PARTE 1: TIROIDES NORMAL SECCIÓN III:

PARTE 1: TIROIDES NORMAL
SECCIÓN III:
BIOLOGÍA MOLECULAR DE LA
TIROIDES Y SUS HORMONAS
PARTE 1: TIROIDES NORMAL
SECCIÓN III:
BIOLOGÍA MOLECULAR DE LA
TIROIDES Y SUS HORMONAS
CAPÍTULO 8
Estructuras del NIS, TPO, Tiroglobulina, Enzimas
generadoras de H2O2, Pendrina y Receptor de TSH
María Cecilia Olcese*, Fiorella S. Belforte*, Cintia E. Citterio*,
Héctor M. Targovnik, Carina M. Rivolta
El impacto de la genética molecular en las últimas dos décadas sobre la fisiopatología tiroidea modificó todos
los parámetros conocidos. El esquema general de la biosíntesis de hormonas tiroideas ha sido dilucidado hace
varias décadas, como así también los fenómenos básicos responsables de la mayoría de las enfermedades
tiroideas. La posibilidad de contar con la información de los genes que codifican a las proteínas tiroideas
específicas permite revelar los precisos mecanismos y los mínimos detalles sobre el funcionamiento y el
crecimiento del tirocito tanto en condiciones normales como patológicas.
Tiroglobulina
La Tiroglobulina (TG) es la proteína de mayor expresión en la glándula tiroides. Es secretada por los tirocitos
hacia el lumen folicular por exocitosis (1). La síntesis de TG ocurre exclusivamente en las células tiroideas, ya
sean éstas normales o patológicas, independientemente de que estén localizadas dentro de la glándula tiroides,
como ocurre en condiciones normales, o bien que estén alojadas fuera de la misma, como sucede en las
metástasis de carcinomas tiroideos. Su región promotora es activada por tres factores de transcripción, factor
de transcripción tiroideo 1 (TTF-1), también denominado TITF1, NKX2.1 o T/EBP (2); factor de transcripción
tiroideo 2 (TTF-2, conocido también como TITF2, FOXE1 o FKHL15) (3); y PAX8 (4). Si bien ninguno de estos
factores de transcripción se expresa exclusivamente en la tiroides, su combinación es única para esta glándula
(5)
. La TG funciona como la matriz para la síntesis de hormonas tiroideas y para el almacenamiento de la forma
inactiva de las hormonas tiroideas y del yodo. La biosíntesis de hormonas tiroideas depende de la estructura
tridimensional nativa de la TG.
La TG humana es una glicoproteína homodimérica de 660 kDa. El monómero preproteico posee 2768
aminoácidos, de los cuales los primeros 19 aminoácidos presentes en el extremo amino-terminal corresponden
al péptido señal. La estructura primaria del monómero de TG presenta en el dominio aminoterminal 19 unidades
repetitivas ricas en cisteínas, agrupadas en 3 dominios diferentes, repetitivos de tipo 1, tipo 2 y tipo 3 (6, 7). Los
11 elementos de tipo 1 se localizan entre las posiciones 12 y 1191 y entre 1492 y 1546. El dominio tipo 2
está compuesto por 3 elementos localizados entre los aminoácidos 1437 y 1484 y el tipo 3 comprende cinco
elementos entre los residuos 1584 y 2168. Esta organización repetitiva, correspondiendo al 80% de la estructura
proteica, convierte a la TG en un ejemplo de evolución génica por eventos de duplicación intragénica y de
fusión. Los 11 elementos de tipo 1 regularían la degradación de la TG madura por una selectiva y reversible
inhibición de las proteasas lisosomales. El dominio tipo 1 de TG ha sido encontrado formando parte de muchas
proteínas con diferentes dominios estructurales, funciones y distribuciones filogenéticas (8) (Figura 1).
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Estructuras del NIS, TPO, TIROGLOBULINA,
Enzimas generadoras de H2O2, Pendrina y Receptor de TSH
CAPÍTULO 8:
Interacciones farmacodinámicas:
- Secreción de TRH y TSH.
- Síntesis y liberación de hormonas tiroideas (captación de yoduro, actividad de la peroxidasa, hidrólisis de la
tiroglobulina).
- Mecanismo de acción de las hormonas tiroideas.
I
Figura 1: Representación esquemática del gen y la proteína Tiroglobulina. Se indican las cajas de
repetitivos tipo 1, 2 3 y el dominio de homología con la Acetilcolinesterasa (ACHE).
La región carboxilo terminal de la TG no presenta zonas de repetición interna y, en la misma, se encuentra una
región comprendida entre las posiciones 6630 (exón 38) y 8205 (exón 48) del ADNc, que posee un 47% de
homología con la acetilcolinesterasa (ACHE) y representa el 20 % restante de la estructura (7, 9, 10). TG y ACHE
muestran ciertas características estructurales terciarias en común. Los seis residuos cisteína involucrados en los
puentes disulfuro intracatenarios de la ACHE se conservan en la TG (9, 10).
El dominio de homología con la ACHE es requerido para la dimerización de la proteína, siendo esencial para la
maduración normal y el transporte intracelular de TG (11). Si se añade un péptido señal al dominio de homología
con la ACHE, es suficiente para el transporte eficiente a través de la ruta secretoria y la excreción de la proteína
al espacio extracelular. La TG completa requiere del dominio de homología con la ACHE funcional para que
se pueda completar la ruta secretoria. Por lo tanto, el dominio de homología con la ACHE funciona como una
chaperona intramolecular y como un acompañante de la TG (12).
Debido a que las regiones aminoterminal y carboxiterminal de TG presentan características constitutivas diferentes,
se sugieren distintos orígenes evolutivos de las dos regiones.
La TG es objeto de intensos procesos postraduccionales que tienen lugar en el retículo endoplásmico, aparato
de Golgi, membrana apical y lumen folicular, los cuales incluyen ensamblado de homodímeros, glicosilación,
incorporación de ácido siálico, sulfatación, iodinación y multimerización (13, 11). Esto incluye la formación de
aproximadamente 60 puentes disulfuro intracatenarios por monómero. Varias chaperonas del retículo endoplásmico
(RE), tales como Calnexina, Grp94, ERp72 y Bip, interactúan con la TG durante su maduración y podrían prevenir
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la exportación de aquellas TG mal plegadas (14). Este proceso se conoce como control de calidad del RE.
Una vez que la TG alcanza el lumen folicular, varios residuos tirosinas son yodinados y ciertas tirosinas yodinadas
son acopladas para formar tiroxina (T4) y triiodotironina (T3). La TG presenta cuatro sitios hormonogénicos
aceptores localizados en los exones 2 (codón 5), 18 (codón 1291), 44 (codón 2254) y 48 (codón 2747). Además,
posee tres sitios hormonogénicos dadores, que se encuentran en los exones 4 (codón 130), 10 (codón 847) y 21
(codón 1448) (7).
La TG humana es codificada por un gen de copia única, de 270 kpb (15-21) que mapea en el cromosoma 8q24.28q24.3 (22). Dicho gen está constituído por 48 exones y contiene intrones de tamaños variados (de hasta 64 kpb),
los cuales representan el 97,5% de las secuencias de este gen (17-21) (Figura 1).
La relación entre las tres familias de unidades repetitivas ricas en cisteína de la TG y la organización de las
uniones intrón-exón fue analizada (19). El análisis detallado de las repeticiones mostró la siguiente distribución:
i) Repeticiones tipo-1 2, 4, 7, 10 y 11 son codificadas, cada una, por un simple exón (exón 4, 8, 10, 16 y 22
respectivamente); repeticiones 1 y 9 por dos exones (exones 2, 3 y 14, 15 respectivamente); repeticiones 3 y 8 por
3 exones (exones 5, 6, 7 y 11, 12, 13 respectivamente) y repeticiones 5 y 6 son una fracción del exón 9. ii) Los
tres elementos repetitivos tipo 2 mapean entre los exones 20 y 21. iii) El dominio tipo 3 incluye dos subtipos, 3a
y 3b, y mapea entre los exones 23 y 37 (3a-1: entre los exones 23 y 26, 3b-1: entre los exones 26 y 30, 3a-2: entre
los exones 30 y 33, 3b-2: entre los exones 33 y 36 y 3a-3: entre los exones 36 y 37).
El ARNm de la TG humana mide 8449-8468 pb (6,7). Presenta 41 nucleótidos en el extremo 5´ no traducible,
seguido de un marco de lectura abierto de 8307 bases y un extremo 3´, no traducible, que contiene de 101
hasta 120 bases. Es muy heterogéneo, se conocen 21 polimorfismos de nucleótido único (7, 23), 11 transcriptos
alternativos (24, 25) y 4 sitios de poliadenilación (7).
Tiroperoxidasa
La tiroperoxidasa (TPO) es una enzima microsomal, ubicada en la membrana apical de células foliculares
tiroideas, responsable de la biosíntesis de T3 y T4 a partir de la proteína estructural TG en presencia de H2O2 (26).
Se identificaron también, como veremos luego, dos enzimas tiroideas involucradas en la síntesis de H2O2, se
trata de dos NADPH oxidasas unidas a la membrana apical, denominadas dual oxidasa 1 (DUOX-1 o THOX-1)
y dual oxidasa 2 (DUOX-2 o THOX-2) (27).
Clásicamente la oxidación del yodo incorporado por la dieta, la iodinación de los residuos tirosílicos de la TG
y el acoplamiento de los residuos iodados para la formación de T3 y T4 son funciones atribuidas a la TPO (28,29),
teniendo en cuenta que la actividad enzimática es dependiente de la asociación con un grupo hemo (29). Aún así,
se conoce que alrededor de 500 aminoácidos, hacia el extremo N-terminal de DUOX-2, muestran un 43 % de
homología con TPO. El rol de dicho dominio de DUOX-2 no está claramente elucidado, pero está demostrado que
presenta actividad peroxidasa al ser expresado en sistemas bacterianos. Se sugiere que el dominio peroxidasa de
DUOX podría ser capaz de acoplar residuos de tirosina yodinados en la Tiroglobulina, reduciendo supuestamente
la contribución de la TPO en el proceso de la hormonogénesis (30). Estos hallazgos se correlacionan con otros
previos, en los cuales se describe la formación no enzimática de T4, proponiéndose entonces que la TPO no sería
requerida necesariamente para el acoplamiento de yodotirosinas (31). Bajo ese concepto, el principal rol de la TPO
en la biosíntesis de hormonas tiroideas sería la yodinación de la TG.
El proceso general de síntesis de hormonas tiroideas es estimulado por la hormona pituitaria TSH, que actúa
vía receptor acoplado a proteína G (TSHR), localizado en la membrana basal del tirocito. El estímulo crónico
con TSH estimula la síntesis de TPO y su transporte hacia la membrana apical (32). Si bien se ha reportado que
el promotor de TPO humana tiene elementos respondedores a AMPc y Tirotrofina (33), existen estudios que, en
contraste, muestran que la trascripción del gen de TPO no se ve regulada por TSH o AMPc (34). Se cree que la vía de
señalización del TSHR, que involucra miembros de la familia de las proteínas G y la cascada de inositol trifosfato/
Ca2+, podrían implicarse en la regulación de la expresión de TPO (35, 36). Lo que está claramente establecido es que
la transcripción del gen de TPO se encuentra bajo el control de factores de trascripción conocidos como TTF1 o
NKX2-1, TTF2 o FOXE1 y PAX 8, pudiéndose encontrar sitios de unión para estos factores en el promotor del
gen de TPO. En particular, PAX 8 parece tener un rol fundamental en la expresión tejido-específica de TPO (37).
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CAPÍTULO 8:
El gen que codifica a la TPO humana está localizado en el brazo corto del cromosoma 2, en el intervalo 2p24-p25. Éste
posee un tamaño de 131 kpb de ADN genómico y está conformado por 17 exones, 16 de los cuales son codificantes
(38)
. El transcripto completo de 3.048 nucleótidos codifica para una proteína con un peso molecular equivalente
a 102 kDa, denominada TPO-1 de 933 aminoácidos, compuesta por un péptido señal de 14 aminoácidos, un
gran dominio extracelular, un dominio transmembrana y una corta cola intracelular. La secuencia aminoacídica
entre las posiciones 149 y 711, codificada por los exones 5-12 del gen de TPO humano, muestra significativas
similitudes con la secuencia consenso de la peroxidasa animal (“An peroxidase”) (39). Los dos exones siguientes,
13 y 14, presentan homología con las familias de los genes de la proteína de control de complemento (CCP)
(residuos 742-795) y el factor de crecimiento epidérmico (EGF) (residuos 796-839), respectivamente (39). El exón
15 codifica para la parte transmembrana de la proteína y los exones 16 y 17 para la cola citoplasmática (Figura 2).
