Ver/Abrir - Biblioteca CUCBA UdeG

084481343
1991-B
de
q¡nive•u.idad
Guadafa¡a'la
FACULTAD DE CIENCIAS BIOLOGICAS
EVIDENCIAS 1'\\.0Rf'OLOGlCAS Y CITOLOGICAS DE
AGAMOSPERMIA EN MORFOESPECIES DE Üpuntia SPP.
TESIS PROFESIONAL
QUE PARA OBTENER EL TITULO DE
LICENCIADO EN BIOLOGIA
P
R
E
S
E
N
T
A
MARCELINA GARCIA AGUILAR
GUADALAJARA, JAL.
ENERO DE 1994
UNIVERSIDAD DE GUADALAJARA
FACULTAD DE CIENCIAS BlOLOGJCAS
EVIDENCIAS MORFOLOGICAS Y CITOLOGICAS DE AGAMOSPERMIA
EN MORFOESPECIES DE Opuntia spp.
PRESENTADO POR :
MARCELINA GARCIA AGUILAR
DIRECTOR DE TESIS :
DR. EULOGlO PIMIENTA BARRIOS.
DEDICATORIAS
A MI MADRE
Por que con ternura me heredo el valioso ejemplo de trabajo,
dedicación y lucha constante que constituyo el mayor estimulo durante
las etapas difíciles de mi carrera.
A TI MIL GRACIAS
A MI PADRE
Por el cariño, apoyo y confianza que me ha demostrado toda la
vida.
A MIS HERMANAS
Elu y Mary por el estimulo, apoyo y comprension que siempre me
han brindado.
A MIS AMIGOS
Alex, carmen, Gaby, Martín, serqio, Andres, May, Fausto, Gabriel,
Ramón,
Ricardo,
Irma,
Jacqueline,
Mary,
Fely,
Alma,
formar parte de la etapa más maravillosa de mi vida:
LA DE ESTUDIANTE
y
Silvia por
AGRADECIMIENTOS
Al Dr. Eulogio Pimienta Barrios por la confianza y apoyo que me brindo'
durante la excelente direccion de este trabajo.
A mis compañeras de laboratorio muy especialmente a Magda, Celia y
Susy por demostrarme su amistad incondicional en todo momento.
Al biól. Francisco Garza Briseño por su ayuda en la realización de
este trabajo.
A
la
QFB
Noemi
Jimenez
Reyes
por
su
aporte
en
la
toma
de
microfotografias.
Al
Ing.
Miguel
de
Santiago
elaboracion de las figuras.
Ramirez
por
su
colaboracion
en
la
CONTENIDO
SECCION
PAGINA
l. INTRODUCCION. . . . . . . . . . . . . . . . . • . . . . • . • • . . . . . . . . . . . . . . . . . .
1
2 . ANTECEDENTES. . . . . . . . . . . . . . . • . . . . . . • . • . . . . . . . . . . . • . . . . . . .
2
2.1 Descripción del Género Opuntia.......................
2
2. 2 La Flor. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . • . • . . . . . . . . . . . . . . . . . •
4
2.3 Diferenciación del Megasporangio.....................
5
2. 4 Desarrollo del Saco Embrional........................
9
2.5 Megasporogenesis y Megagametogenesis
del Género Opuntia. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
11
Fase Progámica. . . . . . . . . . . . . . . . . . . • • . . . . . . . . . . . . . . . . . .
12
2.6.1 Mecanismos de polinización....................
13
2.6.2 Interacción polen estigma.....................
14
Fecundación del Saco Embrional.......................
16
2.8 Polinización y Fecundación en Opuntia.. ........... ...
18
2. 9 Embriogenesis........................................
19
2.10Agamospermia .......................................•
20
2.10.1 Formas de agamospermia.......................
21
2.10.2 Tipos de agamospermia........................
22
3. HIPOTESIS...............................................
25
4 . OBJETIVOS. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
25
5. MATERIALES Y METO DOS. . . . . . . . . . . . • . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
26
5.1 Descripción del Area de Estudio......................
26
VÍ. 6
vi2.7
5.2 Colecta de Semillas y Evaluación de
la Expresión Morfologica de Agamospermia............
26
5.3 Estudio Citológico del Origen Celular de
Embriones Adventicios...............................
27
5.4 Interpretación y Analisis de los Resultados..........
31
5.4.1 Estudio citológico................... ...•. ....
31
6. RESULTADOS..............................................
34
6.1 Evaluación de la Germinación y la Presencia
de Poliembrionía en Semillas de Nopal...............
34
6.2 Ontogenia del Desarrollo del Saco Embrional..........
39
6.3 Citologia de Agamospermia............................
42
7. DISCUSION. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
45
7.1 Evidencias de Poliembrionía..........................
45
7.2 Desarrollo del Ovulo, Saco Embrional
y Embriones Agamospermos... . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
47
8. CONCLUSIONES .................... • . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
53
9. BIBLIOGRAFIA............................................
54
INDICE DE CUADROS Y FIGURAS
PAG.
FIGURA l.
ESQUEMA DE DIFERENTES TIPOS DE OVULOS
DE ANGIOSPERMAS. . . . . . . . . . . . • . . . . . . . . . . . . . . . . . . • . . . .
FIGURA 2.
REPRESENTACION ESQUEMATICA DE UN OVULO
TENUINUCELADO A) Y DE UN OVULO CRASSINUCELADO B) ...
FIGURA 3.
7
8
REPRESENTACION ESQUEMATICA DE LOS DIFERENTES
TIPOS DE GAMETOFITO FEMENINO MODIFICADO DE
FOSTER Y GIFFORD, 1974 Y NIEMBRO, 1988........ ... ..
FIGURA 4.
DIFERENTES ESTADIOS DE DESARROLLO DE LA
YEMA FLORAL (E 1
-
E5 ) Y FRUTO (E 6
-
E7 ) EN
Opuntia spp.......................................
FIGURA 5.
FIGURA 6.
MODOS DE REPRODUCCION AGAMOSPERMATICA . . . . . . . . . . . . .
33
35
PORCENTAJE DE POLIEMBRIONIA DE MORFOESPECIES
DE SOLAR, CULTIVADAS Y SILVESTRES.................
FIGURA 8.
30
PORCENTAJE DE GERMINACION DE SEMILLAS DE
MORFOESPECIES DE Opuntia spp....... .... ....... ... .
FIGURA 7.
10
38
DIFERENTES ESTADIOS DE DESARROLLO DEL OVULO
Y MEGASPOROGENESIS EN Opuntia spp.. . . . . . . . . . . . . . . .
40
FIGURA 9.
SACO EMBRIONAL MADURO Y EMBRIONES APOMICTICOS
EN Opuntia spp....................................
CUADRO l.
NUMERACION CORRESPONDIENTE A LAS MORFOESPECIES
DE SOLAR, CULTIVADAS Y SILVESTRES.................
CUADRO 2.
43
28
PORCENTAJE DE POLIEMBRIONIA Y PORCENTAJE DE
NUMERO DE PLANTULAS DIFERENCIADAS POR SEMILLA DE
MORFOESPECIES DE SOLAR, CULTIVADAS Y SILVESTRES...
36
l. INTRODUCCION
La frecuencia con que ocurren las hibridaciones naturales entre
las especies de Opuntia al ser visitadas por polinizadores comunes
(Pimienta, 1990b; Garcia, 1984), ha originado la formación de híbridos
aloploides
(Gibson y Nobel,
1986)
lo cual se ha acompañado de un
aumento en el número de cromosomas
interespecificos
por
lo
común
(poliploidias).
originan
Estos híbridos
plantas
que
presentan
esterilidad sexual, debida ha fallas en el apareamiento cromosómico
durante la meiosis y se expresa a través de la formación de polen,
ovocélulas y semillas estériles o semiestériles (Grant,
1989). Por
otro lado se consigna que en este tipo de híbridos aloploides es común
el
fenómeno
reproductiva
de
de
agamospermia
escape
a
la
o
apomixis
esterilidad
como
sexual.
una
estrategia
Esta
estrategia
reproductiva consiste en la formación de embriones asexuales
(sin
fecundación), lo que permite la estabilización y reproducción de los
genotipos híbridos,
compensando la esterilidad sexual y
otorgando
ventajas a la propagación de los mismos (Grant, 1989).
Estudios
realizados
en
diferentes
especies
de
Opuntia
han
revelado evidencias morfologicas de agamospermia que se manifiesta con
la formación de más de un embrión por semilla (poliembrionía) (Ganong,
1898;
Pérez,
1993);
sin
embargo
el
origen
citológico
de
estos
embriones adicionales ha sido poco estudiado (Naumova, 1978). En el
presente trabajo se pretende caracterizar la expresión morfológica y
citológica del fenómeno de agamospermia en algunos miembros del género
Opuntia.
1
2. ANTECEDENTES.
2.1. Descripción del Género Opuntia:
Los miembros del género Opuntia son plantas arborescentes,
arbustivas o rastreras. sus ramas son erectas, extendidas o postradas
formadas por artículos globosos, claviformes, cilíndricos o aplanados
(cladodios), muy carnosos o leñosos. La epidermis de los tallos está
revestida de una cutícula gruesa que protege a la planta de la pérdida
de agua.
Poseen aréolas axiales con espinas,
pelos,
glóquidas y a
veces glándulas; generalmente las aréolas de la parte superior son
productoras de flores (Bravo, 1978).
Las hojas del nopal se diferencian durante el desarrollo de
los
cladodios
jóvenes,
después,
las
hojas
se
desprenden
y
son
reemplazadas por espinas, que son hojas modificadas esclerificadas, lo
que contribuye a reducir la pérdida de agua por transpiración foliar
(Pimienta, 1990a). El proceso fotosintético se realiza en los tallos
verdes (Benson,
1963) cuya epidermis posee baja densidad de estomas
que se encuentran hundidos en criptas estomáticas considerándose esta
modificación anatómica como una adaptación a la aridez .
En algunas especies en las células epidermales de la corteza
se encuentra una capa de cristales de oxalato de calcio (drusas)¡ la
cual
es refractaria y
disminuye
la absorción de energía
luminosa
(Jacobsen, 1960) . Debajo de la epidermis se localiza el clorénquima
cuya función principal es llevar a cabo la fotosíntesis. En la parte
interna se encuentra la médula formada por células de parénquima que
2
funcionan como almacén de agua y son las que imparten el caracter de
suculencia al nopal.
En el clorénquima y el parénquima medular se diferencian
células productoras de mucílago, el cual se encuentra también en la
cáscara de los frutos, ya que anatómicamente la cáscara es un tallo
modificado (Pimienta y Engleman, 1985).
En la mayoría de las especies de Opuntia la floración se
presenta durante los meses de marzo a
flores son
aréola.
junio (Pimienta 1990a).
sus
hermafroditas, por lo general se diferencian una por cada
La flor presenta ovario ínfero,
unilocular en el cual se
diferencian numerosos óvulos dispuestos en placentación parietal. El
perianto es regular, con segmentos exteriores verdes o más o menos
coloridos, estambres numerosos y más cortos que los pétalos, además
posee un estilo único con lóbulos del estigma cortos (Bravo, 1978).
La diferenciación floral ocurre el mismo año en el que el
fruto se desarrolla,
las flores abren únicamente de dia,
y en
la~
primeras horas ocurre la dehiscencia de las anteras (Rosas, 1984). Las
primeras flores y las intermedias en la estación son no autógamas y
forman frutos gracias a
flores
tardías
por el
la visita de insectos polinizadores,
contrario son autógamas.
En
las
las
flores de
algunas especies de Opuntia no se detecta la presencia de nectarios,
ésto probablemente por la necesidad de conservar humedad
(Grant y
Hurd, 1979).
Las
miembros
de
especies
la
familia
del género Opuntia
Cactaceae
3
se
al
igual
caracterizan
que
por
en otros
presentar
metabolismo
ácido
crasuláceo
(CAM) ;
en
este
fijación de co2 ocurre durante la noche,
cierran durante el día.
tipo
de
plantas la
debido a que los estomas
Este tipo de metabolismo resulta
en
una
ganancia neta de carbón con una pérdida mínima de agua por evaporación
(Kluge y Ting, 1978).
