- Universidad de El Salvador

UNIVERSIDAD DE EL SALVADOR
FACULTAD DE QUÍMICA Y FARMACIA
VALIDACIÓN DE LA PRUEBA DE COLIFORMES TOTALES Y FECALES POR
LA TÉCNICA DE TUBOS MÚLTIPLES UTILIZANDO UN MEDIO
FLUOROGÉNICO
TRABAJO DE GRADUACIÓN PRESENTADO POR:
JOSÉ REMBERTO CABRERA AGUILAR
MAGDALENA GUADALUPE HERNÁNDEZ ACOSTA
PARA OPTAR AL GRADO DE
LICENCIATURA EN QUÍMICA Y FARMACIA
MAYO DE 2008
SAN SALVADOR, EL SALVADOR, CENTRO AMERICA.
UNIVERSIDAD DE EL SALVADOR
RECTOR
MSc. RUFINO ANTONIO QUEZADA SÁNCHEZ
SECRETARIO GENERAL
LIC. DOUGLAS VLADIMIR ALFARO CHÁVEZ
FACULTAD DE QUÍMICA Y FARMACIA
DECANO
LIC. SALVADOR CASTILLO ARÉVALO
SECRETARIA
LICDA. MORENA LIZETTE MARTÍNEZ DE DÍAZ
COMITÉ DE TRABAJO DE GRADUACIÓN
COORDINADORA GENERAL
Licda. Maria Concepción Odette Rauda Acevedo
ASESORA DE ÁREA DE APROVECHAMIENTO DE RECURSOS
NATURALES
MSc. Sonia Maricela Lemus Martínez
ASESORA DE ÁREA DE MICROBIOLOGÍA
MSc. Coralia de los Ángeles González de Díaz
DOCENTES DIRECTORES
MSc. María Evelyn Sánchez de Ramos
Lic. René Francisco Ramos Alvarenga
AGRADECIMIENTOS
A Dios todopoderoso y a la Santísima Virgen Maria por ayudarnos a enfrentar
las dificultades con sabiduría y discernimiento, por brindarnos fortaleza y
guiarnos con paso firme y constante a lo largo de nuestra carrera.
A nuestros padres y familiares pues con su valioso apoyo, comprensión y amor
hemos alcanzado este logro, fruto de su esfuerzo y sacrificio.
A nuestros docentes directores, MSc. Maria Evelyn Sánchez de Ramos y
Lic. René Francisco Ramos, por su invaluable y valiosa colaboración y guía
para desarrollar el presente trabajo y lograr culminarlo exitosamente,
incentivándonos a prepararnos y desarrollarnos constantemente.
A Licda. Amy Elieth Moran, por el tiempo incondicional brindado, por habernos
proporcionado las herramientas necesarias para la realización de nuestra
investigación; siempre le estaremos agradecidos por su apoyo.
A las personas que nos brindaron su apoyo incondicional y les estamos
sumamente agradecidos entre ellos al Ing. Jaime Planas, Lic. Eliseo Ayala,
Sr. Juan José Rivas Cruz técnico de laboratorio microbiológico de CENSALUD,
Ladislao Ardon por su valiosa colaboración y así también a nuestros amigos por
haber sido parte fundamental en nuestra vida universitaria y en el desarrollo de
este trabajo.
DEDICATORIA
A Dios Todopoderoso: que con su amor paternal fortaleció mi espíritu
guiándome para alcanzar cada una de mis aspiraciones.
A mí querida madre Magdalena de Hernández, por tenerme presente siempre
en sus oraciones, por todo su apoyo, esfuerzo y lucha a lo largo de los años.
A mi padre Carlos Hernández por fomentar en mí el deseo de superación.
A mis queridos hermanos: Edwin Alberto y Karla del Carmen, por todo
el camino que hemos recorrido juntos, en el cual me han brindado todo su
cariño, comprensión, consejos y ánimos.
A mi apreciada abuela Evelia Girón vda. de Acosta, pilar de mi familia; gracias
por todo su amor y carisma. A mis tíos(as) Ana Ruth, Sonia, Manuel, Jorge,
Joaquín, Carlos, Wilfredo, por su apoyo y por animarme a seguir adelante.
A mis verdaderos amigos por los gratos momentos que hemos compartido. A mi
compañero de tesis, por su apoyo, comprensión y amistad.
A cada uno muchas gracias por todo el ánimo, fortaleza y paciencia que me
han brindado durante toda la carrera y mi vida.
Magdalena Guadalupe Hernández Acosta
DEDICATORIA
A Dios Padre todopoderoso por darme la vida y otorgarme la fortaleza y
sabiduría para culminar con éxito mi carrera universitaria.
A mi madre Ana Gloria con todo mi amor le dedico este logro por el esfuerzo y
cariño diario que ella realiza para apoyarme siempre en mi vida y mi carrera.
A mi padre José Manuel por el apoyo, ánimo y esfuerzo sin cesar de quien
admiro y respeto su férrea voluntad de trabajo, para que pudiera alcanzar con
éxito mi carrera. A mi hermano Gustavo por ser mi mejor amigo con quien
puedo conversar y escuchar.
A mi tío Luís Antonio por su invaluable apoyo en mi formación académica, a mis
tías: Elvira, Mª del Carmen, Mª Isabel, Ester, Inés y tío Cristóbal por su apoyo
sincero y ánimo para que pudiera culminar mi carrera. A mis primos más
cercanos que me han apoyado y a toda la familia.
A mí amiga y compañera de tesis por su dedicación para culminar este trabajo y
sobre todo por su amistad así también todos mis amigos sinceros. A mí novia
por el apoyo, afecto y comprensión que me brinda en la vida y en este proyecto.
José Remberto Cabrera Aguilar
ÍNDICE
Pág.
Resumen
Capitulo I
1.0 Introducción
xxiv
Capitulo II
2.0 Objetivos
Capitulo III
3.0 Marco teórico
29
3.1 Fermentadores de la lactosa
29
3.1.1 Grupo coliforme total
29
3.1.2 Grupo coliforme fecal
30
3.1.2.1 Escherichia coli
31
3.2 Fermentación en tubos múltiples para miembros del grupo
de los coliformes
33
3.2.1 Determinación de coliformes totales y Escherichia coli,
por el método convencional de fermentación en tubos
múltiples utilizando medios tradicionales.
34
3.2.1.1 Procedimiento de NMP para coliformes fecales.
36
3.2.2 Determinación de coliformes totales y Escherichia coli,
por la técnica de tubos múltiples (NMP), utilizando el
sustrato cromogénico y fluorogénico en agua potable
3.2.2 Cálculo y registro del NMP
3.3 Validación
37
38
39
3.3.1 Principios básicos de validación
40
3.3.2 Tipo de procesos de validación
41
3.4 Validación de métodos microbiológicos
3.4.1 Validación de método microbiológico cuantitativo
42
44
3.4.1.1 Limite de detección
45
3.4.1.2 Exactitud
45
3.4.1.3 Precisión
47
3.4.1.4 Inclusividad y exclusividad
49
3.5 Documentación
49
3.5.1. Protocolo de validación
50
3.5.2. Informe técnico
51
3.5.3. Evaluación de los resultados microbiológicos
52
3.5.4. Certificado de validación
52
Capitulo IV.
4.0 Diseño metodológico
54
4.1 Tipo de estudio
54
4.2 Investigación bibliográfica
54
4.3 Parte experimental
54
4.4 Parámetros a evaluar de acuerdo a las guías de
validación de métodos microbiológicos de la AOAC
y la norma ISO 16140
55
4.4.1 Límite de detección
55
4.4.2 Precisión
55
4.4.3 Exactitud
57
4.4.4 Inclusividad
58
4.4.5 Exclusividad
59
4.4.6 Ensayo de la técnica de tubos múltiples (NMP)
59
4.4.6.1 Preparación del inóculo
59
4.4.6.2 Estandarización del inóculo
59
4.4.6.3 Preparación de las diluciones del inóculo
60
4.4.6.4 Técnica de los tubos múltiples (NMP),
utilizando el sustrato cromogénico y
fluorogénico (Fluorocult® caldo LMX)
61
4.4.6.5 Técnica de los tubos múltiples (NMP),
utilizando el método convencional
4.4.6.6 Prueba para coliformes fecales (medio EC)
62
64
Capitulo V.
5.0 Resultados y discusión de resultados
66
5.1 Límite de detección
66
5.2 Precisión
67
5.2.1 Repetibilidad
67
5.2.2 Reproducibilidad
68
5.2.3 Falsos negativos
72
5.3 Exactitud
73
5.4 Inclusividad
75
5.5 Exclusividad
76
Capitulo VI
6.0 Documentos de validación
78
Capitulo VII
7.0 Conclusiones
128
Capitulo VIII
8.0 Recomendaciones
Bibliografía
Glosario
Anexos
132
INDICE DE ANEXOS
ANEXO Nº
1. Tabla del índice de NMP y límites de aceptación del 95 por 100 para
distintas combinaciones de resultados positivos y negativos cuando se
emplean diez porciones de 10 ml.
2. Escala MacFarlan.
3. Tabla para la preparación del medio líquido lauril triptosa.
4. Valores máximos admisibles para la calidad microbiológica del
agua
potable según la norma salvadoreña obligatoria NSO 13.07.01.97.
5. Figura esquemática de la prueba completa para la detección de
coliformes totales.
6. Esquematización de la prueba de coliformes totales, fecales y
Escherichia coli utilizando un medio fluorogénico (caldo LMX).
7. Tablas de resultados del ensayo para reproducibilidad del método
fluorogénico realizado por 3 analistas.
8. Esquema de hoja de trabajo para realizar diluciones del inóculo.
9. Esquema de hoja de cálculos para determinar precisión, utilizando valor
de media y desviaciones estándar calculadas usando el programa
estadístico SPSS v. 14.0.
10. Esquema de hoja de resultados de la prueba t Student para evaluar
exactitud calculado utilizando el programa estadístico SPSS v. 14.0 eng.
for Windows.
11. Ejemplo de hoja de resultados de la prueba t Student para
reproducibilidad proporcionado por el programa estadístico SPSS v. 14.
12. Tabla de puntos porcentuales de la distribución t.
13. Certificados de calibración de equipos realizados por el Laboratorio de
Metrología Legal del CONACYT.
14. Certificados de calibración de material realizados por el Laboratorio de
Metrología Legal del CONACYT.
15. Ensayos fluorogénicos para la determinación de coliformes totales,
fecales y Escherichia coli.
16. Ensayos convencionales para determinación de coliformes totales,
fecales y Escherichia coli.
17. Calibración de equipos y cristalería desarrollados por el Laboratorio
Nacional de Metrología Legal.
ÍNDICE DE CUADROS
CUADRO Nº
1. Perfil bioquímico de Escherichia coli.
2. Resultados promedio de falsos negativos para la técnica de tubos
múltiples utilizando caldo LMX.
3. Resumen del procedimiento de la prueba t para dos muestras
relacionadas.
4. Resultados de la inclusividad del método fluorogénico.
5. Resultados de la exclusividad del método fluorogénico.
6. Valores máximos admisibles para la calidad microbiológica del
agua
potable según la norma salvadoreña obligatoria NSO 13.07.01:97.
7. Hoja de trabajo para realizar diluciones del inóculo para llevarlo a un
nivel de concentración determinado.
8. Ejemplo de hoja de cálculos para determinar precisión, utilizando valor
de media y desviaciones estándar calculadas usando el programa
estadístico SPSS v. 14.0.
9. Hoja de resultados de la prueba t Student para evaluar exactitud
calculado utilizando el programa estadístico SPSS v. 14.0 eng. for
Windows.
10. Ejemplo de hoja de resultados de la prueba t Student para
reproducibilidad proporcionado por el programa estadístico SPSS v. 14.
ÍNDICE DE FIGURAS
FIGURA Nº
1. Esquema de la prueba completa para la detección de coliformes totales.
2. Esquema de la prueba de coliformes totales, fecales y Escherichia coli
utilizando un medio fluorogénico (caldo LMX).
3. Viraje de color de caldo LMX a 24 h. de incubación con E. coli.
4. Fluorescencia de E. coli en caldo LMX.
5. Prueba de límite de detección.
6. Formación de gas en caldo LMX por acción de E. coli.
7. Formación de anillo indolico en caldo LMX.
8. Ensayos de precisión para método de NMP.
9. Falsos negativos para NMP.
10. Confirmación de E. coli por formación de anillo indolico.
11. Fluorescencia para ensayos de falsos negativos.
12. Ensayos de exactitud para método de NMP.
13. Pseudomona aeruginosa en caldo Fluorocult para
ensayo de
exclusividad.
14. Ausencia de fluorescencia para ensayo de exclusividad.
15. Enterobacter cloacae en Fluorocult para inclusividad del método.
16. Ausencia de fluorescencia para ensayo de inclusividad.
17. Prueba presuntiva (+) para coliformes en caldo LST.
18. Prueba confirmativa (+) para coliformes en caldo BRILLA.
19. Prueba para coliformes fecales en medio EC.
20. Resultados falsos negativos para el método convencional.
21. Calibración de baño maría.
22. Medición de temperatura a baño maría.
23. Calibración de incubadora de Laboratorio de Aguas de CENSALUD.
24. Medición de temperatura de incubadora.
25. Calibración de estufas.
26. Calibración de balanza granataria.
27. Patrones de peso para calibración de balanzas.
28. Indicador biológico para calibración de autoclave.
ÍNDICE DE TABLAS
TABLA Nº
1. Resultados del ensayo para determinar el límite de detección del método
fluorogénico.
2. Resultados del ensayo para repetibilidad del método fluorogénico.
3. Valores del NMP para el ensayo de la repetibilidad del método
fluorogénico.
4. Valores de NMP/100 mL para repetibilidad del método fluorogénico
transformados a logaritmo base 10.
5. Estimación de la desviación estándar y coeficiente de variación para la
repetibilidad del método fluorogénico.
6. Valores del NMP para la reproducibilidad del método fluorogénico
realizado por el analista 1.
7. Valores de NMP para reproducibilidad del método fluorogénico realizado
por el analista 1, transformado a Log base 10.
8. Estimación de la desviación estándar y coeficiente de variación para
la reproducibilidad del método fluorogénico realizado por analista 1.
9. Valores del NMP para la reproducibilidad del método fluorogénico
realizado por el analista 2.
10. Valores de NMP para reproducibilidad del método fluorogénico de
analista 2, transformados a Log base 10.
11. Estimación
de
la
desviación
estándar
y
coeficiente de variación
para la reproducibilidad del método fluorogénico realizado por analista 2.
12. Valores del NMP para la
reproducibilidad del método fluorogénico
realizado por el analista 3.
13. Valores de NMP para reproducibilidad del método fluorogénico
realizados por el analista 3, transformados a Log base 10.
14. Estimación de la desviación estándar y coeficiente de variación para la
reproducibilidad del analista 3.
15. Coeficiente de variación promedio para cada una de los niveles de
inóculo del microorganismo.
16. Resultados del ensayo para exactitud del método fluorogénico.
17. Valores
del
NMP para
el
ensayo
de
la exactitud del
método
fluorogénico.
18. Comparación de medias de método a validar y método de referencia
para la exactitud del método del NMP.
19. Índice de NMP y límites de aceptación del 95 por 100 para distintas
combinaciones de resultados positivos y negativos cuando se emplean
diez porciones de 10 ml.
20. Preparación de escala McFarland.
21. Preparación del medio líquido lauril triptosa.
22. Resultados del ensayo para reproducibilidad del método fluorogénico
realizado por el analista 1.
23. Resultados del ensayo para reproducibilidad del método fluorogénico
realizado por el analista 2.
24. Resultados del ensayo para reproducibilidad del método fluorogénico
realizado por el analista 3.
25. Puntos porcentuales de la distribución t.
ABREVIATURAS
AOAC: Asociación Oficial de Químicos Analistas (por sus siglas en inglés)
APHA: Asociación Americana de Salud Pública (por sus siglas en inglés)
ATCC: Colección Americana de Cepas Tipo (por sus siglas en inglés)
ºC: grados Celsius o centígrados
CONACYT: Consejo Nacional de Ciencia y Tecnología
CV: Coeficiente de variación
FDA: Administración de Drogas y Alimentos (por sus siglas en inglés)
GUD: -Glucoronidasa
ICH: Conferencia Internacional de Armonización (por sus siglas en inglés)
ISO: Organización Internacional de Estandarización (por sus siglas en inglés)
LMX: Lauril sulfato triptosa MUG - X - GAL
LST: Lauril sulfato triptosa
mL: mililitro
MUG: 4-metilumberiferil--D-glucoronido
NMP: Número más probable
NMP/100 mL: Número más probable por cien mililitros.
NTU: Unidades nefelométricas de turbidez.
NSO: Norma Salvadoreña Obligatoria
ONPG: o - nitrofenil - D - galactopiranosido.
PCS: estudios precolaborativos
ppm: partes por millón
p/v: peso sobre volumen
spp: especie
SR: Desviación estándar de la reproducibilidad
Sr: Desviación estándar de la repetibilidad
r: valor de repetibilidad
R: valor de reproducibilidad
®: Marca registrada
RSD: Desviación estándar relativa
t exp: t Student experimental
UFC: Unidades formadoras de colonias
USP: Farmacopea de los Estados Unidos de América (por sus siglas en inglés)
X - GAL: 5-bromo-4-cloro -3-indol- β-D-galactopiranosido
RESUMEN
El presente trabajo de investigación fue realizado en el Laboratorio de Control
de Calidad Microbiológico del Centro de Investigación y Desarrollo en Salud,
teniendo como principal objetivo la validación de uno de los métodos
microbiológicos más empleados para el análisis de aguas, como el método del
número más probable por la técnica de tubos múltiples utilizando como medio
de cultivo un caldo fluorogénico, de acuerdo a las guías de validación
de
métodos microbiológicos cualitativos y cuantitativos de la AOAC Internacional y
la norma ISO 16140; analizando muestras de agua estéril artificialmente
contaminada. Al mismo tiempo se deja constancia de los procedimientos como
referencia para el correcto uso del método microbiológico, que proporcione
evidencia de que el método funciona con todas las características para el cual
ha sido diseñado.
Para el desarrollo del objetivo de estudio se empleó metodología analítica como
la estandarización del inóculo bacteriano, a partir del cual fueron preparadas
soluciones diluidas para los diferentes niveles de inóculo, los cuales fueron
sometidos a la evaluación de parámetros de validación para determinar la
exactitud, precisión, inclusividad, exclusividad y límite de detección del método
alternativo.
De acuerdo a los resultados obtenidos se comprueba que el método del NMP
utilizando un medio fluorogénico proporciona resultados satisfactorios con una
precisión y exactitud que no difiere significativamente con la del método oficial.
El empleo del medio fluorogénico es una alternativa atractiva para la detección
de coliformes en aguas que pueden emplear los laboratorios para realizar los
ensayos con mayor rapidez, menos costos y proporciona mayor confianza por
el hecho que falsos negativos pueden ser detectados en comparación con el
método de referencia.
CAPITULO I
INTRODUCCIÓN
xxiv
1.0 INTRODUCCIÓN
La detección y enumeración de bacterias indicadoras son de primordial
importancia para el monitoreo de la calidad microbiológica del agua. Los
coliformes fecales y Escherichia coli son empleados como indicadores de
contaminación fecal.
El uso del método del número más probable (NMP) descrito por la Organización
Internacional de Estandarización (ISO) involucra una prueba presuntiva seguida
por una prueba confirmativa para la enumeración de coliformes totales y
fecales. Este ensayo está basado en las propiedades de producción de ácido o
gas por la fermentación de la lactosa.
El uso del fluorógeno, 4-metilumberiferil--D-glucoronido (MUG) para detectar la
actividad de la -glucoronidasa (GUD) en coliformes, está basado en la
observación que 96-97% de cepas de E. coli producen esta enzima, donde
solamente
otras
Enterobacterias
pueden
producirla:
Salmonella
spp,
Shiguella spp y Yersinia spp.
La enzima -glucoronidasa que es producida por la bacteria Escherichia coli
es capaz de hidrolizar el MUG, ocasionando una fluorescencia en el caldo bajo
la luz ultravioleta de onda larga (366 nm), la cual se considera como prueba
positiva para E. coli.
Estos ensayos fluorogénicos tienden a ser más sensibles y rápidos que el
método convencional.
xxv
Para demostrar que el método alternativo es adecuado para su uso, es
necesario desarrollar un proceso de validación, ya que durante esta secuencia
de ensayos es donde el analista se da cuenta si el estudio, el cual esta siendo
evaluado sistemáticamente, cumple con los propósitos para los cuales fue
diseñado.
Este trabajo incluye una validación concurrente para la evaluación del método
microbiológico del número más probable realizada según las guías de la AOAC
Internacional para la validación de métodos microbiológicos cualitativos y
cuantitativos, los procedimientos de la Asociación Americana de Salud Pública y
la
norma
ISO 16140 que recomienda la evaluación de los parámetros:
exactitud, precisión, límite de detección, inclusividad y exclusividad.
El presente trabajo de validación se llevó a cabo mediante ensayos repetitivos,
utilizando las diferentes variables que establece cada parámetro, para el
aseguramiento de los resultados obtenidos; contando además con una
adecuada documentación que proporcione evidencia sobre el proceso de
validación.
CAPITULO II
OBJETIVOS
2.0 OBJETIVOS
2.1.