Figura 2. Representación esquemática del gen y de los dominios proteicos de la Tiroperoxidasa. Se indican
el péptido señal (SP), el módulo correspondiente a la proteína de control de complemento (CCP), el dominio
que une calcio, similar al factor de crecimiento epidérmico (EGF), región consenso de la peroxidasa animal
(An peroxidasa) y sitios de unión al hemo (histidina proximal (H) 494, histidina distal (H) 239, ácido
aspártico (D) 238, ácido glutámico (E) 399). aa, aminoácido; ECD, dominio extracelular; TM, dominio
transmembrana; ICD, dominio intracelular.
El dominio “An peroxidase” codifica para una parte importante y de gran tamaño de la TPO, la cual incluye los
siguientes residuos D238, R396, H239 distal, E399 y H494 proximal (39-41). R396 participa en el mecanismo
catalítico, H239 distal y H494 proximal están ligados al hierro central del grupo Hemo y D238 y E399 son
sitios potenciales del proceso de unión covalente al Hemo. La función del dominio de homología con el EGF
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no está clara. Dicho dominio está presente en un gran número de proteínas, muchas de las cuales requieren calcio
para su función biológica. Sitios que unen calcio se han identificado en el extremo N terminal de los dominios
con homología al EGF (39). Dichos sitios podrían ser muy importantes para interacciones proteína-proteína.
Se han encontrado en tejidos tiroideos normales varias especies de TPO de distintos pesos moleculares, originadas
por “splicing” alternativo durante el proceso de maduración del transcripto primario, TPO-2 : transcripto en el
cual se produce la eliminación del exón 10 (171 bases) y TPO-3 (TPOzanelli en el cual se produce la pérdida
del exón 16 (130 bases). TPO-2 y TPO-3 han sido encontrados, tanto en tejido tiroideo normal como en tejido
de pacientes con la enfermedad de Graves (38, 42, 43). Estas dos formas codifican proteínas de 876 y 929 residuos
respectivamente. TPO-2 se degrada rápidamente luego de su síntesis, no alcanza la superficie celular y no tiene
actividad enzimática (44), mientras que TPO-3 es capaz de alcanzar la superficie y muestra actividad enzimática
(45)
. Se determinó posteriormente la existencia de cinco transcriptos nuevos. TPO-4 y TPO-5, con la eliminación
de los exones 14 y 8 codifican proteínas de 889 y 760 aminoácidos, respectivamente. Mediante estudios de
transfección, en los cuales el ADNc de TPO-4 era introducido en células de ovario de hamster, se observó que
TPO-4 era incapaz de alcanzar la superficie celular, era enzimáticamente activa y capaz de ser reconocida por
un panel de 12 anticuerpos monoclonales dirigidos contra la TPO humana, mientras que TPO-5 no se plegó
correctamente y fue incapaz de alcanzar la superficie celular. Las otras 3 variantes correspondían a la TPO2/3 la cual pierde los exones 10 y 16, a la TPO-2/4 en la que se eliminan los exones 10 y 14, y a la TPO-6
correspondiente a la deleción de los exones 10, 12, 13, 14 y 16.
La TPO posee 5 sitios potenciales de N-glicosilación en los residuos de asparagina de las posiciones 129, 307,
342, 478 y 569.
La TPO es sintetizada en polirribosomas e insertada en la membrana del RE donde se realiza un primer paso de
glicosilación. Luego la TPO es transportada junto con la TG mediante vesículas exocíticas hacia el aparato de
Golgi, donde se produce el proceso final de glicosilación. Luego de ser distribuída en el polo apical del tirocito,
la TPO expone su sitio catalítico (sitio de unión al Hemo) hacia el lúmen folicular (46). Si bien la TPO activa
se localiza en la membrana apical, la mayor proporción de la TPO sintetizada se ubica en la zona peri nuclear
del retículo endoplásmico (47, 48). Esta fracción intracelular, rica en manosa, se encuentra en su mayor parte mal
plegada y, en consecuencia, es degradada. Sólo el 2 % de la TPO sintetizada es exportada a la membrana apical,
la cual presenta una estructura tridimensional adecuada y es rica en N-glicanos.
El plegado de la enzima parece ser un prerrequisito para su maduración y su almacenado en el RE y para su
adecuada expresión en la superficie celular (49, 50). La presencia del fragmento N-terminal, de alta homología al
péptido señal de proteínas de exportación, es clave para el plegamiento, así como también la interacción con
chaperonas intracelulares como son la calnexina y calreticulina (50). Es sabido que dicho fragmento es clivado
por endopeptidasas como parte del procesado postraduccional de la proteína, y que la inserción del grupo Hemo
es esencial para que la TPO ingrese al RE (51).
Sistema DUOX
La generación del peróxido de hidrógeno es un paso crítico en la síntesis de las hormonas tiroideas. El H2O2 es usado
como sustrato por la TPO para la incorporación de yodo dentro de la TG, un paso esencial de la hormonogénesis
tiroidea, conocido como organificación. Los primeros ensayos bioquímicos, que estudiaron el mecanismo de
generación de H2O2, mostraron que la enzima responsable sería una flavoproteína de unión a membrana NADPH
dependiente (52-58). El prototipo de esta clase de enzimas es la NADPH oxidasa fagosomal NOX2 (gp91phox) de
leucocitos, la cual es responsable de la transferencia de electrones a través de la membrana al oxígeno molecular,
de manera de generar super aniones (O2-) durante la respuesta ante la invasión de microorganismos. Si bien el
H2O2 tiroideo puede generarse por dismutación de O2- , éste super anión no es detectable como intermediario en
células tiroideas en condiciones fisiológicas (56). Las enzimas tiroideas involucradas en este proceso son: DUOX
1 y DUOX 2, identificadas previamente como oxidasas tiroideas o ThOX 1 y ThOX 2 (59, 60). Las mismas fueron
caracterizadas a partir de la búsqueda de homólogos de NOX2 en una biblioteca de ADNc tiroideo. Dichos
genes forman parte de una gran familia de genes que codifican para oxidasas localizadas en distintos tejidos,
como ser: la Nox 1 o Mox1 en colon, próstata, útero y musculatura vascular lisa; Nox3 en riñón fetal; Nox4 en
riñón y osteoclastos; y Nox5 en testículo y bazo, además de la Nox 9 leucocitaria antes mencionada, entre otras
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(61). La generación de H2O2 mediada por NADPH oxidasas en la glándula tiroides requiere Ca2+ para que la
enzima sea completamente activa. Este sistema enzimático consiste de una flavoproteína unida a membrana, la
cual requiere un dinucleótido adenina flavina (FAD) como cofactor (Figura 3).
Figura 3. Representación esquemática del gen DUOX2 y de su producto proteico.
Los genes DUOX 1 y 2 codifican para 2 proteínas muy similares que se insertan en la membrana apical de la
célula folicular tiroidea. La estructura de estas proteínas incluye 7 dominios transmembrana, 4 sitios de unión
al NADPH, un sitio de unión al FAD y, a diferencia de otras oxidasas humanas, posee motivos “EF-hand”.
DUOX 1 y 2 poseen, adicionalmente, una arginina conservada y 4 histidinas específicas consideradas sitios de
coordinación para dos grupos prostéticos Hemo no idénticos (60, 62-64).
Los genes del sistema DUOX se encuentran localizados en el brazo largo del cromosoma 15 en el intervalo
15q15.3, separados por una distancia de 16 kpb (62). El gen DUOX 2 posee 21.5 Kb de ADN genómico (62),
incluye 34 exones siendo el primero no codificante. El ARNm tiene una longitud de 6376 nucleótidos y la
preproteína está compuesta por un supuesto péptido señal de 25 aminoácidos, seguido de un polipéptido de
1523 aminoácidos (62). El gen DUOX 1 de 36 kpb está constituído por 35 exones, siendo los dos primeros no
codificantes y dá origen a una proteína de 1551 aminoácidos, correspondiendo los primeros 21 aminoácidos
al péptido señal. Dicha cadena polipeptídica corresponde a la variante 1. Adicionalmente, se ha identificado
una variante 2 generada por “splicing” alternativo, correspondiendo a una proteína de 1197 aminoácidos.
El análisis de secuencia reveló que DUOX 1 y DUOX 2 poseen un 83 % de homología (62). La existencia de
genes DUOX diferentes, presentando promotores no relacionados, obliga a cuestionarse el respectivo rol de los
mismos, la diferencia notable en la expresión de DUOX 2 (5 veces mayor) respecto a la de DUOX 1, como así
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también la detección, hasta el momento, de mutaciones inactivantes con fenotipo patológico sólo en el gen
de DUOX 2 (65, 66). Asimismo, el promotor de DUOX 1, a diferencia del de DUOX 2, resultó ser una zona rica
en GC presentando 3 elementos de unión a supuestos SP1 (61). El promotor de DUOX 2 no posee “TATA box”
ni elementos de unión a SP1. Más aún, a diferencia de otros factores esenciales en el proceso de biosíntesis
de hormonas tiroideas, no se han encontrado secuencias relacionadas con otros promotores de genes tiroideos
(como ser los de TG y TPO), indicando que la expresión de ambos genes DUOX no se encuentra restringida
al tejido tiroideo. En humanos y otros mamíferos, ambos genes presentan expresión en células de la mucosa
gastrointestinal, como así también en el epitelio ciliado de pulmón (61), entre otros.
Resulta interesante considerar que si bien las secuencias DUOX presentan todas las características compatibles
con NADPH oxidasas dependientes de calcio, los estudios moleculares iniciales de las proteínas DUOX han
sido obstaculizados por la falla en la actividad biológica de dichas enzimas en sistemas heterólogos, dado que
las proteínas DUOX recombinantes permanecían en el RE en una conformación inmadura (60, 67-70). A raíz de
esto, se encontró que para lograr la generación de H2O2 se requieren otras proteínas de membrana, los factores
de maduración de las dual-oxidasas o DUOX A. Es decir que la actividad de DUOX se encuentra regulada,
tanto por su dominio de unión a Ca2+ (el cual activa reversiblemente a la proteína) como por la modulación
de DUOX A, también crucial para su actividad. Los genes DUOX A1 y DUOX A2 están orientados cabeza a
cabeza con los genes de DUOX en la región intergénica de 16 kpb DUOX 1/DUOX 2 (65) en el brazo largo del
cromosoma 15. Ambos genes de DUOX A (A1 y A2) comparten el “core” de un promotor bidireccional con uno
de los genes de DUOX. La unidad transcripcional DUOX/DUOX A es un excelente ejemplo de transcripción
bidireccional de genes estrechamente ligados, que no están estructuralmente relacionados, pero que sí forman
parte de la misma vía, considerado este tipo de sistemas equivalente a operones procariotas. El ligamiento
genético evolutivamente conservado de estos genes en unidades transcripcionales establece la coexpresión estricta
de cada DUOX con su factor de maduración DUOX 1/DUOX A1 y DUOX 2/DUOX A2) (71-73).
Las proteínas del sistema DUOX se expresan y procesan como productos totalmente glicosilados, de
aproximadamente 190 kDa, los cuales pueden detectarse en la membrana apical del tirocito, o bien productos
ricos en manosa de aproximadamente 180 kDa, retenidos en el RE (60, 68). La secuencia glicoproteica de
DUOX puede dividirse en tres partes: 1) Una región extracelular amino-terminal de aproximadamente 600
residuos, que presenta alta homología de secuencia con hemoperoxidasas (dominio “peroxidasa-like”), el
cual distingue a la familia DUOX de otras NADPH oxidasas. El rol de este dominio aún se desconoce,
aunque hay datos que demuestran que su actividad peroxidasa duplica al de la TPO. A pesar de la similitud
de secuencia del dominio extracelular de DUOX a las hemoperoxidasas, los residuos involucrados en la
coordinación del grupo Hemo (74) no se conservan en DUOX; 2) Una región que abarca un “loop” intracelular,
entre los dos primeros dominios transmembrana, que contiene potencialmente dos motivos “EF-hand” de unión
a calcio, que estarían involucrados en la regulación de la conformación y actividad de NADPH oxidasa (58);
3) una región carboxi-terminal (50 % de homología con NOX2) que comprende los últimos seis dominios
transmembrana. Estas 6 alfa hélices incluyen 4 histidinas conservadas, consideradas sitios de coordinación
a dos grupos prostéticos del tipo Hemo, y el C-terminal de orientación citosólica presenta un dominio con
sitios de unión a FAD y NADPH (Figura 3). Se cree que esta región es la responsable de la transferencia de
electrones desde el NADPH a través de la membrana.
DUOX A1 y DUOX A2 codifican proteínas de cinco dominios transmembrana con un dominio de
N-glicosilación entre los fragmentos transmembrana 2 y 3 (75).
