENTE
Por ejemplo:


MORTANDAD
DE ORGANISMOS
DERRAME O
PRESENCIA DE
AGENTES
EXTRAÑOS
HCP, AyG
COMUNICACIÓN
INMEDIATA DE LO
OBSERVADO
¡Debe ser oportuna y eficaz!

AUTORIDAD
INMEDIATA
SUPERIOR
COORDINACIÓN
CONJUNTA CON
INSTITUCIONES
INVOLUCRADAS
COMPAÑEROS
DE TRABAJO
MÁS CERCANOS
RECOLECCIÓN Y
CONSERVACIÓN
ADECUADA DE
MUESTRAS
TRASLADO DE LAS
MUESTRAS HACIA
LOS LABORATORIOS
DE ANÁLISIS
¡Deben ser oportunos!
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Taller: Recolección y Conservación de muestras en campo después de originado algún daño o perjuicio sobre en un
cuerpo de agua y su entorno.
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2.2. ETAPAS DE UN MUESTREO EN CAMPO FRENTE A UN EVENTUAL ACCIDENTE:
EN EL LUGAR DEL HECHO VERAZ:
A.
Registrar de la hora del avistamiento e identificación de la zona y del cuerpo de agua
afectado.
B.
Registrar de algunas variables meteorológicas, tales como: temperatura ambiental,
cobertura, vientos (escala de Beaufort), presencia o no de precipitación o humedad en el
entorno.
C.
Verificar la presencia de organismos, vegetales o animales, muertos o moribundos,
cercanos o en el cuerpo de agua supuestamente afectado.
D.
Identificar a nivel de especie y/o nombre común (en la zona) de los organismos muertos
o moribundos.
E.
Reconocer en lo posible, según la accesibilidad, la zona del accidente para estimar su
extensión (usar GPS) y la cantidad aproximada de organismos muertos o afectados. A su
vez, tomar nota de algunas características físicas del agua tales como el color aparente,
presencia de turbidez, estado de la marea; así como también si se avistaron o no algunos
organismos vivos. Si no hubiese agua por efecto de las mareas, observar el sedimento,
tomando nota de su apariencia y color aparente.
F.
Observar y reconocer la presencia de algún agente extraño sobre o en el agua, así como en
el sedimento (aceites y grasas e hidrocarburos).
G.
Recolectar organismos, de los grupos o especies identificados. Si estuvieran muertos,
recolectar (según instructivo 1) los de menor grado de descomposición, aquellos que
presenten señales externas como: lesiones corporales (mordidas o falta de miembros o
apéndices), presencia de hidrocarburos o aceites (visualizar y oler). Si estuvieran
moribundos recolectar los más saludables y dividirlos en dos grupos; uno en un balde con
agua del canal afectado y otro en un balde con agua de algún otro canal aparentemente no
afectado. También recolectar algunos peces muertos (frescos) para luego extraerles las
branquias (laboratorio de análisis) y descartar la posibilidad de muerte por barbasco.
H.
Recolectar una muestra representativa de agua y de sedimento, en un balde previamente
enjuagado (10 a 20 L) y bolsa de polietileno limpia respectivamente. Realizar un análisis
organoléptico de ambas muestras, determinando el olor y color aparente de las mismas.
I.
Recolectar y conservar muestras de agua para determinación (en laboratorio) de variables
microbiológicas (también en sedimentos) y químicas, entre ellas se considerarán:
coliformes totales y termotolerantes, oxígeno disuelto, DBO5, nutrientes (nitritos, nitratos
y fosfatos) y amonio (según instructivo 2).
J.
Recolectar y preservar muestras de agua para la determinación (en laboratorio) de algunos
agentes contaminantes, entre ellos: sulfuros, aceites y grasas, hidrocarburos y pesticidas.
También recolectar sedimentos para la determinación de hidrocarburos (según instructivo
3).
K.
Medir algunas variables físicas en agua, entre ellas: temperatura y pH; también
recolección y conservación adecuada de una muestra de agua para determinación (en
laboratorio) de sólidos suspendidos totales (SST) y sedimento para determinación del pH
(según instructivo 4).
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RECOLECCIÓN DE MUESTRAS EN CAMPO
DIAGRAMA DE FLUJO:
CANAL DE MAREA O
CUERPO DE AGUA
AFECTADO
ORGANISMOS
AGUA
MUERTOS
(Frescos)
MICROBIOLÓGICOS
QUÍMICOS
COLIFORMES
HIDROCARBUROS
(Peces e invertebrados)
O.D.
FIJAR
CONGELAR
REFRIGERAR
DBO5
BARBASCO
(Branquias)
NUTRIENTES
Y AMONIO
REFRIGERAR
ORGANISMOS
MORIBUNDOS
FIJAR Y
CONGELAR
FÍSICOS
SEDIMENTO
SST
CONSERVAR
EN AGUA
CONGELAR
COLIFORMES
pH
HIDROCARBUROS
REFRIGERAR
REFRIGERAR
CONGELAR
TEMPERATURA
MEDICIÓN IN SITU
pH
CONTAMINANTES
HIDROCARBUROS
ACEITES Y
GRASAS
REFRIGERAR
O
CONGELAR
FIJAR
FIJAR Y
REFRIGERAR
SULFUROS
PESTICIDAS
REFRIGERAR
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2.3. MATERIALES DE CAMPO NECESARIOS PARA UN RECOLECTOR DE INFORMACIÓN Y
MUESTRAS EN CAMPO:
Entre los materiales esenciales con que deberán contar aquellas personas de trabajo continuo en
campo (guarda parques y personal de las instituciones involucradas), previamente capacitadas
con los conocimientos básicos de muestreo, podemos mencionar:
-
Una libreta o cuaderno de notas.