2.2. La Flor.
La flor es una yema corta y especializada que tiene cuatro
clases de hojas modificadas, sépalos, pétalos, estambres y carpelos
adheridos al extremo del tallo llamado receptáculo. Los sépalos forman
el grupo más externo de hojas florales.
Típicamente son verdes o
verdosos y de textura más o menos foliácea. Estos cubren y encierran
a las otras partes florales antes que la flor abra, protegiendo de
lesiones a las partes internas. A todos los sépalos colectivamente se
les llama cáliz (Cronquist, 1987).
Los
pétalos
forman
el
segundo
grupo
de
hojas
florales
(corola). Típicamente son coloreados y atraen insectos o aves a las
flores. Los pétalos generalmente se encuentran en el mismo número que
los sépalos y también por lo común en una espiral tan cerrada que
parecen formar un solo circulo (Cronquist,
1987). A la corola y el
cáliz colectivamente se les llama perianto.
Los estambres son los órganos masculinos de la flor.
Cada
estambre consiste de un filamento delgado y una antera terminal con
dos sacos polínicos unidos por una prolongación del filamento.
El
número de estambres es variable en los diferentes tipos de flores,
4
colectivamente se le llama androceo (Esau, 1976).
Los carpelos o pistilos son los organos femeninos de una
flor y constituyen el gineceo (Esau, 1977), comunmente se les llama
pistilo y esta formado por tres partes visibles exteriormente: el
ovario,
el estilo y el estigma.
El ovario situado en la base del
carpelo contiene los óvulos. El estigma es la superficie receptiva del
polen y consiste de una superficie de células especializadas que estan
en
contacto
con
el
tejido
estilar,
el
estigma
puede
proveer
nutrimentos al polen y orientar el crecimiento del tubo polínico
(Flores, 1989) .
2.3. Diferenciación del Megasporangio.
El primordio ovular surge por la proliferación de células
debajo de la epidermis del tejido de la placenta (Buell,
1952). El
óvulo es la estructura en la que se lleva a cabo la meiosis y la
formación de la espora, funcionalmente corresponde a un megasporangio
(Foster y Gifford, 1974) y se distingue por presentar la forma de una
protuberancia
cónica
con
una
ápice
redondeado.
En
el
ápice del
funículo se diferencian los primordios de los tegumentos y de la
nucela
(Johri
y
Bhatnagar,
1973),
lo
cual
se
acompaña
por . un
crecimiento vigoroso del lado exterior. Los tegumentos se inician por
divisiones periclinales en la epidermis, apareciendo primeramente los
rudimentos del tegumento interno, seguido posteriormente por los del
tegumento
externo
(Schroeder,
1952),
sirven
para
proteger
el
desarrollo del saco embrional asegurando una compresión alrededor de
él
{Rost et al.,
1988).
Durante
la maduración de
5
la
semilla los
tegumentos sufren varias modificaciones estructurales,
como pueden
ser, cambios en su contenido celular y la estructura de la pared, o la
destrucción de algunos o todos los estratos tegumentarios originales.
En durazno
(Prunus persica)
las
células del
tegumento
externo e
interno acumulan almidón durante el desarrollo del óvulo, hasta la
fertilización,
después
progresivamente y
1991).
ambos
de
la
fertilización
tegumentos
el
degeneran
almidón
(Arancha
desaparece
y
Herrero,
En el ápice del tegumento interno se presenta una abertura
estrecha en forma de canal llamada micrópilo.
Al momento final de su diferenciación el óvulo puede tomar
una posición erecta señalando la base del estilo (óvulo ortótropo), o
bien invertida con el micrópilo del óvulo del lado opuesto a la base
del estilo (óvulo anátropo), o bien en posiciones intermedias a éstas
(campilótropo, hemianátropo, anfítropo y circinótropo),
1939; Niembro, 1988; Kapil y Vasil, 1963)
(Archibald,
(Fig. 1).
El óvulo también varía en el tamaño de la nucela, con una
nucela abundante es llamado crasinucelado y con una escasa nucela es
llamado tenuinucelado. La condición crasinucelada se ha reportado en
plantas donde la célula arquesporial sufre una división periclinal y
produce una célula parietal y el megasporocito (Buell,1952; Schroeder,
1952). En tanto que en óvulos tenuinucelados, la célula arquesporial
funciona directamente como el megasporocito
Greene, 1984)
(Fig. 2}.
. 6
(Crane y Carman,
1987,
TI
SE
---,1-1-~-1
NU
--lr--'~-
o
e
E
FIGURA 1. Esquema de diferentes tipos de óvulos de angiospermas. A,
Ortótropo;
B,
Anátropo;
Anfítropo;
Sporne, (1974)
C,
Campilótropo;
citado
por
Foster
D,
y
Hemianátropo;
Gifford
(1974).
E,
F,
circinótropo (Archibald, 1974). Te, tegumento externo; Ti, Tegumento
interno; Mi, micrópilo; Nu, nucela; SE, saco embrional; Fu, funículo;
RC, región calazal.
7
FIGURA 2. Representación esquemática de un óvulo tenuinucelado A) y de
un óvulo crasinucelado B) mostrando la célula madre .de la megáspora
(CMM), la cual en el caso primero se encuentra debajo de la epidermis
nucelar
(EN)
y en el segundo caso esta profundamente inmersa en la
nucela(N). T, tegumentos; E, epidermis (Adaptado por Foster y Gifford,
1974).
8
2.4 Desarrollo del Saco Embrional.
La división rneiótica del rnegasporocito (célula madre de la
rnegaspora) se considera corno el primer evento en el desarrollo de la
semilla. Corno resultado de esa división se produce en la nucela una
hilera de cuatro células llamadas rnegasporas (George et al., 1979). El
saco embrional puede desarrollarse a partir de una de las rnegasporas
(desarrollo rnonospórico},
Polygonurn
y
Oenothera;
como es el caso del saco embrional tipo
a
partir
de
dos
rnegasporas
(desarrollo
bispórico} como el tipo Allium y Endyrnion, o presentar un desarrollo
tetrasporico
como
el
tipo Adoxa,
Fritillaria y
Penaea
(Foster y
Gifford, 1974; Haig, 1990} los cuales son representados en la Figura
3.
En especies de angiospermas la forma más común de desarrollo del
saco embrional es del tipo Polygonurn (Johri y Bhatnagar, 1973}, en el
que la rnegaspora más alejada del micrópilo o la que se encuentra del
lado de la calaza es la célula funcional
y sufre tres divisiones
rnitóticas que dan origen a un estadio octanúcleado, organizados en
cuartetos
opuestos.
Tres
de
los
núcleos
del
polo
micrópilar
se
diferencian corno células y constituyen el aparato huevo (Buttrose y
Sedgley, 1979} que consiste del gameto femenino o célula huevo, y a
sus
costados
las
dos
células
sinérgidas.
Las
características
G
citológicas que distinguen a la célula huevo de las células sinérgidas
incluye el núcleo
localizado en
la porción calazal y
la vacuola
localizada en la región rnicrópilar de la célula (George et al., 1979},
en contraste con las células sinérgidas
9
TIP'O
I
M
o
N
o
S
P'
o
R
I
e
o
B
1
S
P'
o
R
1
e
o
T
E
T
R
A
S
P'
o
R
1
e
o
FIGURA
MEIOSIS
II
SACO
EMBRIONAL
MITOSIS
1
Ill
II
e 8 o o C) ®
Q 8 ou ®
e oo ®
r-..
........
.........
TIP'O
P'OLYGONUM
OENOTHERA
...._.
...._.
...._.
.........
ALLIUM
(J
Q o
...._.,
g
o ®
o o o (!)
o () o (J dJ
oo o ~
(:/·.·.·
\ .·.
ENDYMION
ADOXA
FR:ITILLARIA
P'ENAEA
-_. ~
3.
REPRESENTACION
ESQUEMA TI CA
DE
LOS
DIFERENTES
TIPOS DE
GAMETOFITO FEMENINO MODIFICADO DE FOSTER Y GIFFORD, 1974 Y NIEMBRO,
1988.
10
quienes presentan el núcleo en la región micropilar sobre la vacuola
que se localiza en la zona de la calaza (Smith 1956). En el extremo
opuesto del saco embrional tres de los cuatro núcleos se diferencian
como las células antípodas que pueden ser efímeras y desintegrase
rápidamente {Tukey, 1933; Sehgal y Gifford, Jr, 1979). Los dos núcleos
restantes emigran al centro y llegan a fusionarse formando la célula
central binucleada o célula madre del endospermo,
cuyo citoplasma
contiene plastidios y pueden estar llenos de almidón. De esta manera
se forma un saco embrional maduro de siete células, aunque en Arachis
hypogaea el saco embrional maduro consta solamente de la célula huevo
y
célula
binucleada
ya
que
las
células
sinérgidas
y
antipodas
degeneran durante su crecimiento {Smith, 1956).
2.5. Megasporogenesis y Megagametogenesis del Género
Opuntia.
El óvulo surge como una pequeña protuberancia sobre la
placenta,
la cual se elonga y forma el funículo.
En especies de
Opuntia, el funículo gira vuelta y media alrededor de él formando un
arilo o tercer tegumento que no es parte de la testa en la semilla
madura (Buxbaum, 1950) y por la cual se ha llamado óvulo circinótropo
(Archibald,
1939).
característica
Flores
funícular
y
es
Engleman
una
(1976)
adaptación
mencionan
ecológica
que
que
esta
otorga
protección a la semilla, especialmente cuando se alcanzan temperaturas
altas en el suelo.
11
En estadios tempranos de Opuntia aurantiaca se observa la
célula madre de la megaspora, hundida en el tejido nucelar. Es común
observar dos o más megasporocitos en la nucela (Tiagi, 1954), pero
sólo uno de ellos se divide para formar la tétrade de megasporas que
darán origen al
saco embrional.
La célula madre de
la megaspora
produce dos células diadas y ocasionalmente es observable la formación
de la tétrade de megasporas de las cuales la calazal es la que se
divide y pasa por estadios binucleado, tetranucleado y octanucleado,
para
posteriormente dar
organizacion
del
tipo
origen al
Polygonum
saco embrional
(Chopra,
1957;
maduro
Tiagi,
con una
1954) .
En
Cactáceas el saco embrional es alargado y sigue la curvatura de la
nucela. Dentro de éste se observa una vacuola con la ovocélula, las
dos
células
ausencia de
Flores
y
sinérgidas y
los
núcleos polares,
las células antípodas
Engleman,
1976),
(Engleman,
posiblemente
por
siendo
1960;
que
notable la
Flores,
se
1973;
desintegran
inmediatamente después de que se forman como ocurre en Prunus avium
(Tukey, 1933).
2.6. Fase Progámica.
El
proceso
de
la
dehiscencia de las anteras,
reproducción
sexual
que da origen a
inicia
con
la
la liberación de los
microgametofitos (granos de polen) que se encuentran contenidos en los
microsporangios de las anteras.
En la mayoría de las familias la
dehiscencia ocurre longitudinalmente a lo largo del estomio o surco,
situado a cada lado de la antera, entre ambos miembros de cada par de
12
esporangios {Flores, 1989). La dehiscencia de las anteras se inicia
pocas horas depués de la apertura de la flor (Sehgal y Gifford, Jr,
1979) y ocurre usualmente durante el dia, aunque la dehiscencia puede
ocurrir
también
en
flores
cerradas
mediante
un
proceso
llamado
cleistogamia que permite la formación de algunas semillas, cuando las
condiciones
ambientales
son
dificiles;
sin
embargo,
se
evita el
mecanismo normal de entrecruzamiento por medio de polinización cruzada
(Percival, 1969). En Dianthus la polinización cruzada esta favorecida
por
la maduración de
las anteras antes de que
la superficie del
estigma llegue ha ser receptiva (Buell, 1952).