La regulación de la expresión de DUOX es claramente diferente de otras proteínas específicas de tiroides:
NIS, Tg y TPO. El ARNm de DUOX 2 se expresa sin TSH en células FRTL-5 o tirocitos porcinos, mientras
que NIS necesita la estimulación de la TSH para expresarse. La regulación de las proteínas DUOX por la
TSH es mucho menor que NIS y TG. Se ha demostrado que la actividad transcripcional de DUOX no es
regulada por factores de transcripción específicos de la tiroides, TTF1 o PAX8 en células de rata PCCI3. Se
postula que sí estaría regulada por citoquinas y por la PKA en el caso de DUOX 1 y por PKC en el caso de
DUOX 2.
La dimerización de un DUOX con una proteína DUOX A permite la salida al RE y el tránsito del complejo,
a través de la vía secretoria, hacia la superficie celular. Solo los complejos DUOX 1-DUOX A1 y DUOX
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CAPÍTULO 8:
2-DUOX A2 son funcionales in vitro (76). La caracterización de variantes de “splicing” DUOX A1, las cuales
no fueron descriptas previamente, revela su habilidad diferencial para contribuir a la actividad DUOX 1. Una
de las variantes de “splicing” DUOX A1 es capaz de la asociación funcional con el parálogo DUOX 2. La
translocación de los heterodímeros DUOX-DUOX A hacia compartimentos de membrana particulares, y la
localización intracelular de la oxidasa activa, son determinados por la subunidad DUOX A asociada (77).
NIS
La capacidad de concentración de yoduro, en forma activa, es un rasgo característico de la glándula tiroides
y de otros tejidos, como glándulas salivales, mucosa gástrica, y glándula mamaria durante fases tardías de
la gestación y durante la lactancia. Esta función está mediada por el co-transportador NIS (Sodium Iodide
Symporter) que es una fosfoglicoproteína intrínseca de aproximadamente 87 kDa. Está constituida por 643
aminoácidos (78) y pertenece a la familia de transportadores de solutos SLCA5 (79). Los miembros de esta
familia comparten la característica de transportar solutos específicos en simporte con Na+, como es el caso de
los co-transportadores Na+/glucosa, Na+/mioinositol, y Na+/monocarboxilato entre otros.
La localización más estudiada de este transportador es la glándula tiroides, en la que ubicándose en la
membrana basolateral del tirocito media el transporte activo de I- dentro del folículo tiroideo, posibilitando
el primer y fundamental paso en la biosíntesis de hormonas tiroideas.
El NIS co-transporta yoduro (I-) contra gradiente, junto con Na+, a favor de su gradiente electroquímico
en una relación estequiométrica de 2Na+/1I- (80). Este gradiente de sodio transmembrana, el cual sirve como
fuerza motriz para el transporte de yodo es generado por la Na+ / K+ ATPasa sensible a la ouabaíana. El
transporte de yodo mediado por NIS es inhibido por la ouabaína, inhibidora de la Na+ / K+ ATPasa, como
también por los inhibidores competitivos, tiocianato y perclorato (81).
A pesar de que la principal función fisiológica de NIS es transportar yoduro, también puede transportar aniones
similares estructuralmente tales como ClO3−, SCN−, SeCN−, NO3−, Br−, TcO4−, (82-85). Otros aniones, como
tiocianato y perclorato, se creía que no serían transportados por NIS, y que inhibirían la acumulación de yoduro
por competencia (80, 81). Sin embargo, dos estudios recientes proporcionan evidencia de que el perclorato sería
transportado activamente por NIS (86, 87). La estequiometría de este transporte sería electroneutral, indicando
que NIS sería capaz de transportar distintos sustratos con diferente estequiometría (86).
El modelo actualmente aceptado de estructura secundaria de NIS estima que se trata de una proteína con
13 segmentos transmembrana (13-TMS) (88). El extremo amino terminal se localiza en el medio extracelular,
mientras que el extremo carboxilo lo hace en el citosol (Figura 4). La ubicación de ambas terminales se ha
confirmado experimentalmente (89).
El modelo 13-TMS ha sido generalmente considerado como un patrón típico de todos los miembros de la
familia SCL5A, con un TMS extra en algunos casos (90).
Tres residuos asparagina (Figura 4) están implicados en sitios de glicosilación (posiciones 225, 485 y 497)
(82)
, que no parecen ser necesarios para la estabilidad, la actividad, ni la orientación de la molécula en la
membrana plasmática (89). Sin embargo, la regulación de la expresión de NIS es diferente y está sometida a
diversas modificaciones postraduccionales, según el tejido en que se exprese (91).
Los estudios de expresión en ovocitos de Xenopus lavéis, y posterior microscopía electrónica, han
demostrado partículas transmembrana de 9 nm. El tamaño de éstas sugiere que el NIS podría funcionar
en forma multimérica (80).
Se han identificado cuatro leucinas en el segmento transmembrana VI (posiciones 199, 206, 213 y 220), que
estarían formando un motivo de cremallera capaz de participar en la oligomerización de subunidades (78, 92).
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Figura 4. Representación esquemática del gen NIS y de su producto proteico. N, asparaginas involucradas
en potenciales sitios de glicosilación; S y T, serinas y treoninas fosforilables respectivamente.
El transporte de I- está principalmente regulado por TSH. Esta hormona, luego de interactuar con su receptor
ubicado en la membrana basolateral del tirocito, estimula la expresión génica y proteica de NIS de un modo
dependiente de AMPc (82, 93). Se ha demostrado que NIS es una fosfoproteína cuyo patrón de fosforilación es
modulado por la TSH, y que dicha fosforilación es imprescindible para una correcta función del transportador (94).
Particularmente, se han identificado los siguientes sitios de fosforilación in vivo: Ser-43, Thr-49, Ser-227, Thr577 y Ser-581 (Figura 4). El análisis cinético de mutantes NIS, para los correspondientes residuos fosforilados,
indica que la velocidad de transporte está modulada por el estado de fosforilación de las Ser-43 y 581. La
fosforilación de Thr-577 estabilizaría a esta proteína, mientras que Ser-227 sería funcionalmente silente. La
sustitución de la Thr-49 por alanina, ácido aspártico o serina disminuye la actividad de NIS sin modificación del
nivel proteico en la superficie celular, pudiendo entonces estar vinculada a una correcta conformación de NIS (95).
Esta regulación, si bien es la principal, no es la única pues el propio I- modula su actividad, según demostraron
Wolff y Chaikcoff en 1949. Esta regulación implica que la unión orgánica de I- en tiroides se bloquea cuando
alcanza un umbral crítico (efecto Wolff-Chaikoff agudo). Si el aumento se perpetúa, se observa un “escape”
del efecto agudo, tal que el nivel de organificación se restablece y se reanuda la síntesis normal de hormonas
tiroideas (96-99).
Se han identificado varios inhibidores de la expresión de NIS, incluyendo: citoquinas, como el Factor
Transformador del Crecimiento (TGF) β1 (100), el Factor de Necrosis Tumoral (TNF) α, el Interferón (IFN)γ ,
las Interleuquinas (IL)-1α, IL-1β e IL-6 (101-103), así como glucocorticoides y estradiol (104).
La caracterización molecular detallada del gen NIS comenzó en 1996, utilizando bibliotecas de ADNc derivadas
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CAPÍTULO 8:
de células FRTL5 (línea celular de tiroides de rata) (78). Dado que se esperaba una alta homología entre los genes
NIS de rata (rNIS) y humano (hNIS), Smanik y colaboradores identificaron un clon con el ADNc del hNIS
utilizando “primers” para la secuencia del gen rNIS. Los genes hNIS y rNIS presentaron un 84 % de identidad y
93 % de similitud. Posteriormente, Smanik y colaboradores (105) examinaron la expresión, la organización exónintrón, y la localización cromosómica de hNIS. Se determinó, entonces, que este gen está constituido por quince
exones que codifican un ARNm de 3,9 kb, y que está ubicado en el cromosoma 19 (19p13.2-p12). La secuencia
nucleotídica reveló un marco abierto de lectura de 1929 nucleótidos con el ATG de inicio a 347 pb del comienzo
de la transcripción. Algunos ensayos han permitido estimar que la actividad promotora del gen podría localizarse
entre los nucleótidos -443 y -395 en relación con el codón de inicio ATG. Este promotor mínimo, que incluiría GC
y TATA-box, resultó activo, preferentemente en la línea celular FRTL5, aunque también en células no tiroideas
(106)
.
Posteriormente, se ha identificado una región capaz de potenciar la expresión de NIS denominada hNUE (human
NIS upstream enhancer) que estaría localizada entre las posiciones nucleotídicas -9,847 y -8968. hNUE permite
la regulación específica de la transcripción por TSH-AMPc y contiene un elemento esencial de unión a PAX-8
y otro de respuesta a AMPc (CRE), activado por el modulador CREM (107, 108).
Pendrina
La pendrina también es conocida como SLC26A4 por ser el cuarto miembro de la familia 26A de transportadores
de solutos. Los miembros de esta familia tienen en común ciertas regiones conservadas y, con excepción de la
prestina, la función transportadora de aniones (107-109). El gen SLC26A4 (denominado también PDS, DFNB4
y EVA), de aproximadamente 51 Kpb, está constituido por 21 exones localizados en el cromosoma 7q31.1 (110).
El producto de su transcripción contiene 4930 pb y un marco abierto de lectura de 2343 pb, resultando entonces
una proteína compuesta por 780 aminoácidos (111, 112). Su masa es de aproximadamente 85 kDa, aunque en estado
glicosilado asciende a 120-140 kDa (113).
Posee un dominio STAS (Sulphate Transporter and Anti-Sigma factor) y, dada la homología de secuencia con
otros transportadores conocidos de sulfato, se propuso que transportaría también este anión (110); sin embargo,
los estudios funcionales llevados a cabo en ovocitos de Xenopus demostraron que la pendrina es incapaz de
transportar sulfato, pero interviene en la absorción de cloruro y yoduro en forma independiente de sodio (114),
como así también de bicarbonato y formiato (115). En los miembros de la familia SLC26, este dominio podría
regular el transporte de aniones mediante la detección de las concentraciones intracelulares de GTP y/o ATP
(116)
. Además, se planteó que estaría implicado en la interacción con otras proteínas como CFTR (Cystic Fibrosis
Transmembrane Regulator) (116-119); sin embargo, la función exacta de este dominio es aún poco clara. Se predice
actualmente que la pendrina está constituída por 12 dominios transmembrana, con ambos extremos carboxilo y
aminoterminales dentro del citosol (Figura 5) (112, 120).
Se ha encontrado una abundante expresión en tiroides, oído interno, y riñón (112, 121, 122), así como también en glándula
mamaria durante la lactancia (123), pulmón, próstata, endometrio y testículos, aunque en menor medida (124, 125).
En la tiroides, la pendrina se localiza en la membrana apical de las células foliculares y parece estar involucrada
en la mediación del flujo de yoduro hacia la luz folicular (126, 112, 127, 128).
En el oído interno, se encuentra en el conducto y el saco endolinfático, donde actúa como un intercambiador de
Cl-/HCO3- (122, 129). Algunos estudios con ratones knock-out revelan que participa en el transporte de fluidos en el
oído interno y en la generación del potencial endococlear (122, 129, 130). En el riñón, reside en la membrana apical
de las células intercaladas tipo B, y en células intercaladas tipo no-A no-B del conducto colector cortical y los
túbulos de conexión (121, 131), en donde participa del equilibrio electrolítico mediando en el intercambio de Cl-/
HCO3- (131), así como en la regulación de la presión arterial mediante la modulación de la absorción de cloruro
renal (132, 133).
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Figura 5. Representación esquemática del gen de la Pendrina y modelo actual de la estructura secundaria
de la proteína. Y, sitios de N glicosilación; STAS, “Sulphate Transporter and Anti-Sigma factor”.
La síntesis de hormonas tiroideas se produce en los folículos tiroideos, los que constituyen la unidad funcional
de esta glándula (134). Las células epiteliales foliculares, o tirocitos, están altamente diferenciadas. Presentan dos
regiones bien distinguibles: un polo basal, a través de cuya membrana ingresa el yoduro contra gradiente, por
medio del co-transportador de Na+/I- (NIS) (82), y un polo apical por donde el yoduro es conducido a favor de su
gradiente hacia el lumen folicular, donde tendrá lugar la síntesis de hormonas tiroideas.
Si bien los mecanismos que regulan la captación de yoduro en la membrana basolateral han sido bien explorados (82),
mucho menos se sabe acerca del flujo de yoduro hacia la luz folicular a través de la membrana apical. Los estudios
llevados a cabo, en membranas plasmáticas invertidas, sugieren la existencia de dos canales apicales (135). La región
en que se expresa y la capacidad de transportar este ión indican que la pendrina sería uno de estos canales
reguladores. Por otra parte, el defecto parcial en la organificación de yoduro, en pacientes con mutaciones
bialélicas en el gen SLC26A4, es coherente con su potencial rol en la biosíntesis de hormonas tiroideas.
