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INDICE
Presentación de la Asignatura
Identificación
Objetivos
Programa analítico
Bibliografía
Programa de examen
Nómina de trabajos prácticos y seminarios
Clases teóricas
Clases Prácticas
Seminarios
Evaluaciones
Regularización de la asignatura
Cronograma de actividades
Manejo y mantenimiento del microscopio
4
4
4
5
8
12
12
13
13
14
15
15
16
20
TPNº 1: Búsqueda bibliográfica y análisis de revistas y artículos científicos de genética
22
TPNº2: Sistemas genéticos bacterianos y virales
33
TPNº3: Estructura del gen y regulación de la acción génica
TPNº4: Análisis genético molecular
38
42
TPNº5: Análisis de cromosomas en mitosis
TPNº6: Cariotipo
TPNº7: Análisis de cromosomas en meiosis
50
56
60
TPNº8: Mendelismo. Mononíbridos y dihíbridos.
TPNº9: Mendelismo. Polihíbridos. Probabilidades.
68
75
TPNº10: Extensiones del mendelismo: interacción génica
77
TPNº11: Extensiones del mendelismo: Alelos múltiples, genes letales y herencia 82
citoplasmática
TPNº12: Determinación cromosómica del sexo y Herencia ligada al sexo
88
TPNº13: Ligamiento, recombinación y mapeo de genes
93
TPNº14: Mutaciones cromosómicas estructurales
97
TPNº15: Mutaciones cromosómicas numéricas
102
TPNº16: Mutaciones génicas
TPNº17: Herencia cuantitativa
TPNº18: Genética de poblaciones
106
108
111
TPNº19: Análisis filogenético
113
TPNº20: Genética humana
118
Guía para el desarrollo de los seminarios
128
2
3
PRESENTACIÓN DE LA ASIGNATURA
1. IDENTIFICACIÓN
1.1. FACULTAD: Ciencias Exactas y Naturales y Agrimensura
1.2. DEPARTAMENTO: Biología
1.3. AREA: Biología General
1.4. ASIGNATURA: Genética
1.5. CARRERA: Profesorado en Ciencias Biológicas – Licenciatura en Ciencias Biológicas
1.6. DOCENTES:
Profesora Titular: Dra. Viviana Griselda Solís Neffa
Jefa de Trabajos Prácticos: Dra. Ivana Evelin Kovalsky
Jefe de Trabajos Prácticos Adscripto: Lic. Juan Manuel Roggero Luque
Ayudantes Alumnos Adscriptos: Srta. Silvia Andrea Fernández
Sr. Bruno Dematteis
1.7. MODALIDAD: Presencial
1.8. CARGA HORARIA TOTAL: 144 horas
1.9. CARGA HORARIA SEMANAL: 9 HORAS SEMANALES, 4 HS TEORIA/ 5 HS PRACTICA.
2. DESCRIPCIÓN
El curso de Genética se desarrolla durante el primer cuatrimestre del 3º año y tiene un
total de 16 semanas de duración, siendo de carácter obligatorio.
2.1 OBJETIVOS
GENERAL
Introducir al alumno en el estudio de: 1) los mecanismos de transmisión de los genes
de generación en generación, los patrones de estructura, función y organización del
material hereditario, así como el comportamiento de los genes en las poblaciones
naturales y el cambio evolutivo; 2) los fundamentos, resultados y limitaciones de los
principales métodos de investigación en Genética y de 3) las distintas aplicaciones de
los conocimientos básicos del análisis genético.
ESPECÍFICOS
Lograr que, mediante el proceso de enseñanza – aprendizaje, el alumno esté en
condiciones de:
a) Comprender los conceptos básicos para interpretar los mecanismos de transmisión
de los genes de generación en generación; los patrones de estructura, función y
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organización del material hereditario, así como el comportamiento de los genes en
las poblaciones naturales y el cambio evolutivo.
b) Interpretar los fundamentos, resultados y limitaciones de los principales métodos
de análisis genéticos.
c) Instruirse en el empleo de la terminología de la Genética, tanto en su expresión
gráfica, como escrita y oral.
d) Desarrollar un pensamiento reflexivo sobre la base del método científico.
e) Desarrollar las competencias intelectuales para integrar los conceptos de la
Genética así como para la resolución de problemas
e) Ser capaz de obtener, seleccionar y registrar la información genética pertinente.
3. PROGRAMA ANALÍTICO
3.1. CONTENIDOS MÍNIMOS: Introducción a la Genética. Bases cromosómicas de la
herencia. Citogenética. Genética mendeliana. Alteraciones de la información genética.
Extensiones del mendelismo. Genética del sexo y herencia en relación con el sexo.
Sistemas extracromosómicos en eucariotas. Ligamiento y recombinación génica en
eucariota y procariotas. Mapas genéticos. Sistemas genéticos bacterianos y virales.