2.6.1 Mecanismos de polinización.
Polinización se define como la transferencia de granos
de
polen del centro de producción, situado en los microsporangios de las
anteras,
a
la superficie receptiva del estigma {Kapil y Bhatnagar,
1975). La tranferencia de polen se lleva a cabo a través de agentes o
vectores bióticos insectos, pájaros, murciélagos, etc.) y abióticos
(como
las corrientes de aire,
la gravedad,
y
el
agua)
(Foster y
Gifford, 1974; Cronquist, 1987).
La polinización biótica es más selectiva que la abiótica, ya
que generalmente los insectos polinizadores presentan preferencia por
determinado tipo de flores,
establecida principalmente a través de
atrayentes como el polen, néctar y color de los pétalos
1982).
13
(Linskens,
La polinización abiótica se lleva a cabo principalmente por
el viento, y las especies vegetales que llevan a cabo este tipo de
polinización producen una mayor cantidad de granos de polen que las
especies polinizadas por insectos (Cronquist, 1987). Se menciona que
más del 90% de plantas que producen flores son polinizadas por el
viento, sin embargo en especies frutales de importancia económica, la
mayoría son polinizadas por insectos (Griggs, 1970).
La eficiencia biológica de.la polinización es definida en
parte, por la receptividad del estigma y la viabilidad del polen que
se deposita en éste.
La condición fisiológica
(viabilidad)
granos de polen es afectada por los factores ambientales,
de los
factores
genéticos y por la condición fisiológica de la planta. La sensibilidad
del grano de polen a factores ambientales,
afecta la expresión del
esfuerzo reproductivo, lo cual a su vez puede ser un factor importante
en la distribución geográfica y ecológica de las especies nativas y
cultivadas (Pimienta, 1990b).
2.6.2. Interacción polen estigma.
Los estigmas de plantas con polinización cruzada pueden
recolectar polen de muchas plantas diferentes.
La
germinación de
granos de polen se lleva a cabo en la superficie receptiva del estigma
que puede presentar una copiosa secreción
(estigma húmedo,
o
una
secreción muy limitada (estigma seco). El exudado de los
estigmas humectas contiene aminoácidos, lípidos, polifenoles, taninos,
antioxidantes, proteínas y variedad de alcaloides que puede servir de
14
alimento
a
los
pájaros,
abejas,
múrcielagos
y
moscas,
asi
como
nutriente para algun tipo de polen (Linskens, 1974., cit. por Flores,
1989). Poco tiempo después de que arriba el polen al estigma,
las
células papilares del estigma se colapsan y el citoplasma de estas
células inicia la senescencia liberando su contenido, el cual estimula
la germinación del polen (Uwate, 1980, citado por Pimienta, 1990b).
La germinación del polen se inicia con la activación de su
metabolismo, ya que ocurren incrementos en su actividad respiratoria,
sintesis
de
proteina
y
RNA
(Leopold
y
Kriedemann,
1975) .
La
desintegración de las células del tapetum puede liberar una serie de
sustancias proteicas que pueden
ser reconocidas por proteinas del
®
estigma lo que permite la germinación del polen y la penetración del
tubo polinico dentro del estilo, el exudado estigmático maduro actua
simplemente como un medio eficiente para la germinación del polen,
aunque
también
interviene
autoincompatibilidad
en
(Herrero
parte
en
Dickinson,
y
la
respuesta
1980).
El
de
polen
incompatible puede elongarse pero no germinar, puede formar un tubo
corto que no penetra en el estigma,
inicial que es detenida por una
o puede
ocurrir
barrera de calosa
penetración
formada en la
epidermis del estigma, las reacciones de incompatibilidad proteica que
ocurre entre el polen y el estigma, se conoce como un mecanismo de
control de inhibición del polen en especies que son autoincompatibles,
i.e., plantas en las cuales el polen no germina en el estilo de la
misma flor, o sobre los estigmas de otras flores en la misma planta
(Lersten, 1980; Aguilar y Pimienta, 1985).
En algunas especies la interacción polen-pistilo ocurre en
15
el estilo, donde los tubos polínicos secretan enzimas que interactuan
con
proteínas
incompatibles,
secretadas
por
las
células
del
es ti lo.
Los
tubos
detienen su crecimiento por las reacciones químicas
adversas o por que simplemente no son capaces de tomar nutrimentos
provenientes del estilo (Lersten, 1980).
El tubo polínico posee una pared celular ordinaria que crece
rápidamente en el ápice,
en donde se concentra el protoplasma y a
medida que crece el tubo polinico, va cerrando las partes viejas del
tubo con bloques de calosa (Kapil y Bhatnagar, 1975).
2.7. Fecundación del Saco Embrional.
Mientras crece el tubo polínico, la célula generatriz que se
encuentra. en su interior se divide por mitosis y forma dos células
espermáticas,
trinúcleado,
aunque
en
algunas
plantas
las células espermáticás se
que
forman
producen
polen
antes de que
las
anteras liberen el polen (Rost et al., 1988).
Cuando el tubo polínico entra al ovario, la superficie del
tejido de trasmición placental esta cubierto por papilas que guían al
tubo polínico a la abertura micropilar (Buell, 1952). Sin embargo, el
mecanismo de penetración del tubo poliníco difiere entre las plantas,
lo más común es la penetración porogámica en la que el ápice del tubo
polínico entra por el micrópilo y empuja a través del tejido nucelar
hasta que alcanza el aparato huevo del saco embrional (Buell, 1952;
Arancha y
Herrero,
1991).
En algunas
especies el
ápice
del
tubo
penetra por el lado de la cálaza del óvulo y continua su desarrollo a
16
lo largo de la superficie del saco
embrional antes de alcanzar el
aparato huevo, este caso se designa como "calazogamia"; una tercera
variante de penetración es llamada "mesogamia", que consiste en que el
ápice del tubo polínico penetra lateralmente por los tegumentos del
óvulo hasta alcanzar el aparato huevo (Foster y Gifford, 1974).
Antes de que el tubo polínico llegue al saco embrional, se
presentan cambios morfológicos y químicos en una de las sinérgidas que
conduce a la degeneración de ésta, lo que probablemente libere algún
tipo de sustancia química que afecta la dirección del tubo polínico,
orientandolo hacia el saco embrional (Jensen, 1973). En tanto que en
Prunus avium las células sinérgidas persisten de 5 a 10 días después
de la fertilización (Tukey, 1933).
Después que el tubo polínico ha penetrado al micrópilo y a
la
nucela,
entra
al
saco
embrional,
por
medio
de
la
digestión
enzimática de la pared (Buell, 1952; Lersten, 1980), en donde descarga
dos espermas o núcleos espermaticos que no exiben movimiento ameboideo
y se conducen pasivamente a través del citoplasma del huevo o célula
central (Johri y bhatnagar, 1973), uno de ellos se une con la célula
huevo,
mientras que el otro núcleo espermático se fusiona con los
núc+eos de la célula madre del endospermo, efectuandose así la doble
fecundación
(Kapil y Bhatnagar,
1975),
para originar el embrión y
tejido endospermatico respectivamente.
2.8. Polinización y Fecundación en Opuntia.
Al momento de empezar la apertura de la flor, los verticilos
17
de
los
estambres
se
encuentran
estrechamente
unidos
y
agrupados
alrededor del estilo, estando las anteras de los verticilos internos,
en contacto directo con la porción basal del estigma. Conforme avanza
la apertura de la flor, los verticilos se separan y los estambres se
alargan axialmente. Al termino de la apertura de la flor, las anteras
se encuentran al
nivel del estigma y
separadas de éste
(Rosas
y
Pimienta, 1986).
Una vez que la flor abre completamente, la porción superior
del estigma se cubre de granos de polen de origen diverso; el polen
puede proveenir de otras flores,
transportado por insectos; o por
autopolinización estimulada por el viento, debido a que este causa
movimiento de estambres y polinización por contacto (Rosas, 1984). El
depósito de cantidades altas de granos de polen en el estigma y su
posterior germinación dan origen a poblaciones relativamente altas de
tubos polínicos en el estilo y se cree que los tubos polínicos más
vigorosos o con mayor tasa de crecimiento, son los que tienen mayor
probabilidad de efectuar la fecundación
(Mulcaby,
1979,
citado por
Rosas, 1984).
En la flor del nopal se encuentra un canal central que
permite
la
epidermís
entrada
glandular
de
del
los
tubos
canal
polinices
hasta
que
alcanzar
la
crecen
sobre
cavidad
la
locular
(Pimienta y Engleman, 1985). Por lo común solo un tubo polinice entra
al saco embrional para efectuar la fecundación (Rost et al., 1988). Se
ha
observado que en Opuntia
la penetración del
tubo
polínico es
porogámica y la fecundación de los primeros óvulos que se encuentran
en
la cavidad
locular,
se
inicia después de
18
la
fecundación y se
prolonga hasta el decimo día después de la apertura (Rosas y Pimienta,
1986).
2.9. Embriogenesis.
Una vez que la célula huevo ha sido fecundada inicia una
serie de divisiones mitóticas que dan origen al embrión. Durante las
primeras etapas, el embrión de un óvulo en desarrollo se diferencia en
un pedicelo basal o suspensor adherido al extremo micropilar del saco
embrionario, y en un cuerpo terminal que se convierte en el embrión
propiamente dicho de la semilla madura. El suspensor puede ser delgado
y de pocas células o masivo y multicelular y tiende a degenerar cuando
la semilla madura (Cronquist, 1987). El suspensor no tiene una función
evidente en las angiosperemas modernas aunque algunos autores suponen
que actuan como células de transferencia
(Esau,
1977).
En Persea
americana no se forma suspensor durante el desarrollo del embrión y la
diferenciación de los cotiledones ocurre cuando el embrión es esférico
(Schroeder, 1978).
En forma normal solo se desarrolla un embrión por semilla,
sin embargo en muchas plantas angiospermas se ha reportado el fenómeno
de poliembrionía en el cual estan presentes dos o más embriones por
semilla, pudiendo resultar de: embrionia adventicia donde un amplio
rango de células somáticas puede ser inducido para producir embriones,
ya
sea
como parte de
un ciclo de vida
normal
o
a
través de la
manipulación experimental (Meinkle, 1991). El desarrollo ocasional de
más de un núcleo dentro del saco embrionario como sucede en Dianthus
19
al observarse dos embriones en un endospermo común y evidentemente
desarrollados en un mismo saco embrional
(Buell,
1952) , · o por la
división del proembrión, durante las primeras etapas del desarrollo,
lo que conduce a
sucede en /1.
la formación de embriones multiples,
tal y
como
romanzoffiana quien presenta desarrollo de embriones
accesorios debido a la proliferación masiva de células en suspensión
en el estado globular del embrión cigotico (Reddy and Kulkarni, 1988).
Mientras que otros autores reportan la poliembrionía acompañada de la
eliminación del embrión cigotico
(Tisserat et al.,
1979 ¡
Naumova,
1978). Este fenómeno es conocido como embriogenesis asexual, apomixis
o agamospermia (Tisserat et al., 1979; Hartmann y Kester,1989¡ Grant,
1989).
2.10. Agamospermia.
consideramos entonces a la agamospermia como una forma de
reproducción que consiste en la formación del embrión y desarrollo de
células que no son producto de fusión gametica
(Tisserat et al. ,
1979) , en donde el embrión se produce a partir de una célula del saco
embrionario o de la nucela que se desarrolla para formar un cigoto de
la misma constitución genética del progenitor femenino
(Hartmann y
kester, 1989).
Los sistemas agamospérmicos o apomícticos usan la vía de la
semilla,
y los propagulos ganan la ventaja de los seminíferos con
respecto a protección, dispersión y propiedades fisiológicas similares
20
en resistencia a extremos medioambientales y control de dormancia. Sin
embargo,
como toda reproducción asexual,
la agamospermia elude la
segregación de genes y recombinación, por lo que detiene o congela el
flujo de variación (Heslop- Harrison, 1983). Por lo que este tipo de
reproducción constituyen una ventaja solo en un ambiente más o menos
constante,
al cual la especie ya este bien adaptada,
dado que con
estos mecanismos se evita o se reduce al mínimo la formación de tipos
recombinados mal adaptados (Grant, 19S9}
La reproducción apomíctica esta reportada en 30 familias de
plantas superiores y más de 300 especies de angiospermas
(Bashaw,
1980}, muchas de las cuales presentan altos niveles de ploidia, así,
la poliploidia en una forma u otra está asociada con la agarnosperrnia.