Su participación en el transporte de yoduro ha sido apoyada por una serie de estudios en los que, utilizando
sistemas de expresión heteróloga, se ha demostrado que el transporte de yoduro es mucho mayor en células que
co-expresan NIS y pendrina respecto a las que solo expresan NIS (136, 127, 128, 137). Sin embargo, su papel fisiológico
en la mediación de este transporte se ha cuestionado, dado que la interrupción selectiva de la expresión de
pendrina en ratones, no conduce al desarrollo de bocio ni a una disminución en los niveles de hormonas tiroideas,
al menos en condiciones de consumo de yoduro suficientes (138). Del mismo modo, los pacientes con mutaciones
bialélicas en el gen SLC26A4 tienen sólo un fenotipo tiroideo leve en condiciones normales de consumo de yodo
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Enzimas generadoras de H2O2, Pendrina y Receptor de TSH
CAPÍTULO 8:
. Estudios recientes en ratones knock-out para la expresión de pendrina han demostrado que, si bien los
niveles de hormonas tiroideas son normales, el pH folicular se reduce, sugiriendo que la pendrina participaría
en el transporte de bicarbonato en la membrana apical de tirocitos (140).
(139)
La presencia de un fenotipo tiroideo leve en individuos con mutaciones bialélicas en el gen SLC26A4 se
debería a la presencia de otros canales de yoduro que mediarían el transporte apical. Hasta el momento,
se ha considerado a los transportadores SLC5A8 y ClCn5 (Canal de Cloruro 5). Sin embargo, SLC5A8,
inicialmente denominado Transportador de Yoduro Apical Humano (hAIT) (141), no estaría involucrado en la
mediación de este flujo según lo demuestran estudios funcionales realizados en células polarizadas (142). En
cambio, la localización de ClCn5 en la membrana apical de tirocitos y el desarrollo de un fenotipo tiroideo
similar al síndrome de Pendred en ratones con deficiencia de ClCn5, sugieren que esta proteína podría mediar
el transporte (143).
El flujo de salida de yoduro través de la membrana apical de tirocitos es estimulada por la TSH vía activación
de AMPc (144-146). Varios estudios realizados en tirocitos porcinos polarizados (144, 145) y en células FRTL-5 (146)
revelaron un rápido aumento del flujo de yoduro hacia el lumen folicular tras una exposición aguda a TSH.
Se han identificado canales de potasio dependientes de AMPc en la membrana celular de tirocitos (147). La
TSH activaría estos canales hiperpolarizando la membrana celular y haciendo más eficiente el transporte
(128)
. Recientemente Muscella, A. (148) estudió la regulación hormonal de la expresión de pendrina en una línea
celular de tiroides completamente diferenciada y demostró que la translocación de pendrina, desde el citosol
a la membrana plasmática, se produce a través de la vía PKC, tras una exposición a corto plazo de insulina.
Otro estudio demostró que TSH aumenta rápidamente la inserción de pendrina en la membrana plasmática,
aumentando entonces el transporte de yoduro. Este efecto se produce en cuestión de minutos, está mediado
vía PKA, y se correlacionaría con el estado de fosforilación de la proteína (149). A pesar de que TSH regula el
flujo de yoduro apical, no estimula la expresión de ARNm de SLC26A4 (112). Del mismo modo, la insulina no
induce la expresión de SLC26A4 (112). Sin embargo, ambas parecen aumentar la expresión del gen SLC26A4
en presencia de TG (150).
DEHAL 1
Las iodotirosinas representan dos tercios del iodo en la TG y sirven como precursores en la formación de
T3 y T4. La secreción de T3 y T4 por la tiroides requiere la proteólisis de la TG, en el curso de la cual se
liberan del enlace peptídico mono-iodotirosina (MIT) y di-iodotirosina (DIT). MIT y DIT no pueden ser
reutilizadas como tales para la síntesis de hormonas tiroideas. Ambas son deiodinadas enzimáticamente a
través de la iodotirosina deiodinasa tipo 1 (DEHAL 1). Es un proceso reductivo que lleva a la formación
de I- y tirosina, los cuales pueden ser reutilizados para la hormonogénesis. Se pensaba que la desiodación
de MIT y DIT ocurría principalmente después de la formación de gotas de coloide en los fagolisosomas, y
que migraban hacia la superficie basal de la célula. Sin embargo, Gnidehou en 2004, proporcionó evidencia
directa de que la DEHAL 1 es una proteína transmembrana presente en la membrana plasmática de la célula y
localizada principalmente en el polo apical de tirocitos. La desiodinación de MIT y DIT puede ocurrir durante
la proteólisis de la TG antes o después de la endocitosis (151). DEHAL 1 es el primer miembro dentro de los
mamíferos en pertenecer a la superfamilia de las NADH oxidasa/flavina reductasas (152). Esta enzima presenta
una zona de unión putativa al grupo prostético, la flavina mononucleótido (FMN), un dominio nitroreductasa
y una zona putativa de unión transmembrana (151). Las nitroreductasas son proteínas que pueden reducir un
rango amplio de compuestos nitroaromáticos con el uso de flavina mononucleótidos como cofactor.
En 2009, Thomas et al., expresaron el dominio soluble de esta enzima iodotirosina deiodinasa de Mus musculus
(la iodotirosina deiodinasa de esta especie posee un 91 % de homología con la enzima humana), lo cristalizaron
y lo caracterizaron por difracción de rayos X. Se obtuvo de este modo la estructura de iodotirosina deiodinasa
y dos co-cristales que contenían sustratos, mono- y diodotirosina. La estructura de la iodotirosina deiodinasa
es homóloga a otras proteínas de la superfamilia NADH oxidasa /flavina reductasa, pero la posición del
sitio activo define una nueva subfamilia dentro de este grupo que incluye la enzima Blub, asociada con
la biosíntesis de la vitamina B12. La iodotirosina deiodinasa y Blub también comparten interacciones que
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involucran FMN y que sugieren un único mecanismo catalizador en la subfamilia (153).
El gen de la DEHAL 1 se encuentra ubicado en el cromosoma humano 6q25.1, mide 35737 pb y presenta 6
exones. El gen DEHAL 1 da lugar a transcriptos diferentes, como resultado del “splicing” alternativo de los
exones 5 y 6. Las isoformas de DEHAL 1 identificadas comparten el mismo péptido señal y los dominios
extracitoplasmáticos y transmembrana codificados por exactamente los mismos exones 1 a 4, pero tienen
diferentes colas citoplasmáticas codificadas por el exón 5 y/o 6. DEHAL 1 carece del exón 5. DEHAL 1B
es una variante resultante del empalme de parte del exón 5 con el exón 6. La región terminal de la isoforma
DEHAL 1C corresponde al quinto exón del gen de DEHAL 1. En tiroides, se encontraron niveles de ARNm
de DEHAL 1B y DEHAL 1C más bajos que los de DEHAL 1. La isoforma DEHAL 1 resultó ser la única
isoforma activa en presencia de NADPH. Esto sugiere que la modificación de la cola citoplasmática podría
afectar la estructura, y por lo tanto su interacción con FMN (154).
Recientemente, se ha utilizado el análisis de Northern blot para mostrar que los niveles de ARNm de DEHAL
1, que están presentes en la tiroides humana, son mayores que los que están presentes en riñón humano (151).
En 2006, Gnidehou et al., utilizando PCR en tiempo real, han detectado ARNm de DEHAL 1, en el humano,
en hígado, tiroides y riñón. La presencia de la proteína en estos tejidos probablemente podría promover el
eficiente reciclaje de ioduro (yoduro del 2º pool), y proporcionar protección contra el bajo aporte de yodo
(yoduro del 1º pool) (154).
Receptor de TSH
En condiciones fisiológicas la TSH controla la función y el crecimiento tiroideo por la unión a su receptor
(TSHR), ubicado en la membrana basal de las células foliculares tiroideas. Este último pertenece a la gran familia
de receptores acoplados a la proteína G (GPCRs). A concentraciones fisiológicas de TSH, el TSHR se acopla
principalmente a Gs y la ruta del AMPc media la mayoría de sus efectos (155-157). A mayores concentraciones
de TSH, la activación de TSHR también incrementa los niveles de fosfoinositol y calcio por acoplamiento a
Gq (158). Como consecuencia, el AMPc resulta ser el principal segundo mensajero del efecto de la TSH sobre
la tiroides. La activación de la cascada adenilciclasa AMPc produce los efectos fisiológicos conocidos de
la TSH: estimulación del transporte de yoduro, la yodinación de la TG, la síntesis de hormonas tiroideas y
la secreción de las hormonas tiroideas (155, 159). El receptor de TSH es una simple cadena glicoproteica de 764
aminoácidos y posee un peso molecular de aproximadamente 95 kD (160). Al igual que otros receptores para
otras hormonas glicoproteicas (GPHRs) como la LH/CG y la FSH, el TSHR es miembro de una superfamilia
de receptores acoplados a la proteína G (GPCRs), caracterizado por: 1) un largo dominio amino-terminal
extracelular (ECD) de entre 350 y 400 aminoácidos, que codifica el reconocimiento y la unión específica
a la TSH como así también a otros estimuladores patológicos, 2) un dominio de transmembrana (TMD)
constituido por siete segmentos que atraviesan la membrana y están conectados por tres “loops” intracelulares
y tres extracelulares, y 3) un corto dominio carboxi-terminal intracelular (159, 161-163). Este tipo de receptor que
atraviesa siete veces la membrana plasmática recibe la denominación de receptor “serpentina”. El precursor
del TSHR contiene un péptido señal de 21 aminoácidos. El ECD posee seis sitios potenciales de glicosilación
y puede ser subdividido estructuralmente en: 1) La cola del extremo N- terminal, 2) La caja 1 de cisteínas
(C-b1) conteniendo el primer grupo de cisternas, que forman parte del dominio de repeticiones ricas en
leucina (LRRD), 3) El dominio de unión a la hormona, constituido por repeticiones ricas en leucina y 4) Una
región denominada bisagra de 130 residuos, la cual conecta el LRRD a la hélice transmembrana (TMH) 1 del
dominio serpentina (SD) (Figura 6).
Cap 8/15
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CAPÍTULO 8:
Figura 6. Representación esquemática de la estructura del TSHR. Se indica mediante
flechas los sitios de clivado por los que se libera el péptido C. c-b1, caja de cisternas
tipo 1; c-b2, caja de cisternas tipo 2; c-b3, caja de cisteínas tipo 3; c-bl 2/3, nexo
entre las cajas de cisternas 2 y 3; LRRD, dominio constituído por repeticiones ricas
en leucina; ECL1-3, loops extracelulares, TMD1-7, hélices transmembrana; ICL1-3,
loops intracelulares; SD, dominio serpentina.
Una característica común de los receptores de hormonas glicoproteicas es la estructura de las repeticiones ricas
en leucina (LRR) del dominio extracelular (164, 165). Cada una de dichas repeticiones está compuesta por una lámina
beta y una alfa hélice. La proteína entera adquiere una estructura terciaria no globular con forma de herradura,
cuyas hélices alfa están orientadas hacia el exterior y las láminas beta hacia la circunferencia interior de la
herradura. Si bien existen variaciones de 20-29 aminoácidos entre los GPHRs, la longitud media de un LRR es de
aproximadamente 24 residuos (166). Mediante la aplicación de modelaje molecular, 8 o 9 LRRs estarían formando
parte del dominio extracelular de TSHR y el resto de GPHRs. Se cree que las láminas beta estarían en contacto
con la TSH, FSH y LH/hCG. La región bisagra se compone de cajas ricas en cisteína (C-b2 y C-b3), las cuales
se conectan estructuralmente por otra caja de cisteínas ligadora (C-b/2/3). Se cree que las cisteínas contenidas en
estos dominios forman puentes disulfuro intramoleculares, los cuales contribuirían a la estructura tridimensional
del ectodominio (161). Por otra parte, esas cisteínas estarían involucradas en el mantenimiento de la estructura del
receptor, constituído por dos subunidades (A y B), que surgen como consecuencia del clivaje que daría origen
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al péptido C de 50 aminoácidos. Dichas subunidades permanecerían unidas por puentes disulfuro. Esta es una
característica única del TSHR, a diferencia de los LHR y FSHR. Sin embargo, el impacto total y la relevancia
fisiológica de este fenómeno no está clara hasta el presente. La secuencia aminoacídica de la región bisagra de
los tres GPHRs es muy distinta y su estructura cristalina es desconocida hasta el momento. Estudios recientes
han demostrado que dicha región desempeña no solo un rol estructural sino también funcional en la activación
de los GPHRs. (163, 167, 168). La comparación de la estructura primaria de los receptores de la FSH, LH/CG y la
TSH demuestra un 70 % de homología en la mitad carboxilo terminal de la molécula, la cual contiene los siete
segmentos de transmembrana. Por el contrario, el dominio extracelular amino-terminal muestra solo un 40 %
de homología entre los tres receptores. En el receptor de TSH se ha identificado un segmento específico de 8
residuos y otro de 50 residuos insertados entre el dominio extracelular y el primer segmento de transmembrana,
que no tiene la correspondiente contraparte en el receptor de FSH o LH/CG. Mientras que la inserción de 8
aminoácidos podría jugar un rol en la unión a la TSH, el rol de la inserción de 50 aminoácidos, la cual forma parte
del péptido C no se comprende bien (169).