Lápiz de preferencia o bien un lapicero.
Un plumón de tinta indeleble.
Un teléfono celular.
Un GPS.
Una cámara fotográfica o filmadora.
Una tabla de mareas actualizada.
Máscara con filtro para solventes volátiles.
Botas de caucho.
También existen materiales, instrumentos y algunos insumos (reactivos y preservantes) de
medición para la recolección de muestras de organismos, agua y sedimentos, entre ellos
tenemos:
Materiales de campo:
-
Un cooler o caja de tecnoport de capacidad media o grande para conservación al frío de
algunas muestras.
Dos baldes plásticos de 10 a 20 litros.
Dos baldes plásticos de 4 litros.
Cabo o cuerda de unos 5 metros de longitud.
Bolsas chequeras grandes y chicas.
Bolsas de polietileno grandes.
Bolsas de plástico de 5x10 cm.
Un plumón de tinta indeleble.
Cinta maskin.
Guantes quirúrgicos.
Papel aluminio.
Equipo de disección de acero inoxidable.
Jeringas de 1 mL nuevas.
Cinta de teflón.
Una probeta de 100 mL.
Un vaso de precipitación de 100 mL.
Espátula de acero inoxidable.
Pipeta de vidrio de 10 mL.
Pipeta de vidrio de 5 mL.
Bombilla de absorción, o pipetor.
Frascos de vidrio de 120 mL y tapa esmerilada, para oxígeno disuelto y DBO5.
Frascos de vidrio de 250 mL y tapa rosca ancha, esterilizados (autoclavables), para
coliformes.
Frascos plásticos de 250 mL y tapa rosca, limpios, para nutrientes, amonio y SST.
Frascos de vidrio ámbar, de 120 mL y con tapa esmerilada, para sulfuros.
Botellas de vidrio ámbar, de 2,5 a 4 litros y con tapa rosca, para hidrocarburos.
Botellas de vidrio ámbar, de 1 litro y con tapa rosca, para aceites y grasas.
Botellas de vidrio ámbar o topacio de 1 litro y con tapa rosca, para pesticidas.
Papel toalla.
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cuerpo de agua y su entorno.
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Instrumentos para medición en campo:
-
Termómetro de mercurio o alcohol. Rango 10 – 50º C, sensibilidad mínima 0,1º C; con
protección de PVC.
Potenciómetro portátil.
Oxímetro portátil.
Anemómetro.
Insumos y reactivos químicos de campo:
-
-
Formol bufferado al 10%, como conservante de organismos.
Reactivos Winkler para oxígeno disuelto: Cloruro manganoso tetrahidratado o Sulfato
manganoso monohidratado, yoduro de potasio o de sodio e hidróxido de potasio o
de sodio; fijan el oxígeno en la muestra.
Cinta indicadora de pH. Rangos de 1 a 7 y de 7 a 14.
Acetato de Zinc dihidratado, para fijar sulfuros.
Diclorometano o Hexano, para fijar hidrocarburos.
Ácido clorhídrico 1:1 ó ácido sulfúrico 1:1, para fijar aceites y grasas en aguas.
Agua destilada.
Hielo molido.
2.4. INSTRUCTIVOS:
2.4.1. INSTRUCTIVO PARA RECOLECCIÓN DE MUESTRAS BIOLÓGICAS.
A)
ORGANISMOS MUERTOS:
Los organismo muertos en mejor estado, es decir, los de menor grado de descomposición,
son recolectados usando guantes quirúrgicos, para que no ocurra una contaminación cruzada
entre el recolector y el espécimen muerto. Debe hacerse un análisis organoléptico del
ejemplar, anotando:
El estado de frescura (fresco, con mal olor, en rigor mortis, etc,)
La apariencia de la piel (húmeda, seca o muy seca) si se tratase de un pez; o del
exoesqueleto (entero, roto o con pérdida de apéndices), si se tratase de un
invertebrado. Anotar, si presentara o no sobre el cuerpo, algún residuo extraño (oler
de ser necesario).
La apariencia de los ojos (normal, hundido, roto o sin él).
La apariencia de las branquias.
La presencia de mordidas o lesiones causadas por depredadores.
Luego de anotar los datos anteriores en la libreta, el ejemplar
debe ser envuelto en varias capas de papel aluminio hasta
quedar totalmente cubierto, el cual debe ser reforzado con cinta
adhesiva; se colocará una etiqueta, grande y clara sobre el
ejemplar cubierto, donde se especifique: el lugar de recolección,
la fecha y hora de recolección, especie y/o nombre común del
ejemplar, nombre del recolector e institución a la que pertenece.
Para finalizar, se deberá cubrir el ejemplar envuelto dentro de
una bolsa plástica de polietileno, sellándola adecuadamente con
cinta adhesiva para luego conservarla en refrigeración a 4º C.
Congelar integralmente hasta su traslado al laboratorio de
análisis.
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B)
ORGANISMOS MORIBUNDOS:
La finalidad de esta recolección, es poder concluir en la
verdadera o falaz eficacia de algún supuesto contaminante dentro
de un cuerpo de agua natural. Es decir, comprobar si es
efectivamente en el agua donde se encuentra el agente mortífero.