Sin embargo, no todos los apomícticos son poliploides ni todos los
poliploides son apornícticos (Cronquis_t, 1987) ya que existen algunos
diploides
agamosperrnos
en Citrus,
Nothoscordurn,Potentilla y
otros
géneros (Grant, 1989}.
2.10.1. Formas de agamosperrnia.
Apomixis facultativa:
las plantas capaces de combinar la
reproducción
sexual
y
facultativas,
corno es
el caso de
subfarnilia Maloideae
apornictica,
(Rosaceae)
las
son
llamadas
especies
apornícticas
poliploides de la
y el género Rubus,
en
los que se
reporta aposporia, diplosporia y sacos embrionales reducidos (Carnpbell
y Dickinson, 1990; Nyborn, 1988). El desarrollo de apornixis en estos
complejos híbridos poliploides se ha considerado corno un mecanismo de
21
escape a la esterilidad sexual (De Wet y Stalker,
Nybom,
1988).
1974, citado por
En Dianthus chinensis es común encontrar dos
sacos
embrionales en un óvulo simple, uno localizado más cerca de la cálaza
que el otro,
sin embargo,
el huevo del saco embrional calazal es
raramente fertilizado (Buell, 1952), por lo que se supone que éste es
de origen agamospermico.
Apomixis obligada: este tipo de apomixis esta presente en
plantas que forman semillas exclusivamente por la via asexual; como es
el caso de Calamagrostis stricta en la que el embrión y el endospermo
se
desarrollan
autonómamente
del
huevo
y
los
núcleos
polares
respectivamente (Diplosporia). Estas plantas predominan en habitats
perturbados y tienen amplia distribución incluso en regiones glaciares
del norte de América (Greene, 1984).
2.10.2. Tipos de agamospermia.
La reproducción agamosperma se desarrolla a través de dos
rutas
embriológicas:
(Grant,
1989),
subsecuente
de
apomixis
gametofítica y
distinguibles por el
desarrollo de
embrionía
sitio de
la célula que da
origen
y
adventicia
el
origen al
patron
embrión
(Figura 5) .
En
la
apomixis gametofítica hay dos
rutas
alternas que
llevan al esporofita materno al gametófito no reducido (aposporia y
diplosporia) y dos rutas adicionales que van de este gametófito hasta
22
el nuevo embrión (partenogenesis diploide y apogamia) . En la aposporia
el gametófito femenino se desarrolla de células somáticas de la nucela
o
cálaza del
óvulo
(Grant,
1989).
Es
el mecanismo más
común de
apomixis en plantas superiores (Bashaw, 1980). En la diplosporia el
gametófito femenino proviene directamente de una célula madre del saco
embrionario que no experimenta meiosis.
En la embrionía adventicia, el nuevo embrión se desarrolla
directamente
de
la
nucela
o
tegumento
del
óvulo,
evi tanda
completamente la formación del saco embrional. Se ha reportado que en
cactáceas ocurre la formación de embriones apomícticos a partir de
células nucelares por medio de embrionía
Archibald, 1939; Hanna y Bashaw, 1987;
adventicia (Ganong, 1898;
Grant, 1989}.
Con excepciones menores las especies apomícticas requieren
polinización
para
la
producción
de
fruta
(seudogamia),
son
autoincompatibles y pueden ser triploides o tetraploides (Campbell y
Dickinson, 1990). En el caso de algunas especies de Rubus, Sorghum y
Calamagrostis, el embrión sexual puede desarrollarse completamente o
abortar en estadios tempranos de desarrollo (Nybom, 1988; Tang et al.,
1980; Campbell y Dickinson, 1990).
La agamospermia es uno de los sistemas genéticos fundado en
el hibridismo y que permite la regeneración del genotipo híbrido a
pesar de su heterocigosidad. El híbrido agamospermo puede producir
copias exactas de su genotipo adaptativamente valioso (Grant, 1989).
El
control
eficiente
propagación
completo
de
de
la
reproducción
a
través
de
apomixis
podría
vegetativa
con
semillas
23
provocar
las
asexuales,
un
ventajas
que
sistema
de
la
otorgaría
características adaptativas con respecto a latencia, resistencia,
y
especialmente la dispersión (Grant, 1989).
La transferencia de apomixis a cultivos importantes podria
hacer posible el desarrollo y producción comercial de híbridos sin
necesidad de una estérilidad citoplasmica masculina, altos costos, Y
procesos de labor intensiva. La apomixis incrementa oportunidades para
el mejor desarrollo de combinaciones de genes y provee un metódo para
la incorporación
rápid~
de características deseables (Hanna y Bashaw,
1987).
24
3. HIPOTESIS:
En
miembros
del
género
opuntia
es
común
la
presencia
de
individuos poliploides de origen aloploide, en los que se presenta un
alto grado de esterilidad, por lo que es de esperarse que se exprese
el
fenómeno
de
agamospermia
como
un
mecanismo
de
escape
a
la
fenómeno
de
esterilidad.
•
4. OBJETIVOS:
4.1.
Evaluar
la
manifestación
morfológica
del
poliembrionía en semillas de morfoespecies silvestres,
de solar y
cultivadas de nopal.
4.2. Caracterizar el origen citológico de embriones agamospermos.
25
5.- MATERIALES Y METOOOS
5.1.- Descripción del Area de Estudio.
Las semillas que se emplearon en este estudio se colectaron
en la zona fisiográfica conocida como los llanos de Ojuelos, que se
ubican al Norte del estado de Jalisco a
latitud Norte y
lOP
35'
latitud Oeste.
los 21° 51' y 20° 55' de
Con una altitud de
2220
m.s.n.m. El clima de esta zona es clasificado como templado seco con
una precipitación pluvial de 390-450 mm, y una temperatura media anual
de
16-18 oc.
El
suelo que prevalece es del
tipo xerosol,
textura
migajón- arcilloso. Las lluvias generalmente se presentan de mayo a
septiembre,
aunque
llegan
a
registrarse
lluvias
en
el
invierno
(Pimienta, 1990a}.
5.2.-Colecta
de
Semillas
y
Evaluación
de
la
Expresión
Morfológica de Agamospermia.
Con
el
fin
de
evaluar
la
evidencia
morfológica
de
la
expresión de agamospermia (poliembrionía) se colectarón frutos de 33
morfoespecies representativas del área de estudio que se encuentran en
condiciones de solar, cultivadas y silvestres. Estas morfoespecies se
conocen vulgarmente con los siguientes nombres: "amarilla calabazona",
"roja lO",
"cardona castilla",
"blanca lisa",
"roja 5",
"roja 4",
"roja de Aurelio", "roja 3", "roja carmín", "sangre de toro", "roja
2", "roja palmera", "camuesa", "blanca", "gomelilla 1", "encarnadilla",
26
"morada", "roja 1", "fafayuca", "cristalina", "roja ruby", "chapeada",
"reina", "naranjona 1", "naranjona 2", "amarilla huesona", "amarilla
montesa",_
"cardona
"pico
chulo
blanca",
y
blanca",
"gomelilla
"burrona",
2"
que se
"negrita",
encuentran
"tapona",
numeradas y
clasificadas en el cuadro 1.
Los frutos
fueron llevados al
laboratorio de
la Facultad de
Ciencia Biológicas donde fuerón separadas las semillas de la pulpa.
Las semillas se almacenaron durante siete meses,
laboratorio,
y
posteriormente
fuerón
sembradas
en una gaveta del
en
recipientes de
plástico con capacidad de un litro previamente perforados en la base
y llenados con tierra de jardín; en cada uno de ellos se depositarán
40 semillas en 5 repeticiones dando un total de 200 semillas de cada
morfoespecie y 165 botes que fueron colocados en los jardines de la
citada Facultad. Posteriormente se procedió a registrar el número de
plántulas que se formaban por semilla en cada una de las morfoespecies
previamente citadas, así como también el porcentaje de germinación.
5.3.-
Estudio
Citológico
del
origen
Celular
de
Embriones
los
embriones
Adventicios.
Para
estudiar
el
origen
citológico
de
apomícticos y el desarrollo normal del saco embrional, se escogierón
dos morfoespecies que fuerón seleccionadas de las morfoespecies
previamente mencionadas. Estas fuerori "fafayuco" y "negrita". La
primera fue identificada enla prueba anterior como monoembrionica (un
embrión por semilla) y la segunda presento poliembrionía que se
27
TIPODil
N0Dolll:61;0
Doi061;&'0II:SPII:CI!
1
AMARILLA CALABAZONA
NOPhLI!~
2
Ro.JA.10
~
CARDONA
4
BLANCA LISA
Ro-JA. 5
5
:!i
o
L
Ro-JA. 4
8
7
Ro-JA. DEAURELIO
Ro-JA.~
8
e
Ro-JA. CARMIN
10
SANGRE DE TORO
Ro-JA. 2
11
A
12
Ro-JA. PALMERA
CAMUESA
1~
R
CA~ILLA
14
BLANCA
15
GOMELILLA1
18
ENCARNADILLA
MORADA
17
18
Ro.JA.1
1S
FAFAYUCA
e
20
CRI~ALINA
u
21
Ro-JA. RUBY
L
22
CHAPEADA
T
2~
1
24
REINA
NARAI'UONA 1
V
25
NARAI'UONA 2
A
28
AMARILLA HUE:!iONA
o
27
AMARILLA MONTESA
A
28
PICO CHULO BLANCA
2S
BURRONA
:!ill
;lO
NEGRITA
VE:!i
;l1
TRE
;l2
CARDONA BLANCA
;¡~
GOMELILLA2
TAPONA
CUADOO l. NUMERACION CORRESFONDIENTE A LAS MORFDESPECIES DE NOPAL
(Opuntia spp) COLECIADAS EN NOPALERAS DE SOLAR, CULTIVADAS Y
SILVESTRES.
28
manifestó en la formación de dos embriones por semilla. Lo anterior
constituye un contraste embriológico aceptable para este tipo de
estudios.
En cada una de estas dos morfoespecies se colectaron yemas
florales en diferentes estadios de desarrollo.
Estas yemas fueron
clasificadas empleando una escala artificial sobre los principales
estadios de desarrollo de la yema floral del nopal, que es descrita
por Pimienta (1990a). En esta escala se identifican siete estadios que
se describen a continuación y se ilustran en la 4.
1. Yema floral con 1 ó 2 cm de longitud.
2. Yema floral con 2-4 cm de longitud, con tubo
receptacular corto.
3. Yema floral con 5-8 cm de longitud con alargamiento
de la zona peduncular e inicio de abultamiento en el
perianto.
4. Yemas florales cercanas a la antesis.
5. Flores en antesis.
6. Flores al final de antesis.
7. Fruto joven en estadios iniciales de su desarrollo.
29
FIG.4. DIFERENTES
ESTADIOS DE DESARROLLO
FLORAL ( E1- E5l
Y
FRUTO
30
(E&.
DE LA
YEMA
E7) EN OPUNTIA
SP.
Las
yemas
florales
colectadas
en
los diferentes estadios de
diferenciación se fijaron en F A A (Jensen,
1962).
Posteriormente
fueron llevadas al laboratorio donde los óvulos se disectarón del
lóculo,
se
deshidratarán
en
series
de
alcoholes
graduados,
se
infiltrarán en parafina y se cortarán en secciones longitudinales de
10
~m
en un micrótomo rotatorio. Finalmente se tiñerón en safranina-
verde fijo (Jensen, 1962) y se montarán utilizando resina sintética
(bálsamo de Canada) marca Sigma.