Objetivo general:
Validar la prueba de coliformes totales y fecales por la técnica de
tubos múltiples utilizando un medio fluorogénico.
2.2.
Objetivos específicos
2.2.1. Realizar el método microbiológico del número más probable
usando
un medio fluorogénico acorde a las especificaciones de
la AOAC INTERNACIONAL y la APHA, en muestra de agua estéril
artificialmente contaminada.
2.2.2. Evaluar los criterios de validación: exactitud, precisión, límite de
detección, inclusividad y exclusividad según especificaciones de la
AOAC INTERNATIONAL y la norma ISO 16140.
2.2.3. Comparar los resultados obtenidos con la utilización de medios
convencionales para el NMP
y la
utilización
del medio
cromogénico - fluorogénico.
2.2.4. Desarrollar la documentación del proceso de validación como son:
protocolo, informe y certificado de validación del método
microbiológico alternativo.
CAPITULO III
MARCO TEÓRICO
29
3. MARCO TEORICO
3.1. FERMENTADORES DE LA LACTOSA (2)
3.1.1. Grupo Coliforme total:
El grupo coliforme está formado por todas las bacterias aerobias y anaerobias
facultativas, gramnegativas, no formadoras de esporas y con forma de bastón
que fermentan la lactosa, produciendo gas y ácido en 48 horas a 35º C.
Pertenecen a este grupo los géneros: Escherichia, Citrobacter, Enterobacter
y Klebsiella.
Las bacterias de este género se encuentran principalmente en el intestino de
los humanos y de los animales de sangre caliente, es decir, homeotermos, pero
también ampliamente distribuidas en la naturaleza, especialmente en suelos,
semillas y vegetales. En general, las bacterias coliformes totales se encuentran
en mayor abundancia en la capa superficial del agua o en los sedimentos del
fondo. Los coliformes se introducen en gran número al medio ambiente por las
heces de humanos y animales. Por tal motivo suele deducirse que la mayoría
de los coliformes que se encuentran en el ambiente son de origen fecal. Sin
embargo, existen muchos coliformes de vida libre.
Tradicionalmente se los ha considerado como indicadores de contaminación
fecal en el control de calidad del agua destinada al consumo humano en razón
de que, en los medios acuáticos, los coliformes totales son más resistentes que
las bacterias patógenas intestinales y porque su origen es principalmente fecal.
30
Por tanto, su ausencia indica que el agua es bacteriológicamente segura.
Asimismo, su número en el agua es proporcional al grado de contaminación
fecal; mientras más coliformes se aíslan del agua, mayor es la gravedad de la
descarga de heces.
No todos los coliformes son de origen fecal, por lo que se hizo necesario
desarrollar pruebas para diferenciarlos a efectos de emplearlos como
indicadores de contaminación. Se distinguen, por lo tanto, los coliformes totales
que comprende la totalidad del grupo y los coliformes fecales, aquellos de
origen intestinal. Desde el punto de vista de la salud pública, esta diferenciación
es importante, puesto que permite asegurar con alto grado de certeza que la
contaminación que presenta el agua es de origen fecal.
3.1.2. Grupo coliforme fecal:
Son bacterias que forman parte del grupo coliforme total y son definidas como
bacilos gramnegativos, no esporulados que fermentan la lactosa con producción
de ácido y gas a 44.5  0.2 C, dentro de las 48  2 horas. Este grupo también
es denominado termotolerante y la especie más predominante es la
Escherichia coli, que constituye una gran proporción de la población intestinal
humana. (13)
31
3.1.2.1. Escherichia coli:
Es un bacilo gramnegativo, anaerobio facultativo, móvil por flagelos perítricos
(que rodean su cuerpo), no forma esporas, es capaz de fermentar la glucosa y
la lactosa y descarboxila la lisina generalmente.
(17)
Cuadro I. Perfil bioquímico de Escherichia coli. (9)
BACTERIA
Escherichia
coli
PRUEBA BIOQUÍMICA
Bisel
Fondo
Gas
Ácido Sulfhídrico
Indol
Rojo de Metilo
Voges – Proskauer
Citrato
Movilidad
- = Negativo
+ = Positivo
RESULTADO
A
A
+
+
+
+
K = Alcalino (rojo)
A = Ácido (amarillo)
IMVIC
++ - -
El aislamiento de esta bacteria en el agua da alto grado de certeza de
contaminación de origen fecal, alrededor del 99%. No es absoluta, porque se
han aislado cepas de E. coli que no tienen origen fecal, pero es un grado de
certeza más que razonable para certificar contaminación con ese origen. Sin
embargo, el aislamiento de este microorganismo no permite distinguir si la
contaminación proviene de excretas humanas o animales, debido a que la
Escherichia coli de origen animal y la de origen humano son idénticas, lo cual
puede
ser importante.
Puesto
que
la contaminación
habitualmente controlar es la de origen humano. (6)
que se
desea
32
Se distinguen cinco cepas de E. coli según su poder patógeno:
1. E. coli enteropatogénica (ECEP)
2. E. coli enterotoxigénica (ECET)
3. E. coli enteroínvasiva (ECEI)
4. E. coli entero hemorrágica o verotoxigénica (ECEH)
5. E. coli entéroagregativa (ECEA)
Cada grupo produce enfermedad por un mecanismo diferente, y los síndromes
resultantes suelen diferir desde los puntos de vista clínico y epidemiológico. Por
ejemplo, las cepas ECET y ECEI sólo infectan al ser humano. Los alimentos y
el agua contaminada por desechos humanos son los medios principales de
transmisión del proceso infeccioso. (13 )
La Escherichia coli 0157:H7 es una de cientos de cepas de la E. coli, aunque
la mayoría de las cepas son inocuas y viven en los intestinos de los seres
humanos y animales saludables, esta cepa produce una potente toxina y puede
ocasionar una enfermedad grave. Se diferencia de las otras E. coli en que no
fermenta el sorbitol, no crece a 44 °C y no produce ß-glucoronidasa. (14)
33
3.2. FERMENTACIÓN EN TUBOS MULTIPLES PARA MIEMBROS DEL
GRUPO DE LOS COLIFORMES. (2)
La prueba estándar para el grupo coliforme puede realizarse mediante una
técnica de fermentación en tubos múltiples o por la técnica de filtración por
membrana. Son aplicables ambos métodos teniendo en cuenta las limitaciones
que se especifican y el propósito del estudio. En el caso de la técnica de
fermentación en tubos múltiples, los resultados del estudio de los tubos y
diluciones replicados se reportan en término de número más probable (NMP) de
microorganismos existentes por 100 mL de agua. Este número, basado en
determinadas fórmulas de probabilidad, es un cálculo de la densidad media de
coliformes en la muestra.
La precisión de cada prueba depende del número de tubos utilizados. Se obtiene
una información más satisfactoria cuando el mayor inóculo de muestra estudiado
muestra gas en alguno o en todos los tubos, y el más pequeño muestra gas en
ninguno o en la mayoría de los tubos.
La densidad bacteriana puede calcularse mediante la fórmula facilitada por
medio de la tabla que utiliza el número de tubos positivos en las diluciones
múltiples. Las tablas de NMP se basan en la hipótesis de una distribución de
Poisson (dispersión aleatoria). Sin embargo, si la muestra no se ha agitado
adecuadamente antes de hacer las porciones o si existe agrupamiento de
bacterias, el valor del NMP podrá resultar menor que el número real de densidad
bacteriana.
34
Sin embargo, el interés por la técnica de tubos múltiples, las numerosas
investigaciones realizadas sobre la precisión del NMP y la expresión de los
resultados de la prueba en forma de NMP no deben llevar a considerar este
método como un ejercicio estadístico en lugar de como un medio de valorar la
densidad de coliformes en un agua y su calidad sanitaria.
3.2.1. DETERMINACIÓN DE COLIFORMES TOTALES Y FECALES, POR EL
MÉTODO CONVENCIONAL DE FERMENTACION EN TUBOS MULTIPLES
UTILIZANDO MEDIOS TRADICIONALES (2)
NMP para coliformes totales.
A) Fase presuntiva:
Se utiliza un medio líquido de lauril triptosa (LST) en la prueba de tubos
múltiples. En la fase presuntiva, el número de tubos y volumen de muestra
seleccionada depende de la cantidad y de las características del agua que se
estudiará. Para agua potable, utilizar 5 tubos conteniendo cada uno 10 mL de
muestra o 10 tubos con 10 mL de muestra; si se trata de agua no potable se
utilizarán 5 tubos por dilución (de 10, 1 y 0.1 mL). Antes de esterilizar el medio,
colocar en tubos de fermentación con un vial invertido, una cantidad suficiente
de medio como para que cubra el vial (ver anexo 3). (2)
35
B) Fase confirmativa:
En esta fase se utilizan tubos de fermentación con vial invertido conteniendo el
medio líquido verde brillante lactosa bilis (BRILLA); el pH del medio debe de ser
de 7.2 ± 0.2 después de la esterilización. Colocar en los tubos de fermentación
suficiente cantidad de medio para cubrir
al menos parcialmente un vial
invertido. (2)
C) Prueba completa:
Para establecer definitivamente la existencia de bacterias coliformes y obtener
datos más seguros sobre el control de calidad del agua, la prueba completa se
practica en todos los tubos positivos que muestran gas en la fase confirmatoria.
Placas de agar EMB son estriadas de los tubos positivos de medio líquido de
verde brillante lactosa bilis, para detectar colonias de coliformes que pueden ser
típicas (rosadas a rojo oscuras con brillo verde metálico superficial) o atípicas
(rosas, rojas, blancas o incoloras sin brillo) a las 24 horas de incubación.
Colonias típicas o colonias que se consideren como probablemente formadoras
por microorganismos del grupo coliforme se utilizan para sembrar en tubo de
fermentación con medio de lauril triptosa.
El resultado positivo de la prueba completa requiere la formación de gas en los
tubos secundarios con medio de lauril triptosa en 48 ± 3 horas lo que demuestra
la presencia de un miembro del grupo coliforme total. (2)
36
En muestras artificialmente contaminadas con microorganismo coliforme
específico (ej. Escherichia coli) no es necesario realizar la prueba completa;
sin embargo, si se quiere comprobar se puede realizar un estriado en placa con
medio EMB para detectar las colonias de coliformes totales por su brillo verde
metálico superficial.
3.2.1.1. Procedimiento de NMP para coliformes fecales.
(2)
Existen procedimientos de alta temperatura para separar microorganismos del
grupo coliforme procedentes de fuentes fecales o no fecales. La prueba puede
realizarse por la técnica de tubos múltiples empleando el medio EC cuando se
utiliza en la prueba de confirmación. No debe utilizarse para el aislamiento
directo de coliformes en el agua, ya que es necesario un enriquecimiento previo
en un medio que se presuma infectado para conseguir un aislamiento óptimo de
coliformes fecales.
No se debe considerar sustituto de la prueba completa para coliformes en el
estudio de las aguas potables, ya que en las mismas no se puede tolerar la
presencia de ningún tipo de bacterias
que no sean coliformes fecales. El
fundamento de esta prueba es la temperatura (44.5 ºC), a la cual deben
incubarse las coliformes fecales procedentes del intestino de los animales de
sangre caliente. Para esta prueba, los tubos con caldo EC deben llevar un vial
invertido con cantidad suficiente de medio que cubra, al menos parcialmente, al
vial después de la esterilización. El pH del medio debe ser de 6.9 ± 0.2.
37
3.2.2. DETERMINACIÓN SIMULTANEA DE COLIFORMES
TOTALES Y
ESCHERICHIA COLI, POR LA TÉCNICA DE TUBOS MÚLTIPLES (NMP),
UTILIZANDO EL SUSTRATO CROMOGÉNICO Y FLUOROGÉNICO.
El método consta de una sola etapa que consiste en colocar volúmenes
determinados de muestras de agua en una serie de tubos conteniendo medio
de cultivo Fluorocult caldo LMX (Lauril sulfato-MUG-X-GAL) y luego son
incubados a 35 ± 0.5 ºC durante 24 horas. El caldo Fluorocult  contiene un
cromógeno, 5-bromo-4-cloro-3-indol--D-galactopiranosido (X-GAL), el cual es
hidrolizado por la enzima -D-galactosidasa que es producida por las bacterias
coliformes totales, ocasionando un cambio de color en el caldo, de amarillo
claro a azul – verde que indica y confirma una prueba positiva para coliformes
totales dentro de 24 - 48 horas. (10)
Así mismo, el caldo contiene un fluorogéno, 4-metilumberiferil--D-glucoronido
(MUG), el cual es hidrolizado por la enzima -D-glucoronidasa que es producida
por la bacteria Escherichia coli, ocasionando una fluorescencia en el caldo
bajo la luz ultravioleta de onda larga (336 nm) que indica la presencia de esta
bacteria.(10)
Para confirmar la presencia de E. coli debe comprobarse la producción de Indol
en los tubos que presentan fluorescencia, utilizando el reactivo de Kovacs indol
(solución de p-dimetilaminobenzaldehido en alcohol amílico); por medio del
desarrollo de un anillo color rosado que indica una reacción positiva.
38
3.2.3. CÁLCULO Y REGISTRO DEL NMP (APHA)
(2)
Calcular y registrar el número de hallazgos positivos de microorganismos del
grupo coliforme en términos del número más probable (NMP). Las tablas
indican los valores del NMP para distintas series de siembras y resultados. En
ellas se contemplan límites de confianza del 95 % para cada valor del NMP,
reportar el valor del número de tubos positivos y negativos en forma de
NMP/100mL (ver anexo 1).
Una consideración general que plantea la AOAC INTERNACIONAL para la
validación de métodos microbiológicos, es referente a los resultados obtenidos
teniendo en cuenta que en microbiología estos no muestran una distribución
estadística normal;
para conseguir una distribución más simétrica, los datos
obtenidos deben ser transformados a logaritmo base 10. Esto es de suma
importancia al momento de validar un método microbiológico ya que los datos
transformados son aplicables para la evaluación de los parámetros de
validación. (10)
Respondiendo a la necesidad de validar este tipo de método microbiológico se
plantean a continuación términos y definiciones referentes a procedimientos de
validación de métodos alternativos.
39
3.3.
VALIDACIÓN
En la práctica, validar un método es realizar un conjunto de pruebas de manera
de comprobar varios aspectos del comportamiento del mismo, establecer que
sirve para el fin previsto. (7)
Al término validación se le ha dado diferentes definiciones de acuerdo al ámbito
de aplicación en la cual se implementa, entre las cuales se mencionan:
Validación [USP 29]: es el proceso que establece, mediante estudios en
laboratorio, que las características de desempeño del procedimiento cumplen
los requisitos para las aplicaciones analíticas previstas.
(20)
Validación primaria [ISO 9000: 2000]: confirmación, mediante el aporte de
pruebas objetivas, de que se han cumplidos los
pretendido o una aplicación específica.
requisitos para el uso
(7)
Validación secundaria [ISO 9000:2000]: demostración, por experimento, que
un método establecido funciona de acuerdo con las especificaciones en las
manos del usuario. (7)
Verificación: confirmación, mediante el aporte de pruebas objetivas, de que se
han cumplido los requisitos establecidos.
Validación de un Método Alternativo [AOAC]: es la validación de un método
de análisis que demuestra o estima un analito (un microorganismo, sus
componentes o su producto), como lo hace su correspondiente método de
referencia. (10)
40
El método alternativo exhibe atributos apropiados a las necesidades de los
usuarios, por ejemplo: la velocidad de análisis y/o respuesta; la facilidad de
ejecución y/o automatización; las propiedades analíticas (la precisión, exactitud,
el límite de detección, etc.); la reducción de costo.
(12)
3.3.1. PRINCIPIOS BÁSICOS DE VALIDACIÓN (4)
Para validar un método se hace necesario comprobar que los elementos y
operaciones involucradas en el método estén aptos para poder dar los
resultados esperados. Para ello se deben tomar en cuenta las siguientes
variables:
-
Materiales: se debe contar con proveedores certificados.
-
Equipos e instalaciones: incluye instrumentos y aparatos que se utilizan
en el proceso. Evaluando las variaciones que puedan ocurrir durante el
mismo. En cuanto a las instalaciones se deben evaluar aspectos como
temperatura, humedad, aire, etc.
-
Métodos: es necesario contar con procedimientos escritos para todas las
operaciones.
-
Personal: incluye un programa de adiestramiento inicial documentado.
La validación de los métodos de ensayo debe:
-
Reflejar las condiciones reales de ensayo.
-
La extensión de la validación necesaria
aplicación.
dependerá del método y su
41
-
La debe realizar personal calificado para esa actividad.
-
En todos los casos un parámetro para la
validación de ensayos
microbiológicos es la descripción del método de ensayo.
(12)
3.3.2. TIPO DE PROCESOS DE VALIDACIÓN (4)
En el enfoque experimental los tipos de validación a realizar son:
Validación prospectiva: es aquel estudio que se lleva a cabo para demostrar y
establecer una evidencia documentada de que un proceso hace lo que esta
previsto, basado en un protocolo planificado.
Validación concurrente: aplicada a pequeños cambios, revalidaciones o en
procesos que no han sido validados pero son utilizados normalmente como
técnica de análisis. También se aplica en los casos de nuevos fabricantes de
principios activos.
Basándose en un análisis de datos históricos, se pueden aplicar los siguientes
tipos de validación:
Validación retrospectiva: es aquel estudio que se lleva a cabo parar
demostrar y establecer una evidencia documentada de que un proceso hace lo
que estaba previsto sobre la base de una revisión y análisis de una revisión
histórica.
Revalidación: la revalidación está fraccionada en dos categorías, la primera es
la revalidación después de algún cambio y la revalidación periódica.
42
En la categoría anterior, los cambios característicos que requieren revalidación
incluyen por ejemplo los cambios en una materia prima, los cambios en los
parámetros del proceso, los cambios en el equipo, incluidas reparaciones
mayores y los cambios en los locales.
La revalidación periódica ofrece la oportunidad de verificar que los sistemas
están todavía operando como cuando fueron originalmente validados y que
ningún cambio no intencional se ha efectuado en el proceso, el sistema o la
unidad de equipo y el resultado final.
3.4.
VALIDACIÓN DE MÉTODOS MICROBIOLÓGICOS (1,7)
El diseño de un estudio de validación según las guías para la validación de
métodos
microbiológicos
cualitativos
INTERNATIONAL (revisada 5/2002)
(1)
y
cuantitativos
de
la
AOAC
hace referencia que para un método
cuantitativo se realizan estudios precolaborativos o validación interna (estudios
comparativos) donde se realiza una comparación del método a validar con el
método de referencia. Aplica de igual forma para métodos cualitativos, teniendo
en cuenta que la ISO 16140 recomienda que para ambos métodos se realicen
estudios de inclusividad y exclusividad sólo para ensayos selectivos. (7)
Estas guías que son aplicables para la validación de métodos alternativos,
sean comerciales o no, recoge los estatutos de la AOAC con la intención de
armonizar los procedimientos de validación con la norma ISO 16140 (Protocolo
43
de validación de métodos alternativos), y los datos que produzca el
método alternativo satisfagan los requerimientos y criterios de aceptación
contenidos en la ISO 16140 y puedan ser recíprocos al aplicarse los
requerimientos específicos de estas guías en una validación; sin embargo,
algunos datos adicionales pueden ser requeridos.
(10)
El protocolo de validación de métodos alternativos
(1)
se divide en dos partes:
El método cualitativo, el cual provee de guías para la detección de
presencia - ausencia de microorganismos en matrices de alimentos; y el método
cuantitativo, el cual provee guías para el estudio de métodos para la
enumeración de células microbianas, incluidos el conteo de unidades
formadoras de colonias (UFC) y el conteo del número más probable (NMP).
Al realizar los estudios precolaborativos en ensayos selectivos se evalúan
aspectos como el recuento de microorganismos específicos, en el cual se hace
una inoculación del microorganismo específico y el nivel del inóculo se evalúa
en 3 niveles de concentración del microorganismo (bajo, medio y alto) que
abarquen todo el intervalo a validar y un control sin inocular. Si se realiza un
ensayo no selectivo usar muestras naturalmente contaminadas y no realizar el
control (10). Para cada tipo de alimento se analizan por duplicado (dos porciones)
el método a validar y el método de referencia. (7)
44
El uso de muestras naturalmente contaminadas y preparación de muestras
artificialmente contaminadas
en estudios de validación de métodos
microbiológicos están contemplados en la ISO 16140:1999
(10)
la cual las
establece en cuatro opciones:
-
Primera opción: muestras naturalmente contaminadas
-
Segunda opción: contaminación por mezcla.
-
Tercera opción: muestras inoculadas (el nivel de microflora debe
representar la contaminación de las muestras naturalmente
contaminadas).
-
Cuarta opción: materiales de referencia
Validar un método microbiológico requiere una comparación con un método de
referencia, usando cepas de referencia y cepas de referencia
certificadas
(material de referencia); además de la evaluación sistemática de factores como
ensayos internos o precolaborativos.
(18)
3.4.1. VALIDACIÓN DE MÉTODO MICROBIOLÓGICO CUANTITATIVO (10)
Las características analíticas típicas usadas en la validación de métodos
microbiológicos definidos por la ISO 16140
(7)
la cual considera como criterios
de validación los siguientes parámetros:
-
Límite de detección.