Mutaciones génicas y cromosómicas. Genomas. Estructura del gen. Regulación de la
acción génica. Ingeniería genética. Biotecnología. Bioética. Bioinformática. Genómica
funcional y comparada. Genética del desarrollo. Genética Cuantitativa. Genética de
Poblaciones. Procesos microevolutivos. Fuerzas evolutivas. Filogenia. Genética
Humana y médica. Evolución humana. Genética y mejoramiento. Genética de la
conservación.
3.2. CONTENIDOS POR UNIDAD
Unidad 1: Introducción a la Genética. Definición, objetivos, métodos y relaciones con
otras ciencias. El surgimiento de la Genética. Divisiones de la Genética. Organismos
genéticos modelo. La Genética como eje unificador en la Biología. Aplicaciones de la
Genética.
Unidad 2: Genes y Genomas. Concepto y estructura del gen procariota y eucariota.
Organización policistrónica y monocistrónica. Organización y composición de los
genomas eucariota y procariota (genomas bacterianos, víricos y de orgánulos
eucariotas. Elementos genéticos transponibles o móviles. Inestabilidad genética y el
descubrimiento de los elementos transponibles. Características generales de los
elementos transponibles. Transposones en bacterias. Transposones en eucariontes.
Importancia genética y evolutiva de los transposones. Evolución de los genomas.
Unidad 3: Sistemas genéticos bacterianos y virales. Genomas bacterianos y víricos.
Recombinación en bacterias y virus. Transferencia génica en bacterias. Transferencia
génica natural y resistencia a antibióticos. Transformación en bacterias. Conjugación.
Transducción por fagos. Episomas y plásmidos. Genética de los bacteriófagos.
Bacteriófagos temperados y virulentos. Ciclos lítico y lisogénico en el fago lambda.
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Virus con ARN. Virus de la inmunodeficiencia humana y sida. Tipos de mutantes virales.
Interacciones entre virus. Mapeo de genomas virales.
Unidad 4: Regulación de la acción génica en procariotas y eucariotas. La regulación
génica en procariotas. El modelo del operón. Metabolismo de la lactosa en E. coli.
Operones inducibles y reprimibles. Regulación génica en eucariotas. Elementos
reguladores y genes eucarióticos. Alteraciones genómicas y expresión génica.
Metilación del ADN y amplificación génica. Factores de transcripción y proteínas
activadoras de la transcripción. Regulación génica mediante el procesamiento y la
degradación del ARN. Interferencia del ARN y regulación génica. Regulación génica
postranscripcional. Control hormonal en la expresión génica. Epigenética.
Unidad 5: Fundamento de las técnicas de genética molecular. Técnicas moleculares
empleadas para aislar, recombinar y amplificar genes. Técnicas moleculares para hallar
genes de interés. Análisis de las secuencias de ADN. Técnicas moleculares para analizar
la función de los genes.
Unidad 6: Mitosis y meiosis. Bases cromosómicas de la herencia. Citogenética. Análisis
de cromosomas en mitosis. Morfología cromosómica. El complemento cromosómico.
Cariotipo. Análisis de cromosomas en meiosis. Meiosis y recombinación. El modelo de
Holliday. Importancia evolutiva de la recombinación, segregación y fecundación.
Cromosomas politénicos y plumulados. Apomixis: tipos, importancia evolutiva y
práctica.
Unidad 7: Genética mendeliana. Principios básicos de la herencia mendeliana.
Terminología genética. Cruzamientos monohíbridos. El principio de segregación.
Predicción de los resultados de los cruzamientos genéticos. Métodos del tablero y
dicotómico. Retrocruzas. Cruzamiento de prueba. Aplicación de la probabilidad a los
cruzamientos genéticos. Cruzamientos dihíbridos. El principio de la segregación
independiente. La prueba de X2 de bondad de ajuste. Análisis de pedigríes. Las bases
cromosómicas de la herencia. Desarrollo histórico de la teoría cromosómica. Meiosis.
Relación entre el principio de la segregación independiente y la meiosis.
Unidad 8: Extensiones del mendelismo. Variación de la dominancia. Dominancia
incompleta, codominancia y superdominancia. Alelos múltiples, concepto y notación.
Pseudoalelismo. Pleiotropía. Interacción génica sin y con modificaciones de las
proporciones mendelianas en F2 y retrocruza. Epístasis dominante. Epístasis recesiva.
Epístasis dominante duplicado. Epístasis dominante y recesiva. Epístasis recesiva
duplicada. Genes letales, semiletales y subvitales. Penetrancia y expresividad del gen.
Herencia extranuclear. Efecto genético materno. Herencia citoplasmática.
Unidad 9: Genética del sexo y herencia en relación con el sexo. Sistemas
cromosómicos de determinación del sexo. Los cromosomas sexuales. Sistemas génicos
de determinación del sexo. Factores ambientales y determinación del sexo. Herencia
ligada al sexo. Características ligadas al X. Compensación de la dosis. Características
ligadas al Y. Letales ligados al sexo. Características influidas o limitadas por el sexo.