Los residuos tirosina conservados en el motivo Y-D/E-Y contenidos en el dominio ECD sufren una modificación
postraduccional, la sulfatación del residuo Y385 en el TSHR (167, 168). Esta modificación es importante para la unión
de alta afinidad del receptor a sus ligandos (162, 168).
Diferentes modelos han sido propuestos para explicar la activación del receptor. El residuo S281 es fundamental
para el mantenimiento del receptor en su estadío inactivo. Las sustituciones del mismo, por residuos aromáticos
(W, F, Y y H), muestran expresión similar a la del TSHR del tipo salvaje, manteniendo así la actividad basal o
expresando una ligera actividad constitutiva. Estudios de modelado molecular predijeron la importancia de los
residuos aminoacídicos en la vecindad de S281. Estudios adicionales de mutagénesis revelaron que Y279, y
probablemente Y481, están involucrados en un ambiente aromático, el cual es importante para la conformación
del receptor y para la transducción del TSHR (170).
Se ha propuesto una activación múltiple y cooperativa del TSHR inducida por su ligando nativo (TSH). De esta
manera la activación inducida por la hormona, mediante contactos múltiples, ocurre no solo en el LRRD sino
también sobre los aminoácidos sensibles localizados en la región “hinge” (P400, D403, E404, N406, S281)
confiriendo a esta última una conformación activa. Luego, nuevos contactos múltiples acontecen en los dominios
extracelulares, amplificándose la señal y produciendo cambios conformacionales en los dominios transmembrana.
Estos eventos combinados conducen a la conformación completamente activa del receptor y a la activación
máxima de la proteína G (171).
Sobre la base de su alta homología de secuencia, la estructura tridimensional de los siete dominios transmembrana
de los GPHR pueden ser modelados tomando como base a la rodopsina. Al igual que en el receptor beta adrenérgico,
estos dominios forman segmentos de alfa hélices que se conectan por loops intracelulares y extracelulares.
Mientras que los loops extracelulares podrían interactuar con el ectodominio unido a su ligando, los TMDs y
loops intracelulares son responsables del acoplamiento a proteína G. (172).
En base a las predicciones del modelaje informático y los resultados de mutagénesis dirigida, se están comenzando
a desenmarañar los mecanismos moleculares involucrados en la activación del TMD. TG632 y D633 en TM6
parecen jugar un rol importante en la estabilización de ambos estadíos activo e inactivo del receptor. En el estadío
inactivo, se predice que interactúan con los residuos N674 en TM7, otro aminoácido clave en el mecanismo de
activación del receptor. Luego de la activación, esta interacción se interrumpe y N674 se encontraría libre para
establecer nuevas interacciones, entre otras con D460 en TM2. Por otra parte, E518 y R519 pertenecientes al
motivo conservado (D/E)R (Y/W) en la parte inferior de TM3 forman una cerradura iónica con D619 en TM6, la
disrupción de la cual es problablemente requerida para estabilizar el receptor en una conformación activa (162).
Hasta el momento, se ha tratado al TSHR como una entidad monomérica. Sin embargo, existen evidencias que
el TSHR se encuentra como oligómero sobre la superficie de las células tiroideas, lo cual tiene consecuencias
importantes sobre la función del receptor y la patología tiroidea (173).
El gen del receptor de TSH fue clonado hace veinte años (174) y, dada la importancia del TSHR en el desarrollo y
función de las células tiroideas, se ha convertido en el candidato de varias enfermedades de esta glándula. Un gran
espectro de las alteraciones tiroideas es causado por mutaciones en el TSHR que producen la ganancia o la pérdida
Cap 8/17
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CAPÍTULO 8:
de función. Las mutaciones de ganancia de función han sido identificadas en los adenomas tiroideos autónomos
y en pacientes con hipertiroidismo congénito no autoinmune. Las mutaciones de pérdida de función son la
principal causa de resistencia a TSH (175-177). El gen del receptor de TSH se localiza en el cromosoma 14
(14q31), su tamaño es de alrededor de 60 Kb y comprende 10 exones (178). El marco de lectura abierto contiene
2295 nucleótidos y codifica una proteína de 764 aminoácidos (160, 174, 179) la cual comprende un péptido señal de 21
aminoácidos, un gran ectodominio glicosilado (ECD), un dominio transmembrana y una cola citoplasmática.
Existe una perfecta correlación entre la organización estructural del gen y los dominios de la proteína. Las dos
terceras partes del dominio extracelular del receptor están codificadas por los primeros 9 exones del gen. El tercio
restante del dominio extracelular, el dominio transmembrana y el dominio intracelular están codificados por el
exón 10.
La estructura de un gran exón codificando varios segmentos proteicos, sin separación por intrones, es observada
también en otros genes de receptores acoplados a la proteína G. Desde un punto de vista evolutivo, podemos
hipotetizar que el gen ancestral de los receptores a las glicoproteínas hipofisarias es el resultado de la fusión de un
gen sin intrones y relacionado a los receptores acoplados a la proteína G, con un gen perteneciente a la familia
de genes que codifican proteínas con motivos ricos en leucina. Los genes de los receptores de TSH, LH/CG
y FSH resultaron de la tri-amplificación de un gen común ancestral, seguido de su dispersión sobre diferentes
cromosomas. Posteriores eventos evolutivos le dieron características específicas funcionales a cada receptor.
Al menos existen 5 transcriptos que se generan por splicing alternativo del receptor de TSH y 3 transcriptos
con poliadenilación alternativa (180).
*M.C.O, F.S.B y C.E.C contribuyeron por igual.
Bibliografía
1. Dunn J, Dunn A 2000 Thyroglobulin: chemistry, biosynthesis, and proteolysis. In: The Thyroid, 8th edition.
Eds: Braverman LE, Utiger R. Lippincott Williams & Wilkins, Philadelphia pp:91-104.
2. Javaux F, Bertaux F, Donda A, Francis-Lang H, Vassart G, Di Lauro R, Christophe D 1992 Functional role of
TTF-1 binding sites in bovine thyroglobulin promoter. FEBS Lett 300:222-226.
3. Zannini M, Avantaggiato V, Biffali E, Arnone M, Sato K, Pischetola M, Taylor B, Phillips S, Simeone A, Di
Lauro R 1997 TTF-2, a new forkhead protein, shows a temporal expression in the developing thyroid which
is consistent with a role in controlling the onset of differentiation. EMBO J 16:3185-3197.
4. Zannini M, Francis-Lang H, Plachov D, Di Lauro R 1992 Pax-8, a paired domain-containing protein, binds to
a sequence overlapping the recognition site of a homeodomain and activates transcription from two thyroidspecific promoters. Mol Cell Biol 12:4230-4241.
5. Damante G, Tell G, Di Lauro R 2001 A unique combination of transcription factors controls differentiation of
thyroid cells. Prog Nucleic Acid Res Mol Biol 66:307-356.
6. Malthièry Y, Lissitzky S 1987 Primary structure of human thyroglobulin deduced from the sequence of its
8448-base complementary DNA. Eur J Biochem 165:491-498
7. van de Graaf S, Ris-Stalpers C, Pauws E, Mendive F, Targovnik H, de Vijlder J 2001 Up to date with human
thyroglobulin. J Endocrinol 170:307-321.
8. Novinec M, Kordiš D, TurkV, Lenarčič B 2006 Diversity and Evolution of the Thyroglobulin Type-1 Domain
Superfamily. Mol Biol Evol 23:744–755.
9. Swillens S, Ludgate M, Mercken L, Dumont J, Vassart G 1986 Analysis of sequence and structure homologies
between thyroglobulin and acetylcholinesterase: possible functional and clinical significance. Biochem
Biophys Res Commun 137:142-148.
10.Park YN, Arvan P 2004 The acetylcholinesterase homology region is essential for normal conformational
maturation and secretion of thyroglobulin. J Biol Chem 279:17085-17089.
11. Lee J, Wang X, Di Jeso B, Arvan P 2009 The cholinesterase-like domain, essential in thyroglobulin trafficking
for thyroid hormone synthesis, is required for protein dimerization. J Biol Chem 284:12752-12761.
12.Lee J, Di Jeso B, Arvan P 2008 The cholinesterase-like domain of thyroglobulin functions as an intramolecular
chaperone. J Clin Invest 118:2950–2958.
13.Kim P, Arvan P 1991 Folding and assembly of newly synthesized thyroglobulin occurs in a pre-golgi
Cap 8/18
María Cecilia Olcese*, Fiorella S. Belforte*,
Cintia E. Citterio*, Héctor M. Targovnik, Carina M. Rivolta
compartement. J Biol Chem 266:12412- 12418.
14.Medeiros-Neto G, Kim P, Yoo S, Vono J, Targovnik H, Camargo R, Hossain SA, Arvan P 1996 Congenital
Hypothyroid Goiter with Deficient Thyroglobulin Identification of an Endoplasmic Reticulum Storage Disease
with Induction of Molecular Chaperones. J Clin Invest 98:2838 -2844.
15.van Ommen G, Arnberg A, Baas F, Brocas H, Sterk A, Tegelaers W, Vassart G, de Vijlder J 1983 The human
thyroglobulin gene contains two 15-17 kb introns nears its 3’- end. Nucleic Acids Res 11:2273-2285.
16.Targovnik H, Pohl V, Christophe D, Cabrer B, Brocas H, Vassart G 1984 Structural organization of the 5’
region of the human thyroglobulin gene. Eur J Biochem 141:271-277.
17.Parma J, Christophe D, Pohl V, Vassart G 1987 Structural organization of the 5’ region of the thyroglobulin
gene. Evidence for intron loss and “exonization” during evolution. J Mol Biol 196:769-779.
18.Mendive F, Rivolta C, Vassart G, Targovnik H 1999 Genomic organization of the 3’ region of the human
thyroglobulin gene. Thyroid 9:903-912.
19.Mendive F, Rivolta C, Moya C, Vassart G, Targovnik H 2001 Genomic organization of the human thyroglobulin
gene. The complete intron-exon structure. Eur J Endocrinol 145:485-496.
20.Moya C, Mendive F, Rivolta C, Vassart G, Targovnik H 2000 Genomic organization of the 5’ region of the
human thyroglobulin gene. Eur J Endocrinol 143:789-798.
21.Rivolta C, Targovnik H 2006 Molecular advances in thyroglobulin disorders. Clin Chim Acta 374:8-24.
22.Brocas H, Szpirer J, Lebo R, Levan G, Szpirer C, Cheung M, Vassart G 1985 The thyroglobulin gene resides
on chromosome 8 in man and on chromosome 7 in the rat. Cytogenet Cell Genet 39:150-153.
23.Hishinuma A, Fukata S, Nishiyama S, Nishi Y, Oh-Ishi M, Murata Y, Ohyama Y, Matsuura N, Kasai K,
Harada S, Kitanaka S, Takamatsu J, Kiwaki K, Ohye H, Uruno T, Tomoda C, Tajima T, Kuma K, Miyauchi A,
Ieiri T 2006 Haplotype analysis reveals founder effects of thyroglobulin gene mutations C1058R and C1977S
in Japan. J Clin Endocrinol Metab 91:3100-3104.
24.Targovnik H, Cochaux P, Corach D, Vassart G 1992 Identification of a minor Tg mRNA transcript in RNA
from normal and goitrous thyroids. Mol Cell Endocrinol 84:R23-R26.
25.Mason M, Dunn A, Wortsman J, Day R, Day K, Hobavk S, Myers H, Shupnik M, Dunn J 1995 Thyroids
from siblings with Pendred’s syndrome contain thyroglobulin messenger ribonucleic acid variants. J Clin
Endocrinol Metab 80:497-503.
26.Medeiros-Neto G, Knobel M, DeGroot L 2002 Genetic disorders of the thyroid hormone system. In: John D
Baxter (editor) Genetics in Endocrinology, Lippincott Williams & Wilkins, Philadelphia, pp 379-341.
27.De Deken X, Wang D, Many M, Costagliola S, Libert F, Vassart G 2000 Cloning of two human thyroid
cDNAs encoding new members of the NADPH oxidase family. J Biol Chem 275:23227-23233.
28.Taurog A 1970 Thyroid peroxidase and thyroxine biosynthesis. Recent Prog. Horm Res 26:189–247.
29.DeGroot L, Niepomniszcze H 1977 Biosynthesis of thyroid hormone: basic and clinical aspects. Metabolism
26:665–718.