-
Precisión (repetibilidad y reproducibilidad)
-
Exactitud
45
-
Inclusividad (sensibilidad)
-
Exclusividad (especificidad)
3.4.1.1. LIMITE DE DETECCIÓN (1)
Es la cantidad mínima de analito (microorganismo), que puede ser detectada e
identificada, en las condiciones experimentales indicadas.
Para procedimientos no instrumentales, el límite de detección se determina
generalmente mediante el análisis de muestras, con concentraciones conocidas
de analitos, estableciendo el nivel mínimo del analito que puede detectarse
confiablemente. (20)
3.4.1.2. EXACTITUD
Definición: indica la capacidad del método analítico de dar un resultado lo más
próximo posible al valor verdadero
(20).
Es decir que expresa la cercanía de un
resultado al valor verdadero, y la capacidad del método analítico parar dar los
resultados lo más próximos posibles a dicho valor.
Si la diferencia entre el valor encontrado y el valor verdadero es pequeña, la
exactitud es buena.
En cambio una diferencia grande significa que la exactitud es inadecuada y
refleja la existencia de errores que deben corregirse.
Matemáticamente, se expresa como la diferencia entre el valor hallado y el
verdadero. Estadísticamente suele expresarse por el resultado de realizar un
46
test de t de Student para determinar si el valor hallado y el valor considerado
como verdadero no difieren significativamente para un grado de probabilidad
determinado.
Si t experimental es menor a t de tablas para el riesgo escogido, significa que
ambos valores no son estadísticamente diferentes, comprobándose que el
método analítico tiene la exactitud requerida. En cambio si t experimental es
mayor a t de tablas significa que el método analítico no es exacto y existe un
error sistémico.
Los documentos ICH
(22)
recomiendan que se evalúe la exactitud utilizando un
mínimo de nueve determinaciones sobre un mínimo de tres niveles de
concentración (alto, medio y bajo), cubriendo el intervalo especificado (es decir
tres concentraciones y tres determinaciones repetidas de cada concentración).
Las guías de la AOAC INTERNATIONAL para la validación de métodos
microbiológicos cualitativos y cuantitativos
(1)
expresan que para determinar la
exactitud se realiza por comparación estadística de los resultados de un método
novedoso con relación a un método oficial o de referencia, o un método
convencional donde un método oficial no existe sobre el rango de enumeración
aplicable. Usualmente, muestras que conllevan el analito (microorganismo) son
frecuentemente usadas, pero muestras inoculadas cuantitativamente
y
muestras fortificadas pueden también ser usadas. Muestras certificadas del
inóculo de referencia pueden ser usadas cuando sean disponibles y aplicables.
47
6.4.1.3. PRECISION (20)
La USP 29 define la precisión de un procedimiento analítico como el grado de
concordancia entre los resultados de las pruebas individuales cuando se aplica
el procedimiento repetidamente a múltiples muestreos de una muestra
homogénea. Es decir mide que tan cerca se encuentran los resultados uno del
otro.
La precisión de un procedimiento analítico habitualmente se expresa como la
desviación estándar o la desviación estándar relativa (coeficiente de variación)
de una serie de mediciones donde la media aritmética es el valor central y la
desviación estándar es la dispersión de los resultados.
La precisión puede ser una medida del grado de reproducibilidad o repetibilidad
del procedimiento analítico en condiciones normales de operación.
En este contexto, la reproducibilidad es la medida de la precisión de los
resultados de un método analítico efectuado sobre la misma muestra pero en
condiciones diferentes.
Su ensayo debe estudiar las principales condiciones de variabilidad del método
analítico: tiempo (días diferentes), analistas e instrumentos.
La reproducibilidad global se determina por el coeficiente de variación. Si se
desea estudiar el efecto de cada una de las tres variables por separado (tiempo,
analistas e instrumentos) deberá realizarse un análisis de varianza. Muchas
veces solo es suficiente realizar un ensayo de reproducibilidad teniendo en
cuenta únicamente el tiempo. (18)
48
La Repetibilidad se refiere a la utilización de un procedimiento analítico en un
laboratorio durante un periodo de tiempo corto realizado por el mismo analista,
con el mismo equipo. (18)
Los documentos ICH recomiendan que se evalué la repetibilidad utilizando un
mínimo de nueve determinaciones que cubran el intervalo especificado para el
procedimiento (es decir, tres concentraciones y tres determinaciones repetidas
de cada concentración, o un mínimo de seis determinaciones al 100% de la
concentración de prueba) (20). Las guías de la AOAC Internacional recomiendan
en forma más especifica que para una validación de métodos microbiológicos
se deben realizar ensayos por quintuplicado para cada nivel de inóculo.
(1)
La precisión de un procedimiento analítico se determina mediante el análisis de
un número suficiente de alícuotas de una muestra homogénea, que permita
calcular estadísticamente estimaciones válidas de la desviación estándar o de
la desviación estándar relativa (coeficiente de variación). Los análisis en este
contexto son análisis independientes de muestras que se han llevado a cabo
mediante el procedimiento analítico completo, desde la preparación de las
muestras hasta resultado final de las pruebas.
49
3.4.1.4. INCLUSIVIDAD Y EXCLUSIVIDAD (1)
Estos requerimientos no son aplicables para el conteo total de microorganismos
viables, hongos y levaduras o similares métodos de enumeración que no son
directamente para la determinación de microorganismos específicos. Las guías
de la AOAC INTERNATIONAL para la validación de métodos microbiológicos
cualitativos y cuantitativos definen inclusividad como la habilidad de un método
alternativo para detectar el analito de interés de un amplio rango de cepas o
también se puede definir coma la capacidad del método para detectar diferentes
microorganismos pertenecientes al grupo (sensibilidad).
La exclusividad es la ausencia en el método alternativo de interferencia por un
amplio rango de cepas que no son de interés en el estudio o sea que se basa
en la especificidad del método en la cual diferentes microorganismos que no
pertenecen al grupo no deben ser detectados.
3.5. DOCUMENTACIÓN (15)
Luego de realizar la validación, se debe dejar una evidencia que sea un
instrumento que proporcione la información necesaria para el correcto
funcionamiento del método y que garantice que los resultados obtenidos son los
esperados. Documentación de la validación:
-
Protocolo de validación
-
Informe de validación
-
Certificado de validación
50
3.5.1. PROTOCOLO DE VALIDACIÓN (7)
Un protocolo de validación es un documento detallado en relación con una parte
específica del proceso de validación. Esboza las pruebas que se llevarán a
cabo, incluye una definición del método a valorar, los criterios de aceptación y la
información que debe registrarse. También define el proceso de aprobación
para la validación.
El protocolo claramente debe describir el procedimiento a seguirse para realizar
la validación. Debe incluir al menos los objetivos de la validación y el estudio de
calificación, el sitio del estudio, el personal responsable, una descripción del
equipo a usarse (incluyendo la calibración antes y después de la validación), los
procedimientos estándar de operación a seguirse (por ejemplo, la operación y
limpieza del equipo) y las normas y criterios para los productos y procesos
pertinentes. También debe estipularse el tipo de validación y tiempo/frecuencia.
Los procesos y/o los parámetros a validarse deben identificarse claramente.
Protocolo incluye los siguientes ítems:
-
Objetivos de la validación: finalidad de la validación, fecha de inicio y
final.
-
Lugar del estudio
-
Responsable(s): se definirá el nombre y responsable de realizar la
validación
-
Parámetros a estudiar: seleccionados de acuerdo a las características de
la muestra, tipo de método analítico
51
-
Muestra: se describe brevemente que tipo de muestra se han utilizado,
sus características, tratamiento previo.
-
Métodos analíticos: descripción del procedimiento para determinar los
parámetros a evaluar. Indicando medios, reactivos, materiales estériles,
técnica y cálculos.
-
Límite de aceptación: se establece para cada uno de los parámetros.
3.5.2. INFORME TÉCNICO (7)
Los resultados obtenidos durante el desempeño de la validación, deben
registrarse.
El informe de validación refleja los resultados finales de los ensayos y otros
documentos como los certificados de calibración de los instrumentos. Es sobre
la base de este informe que se toma la decisión de si un proceso particular está
validado. Durante la inspección, se debe de evaluar si hay un informe escrito
que refleje los resultados después de la finalización de la validación. Los
resultados deben haberse evaluado, analizado y comparado con los criterios de
aceptación por el personal responsable. Todos los resultados deben satisfacer
los criterios de aceptación y satisfacer el objetivo indicado. Si fuera necesario,
deben haberse realizado los estudios adicionales. Si los resultados se
encontraran aceptables, el informe debe ser aprobado y autorizado (firmado y
fechado).
52
Un informe técnico de validación debe de incluir los siguientes aspectos:
-
Título
-
Objetivo del estudio
-
Referencia al protocolo
-
Detalles de material
-
Equipo
-
Programas y ciclos de uso
-
Detalles de los procedimientos y métodos de análisis
3.5.3. EVALUACIÓN DE LOS RESULTADOS MICROBIOLÓGICOS
Realiza una discusión de los resultados y conclusiones donde se indicara si se
acepta o rechaza la validación.
3.5.4 CERTIFICADO DE VALIDACIÓN
Este en un documento formal de aprobación, firmado por la personas
responsables. Puede ser independiente e incluir un resumen del protocolo de
validación y los resultados obtenidos.
CAPITULO IV
DISEÑO METODOLÓGICO
54
4.0 DISEÑO METODOLÓGICO
4.1. TIPO DE ESTUDIO.
El tipo de estudio es concurrente y experimental.
El estudio concurrente es aquel donde se evalúa un método analítico el cual ha
sido utilizado repetidamente y es empleado como herramienta de análisis, se
tiene suficiente evidencia de su funcionamiento para asegurar que la validación
será satisfactoria.
El estudio experimental se basa en ensayos repetitivos realizados en un
laboratorio y el control de variables.
4.2. INVESTIGACIÓN BIBLIOGRÁFICA.
1. Biblioteca de la Facultad de Química y Farmacia de la Universidad de El
Salvador.
2. Consulta bibliográfica en Laboratorios Terapéuticos Medicinales S.A. de
C.V. (Grupo TERAMED).
3. Consulta en internet.
4.3. PARTE EXPERIMENTAL.
La investigación experimental se desarrolló en el Laboratorio de Control de
Calidad Microbiológico del Centro de Investigación y Desarrollo en Salud
(CENSALUD), Universidad de El Salvador.
55
4.4. PARAMETROS A EVALUAR DE ACUERDO A LAS GUÍAS DE
VALIDACIÓN DE MÉTODOS MICROBIOLÓGICOS DE LA AOAC Y LA
NORMA ISO 16140
Tener en cuenta: para el cálculo de parámetros estadísticos en microbiología,
los datos se deben transformarse a logaritmo base 10 para normalizar la
distribución.
4.4.1. LÍMITE DE DETECCIÓN (1)
El parámetro se evaluó utilizando diferentes niveles de concentración de
inóculo. Se inició con una concentración de 3 x 10 8 UFC/mL, de la cual se
realizaron diluciones para determinar el nivel de inóculo más bajo que puede
detectar el método alternativo. Este parámetro fue evaluado por duplicado para
cada nivel de dilución de microorganismo (ver esquema de dilución en protocolo
de validación).
4.4.2. PRECISIÓN (1)
Se requiere estimar:
- El coeficiente de variación (CV) de la Repetibilidad del método
- El coeficiente de variación (CV) de la Reproducibilidad entre analistas.
La precisión se expresa
matemáticamente por la desviación estándar o
preferiblemente por el coeficiente de variación.
Se evaluaron tres estudios simultáneos para su determinación:
56
a) Repetibilidad: un analista realizó por quintuplicado una misma muestra
en tres niveles de concentración de microorganismo [alto (3x10 3
UFC/mL), medio (30 UFC/mL), bajo (3x10-1 UFC/mL)] y un control sin
inocular.
Los datos obtenidos, son transformados a logaritmo base 10 para cada valor del
NMP, encontrando la Sr y CVr para cada nivel de inoculo mediante la fórmula:
CVr (%)  2 para análisis microbiológico
Donde:
Sr = Desviación estándar de la repetibilidad.
= Promedio de los valores individuales de Log base 10 NMP.
b) Reproducibilidad: tres analistas realizaron por quintuplicado una misma
muestra en los tres niveles de concentración de microorganismo
especificados [alto (3x103 UFC/mL), medio (30 UFC/mL), bajo (3x10-1
UFC/mL)] y un control sin inocular.
Los datos obtenidos, son transformados a logaritmo base 10 para cada valor del
NMP, encontrando la SR y CVR para cada nivel de inóculo; mediante la fórmula:
CVR (%)  2 para análisis microbiológico
Donde:
SR = Desviación estándar de la reproducibilidad.
= Promedio de los valores de Log base 10 NMP.
57
c) Falsos negativos: Se inocularon simultáneamente 10 mL de una
suspensión estandarizada de Proteus vulgaris, a una concentración de
3x104 células/ mL con 10 células aisladas de E. coli (14) en 10 tubos con 10
mL de caldo LMX doble concentración
(2).
Se incubaron los tubos a 35 C
durante 24 horas. La presencia de color azul verdoso indica prueba positiva
para coliformes totales y fluorescencia indica prueba positiva para E. coli.
4.4.3. EXACTITUD (1)
Se requiere estimar:
-
Si existe diferencia en la exactitud entre el método alternativo y el de
referencia.
-
Comparar si la diferencia entre las medias del método a validar y
referencia es significativa.
Procedimiento: Se analizó una misma muestra por el método a validar
(Fluorocult) y por el método de referencia (oficial) utilizando tres niveles de
concentración de microorganismo especificados [alto (3x10 3 UFC/mL), medio
(30 UFC/mL), bajo (3x10-1 UFC/mL)] y un control sin inocular en tres
determinaciones repetidas de cada nivel comparando estadísticamente las
medias del método a validar y método de referencia, aplicando la t de Student.
Una vez encontrado el valor de la t experimental se compara con el valor de t
de tablas; donde t
exp
t
tab
para n-1 grados de libertad, y un 95 % de confianza
con un riesgo de  = 0.05 (1).
58
4.4.4. INCLUSIVIDAD (7)
Para
su
evaluación
se
utilizaron
cepas
puras
de
microorganismos
pertenecientes al grupo coliforme total, potencialmente competitivos para
hidrolizar el cromógeno como es la bacteria Enterobacter cloacae
(1),
en el
cual se inocularon 10 mL de una suspensión de la bacteria a una concentración
de 3x104 células/mL en cada uno de 10 tubos conteniendo 10 mL de caldo
Fluorocult de doble concentración, se incubaron los tubos por 24 horas a
35 ± 0.5°C. Después del período de incubación, se examinaron los tubos que
desarrollaron una coloración azul-verdosa (reacción positiva para coliformes
totales), luego se expuso aquellos tubos que presentaron cambio de color a luz
UV, y se confirmo con el reactivo de Kovacs que produce un anillo violeta.
4.4.5. EXCLUSIVIDAD (7)
Para su evaluación se utilizaron cepas puras de microorganismos específicos
diferentes al grupo coliforme total (Pseudomona aeruginosa) que no sean
competitivos para hidrolizar tanto el cromógeno ni el fluorogéno presentes en el
Fluorocult. Inocular 10 mL de la suspensión de Pseudomona aeruginosa (a
una concentración aproximada de 3x104 células/mL)
(1)
en cada uno de 10
tubos conteniendo 10 mL de caldo Fluorocult de doble concentración. Incubar
por 24 horas a 35 ± 0.5 ° C. Después del período de incubación examinar los
tubos que desarrollen una coloración azul-verdosa, exponerlos a la luz UV.
Realizar el ensayo por duplicado tanto para exclusividad e inclusividad.
59
4.4.6. ENSAYO DE LA TÉCNICA DE TUBOS MÚLTIPLES (NMP)
4.4.6.1. PREPARACIÓN DEL INÓCULO
El inóculo se preparó usando una cepa de Escherichia coli ATCC 8739,
transferir la bacteria por medio de estriado a una placa con agar nutritivo e
incubar a 37 °C x
24 horas, tomar colonias aisladas con un asa estéril y
sembrar en un tubo con agar nutritivo inclinado, luego incubar a 37 °C x 24
horas. Después del tiempo de incubación adicionar 2 mL de solución salina y
dos perlas de ebullición estéril. Verter el contenido en una botella de Roux con
agar nutritivo e incubar 37 °C x 24 horas. Lavar el contenido con 15 mL de
solución salina estéril por arrastre del microorganismo con perlas de vidrio
estéril y recoger el contenido en un erlenmeyer estéril.
4.4.6.2. ESTANDARIZACIÓN DEL INÓCULO
La concentración inicial de trabajo de la bacteria Escherichia coli ATCC 8739,
se obtuvo mediante la comparación de turbiedad semejante al estándar
McFarland 3x108 UFC/mL (Ver anexo 2) y por análisis espectrofotómetrico a
584 nm. Para la estandarización del inoculo se procedió de la siguiente manera:
-
Medir y adicionar 0.1 mL de solución de Cloruro de Bario al 1% y 9.9 mL
de Ácido Sulfúrico al 1% v/v en un tubo de ensayo con tapón de rosca
para obtener el patrón McFarland equivalente a una concentración
bacteriana de 3x108 UFC/mL.
60
-
Leer en aparato espectrofotómetro UV/Vis a una longitud de onda de 584
nm utilizando solución salina como blanco.
-
Preparar la suspensión de Escherichia coli ATCC8739 leer en equipo
espectrofotómetro UV/ Vis. a 584 nm y llevarla a una tramitancia similar
al patrón McFarland 3x108/mL utilizando solución salina como blanco.
-
Repetir por triplicado para obtener la media de la tramitancia de la
suspensión de bacteria.
4.4.6.3. PREPARACIÓN DE LAS DILUCIONES DEL INÓCULO
Del inóculo de Escherichia coli ATCC8739 estandarizado con el patrón
Macfarlan equivalente a una concentración bacteriana de 3x10 8 UFC/mL,
se
midió 1 mL con pipeta volumétrica y se adicionó en un tubo con 9 mL de agua
estéril, para obtener una concentración de 3x107 UFC/mL. Luego se transfirió
de este nivel de inóculo 0.1 mL a otro tubo de ensayo con 9.9 mL de agua
estéril, (3x105 UFC/mL). De igual forma se realizó otra dilución para obtener una
concentración de 3x103 UFC/mL (nivel alto). Posteriormente se midió 0.1 mL de
esta dilución y se agregó a un tubo que contiene 9.9 mL de agua estéril, (30
UFC/mL nivel medio), se midió 0.1 mL de esta dilución y se añadió en otro tubo
con 9.9 mL de agua estéril para obtener el nivel bajo de concentración de
3x101 UFC/mL (nivel bajo).
intervalos de 7 segundos.
Finalmente se agitó cada dilución 25 veces a
61
4.4.6.4. TÉCNICA DE LOS TUBOS MÚLTIPLES (NMP), UTILIZANDO EL
SUSTRATO CROMOGÉNICO Y FLUOROGÉNICO (FLUOROCULT® CALDO
LMX)
1. Para
cada
uno
de
los
niveles
de
concentración
de
inóculos
[alto (3x103 UFC/mL), medio (30 UFC/mL), bajo (3x10-1 UFC/mL)] y un
control negativo se preparó una serie de 10 tubos conteniendo 10 mL de
Fluorocult de doble concentración.
2. Se identificaron los tubos anotando el número de tubo y el nivel de
inóculo.
3. Luego se inocularon 10 mL de muestra contaminada artificialmente con
la bacteria (Escherichia coli ATCC 8739) a cada tubo.
4. Posteriormente se incubaron los tubos por 24 a 48 horas a 35 ±0.5 ºC.
5. La presencia de color azul verdoso indica prueba positiva para coliformes
totales. La presencia de fluorescencia, utilizando lámpara de luz uv,
indica prueba positiva para Escherichia coli y formación de un anillo
color rojo al utilizar el reactivo de Indol.
6. Los resultados se interpretaron de acuerdo a la tabla de NMP
(ver anexo 1).
62
4.4.6.5. TÉCNICA DE LOS TUBOS MÚLTIPLES (NMP), UTILIZANDO EL
MÉTODO CONVENCIONAL (2)
A) Prueba Presuntiva
1. Se inocularon 10 mL de la muestra artificialmente contaminada para
cada nivel de inóculo [alto (3x103 UFC/mL), medio (30 UFC/mL),
bajo (3x10-1 UFC/mL)] y un control negativo en caldo lauril triptosa con
campanas de Durham, para detectar producción de gas, Agitando
enérgicamente la muestra y las diluciones 25 veces; y se mezclaron las
porciones a estudiar con el medio mediante agitación suave.
2. Luego se incubaron a 35º C por 24 ± 2 horas. Tras 24 ± 2 horas,
agitando cada tubo suavemente y observando si se produce gas o un
crecimiento ácido (color amarillo), en caso contrario, reincubando y
volviendo a examinar al final de 48 ± 3 horas.
3. Se registró la presencia o ausencia de gas o ácido.
Interpretación: La aparición de gas en el vial invertido o crecimiento ácido (color
amarillo) en los tubos a las 48 ± 3 horas constituye una presunta reacción
positiva. Los tubos con este tipo de reacción deben ser estudiados en la fase
confirmatoria. La ausencia de crecimiento ácido o de formación de gas al
finalizar las 48 ± 3 horas de incubación indica una reacción negativa. El límite
arbitrario de 48 horas para la observación excluye sin ninguna duda a los
miembros ocasionales del grupo coliforme que crecen de manera muy lenta.