Para ello se deben recolectar ejemplares moribundos con una red
especial (chinchorro o atarraya), tratando de no estresarlos
demasiado, luego se deben escoger los más saludables y
dividirlos en dos grupos; uno (A) deberá conservarse en un recipiente grande con agua del
canal de marea o cuerpo de agua de donde se extrajeron, y el otro grupo (B) en un recipiente
de igual capacidad, pero con agua de otro canal de marea. La intensión, es brindarles
oxigenación por circulación o difusión para observar sus comportamientos. Anotar la forma
e intensidad de natación, el movimiento de las aletas o apéndices y opérculos (en peces).
Luego de 1 a 6 horas anotar la cantidad de ejemplares muertos en ambos casos.
C)
BRANQUIAS:
Esta recolección se realizará para posteriormente poder
aceptar la posibilidad de envenenamiento de peces por
“barbasco” o “rotenona”. Para ello se deberán recolectar
las branquias de los peces muertos más frescos; la extracción
se deberá hacer con guantes quirúrgicos y con la ayuda de
una pinza y tijeras de acero inoxidable (equipo de disección
limpio y esterilizado). Las branquias extirpadas deberán
alcanzar un peso total máximo de unos 20 g y deben ser envueltas en el papel aluminio,
luego colocar en una bolsita de plástico sellada con cinta adhesiva y etiquetada; en la
etiqueta colocar los siguientes datos: cantidad de branquias, nombre científico y/o común
del ejemplar muerto; lugar, hora y fecha de recolección, nombre del recolector y de la
institución a la que representa. Colocar las bolsitas en refrigeración a 4º C ó congelar hasta
su envío al laboratorio de análisis.
2.4.2. INSTRUCTIVO
PARA RECOLECCIÓN DE MUESTRAS
PARA ANÁLISIS QUÍMICOS.
2.4.2.1.
MICROBIOLÓGICAS
Y
EN AGUA:
A)
COLIFOMES TOTALES Y TERMOTOLERANTES:
Con los guantes puestos, (a fin de evitar contaminación cruzada), tomar la muestra
directamente del cuerpo de agua, para ello se utilizan frascos de vidrio de 250 – 500 mL,
boca ancha, con tapa rosca, los cuales han sido previamente lavados, secados , esterilizados
y cubiertos con papel kraft para su mejor conservación. Una vez obtenida la muestra se
colocará en un cooler, a una temperatura menor a 10° C hasta llegar al laboratorio. La
muestra deberá ser analizada dentro de las 24 horas luego de haber sido recolectada.
B)
OXÍGENO DISUELTO:
Tomar la muestra en un balde de plástico, esperando que el agua este calmada. El frasco
debe estar previamente enjuagado por lo menos con un volumen igual al de la botella.
Llenar totalmente la botella, evitando las burbujas de aire. Tan rápido como sea posible, se
agregará 1 mL de cada uno de los reactivos R1 y R2, en ese orden (R1: cloruro manganoso /
sulfato manganoso y R2: Solución alcalina de yoduro de potasio – hidróxido de potasio/
yoduro de sodio – hidróxido de sodio).
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Las pipetas o jeringas de 1 mL tocarán la superficie de la solución en el cuello de la botella,
(es normal que no se introduzcan burbujas de aire e invertir cuidadosamente para
homogenizar la solución y distribuir uniformemente el precipitado formado.
Medición de OD por método sensores de membrana: Se requerirá de un Oxímetro
digital. Con el equipo calibrado y la sonda correctamente instalada; insertar la sonda en la
muestra que se medirá, agitándola continuamente. Permitir que las lecturas de temperatura y
oxígeno disuelto se estabilicen. Observar/ Registrar las lecturas. Luego del uso enjuagar la
sonda con agua limpia (destilada).
C)
DEMANDA BIOQUÍMICA DE OXÍGENO (DBO):
Las muestras se recolectan en frascos de vidrio o plástico limpios, de 500 mL, llenándolos
completamente. Estas muestras se deben analizar con prontitud; si no es posible,
refrigerarlas a una temperatura cercana al punto de congelación, ya que se pueden degradar
durante el almacenamiento, dando como resultado valores bajos (erróneos). Sin embargo,
pueden mantenerse por un máximo de 24 horas antes de su análisis. Si el análisis se
emprende en el intervalo de 2 h después de la recolección no es necesario refrigerarlas; de
lo contrario, guardar la muestra a 4º C o menos; reportar junto con los resultados el tiempo
y la temperatura de almacenamiento. Bajo ningún concepto iniciar el análisis después de 24
h de haber tomado la muestra.