30.Edens W, Sharling L, Cheng G, Shapira R, Kinkade J, Lee T, Edens H, Tang X, Sullards C, Flaherty D,
Benian G, Lambeth J 2001 Tyrosine cross-linking of extracellular matrix is catalyzed by Duox, a multidomain
oxidase/peroxidase with homology to the phagocyte oxidase subunit gp91phox. J Cell Biol 154: 879–891.
31.DeCrombrugghe B, Edelhoch H, Beckers C, De Visscher M 1967 Thyroglobulin from human goiters. Effects
of iodination on sedimentation and iodoamino acid synthesis. J Biol Chem 242:5681–5685.
32.Penel C, Gruffat D, Alquier C, Benoliel A, Chabaud O 1998 Thyrotropin chronically regulates the pool of
thyroperoxidase and its intracellular distribution: a quantitative confocal microscopic study. J Cell Physiol
174:160–169.
33.Abramowicz M, Vassart G, Christophe D 1990 Thyroid peroxidase gene promoter confers TSH responsiveness
to heterologous reporter genes in transfection experiments. Biochem Biophys Res Commun 166:1257–
1264.
34.Foti D, Gestautas J, Rapoport B 1990 Studies on the functional activity of the promoter for the human thyroid
peroxidase gene. Biochem Biophys Res Commun 168:281–287.
35.Buch T, Biebermann H, Kalwa H, Pinkenburg O, Hager D, Barth H, Aktories K, Breit A, Gudermann, T 2008
G13-dependent activation of MAPK by thyrotropin. J Biol Chem 283:20330–20341.
36.Laugwitz KL, Allgeier A, Offermanns S, Spicher K, Van SJ, Dumont JE, Schultz G 1996 The human
Cap 8/19
Estructuras del NIS, TPO, TIROGLOBULINA,
Enzimas generadoras de H2O2, Pendrina y Receptor de TSH
CAPÍTULO 8:
thyrotropin receptor: a heptahelical receptor capable of stimulating members of all four G protein families.
Proc Natl Acad Sci USA 93:116–120.
37.Esposito C, Miccadei S, Saiardi A, Civitareale D 1998 PAX 8 activates the enhancer of the human
thyroperoxidase gene. Biochem J 331:37–40.
38.Kimura S, Kotani T, McBrie OW, Umeki K, Hirai K, Nakayama T, Ohtaki S 1987 Human thyroid peroxidase:
complete cDNA and protein sequence, chromosome mapping, and identification of two alternately spliced
mRNAs. P Natl Acad Sci 84:5555-5559.
39.Ruff J, Carayon P 2006 Structural and functional aspects of thyroid peroxidase. Arch Biochem Biophys
445:269-77.
40.Ferrand M, Le Fourn V, Franc JL 2003 Increasing diversity of human thyroperoxidase generated by alternative
splicing. Characterized by molecular cloning of new transcripts with single- and multispliced mRNAs. J Biol
Chem 278:3793-800.
41.Taurog A, Wall M 1998 Proximal and distal histidines in thyroid peroxidase: relation to the alternatively
spliced form, TPO-2. Thyroid 8:185-191.
42.Elisei R, Vassart G, Ludgate M 1991Demostration of the existence of the alternatively spliced form of thyroid
peroxidase in normal thyroid. J Clin Endocr Metab 72:700-702
43.Zanelli E, Henry M, Charvet B, Malthiery Y 1990 Evidence for an alternate splicing in the thyroperoxidase
messenge from patients with Graves’ disease. Biochem Bioph Res Co 170: 735-741.
44.Niccoli P, Fayadat L, Paneels V, Lanet J, Franc J 1997 Human thyroperoxidase in its alternatively spliced
form (TPO2) is enzymatically inactive and exhibits changes in intracellular processing and trafficking. J Biol
Chem 272:29487-29492.
45.Niccoli-Sire P, Fayadat L, Siffroi-Fernandez S, Malthiery Y, Franc J 2001 Alternatively spliced form of human
thyroperoxidase, TPOzanelli: activity, intracellular trafficking and rol in hormonogenesis. Biochemistry
40:2572-2579.
46.Yokoyama N, Taurog A 1988 Porcine thyroid peroxidase: relationship between the native enzyme and an
active, highly purified tryptic fragment. Mol Endocrinol 2:838-44.
47.Tice LW, Wollman SH 1972 Ultrastructural localization of peroxidase activity on some membranes of the
typical thyroid epithelial cell. Lab Invest 26:63-73.
48.48. Alquier C, Ruf J, Athouel-Haon AM, Carayon P 1989 Immunocytochemical study of localization and
traffic of thyroid peroxidase/microsomal antigen. Autoimmunity 3:113-23.
49.Fayadat L, Niccoli-Sire P, Lanet J, Franc JL 1998 Human thyroperoxidase is largely retained and rapidly
degraded in the endoplasmic reticulum. Its N-glycans are required for folding and intracellular trafficking.
Endocrinology 139:4277-85.
50.Fayadat L, Siffroi-Fernandez S, Lanet J, Franc JL 2000 Degradation of human thyroperoxidase in the
endoplasmic reticulum involves two different pathways depending on the folding state of the protein. J Biol
Chem 275:15948-54.
51.Fayadat L, Niccoli-Sire P, Lanet J, Franc JL 1999 Role of heme in intracellular trafficking of thyroperoxidase
and involvement of H2O2 generated at the apical surface of thyroid cells in autocatalytic covalent heme
binding. J Biol Chem 274:10533-8.
52.Bjorkman, U, Ekholm R, 1984. Generation of H2O2 in isolated porcine thyroid follicles. Endocrinology
115:392–398.
53.Virion A, Michot JL, Deme D, Kaniewski J, Pommier J 1984 NADPH-dependentH2O2 generation and
peroxidase activity in thyroid particular fraction. Mol Cell.Endocrinol 36:95–105.
54.Deme D, Virion A, Hammou NA, Pommier J 1985 NADPH-dependentgeneration of H2O2 in a thyroid
particulate fraction requires Ca2+. FEBS Lett 186:107–110.
55.Nakamura Y, Ogihara S, Ohtaki S 1987 Activation by ATP of calcium-dependent NADPH-oxidase generating
hydrogen peroxide in thyroid plasma membranes. J Biochem 102:1121–1132.
56.Dupuy C, Kaniewski J, Deme D, Pommier J, Virion A 1989 NADPH-dependent H2O2 generation catalyzed
by thyroid plasmamembranes. Studies with electron scavengers. Eur J Biochem 185:597–603.
57.Gorin Y, Ohayon R, Carvalho DP, Deme D, Leseney AM, Haye B, Kaniewski J, Pommier J, Virion A, Dupuy
C 1996 Solubilization and characterization of a thyroid Ca2+-dependent and NADPH-dependent K3Fe(CN)6
Cap 8/20
María Cecilia Olcese*, Fiorella S. Belforte*,
Cintia E. Citterio*, Héctor M. Targovnik, Carina M. Rivolta
reductase. Relationship with the NADPH-dependent H2O2-generating system. Eur J Biochem 240 : 807–
814.
58.Leseney AM, Deme D, Legue O, Ohayon R, Chanson P, Sales JP, Pires de Carvalho D, Dupuy C, Virion A
1999 Biochemical characterization of a Ca2+/NAD(P)H-dependent H2O2 generator in human thyroid tissue.
Biochimie 81: 373–380.
59.Dupuy C, Ohayon R, Valent A, Noel-Hudson MS, Deme D, Virion A 1999 Purification of a novel flavoprotein
involved in the thyroid NADPH oxidase. Cloning of the porcine and human cDNAs. J Biol Chem 274:37265–
37269.
60.De Deken X, Wang D, Dumont JE, Miot F 2002 Characterization of ThOX proteins as components of the
thyroid H2O2-generating system. Exp Cell Res 273:187–196.
61. Pachucki J, Wang D, Christophe D, Miot F 2004 Structural and functional characterization of the two human
ThOX/Duox genes and their 5´-flanking regions. Mol Cell Endocrinol 214:53–62.
62.De Deken, X, Wang D, Many MC, Costagliola S, Libert F, Vassart G, Dumont JE, Miot F 2000 Cloning of
two human thyroid cDNAs encoding new members of the NADPH oxidase family. J Biol Chem 275:23227–
23233.
63.Lambeth JD, Cheng G, Arnold RS, Edens WA 2000 Novel homologs of gp91phox. Trends Biochem
Sci;25:459–61.
64.Krause KH 2004 Tissue distribution and putative physiological function of NOX family NADPH oxidases.
Jpn J Infect Dis 57:S28–9.
65.Moreno J, Pauws E, van Kampen A, Jedlickova M, de Vjilder J, Ris-Stalpers C 2001 Cloning of tissuespecific genes using serial analysis of gene expression and a novel computational substraction approach.
Genomics 75:70-76.
66.Moreno JC, Bikker H, Kempers MJ, van Trotsenburg AS, Baas F, de Vijlder JJ,Vulsma T, Ris-Stalpers C 2002
Inactivating mutations in the gene for thyroidoxidase 2 (THOX2) and congenital hypothyroidism. N Engl J
Med 347:95–102.
67.Ameziane-El-Hassani R, Morand S, Boucher JL, Frapart YM, Apostolou D, Agnandji D, Gnidehou S, Ohayon
R, Noel-Hudson MS, Francon J, Lalaoui K, Virion A., Dupuy C 2005 Dual oxidase-2 has an intrinsic Ca2+dependent H2O2-generating activity. J Biol Chem 280:30046–30054.
68.Morand S, Chaaraoui M, Kaniewski J, Deme D, Ohayon R, Noel-Hudson MS, Virion A, Dupuy C, 2003 Effect
of iodide on nicotinamide adenine dinucleotide phosphate oxidase activity and Duox2 protein expression in
isolated porcine thyroid follicles. Endocrinology 144:1241–1248.
69.Morand S, Agnandji D, Noel-Hudson MS, Nicolas V, Buisson S, Macon-Lemaitre L, Gnidehou S, Kaniewski
J, Ohayon R, Virion A, Dupuy C 2004 Targeting of the dual oxidase 2 N-terminal region to the plasma
membrane. J Biol Chem 279:30244–30251.
70.Wang D, De Deken X, Milenkovic M, Song Y, Pirson I, Dumont JE, Miot F 2005 Identification of a novel
partner of duox: EFP1, a thioredoxin-related protein. J Biol Chem 280:3096–3103.
71.Grasberger H, Refetoff S 2006 Identification of the maturation factor for dual oxidase. Evolution of an
eukaryotic operon equivalent. J Biol Chem 281:18269–18272.
72.Fischer H, Gonzales LK, Kolla V, Schwarzer C, Miot F, Illek B, Ballard PL 2007 Developmental regulation
of duox1 expression and function in human fetal lung epithelial cells. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol
292:L1506–L1514.
73.Luxen S, Belinsky SA, Knaus UG 2008 Silencing of DUOX NADPH oxidases by promoter hypermethylation
in lung cancer. Cancer Res 68:1037–1045.
74.Colas C, Ortiz de Montellano PR 2003 Autocatalytic radical reactions in physiological prosthetic heme
modification. Chem Rev 103:2305–2332.
75.Grasberger H, De Deken X, Miot F, Pohlenz J, Refetoff S 2007a. Missense mutations of dual oxidase 2
(DUOX2) implicated in congenital hypothyroidism have impaired trafficking in cells reconstituted with
DUOX2 maturation factor. Mol Endocrinol 21:1408–1421.
76.Morand S, Ueyama T, Tsujibe S, Saito N, Korzeniowska A, Leto TL 2009 Duox maturation factors form
cell surface complexes with Duox affecting the specificity of reactive oxygen species generation. FASEB J
23:1205–1218.
Cap 8/21
Estructuras del NIS, TPO, TIROGLOBULINA,
Enzimas generadoras de H2O2, Pendrina y Receptor de TSH
CAPÍTULO 8:
77.Luxen S, Noack D, Frausto M, Davanture S, Torbett B, Knaus UG. 2009 Heterodimerization controls
localization of Duox-DuoxA NADPH oxidases in airway cells. J Cell Sci 122:1238–1247.
78.Dai G, Levy O, Carrasco N 1996 Cloning and characterization of the thyroid iodide transporter. Nature
379:458-60
79.Wright EM, Turk E 2004 The sodium/glucose cotransport family SLC5 Pfluegers. Arch 447:510–518
80.Eskandari S, Loo DD, Dai G, Levy O, Wright EM and Carrasco N 1997 Thyroid Na+/I− symporter. Mehanism,
stoichiometry, and specificity. J Biol Chem 272:27230-27238
81.Carrasco N 1993 Iodide transport in the thyroid gland. Biochim Biophys Acta 1154:65–82
82.Dohan O, De la Vieja A, Paroder V, Riedel C, Artani M, Reed M, Ginter CS, Carrasco N 2003 The sodium/
iodide symporter (NIS): characterization, regulation, and medical significance. Endocr Rev 24: 48–77.