63
B) Fase Confirmativa
1. Se llevó a la fase de confirmación todos los tubos primarios en los que
apareció cualquier cantidad de gas o de crecimiento ácido a las 24 horas
de incubación. Si se observa fermentación activa o un crecimiento ácido
antes de las 24 horas, los tubos se llevan al medio de confirmación sin
esperar a que trascurran las 24 horas. Si hay otros tubos primarios con
crecimiento ácido después de 24 horas de incubación, también se llevan
a la fase confirmatoria.
2. Se agitaron suavemente los tubos primarios que mostraron gas o
crecimiento ácido suficiente para que se produzca una resuspensión de
los microorganismos.
3. Con un asa estéril de 3 mm de diámetro, se transfirió una asada
completa de cultivo al tubo de fermentación que contiene el medio Verde
brillante de lactosa bilis. De esta manera se repitió la operación en todos
los tubos posiblemente positivos.
4. Incubar el medio verde brillante de lactosa bilis a 35 ± 0.5 °C durante 48
± 3 horas.
Interpretación: La formación de cualquier cantidad de gas en el vial invertido en
el medio de fermentación verde brillante de lactosa bilis a las 48 ± 3 horas
constituye un resultado positivo en la fase confirmatoria. Calcular el valor del
Número Más Probable a partir del número de tubos positivos, según las tablas
de NMP. (Ver anexo 1)
64
4.4.6.6. PRUEBA PARA COLIFORMES FECALES (MEDIO EC)
(2)
1. Se estudiaron todos los tubos de fermentación presuntivos que
mostraron alguna cantidad de gas o fuerte crecimiento durante las 48
horas de incubación en la fase de confirmación.
2. Agitar suavemente los tubos de fermentación que mostraron gas en el
vial invertido. Con un asa estéril de metal, pasar el cultivo de cada tubo
de fermentación al medio EC.
3. Posteriormente se incubaron los tubos con medio EC inoculados en un
baño de agua a 44.5 ± 0.2 ºC durante 24 ± 2 horas. El baño de agua
debe tener una profundidad suficiente como para que el agua del baño
este a un nivel superior al que tiene el medio en los tubos.
Interpretación: Se considera como reacción positiva para coliformes fecales la
aparición de gas en el medio EC a las 24 horas o menos de incubación. La falta
de gas y a veces de crecimiento, constituye un resultado negativo, que indica
que el origen de los microorganismos no es intestinal. El NMP en los tubos con
medio EC positivos se calcula de igual forma descrita en anexo 1.
CAPITULO V
RESULTADOS Y DISCUSIÓN DE RESULTADOS
66
5.0 RESULTADOS Y DISCUSIÓN DE RESULTADOS
5.1. Límite de detección
Tabla Nº 1: Resultados del ensayo para determinar el límite de detección del
método fluorogénico.
[ ] Inóculo UFC/mL
3x10
Repetición 1
Nº de tubos positivos
10
Repetición 2
Nº de tubos positivos
10
30
3
10
10
-1
10
10
-3
0
0
3x10
3x10
El método alternativo se sometió a prueba utilizando diferentes niveles de
concentración; partiendo de una concentración bacteriana de 3x108 la cual se
diluyó hasta obtener que el mínimo nivel detectable por el
método es de
3x10-1 UFC/mL. A partir de este ensayo se establecieron los niveles alto, medio
y bajo para evaluar los diferentes parámetros de validación; donde el nivel bajo
es el límite de detección del método alternativo, el nivel medio y alto pueden ser
aproximadamente 1 o 2 unidades de log base 10 respectivamente. Por tal
motivo se eligió una concentración alta de 3x10 3 UFC/mL y concentración
media de 30 UFC/mL ya que difieren de 2 unidades logarítmicas entre ellas.
67
5.2. Precisión
5.2.1. Repetibilidad
Tabla Nº 2: Resultados del ensayo para repetibilidad del método fluorogénico.
[]
Inóculo
UFC/mL
3
3x10
Repetición 1
Nº de tubos
positivos
10
Repetición 2
Nº de tubos
positivos
10
Repetición 3
Nº de tubos
positivos
10
Repetición 4
Nº de tubos
positivos
10
Repetición 5
Nº de tubos
positivos
10
30
10
10
10
10
10
10
10
10
10
9
-1
3x10
Tabla Nº 3: Valores del NMP para el ensayo de la repetibilidad del método
fluorogénico.
[]
Inóculo
UFC/mL
3
3x10
Repetición 1
NMP/100 mL
Repetición 2
NMP/100 mL
Repetición 3
NMP/100 Ml
Repetición 4
NMP/100 mL
Repetición 5
NMP/100 mL
23.01
23.01
23.01
23.01
23.01
30
23.01
23.01
23.01
23.01
23.01
23.01
23.01
23.01
23.01
23.00
-1
3x10
Tabla Nº 4: Valores de NMP/100 mL para repetibilidad del método fluorogénico
transformados a logaritmo base 10.
[ ] Inóculo
UFC/mL
3
3x10
Rep 1
Rep 2
Rep 3
Rep 4
Rep 5
1.3619
1.3619
1.3619
1.3619
1.3619
30
1.3619
1.3619
1.3619
1.3619
1.3619
1.3619
1.3619
1.3619
1.3619
1.3617
-1
3x10
68
Tabla Nº 5: Estimación de la desviación estándar y coeficiente de variación
para la repetibilidad del método fluorogénico.
 de inoculo
UFC/mL
3
3x10
n
5
X
1.361900
S
0.0
CV %
0.0
30
5
1.361900
0.0
0.0
5
1.361860
0.0000894
0.0066
-1
3x10
Coeficiente de variación promedio
0.0022
Ver anexo 8-9.
Discusión de resultados repetibilidad del método:
Para este fin fueron utilizados tres niveles de concentración de microorganismo.
En donde se obtuvo un coeficiente de variación promedio para la repetibilidad
de 0.0022% esto como resultados de cinco ensayos repetidos de cada nivel de
inóculo efectuado en las mismas condiciones, por un solo analista.
5.2.2. Reproducibilidad
Tabla Nº 6: Valores del NMP para la reproducibilidad del método fluorogénico
realizado por el analista 1.
[ ] Inóculo
UFC/mL
3
3x10
Repetición 1
NMP/100 mL
23.01
Repetición 2
NMP/100 mL
23.01
Repetición 3
NMP/100 mL
23.01
Repetición 4
NMP/100 mL
23.01
Repetición 5
NMP/100 mL
23.00
30
23.01
23.01
23.01
23.00
23.01
23.00
23.01
23.01
23.01
23.00
-1
3x10
Ver anexo 7
69
Tabla Nº 7: Valores de NMP para reproducibilidad del método fluorogénico
realizado por el analista 1, transformado a Log base 10.
[ ] Inóculo
UFC/mL
3
3x10
Rep 1
Rep 2
Rep 3
Rep 4
Rep 5
1.3619
1.3619
1.3619
1.3619
1.3617
30
1.3619
1.3619
1.3619
1.3617
1.3619
1.3617
1.3619
1.3619
1.3619
1.3617
-1
3x10
Tabla Nº 8: Estimación de la desviación estándar y coeficiente de variación
para la reproducibilidad del método fluorogénico realizado por
analista 1.
 de inóculo
UFC/mL
3
3x10
n
5
X
1.361860
S
0.0000894
CV %
0.0066
30
5
1.361860
0.0000894
0.0066
5
1.361820
0.0001095
0.0080
-1
3x10
Coeficiente de variación promedio del analista 1
0.0070
Tabla Nº 9: Valores del NMP para la reproducibilidad del método fluorogénico
realizado por el analista 2.
[]
Inóculo
UFC/mL
3
3x10
Repetición 1
NMP/100 mL
Repetición 2
NMP/100 mL
Repetición 3
NMP/100 mL
Repetición 4
NMP/100 mL
Repetición 5
NMP/100 mL
23.01
23.01
23.01
23.01
23.01
30
23.00
23.01
23.01
23.01
23.01
23.00
23.01
23.01
23.00
23.01
-1
3x10
Ver anexo 7
70
Tabla Nº 10: Valores de NMP para reproducibilidad del método fluorogénico de
analista 2, transformados a Log base 10.
[ ] Inóculo
UFC/mL
3
3x10
Rep 1
Rep 2
Rep 3
Rep 4
Rep 5
1.3619
1.3619
1.3619
1.3619
1.3619
30
1.3617
1.3619
1.3619
1.3619
1.3619
1.3617
1.3619
1.3619
1.3617
1.3619
-1
3x10
Tabla Nº 11: Estimación de la desviación estándar y coeficiente de
variación para la reproducibilidad del método fluorogénico
realizado por analista 2.
 de inóculo
UFC/mL
3
3x10
n
5
X
1.361900
S
0.0
CV %
0.0
30
5
1.361860
0.0000894
0.0066
5
1.361820
0.0001095
0.0080
-1
3x10
Coeficiente de variación promedio del analista 2
0.0048
Tabla Nº 12: Valores del NMP para la reproducibilidad del método fluorogénico
realizado por el analista 3.
[]
Inóculo
UFC/mL
3
3x10
Repetición 1
NMP/100 mL
Repetición 2
NMP/100 mL
Repetición 3
NMP/100 mL
Repetición 4
NMP/100 mL
Repetición 5
NMP/100 mL
23.01
23.00
23.01
23.01
23.01
30
23.00
23.01
23.01
23.01
23.01
23.01
23.01
23.01
23.01
23.00
-1
3x10
Ver anexo 7
71
Tabla Nº 13: Valores de NMP para reproducibilidad del método fluorogénico
realizados por el analista 3, transformados a Log base 10.
[ ] Inóculo
UFC/mL
3
3x10
Rep 1
Rep 2
Rep 3
Rep 4
Rep 5
1.3619
1.3617
1.3619
1.3619
1.3619
30
1.3617
1.3619
1.3619
1.3619
1.3619
1.3619
1.3619
1.3619
1.3619
1.3617
-1
3x10
Tabla Nº 14: Estimación de la desviación estándar y coeficiente de variación
para la reproducibilidad del analista 3.
 de inóculo
UFC/mL
3
3x10
n
5
X
1.361860
S
0.0000894
CV %
0.0066
30
5
1.361860
0.0000894
0.0066
5
1.361860
0.0000894
0.0066
-1
3x10
Coeficiente de variación promedio del analista 3
0.0066
Ver anexo 9
Tabla Nº 15: Coeficiente de variación promedio para cada una de los niveles de
inóculo del microorganismo.
 de inóculo
UFC/mL
3
3x10
Analista 1
Analista 2
Analista 3
CV promedio
0.0066
0.0
0.0066
0.0044
30
0.0066
0.0066
0.0066
0.0066
0.0080
0.0080
0.0066
0.0075
-1
3x10
Discusión de resultados reproducibilidad de los analistas:
Este parámetro se evaluó para determinar la variabilidad de los resultados entre
diferentes analistas; sobre tres niveles de concentración de microorganismo y
cinco determinaciones repetidas de cada nivel; obteniéndose para la
concentración de 3x103 UFC/mL un coeficiente de variación promedio de
72
0.0044%; para el nivel de inóculo medio 30 UFC/mL el coeficiente de variación
promedio fue de 0.0066% y para la concentración baja 3x10 -1 UFC/mL, el
coeficiente de variación promedio obtenido es de 0.0075%. Esto como resultado
de cinco ensayos realizados por tres analistas diferentes para cada nivel de
inóculo.
5.2.3. Falsos negativos
Cuadro Nº 2: Resultados promedio de falsos negativos para la técnica de
tubos múltiples utilizando caldo LMX.
No Tubos inoculados con
E. coli más Proteus
4
vulgaris 3x10 UFC/ml
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
Viraje de Color
(Amarillo –
verde azulado)
Positivo
Positiva
Positivo
Positivo
Positivo
Positivo
Positivo
Positivo
Positivo
Positivo
Formación
de Gas
Fluorescencia
Prueba del
Indol
Negativo
Negativo
Positivo
Positivo
Positivo
Positivo
Positivo
Positivo
Positivo
Positivo
Positivo
Positiva
Positivo
Positivo
Positivo
Positivo
Positivo
Positivo
Positivo
Positivo
Positivo
Positiva
Positivo
Positivo
Positivo
Positivo
Positivo
Positivo
Positivo
Positivo
Por medio de este estudio se examinaron los resultados falsos negativos del
Método del NMP usando un medio fluorogénico, que son ocasionados por la
interferencia de células de Proteus vulgaris en la producción de gas de la
Escherichia coli, en el cual 2 de 10 tubos inoculados simultáneamente con las
dos bacterias presentaron ausencia de gas; sin embargo, la presencia de
Escherichia coli fue detectada por la fluorescencia al exponer los tubos a luz
UV y formación de un anillo rojo al utilizar el reactivo de indol.
73
5.3. Exactitud
Método a validar (1): NMP utilizando el medio de cultivo Fluorocult.
Método de referencia (2): NMP según la APHA utilizando medios de cultivo
convencionales.
Tabla N 16: Resultados del ensayo para exactitud del método fluorogénico.
 Inóculo UFC/mL
Método 1 a Validar
N Tubos Positivos
10
Método 2 Referencia
N Tubos Positivos
10
10
10
10
10
10
9
10
10
10
10
10
9
10
10
9
10
3
3X10
30
-1
3x10
Tabla N 17: Valores del NMP para el ensayo de la exactitud del método
fluorogénico.
 Inóculo
UFC/mL
3
3X10
30
-1
3x10
Método 1 a
validar
NMP/100 mL
23.01
Método 2 Referencia Método 1 a validar
NMP/100 mL
Log NMP/100 mL
Método 2 Referencia
Log NMP/100 mL
23.01
1.3619
1.3619
23.01
23.01
1.3619
1.3619
23.01
23.01
1.3619
1.3619
23.01
23.00
1.3619
1.3617
23.01
23.01
1.3619
1.3619
23.01
23.01
1.3619
1.3619
23.01
23.00
1.3619
1.3617
23.01
23.01
1.3619
1.3619
23.00
23.01
1.3617
1.3619
74
Cuadro N 3: Resumen del procedimiento de la prueba t para dos muestras
relacionadas.
Prueba para muestras Relacionadas
Diferencia Relacionada
Diferencia
S
Método
alterna
Significatitivo va
Método
.0000222 .0000667
Oficial
Ver anexo 10-11.
Error
típico de
la media
.0000222
95% Intervalo de
confianza de la
Diferencia
Bajo
Alto
-0.000029
0.00007
t
Grados
de
Libertad
Nivel
Crítico
bilateral
1.0
8.0
0.347
Tabla N 18: Comparación de medias de método a validar y método de
referencia para la exactitud del método del NMP.
Método
Par 1
Media
Nº de muestras
Desviación estándar
Método Alternativo
1.361878
9
0.0000667
Método Referencia
1.361856
9
0.0000882
Discusión de resultados determinación de exactitud:
Fue determinada con el empleo del programa estadístico SPSS v. 14.0 para
pares de muestras relacionadas, evaluando nueve determinaciones sobre tres
niveles de concentración, es decir, tres niveles de concentraciones de
microorganismo 3x103, 30, y 3x10-1 UFC/mL y tres repeticiones repetidas de
cada concentración; donde se obtuvo una t de Student de 1.0, la media del
método alternativo fue de 1.361878 y la media del método convencional de
1.361856 con una diferencia significativa de 0.000022. Por este test estadístico
se observa que no existe diferencia significativa entre las medias de los dos
métodos con un = 0.05, y la t experimental es menor que la t de tablas (1.860).
75
5.4. Inclusividad
Cuadro N 4: Resultados de la inclusividad del método fluorogénico.
No. Tubos Inoculados con
Enterobacter cloacae
3X104 ufc/mL
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
Viraje de Color
(Amarillo – verde
azulado)
Positivo
Positivo
Positivo
Positivo
Positivo
Positivo
Positivo
Positivo
Positivo
Positivo
Formación de
Gas
Fluorescencia
Prueba del
Indol
Positivo
Positivo
Positivo
Positivo
Positivo
Positivo
Positivo
Positivo
Positivo
Positivo
Negativo
Negativo
Negativo
Negativo
Negativo
Negativo
Negativo
Negativo
Negativo
Negativo
Negativo
Negativo
Negativo
Negativo
Negativo
Negativo
Negativo
Negativo
Negativo
Negativo
La Inclusividad del método fue determinada por medio de la actividad
enzimática en el cual la bacteria Enterobacter cloacae ocasiona un cambio de
coloración en el medio debido a la hidrolización del cromógeno por la acción de
la enzima -D-Galactosidasa; no se observa fluorescencia a las 24 horas de
incubación; ni formación de anillo indólico en los 10 tubos que presentan
cambio de color.
76
5.5.
Exclusividad
Cuadro Nº 5: Resultados de exclusividad del método fluorogénico.
No. Tubos Inoculados con
Pseudomona aeruginosa
4
3X10 ufc/mL
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
Viraje de Color
(Amarillo – verde
azulado)
Negativo
Negativo
Negativo
Negativo
Negativo
Negativo
Negativo
Negativo
Negativo
Negativo
Formación de
Gas
Fluorescencia
Prueba del
Indol
Negativo
Negativo
Negativo
Negativo
Negativo
Negativo
Negativo
Negativo
Negativo
Negativo
Negativo
Negativo
Negativo
Negativo
Negativo
Negativo
Negativo
Negativo
Negativo
Negativo
Negativo
Negativo
Negativo
Negativo
Negativo
Negativo
Negativo
Negativo
Negativo
Negativo
Este análisis cualitativo se realizó para determinar la capacidad del método
alternativo para distinguir bacterias que no son pertenecientes al grupo
coliforme total; en el cual los resultados obtenidos al contaminar el medio con
Pseudomona aeruginosa fueron negativos en cada uno de los 10 tubos, no
presentándose cambio de color, ni fluorescencia, ni formación de anillo indólico.
CAPITULO VI
DOCUMENTOS DE VALIDACIÓN
66
h
Preparado por: Equipo responsable de validación
Fecha: 22-10-07
Br. Magdalena Guadalupe Hernández Acosta
F. ___________
Br. José Remberto Cabrera Aguilar
F. ___________
Revisado por: Asesor de validación
Fecha: 29-10-07
Lic. René Francisco Ramos Alvarenga
F. ___________
Aprobado por: Jefa de Laboratorio de Control de Calidad
Microbiológica CENSALUD - UES
Fecha: 17-01-08
MSc. Maria Evelyn Sánchez de Ramos
F. ___________
LABORATORIO DE CONTROL DE CALIDAD MICROBIOLÓGICO
CENTRO DE INVESTIGACIÓN Y DESARROLLO EN SALUD
UNIVERSIDAD DE EL SALVADOR
2008
79
Laboratorio: Control de
Procedimiento normalizado de
Calidad Microbiológico
trabajo
CENSALUD-UES
Título: Protocolo de validación de la prueba de coliformes
totales y fecales por la técnica de tubos múltiples
utilizando un medio fluorogénico.
Número: 1
Fecha de elaboración: Noviembre 2007 Revisión Nº: 1
Copia Nº: 1
Pág.: 2 De: 47
Departamento:
Control de Calidad
Microbiológico
CONTENIDO:
1.- Objetivo.
2.- Lugar de estudio
3.- Responsabilidades.
4.- Tipo de muestras
5.- Medios de cultivo, reactivos, materiales y equipo.
5.1.- Medio de cultivo
5.2.- Reactivos
5.3.- Cristalería
5.4.- Equipos
6.- Método de análisis:
6.1.- Aplicación
6.2.- Resumen del método
6.3.- Precauciones
6.3.1.- De seguridad
6.3.2.- Del método
Redactado por:
Verificado por: Lic.
Aprobado por: MSc.
Equipo de validación René Ramos Alvarenga Mª Evelyn Sánchez de Ramos
80
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Procedimiento normalizado de
Calidad Microbiológico
trabajo
CENSALUD-UES
Título: Protocolo de validación de la prueba de coliformes
totales y fecales por la técnica de tubos múltiples
utilizando un medio fluorogénico.
Número: 1
Fecha de elaboración: Noviembre 2007 Revisión Nº: 1
Copia Nº: 1
Pág.: 3 De: 47
Departamento:
Control de Calidad
Microbiológico
6.4.- Esquema de trabajo
6.4.1.- Preparación del inóculo
6.4.2.- Estandarización del inóculo
6.4.3.- Preparación de las diluciones del inóculo
6.5.- Procedimiento general.
6.5.1.- Técnica de los tubos múltiples (NMP), utilizando caldo LMX
6.5.2.- Técnica de los tubos múltiples (NMP), utilizando el método
convencional
6.6.- Parámetros de evaluación
7.- Estudio de parámetros.
7.1.- Límite de detección
7.2.- Exactitud
7.3.- Precisión
7.4.- Exclusividad
7.5.- Inclusividad
Redactado por:
Verificado por: Lic.
Aprobado por: MSc.
Equipo de validación René Ramos Alvarenga Mª Evelyn Sánchez de Ramos
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Título: Protocolo de validación de la prueba de coliformes
totales y fecales por la técnica de tubos múltiples
utilizando un medio fluorogénico.