D)
NUTRIENTES:
a) Fosfatos: Para la recolección de esta muestra se deberá usar botellas de polietileno de
100 mL, las que deberán ser previamente enjuagadas por lo menos 2 veces con el agua que
será analizada. Las muestras deberán ser guardadas en un lugar frío y oscuro y solo serán
calentadas a temperatura ambiente hasta que sean analizadas. Deberán ser refrigeradas a 0°
C o menos si los análisis serán realizados luego de 1 ó 2 horas. Del mismo modo, acidificar
a pH menor a 2 con acido sulfúrico, logrando mantener por un periodo de 48 horas.
b) Silicatos: Las muestras deberán ser recolectadas en botellas de vidrio o polietileno de
100 mL y guardadas en la oscuridad para prevenir la multiplicación de diatomeas, las cuales
pueden consumir silicatos. Las muestras podrán ser guardadas en una congeladora a -20° C.
c) Nitratos: Las muestras deberán ser recolectadas en botellas de vidrio o polietileno de 100
mL, son estables por muchas horas si son guardadas frías y en la oscuridad, pero el análisis
no debe demorar más de 12 horas. Si se piensan guardar mayor tiempo, deberán ser
congeladas a 4° C.
d) Nitritos:
Las muestras deberán ser recolectadas en botellas de vidrio o polietileno de 100 mL, por un
periodo no mayor a 1 a 2 horas. Si se piensan guardar mayor tiempo, deberán ser
congeladas a 4° C, por un período máximo de 72 horas.
En caso de querer realizar la toma de muestra de los 4 nutrientes, es recomendable tomar
500 mL de muestra, los que deberán ser congeladas a 4° C. No olvidar de rotular
debidamente las muestras.
E)
Amonio:
La muestra se recolectará en un recipiente de plástico o vidrio de volumen 500 mL
aproximadamente. Es necesario añadir ácido sulfúrico para llevar a pH menor que 2, para lo
cual se agregarán 0,8 mL de ácido sulfúrico concentrado y manteniéndolas a 4º C. El pH de
las muestras conservadas con ácido debe estar comprendido entre 1,5 y 2.
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2.4.2.2.
EN SEDIMENTO:
A)
COLIFOMES TOTALES Y TERMOTOLERANTES:
Recolectar unos 100 g (usar guantes) y colocarlos en bolsas plásticas nuevas, sellarlas con
cinta adhesiva y etiquetar debidamente. Conservar en refrigeración a 4º C y trasladar las
muestras antes de las 18 horas al laboratorio de análisis.
2.4.3. INSTRUCTIVO PARA RECOLECCIÓN
AGENTES CONTAMINANTES.
2.4.3.1.
DE MUESTRAS PARA DETERMINAR
EN AGUA:
A)
HIDROCARBUROS:
Si se cree distinguir, visualmente o por olor residuos de
hidrocarburos formando una película sobre la superficie del
agua, entonces se deberá proceder de la siguiente manera.
Primero se deberá sumergir en el agua una botella de vidrio
ámbar de 2,5 a 4 litros de capacidad, previamente lavada y
tratada con solución ácida y nuevamente enjuagada con
abundante agua destilada. Luego de la recolección, desechar
unos 100 mL de la muestra y por medio de un vaso de precipitación o probeta verter 50 mL
de diclorometano (usar guantes quirúrgicos y máscara antigases), luego sellar la boca de la
botella con cinta de teflón, recubriendo varias veces; tapar fuerte y agitar vigorosamente
hasta que el diclorometano se disgregue en bolitas muy
pequeñas. Etiquetar y rotular la muestra, especificando: el
lugar de recolección, hora y fecha, colocar HCP para
diferenciar, número de la estación de muestreo, nombre del
recolector y de la institución que representa. Conservar las
muestras en un lugar fresco hasta su envío al laboratorio de
análisis. El tiempo máximo de almacenaje debe ser 72
horas.
B)
ACEITES Y GRASAS:
La muestra se recolectará en frascos de vidrio de 500 a 1000 mL, agregándole
inmediatamente 2,5 mL de ácido clorhídrico (HCl, 1:1) o también ácido sulfúrico (H2SO4,
1:1) por 0,5 L de muestra colectada, llevando el pH a un valor menor a 2. Homogenizar bien
la muestra y mantener en refrigeración a 4º C hasta su análisis. Etiquetar y rotular la
muestra como en el caso de hidrocarburos. Trasladar al laboratorio de análisis antes de los
15 días.
C)
SULFUROS:
Tomar la muestra en un balde de plástico, recolectándola en un frasco de vidrio oscuro de
115 mL de capacidad con boca y tapa esmerilada, evitando la formación de burbujas de aire.
Preservar con 1 mL de acetato de zinc y almacenar a temperatura ambiente. Trasladar al
laboratorio de análisis antes de los 4 días.
D)
PESTICIDAS:
Las muestras se recolectarán en botellas de vidrio ámbar o topacio de 1 L de capacidad
cerradas con tapa rosca y refrigerar a 4º C en el campo. Conservar las muestras en oscuridad
hasta su traslado al laboratorio de análisis, la cual no debe exceder de las 12 horas desde su
recolección. Etiquetar y rotular la muestra como en el caso de hidrocarburos.
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2.4.3.2.
EN SEDIMENTO:
A)
HIDROCARBUROS:
Al igual que con el agua se debe poder distinguir visualmente o por olor residuos de
hidrocarburos sobre la superficie del sedimento; si fuera así entonces proceder de la
siguiente manera. Primero recolectar una cantidad aproximada de 300 g con la ayuda de una
espátula de acero inoxidable limpia; la muestra debe ser extraída de los primeros 5 cm de la
superficie del sedimento y colocados sobre una lámina de papel de aluminio. Luego
envolver bien hasta quedar completamente cubierta. Colocar la muestra en una bolsita
plástica que debe ser sellada con cinta adhesiva y finalmente etiquetar y rotular la muestra,
especificando: el lugar de recolección, hora y fecha, colocar HCP para diferenciar, número
de la estación de muestreo, nombre del recolector y de la institución que representa. La
muestra debe refrigerarse o congelarse si el envío al laboratorio de análisis tomará tiempo.