83.Van Sande J, Massart C, Beauwens R, Schoutens A, Costagliola S, Dumonat JE, Wolff J 2003 Anion selectivity
by the sodium iodide symporter. Endocrinology 144:247–252.
84.Willhauck MJ, Sharif Samani B, Gildehaus FJ, Wolf I, Senekowitsch-Schmidtke R, Stark HJ, Göke B, Morris
JC, Spitzweg C 2007 Application of 188Re as an alternative radionuclide for treatment of prostate cancer
after tumor specific sodium iodide symporter gene expression. J Clin Endocrinol Metab 92:4451–4458.
85.Willhauck MJ, Sharif-Samani B, Wolf I, Senekowitsch-Schmidtke R, Stark HJ, Meyer GJ, Knapp WH, Göke
B, Morris JC, Spitzweg C 2008 The potential of astatine-211 for NIS-mediated radionuclide therapy in prostate
cancer. Eur J Nucl Med Mol Imaging 35:1272–1281.
86.De la Vieja A, Reed MD, Ginter CS, Carrasco N 2007 Amino acid residues in transmembrane segment IX
of the Na/I symporter play a role in its Na+ dependence and are critical for transport activity. J Biol Chem
282:25290–25298.
87.Levy O, De la Vieja A, Ginter CS, Riedel C, Dai G, Carrasco N 1998 N-linked glycosylation of the thyroid
Na+/I- symporter (NIS). Implications for its secondary structure model. J Biol Chem 273:22657–2266311.
88.Turk E, Wright EM 1997 Membrane topology motifs in the SGLT cotransporter family. J Membr Biol 159:1–
20.
89.De La Vieja A, Dohan O, Levy O, Carrasco N 2000 Molecular analysis of the sodium/iodide symporter:
impact on thyroid and extrathyroid pathophysiology. Physiol Rev 80:1083–1105
90.Dai G, Levy O, Amzel LM, Carrasco N 1996 The mediator of thyroidal iodide accumulation: the sodium/
iodide symporter. Handbook of Biological Physics. Transport Processes in Eukaryotic and Prokaryotic
Organisms vol. II;343– 367.
91.Spitzweg C, Morris JC 2002 The sodium iodide symporter: its pathophysiological and therapeutic implications.
Clin Endocrinol 57:559–574.
92.Riedel C, Levy O, Carrasco N 2001 Post-transcriptional Regulation of the Sodium/Iodide Symporter by
Thyrotropin. J Biol Chem 24:21458–21463
93.Vadysirisack DD, Chen ESW, Zhang Z, Tsai M-D, Chang, G-D, Jhiang SM 2007 Identification of in Vivo
Phosphorylation Sites and Their Functional Significance in the Sodium Iodide Symporter. J Biol Chem
51:36820–36828.
94.Spitzweg C, Joba W, Morris JC, Heufelder AE 1999 Regulation of sodium iodide symporter gene expression
in FRTL-5 rat thyroid cells. Thyroid 9:821–830.
95.Uyttersprot N, Pelgrims N, Carrasco N, Gervy C, Maenhaut C, Dumont JE, Miot F 1997 Moderate doses of
iodide in vivo inhibit cell proliferation and the expression of thyroperoxidase and Na+/I− symporter mRNAs
in dog thyroid. Mol Cell Endocrinol 131:195–203.
96.Wolff J, Chaikoff IL 1948 Plasma inorganic iodide as a homeostatic regulator of thyroid function. J Biol
Chem 174:555–564.
97.Wolff J, Chaikoff IL, Goldberg RC, Meier JR 1949 The temporary nature of the inhibitory action of excess
iodide on organic iodine synthesis in the normal thyroid. Endocrinology 45:504–513.
98.Kawaguchi A, Ikeda M, Endo T, Kogai T, Miyazaki A, Onaya T 1997 Transforming growth factor-1 suppresses
thyrotropin-induced Na+/I− symporter messenger RNA and protein levels in FRTL-5 rat thyroid cells. Thyroid
7:789–794.
99.Ajjan RA, Kamaruddin NA, Crisp M, Watson PF, Ludgate M, Weetman AP 1998 Regulation and tissue
distribution of the human sodium iodide symporter gene. Clin Endocrinol 49:517–523.
Cap 8/22
María Cecilia Olcese*, Fiorella S. Belforte*,
Cintia E. Citterio*, Héctor M. Targovnik, Carina M. Rivolta
100.
101.
102.
103.
104.
105.
106.
107.
108.
109.
110.
111.
112.
113.
114.
115.
116.
117.
118.
119.
120.
Caturegli P, Hejazi M, Suzuki K, Dohan O, Carrasco N, Kohn LD, Rose NR 2000 Hypothyroidism in transgenic mice expressing IFN-g in the thyroid. Proc Natl Acad Sci USA 97:1719–1724.
Pekary AE, Hershman JM 1998 Tumor necrosis factor, ceramide, transforming growth factor-beta1, and aging reduce Na+/I− symporter messenger ribonucleic acid levels in FRTL-5 cells. Endocrinology 139:703–712.
Furlanetto TW, Nguyen LQ, Jameson JL 1999 Estradiol increases proliferation and down-regulates the sodium/iodide symporter gene in FRTL-5 cells. Endocrinology 140:5705–5711
Smanik PA, Ryu KY, Theil KS, Mazzaferri EL, Jhiang SM 1997 Expression, exon-intron organization, and chromosome mapping of the human sodium iodide symporter. Endocrinology 138:3555–3558.
Behr M , Schmitt TL, Espinoza CR, Loos U 1998 Cloning of a functional promoter of the human sodium/iodide-symporter gene. Biochem J 331:359-363
Taki K, Kogai T, Kanamoto Y, Hershman JM , Brent GA 2002 A Thyroid-Specific Far-Upstream Enhancer in the Human Sodium/Iodide Symporter Gene Requires Pax-8 Binding and Cyclic Adenosine 3’,5’- Monophosphate Response Element-Like Sequence Binding Proteins for Full Activity and Is Differentially Regulated in Normal and Thyroid Cancer Cells. Mol Endocrinol 16:2266–2282.
Fenton MS, Marion KM, Hershman JM 2008 Identification of Cyclic Adenosine 3’,5’-Monophosphate Response Element Modulator as an Activator of the Human Sodium/Iodide Symporter Upstream Enhancer. Endocrinology 149:2592–2606.
Everett LA, Green ED 1999 A family of mammalian anion transporters and their involvement in human genetic diseases. Hum Mol Genet 8:1883–1891.
Dawson PA, Markovich D 2005 Pathogenetics of the human SLC26 transporters. Curr Med Chem
12:385–396.
Zheng J, Shen W, He DZ, Long KB, Madison LD, Dallos P 2000 Prestin is the motor protein of cochlear outer hair cells. Nature 405:149–155.
Everett LA, Glaser B, Beck JC, Idol JR, Buchs A, Heyman M, Adawi F, Hazani E, Nassir E, Baxevanis AD, Sheffield VC, Green ED 1997 Pendred syndrome is caused by mutations in a putative sulphate transporter gene (PDS). Nat Genet 17:411–422.
Scott DA, Karniski LP 2000 Human pendrin expressed in Xenopus laevis oocytes mediates chloride/
formate exchange. Am J Physiol Cell Physiol 278:C207–C211.
Royaux IE, Suzuki K, Mori A, Katoh R, Everett LA, Kohn LD, Green ED 2000 Pendrin, the protein encoded by the Pendred syndrome gene (PDS), is an apical porter of iodide in the thyroid and is regulated by thyroglobulin in FRTL-5 cells. Endocrinology 141:839–845.
Porra V, Bernier-Valentin F, Trouttet-Masson S, Berger-Dutrieux N, Peix J-L, Perrin A, Samia Selmi-
Rubi, Rousset BJ 2002 Characterization and Semiquantitative Analyses of Pendrin Expressed in Normal and Tumoral Human Thyroid Tissues. Clin Endocrinol Metab 87: 1700–1707.
Scott DA, Wang R, Kreman TM, Sheffield VC, Karniski LP 1999 The Pendred syndrome gene encodes a chloride-iodide transport protein. Nat Genet 21:440–443.
Everett LA 2006 New insights into the role of pendrin (SLC26A4) in inner ear fluid homeostasis. Novartis Found. Symp. 273, 213–225, discussion 225–230, 261–264.
Aravind L, Koonin EV 2000 The STAS domain—a link between anion transporters and antisigma-factor
antagonists. Curr Biol 10:R53–R55.
Shcheynikov N, Ko SB, Zeng W, Choi JY, Dorwart MR, Thomas PJ, Muallem S 2006 Regulatory interaction between CFTR and the SLC26 transporters. Novartis Found. Symp. 273, 177–
186, discussion 186–192, 261–264.
Ko SB, Shcheynikov N, Choi JY, Luo X, Ishibashi K, Thomas PJ, Kim JY, Kim KH, Lee MG, Naruse S, Muallem S 2002 A molecular mechanism for aberrant CFTR-dependent HCO(3)(−) transport in cystic fibrosis. EMBO J. 21:5662–5672.
Ko SB, Zeng W, Dorwart MR, Luo X, Kim KH, Millen L, Goto H, Naruse S, Soyombo A, Thomas PJ, Muallem S 2004 Gating of CFTR by the STAS domain of SLC26 transporters. Nat Cell Biol 6:343–350.
Gillam MP, Bartolone L, Kopp P, Bevenga S 2005 Molecular analysis of the PDS gene in a non-
consanguineous Sicilian family with Pendred’s syndrome. Thyroid 15:734–741.
Cap 8/23
Estructuras del NIS, TPO, TIROGLOBULINA,
Enzimas generadoras de H2O2, Pendrina y Receptor de TSH
CAPÍTULO 8:
121.
122.
123.
124.
125.
126.
127.
128.
129.
130.
131.
132.
133.
134.
135.
136.
137.
138.
139.
Soleimani M, Greeley T, Petrovic S, Wang Z, Amlal H, Kopp P, Burnham CE 2001 Pendrin: an apical Cl−/OH−/HCO3− exchanger in the kidney cortex. Am J Physiol Renal Physiol 280:F356–F364.
Everett LA, Morsli H, Wu DK, Green ED 1999 Expression pattern of the mouse ortholog of the Pendred’s syndrome gene (Pds) suggests a key role for pendrin in the inner ear. Proc Natl Acad Sci USA 96:9727–9732.
Rillema JA, Hill MA 2003 Prolactin regulation of the pendrin-iodide transporter in the mammary gland. Am J Physiol Endocrinol Metab 284:E25–E28.
124. Lacroix L, Pourcher T, Magnon C, Bellon N, Talbot M, Intaraphairot T, Caillou B, Schlumberger M, Bidart JM 2004 Expression of the apical iodide transporter in human thyroid tissues: a comparison study with other iodide transporters. J Clin Endocrinol Metab 89:1423–1428.
Pedemonte N, Caci E, Sondo E, Caputo A, Rhoden K, Pfeffer U, Di Candia M, Bandettini R, Ravazzolo R, Zegarra-Moran O, Galietta LJ 2007 Thiocyanate transport in resting and IL-4-stimulated human bronchial epithelial cells: role of pendrin and anion channels. J Immunol 178:5144–5153.
Gillam MP, Sidhaye AR, Lee EJ, Rutishauser J, Stephan CW, Kopp P 2004 Functional characterization of pendrin in a polarized cell system. Evidence for pendrin-mediated apical iodide efflux. J Biol Chem 279:13004–13010.
Yoshida A, Taniguchi S, Hisatome I, Royaux IE, Green ED, Kohn LD, Suzuki K 2002 Pendrin is an iodide-specific apical porter responsible for iodide efflux from thyroid cells. J Clin Endocrinol Metab 87:3356–3361.
Yoshida A, Hisatome I, Taniguchi S, Sasaki N, Yamamoto Y, Miake J, Fukui H, Shimizu H, Okamura T, Okura T, Igawa O, Shigemasa C, Green ED, Kohn LD, Suzuki K 2004 Mechanism of iodide/chloride exchange by pendrin. Endocrinology 145:4301–4308.
Royaux IE, Belyantseva IA, Wu T, Kachar B, Everett LA, Marcus DC, Green ED 2003 Localization and functional studies of pendrin in the mouse inner ear provide insight about the etiology of deafness in Pendred syndrome. J Assoc Res Otolaryngol 4:394–404.
Wangemann P, Itza EM, Albrecht B, Wu T, Jabba SV, Maganti RJ, Lee JH, Everett LA, Wall SM, Royaux IE, Green ED, Marcus DC 2004. Loss of KCNJ10 protein expression abolishes endocochlear potential and causes deafness in Pendred syndrome mouse model. BMC Med. 2:30.