Número: 1
Fecha de elaboración: Noviembre 2007 Revisión Nº: 1
Copia Nº: 1
Pág.: 4 De: 47
Departamento:
Control de Calidad
Microbiológico
8.- Informe técnico de validación
8.1.- Objetivo
8.2.- Tipo de estudio
8.3.- Referencia al protocolo
8.4.- Datos sobre calificación del equipo
8.5.- Resultados obtenidos
8.5.1.- Precisión
8.5.1.1.- Repetibilidad del método
8.5.1.2.- Reproducibilidad
8.5.1.3.- Falsos negativos
8.5.2.- Exactitud
8.5.3.- Exclusividad
8.5.4.- Inclusividad
8.6.- Evaluación de resultados
8.7.- Registro de control de temperaturas y humedad de áreas.
Redactado por:
Verificado por: Lic.
Aprobado por: MSc.
Equipo de validación René Ramos Alvarenga Mª Evelyn Sánchez de Ramos
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Título: Protocolo de validación de la prueba de coliformes
totales y fecales por la técnica de tubos múltiples
utilizando un medio fluorogénico.
Número: 1
Fecha de elaboración: Noviembre 2007 Revisión Nº: 1
Copia Nº: 1
Pág.: 5 De: 47
Departamento:
Control de Calidad
Microbiológico
1.- OBJETIVO.El objetivo del siguiente protocolo es el de asegurar el proceso de validación de
la prueba de coliformes totales y fecales por la técnica de tubos múltiples
utilizando un medio fluorogénico según las especificaciones de las Guías de
Validación de Métodos Microbiológicos Cualitativos y Cuantitativos de la AOAC
INTERNATIONAL y la norma ISO 16140, para comprobar que el método es
capaz de cumplir de forma consistente y repetitiva las especificaciones
establecidas.
2.- LUGAR DE ESTUDIO
Laboratorios de Control de Calidad Microbiológica; Centro de Investigación y
Desarrollo en Salud; Universidad de El Salvador.
Redactado por:
Verificado por: Lic.
Aprobado por: MSc.
Equipo de validación René Ramos Alvarenga Mª Evelyn Sánchez de Ramos
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totales y fecales por la técnica de tubos múltiples
utilizando un medio fluorogénico.
Número: 1
Fecha de elaboración: Noviembre 2007 Revisión Nº: 1
Copia Nº: 1
Pág.: 6 De: 47
Departamento:
Control de Calidad
Microbiológico
3.- RESPONSABLES
Equipo responsable de validación:

Br. Magdalena Guadalupe Hernández Acosta

Br. José Remberto Cabrera Aguilar
Jefatura del Laboratorio de Control de Calidad Microbiológico:

MSc. María Evelyn Sánchez de Ramos
Asesor de validación:

Lic. René Francisco Ramos Alvarenga
4.- TIPO DE MUESTRA (ISO 16140)
Muestra de agua estéril artificialmente contaminada con microorganismo de
prueba Escherichia coli ATTCC 8739 evaluada en tres niveles de
concentración de microorganismo (alta, medio y bajo) y un control sin inocular
(el tubo control lleva agua estéril).
Redactado por:
Verificado por: Lic.
Aprobado por: MSc.
Equipo de validación René Ramos Alvarenga Mª Evelyn Sánchez de Ramos
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totales y fecales por la técnica de tubos múltiples
utilizando un medio fluorogénico.
Número: 1
Fecha de elaboración: Noviembre 2007 Revisión Nº: 1
Copia Nº: 1
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Control de Calidad
Microbiológico
5.- MATERIAL Y EQUIPO
5.1.- Medios de cultivo
Caldo
Marca
Lote
Código
Caldo BRILLA
MERCK
VM891854 220
C-2
Caldo EC
MERCK
VM083965 328
C-3
Caldo LMX
MERCK
VM452420 523
C-7
Caldo LST
MERCK
VM0551660315
C-6
Agar
Marca
Lote
Código
Agar Plate Count
MERCK
VM25353 427
A13-2
Agar TSA
MERCK
VM511958 551
A18-2
Agar Nutritivo
OXOID
514899
---
Redactado por:
Verificado por: Lic.
Aprobado por: MSc.
Equipo de validación René Ramos Alvarenga Mª Evelyn Sánchez de Ramos
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totales y fecales por la técnica de tubos múltiples
utilizando un medio fluorogénico.
Número: 1
Fecha de elaboración: Noviembre 2007 Revisión Nº: 1
Copia Nº: 1
Pág.: 8 De: 47
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Control de Calidad
Microbiológico
5.2.- Reactivos
Reactivo
Marca
Lote
Código
Ácido Sulfúrico 98%
FALMAR
C01C15
R-6
Cloruro de Sodio
MERCK
K29779364 138
R45-2
Cloruro de Bario
--
--
AC-5
5.3.- Cristalería
Material

Pipetas de Morh

Balón Volumétrico

Probetas

Puntas plásticas para pipeteador

Botella de Roux

Beakers

Erlenmeyer
Volumen
1, 10 mL
50.0 mL y 100.0 mL
10, 100, 500, 1000 mL
10, 100 L
--50, 100 mL
100, 250, 500 mL
Redactado por:
Verificado por: Lic.
Aprobado por: MSc.
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totales y fecales por la técnica de tubos múltiples
utilizando un medio fluorogénico.
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Fecha de elaboración: Noviembre 2007 Revisión Nº: 1
Copia Nº: 1
Pág.: 9 De: 47
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Control de Calidad
Microbiológico
5.4.- Equipos
Equipo
Marca
Serie
Modelo
TºC
Autoclave
SELECTA
0412463
-----
120 ºC
13603713
BL600
----
Balanza Semianalítica SARTORIUS
Estufa
RAYPA
13126
DO-90
160 º C
Estufa
RAYPA
13124
DO-90
160 º C
Incubadora
SELECTA
0412396
-----
Desmineralizador
SMEG
35  0.5
ºC
----
Baño María
RAYPA
19300
-----
Flujo Laminar
TELSTAR
14313
BV-100
Espectrofotómetro
SHIMADZU
Pipeteador
BIOHIT
proline XL
BIOHIT
proline
Micropipeteador
202-700104
A109140016
78
YP15124
AS39129
WP300
45  0.5
ºC
----
UV mini 1240
-----
----
-----
----
----
Redactado por:
Verificado por: Lic.
Aprobado por: MSc.
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Título: Protocolo de validación de la prueba de coliformes
totales y fecales por la técnica de tubos múltiples
utilizando un medio fluorogénico.
Número: 1
Fecha de elaboración: Noviembre 2007 Revisión Nº: 1
Copia Nº: 1
Pág.: 10 De: 47
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Control de Calidad
Microbiológico
6.- MÉTODO DE ANÁLISIS
6.1.- Aplicación
La prueba estándar para el grupo coliforme puede realizarse mediante la
técnica de fermentación en tubos múltiples, ya sea utilizando medios de cultivo
tradicionales o medios cromogénicos-fluorogénicos como el caldo LMX, ambos
son aplicables para el análisis de varios de tipos aguas para determinar el grado
de contaminación de estas con coliformes totales, fecales y Escherichia coli.
6.2.- Resumen del método
Técnica de los tubos múltiples utilizando medios tradicionales: Se basa en la
capacidad de la Escherichia coli, en fermentar la lactosa, con producción de
gas y ácido en 48 horas a 35º C. Se pueden utilizar medios de cultivo como el
caldo lactosado pero es muy susceptible a contaminarse por lo que se prefiere
utilizar el caldo LST en un tubo con un vial invertido para atrapar el gas que
produce la bacteria al fermentar la lactosa.
88
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totales y fecales por la técnica de tubos múltiples
utilizando un medio fluorogénico.
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Fecha de elaboración: Noviembre 2007 Revisión Nº: 1
Copia Nº: 1
Pág.: 11 De: 47
Departamento:
Control de Calidad
Microbiológico
Técnica de los tubos múltiples utilizando medios cromogénicos-fluorogénicos:
La enzima -glucoronidasa que es producida por la bacteria Escherichia coli
es capaz de hidrolizar el MUG, ocasionando una fluorescencia en el caldo bajo
la luz ultravioleta de onda larga (366 nm), la cual se considera como prueba
positiva para E. coli.
6.3.- Precauciones
6.3.1.- De seguridad
-
Usar la indumentaria adecuada al ingresar al laboratorio donde se
realiza el ensayo
-
Usar protección personal al realizar los ensayos con bacterias
como son guantes, mascarilla, gorro y gafas.
-
Sanitizar el área de trabajo antes y después de utilizarlo.
-
Lavarse adecuadamente las manos y las muñecas antes y
especialmente después de trabajar en los ensayos.
Redactado por:
Verificado por: Lic.
Aprobado por: MSc.
Equipo de validación René Ramos Alvarenga Mª Evelyn Sánchez de Ramos
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Título: Protocolo de validación de la prueba de coliformes
totales y fecales por la técnica de tubos múltiples
utilizando un medio fluorogénico.
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Fecha de elaboración: Noviembre 2007 Revisión Nº: 1
Copia Nº: 1
Pág.: 12 De: 47
Departamento:
Control de Calidad
Microbiológico
6.3.2.- Precauciones del método
-
Realizar los ensayos del método en área estéril de preferencia en
cabina de flujo laminar
-
Autoclavar los medios de cultivo previo a su uso y no exponer los
medios de cultivo directamente al ambiente.
-
Tomar en cuenta la temperatura a 350.5 ºC,
tiempo de
incubación y una adecuada agitación al realizar la técnica de
tubos múltiples utilizando caldo LST, verificar si hay crecimiento o
formación de burbujas en el vial invertido a las 24 horas y dejar
asta las 48 horas para mayor seguridad.
-
Al utilizar caldo fluorogénico LMX agitar adecuadamente e incubar
a 350.5 ºC observar a las 24 horas.
-
Al ensayar con Escherichia coli usando medios tradicionales,
debe evitarse la contaminación cruzada con otros miembros del
grupo coliforme total y fecal.
90
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Título: Protocolo de validación de la prueba de coliformes
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utilizando un medio fluorogénico.
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Fecha de elaboración: Noviembre 2007 Revisión Nº: 1
Copia Nº: 1
Pág.: 13 De: 47
Departamento:
Control de Calidad
Microbiológico
6.1.- Esquema de trabajo
6.1.1.- Preparación del inóculo
El inóculo se prepara usando la cepa Escherichia coli ATCC 8739:
a. Para obtención de un cultivo puro transferir la bacteria por medio de
estriado a una placa con agar nutritivo e incubar a 37 °C x 24 horas.
b. Tomar colonias aisladas con un asa estéril y sembrar en un tubo con
agar nutritivo inclinado, luego incubar a 37 °C x 24 horas.
c. Después del tiempo de incubación adicionar 2 mL de solución salina y
dos perlas de ebullición estéril.
d. Verter el contenido en una botella de Roux con agar nutritivo e incubar
37 °C x 24 horas.
e. Lavar el contenido con 15 mL de solución salina estéril por arrastre del
microorganismo con perlas de vidrio estéril y recoger el contenido en un
erlenmeyer estéril.
Redactado por:
Verificado por: Lic.
Aprobado por: MSc.
Equipo de validación René Ramos Alvarenga Mª Evelyn Sánchez de Ramos
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totales y fecales por la técnica de tubos múltiples
utilizando un medio fluorogénico.
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Fecha de elaboración: Noviembre 2007 Revisión Nº: 1
Copia Nº: 1
Pág.: 14 De: 47
Departamento:
Control de Calidad
Microbiológico
6.1.2.- Estandarización del inóculo
Para lograr la concentración inicial de trabajo de la bacteria Escherichia coli
ATCC8739, utilizar del patrón McFarland 3x108 UFC/mL. (Ver anexo 2).
Procedimiento:
a. Medir y adicionar 0.1 mL de solución de cloruro de bario al 1% y 9.9 mL
de ácido sulfúrico al 1% en un tubo de ensayo con tapón de rosca para
obtener el patrón McFarland equivalente a una concentración bacteriana
de 3x108 ufc/mL. Leer en equipo espectrofotómetro UV/Vis a una
longitud de onda de 584 nm utilizando solución salina como blanco.
b. Preparar la suspensión de Escherichia coli ATCC8739 leer en
Espectrofotómetro UV/Vis a 584 nm y ajustar a una tramitancia similar al
patrón McFarland 3x108/mL utilizando solución salina como blanco.
c. Repetir por triplicado para obtener la media de la tramitancia de la
suspensión de bacteria.
92
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Calidad Microbiológico
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Título: Protocolo de validación de la prueba de coliformes
totales y fecales por la técnica de tubos múltiples
utilizando un medio fluorogénico.
Número: 1
Fecha de elaboración: Noviembre 2007 Revisión Nº: 1
Copia Nº: 1
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Control de Calidad
Microbiológico
6.1.3.- Preparación de las diluciones del inóculo
Redactado por:
Verificado por: Lic.
Aprobado por: MSc.
Equipo de validación René Ramos Alvarenga Mª Evelyn Sánchez de Ramos
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Título: Protocolo de validación de la prueba de coliformes
totales y fecales por la técnica de tubos múltiples
utilizando un medio fluorogénico.
Número: 1
Fecha de elaboración: Noviembre 2007 Revisión Nº: 1
Copia Nº: 1
Pág.: 16 De: 47
Departamento:
Control de Calidad
Microbiológico
6.2.- PROCEDIMIENTO GENERAL
6.2.1.- Técnica de los tubos múltiples (NMP), utilizando caldo LMX
Fluorocult®
a. Para cada uno de los niveles de concentración del inóculo [alto (3 x 103
UFC/mL), medio (30 UFC/mL), bajo (3 x 10-1 UFC/mL) y un control
negativo] preparar una serie de 10 tubos conteniendo 10 mL de fluorocult
de doble concentración. Identificar los tubos anotando el nivel de inoculo.
b. Inocular 10 mL de muestra contaminada artificialmente con la bacteria
(Escherichia coli ATCC 8739) a cada tubo.
c. Incubar los tubos por 24 a 48 horas a 35 ±0.5 ºC.
d. La presencia de color azul verdoso indica prueba positiva para coliformes
totales.
e. La presencia de fluorescencia, utilizando lámpara de luz UV, indica
prueba positiva para Escherichia coli y formación de un anillo color rojo
al utilizar el reactivo de Indol. Ver tabla de NMP en anexo 1.
94
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Título: Protocolo de validación de la prueba de coliformes
totales y fecales por la técnica de tubos múltiples
utilizando un medio fluorogénico.
Número: 1
Fecha de elaboración: Noviembre 2007 Revisión Nº: 1
Copia Nº: 1
Pág.: 17 De: 47
Departamento:
Control de Calidad
Microbiológico
6.2.2.- Técnica de los tubos múltiples (NMP), utilizando el método
convencional
A) Prueba presuntiva
1. Inocular 10 mL de la muestra artificialmente contaminada de cada uno de
los niveles de inoculo de microorganismo en caldo lauril triptosa con
campanas de Durham, Agitar la muestra y las diluciones 25 veces;
mezclar las porciones a estudiar con el medio mediante agitación suave.
2. Incubar a 35 ± 0.5 ºC por 24 ± 2 horas. Tras 24 ± 2 horas, agitar cada
tubo suavemente y observar si se produce gas o un crecimiento ácido
(color amarillo), en caso contrario, reincubar y volver a examinar al final
de 48 ± 3 horas.
3. Registrar la presencia o ausencia de gas o ácido.
Redactado por:
Verificado por: Lic.
Aprobado por: MSc.
Equipo de validación René Ramos Alvarenga Mª Evelyn Sánchez de Ramos
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Título: Protocolo de validación de la prueba de coliformes
totales y fecales por la técnica de tubos múltiples
utilizando un medio fluorogénico.
Número: 1
Fecha de elaboración: Noviembre 2007 Revisión Nº: 1
Copia Nº: 1
Pág.: 18 De: 47
Departamento:
Control de Calidad
Microbiológico
Interpretación: La aparición de gas en el vial invertido o crecimiento ácido
(color amarillo) en el caldo a las 48 ± 3 horas constituye una presunta reacción
positiva. Los tubos con este tipo de reacción deben ser estudiados en la fase
confirmatoria. La ausencia de crecimiento ácido o de formación de gas al
finalizar las 48 ± 3 horas de incubación indica una reacción negativa.
B) Fase confirmativa
Objetivo: Esta fase se realiza para determinar la presencia de bacterias del
grupo coliforme total.
1. Agitar suavemente o hacer rotar los tubos de la prueba presuntiva que
muestren gas o crecimiento ácido, suficiente para producir una
resuspensión de los microorganismos.
2. Con un asa estéril de 3 mm de diámetro, pasar una asada completa de
cultivo al tubo de fermentación que contiene el medio verde brillante de
lactosa bilis. Repetir esta operación en todos los tubos posiblemente
positivos.
Redactado por:
Verificado por: Lic.
Aprobado por: MSc.
Equipo de validación René Ramos Alvarenga Mª Evelyn Sánchez de Ramos
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Calidad Microbiológico
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Título: Protocolo de validación de la prueba de coliformes
totales y fecales por la técnica de tubos múltiples
utilizando un medio fluorogénico.
Número: 1
Fecha de elaboración: Noviembre 2007 Revisión Nº: 1
Copia Nº: 1
Pág.: 19 De: 47
Departamento:
Control de Calidad
Microbiológico
3. Incubar el medio verde brillante de lactosa bilis a 35 ± 0.5 °C durante 48
± 3 horas.
Interpretación: La formación de cualquier cantidad de gas en el vial invertido
en el medio de fermentación BRILLA a las 48 ± 3 horas constituye un resultado
positivo. Calcular el valor del NMP a partir del número de tubos positivos, según
tablas. (Ver anexo 1)
C) Prueba para coliformes fecales (medio EC)
Objetivo: Establecer definitivamente la existencia de bacterias coliformes
totales y obtener datos más seguros sobre el control de calidad del agua.
1. Estudiar todos los tubos de fermentación presuntivos que muestren
alguna cantidad de gas o fuerte crecimiento durante las 48 horas de
incubación en la fase de confirmación.
2. Agitar suavemente los tubos de fermentación que muestren gas en el vial
invertido. Con un asa estéril de metal, pasar el cultivo de cada tubo de
fermentación al medio EC.
Redactado por:
Verificado por: Lic.
Aprobado por: MSc.
Equipo de validación René Ramos Alvarenga Mª Evelyn Sánchez de Ramos
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Laboratorio: Control de
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Calidad Microbiológico
Trabajo
CENSALUD-UES
Título: Protocolo de Validación de la Prueba de
Coliformes totales y fecales por la Técnica de tubos
múltiples utilizando un medio fluorogénico.
Número: 1
Fecha de elaboración: Noviembre 2007 Revisión Nº: 1
Copia Nº: 1
Pág.: 20 De: 47
Departamento:
Control de Calidad
Microbiológico
3. Incubar los tubos con medio EC inoculados en un baño de agua a
44.5 ± 0.2 ºC durante 24 ± 2 horas. El baño de agua debe tener una
profundidad suficiente como para que el agua del baño este a un nivel
superior al que tiene el medio en los tubos.
Interpretación: Se considera como reacción positiva para coliformes fecales la
aparición de gas en el medio EC a las 24 horas o menos de incubación. La falta
de gas y a veces de crecimiento, constituye un resultado negativo, que indica
que el origen de los microorganismos no es intestinal. El NMP en los tubos con
medio EC positivos se calcula de igual forma descrita en la tabla del anexo 1.
Redactado por:
Verificado por: Lic.
Aprobado por: MSc.
Equipo de validación René Ramos Alvarenga Mª Evelyn Sánchez de Ramos
98
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Título: Protocolo de validación de la prueba de coliformes
totales y fecales por la técnica de tubos múltiples
utilizando un medio fluorogénico.
Número: 1
Fecha de elaboración: Noviembre 2007 Revisión Nº: 1
Copia Nº: 1
Pág.: 21 De: 47
Departamento:
Control de Calidad
Microbiológico
6.3.- PARÁMETROS DE VALIDACIÓN
Los criterios de validación a determinar para el método microbiológico
cuantitativo del NMP son los siguientes:
-
Limite de detección
-
Precisión ( repetibilidad y reproducibilidad)
-
Exactitud
-
Inclusividad
-
Exclusividad
7.- ESTUDIO DE PARÁMETROS.
7.1.- Límite de detección
Objetivo:
Determinar
la
mínima
concentración
de
microorganismo
(Escherichia coli) que puede ser detectada por el método, bajo condiciones
experimentales definidas.
Redactado por:
Verificado por: Lic.
Aprobado por: MSc.
Equipo de validación René Ramos Alvarenga Mª Evelyn Sánchez de Ramos
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Laboratorio: Control de
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totales y fecales por la técnica de tubos múltiples
utilizando un medio fluorogénico.
Número: 1
Fecha de elaboración: Noviembre 2007 Revisión Nº: 1
Copia Nº: 1
Pág.: 22 De: 47
Departamento:
Control de Calidad
Microbiológico
Procedimiento de preparación de diluciones para Límite de Detección:
1 mL Solución madre
Cepa pura E. Coli
Estandarizada 3x108 UFC/mL
Agua
10 mL  3x105 UFC/mL 
Dilución 10-3
Agua
10 mL 3x107 UFC/mL
Dilución 10 -1
Estéril
0.1 mL
Estéril
Agua
0.1 mL
10 mL 3x103 UFC/mL
Dilución 10-5
Estéril
10 mL 30 UFC/mL
Dilución 10-7
Agua
0.1 mL
Estéril
Agua
0.1 mL
10 mL 3x10-1 UFC/mL
Dilución 10-9
Estéril
Agua
10 mL 3x10 UFC/mL
Dilución 10-11
-3
0.1 mL
Estéril
Redactado por:
Verificado por: Lic.