Tiempo máximo de almacenaje 72 horas.
2.4.4. INSTRUCTIVO PARA RECOLECTAR MUESTRAS PARA ANÁLISIS FÍSICOS.
2.4.4.1.
EN AGUA:
A)
SÓLIDOS SUSPENDIDOS TOTALES (SST):
La muestra se recolectará en envases de vidrio o plástico, de 300 – 500 mL, evitando el
ingreso de arena o material grueso que sedimente. Se recomienda refrigerar a 4° C, por un
periodo máximo de 7 días. Etiquetar y rotular la muestra debidamente.
B)
TURBIDEZ:
La muestra debe de ser colectada en frascos de 100 mL, de vidrio o
polietileno de boca ancha, cierre hermético y tapa inerte. Las
muestras deben etiquetarse y rotularse debidamente y mantenerse
en la oscuridad y en refrigeración durante el transporte al
laboratorio, a una temperatura de 4º C. Las muestras deben de
analizarse lo antes posible y en un periodo no mayor de 24 h. La
determinación también puede realizarse en el sitio de muestreo
empleando un turbidímetro portátil.
C)
PH:
La muestra será tomada en un balde plástico, introduciendo en él el
electrodo del potenciómetro. Esperar que la medida se estabilice,
anotar el valor observado. También se puede usar una cinta
indicadora de pH para tener un valor referencial de este parámetro.
Y aunque no es recomendable, recolectar 100 mL en un frasco de
plástico, etiquetar y rotular la muestra debidamente, almacenar en
refrigeración a 4º C, y trasladar lo antes posible al laboratorio de
análisis.
D)
TEMPERATURA:
La temperatura en una variable de medición in situ, así que se deberá recolectar una muestra
de agua en un balde plástico en donde se sumergirá un termómetro de mercurio o de alcohol
protegido con una coraza de PVC y con una cámara de recepción del líquido, o también
puede utilizarse un sensor electrónico o digital. Esperar el tiempo adecuado, entre 3 a 5
minutos; el encargado de hacer la lectura de la temperatura debe posicionar el termómetro
verticalmente y ubicarlo alineadamente en frente de sus ojos u horizonte. Registrar este dato
con un decimal, haciendo los correctos cálculos de redondeo.
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2.4.4.2.
EN SEDIMENTOS:
A)
PH:
Esta medición puede hacerse in situ, a través de un potenciómetro de campo. Pero, para
recolectar esta muestra de sedimento, sólo es necesario verter a una bolsita plástica nueva y
limpia, aproximadamente unos 200 a 250 g con la ayuda de una espátula de acero
inoxidable también limpia. Luego atar la bolsita, etiquetar y rotular la muestra,
especificando: el lugar de recolección, hora y fecha, colocar pH para diferenciar, número de
la estación de muestreo, nombre del recolector y de la institución que representa. Luego
conservar en refrigeración a – 4º C o congelación si el traslado al laboratorio de análisis
tendrá mayor demora. Tiempo máximo de almacenamiento, 10 días.
2.5. ANEXOS:
2.5.1. CONCEPTOS GENERALES:
A)
Ecosistema: El ecosistema es un sistema formado por una comunidad natural que
se estructura con los componentes bióticos (seres vivos) del ecosistema, y los
componentes abióticos (el ambiente físico).
B)
Canal de marea o estero: Estero o estuario es un
canal angosto y somero por donde ingresan y salen las
mareas a un río. Los esteros discurren en general en
forma paralela o subparalela a la línea de costa y los
de varios ríos pueden estar encadenados por un
mismo estero. Los esteros constituyen un biotopo
mixto de aguas dulces y saladas y anfibio de áreas
terrestres y acuáticas. En la zona intertropical, los
esteros son hábitat de los manglares de borde.
C)
Muestreo: Recoger una porción de material lo suficientemente
pequeña como para ser fácilmente transportada al Laboratorio
de Análisis para su investigación. La muestra debe ser
homogénea y representativa de las características medias del
total del material muestreado. Esto supone que la
concentración de cualquier componente en la muestra será
idéntica (o razonablemente idéntica) a la existente en la masa
global.
Un adecuado muestreo es sumamente importante para garantizar la
representatividad de las muestras y la seguridad de los resultados. Podemos
distinguir tres etapas en el proceso de muestreo:
a) Pre muestreo: Comprende las actividades que se dan previamente a la
recolección de la muestra, aquí se definen:
Equipos e instrumentos: Los equipos e instrumentos de medición in situ deben
estar limpios y calibrados antes de ir al campo, dejándolos en el mismo estado al
finalizar el muestreo.
Tipo de botella o recipiente de muestreo: El material de los envases debe ser
químicamente inerte, fácil de lavar, resistente al calor y al congelamiento. Pueden
usarse botellas de polietileno, vidrio o algún material especial, aunque por
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Taller: Recolección y Conservación de muestras en campo después de originado algún daño o perjuicio sobre en un
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seguridad se prefieren las botellas de plástico. Las botellas de vidrio se usan en
mayor medida para análisis microbiológicos, aceites y grasas o en el caso que se
desee evitar alguna reacción entre el plástico y el agua.
Volumen de muestra: Generalmente se toma de 1 a 2 litros para el análisis
fisicoquímico, de 0.25 a 1 litro para análisis bacteriológicos y 1 litro para análisis de
metales.