En cada uno de los estadios que se ilustran en la Figura 4, se
realizarán
observaciones
anotando
los
principales
eventos
de
diferenciación celular que conducen a la formación del gametófito y el
esporangio. Estas observaciones permitierón identificar la presencia
de embriones agamospermos así como determinar el tejido y tipo celular
a partir del cual se desarrollan.
5.4.- Interpretación y Análisis de los Resultados:
5.4.1. Estudio citológico.
Los eventos que sucedierón en los estadios de desarrollo de
la yema floral (Fig. 4), se describierón apoyandose en las variables
o atributos embriológicos que han sido empleadas por otros autores
(Foster
y
Gifford,
1974;
Esau,
1977;
Haig,
1990),
tales
como:
desarrollo nucelar (crasinucelar o tenuinucelar) (Figura 1) ¡ la forma
de el óvulo según la curvatura del funículo
anfítropo, campilótropo y circinótropo)
31
(anátropo,
ortótropo,
(Figura 2); el tipo de óvulo
según el
número de megásporas que
dan origen al saco embrional
(monosporico, bisporico ó tetrasporico)
(Figura 3); características
del megasporocito, megáspora y saco embrional (sinérgidas, antípodas,
huevo, y célula binucleada), así como la fecundación y el desarrollo
del embrión.
Para
caracterizar
el
tipo
de
agamospermia
en
estas
morfoespecies se utilizó la clasificación hecha por Grant (1989) tal
y como se describe en la Figura 5.
32
EMBRIONIA ADVENTICIA
APOMIXIS GAMETOFITICA.
ESPOROFITO 2n
APOSPORIA
CELULA SOMATICA
DEL OVULO 2n
DIPLOSPORIA
CELULA MADRE DEL
SACO EMBRIONARIO
2n
GAMETOFITO 2n
CELULA SOMATICA
DEL OVULO 2n
1
~~
OVOCELULA 2n
CELULA
APOGAMIA
PARTENOGENESIS
DIPLOIDE
~~
SEMILLA CON
EMBRION 2n
SEMILLA CON
EMBRION 2n
FIGURA 5. MODOS DE REPRODUCCION AGAMOSPERMATICA (GRANT,
1989).
33
6. RESULTADOS.
6.1.
Evaluación
de
la
Germinación
y
la
Presencia
de
Poliembrionia en Semillas de Nopal.
Se encontró
germinación
de
una
semillas
amplia variación
de
morfoespecies
en
los
porcentajes de
colectadas
de
frutos
provenientes de los tres tipos de nopaleras estudiadas. Las semillas
de morfoespecies colectadas en solares se registro el porcentaje más
alto
de
germinación
y
denominada "amarilla
encontró
en
colectada
en
la
en
este
caso
lo
calabazona" (59.5%)
morfoespecie
solar
"fafayuca"
(Figura
6).
En
presentó
la
morfoespecie
y la menor germinación se
con
3. 7%
que
morfoespecies
también fue
cultivadas
la
germinación más alta correspondió a la morfoespecie "cristalina" (42%)
y la germinación más baja fué para la morfoespecie "burrona" con l. 5%
(Figura 6) , mientras que en las morfoespecies de nopaler.as ..sil:ve.strel':
el mayor porcentaje de germinación se encontró en la morfoespecie
"negrita" (54.5%) en tanto que el menor porcentaje fué para "gomelilla
2" (25%)
(Figura 6).
También
se
registro
variación
en
el
porcentaje
de
poliembrionia (Figura 7) en las diferentes morfoespecies evaluadas ya
que
en
las
morfoespecies
de
solar
el
porcentaje
más
poliembrionia lo registro la morfoespecie "blanca lisa"
menor
porcentaje
lo
presentarón
las
morfoespecies
alto
de
(15%), y el
"amarilla
calabazona" y "roja 1" con 1.5% . En las morfoespecies cultivadas la
34
60
-
50
-
¿
/?
1-7
%
L7
o
E
40
"'"'
-
G
E
7
M
1
N
A
e
1
o
b
1-7
R
30
h
)g
1-7
-
Jr:v:;
~
~
7
N
20
-
7
1
h
10
-
~
~
~
~
~
~~
t:::
n
!(j'f'///
~
'// / / / / / / / / / / / A " / /
o
1
,
2
a •
s e
1
a e to
11 12
tJ
14
t6
te
11
ts
19
~
1 1 1 1
21
n n
~
~
~
1 1
v
~
1 1
~
MORFOESPECIES
~-SOLAR
c:JCULTlVADA$
ESJsll.VEiiiffiES
FIClJRA 6. PORCENI'AJE DE GERMINACICN DE SEMILLA DE MORFOESPECIES DE
Opuntia spp COLECTADAS EN TRES TIPOS DE NOPALERAS.
No.
TIPODK
llodOR9'0118PIICIK
fiiOPhLKR.!>.
1
:S
o
L
A
R
PLhfiiTOLhS POR SKIIodiLLh ('.6)
L
2
3
4
1.0
98.3
1.7
o.o
0.0
:2
RO.JA10
8.0
88.3
11.1
:2.8
0.0
3
C. CASTILLA
4.5
9:2.0
8.3
1.8
0.0
4
BLANCALI~
15.0
88.4
:29.5
:2.1
0.0
5
RO.JA5
e.5
88.0
10.8
3.:2
0.0
e
RO.JA 4
:2.0
95.1
3.7
1.:2
0.0
7
R. OEAURELIO
:2.5
93.:2
5.4
1.4
0.0
8
RO.JA 3
:2.0
94.0
4.5
1.5
0.0
e
RO.JA CARMIN
1.5
94.9
3,4
1.7
0.0
10
:S. DE TORO
7.5
7:2.:2
:24.1
3.7
0.0
11
RO.JA :2
e.o
77.8
18.5
1.9
1.9
1:2
RO.JA PALMERA
0.0
100.0
o. o
0.0
0.0
13
CA MUE~
5.5
78.8
:21.:2
0.0
o. o
14
BLANCA
:2.0
91.5
8.5
0.0
0.1)
15
GOMELILLA1
1.5
91.7
8.3
0.0
0.0
te
ENCARNADILLA
0.0
100.0
0.0
0.0
0.0
17
MORADA
1.5
93.8
8.3
0.0
0.0
0.0
18
RO.JA1
1.0
84.8
15.4
0.0
!9
FAFAYUCA
0.0
100.0
0.0
0.0
0.0
e
:20
CRISTALINA
7.5
8:1.<1
14.<1
1.:2
1.:2
u
:2!
RO.JA RUBY
0.0
100.0
o. o
0.0
0.0
L
:2:2
CHAPEADA
3.5
90.1
8.5
1.4
0.0
T
:2:1
REINA
4.5
85.:2
14.8
0.0
0.0
1
24
NARAI'UONA. 1
0.5
97.8
0.0
:2.:2
0.0
0.0
V
:25
NA.RAI'UONA :2
:2.5
87.8
9.8
:2.4
A
:28
A. HUE:SONA.
0.0
100.0
o. o
0.0
0.0
o
:27
A.
MONTE~
0.0
100.0
0.0
0.0
0.0
A
CUADRO
A.CALABAZONA
'.6011
POLIIlllod8RIOfllll>.
:28
P.CHULOBCA
1.0
89.5
10.5
0.0
o. o
:29
BURRONA
o. o
100.0
0.0
0.0
0.0
0.0
:SIL
:10
NEGRITA
8.0
85.:1
14.7
0.0
VE :S
:11
TAPONA
5.0
8:2.1
18.1
1.8
0.0
TRE
:1:2
CAROONABCA
3.5
88.5
1:1.5
0.0
0.0
33
GOMELILLA :2
1.0
se.o
4.0
0.0
o. o
2.
PORCENTAJE DE POLIEMBRIONIA Y PORCENTAJE
DE NUMERO DE
PLANTULAS DIFERENCIADAS POR SEMILLA EN MORFOESPECIES DE NOPAL (Opuntia
spp) COLECTADAS EN NOPALERAS DE SOLAR, CULTIVADAS Y SILVESTRES.
36
poliembrionía descendio un 50% puesto el mayor porcentaje registrado
fué de 7.5% y correspondió a la morfoespecie "cristalina", en tanto
que el valor más bajo lo presentó la morfoespecie "naranjona" con
o. 5%
(Figura 7). El mayor porcentaje de poliembrionía en las muestras de
nopalera silvestres lo obtuvo la morfoespecie "negrita" (8%) y el más
bajo fué para "gomelilla 2 11 con 1% (Figura 7).
En las 33 morfoespecies evaluadas se encontró también variación
en el número de pl~ntulas diferenciadas por semilla (Cuadro 2}, siendo
predominante la emergencia de dos plántulas registrandose un máximo de
11,
6
y
en morfoespecies de solar,
8
cultivadas
y
sil ves tres
respectivamente.
En un menor porcentaje se encontró la diferenciación de tres
plántulas
por
semilla
correspondiendo
el
valor
más
alto
a
las
morfoespecies de solar "roja 10" y "roja 5" con 1.5% y el porcentaje
más bajo fué de 0.5% correspondiendo a cinco morfoespecies de solar
("roja 4",
"roja de Aurelio",
"roja 3", "roja carmín" y "roja 2");
tres morfoespecies cultivadas ("chapeada", "naranjona 1", "naranjona
2), y la morfoespecie silvestres "tapona" (Cuadro 2).
Mientras que la diferenciación de 4 plántulas por semilla se
encontró en solamente 2 morfoespecies:
solar)
y
"cristalina"
"roja 2"
(morfoespecie cultivada),
relativamente bajo (0.5%)
(Cuadro 2).
37
(morfoespecies de
con un porcentaje
16
_/
,.-;
14
-
12
-
10
-
%
D
E
p
o
L
1
'7
E
M
B
R
1
8
,.-;
-
D
o
N
1
A
V7
-
n
n
~
Ir:;
r;
n
4
~b
,.-;
V7
~ ~~
~ ~ ~ ID
:
2
o
~~
w/ "
ím
V/////
/////////__LL/
1
1
4
2
1
1
10 5
1
1
11 13 3
1
1
1
1
1
14 8
1
6
1
15 9
17
1 18
1
1
1
1
20 23 22 25 28 24
1
1
1
1
1
30 31 32 33
MORFOESPECIES
!•SOLAR
FIGURA
7.
PORCENTAJE
DE
c:JcULTIVADAS
POLIEMBRIONIA
CULTIVADAS Y SILVESTRES DE Opuntia spp.
J 8
~SILVESTRES
DE
MORFDESPECIES
DE
SOLAR,
6.2. Ontogenia del Desarrollo del Saco Embrional.
Durante el inicio de su desarrollo, el ovario presentó primordios
ovulares
que
emergen
de
las
paredes
(placentación
parietal) ,
el
funículo se desarrolla de tal forma que permite al óvulo girar y tomar
una posición anátropa inicial. El desarrollo posterior del funículo en
torno al óvulo determinó la forma circinótropa,
Cactáceas,
en el
tejido del
funículo
se
característica de
observó
la
formación de
papilas ventrales y los duetos de xilema que convergen hacia la zona
de la calaza, así como un desarrollo posterior de papilas dorsales que
daran origen a la pulpa del fruto maduro.
El desarrollo del tegumento interno,
cubre
la mitad del
tejido nucelar, mientras que el tegumento externo es apenas incipiente
(Fig. Sa-b) ¡ la nucela presenta la condición tenuinucelada, y en ella
se identifica el megasporocito por su gran tamaño y su citoplasma
denso y abundante (Fig. Sb, d).
En el óvulo se observarán claramente dos tegumentos que
manifiestan el caracter bitegumentado, ambos tegumentos se encontrarán
completamente desarrollados
y
cada
uno
formado
por
dos
capas de
células excepto cerca del micrópilo donde es multiestratificado. Las
células de la capa externa del tegumento externo y
la interna del
tegumento interno muestran una gran cantidad de taninos, sobre todo
hacia la región micrópilar (Fig. Se).