Aprobado por: MSc.
Equipo de validación René Ramos Alvarenga Mª Evelyn Sánchez de Ramos
100
Laboratorio: Control de
Procedimiento normalizado de
Calidad Microbiológico
trabajo
CENSALUD-UES
Título: Protocolo de validación de la prueba de coliformes
totales y fecales por la técnica de tubos múltiples
utilizando un medio fluorogénico.
Número: 1
Fecha de elaboración: Noviembre 2007 Revisión Nº: 1
Copia Nº: 1
Pág.: 23 De: 47
Departamento:
Control de Calidad
Microbiológico
Diluciones de prueba para Límite de detección:
30 UFC/mL
 3 x10-1UFC/mL
 3 x10-3UFC/mL
Inocular 10 mL de la dilución en 10 tubos conteniendo10 mL de Fluorocult doble
concentración, realizar igual procedimiento para las siguientes diluciones de
prueba.
Incubar los tubos por 24 a 48 horas a 35 ±0.5 ºC.
Interpretación: la dilución más baja a la cual el medio puede detectar la
presencia de Escherichia coli, por la presencia de fluorescencia, cuantificando
el nivel de inóculo de cada dilución estandarizada previamente.
Redactado por:
Verificado por: Lic.
Aprobado por: MSc.
Equipo de validación René Ramos Alvarenga Mª Evelyn Sánchez de Ramos
101
Laboratorio: Control de
Procedimiento normalizado de
Calidad Microbiológico
trabajo
CENSALUD-UES
Título: Protocolo de validación de la prueba de coliformes
totales y fecales por la técnica de tubos múltiples
utilizando un medio fluorogénico.
Número: 1
Fecha de elaboración: Noviembre 2007 Revisión Nº: 1
Copia Nº: 1
Pág.: 24 De: 47
Departamento:
Control de Calidad
Microbiológico
7.2.- Exactitud
Objetivo: Determinar si existe diferencia en la exactitud entre ambos métodos
por medio de la comparación de las medias del método a validar respecto al
método de referencia utilizando un análisis de test de t de Student.
Criterios de aceptación:  = 0.05, n -1 grados de libertad, t experimental debe
de ser menor a t de tablas.
Procedimiento
Un analista realiza el método a validar (fluorocult) y el método de referencia
(oficial) utilizando tres niveles de concentración de microorganismo [alto (3 x 10 3
UFC/mL), medio (30 UFC/mL), bajo (3x10-1 UFC/mL) y un control negativo], en
tres determinaciones repetidas de cada nivel. Ver procedimiento general (6.2.1
y 6.2.2)
Redactado por:
Verificado por: Lic.
Aprobado por: MSc.
Equipo de validación René Ramos Alvarenga Mª Evelyn Sánchez de Ramos
102
Laboratorio: Control de
Procedimiento normalizado de
Calidad Microbiológico
trabajo
CENSALUD-UES
Título: Protocolo de validación de la prueba de coliformes
totales y fecales por la técnica de tubos múltiples
utilizando un medio fluorogénico.
Número: 1
Fecha de elaboración: Noviembre 2007 Revisión Nº: 1
Copia Nº: 1
Pág.: 25 De: 47
Departamento:
Control de Calidad
Microbiológico
7.3.- Precisión
7.3.1.- Precisión: Repetibilidad del método
Objetivo: Determinar variabilidad mínima del método microbiológico por medio
de un análisis del coeficiente de variación de la repetibilidad (CVr).
Criterios de aceptación: CVr  2%.
Procedimiento:
Un analista realiza por triplicado una misma muestra en tres niveles de
concentración de microorganismos [alto (3 x 10 3 UFC/mL), medio (30 UFC/mL),
bajo (3x10-1 UFC/mL) y un control negativo], utilizando el caldo LMX. Ver
procedimiento general (6.2.1).
7.3.2.- Precisión: Reproducibilidad
Objetivo: Determinar variabilidad máxima del método microbiológico y la
variabilidad del/s analistas frente a la muestra por medio de un análisis del
Coeficiente de variación de la reproducibilidad (CVR ).
Criterios de Aceptación: CVR  2%.
103
Laboratorio: Control de
Procedimiento normalizado de
Calidad Microbiológico
trabajo
CENSALUD-UES
Título: Protocolo de validación de la prueba de coliformes
totales y fecales por la técnica de tubos múltiples
utilizando un medio fluorogénico.
Número: 1
Fecha de elaboración: Noviembre 2007 Revisión Nº: 1
Copia Nº: 1
Pág.: 26 De: 47
Departamento:
Control de Calidad
Microbiológico
Procedimiento: Tres analistas realizan por triplicado una misma muestra en
tres niveles de concentración de microorganismos [alto (3 x 10 3 UFC/mL),
medio (30 UFC/mL), bajo (3x10-1 UFC/mL) y un control negativo], utilizando el
caldo LMX. Ver procedimiento general (6.2.1).
7.3.3.- Precisión: Falsos negativos
Objetivo: Determinar la interferencia de células de Proteus vulgaris en la
producción de gas de la Escherichia coli.
Criterios de aceptación: Ausencia de gas en uno o más de los 10 tubos.
b) Procedimiento: Inocular simultáneamente 10 mL de la suspensión de
Proteus vulgaris (a una concentración aproximada de 3x104 células por
mL) (14) con 10 células aisladas de E. coli en 10 tubos conteniendo 10 mL
de caldo LMX doble concentración
(2).
Incubar los tubos a 35  0.5 C
durante 24 a 48 horas.
Redactado por:
Verificado por: Lic.
Aprobado por: MSc.
Equipo de validación René Ramos Alvarenga Mª Evelyn Sánchez de Ramos
104
Laboratorio: Control de
Procedimiento normalizado de
Calidad Microbiológico
trabajo
CENSALUD-UES
Título: Protocolo de validación de la prueba de coliformes
totales y fecales por la técnica de tubos múltiples
utilizando un medio fluorogénico.
Número: 1
Fecha de elaboración: Noviembre 2007 Revisión Nº: 1
Copia Nº: 1
Pág.: 27 De: 47
Departamento:
Control de Calidad
Microbiológico
7.4.- Inclusividad
Objetivo: Determinar la capacidad del método alternativo para detectar
diferentes microorganismos pertenecientes al grupo de las coliformes totales,
fecales y Escherichia coli.
Especificación: El caldo LMX es capaz de detectar los géneros pertenecientes
al grupo de los coliformes totales como Klebsiella, Citrobacter, Enterobacter y
Escherichia con la capacidad de hidrolizar el cromógeno presente en el caldo
con la formación de una coloración verde-azul, y fluorescencia para Escherichia
coli.
Redactado por:
Verificado por: Lic.
Aprobado por: MSc.
Equipo de validación René Ramos Alvarenga Mª Evelyn Sánchez de Ramos
105
Laboratorio: Control de
Procedimiento normalizado de
Calidad Microbiológico
trabajo
CENSALUD-UES
Título: Protocolo de validación de la prueba de coliformes
totales y fecales por la técnica de tubos múltiples
utilizando un medio fluorogénico.
Número: 1
Fecha de elaboración: Noviembre 2007 Revisión Nº: 1
Copia Nº: 1
Pág.: 28 De: 47
Departamento:
Control de Calidad
Microbiológico
Procedimiento de análisis para inclusividad:
Cont. Siguiente Pág.
Continúa en siguiente Pág.
Redactado por:
Verificado por: Lic.
Aprobado por: MSc.
Equipo de validación René Ramos Alvarenga Mª Evelyn Sánchez de Ramos
106
Laboratorio: Control de
Procedimiento normalizado de
Calidad Microbiológico
trabajo
CENSALUD-UES
Título: Protocolo de validación de la prueba de coliformes
totales y fecales por la técnica de tubos múltiples
utilizando un medio fluorogénico.
Número: 1
Fecha de elaboración: Noviembre 2007 Revisión Nº: 1
Copia Nº: 1
Pág.: 29 De: 47
Departamento:
Control de Calidad
Microbiológico
Continuación de procedimiento de análisis para inclusividad:
Redactado por:
Verificado por: Lic.
Aprobado por: MSc.
Equipo de validación René Ramos Alvarenga Mª Evelyn Sánchez de Ramos
107
Laboratorio: Control de
Procedimiento normalizado de
Calidad Microbiológico
trabajo
CENSALUD-UES
Título: Protocolo de validación de la prueba de coliformes
totales y fecales por la técnica de tubos múltiples
utilizando un medio fluorogénico.
Número: 1
Fecha de elaboración: Noviembre 2007 Revisión Nº: 1
Copia Nº: 1
Pág.: 30 De: 47
Departamento:
Control de Calidad
Microbiológico
7.5.- Exclusividad
Objetivo: Determinar la capacidad del método alternativo en el cual diferentes
microorganismos que no pertenecen al grupo de los coliformes no deben ser
detectados.
Especificación: El caldo LMX no es capaz de detectar los microorganismos
que no pertenecen al grupo de los coliformes.
Procedimiento de análisis para exclusividad:
Cont. Siguiente Pág.
Cont. Siguiente Pág.
Redactado por:
Verificado por: Lic.
Aprobado por: MSc.
Equipo de validación René Ramos Alvarenga Mª Evelyn Sánchez de Ramos
108
Laboratorio: Control de
Procedimiento normalizado de
Calidad Microbiológico
trabajo
CENSALUD-UES
Título: Protocolo de validación de la prueba de coliformes
totales y fecales por la técnica de tubos múltiples
utilizando un medio fluorogénico.
Número: 1
Fecha de elaboración: Noviembre 2007 Revisión Nº: 1
Copia Nº: 1
Pág.: 31 De: 47
Departamento:
Control de Calidad
Microbiológico
Cont. Procedimiento anterior
Suspensión de Pseudomona aeruginosa
Equivalente a 3x10 4 UFC/mL
(Concentración de prueba)
En una serie de 10 tubos conteniendo
10 mL de caldo LMX doble concentración,
inocular en cada uno de los tubos 10 mL
de la suspensión preparada anteriormente
Incubar por 24 horas a 35  0.5 ºC
Después del periodo de incubación ninguno
de los 10 tubos debe presentar cambio en la
coloración del medio ni fluorescencia al
exponerlos a la luz UV.
Redactado por:
Verificado por: Lic.
Aprobado por: MSc.
Equipo de validación René Ramos Alvarenga Mª Evelyn Sánchez de Ramos
109
Laboratorio: Control de
Procedimiento normalizado de
Calidad Microbiológico
trabajo
CENSALUD-UES
Título: Informe Técnico de validación de la prueba de
coliformes totales y fecales por la técnica de tubos
múltiples utilizando un medio fluorogénico.
Número: 1
Fecha de elaboración: Diciembre 2007
Copia Nº: 1
Revisión Nº: 1
Pág.: 32 De: 47
Departamento:
Control de Calidad
Microbiológico
INFORME TÉCNICO DE VALIDACIÓN
Redactado por:
Verificado por: Lic.
Aprobado por: MSc.
Equipo de validación René Ramos Alvarenga Mª Evelyn Sánchez de Ramos
110
Laboratorio: Control de
Procedimiento normalizado de
Calidad Microbiológico
trabajo
CENSALUD-UES
Título: Informe técnico de validación de la prueba de
coliformes totales y fecales por la técnica de tubos
múltiples utilizando un medio fluorogénico.
Número: 1
Fecha de elaboración: Diciembre 2007
Copia Nº: 1
Revisión Nº: 1
Pág.: 33 De: 47
Departamento:
Control de Calidad
Microbiológico
8.- INFORME TÉCNICO
8.1.- Objetivo: Presentar los resultados finales de los ensayos realizados
durante el proceso de validación de la prueba de coliformes totales y fecales por
la técnica de tubos múltiples utilizando un medio fluorogénico.
8.2.- Tipo de validación.
Validación concurrente
8.3.- Referencia al protocolo
Las operaciones de validación del método microbiológico han sido verificadas
por el equipo de validación siguiendo cada uno de los pasos que indica el
protocolo.
Redactado por:
Verificado por: Lic.
Aprobado por: MSc.
Equipo de validación René Ramos Alvarenga Mª Evelyn Sánchez de Ramos
111
Laboratorio: Control de
Procedimiento normalizado de
Calidad Microbiológico
trabajo
CENSALUD-UES
Título: Informe técnico de validación de la prueba de
coliformes totales y fecales por la técnica de tubos
múltiples utilizando un medio fluorogénico.
Número: 1
Fecha de elaboración: Diciembre 2007
Copia Nº: 1
Revisión Nº: 1
Pág.: 34 De: 47
Departamento:
Control de Calidad
Microbiológico
8.4.- Datos sobre calificación del equipo.
Los equipos y/o instrumentos utilizados en el proceso de validación son:
Equipo
Código
Fecha
Cualificación
Incubadora
AGU-01-214-05
23/11/07
Conforme
Balanza Analítica
PRE-02-038-01
23/11/07
Conforme
Estufa
PRE-02-172-02
23/11/07
Conforme
Estufa
PRE-01-172-01
23/11/07
Conforme
Baño de agua
AGU-01-050-03
23/11/07
Conforme
Autoclave
PRE-02-019-02
20/09/07
Conforme
Nota: Se anexan los certificados de calibración de los equipos para su
confrontación con la tabla anterior.
Redactado por:
Verificado por: Lic.
Aprobado por: MSc.
Equipo de validación René Ramos Alvarenga Mª Evelyn Sánchez de Ramos
112
Laboratorio: Control de
Procedimiento normalizado de
Calidad Microbiológico
trabajo
CENSALUD-UES
Título: Informe técnico de validación de la prueba de
coliformes totales y fecales por la técnica de tubos
múltiples utilizando un medio fluorogénico.
Número: 1
Fecha de elaboración: Diciembre 2007
Copia Nº: 1
Revisión Nº: 1
Pág.: 35 De: 47
Departamento:
Control de Calidad
Microbiológico
8.5.- Resultados obtenidos:
PARÁMETRO
ESPECIFICACIÓN
RESULTADO
CONCLUSIÓN
CVr  2%.
0.0022 %
Conforme
CVR  2%.
0.0066 %
0.0000 %
0.0066 %
Conforme
Conforme
Conforme
CVR  2%.
0.0066 %
0.0066 %
0.0066 %
Conforme
Conforme
Conforme
0.0080 %
0.0080 %
0.0066 %
Conforme
Conforme
Conforme
8.5.1.- Precisión
8.5.1.1.- Repetibilidad del
método.
8.5.1.2.- Reproducibilidad
3
Concentración alta: 3x10 UFC/mL
- Analista No. 1
- Analista No. 2
- Analista No. 3
Concentración Media: 30 UFC/mL
- Analista No. 1
- Analista No. 2
- Analista No. 3
Concentración Media:3x10
UFC/mL
- Analista No. 1
- Analista No. 2
- Analista No. 3
-1
CVR  2%.
Redactado por:
Verificado por: Lic.
Aprobado por: MSc.
Equipo de validación René Ramos Alvarenga Mª Evelyn Sánchez de Ramos
113
Laboratorio: Control de
Procedimiento normalizado de
Calidad Microbiológico
trabajo
CENSALUD-UES
Título: Informe técnico de validación de la prueba de
coliformes totales y fecales por la técnica de tubos
múltiples utilizando un medio fluorogénico.
Número: 1
Fecha de elaboración: Diciembre 2007
Copia Nº: 1
PARÁMETRO
Revisión Nº: 1
Pág.: 36 De: 47
Departamento:
Control de Calidad
Microbiológico
ESPECIFICACIÓN
RESULTADO
CONCLUSIÓN
8.5.1.3.- Falsos
Negativos.
Ausencia de gas en el
vial invertido.
No formación de gas en
el vial invertido.
Conforme
8.5.2.- Exactitud
t exp  t tab
1.00  1.860
Conforme
8.5.3.- Exclusividad
Diferentes
microorganismos que
no pertenecen al
grupo no deben
producir cambio de
color ni fluorescencia
a luz UV.
Sin cambio de color en
el medio ni
Fluorescencia al
exponerlo a luz UV.
Conforme
8.2.4.- Inclusividad
Diferentes
microorganismos
pertenecientes al
mismo grupo deben
producir cambio de
color en el medio.
Cambio de color del
medio amarillo – azul
verdoso.
Conforme
Redactado por:
Verificado por: Lic.
Aprobado por: MSc.
Equipo de validación René Ramos Alvarenga Mª Evelyn Sánchez de Ramos
114
Laboratorio: Control de
Procedimiento normalizado de
Calidad Microbiológico
trabajo
CENSALUD-UES
Título: Informe técnico de validación de la prueba de
coliformes totales y fecales por la técnica de tubos
múltiples utilizando un medio fluorogénico.
Número: 1
Fecha de elaboración: Diciembre 2007
Copia Nº: 1
Revisión Nº: 1
Pág.: 37 De: 47
Departamento:
Control de Calidad
Microbiológico
8.6.- EVALUACIÓN DE RESULTADOS
a) De acuerdo a los estudios realizados con la utilización del medio
fluorogénico los resultados de las pruebas para la precisión se encuentra
conforme con respecto a la especificación del coeficiente de variación
menor del 2%.
b) En la evaluación de falsos negativos del NMP se observó que hubo
inhibición de la formación de gas en al menos uno de los tubos, y no
hubo inhibición de formación de color, ni fluorescencia a luz UV, por lo
tanto el método se encuentra conforme de acuerdo a los resultados
obtenidos.
c) El valor de t experimental encontrado de acuerdo a los resultados del
análisis es menor que t de tablas, por lo que se considera que el método
cumple con el parámetro de exactitud.
d) El microorganismo de prueba que no pertenece a la familia de los
coliformes no es detectado por el método alternativo por lo que se
considera conforme con la exclusividad del método.
Redactado por:
Verificado por: Lic.
Aprobado por: MSc.
Equipo de validación René Ramos Alvarenga Mª Evelyn Sánchez de Ramos
115
Laboratorio: Control de
Procedimiento normalizado de
Calidad Microbiológico
trabajo
CENSALUD-UES
Título: Informe técnico de validación de la prueba de
coliformes totales y fecales por la técnica de tubos
múltiples utilizando un medio fluorogénico.
Número: 1
Fecha de elaboración: Noviembre 2007 Revisión Nº: 1
Copia Nº: 1
e) Se
determino
por
medio
del
ensayo
de
Pág.: 38 De: 47
Departamento:
Control de Calidad
Microbiológico
inclusividad
que
un
microorganismo perteneciente al grupo coliforme total, fue detectado por
el método, al menos en un viraje de color, por lo que se cumple con la
inclusividad del método.
Redactado por:
Verificado por: Lic.
Aprobado por: MSc.
Equipo de validación René Ramos Alvarenga Mª Evelyn Sánchez de Ramos
116
Laboratorio: Control de
Procedimiento normalizado de
Calidad Microbiológico
trabajo
CENSALUD-UES
Título: Informe técnico de validación de la prueba de
coliformes totales y fecales por la técnica de tubos
múltiples utilizando un medio fluorogénico.
Número: 1
Fecha de elaboración: Noviembre 2007 Revisión Nº: 1
Copia Nº: 1
Pág.: 39 De: 47
Departamento:
Control de Calidad
Microbiológico
8.7.- Registros de control de temperaturas y humedad de áreas.
Redactado por:
Verificado por: Lic.
Aprobado por: MSc.
Equipo de validación René Ramos Alvarenga Mª Evelyn Sánchez de Ramos
117
REGISTRO DE CONTROL DE TEMPERATURA
Elaborado por:
Lic. Amy Elieth Morán
Rodríguez
Equipo: Incubadora
Mes: Julio
Hora
Fecha
a.m.
p.m.
Página 40 de 47
Vigente a partir de: Julio-07
Revisado por:
MSc. María Evelyn S. de
Ramos
Autorizado por:
MSc. María Evelyn de
Ramos
Ubicación: Laboratorio de aguas
Código: AGU-01-214-05
Temperatura Especificada: 35 ± 0.5 ºC
Temperatura (ºC)
Observaciones
Responsable
Máxima
Mínima
1
--
--
--
--
--
--
2
9:00
12:00
35.5
35.5
Encendido
Magdalena
3
9:00
12:00
35.5
35.5
--
Magdalena
4
9:00
12:00
35.5
35.5
--
Remberto
5
9:00
4:30
35.5
35.5
--
Magdalena
6
9:00
4:00
35.5
35.5
--
Remberto
7
--
--
--
--
--
--
8
--
--
--
--
--
--
9
9:00
12:00
35.5
35.5
--
Magdalena
10
9:00
12:00
35.5
35.5
--
Remberto
11
9:00
12:00
35.5
35.5
--
Remberto
12
9:00
4:00
35.5
35.5
--
Remberto
13
9:00
4:00
35.0
35.5
--
Magdalena
14
--
--
--
--
--
--
15
--
--
--
--
--
--
16
--
--
--
--
--
--
17
--
--
--
--
--
--
18
9:00
4:00
35.5
35.0
--
Magdalena
19
9:00
3:00
35.5
35.5
--
Magdalena
20
--
--
--
--
--
--
21
--
--
--
--
--
--
22
--
--
--
--
--
--
23
9:00
12:00
35.5
35.5
--
Magdalena
24
9:00
12:00
35.5
35.5
--
Remberto
25
9:00
4:30
35.5
35.5
--
Remberto
26
9:00
4:00
35.5
35.5
--
Magdalena
27
9:00
4:00
35.5
35.5
--
Magdalena
28
--
--
--
--
--
--
29
--
--
--
--
--
--
30
--
--
--
--
--
--
31
9:00
4:00
35.5
35.5
Apagado
Magdalena
118
REGISTRO DE CONTROL DE TEMPERATURA
Elaborado por:
Lic. Amy Elieth Morán
Rodríguez
Equipo: Incubadora
Mes: Agosto
Hora
Fecha
a.m.
p.m.