Método de preservación: Cuando es imposible realizar los análisis
inmediatamente, las muestras deben preservase en frío y/o con un preservante
químico. La conservación es imprescindible a fin de garantizar la certeza de los
resultados analíticos, siendo sumamente importante en los análisis microbiológicos
y de DBO5.
Tiempo máximo de almacenamiento: Los análisis inmediatos constituyen la
mejor forma de eliminar errores, sin embargo, si las muestras llegan a almacenarse
de manera adecuada deberá que ser por un tiempo limitado.
b) Recolección de la muestra: Comprende las actividades que se dan durante a la
recolección de la muestra, aquí se definen:
Mediciones in situ: Las mediciones de algunos parámetros se realizan in situ
mediante instrumentos o equipos portátiles, aunque gran parte de los parámetros
requieren de equipos precisos y sofisticados, por lo que solo pueden medirse en el
laboratorio. Estos parámetros deben analizarse en campo ya que es posible que
varíen durante el transporte hacia el laboratorio.
Parámetros que deben ser registrados in situ:
Parámetros
Conductividad
oxigeno Disuelto
pH
Temperatura
Instrumentos de Medición
Conductímetro
Oxímetro
Papel indicador, Potenciómetro o pHmetro
Termómetro
Recolección de muestras: La muestra debe ser recolectada directamente en el
frasco, para lo cual debe ser enjuagado previamente por lo menos 3 veces a fin de
asegurarnos que el frasco esta completamente “saturado” con la muestra.
Tipos de muestras:
• Puntual o simple: muestra recolectada en un sitio específico durante un
periodo corto, de minutos a segundos. Las muestras puntuales discretas son
aquellas que corresponden a un sitio seleccionado, a una profundidad y tiempo
definidos. Una muestra puntual integrada en profundidad corresponde a la que es
recolectada a profundidades definidas de la columna de agua, en un sitio y tiempo
seleccionados.
Compuesta o balanceada: provee un muestreo representativo, pudiendo
combinar porciones de varias muestras simples, tomadas cada cuatro horas durante
una misma jornada de trabajo, ellas indican las características promedio del
ambiente.
Para aguas superficiales, las muestras deben ser tomadas a media profundidad. Si se
tratase de alcantarillas o canales profundos, el muestreo debe ubicarse en un punto
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situado a un tercio de la profundidad media. En canales anchos, el punto de
recolección variara de acuerdo al ancho del canal.
Antes de obtener muestras de agua es necesario que el personal que muestreara
cuente con todos los implementos de seguridad: lentes, guantes, mascarilla, casco,
mandil, botas, etc.
Rotulado de muestras: Es importante que cada muestra cuente con una
identificación o etiqueta numerada. Al número o código de la muestra debe
corresponder un registro.
Los frascos y bolsas deberán ser rotulados correctamente, consignándose la
información en el frasco y no en la tapa. Cada etiqueta debe tener la siguiente
información:
Ejemplo para Rotulado de frascos y bolsas de muestras
Nombre del cuerpo de agua
Fecha de muestreo: 10/01/2007
Hora: 07:45:00
Estación de muestreo: E36 –
Nº de muestra: 23254
Canal Nicasio
Preservación: H2SO4
Código de análisis
Iniciales de muestreador
RPP
Conservación y preservación de la muestra: La preservación más usada es la
refrigeración de la muestra a 4º C, además de los preservantes propios de cada
parámetro.
Transporte y almacenamiento: El transporte puede hacerse en cajas térmicas
aislantes, coolers, refrigeradoras eléctricas o en cajas de madera cubiertas
internamente con un material aislante, conteniendo hielo o material refrigerante. El
uso de material esponjo durante el embalaje de muestras ayudara a la prevención de
rupturas. Las muestras deberán ser remitidas al laboratorio lo mas pronto posible,
manteniéndose en el contenedor fresco y oscuro, en posición vertical, en la que
deberán ser transportadas.
c) Post – muestreo:
El laboratorio elegido: El laboratorio debe garantizar la precisión y exactitud de
los datos del muestreo, para ello debe utilizar los procedimientos estándar dados en:
- “Métodos Estándar para el Análisis de Agua y Aguas residuales” 18th edición
APHA 1998 (Asociación Americana de Salud Pública de EEUU)
- “Métodos para análisis químicos de Agua y Aguas residuales” EPA.1983
(Agenda de Protección Ambiental de EEUU)
- o sus equivalentes Normas Técnicas Peruanas (NTP/ INDECOPI)
El laboratorio debe estar acreditado por INDECOPI y/o contar con un sistema de
calidad otorgado por una organización de garantía como la EPA u otra agencia
similar, debiendo adjuntar las hojas de calibración y chequeo respectivo.
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A fin de garantizar la calidad del laboratorio, se deberá mandar muestras repetidas,
para ello se muestreara dos veces una misma estación. A esta muestra se le conoce
como “muestra doble” o muestra “repetida”.
D)
Coliformes totales y termotolerantes: La denominación
genérica coliformes designa a un grupo de especies
bacterianas que tienen ciertas características bioquímicas en
común e importancia relevante como indicadores de
contaminación del agua, ya que están asociados a fuentes de
patógenos.