El
poro
micrópilar
esta
formado
por
los
extremos
del
tegumento interno y no por el externo, que es mínimamente más corto
(Fig. Se). La nucela presenta células que se dividen anticlinalmente
39
FIGURA
8.
DIFERENTES
ESTADIOS
DE
DESARROLLO
DEL
OVULO
Y
MEGASPOROGENESIS
EN
Opuntia
spp.
8a)Primordio
ovular
con
megasporoci to; 8b) Inicio del enrrollamiento funicular; 8c) ovulo maduro
mostrando dos capas de tegumento con taninos, poro micropilar, y
envoltura funicular adherida al tegumento externo; 8d)Megasporocito;
8e) Primera
división
del
megasporocito
{diade);
6f) Inicio de
degeneracion de megasporas micropilares.
40
en
ambos
lados
crasinucelada
células
que
del
megasporocito,
mientras
se
que
alargan,
en
la
pero
no
que
parte
se
originarón
superior
dividen.
En
la
son
la
condición
observables
morfoespecie
"fafayuco" se observó un espacio muy visible entre los dos tegumentos
en la zona de la cálaza que permaneció hasta la antesis.
En
la
morfoespecie
"fafayuco"
fué
posible
observar
la
formación de la diáde (Fig. Se} y la degeneración de las megasporas
micropilares caracterizadas por su afinidad a la safranina; asi como
el desarrollo de la megáspora calazal funcional (Fig. Sf y Fig. 9a),
identificada por su gran tamaño, nucleo prominente, citoplasma denso
y cavidad lisogena que la aisla de las células nucelares. En tanto que
la morfoespecie "negrita" no presenta indicio de formación de tetrade.
Los estadios binücleado, tetranücleado, y octanücleado del
saco embrional no fuerón observados, por lo que podemos inferir la
rápidez con que estos eventos se llevan a cabo.
El saco embrional maduro esta constituido por dos células
sinérgidas que degeneran después de antesis, una célula huevo y dos
nücleos polares (Fig. 9b-e}. No son observables las células antipodas
por lo que se presume que son efimeras y degeneran muy rápidamente.
Dentro del saco embrional son observables numerosos granules
de almidón, sobre todo alrededor de los nücleos polares y en la región
calazal (Fig. 9d}. Por la posición de los nücleos en el saco embrional
maduro podemos deducir la formación de una saco embrional monospórico
tipo Polygonum.
No se observó
la penetración de
los tubos
polinices en
ninguna de las preparaciones de la morfoespecie "negrita", mientras
41
que en la rnorfoespecie "fafayuco" éste sólo se observó en contadas
ocasiones penetrando a través del micrópilo.
En la rnorfoespecie "negrita" fué notable el desarrollo del
endosperrno
libre nuclear,
asi corno el desarrollo de embriones en
número hasta 6 por óvulo, localizados en la región rnicrópilar (Fig.
9e),
en tanto que en la rnorfoespecie "fafayuco" solo se observ:ó:.-,el
inicio de un embrión por óvulo.
6.3. Citología de Agarnosperrnia.
En la rnorfoespecie "negrita" se encontro la presencia de 3
a 6 embriones en el mismo saco embrional con diferentes grados de
desarrollo, los más desarrollados fuerón los embriones centrales que
alcanzan la diferenciación del suspensor, en tanto que los embriones
accesorios que los rodean presentan un estadio inicial de embrión
globular, localizados en la región rnicrópilar del saco embrional' (Fig.
9e). Los núcleos del endosperrno son abundantes y se distribuyen a lo
largo del saco embrional.
Las evidencias observadas durante el desarrollo embrional
corno fué la no formación de tétrade durante la megasporogenesis,
y
principalmente la ausencia de tubos polinices, que puede indicar la
falta de fertilización, permite suponer que los embriones tienen un
origen
agarnospérrnico diplospórico
inicial,' por medio
del
cual
se
desarrolla el embrión central. En tanto que los embriones en estadio
globular de desarrollo
se diferencian posteriormente
a
partir de
células nucelares adyacentes a la pared del saco embrional.
42
~
t.
_·, ' '·i·
"·
{:· ;t·
,¡
.,
·,
·,
.....
..
...
•
FIGURA 9. DESARROLLO DEL SACO EMBRIONAL MADURO Y EMBRIONES APOMICTICOS
DE Opuntia spp. 9a)Megaspora funcional y degeneración final de
megasporas micropilares ¡ 9b) Saco embrional maduro mostrando e. S y N. P;
9c)Saco embrional maduro con N.P y C.H; 9d)N.P rodeados de granulas de
almidón; 9e)Células Sinérgidas; 9f)Varios embriones apomícticos en
desarrollo. N.P: Núcleos Polares; C.S: Células Sinergidas; C.H: Célula
Huevo.
43
De ser asi,
realizado
desplazado
este
la
la morfoespecie "negrita" con la que se ha
estudio,
es
reproducción
pues
completamente
sexual
(diplosporia) y embrionia adventicia.
44
por
apomictica
apomixis
y
ha
gametofitica
7. DISCUSION
7.1. Evidencias de Poliembrionía.
Grant (1989) menciona que en Opuntia ficus- indica es común
la apomixis por la cual el embrión asexual puede diferenciarse de
tejidos del esporangio (nucela, tegumento)
e incluso de células del
gametófito femenino. Este fenómeno se expresa por la diferenciación de
más de un embrión o plántula por semilla (poliembrionía).
El primer estudio sobre poliembrionía en opuntia es descrito
por Ganong (1898) quien reporta poliembrionía adventicia en Opuntia
vulgaris.
Posteriormente
Archibald
(1939)
describe
el
desarrollo
embrional de Opuntia aurantiaca coincidiendo en que la formación de
embriones apomícticos es a través de embrionía adventicia a partir de
células
nucelares,
aunque
ella
menciona
que
acompañado por la formación de endospermo,
Chopra
(1957)
ya
que
él
considera
que
embriones sin la formación de endospermo,
resultados
obtenidos
en
este
trabajo
en
este
suceso
no
es
lo que es debatido por
no
existe
desarrollo de
lo que se afirma con los
los
que
es
notoria
la
presencia de endospermo en sacos embrionales donde se a originado la
agamospermia. Autores más recientes (Tisserat et al., 1979; Flores y
Engleman, 1973; Hanna y Bashaw, 1987; Grant, 1989) reportan de igual
manera embrionía adventicia para las especies de Opuntia.
Los resultados obtenidos en este trabajo demuestran que la
45
apomixis es un suceso común en las diferentes morfoespecies estudiadas
en las que además de incluirse semillas de Opuntia ficus- indica, Q.
streptacanthae y Q. amyclaeae se encuentran otras morfoespecies no
identificadas
taxonómicamente
que
se
consideran
híbridos
interespecificos.
La formación de híbridos poliploides cuyo número cromosómico
puede afectar el proceso reproductivo normal, lo que se manifiesta con
la formación de polen y sem.illas estériles o semiestériles ha sugerido
una estrecha relación entre la poliploidia y la agamospermia ya que
este último fenómeno se considera como un escape a la estérilidad
sexual de estos híbridos:
tal es el caso de
los géneros Rubus y
Calamagrostis en los cuales prevalecen altos niveles de ploidia y
formación de embriones por agamospermia {Nybom, 1979; Greene, 1984).
En
especies
de
Opuntia
colectadas
en
México
.se
han
encontrado niveles de ploidia de 2n, 4n, 6n, y 8n {Darlington y .Wylie,·
1955 citado por Pimienta, 1990a; Flores et al., 1988). Se estima que
el 40% de las especies de Opuntia son diploides y el 60% son tanto
diploides como poliploides
(Lewis,
1980).
En general
los nopales
tuneras considerados silvestres son diploides 2n o tetraploides 4n; el
grado
más
alto
de
poliploidia
(8n)
corresponde
a
los
nopales
cultivados (Sosa, 1964).
De
acuerdo
a
estos
reportes
se
esperaba
una
mayor
manifestación de agamospermia en las morfoespecies cultivadas y un
escaso o nulo porcentaje en las morfoespecies silvestres. Sin.elllbargo
los
resultados
obtenidos
demuestran
que
el
nivel
de
ploidia no
determina la ocurrencia de este fenómeno ya que las morfoespecies
46
silvestres
evaluadas
en
este
trabajo
presentarán
poliembrionia,
manifestandose en mayor grado en la morfoespecie "negrita" (8%) y con
un menor porcentaje en la morfoespecie "gomelilla 2"
con 1%.
Sin
embargo, estos mismos resultados demuetran que algunas morfoespecies
no
han
recurrido
monoembrionicas,
a
como
esta
es
el
estrategia
caso
de
y
se
manifiestan
"fafayuca",
"rojo
como
palmera",
"encarnadilla", "rojo ruby", "amarilla montesa" y "burrona".
En este estudio la prueba preliminar de germinación otorgó
las evidencias morfologicos de la ocurrencia,
surgir de una semilla, dos,
de agamospermia,
tres, y hasta cuatro plántulas,
al
en la
mayoría de las morfoespecies solar, silvestres y cultivadas resultados
que coinciden por los reportados por Peréz (1993).
7.2. Desarrollo del ovulo, Saco Embrional y Embriones
Agamospermos.
Las observaciones realizadas por Archibald ( 1939) determinan
al óvulo de Opuntia aurantiaca como del tipo circinótropo debido al
giro funicular, característica que esta presente también en las dos
morfoespecies evaluadas en este trabajo, sin embargo considerando la
forma arriñonada del óvulo, la orientación del micrópilo con respecto
al funículo y el desarrollo del saco embrional podemos determinar al
óvulo de estas morfoespecies como del
tipo anfítropo
(Figura 2),
concordando con la determinación hecha por Flores y Engleman (1976).
47
Este giro de vuelta y media
forma
la cobertura funicular que se
endurece en la madurez, y a pesar de que se adhiere completamente al
tegumento externo,
no forma parte de la testa,
tal como menciona
Buxbaum (1950).
Durante los estadios tempranos de desarrollo son observables
numerosas papilas ventrales que se prolongan a
formado
entre
el
funiculo
el
y
tegumento
lo largo del canal
externo¡
Tiagi
( 1954)
considera a estas papilas como glandulares, pero no explica la función
de las mismas, las observaciones realizadas sugieren que probablemente
estas papilas se involucran en la nutrición del tubo polínico durante
su desarrollo, puesto que su formación se inicia un estadio antes de
encontrar
la
maduración
flor
del
en
antesis
gametófito
concluye
y
femenino,
durante
además
el
estadio de
considerando
que
el
fenómeno de cleistogamia preantesis es común en las morfoespecies
silvestres
apertura
y
cultivadas de Opuntia
floral
no
es
necesaria
(Rosas y
para
que
Pimienta,
la
1986),
polinización
la
pueda
efectuarse. Cabe mencionar que el inicio de desarrollo de las papilas
ventrales varió en las dos formas de nopal estudiadas, sin embargo en
ambas situaciones el saco embrional se encontró en condiciones de
madurez
nuestra
completa
listo para
suposición.
En
la
tanto
fertilización,
que
las
lo cual funda-menta
papilas
desarrolladas
posteriormente en la parte dorsal son formadoras de pulpa en el fruto
maduro,
tal
y
como
lo
describen
Pimienta
y
Engleman
(1985).
Probablemente la función principal de la cobertura funicular sea la
formación de ambas papilas y no una adaptación ecológica de protección
48
como mencionan Flores y Engleman (1976).
El óvulo es bitegumentado y la capa externa del tegumento
externo y la interna del tegumento interno son ricas en taninos que
presentan gran afinidad a
la safranina
(Figura Se)¡
Flores
(1973)
observo que a medida que la semilla de Opuntia se acerca a la madurez,
estas dos capas permanecen y forman la testa, en tanto que las dos
capas que carecen de taninos se desintegran, al igual que ocurre en
Prunus persica quien almacena
almidón en
los tegumentos hasta la
fertilización, después de la cual ambos tegumentos degeneran (Arancha
y Herrero,
1991). En las muestras evaluadas esto no fué observable
debido probablemente a que nuestro último estadio de observación no
presentaba la semilla madura.