Página 41 de 47
Vigente a partir de: Julio-07
Revisado por:
MSc. María Evelyn S. de
Ramos
Autorizado por:
MSc. María Evelyn de
Ramos
Ubicación: Laboratorio de aguas
Código: AGU-01-214-05
Temperatura Especificada: 35 ± 0.5 ºC
Temperatura (ºC)
Observaciones
Responsable
Máxima
Mínima
1
--
--
--
--
--
--
2
--
--
--
--
--
--
3
--
--
--
--
--
--
4
--
--
--
--
--
--
5
--
--
--
--
--
--
6
--
--
--
--
--
--
7
9:00
12:00
35.5
35.5
Encendido
Magdalena
8
9:00
12:00
35.5
35.5
Ensayos piloto
Remberto
9
9:00
12:00
35.5
35.5
10
9:00
4:00
35.5
35.5
--
Remberto
Remberto
11
8:00
11:00
35.5
35.5
--
Magdalena
12
--
--
--
--
--
--
13
9:00
12:00
35.5
35.5
--
Magdalena
14
9:30
12:00
35.5
35.5
--
Magdalena
15
9:00
12:00
35.5
35.5
--
Magdalena
16
9:00
5:00
35.5
35.5
--
Remberto
17
9:00
5:00
35.5
35.5
--
Magdalena
18
8:00
11:00
35.5
35.5
--
--
19
--
--
--
--
--
--
20
9:00
3:00
35.5
35.5
--
Magdalena
21
9:00
4:00
35.5
35.5
--
Remberto
22
--
--
--
--
--
--
23
--
--
--
--
--
--
24
9:30
2:00
35.5
35.5
--
Remberto
25
--
--
--
--
--
--
26
--
--
--
--
--
--
27
8:30
12:00
35.5
35.5
--
Magdalena
28
9:00
12:00
35.5
35.5
--
Magdalena
29
9:00
12:00
35.5
35.5
--
Magdalena
30
9:00
4:00
35.5
35.5
--
Remberto
31
9:00
12:00
35.5
35.5
--
Remberto
119
REGISTRO DE CONTROL DE TEMPERATURA
Elaborado por:
Lic. Amy Elieth Morán
Rodríguez
Página 42 de 47
Vigente a partir de: Julio-07
Revisado por:
MSc. María Evelyn S. de
Ramos
Autorizado por:
MSc. María Evelyn de
Ramos
Equipo: Incubadora
Ubicación: Laboratorio de aguas
Código: AGU-01-214-05
Mes: Noviembre
Temperatura Especificada: 35 ± 0.5 ºC
Hora
Temperatura (ºC)
Fecha
Observaciones
Responsable
a.m.
p.m. Máxima
Mínima
1
--
--
--
--
--
--
2
--
--
--
--
--
--
3
--
--
--
--
--
--
4
--
--
--
--
--
--
5
--
--
--
--
--
--
6
--
--
--
--
--
--
7
--
--
--
--
--
--
8
--
--
--
--
--
--
9
--
--
--
--
--
--
10
--
--
--
--
--
--
11
--
--
--
--
--
--
12
10:00
4:00
35.0
35.5
Encendido
Magdalena
13
9:00
1:00
35.5
35.5
--
Magdalena
14
9:00
1:00
35.5
35:0
--
Remberto
15
9:00
1:00
35.0
35.5
--
Magdalena
16
9.00
1.00
35.5
35.5
--
Remberto
17
--
--
--
--
--
18
--
--
--
--
--
--
19
9:00
12:00
35.5
35.5
--
Remberto
20
9:00
12:00
35.5
35.5
--
Magdalena
21
9:00
12:00
35.5
35.5
--
Magdalena
22
9:00
12:00
35.5
35.5
--
Remberto
23
9:00
12:00
35.5
35.5
--
Remberto
24
--
--
--
--
--
--
25
--
--
--
--
--
--
26
9:00
12:00
35.5
36.0
Ensayo final
Magdalena
27
9:00
12:00
35.5
35.5
--
Remberto
28
9:00
12:00
35.5
36.0
--
Remberto
29
9:00
12:00
36.0
36.0
--
Remberto
30
9:00
4:00
36.0
35.5
Apagado
Remberto
120
REGISTRO DE CONTROL DE TEMPERATURA
Elaborado por:
Lic. Amy Elieth Morán
Rodríguez
Equipo: Incubadora
Mes:
Diciembre
Hora
Fecha
a.m.
p.m.
Página 43 de 47
Vigente a partir de: Julio-07
Revisado por:
MSc. María Evelyn S. de
Ramos
Autorizado por:
MSc. María Evelyn de
Ramos
Ubicación: Laboratorio de aguas
Código: AGU-01-214-05
Temperatura Especificada: 35 ± 0.5 ºC
Temperatura (ºC)
Observaciones
Responsable
Máxima
Mínima
1
--
--
--
--
--
--
2
--
--
--
--
--
--
3
9:00
12:00
35.5
35.5
Encendido
Remberto
4
9:00
12:00
35.5
35.5
Ensayo final
Remberto
5
9:00
12:00
35.5
35.5
6
9:00
4:00
35.5
35.5
--
Magdalena
7
8:00
11:00
35.5
35.5
--
Magdalena
10
9:00
4:00
35.5
35.5
--
Remberto
11
8:00
11:00
35.5
35.5
Apagado
Remberto
Remberto
8
9
12
13
14
15
16
17
18
19
20
21
22
23
24
25
26
27
28
29
30
31
121
REGISTRO DE TEMPERATURA Y
HUMEDAD DE AREAS
Elaborado por:
Lic. Amy Elieth Morán R.
Ubicación: Flujo Laminar
Hora
Fecha
a.m.
p.m.
Página 44 de 47
Vigente a partir de: Julio-07
Revisado por:
MSc. María Evelyn de Ramos
Mes: Julio
Temperatura (ºC)
Autorizado por:
MSc. María Evelyn de Ramos
Temperatura Especificada: 10 -15 ºC
Humedad Relativa
Responsable
1
--
--
--
--
--
2
9:00
12:00
15
62
Magdalena
3
9:00
12:00
15
62
Magdalena
4
9:00
12:00
15
61
Remberto
5
9:00
4:30
15
61
Magdalena
6
9:00
4:00
15
62
Remberto
7
--
--
--
--
--
8
--
--
--
--
--
9
9:00
12:00
15
60
Magdalena
10
9:00
12:00
15
60
Remberto
11
9:00
12:00
15
61
Remberto
12
9:00
4:00
15
60
Remberto
13
9:00
4:00
15
60
Magdalena
14
--
--
--
--
--
15
--
--
--
--
--
16
--
--
--
--
--
17
--
--
--
--
--
18
9:00
4:00
15
62
Magdalena
19
9:00
3:00
15
60
Magdalena
20
--
--
--
--
--
21
--
--
--
--
--
22
--
--
--
--
--
23
9:00
12:00
15
60
Magdalena
24
9:00
12:00
15
60
Remberto
25
9:00
4:30
15
61
Remberto
26
9:00
4:00
15
62
Magdalena
27
9:00
4:00
15
62
Magdalena
28
--
--
--
--
--
29
--
--
--
--
--
30
--
--
--
--
--
31
--
--
--
--
--
122
REGISTRO DE TEMPERATURA Y
HUMEDAD DE AREAS
Elaborado por:
Lic. Amy Elieth Morán R.
Ubicación: Flujo Laminar
Hora
Fecha
a.m.
p.m.
Página 45 de 47
Vigente a partir de: Julio-07
Revisado por:
MSc. María Evelyn de Ramos
Mes: Agosto
Autorizado por:
MSc. María Evelyn de Ramos
Temperatura Especificada: 10 -15 ºC
Temperatura (ºC)
Humedad Relativa
Responsable
1
--
--
--
--
--
2
--
--
--
--
--
3
--
--
--
--
--
4
--
--
--
--
--
5
--
--
--
--
--
6
--
--
--
--
--
7
--
--
--
--
--
8
9:00
12:00
15
61
Magdalena
9
9:00
12:00
15
61
Remberto
10
9:00
4:00
15
60
Magdalena
11
8:00
11:00
15
60
Remberto
12
--
--
--
--
--
13
9:00
12:00
15
60
Remberto
14
9:30
12:00
15
60
Magdalena
15
9:00
12:00
15
60
Magdalena
16
9:00
5:00
15
61
Remberto
17
9:00
5:00
15
60
Remberto
18
8:00
11:00
15
62
Magdalena
19
--
--
--
--
--
20
9:00
3:00
15
62
Magdalena
21
9:00
4:00
15
62
Remberto
22
--
--
--
--
--
23
--
--
--
--
--
24
9:30
2:00
15
62
Remberto
25
--
--
--
--
--
26
--
27
8:30
28
9:00
29
--
--
--
--
15
62
Magdalena
12:00
15
61
Magdalena
9:00
12:00
15
61
Magdalena
30
9:00
4:00
15
61
Remberto
31
9:00
12:00
15
61
Remberto
12:00
123
REGISTRO DE TEMPERATURA Y
HUMEDAD DE AREAS
Elaborado por:
Lic. Amy Elieth Morán R.
Ubicación: Flujo Laminar
Hora
Página 46 de 47
Vigente a partir de: Julio-07
Revisado por:
MSc. María Evelyn de Ramos
Mes: Noviembre
Autorizado por:
MSc. María Evelyn de Ramos
Temperatura Especificada: 10 -15 ºC
Temperatura (ºC)
Humedad Relativa
Responsable
--
--
--
--
--
--
--
--
--
3
--
--
--
--
--
4
--
--
--
--
--
5
--
--
--
--
--
6
--
--
--
--
--
7
--
--
--
--
--
8
--
--
--
--
--
9
--
--
--
--
--
10
--
--
--
--
--
11
--
--
--
--
--
12
9:00
12:00
15
60
Remberto
13
9:00
12:00
15
60
Magdalena
14
9:00
12:00
15
61
Magdalena
15
9:00
12:00
15
60
Remberto
16
9:00
12:00
15
62
Remberto
--
--
--
18
--
--
--
--
--
19
9:00
12:00
15
61
Magdalena
20
9:00
12:00
15
60
Remberto
21
9:00
12:00
15
62
Remberto
22
--
--
--
--
--
23
--
--
--
--
--
24
--
--
--
--
--
Fecha
a.m.
p.m.
1
--
2
17
25
--
--
--
--
--
26
9:00
12:00
15
60
Magdalena
27
9:00
12:00
15
61
Remberto
28
9:00
12:00
15
60
Remberto
29
9:00
12:00
15
62
Remberto
30
9:00
3:00
15
61
Remberto
124
REGISTRO DE CONTROL DE TEMPERATURA
Elaborado por:
Lic. Amy Elieth Morán
Rodríguez
Equipo: Baño María
Mes:
Noviembre
Hora
Fecha
a.m.
p.m.
Página 47 de 47
Vigente a partir de: julio-07
Revisado por:
MSc. María Evelyn S. de
Ramos
Autorizado por:
MSc. María Evelyn de
Ramos
Ubicación: Laboratorio de aguas
Código: AGU-01-050-03
Temperatura Especificada: 45 ± 0.5 ºC
Temperatura (ºC)
Observaciones
Responsable
1
--
--
--
--
--
2
--
--
--
--
--
3
--
--
--
--
--
4
--
--
--
--
--
5
--
--
--
--
--
6
--
7
--
--
--
--
--
8
--
--
--
--
--
9
--
--
--
--
--
10
--
--
--
--
--
11
--
--
--
--
--
12
--
--
--
--
--
13
--
--
--
--
--
14
--
2:00
45
Encendido
Remberto
15
--
2:00
46
Encendido
Magdalena
16
--
--
--
--
--
17
--
--
--
--
--
18
--
--
--
--
--
19
--
--
--
--
--
20
--
--
--
--
--
21
--
--
--
--
--
22
--
--
--
--
--
23
--
--
--
--
--
2:00
46
Encendido
Magdalena
2:00
46
Ensayo final
Remberto
24
25
--
26
10:00
27
28
--
2:00
45
--
Remberto
29
--
2:00
46
--
Remberto
30
10:00
2:00
46
--
Remberto
125
CENTRO DE INVESTIGACIÓN Y DESARROLLO EN SALUD
UNIVERSIDAD DE EL SALVADOR
162 AÑOS
AL SERVICIO DE LA
EDUCACIÓN SUPERIOR
SALVADOREÑA
CIUDAD UNIVERSITARIA
FINAL 25 AVENIDA NORTE
SAN SALVADOR, EL SALVADOR
TELEFAX NO. (503) 225-8826 Y 225-8434
CORREO: CEN_SALUD_UES@HOTMAIL.COM
RCEDILLOS@NAVEGANTE.COM.SV
CERTIFICADO DE VALIDACIÓN
RESUMEN DEL PROCESO DE VALIDACIÓN.
Para determinar la exactitud del método alternativo se utilizo una serie de tres
concentraciones de microorganismo 3x103, 30 y 3x10-1 UFC/mL; realizando tres
ensayos consecutivos por un solo analista.
Para la evaluación de la repetibilidad de la precisión del método se realizaron
cinco ensayos por un analista. Así como también para evaluar la
reproducibilidad del método se realizaron cinco ensayos sobre tres niveles de
concentración analizados por tres analistas.
La Inclusividad del método se realizo utilizando una cepa pura de Enterobacter
cloacae; por el contrario en la exclusividad se utilizo una cepa diferente al
grupo coliforme total como es la Pseudomona aeruginosa.
126
CENTRO DE INVESTIGACIÓN Y DESARROLLO EN SALUD
UNIVERSIDAD DE EL SALVADOR
162 AÑOS
AL SERVICIO DE LA
EDUCACIÓN SUPERIOR
SALVADOREÑA
CIUDAD UNIVERSITARIA
FINAL 25 AVENIDA NORTE
SAN SALVADOR, EL SALVADOR
TELEFAX NO. (503) 225-8826 Y 225-8434
CORREO: CEN_SALUD_UES@HOTMAIL.COM
RCEDILLOS@NAVEGANTE.COM.SV
CERTIFICADO DE VALIDACIÓN
CONCLUSIÓN
De acuerdo a los resultados obtenidos, el método microbiológico del NMP de la
técnica de fermentación en tubos múltiples utilizando un medio fluorogénico,
CUMPLE
CON
LAS
ESPECIFICACIONES
ESTABLECIDAS
EN
PROTOCOLO DE VALIDACIÓN. Por esta razón se da por VALIDADO.
_______________________
MSc. Maria Evelyn de Ramos
Jefe de Control de Calidad
Microbiológico
CENSALUD-UES
______________________
Lic. René Francisco Ramos
Asesor de Validación
Equipo de Validación:
- Br. Magdalena Guadalupe Hernández Acosta
F. _________________
- Br. José Remberto Cabrera Aguilar
F. _________________
CIUDAD UNIVERSITARIA, SAN SALVADOR.
MAYO 2008.
EL
CAPITULO VII
CONCLUSIONES
128
7.0 CONCLUSIONES
1. La validación de un método microbiológico cuenta con los mismos principios
que la validación de un método químico o instrumental; lo que cambia es la
interpretación de las respectivas variables que se evalúan por el hecho de
trabajar con microorganismos vivos. En el campo de microbiología, el uso de
correctos controles de calidad es de particular importancia para asegurar los
resultados obtenidos.
2. Se determinó como rangos de concentración de trabajo de 3x103 a
3x10-1 UFC/mL, donde la producción de fluorescencia debido a
la
hidrolización del fluorogéno por la enzima -D-Glucoronidasa es detectada
por el método.
3. Los datos indican que el método alternativo es comparable al método
convencional para la detección de coliformes totales, fecales y E. coli en
análisis rutinarios de aguas. La habilidad del método alternativo para
detectar Escherichia coli requiere de menor tiempo de análisis y reducción
en la cantidad de medios. Los estudios realizados con interferencia
bacteriana establecen que los ensayos fluorogénicos son más avanzados
que el método convencional.
4. En la precisión del método del número más probables para la determinación
de coliformes totales, fecales y Escherichia coli, existen factores que
pueden incidir en los resultados como son los analistas, la calidad de la cepa
129
y su mantenimiento. Donde los
resultados obtenidos en el estudio se
encuentran conformes según las guías de la AOAC Internacional para
validación de métodos microbiológicos cualitativos y cuantitativos.
5. De acuerdo a los estudios realizados por comparación entre el método
microbiológico alternativo del NMP y el respectivo de referencia, al aplicar
una prueba de t Student se obtuvieron resultados suficientemente exactos,
determinando que el valor hallado y el valor considerado como verdadero no
difieren significativamente; según las especificaciones establecidas por la
AOAC Internacional para la validación de métodos microbiológicos
cualitativos y cuantitativos; y las recomendaciones de la norma ISO 16140,
de manera que se comprobó que el procedimiento funciona confiablemente;
ya que modificaciones pequeñas deben afectar poco o nada el resultado
final del análisis.
6. Los resultados del CV % promedio en la Repetibilidad del método para los
tres niveles de concentración se encuentra dentro del criterio de aceptación,
por lo que el método cumple con el parámetro de repetibilidad de la precisión
del método.
7. Para la reproducibilidad del método microbiológico evaluado a una
concentración alta, no se observaron cambios significativos en la variabilidad
entre los ensayos de los analistas, manteniéndose dentro del criterio de
aceptación ; tampoco se observaron diferencias en la variación de los
ensayos realizados por estos analistas en niveles de concentración medio y
130
bajo. El método se encuentra conforme para el criterio de variación en los
tres niveles de concentración en los que se evaluó, por lo que se considera
que cumple con la reproducibilidad de la precisión del método.
8. Los resultados falsos negativos para Escherichia coli del método
alternativo no influyen en los resultados obtenidos ya que la bacteria puede
ser detectada por la fluorescencia aunque la producción de gas se encuentre
suprimida en alguno de los tubos de prueba.
9. El método microbiológico alternativo provee niveles de detección de
coliformes y E. Coli mayores (99%) comparables con los niveles de
detección del método de referencia (97%). Como resultado de ensayos
realizados con precisión y exactitud determinada.
10. De acuerdo a los resultados obtenidos durante todo el proceso de
validación, se concluye que el método del número más probable por la
técnica de fermentación en tubos múltiples utilizando el medio fluorogénico
como herramienta de análisis para el análisis microbiológicos de coliformes
totales, fecales y Escherichia coli en aguas posee precisión, exactitud,
Inclusividad y exclusividad. Por la tanto se confirma que el método cumple
con los requerimientos particulares para su uso y se da como validado.
CAPITULO VIII
RECOMENDACIONES
132
8.0 RECOMENDACIONES
1. Que los analistas que realicen el método alternativo del número más
probable deben ser personas capacitadas en el manejo y análisis de
muestras de agua, para minimizar las variaciones que puedan afectar los
resultados.
2. Tomar en cuenta que al realizar las diluciones de las concentraciones del
inóculo de microorganismo, se debe
utilizar material debidamente
esterilizado y exclusivo para cada dilución, evitando
la contaminación
cruzada entre una dilución y otra, además de una homogénea distribución
de la suspensión de bacteria al momento de realizar cada uno de los niveles
de inóculo y posterior inoculación de los tubos al medio de cultivo, para la
obtención de resultados satisfactorios.
3. Se debe tener una especial precaución en la manipulación de cepas
bacterianas que son potencialmente patógenas reduciendo al mínimo los
niveles de contaminación para el analista (s), material, equipo y medio
ambiente de igual forma tratar los desechos de forma adecuada con la
respectiva esterilización y destrucción de cultivos bacterianos.
133
4. Emplear el medio fluorogénico como una alternativa atractiva para la
detección de coliformes en aguas, para realizar los ensayos con mayor
rapidez, menos costos y proporciona mayor confianza por el hecho que
falsos negativos pueden ser detectados en comparación con el método de
referencia.
5. Tomar en cuenta que al trabajar con diferentes tipos y fuentes de origen de
aguas es necesario someter el método a un proceso de validación tomando
en cuenta las características propias, distintivas y del origen que proviene el
agua que se desea analizar. Siguiendo las recomendaciones de la AOAC
para métodos microbiológicos.
BIBLIOGRAFÍA
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Quantitative Microbiology Guidelines for Methods Validation. Journal of
AOAC International. V. 82, Nº 2. p. 1 (13): 402 - 415.
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Work Association), WPCF (Water Pollution Control Federation). 1992.
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Ediciones Díaz de Santos S.A. 17 ed. Madrid, España. 9 - (79 - 95) p.
3- Baena, G. 1982. Instrumentos de Investigación. Editores Mexicanos
Unidos, S.A. 9 ed. México DF, MX.