E)
Oxígeno disuelto (OD): El OD es la cantidad de oxígeno que
está disuelta en el agua y que es esencial para los cuerpos de
agua saludable. El nivel de oxígeno disuelto puede ser un
indicador de cuán contaminada está el agua y cuán bien puede
dar soporte a la vida vegetal y animal. Generalmente, un nivel
más alto de oxígeno disuelto indica agua de mejor calidad. Si
los niveles de oxígeno disuelto son demasiado bajos, algunos peces y otros
organismos no pueden sobrevivir La determinación de OD se puede realizar por
medio de una titulación redox (método de Winkler) o electrodos apropiadamente
calibrados.
F)
Demanda Bioquímica de Oxígeno (DBO): La DBO es una prueba usada para la
determinación de los requerimientos de oxígeno para la degradación bioquímica de
la materia orgánica. Su aplicación permite calcular los efectos de las descargas de
los efluentes domésticos e industriales sobre la calidad de las aguas de los cuerpos
receptores.
G)
Fosfatos: Al igual que los nitratos son sustancias solubles en agua que las plantas
necesitan para su desarrollo, pero si se encuentran en cantidad excesiva inducen el
crecimiento desmesurado de algas y otros organismos provocando la eutrofización
de las aguas. Cuando estas algas y otros vegetales mueren, al ser descompuestos por
los microorganismos, se agota el oxígeno y se hace imposible la vida de otros seres
vivos. El resultado es un agua maloliente e inutilizable. Las masas de agua con altos
niveles de fosfatos generalmente tienen niveles altos de DBO5 debido a las bacterias
que consumen los desechos orgánicos de las plantas y posteriormente a los niveles
bajos de OD. Del mismo modo, los fosfatos se encuentran en los fertilizantes y los
detergentes y pueden llegar al agua con el escurrimiento agrícola, los desechos
industriales y las descargas de aguas negras.
H)
Silicatos: La presencia de silicatos en el agua se debe a la disolución de sales
minerales, principalmente de los aluminosilicatos, pero también de la degradación
del silicio orgánico en particular. Concentraciones elevadas de este parámetro se
traduce en el crecimiento de diatomeas, ya que el silicio es importante para la
estructuración de su pared celular; por ello la importancia de mantener controlado
este nutriente.
I)
Nitratos: Los nitratos constituyen el último eslabón en el ciclo de nitrógeno. Ellos
se producen durante la fase del nitrato, en el curso de que las bacterias del género
degradan los nitritos. En concentraciones muy altas, puede ser tóxico para los peces.
Así mismo, un exceso de niveles de nitrato nos indica contaminación agrícola.
J)
Nitritos: Los nitritos, constituyen un paso intermedio en el ciclo del nitrógeno, por
lo que el contenido es variable. Son indicadores de contaminación fecal a medio-
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corto plazo, ya que desde que se produce la contaminación hasta que aparecen los
nitritos debe pasar un tiempo no excesivamente largo.
K)
Amonio: El amonio es el primer paso en el ciclo del nitrógeno, por ello constituye
probablemente el mejor indicador químico indirecto de contaminación fecal en las
aguas, pues el cuerpo los expulsa en esta forma, lo que supone que indica una
contaminación reciente.
L)
Hidrocarburos derivados del Petróleo: Hidrocarburos son compuestos orgánicos
que contienen carbono e hidrógeno. Son los compuestos orgánicos más simples y
pueden ser considerados como las sustancias principales de las que se derivan todos
los demás compuestos orgánicos (i).El petróleo es un líquido oleoso bituminoso de
origen natural compuesto por diferentes sustancias orgánicas. Se encuentra en
grandes cantidades bajo la superficie terrestre y se emplea como combustible y
materia prima para la industria química. El petróleo y sus derivados se emplean para
fabricar medicinas, fertilizantes, productos alimenticios, objetos de plástico,
materiales de construcción, pinturas o textiles y para generar electricidad (ii).
M)
Aceites y Grasas: Grupo de compuestos orgánicos existentes en la naturaleza que
consisten en ésteres formados por tres moléculas de ácidos grasos y una molécula
del alcohol glicerina. Son sustancias aceitosas, grasientas o cerosas, que en estado
puro son normalmente incoloras, inodoras e insípidas. Las grasas y aceites son más
ligeros que el agua e insolubles en ella; son poco solubles en alcohol y se disuelven
fácilmente en éter y otros disolventes orgánicos. Las grasas son blandas y untuosas
a temperaturas ordinarias, mientras que los aceites fijos (para distinguirlos de los
aceites esenciales y el petróleo) son líquidos (iii).
N)
Sulfuros: Los sulfuros se encuentran a menudo en aguas subterráneas, su presencia
se debe en parte a la descomposición de la materia orgánica presente en los residuos
industriales, pero procedentes casi siempre de la reducción bacteriana de sulfatos,
produciendo olores molestos.
O)
Pesticidas: La contaminación del medioambiente por pesticidas se produce por
aplicaciones directas en los cultivos agrícolas, derrames accidentales, lavado
inadecuado de tanques o contenedores, filtraciones en los depósitos de
almacenamiento y residuos descargados o depositados en el suelo.
P)
Sólidos Suspendidos Totales (SST): Los SST son el residuo no filtrable de una
muestra de agua. Se definen como la porción de sólidos retenidos por un filtro de
fibra de vidrio que posteriormente se seca a una temperatura estándar hasta peso
constante.