Royaux IE, Wall SM, Karniski LP, Everett LA, Suzuki K, Knepper MA, Green ED 2001 Pendrin, encoded by the Pendred syndrome gene, resides in the apical region of renal intercalated cells and mediates bicarbonate secretion. Proc Natl Acad Sci USA 98:4221–4226.
Verlander JW, Hassell KA, Royaux IE, Glapion DM, Wang ME, Everett LA, Green ED, Wall SM 2003 Deoxycorticosterone upregulates PDS (Slc26a4) in mouse kidney: role of pendrin in mineralocorticoid-
induced hypertension. Hypertension 42:356–362.
Quentin F, Chambrey R, Trinh-Trang-Tan MM, Fysekidis M, Cambillau M, Paillard M, Aronson PS, Eladari D 2004 The Cl−/HCO3− exchanger pendrin in the rat kidney is regulated in response to chronic alterations in chloride balance. Am J Physiol Renal Physiol 287:F1179–F1188.
Kopp P 2005 Thyroid hormone synthesis: thyroid iodine metabolism. In: Braverman, L., Utiger, R.
(Eds.), Wegner and Ingbar’s The Thyroid: A Fundamental and Clinical Text. Lippincott Williams & Wilkins, pp. 52–76.
Golstein P, Abramow M, Dumont JE, Beauwens R 1992 The iodide channel of the thyroid: a plasma membrane vesicle study. Am J Physiol 263:C590–C597.
Bizhanova A, Kopp P 2009 Minireview: The sodium-iodide symporter NIS and pendrin in iodide homeostasis of the thyroid. Endocrinology 150:1084-90.
Taylor JP, Metcalfe RA, Watson PF, Weetman AP, Trembath RC 2002 Mutations of the PDS gene,
encoding pendrin, are associated with protein mislocalization and loss of iodide efflux: implications for thyroid dysfunction in Pendred syndrome. J Clin Endocrinol Metab 87:1778–1784.
Everett LA , Belyantseva IA, Noben-Trauth K, Cantos R, Chen A, Thakkar SI, Hoogstraten-Miller SL, Kachar B, Wu DK, Green ED 2001 Targeted disruption of mouse Pds provides insight about the inner-
ear defects encountered in Pendred syndrome. Hum Mol Genet 10:153–161.
Sato E, Nakashima T, Miura Y, Furuhashi A, Nakayama A, Mori N, Murakami H, Naganawa Cap 8/24
María Cecilia Olcese*, Fiorella S. Belforte*,
Cintia E. Citterio*, Héctor M. Targovnik, Carina M. Rivolta
140.
141.
142.
143.
144.
145.
146.
147.
148.
149.
150.
151.
152.
153.
154.
155.
156.
157.
S, Tadokoro M 2001 Phenotypes associated with replacement of His by Arg in the Pendred syndrome gene. Eur J Endocrinol 145:697–703.
Wangemann P, Kim HM, Billings S, Nakaya K, Li X, Singh R, Sharlin DS, Forrest D, Marcus DC, Fong P 2009 Developmental delays consistent with cochlear hypothyroidism contribute to failure
to develop hearing in mice lacking Slc26a4/pendrin expression. Am J Physiol Renal Physiol
297:F1435– F1447.
Rodriguez AM, Perron B, Lacroix L, Caillou B, Leblanc G, Schlumberger M, Bidart JM, Pourcher T 2002 Identification and characterization of a putative human iodide transporter located at the apical
membrane of thyrocytes. J Clin Endocrinol Metab 87:3500–3503.
Paroder V, Spencer SR, Paroder M, Arango D, Schwartz Jr.S, Mariadason JM, Augenlicht LH, Eskandari S, Carrasco N 2006 Na(+)/monocarboxylate transport (SMCT) protein expression correlates
with survival in colon cancer: molecular characterization of SMCT. Proc Natl Acad Sci USA 103:7270–7275.
van den Hove MF, Croizet-Berger K, Jouret F, Guggino SE, Guggino WB, Devuyst O, Courtoy PJ 2006 The loss of the chloride channel, ClC-5, delays apical iodide efflux and induces a euthyroid goiter in the mouse thyroid gland. Endocrinology 147:1287–1296.
Nilsson M, Bjorkman U, Ekholm R, Ericson LE 1990 Iodide transport in primary cultured thyroid follicle cells: evidence of a TSH-regulated channel mediatingiodide efflux selectively across the apical
domain of the plasma membrane. Eur J Cell Biol 52:270–281.
Nilsson M, Bjorkman U, Ekholm R, Ericson LE 1992 Polarized efflux of iodide in porcine thyrocytes occurs via a cAMP-regulated iodide channel in the apical plasma membrane. Acta Endocrinol (Copenh.) 126:67–74.
Weiss SJ, Philp NJ, Grollman EF 1984 Effect of thyrotropin on iodide efflux in FRTL-5 cells mediated by Ca2+. Endocrinology 114:1108–1113.
Yoshida A, Hattori K, Hisatome I, Taniguchi S, Ueta Y, Hukui H, Santo Y, Igawa O, Shigemasa C, Kosugi S, Grollman EF 1999 A TSH/dibutyryl cAMP activated Cl–/I– channel in FRTL-5 cells. Biochem Biophys Res Commun 259:631–635
Muscella A, Marsigliante S, Verri T, Urso L, Dimitri C, Botta G, Paulmichl M, Beck-Peccoz P, Fugazzola L, Storelli C 2008 PKC-epsilon-dependent citosol to membrane translocation of pendrin in
rat thyroid PC Cl3 cells. J Cell Physiol 217:103–112.
Pesce L 2007 Thyrotropin rapidly regulates pendrin membrane abundance via PKA dependent and PKC dependent pathways in rat thyroid cells. In: 78th Annual Meeting of the American Thyroid Association, New York, NY.
Suzuki K, Kohn LD 2006 Differential regulation of apical and basal iodide transporters in the thyroid by thyroglobulin. J Endocrinol 189:247–255.
Gnidehou S, Caillou B, Talbot M, Ohayon R, Kaniewski J, Noël-Hudson MS, Morand S, Agnangji D, Sezan A, Courtin F, Virion A, Dupuy C 2004 Iodotyrosine dehalogenase 1 (DEHAL1) is a transmembrane protein involved in the recycling of iodide close to the thyroglobulin iodination site.
FASEB J 18:1574–1576.
Friedman JE, Watson JA Jr, Lam DW, Rokita SE 2006 Iodotyrosine deiodinase is the first mammalian member of the NADHoxidase/flavin reductase superfamily. J Biol Chem 281:2812–2819.
Thomas SR, McTamney PM, Adler JM, Laronde-Leblanc N, Rokita 2009. Crystal structure of iodotyrosine deiodinase, a novel flavoprotein responsible for iodide salvage in thyroid glands. J Biol Chem 284:19659–19667.
Gnidehou S, Lacroix L, Sezan A, Ohayon R, Noël-Hudson MS, Morand S, Francon J, Courtin F, Virion A, Dupuy C 2006 Cloning and characterization of a novel isoform of iodotyrosine dehalogenase 1 (DEHAL1) DEHAL1C from human thyroid: comparisons with DEHAL1 and DEHAL1B. Thyroid 16:715–724.
Vassart G, Dumont JE 1992 The thyrotropin receptor and the regulation of thyrocyte function and growth. Endocr Rev 13:596–611.
Medina DL, Santisteban P 2000 Thyrotropin-dependent proliferation of in vitro rat thyroid cell systems. Eur J Endocrinol 143:161–178.
Kimura T, Van Keymeulen A, Golstein J, Fusco A, Dumont JE, Roger PP 2001 Regulation of thyroid Cap 8/25
Estructuras del NIS, TPO, TIROGLOBULINA,
Enzimas generadoras de H2O2, Pendrina y Receptor de TSH
CAPÍTULO 8:
158.
159.
160.
161.
162.
163.
164.
165.
166.
167.
168.
169.
170.
171.
172.
173.
174.
175.
176.
177.
178.
179.
cell proliferation by TSH and other factors: a critical evaluation of in vitro models. Endocr Rev22:631–656.
Van Sande J, Swillens S, Gerard C, Allgeier A, Massart C, Vassart G, Dumont JE 1995 In Chinese hamster ovary K1 cells dog and human thyrotropin receptors activate both the cyclic AMP and the phosphatidylinositol 4,5-bisphosphate cascades in the presence of thyrotropin and the cyclic AMP cascade in its absence. Eur J Biochem 229:338–343.
Szkudlinski MW, Fremont V, Ronin C, Weintraub BD 2002 Thyroid-stimulating hormone and thyroid-
stimulating hormone receptor structure-function relationships. Physiol Rev 82:473-502.
Misrahi M, Loosfelt H, Atger M, Sar S, Guiochon-Mantel A, Milgrom E 1990 Cloning, sequencing and expression of human TSH receptor. Biochem Biophys Res Commun 166:394–403.
Rapoport B, Chazenbalk GD, Jaume JC, Mc Lachlan SM, 1998 The thyrotropin (TSH) receptor: interaction with TSH and autoantibodies. Endocr Rev 19:673–716.
Vassart G, Pardo L, Costagliola S 2004 A molecular dissection of the glycoprotein hormone receptors. Trends Biochem Sci 29:119–126.
Kleinau G, Krause G 2009 Thyrotropin and homologous glycoprotein hormone receptors: structural and functional aspects of extracellular signalling mechanisms. Endocr Rev 30:133–151.
Braun T, Schofield PR, Sprengel R 1991 Amino-terminal leucine-rich repeats in gonadotropin receptors determine hormone selectivity. EMBO J 10:1885–1890.
Kajava AV, Vassart G, Wodak SJ 1995 Modeling of the three-dimensional structure of proteins with the typical leucine- rich repeats. Structure 3:867–877.
Wonerow P, Neumann S, Gudermann T, Paschke R 2001 Thyrotropin receptor mutations as a tool to understand thyrotropin receptor action. J Mol Med 79:707–721
Costagliola S, Panneels V, Bonomi M, Koch J, Many MC, Smits G, Vassart G 2002 Tyrosine sulfation is required for agonist recognition by glycoprotein hormone receptors. EMBO J. 21: 504–513.
Bonomi M, Busnelli M, Persani , Vassart G, Costagliola S 2006 Structural differences in the hinge region of the glycoprotein hormone receptors: evidence from the sulfated tyrosine residues. Mol Endocrinol 20:3351–3363.
Wadsworth HL, Chazenbalk GD, Nagayama Y, Russo D, Rapoport B 1990 An insertion in the human thyrotropin receptor critical for high affinity hormone binding. Science 249:1423–1425.
Jaeschke H, Neumann S, Kleinau G, Mueller S, Claus M, Krause G, Paschke R 2006 An aromatic environment in the vicinity of serine 281 is a structural requirement for thyrotropin receptor function. Endocrinology 147:1753–1760.
Kleinau G, Jaeschke H, Mueller S, Raaka BM, Neumann S, Paschke R, Krause G 2008 Evidence for cooperative signal triggering at the extracellular loops of the TSH receptor. FASEB J 22:2798–2808.
Jaeschke H, Kleinau G, Sontheimer J, Mueller S, Krause G, Paschke R 2008 Preferences of transmembrane Zhelices for cooperative amplification of G(alpha)s and G (alpha)q signaling of the thyrotropin receptor. Cell Mol Life Sci 65:4028–4038.
Persani L, Calebiro D, Bonomi M 2007 Technology insight: modern methods to monitor protein-
protein interactions reveal functional TSH receptor oligomerization. Nat Clin Pract Endocrinol Metab 3:180–190.
Parmentier M, Libert F, Maenhaut C, Lefort A, Gérard C, Perret J, Van Sande J, Dumont JE, Vassart G 1989 Molecular cloning of the thyrotropin receptor. Science 246: 1620–1622.
Kopp P 2001 The TSH receptor and its role in thyroid disease. Cell Mol Life Sci 58: 1301–1322.
Refetoff S 2003 Resistance to thyrotropin. J Endocrinol Invest 26:770–779.
Beck-Peccoz P, Persani L, Calebiro D, Bonomi M, Mannavola D, Campi I 2006 Syndromes of hormone resistance in the hypothalamic-pituitary-thyroid axis. Best Pract Res Clin Endocrinol Metab 20, 529 –546.
Gross B, Misrahi M, Sar S, Milgrom E 1991 Composite structure of the human thyrotropin receptor gene. Biochem Biophys Res Commun;177:679–87.
Nagayama Y, Kaufman KD, Seto P, Rapoport B 1989 Molecular cloning, sequence and functional expression of the cDNA for the human thyrotropin receptor. Biochem Biophys Res Commun 165:1184–90.
180. Kakinuma A, Nagayama Y 2002 Multiple messenger ribonucleic acid transcripts and revised gene organization of the human TSH receptor. Endocr J 49:175-180.
Cap 8/26
María Cecilia Olcese*, Fiorella S. Belforte*,
Cintia E. Citterio*, Héctor M. Targovnik, Carina M. Rivolta