La diferenciación inmediata del megasporocito identificable
por
su
tamaño
y
núcleo
prominente
(Figura
8d) ¡
en
el
tejido
arquesporial determina la condición tenuinucelada del óvulo (Foster y
Gifford, 1974; Esau, 1977), a medida que se desarrolla, presenta un
aumento en la nucela que otorga la condición crasinucelada que se ha
descrito en otras especies de
Chopra,
1957)
(Figura
2).
Opunti~
Esta
(Archibald, 1939; Tiagi, 1954;
nucela
disminuye
en
los
ultimas
...
estadios y es sustituida por el amplio desarrollo del saco embrional.
En
Opuntia
aurantiaca
se
ha
reportado
saco
embrional
bispórico del tipo Allium (Archibald, 1939) , esto fué posteriormente
reinvestigado por Chopra (1957) quien manifesto que Opuntia aurantiaca
presenta saco embrional monospórico tipo Polygonum, como la mayoría de
las Cactáceas, aunque Tiagi (1954) reporta el desarrollo ocasional del
tipo bispórico en Opuntia dillenii. En las muestras evaluadas no fué
49
posible la observación de los eventos de megasporogenesis, pero en
~l
caso de la morfoespecie "fafayuca" se observo la desintegración de
tres
células
megasporas
micropilares
(Figura
Sf}
permaneciendo
funcional la megaspora calazal como una clara evidencia del desarrollo
del
saco
embrional
morfoespecie
monospórico
"negrita"
(Figura
presenta ausencia
9a).
total
En
de
tanto
que
la
tétrade ya que·
durante los primeros estadios son observables tanto el magasporocito
como la megaspora caracterizada por su gran tamaño, núcleo prominente
y cavidad lisógena lo que concuerda también con la designación de saco
embrional
monospórico
observada
por Chopra
en
Opuntia
aurantiaca
(1957), Tiagi en Opuntia dillenii (1954), Engleman (1960) y Flores y
Engleman (1976) en otras cactáceas.
Lo estadios binúcleado, tetranúcleado, y octanúcleado, no se
observarán en
ninguna
de nuestras muestras.
Este
hecho
se debió
probablemente a que tales etapas suceden con extrema rápidez, lo que
limita la posibilidad de ser observadas,
o quizas se realicen en
etapas intermedias a los estadios colectados para esta investigación,
sin embargo la presencia de las dos células sinérgidas,
huevo y los dos núcleos polares (Figura
la célula
9b-d) nos permiten suponer un
saco embrional tipo Polygonum como lo ha reportado Chopra {1957} en
Opuntia aurantiaca y Tiagi (1954) en Opuntia dilleni (Figura·J). La
ausencia de células antípodas es debido probablemente a que presentan
degeneración temprana como en Phaseolus aureus (Glenda et al., 1979)
y en otras familias de angiospermas tales como Araceae (Grayum, 1991)
y el género Prunus en el que degeneran a los tres días de su formación
{Arancha y Herrero, 1991; Pimienta y Pelito, 1983; Tukey, 1933j.
50
Durante la etapa que se puede considerar apropiada para la
fecundación, cuando la actividad de la célula huevo es mayor a la de
las células sinergidas y los núcleos polares han formado la célula
binúcleada,
la
presencia
de
tubos
polinices
fué
escasa
en
la
morfoespecie "fafayuco", observandose solamente 2 tubos polínicos que
penetraban
ausencia
por
el
micrópilo.
total
de
tubos
En
la
polinices
morfoespecie
permite
"negrita"
sugerir
que
a
la
la
doble
fecundación no se lleva a cabo y que el desarrollo del embrión y
endospermo
ocurre
por
partenogénesis
diploide
como
en
sorgo
y
zarzamora (Tang, et al., 1980¡ Nybrom, 1979). En algunas especies de
plantas
la
embriones
polinización
(seudogamia),
es
un
sin
requisito
embargo
los
para
el
estudios
desarrollo de
realizados
por
Archibald (1939) revelan que la formación de embriones nucelares en
Opuntia aurantiaca no requieren de polinización, hecho que coincide
con nuestras observaciones.
Tisserat,
desarrollo
de
embrionario,
et
embriones
al.
(1974)
menciona
apomícticos
coincidiendo con
que
se extiende
las observaciones
en
ocasiones
dentro
del
realizadas
el
saco
en la
morfoespecie "negrita" que presento embriones con número que van de 2
hasta 6 o más,
localizados en la zona micropilar dentro del saco
embrional.
El embrión localizado en la parte central
desarrollo
laminar,
en tanto que
los. embriones que
encuentran en estadio globular (Figura
presenta un
lo rodean se
9f)¡ de acuerdo a Maheshwari
(1950 citado por Tisserat et al., 1979) podemos pensar que el embrión
central, que presenta un mayor desarrollo es de origen sexual y los
embriones pequeños que lo rodean son formados apomicticamente, ya que
51
él considera la ausencia de suspensor y
caracteristicas que distinguen a
la posición lateral como
los embriones adventicios de los
cigóticos sin embargo existen reportes en Opuntia elata
(Naumova,
1978) y Citrus (Hofmeyr y Oberholzer, 1948. cit. por tisserat, 1979)
en donde el embrión cigotico es eliminado totalmente en los estadios
iniciales de su desarrollo y se origina un nuevo tejido nucelar que
sirve de sustrato para la formación de embriones adventicios que se
agrupan en la región micrópilar, tal y como se presentan en los óvulos
de "negrita".
El hecho de no ser observada la formación de tétrade hace
suponer que la célula madre del saco embrional es de origen diploide
y que por lo tanto en esta morfoespecie la apomixis gametofitica por
diplosporia
es
común.
Sin embargo
la presencia de tal
número
de
embriones encontrados en la mayoría de las muestras revelan que,este
proceso es auxiliado por otro mecanismo de agamospermia como puede ser
la embrionia adventicia, principalmente de origen nucelar puesto que
en algunos casos los embriones asexuales se encuentran adheridos a la
pared de este tejido.
52
8.- CONCLUSIONES
l.-El fenómeno de agamospermia es común en miembros del
género
Opuntia
y
su
expresión
morfologica
más
frecuente
es
la
formación de dos plántulas por semilla; aunque el número de plántulas_
que se diferencian por semilla llega a ser hasta de cuatro.
2 .-La
poliploidia
y
agamospermia
esterilidad
es
un
sexual,
fenómeno
ya
que
independiente
se
presenta
de
la
tanto
en
morfoespecies silvestres (2n y·4n) así como en cultivadas (6n y 8n).
3.- Los embriones asexuales son de origen nucelar formados
por embrionía adventicia y probablemente en la morfoespecie "negrita"
no se desarrolle embrión cigotico, el embrión central puede haberse
originado por partenogénesis diploide.
4.- Las observaciones de una sola megaspora funcional en
ambas morfoespecies de Opuntia así como la posición de los núcleos en
el
saco
embrional
maduro
revelaron
que
el
desarrollo
del
embrional presenta un origen monosporico del tipo polygonum.
53
saco
9. BIBLIOGRAFIA.
Aguilar,
L.
A.
y
E.
polínicos,
Pimienta.
tubo
floral
y
(Malus
pumila.
Desarrollo
viabilidad
compatibles
polinizaciones
manzano
1985.
de
de
tubos
óvulos en
incompatibles
e
Mill) .
Agrociencia.
de
62:
41-50.
Arancha,
A.
and
ovular
M.
Herrero.
structures
in
1991.
peach
Development
(Prunus
of
the
(L.j
persica
Batsch). New Phytol. 118: 527-533.
Archibald, E. E. A. 1939. The development of the ovule and seed
of jointed cactus (Opuntia aurantiaca Lindley) . South
African Journal of Science. XXXVI: 195-211.211.
c.
E.
Bashaw,
1980.
improvement
Apomixis
and
its
application
in
(in hybridization of crop plants).
crop
Am.
Soc.of Agr. Crop sci. Soc. of Am., 45-63.
Bell,
P.
R.
1992.
Apospory
and
Apogamy:
Implications
understanding the plant life cycle.
Int.
J.
for
Plant.
Sci.153(3): S123-S136.
Benson,
L.
1968. The cacti of Arizona.
Press. Tucson, Arizona. 218p.
54
university of Arizona
Bouttier,
c.
and
D.
Morgan.
G.
1992.
ovule
development
and
determination of seed number per pod on oilseed rape
(Brassica
napus
L.).
J.
of
Exp.
Botany.
43(250):
709-714.
Bravo, H.H. 1978a. Consideraciones acerca de la clasificación,
morfología y distribución de las cactáceas. Cae. Suc.
Méx. 23: 9-20.
1978b.
Las
Cactáceas
de
Universidad
México.
Nacional Autónoma de México. ed. 29. México. 735p.
Bryant, Louis R. 1935. A Study of the factors affecting the
development
of
the
embryo
sac
and
the
embryo
in
Mcintosh Apple. Tech. Bul. 61: 3-40.
Buell, K. M. 1952. Developmental morphology in Dianthus.
I.Structure
of
the
pistil
and
seed
development.
Am.J.Bot. 39 (3): 194-210.
Burson, B. L.; P.W. Voigt.; R.A. Sherman and
c. l. Dewald.
1990. Apomixis and sexuality in eastern gamagrass. Crop
Sci., 86-89.
Buttrose,
M.S.
and
M.
Sedgley.
1979.
Anatomy
of
watermelon
embryo sac following pollination, non pollination or
55
pathenocarpic induction of fruit development. Ann.Bot.
43: 141-146.
Buxbaum, F.
1950. Morphology of cacti; section rrr.
Fruit and
seeds. Published by Abbey Garden Press, 177-223.
Cambell, S. c. 1990. Apomixis, patterns of morphological
variation, and species concepts in subfam. Maloideae
(Rosaceae). systematic Botany. 15(1): 124-135.
Castillo, c. B. 1987. Caracterización de la producción y
comercialización de nopal (Opuntia spp)
tunera en el
Altiplano
y
Potosi no
circunvecinos.
Zacatecano
Tesis
profesional.
estados
Universidad
Autónoma de san Luis Potosi. 138p.
Chopra,
R.
N.
1957.
Opuntia
The
mode
aurantiaca
of
embryo
Lindl.-
sac
A
development in
reinvestigation.
Phytomorphology. 7: 403-406.
Crane, F. C. and J. G. Carman. 1987. Mechanisms of apomixis in
Elymus
rectisetus
from
eastern
australia
and
Zealand. Amer. J. Bot. 74(4): 477-496.
Cronquist, A. 1987. Introducción a la Botánica. 2a. ed. Ed.
CECSA. México D.F. 848p.
56
new
Dorsey, M.J.
1930. The Relation between embryo-sac development
and the set of fruit in the apple.
Proc. Amer.
Soc.
Hort. Sci. 26: 56-61 .
Eaton, G. W. 1969. A study of the megagametophyte in Prunus
avium
and
i ts
relation
to
frui t
setting.
Can.
J.
Plant. Sci. 39: 466-476.
and A.
M.
Jamont.
1965.
Embryo sac development in the
apricot, Prunus armeniaca L. CV Constant. Amer. Soc.
Hort. Sci. 86: 95-101.
Engleman, E. M. 1960. Ovule and Seed development in certain
Cacti. Am. J. Bot. 47(6): 460-467.
Esau, K. 1976. Anatomía Vegetal. 3ra. ed. Omega. 779p.
Anatomy of Seed plants.
2nd.
Ed.
John Willey & Sons.
U.S. A. 550 p.
Flores H. A., F. Borrego E., H. Gómez C., A. López B. 1988.
Variabilidad
y
estudio
cromosómico
del
nopal
(Opuntia spp.). Cact. Suc. Mex. XXXIII: 91-99.
Flores, V. E. M. 1973. Algo sobre morfológia y anatomía de
semillas de Cactaceae. Tesis de maestría. Colegio de
57
Postgraduados.