Q)
Turbidez: Se entiende por turbidez a la falta de transparencia de un líquido, debido
a la presencia de partículas en suspensión. Cuantos más sólidos en suspensión haya
en el líquido, generalmente se hace referencia al agua, más sucia parecerá ésta y
más alta será la turbidez. La turbidez es considerada una buena medida de la calidad
del agua, cuanto más turbia, menor será su calidad.
R)
pH: El pH determina el grado de acidez o alcalinidad
(basicidad). Valores de pH mayores a 7 indican basicidad del
agua y valores de menores indicarían acidez. Por lo general
el pH más recomendado para el pleno desarrollo de especies
de vida acuática es el que se encuentra entre 6,8 y 8,5 (Según
ECAS, para aguas de Categoría 4: Conservación del
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ambiente acuático, ecosistemas marino costeros, y Categoría 2: actividades marino
costeras, extracción y cultivo de otras especies hidrobiologicas)
2.5.2.
TABLAS:
Recolección, Preservación y Almacenamiento de muestras
PARAMETROS
FISICOQUIMICOS
Temperatura
pH
Conductividad
Alcalinidad Total
Sólidos Disueltos
VOLUMEN
MÍNIMO
(mL)
25
100
500
100
100
RECIPIENTE
PRESERVACIÓN
TIEMPO DE
ALMACENAMIENTO
PoV
PoV
PoV
PoV
PoV
Refrigerar
Refrigerar
Refrigerar
inmediato
análisis inmediato
28 días
14 días
2 - 7 días
Sólidos Sedimentables
100
PoV
Refrigerar
2 - 7 días
Sólidos Totales Suspendidos
100
PoV
Refrigerar
2 - 7 días
DBO5
1000
PoV
Refrigerar
48 horas
DQO
100
PoV
Refrigerar
H2SO4 pH<2
28 días
Oxigeno Disuelto
300
V
-
análisis inmediato
Sodio
200
PoV
HNO3 pH<2
6 meses
Potasio
200
PoV
HNO3 pH<2
6 meses
Calcio
200
PoV
HNO3 pH<2
6 meses
Sulfato
Cianuro
Cloro residual
100
50
200
PoV
PoV
PoV
Refrigerar
-
28 días
28 días
análisis inmediato
Fenol
500
PoV
Refrigerar
H2SO4 pH<2
28 días
Grasas y Aceites
500
V
Refrigerar
H2SO4 pH<2
28 días
Detergentes
250
PoV
Refrigerar
48 horas
Hidrocaburos
500
Vidrio ámbar
Refrigerar
H2SO4 pH<2
28 días
P: Polietileno
V: Vidrio
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Taller: Recolección y Conservación de muestras en campo después de originado algún daño o perjuicio sobre en un
cuerpo de agua y su entorno.
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VOLUMEN
MINIMO
(mL)
RECIPIENTE
PRESERVACION
TIEMPO DE
ALMACENAMIENTO
Nitrógeno Total
500
PoV
Refrigerar
H2SO4 pH<2
28 días
Nitrógeno Amoniacal
100
PoV
Refrigerar
H2SO4 pH<2
28 días
Nitrógeno Orgánico
500
PoV
Refrigerar
H2SO4 pH<2
28 días
Nitrato
100
PoV
Refrigerar
H2SO4 pH<2
28 días
Nitrito
100
PoV
Refrigerar
28 días
Fósforo Total
100
PoV
Refrigerar
H2SO4 pH<2
28 días
Fósforo Hidrolizable
100
PoV
Fosfato
100
PoV
NUTRIENTES
Refrigerar
H2SO4 pH<2
Refrigerar
H2SO4 pH<2
28 días
48 horas
PARAMETROS
MICROBIOLOGICOS
VOLUMEN
MINIMO (mL)
RECIPIENTE
PRESERVACION
TIEMPO DE
ALMACENAMIENTO
Coliformes Totales
100 - 500
PoV
Refrigerar
Tiosulfato de sodio*
máx. 24 horas
Coliformes Fecales
100 - 500
PoV
Refrigerar
Tiosulfato de sodio*
máx. 24 horas
Recuento Total (Bacterias
Heteroficas)
100 - 500
PoV
Refrigerar
Tiosulfato de sodio*
máx. 24 horas
RECIPIENTE
PRESERVACION
TIEMPO DE
ALMACENAMIENTO
PoV
refrigerar
48 horas
PoV
refrigerar
48 horas
Solo si el agua tiene cloro residual
Color
VOLUMEN
MINIMO
(mL)
500
Olor
100
EXAMEN
ORGANOLEPTICO
REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS:
Manual de Análisis Químico y Productividad Primaria en el Agua de mar. Instituto del Mar del Perú.
1973.
Protocolo de Monitoreo de Efluentes y Cuerpo Marino Receptor. Ministerio de la Pesquería, 2001.
WEB SITE:
http://www.fagro.edu.uy/agrociencia/VOL5/1/P10-22.pdf
ftp://tesis.bbtk.ull.es/ccppytec/cp263.pdf
http://www.bvsde.ops-oms.org/eswww/laborato/requisit.html
(i)http://es.encarta.msn.com/encyclopedia_761579268/Hidrocarburos.html
(ii)http://www.monografias.com/trabajos10/petro/petro.shtml
(iii) http://es.encarta.msn.com/encyclopedia_761552502/Grasas_y_aceites.html
PAMR/Responsable del Área de Estudios Ambientales.
KLAR/Analista de laboratorio.
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