4- Castro, G. y otros. 1998. Validación de Métodos Analíticos. Asociación
Española de Farmacéuticos de la Industria. 1 ed. España. p. 4 - 55.
5- CONACYT (Consejo Nacional de Ciencia y Tecnología), MSPAS
(Ministerio de Salud Publica y Asistencia Social), COSUDE (Agencia
Suiza para el Desarrollo y la Cooperación).1999. Norma Salvadoreña
para la calidad del agua potable. San Salvador, ESA. p. 8, 9, 17, 18, 20,
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6- Contreras, R. y otros. 2004. Evaluación Microbiológica de la Calidad del
Agua Potable que distribuye ANDA en los sectores de San Bartolo, Santa
Lucía y San Martín. Trabajo de Graduación. Facultad de Química y
Farmacia. San Salvador. Universidad de El Salvador. 89 p.
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validación (en línea). Consultaría Internacional de la FAO. Consultado 7
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http://www.rlc.fao.org/prior/comagric/codex/rla3013/pdf/aseg10.pdf.
8- Dogan, H.B y otros. 2002. Comparison of LST-MUG broth technique and
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Argentina. p. 197.
10- Feldsine, P. y otros. 2000. AOAC International Methods Committee
Guidelines
for
Microbiological
Validation
Official
of
Method
Qualitative
of
and
Analysis.
Quantitative
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of
Food
AOAC
INTERNATIONAL. V. 85, Nº 5. p. 1 (13): 1187 - 1200.
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P. 1 (9): 1320 - 1329.
13- Kenneth J. y otros. 2005. Sherris Microbiología Médica. 4 ed. McGraw
Hill Interamericana Editores S.A. de CV. México DF. MX. p. 382, 383,
1001 - 1003.
14- Manafi, M. 2000. New developments in chromogenic and fluorogenic
culture media. Journal of Food Microbiology. V. 60. p. 1(13): 205 - 218.
15- Muñoz, S. 2006. Validación del Método Microbiológico Cilindro-Placa
para la Potencia del Antibiótico Lincomicina Clorhidrato. Trabajo de
Graduación. Facultad de Química y Farmacia. San Salvador. Universidad
de El Salvador. 82 p.
16- Murray S. 1982. Estadística. 1 ed. McGraw Hill Interamericana Editores
S.A. de CV. México DF. MX. p. 188, 344.
17- Prescott, L. y otros. 1993. Microbiología. 2 ed. WCB Publishers. Iowa.
EUA. p. 838, 839.
18- Reyes, R. 2006. Seminario (1, 2006, Antiguo Cuscatlán. ESA) 2006.
Validación de Métodos Microbiológicos. Antiguo Cuscatlán.
ESA.
Presentación para Laboratorios Teramed. Presentaciones I. II y III.
19- Trepeta R. y otros.1984. Methylumbelliferyl-beta-D-glucuronide based
medium for rapid isolation and identification of Escherichia coli.
Journal of Clinical Microbiology. 19(2):172 - 174.
20- United States Pharmacopeial Convention, inc. 2006. Farmacopea de los
Estados Unidos de América. 29 ed. Formulario Nacional (NF). 24 ed.
Washington D.C. EUA. Apartado 1225, p. 3895 - 3898.
21- Venkateswaran, K. y otros.1996. Comparison of Commercially available
Kits with Standard Methods for the Detection of Coliforms and
Escherichia coli in food. Applied and Environmental Microbiology.
V.
62, Nº 7. p. 1 (7): 2236 - 2243.
22- ICH (International Conference on Harmonisation. Noviembre1996.
Validation of Analytical Procedures: Methodology Q2B. ICH Harmonised
Tripartite Guideline. EU, Japan and USA. 8 p.
GLOSARIO
Aerobio: que crece o metaboliza en presencia de oxígeno libre. (9)
Agar: un polisacárido (galactan) extraído de Gelidium y otras algas marinas
utilizado como agente solidificante en medio de cultivo. (9)
Agente antimicrobiano: agente que mata los microorganismos o puede inhibir
su crecimiento. (13)
Agua natural: agua de manantial, mineral, artesiana o de pozo la cual se deriva
de una formación subterránea y que no proviene de un sistema de
abastecimiento municipal o público de agua. (2)
Agua purificada: es la producida por destilación, desionización, ósmosis en
reverso, u otro proceso adecuado que satisfaga la definición de agua purificada
de la edición más reciente de la USP (farmacopea de los EE.UU.). Sólo el agua
que satisfaga esta definición, y que sea vaporizada y luego condensada, puede
ser etiquetada o rotulada «agua destilada». (2)
Anaerobio: que tiene la capacidad de vivir o metabolizar en ausencia de
oxígeno. (9)
Anaerobio facultativo: que suele vivir en presencia de oxígeno, pero puede
sobrevivir en ausencia de él. (13)
Analito: componente medible por el método de análisis. En el caso de métodos
microbiológicos, este es el microorganismo o productos por asociación (ej.
enzimas o toxinas). (10)
Antígeno: sustancia que induce a una respuesta inmunitaria especifica o que
reacciona con un anticuerpo in vitro. (17)
Análisis de varianza: para determinar si el método alternativo
no es
estadísticamente diferente al método de referencia una vía es el análisis de
varianza o una prueba-t para cada tipo de alimento o nivel de inoculación. (10)
Catalasa: enzima que cataliza la reducción de peroxido de hidrogeno tóxico a
oxígeno y agua. (17)
Cepa: Un cultivo o aislado microbiano. (17)
Cromógeno: un sustrato coloreado que es activado por una enzima que
produce una coloración final. (17)
Cultivo: cualquier crecimiento de microorganismos microscópicos. (9)
Colonia: una agrupación de microorganismos que crece sobre una superficie
sólida de un agar medio de cultivo; el agrupamiento se puede observar a simple
vista, pero muchas pueden verse solo microscópicamente. (9)
Dilución: es el efecto de disminuir la concentración de soluto presente en una
solución, aumentando la cantidad de disolvente.
(10)
Enterobacterias: son pequeños bacilos gramnegativos que poseen flagelos
perítricos móviles. Se trata de organismos quimiorganotrópicos y su
metabolismo es de ambos tipos fermentativo y respiratorio. Casi todos los
representantes son catalasa positivo y oxidasa negativos, la mayor parte de
cepas reduce los nitratos o nitritos. (17)
Escherichia coli: son bacilos Gramnegativos, no formadores esporas que
fermentan la lactosa con producción de gas. Cuando se utiliza un medio MUG,
la Escherichia coli se define como la bacteria coliforme que posee la enzima
-D-glucoronidasa que hidroliza al substrato fluorogénico con MUG con
producción de fluorescencia. (9)
Estéril: libre de todo organismo vivo. (9)
Estudio precolaborativo o métodos de comparación: estudio desarrollado
por la organización de un laboratorio
acerca de un método alternativo con
respecto a un método de referencia. (10)
Estudios interlaboratorios o colaborativos:
estudio desarrollado por
diferentes laboratorios bajo el control de la organización del laboratorio. (10)
Fermentación: oxidación aeróbica-anaeróbica de compuestos por la acción
enzimática de los microorganismos. (17)
Fluorogéno: un sustrato que produce como resultado de la activación por una
enzima especifica una fluorescencia final. (17)
Grupo coliforme total: bacterias coliformes de bacilos cortos gram-negativos
que fermentan lactosa y forman ácido y gas son anaerobios facultativos y se
multiplican con mayor rapidez a temperaturas de 30 a 37°C.
(9)
Grupo coliforme fecal: son aquellos microorganismos que crecen y producen
gas a partir de la lactosa en un medio que contiene sales biliares u otros
agentes selectivos equivalentes, incubados a temperaturas de 44 a 45,5°C.
(9)
Laboratorio acreditado: es el laboratorio que asegura resultados contables de
acuerdo al laboratorio de referencia nacional. (10)
Medio diferencial: medio de cultivo que distingue entre grupos de
microorganismos basado en diferencias en sus características biológicas.
(17)
Medio selectivo: medio de cultivo sólido - líquido que contiene sustancias
químicas específicas que permite el desarrollo de un grupo de organismos
específicos, inhibiendo al mismo tiempo el desarrollo de otros. (17)
Método alternativo: método de análisis que demuestra o estima, para una
categoría dada de productos, donde el analito puede ser medido de igual forma
como en el método de referencia. El método puede ser propietario o no
comercial y no necesita cubrir por completo el procedimiento de análisis, que
es, de la preparación de la muestra a los resultados de la prueba. (10)
Método de referencia: método de referencia aprobado por organismos
internacionales en los cuales describe procedimientos que son aplicables al
analito y tipos de muestras que el método alternativo esta interesado en
detectar. (10)
Muestra: la que se tome en el punto de descarga, de manera continua, en día
normal de operación que refleje cuantitativa y cualitativamente el o los procesos
más representativos de las actividades que generan la descarga, durante el
tiempo necesario para completar cuando menos, un volumen suficiente para
que se lleven a cabo los análisis necesarios para conocer su composición,
aforando el caudal descargado en el sitio y en el momento de muestreo. (2)
Número más probable (NMP): expresión estadística que se utiliza para
estimar la cantidad de bacterias coliformes presentes en un volumen de
muestra determinado. (17)
Organismos coliformes fecales (termotolerantes): comprende todos los
bacilos aerobios o anaerobios facultativos, gram negativos, no esporulados que
fermentan la lactosa con producción de ácido y gas a (44.0 ± 1 ºC) en un plazo
de 24 horas. (17)
Parámetro: aquella característica que puede ser sometida a medición. (7)
Turbidez: es la medida de la transparencia de una muestra de agua debido a la
presencia de partículas en suspensión, expresada en NTU. (17)
Valor recomendado: corresponde a la concentración de sustancias o densidad
de bacterias donde no hay riesgo sobre la salud de los consumidores.
(2)
Valor máximo admisible: corresponde a la concentración sustancias o
bacterias a partir de la cual provoca rechazo por parte de los consumidores o
donde existe un riesgo para la salud. A superación de estos valores implica la
toma de acciones correctivas inmediatas.
(2)
Unidades formadoras de colonias (UFC): el numero de microorganismos que
pueden formar colonias en siembra por placa estriada o placa vertida, e indica
el numero de microorganismos viables en una muestra.
(17)
ANEXOS
ANEXO 1
Tabla Nº 19: Índice de NMP y límites de aceptación del 95 por 100 para
distintas combinaciones de resultados positivos y negativos
cuando se emplean diez porciones de 10 ml. (2)
Número de tubos con reacción
Índice
Límites de confianza del
positiva de un total de diez de
NMP/ 100 mL
95% (aproximados)
10 mL cada uno.
Superior
Inferior
0
3.0
0
 1.1
1
1.2
0.03
5.9
2
2.2
0.26
8.1
3
3.6
0.69
10.6
4
5.1
1.3
13.4
5
6.9
2.1
16.8
6
9.2
3.1
21.1
7
12.0
4.3
27.1
8
16.1
5.9
36.8
9
23.0
8.1
59.5
10
23.0
13.5
Infinito
ANEXO 2
Escala de McFarland
Materiales:
10 tubos rosca de 16* 150 mm
Solución de Cloruro de bario al 1% (1.75% p/v)
Solución de Ácido Sulfúrico al 1%
Procedimiento:
Medir y servir en cada tubo los volúmenes que aparezcan en la siguiente tabla.
Tabla Nº 20: Preparación de escala McFarland
Tubo
BaCl2 (mL)
H2SO4
  Bacteriana*108
0.5
0.05
9.95
1.5
1
0.1
9.9
3
2
0.2
9.8
6
3
0.3
9.7
9
4
0.4
9.6
12
5
0.5
9.5
15
6
0.6
9.4
18
7
0.7
9.3
21
8
0.8
9.2
24
9
0.9
9.1
27
10
1.0
9.0
30
ANEXO 3
Tabla Nº 21: Preparación del medio líquido lauril triptosa. (2)
Inóculo
Cantidad de medio
Volumen del medio
Medio liquido de LST
mL
en el tubo
+ inóculo (mL)
deshidratado necesario
(mL)
(g/L)
1
10 o más
11 o más
35.6
10
10
20
71.2
10
20
30
53.4
100
50
150
106.8
100
35
135
137.1
100
20
120
213.6
ANEXO 4
Cuadro Nº 6: Valores máximos admisibles para la calidad microbiológica del
agua potable según la norma salvadoreña obligatoria
NSO
13.07.01:97. (3)
VALOR MÁXIMO ADMISIBLE
PARAMETRO
TÉCNICA
FILTRACIÓN
TUBOS
PLACA
POR MEMBRANA
MULTIPLES
VERTIDA
0 UFC/100 mL
1.1 NMP /100 mL
coliformes fecales
0 UFC /100 mL
Negativo
Escherichia coli
0 UFC/ 100 mL
Negativo
50 UFC/ mL max
-
Bacterias
coliformes totales
Bacterias
Conteo de
Bacterias
heterótrofas
Organismos
patógenos
Ausencia
100 UFC/ mL
ANEXO 5
Figura Nº 1: Esquema de la prueba completa para la detección de coliformes
totales. (16)
ANEXO 6
I.
II.
III.
IV.
V.
VI.
VII.
VIII.
IX.
X.
XI.
XII.
XIII.
XIV.
XV.
XVI.
XVII.
Figura Nº 2.
Esquema de la prueba de coliformes totales, fecales y
Escherichia coli utilizando un medio fluorogénico (caldo
LMX). (16)
ANEXO 7
Tabla Nº 22: Resultados del ensayo para reproducibilidad del método
fluorogénico realizado por el analista 1.
[]
Inóculo
UFC/mL
3
3x10
Repetición 1
Nº de tubos
positivos
10
Repetición 2
Nº de tubos
positivos
10
Repetición 3
Nº de tubos
positivos
10
Repetición 4
Nº de tubos
positivos
10
Repetición 5
Nº de tubos
positivos
9
30
10
10
10
9
10
9
10
10
10
9
-1
3x10
Tabla Nº 23: Resultados del ensayo para reproducibilidad del método
fluorogénico realizado por el analista 2.
[]
Inóculo
UFC/mL
3
3x10
Repetición 1
Nº de tubos
positivos
10
Repetición 2
Nº de tubos
positivos
10
Repetición 3
Nº de tubos
positivos
10
Repetición 4
Nº de tubos
positivos
10
Repetición 5
Nº de tubos
positivos
10
30
9
10
10
10
10
9
10
10
10
9
-1
3x10
Tabla Nº 24: Resultados del ensayo para reproducibilidad del método
fluorogénico realizado por el analista 3.
[]
Inóculo
UFC/mL
3
3x10
Repetición 1
Nº de tubos
positivos
10
Repetición 2
Nº de tubos
positivos
9
Repetición 3
Nº de tubos
positivos
10
Repetición 4
Nº de tubos
positivos
10
Repetición 5
Nº de tubos
positivos
10
30
9
10
10
10
10
10
10
10
10
9
-1
3x10
ANEXO 8
Cuadro Nº 7: Hoja de trabajo para realizar diluciones del inoculo para llevarlo a
un nivel de concentración determinado.
Laboratorio de Control de Validación de la prueba de coliformes totales y
Calidad Microbiológico.
fecales por la técnica de tubos múltiples
CENSALUD
utilizando un medio fluorogénico.
Universidad de El
Cálculos de la Precisión
Salvador
Fecha de análisis: 29 - Noviembre - 2007
Concentración de Bacterias:
Diluciones de la Muestra:
3x103 UFC/mL
ANEXO 9
Cuadro Nº 8: Ejemplo de hoja de cálculos para determinar precisión, utilizando
valor de media y desviaciones estándar calculadas usando el
programa estadístico SPSS v. 14.0.
Laboratorio de Control de Calidad
Microbiológico.
CENSALUD
Universidad de El Salvador
Validación
de
la
prueba
de
coliformes totales y fecales por la
técnica de tubos múltiples utilizando
un medio fluorogénico.
Cálculos de la Precisión
Fecha de análisis: 29 - Noviembre - 2007
Fecha de tabulación y realización de cálculos: 12 de diciembre 2007
Concentración de Bacterias: 3x103 UFC/mL
Tabular en programa estadístico los
logaritmo base 10
valores de NMP transformados a
N de repetición
N de tubos
positivos
Valor de NMP/100 mL
1
2
3
4
5
10
10
10
10
10
23.01
23.01
23.01
23.01
23.00
Log base 10 NMP/100
mL
y
1.3619
1.3619
1.3619
1.3619
1.3617
Valor de media y desviación estándar calculados usando el programa
estadístico SPSS.
 de inoculo
UFC/mL
3
3x10
n
5
y
1.361860
Sr
0.0000894
Calcular el CV % utilizando los valores de media y Sr obtenidos del programa:
CVr (%) = (0.0000894/1.361860)x100
CVr (%) = (0.0000066) x 100
CVr (%) = 0.0066
ANEXO 10
Cuadro Nº 9: Hoja de resultados de la prueba t Student para evaluar exactitud
calculado utilizando el programa estadístico SPSS v. 14.0 eng.
for Windows.
Notes
12-DIC-2007 11:17:44
Output Created
Comments
Input
Data
C:\WINDOWS\Escritorio\verdadera exactitud.sav
Filter
<none>
Weight
<none>
Split File
<none>
N of Rows in
Working Data File
Missing Value
Handling
Definition of
Missing
User defined missing values are treated as missing.
Cases Used
Statistics for each analysis are based on the cases with no missing or outof-range data for any variable in the analysis.
T-TEST
PAIRS = Fluorocult WITH LST (PAIRED)
/CRITERIA = CI (.95)
/MISSING = ANALYSIS.
Syntax
Resources
9
0:00:00.00
Elapsed Time
[DataSet1] C:\WINDOWS\Escritorio\exactitud.sav
Paired Samples Statistics
Mean
Pair 1
N Std. Deviation Std. Error Mean
Método Alternativo 1.361878 9
.0000667
.0000222
Método Referencia 1.361856 9
.0000882
.0000294
Paired Samples Test
Paired Differences
Mean
Método Alternativo
Pair
.0000222
- Método
1
Referencia
Std.
Deviation
.0000667
Std. Error
Mean
.0000222
95% Confidence Interval
of the Difference
t
Lower
Upper
-.0000290
.0000735 1.000
df
8
Sig. (2tailed)
.347
ANEXO 11
Cuadro Nº 10: Ejemplo de hoja de resultados de la prueba t Student para
reproducibilidad proporcionado por el programa estadístico
SPSS v. 14.
One-Sample Statistics
N
Mean
Std. Deviation Std. Error Mean
concentración media
5 1.361860
Analista 3
.0000894
.0000400
One-Sample Statistics
N
Mean
Std. Deviation Std. Error Mean
concentración alta
5 1.361900
Analista 2
.0000000
.0000000
One-Sample Statistics
N
Mean
Std. Deviation Std. Error Mean
concentración baja
5 1.361820
Analista 1
.0001095
Syntax MEAN
/VAL = 0
/MISSING = ANALYSIS
/VARIABLES = Fluorocult
/CRITERIA = CI(.95) .
.0000490
ANEXO 12
Tabla Nº 25: Puntos porcentuales de la distribución t. (16)
ANEXO 13
Certificados de calibración de equipos realizados por el Laboratorio de
Metrología Legal del CONACYT.
ANEXO 14
Certificados de calibración de material realizados por el Laboratorio de
Metrología Legal del CONACYT.
ANEXO 15
Ensayos fluorogénicos para determinación de coliformes totales, fecales y
Escherichia coli.
Fig. 3. Viraje de color de caldo LMX a 24 h.
de incubación con E. coli.
Fig. 5. Prueba de límite de detección.
Fig. 4. Fluorescencia de E. coli en caldo LMX.
Fig. 6. Formación de gas en caldo LMX por
acción de E. coli.
Fig. 7. Formación de anillo indolico
en caldo LMX.
Fig. 8. Ensayos de precisión para método
de NMP.
Fig. 9. Falsos negativos para NMP.
Fig. 10. Confirmación de E. coli por formación
de anillo indolico.
Fig. 11. Fluorescencia para ensayo de falsos
negativos.
Fig. 12. Ensayos de exactitud para método.
NMP.
Fig. 13. Pseudomona aeruginosa en caldo
Fluorocult para exclusividad.
Fig. 15. Enterobacter cloacae en Fluorocult
para inclusividad del método.
Fig. 14. Ausencia de fluorescencia para
ensayo de exclusividad.
Fig. 16. Ausencia de fluorescencia para
ensayo de inclusividad.
ANEXO 16
Ensayos convencionales para determinación de coliformes totales,
fecales y Escherichia coli.
Fig. 17. Prueba presuntiva (+) para coliformes
en caldo LST.
Fig. 18. Prueba confirmativa (+) para
coliformes en caldo BRILLA.
Fig. 19. Prueba para coliformes fecales
en medio EC.
Fig. 20. Resultados falsos negativos para el
método convencional.
ANEXO 17
Calibración de equipos y cristalería desarrollados por el Laboratorio
Nacional de Metrología Legal
Fig. 21. Calibración de baño María.
Fig. 22. Medición de temperatura de baño María.
Fig. 23. Calibración de incubadora de
Laboratorio de Aguas CENSALUD.
Fig. 24. Medición de temperatura de incubadora.
Fig. 25. Calibración de estufas.
Fig. 26. Calibración de balanza granataria.
Fig. 27. Patrones de peso para calibración de
balanzas.
Fig. 28. Indicador biológico para calibración
de autoclave.