Escuela
nacional
agricultura
de
Chapingo, México. 167p.
y Engleman E. M. 1976. Apuntes sobre anatomía y
morfología de las semillas de cactáceas. I.Desarrollo
y estructura. Rev. Biol. Trop. 24 (2): 199-227.
- - - - - - - - . 1976. Apuntes sobre anatomía y morfología de las
semillas
de
cactáceas.
II.
Caracteres
de
valor
taxonómico. Rev. Biol. Trop. 24 (2): 299-321.
- - - - - - - - . 1989. La planta: estructura y función. 1ra. ed.
Cartago Editorial Tecnológica de Costa Rica.501p.
Foster, A. S. and E. M. Gifford. 1974. Comparative Morphology
of Vascular Plants.
2nd.
ed.
Ed W.
H.
Freeman and
company, San Francisco. 20: 634-721 p.
Ganong,
w.
F. 1898. Upon polyembryony and its morphology in
Opuntia vulgaris. Bot. Gaz. XXV: 221-228.
García, S. R. 1984. Patrones de polinización y fenología floral
en poblaciones de Opuntia spp. en San Luis Potosí y
Zacatecas.
Tesis
Profesional.
Autónoma de México. 128 p.
58
Universidad
Nacional
George, Glenda P., Ralph A. Glenda., and J. M. Herr, Jr. 1979.
A
Comparativa
development
Plants
in
of
study
of
ovule
field-grown
Glycine
Max
and
and
and
megagametophyte
greenhouse-
grown
Phaseolus
aureus
(Papilionaceae).Amer. J. Bot. 66(9): 1033-1043.
Gibson,
c.
A.
and P.
Nobel.
1986. The Cactus Primer.
Harvard
University Press. Cambridge, Massachusetts. 286 p.
Grant,
v.
and
P.
D.
Hurd.
Southwestern
Pollination
1979.
Opuntia.
of
the
and
sistematics
plant
Evolution. 133: 15-28.
1989.
Especiación Vegetal.
Noriega
Editores,
México
587p.
Grayum, M. H. 1991. Systematic embryology of the Araceae. Bot.
Rev. 57 (3): 167-203.
Greene, C. W. 1984. Sexual and apomictic reproduction in
Calamagrostis
(Gramineae)
from
eastern
north
America. Am. J. Bot. 71: 285-293.
Griggs, W. H. 1970. The status of deciduous fruit pollination,
the
indispensable pollinators.
A report
of the
9th
pollination Conference Hot. Spring, A. Kansas. 185-210.
59
Haig,
D.
1990.
New
perspectives
on
the
angiosperm
Female
gametophyte. Botanical Review, 53(3): 236-274.
Hjelmqvist, Hakon and Franco Grazi. 1965. studies on variation
in
embryo
sac
development,
second
part.
Botaniska
Notiser. 118(4): 329-160.
Hanna,
w.
w.
E.
c.
Identification
and
and
1987.
Bashaw.
Use
in
Plant
Apomixis:
Breeding.
Its
Crop
Sci.7:1136-1139.
Hartmann, H. T. y D. Kester. 1989. Propagación de plantas.
Principios y Prácticas.
tercera edición en español.
Ed.CECSA. México, D.F. 760 p.
Hayden N. Pritchard. 1964. A citochemical study of embryo sac
development
in
Stellaria
~-
Amer.
Jour.
Bot.
51(4): 371-378.
Herrero,
M.
and H.
G.
physiological
flowers
Dickinson.
1980.
differences
of Petunia
hybrida
Ultraestructural and
between
buds
and
prior to and
mature
following
pollination. Planta 148: 138-145.
Heslop, J- Harrison. 1983. The Reproductive Versatility of
Flowering Plants:
An overview.
60
strategies of Plant
Reproduction.
Barc.
Symposium
G.
W.
J.
Meudt(ed.)
Allanheld osmond, Publishers. Granada. pp. 3-18.
Jensen, W. A. 1962. Botanical Histochemistry.
w.
H. Freeman and
Company. San Francisco. 408p.
1973.
Fertilization
in
flowering
plants.
BioScience. 21-27p.
Johri, B. M. and S. P. Bhatnagar. 1973. Sorne histochemical and
ultraestructural aspects of the female gametophyte and
fertilization in angiosperms. Caryologia. 25: 9-25.
Kapil, R.N. and I. K. vasil.
1963. ovule. In Maheshwary, P(ed)
Recent advances in the Embriology of Angiosperms. New
Delhi, India. 41-67p.
Kluge,
M.
and I.P.
Ting,
1978.
Crassulacean acid metabolism.
Springer Verlag, Berlín Heidelberg. 209p.
and A. Bhatnagar. 1975. A fresh look at the process
of
double
fertilization
in
angiosper:ms.
Plant
embryological
Phytomorphology. 25: 334-368.
and
S.
c.
investigations
Tiwari.
and
61
1977.
flourescence
microscopy:
An
assessmenta integration. Int. Rev. of Cit.
Leopold, A.
c.
291~327.
and D. E. Kriedemann. 1975. Plant Growth and
Development. 2da. ed. Me Graw-Hill. New Delhi. 545p.
Lersten, N. R.l980. Reproduction and seed development (in
Hybridization of Crop Plants). Am. Soc. of Agr.- Crop
Sci. Soc. of Am. 17-43.
Lewis,
H.
W.
1980.
Poliploidy,
Polyploidy
in
Angiosperm:
Biological Relevance.
Dicotyledons.
Plenum Press, · New
York.
Linskens,
H.
F.
1982.
fertilization
Pollination
and
Undestanding
processes:
limits
to
hybridization.
Strategies on Plant Reproduction BARC. Symposium 6.,
Meudt
W.J.
(ed.).
Allanheld
Osmond,
Publishers
Granada. pp.35-39.
Meinke, David
w.
1991. Perspectives on genetic analysis of plant
Embryogenesis. Plant Cell. 3: 857-866.
Naumova, T.
N.
1978. Specificities of development of nucellar
tissue
and
nucellar
polyembryony
in
Opuntia_ elata
(Cactaceae). Botanychesky Zhurnal. 63: 344-355.
62
Niembro, R.A. 1988. Semillas de árboles y arbustos.
la ed. Ed.
Limusa. México D.F. 285p.
Palser,
B.
F.;
William R.
Philipson;
F.
L.
S.
and Melva N.
Philipson. 1991. Characteristics of ovary, ovule and
mature
megagametophyte
(Ericaceae)
in
Rhododendron
L.
and their taxonomic significance. Bot.J.
of the Linnean Soc. 105: 289-390.
Peréz, R.
c.
1993. Viabilidad de semillas y poliembrionla en
morfoespecies silvestres y cultivadas de Opuntia spp.
Tesis Profesional.
Universidad de Guadalajara.
Mex.
50p.
Percival, S. M. 1969. Floral biology. 2nd. ed. Pergamon Press.
London. 243p.
Pimienta,
E.
and V.S.
Polito 1983.
Embryo sac development in
almond (Prunus dulcis (Mill.) D.A. Webb) as affected
by cross-, Self- and Non-pollination .. Ann. Bot. 51:
469-479.
V. S. Polito, and D.
E.
Kester.
1983. Follen tube
growth in cross- and self- pollinated
'Nonpareil
Almond. J. Amer. Soc. Hort. Sci. 108(4): 643-647.
63
y E.M. Engleman;·1.'985. Desarrollo de la pulpa y
proporciones,
lóculo
maduro
el
volumen,
en
tuna
de
los
(Opuntia
componentes
ficus-indica
del
(L.)
Miller). Agrociencia. 62:50-56.
y Ricardo Mauricio Leguízamo.
1989.
Variación en
componentes del fruto maduro entre formas
de nopal
(Opuntia spp) tunera. Rev. Fitotec. 12: 183-196.
- - - - - - . 1990a. El Nopal Tunera.
Series libros Tiempos de
Ciencia, Universidad de Guadalajara, México 246 p.
1990b.
Fase progámica en angiospermas.
Ciencia,
41:319-332 p.
Reddy, G. N. and A. R. Kulkarni. 1988. Cases of polyembryony in
Cocosoid palms. Current Science. 57:733-734 .
Reddy, G. N. andA. R. Kulkarni. 1989. Megasporogenesis in Cocos
nucifera
L.-
A
reinvestigación.
Current
Science.
58:156-157.
Rodkiewicz, B. 1970. Callosa in cell wall during megasporogenesis
in angiosperms. Plant. 93: 39-47.
Rost,
L.T.
M.G.Barbour;
R.M.Thornton;
64
E.T.Weier
y
R.C.
Stocking. 1988. Botánica,
Introducción a la Biología
Vegetal. Editorial Limusa, México 466p.
Rosas C.P. 1984. Polinización y fase progámica en Opuntia spp.
Tesis
Profesional. Escuela de Biología. División de
Ciencias y Humanidades. Universiadad Michoacana de San
Nicolás de Hidalgo. 76p.
y
E.
Pimienta.
1986.
Polinización
y
Fase
Progámica en Nopal (Opuntia ficus-indica (L} Miller)
Tunero. Fitotecnia. 8: 164-176.
Sedgley, M. 1989. ovule and seed development in Eucalyptus
woodwardii
Maiden
(Simphyomyrtus}.
Bot.
Gaz.
150:
271-280.
Schroeder,
c. A. 1952. Floral Development, Sporogenesis, and
Embryology in the Avocado, Persea americana. Bot. Gaz.
113: 271-278.
Smith,
w.
B. 1956. Arachis Hypogaea, Normal megasporogenesis and
syngamy with occasional single fertilization. Amer. J.
of Botany. 43: 81-89.
Soost, Robert K. and Timothy E. Williams. 1980. Identification of
nucellar and zygotic
65
seedlings of Citrus with leaf
Isozymes. Hortscience 15(6): 728-729.
Sosa,
Ch.
R.
1964.
Microesporogénesis,
importancia económica,
distribución de tres especies del género
(Opuntia).
Tesis de Maestrla. Colegio de Posgraduados. Chapingo,
México, 60p.
Tang,
c. L. K. Schertz y E. Bashaw. 1980. Apomixis in Sorghum
lines
and
their
Fl
progenies.
Bot.
Gaz
14(3):
294-299.
Tiagi, Y. D. 1954. studies in the morphology of Opuntia
dillenii
Hawort.
1.
Development
of
the
ovule
and
gametophytes. Bot. Notiser: 343-356.
Tisserat, B.; E.B.Esan and T.Murashige,
1979. Embriogenesis in
angiosperms. Hort. Rev. 1:1-46.
Tomer,
E.
and s. Gazit.
americana
1979. Early stages in avocado (Persea
Mill.)
fruit
development:
Anatomical
aspects. Bot. Gaz. 140(3): 304-309.
Tukey,
H.
B.
1933.
Embryo
abortion
in
early-ripenning
varieties of Prunus avium. Bot. Gaz. 94(3): 433-468.
66
M EN C.
GEORGINA GUZMAN GODINEZ
SECRETARIO
FACULTAD DE CIENCIAS BIOLOG!CAS
P R E S E N T E
Por este conducto le comunico aue después de haber
revisado el tabajo de Tesis intitulado: "EVIDENCIAS C!TOLOGICAS Y
i'"10RFúLOG 1 CAS
DE P.~~A!·iOSF E?..i·l; .2l. EN
T"lC!P.FCJESFEC: 1 ES úE
Oo un t i..e._ s pp. n
que presenta la pasante de Biolog1a Marcelina Garcia Agui lar para
obtener
la
Licenciatura
en
Biclogia. considero
que
éste
ha
concluido
satisfactoriamente
por lo
cuai
puede
precederla
citada persona a
presentar su tesis para su
revisión por parte
de
los
sinodales y
una vez
aprobada
por éstos
presentar los
examenes de tesis y p~ofesiona!.
Sin otro
ocasión para
reitera~le
moment0 aprovecho
particular por el
mi consideración mjs distinguida.
E N T E
A
Noviembre de 1093
Guadal ajara.
üF~.
E'J~U(~!ü
PI!-ilENTA 2.4.RR10S
Director de Tesis
la