Unidad 10: Ligamiento, recombinación y mapas genéticos en eucariotas y
procariotas. El descubrimiento del ligamiento. Recombinación. Notación. Ligamiento
parcial y completo. Comparación entre el ligamiento completo y la segregación
independiente. Entrecruzamiento con genes ligados. Cálculo de la frecuencia de
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recombinación. Acoplamiento y repulsión. Demostración citológica del
sobrecruzamiento. Frecuencia de quiasmas. Mapas de ligamiento. Concepto. Orden
lineal de los genes. Mapeo de genes con frecuencias de recombinación. Construcción
de un mapa genético mediante el cruzamiento de prueba. Determinación del orden y
distancia de los genes. Aplicación de prueba de tres puntos. Interferencia y
coincidencia. Sintenia.
Unidad 11: Mutaciones cromosómicas estructurales. Mutación somática versus
mutación germinal. Tipos de mutaciones cromosómicas. Cambios en la estructura de
los cromosomas. Deleciones. Duplicaciones. Inversiones. Translocaciones. Efectos
citológicos y genéticos de los cambios en la estructura de los cromosomas. Importancia
en la evolución.
Unidad 12: Mutaciones cromosómicas numéricas. Aneuploidía. Mecanismos de origen
de aneuploides. Tipos de aneuploidía. Efectos de la aneuploidía. Euploidía. Poliploidía.
Mecanismos de poliploidización. Tipos de poliploides. Fórmulas genómicas.
Importancia evolutiva y práctica de la poliploidía.
Unidad 13: Mutaciones génicas. Importancia de las mutaciones. Tipos de mutaciones
génicas. Efectos fenotípicos de las mutaciones. Mutaciones preadaptativas vs
postadaptativas. Mutaciones supresoras. Tasas de mutación. Bases moleculares de la
mutación. Errores espontáneos de replicación. Cambios químicos espontáneos.
Mutaciones inducidas. Agentes mutagénicos: físicos y químicos; luz ultravioleta,
radiaciones ionizantes, sustancias químicas.
Unidad 14: Análisis genómico. Ingeniería genética. Aplicaciones. Ingeniería genética y
responsabilidad social. Bioinformática. Genómica y Preoteómica. Mapas físicos.
Genómica funcional y comparada. Transcriptómica. Metabolómica. Metagenómica.
Unidad 15: Genética del desarrollo. Principios básicos de la Genética del desarrollo.
Principales procesos del desarrollo embrionario. Genética del desarrollo embrionario.
Control génico en el desarrollo. Transcripción diferencial en el desarrollo de
procariotas y eucariotas. Establecimiento de la información posicional. Los genes Hox.
Formación de patrones complejos. Homeobox. Homeodominio. Paralelismo entre la
formación de patrones en insectos y vertebrados y entre animales y plantas.
Unidad 16: Genética cuantitativa. Variación continua. Genotipos y distribución
fenotípica. Tipos de características cuantitativas. Herencia poligénica. Variación
transgresiva. Genes modificadores. Análisis de las características cuantitativas.
Distribuciones, media y varianza. Varianza fenotípica. Heredabilidad. Cuantificación de
la heredabilidad. Localización de los genes que afectan las características cuantitativas.
Unidad 17: Genética poblacional y ecológica. Concepto. Acervo génico. Ley de HardyWeinberg. Polimorfismos y politipismo. Frecuencias génicas, genotípicas y fenotípicas.
Heterocigosis. Endogamia y apareamientos preferenciales. Procesos microevoltivos.
Fuerzas evolutivas: mutación, selección natural, flujo génico y deriva genética. Tamaño
efectivo. Efecto fundador y de cuello de botella. Interacción entre los procesos
evolutivos. Cambios en la estructura genética de las poblaciones en el espacio y en el
tiempo. Variación y divergencia entre las poblaciones. El efecto del ambiente sobre la
eficacia biológica. Seleccionismo vs. Neutralismo. Patrones espaciales de diferenciación
geográfica. Clinas. Genética del Paisaje.
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Unidad 18: Genética de la especiación. Concepto biológico de especie. Mecanismos de
aislamiento reproductivo. Conceptos alternativos: tipológico, evolutivo y filogenético.
Modelos de especiación. Modelos geográficos de especiación: alopátrico, parapátrico y
simpátrico. Teorías genéticas de la especiación. Genética de la especiación.
Macroevolución.
Unidad 19: Genética evolutiva. Reconstrucción de historias evolutivas a partir de
datos genéticos. Filogenias moleculares. Teoría de la coalescencia. Tasas de evolución
molecular y relojes moleculares. Evolución del genoma. Filogeografía.
Unidad 20: Genética humana y médica. El genoma humano. Enfermedades
mendelianas y de herencia multifactorial. Citogenética clínica. Cariotipo humano y
cromosomopatías. Genética bioquímica. Inmunogenética. Genética del cáncer. Terapia
génica. Genética clínica y asesoramiento genético. Genética forense. Genética del
comportamiento humano. Bioética: aspectos éticos, sociales y legales en genética
humana. Evolución humana.
Unidad 21: Genética y mejoramiento. Recursos genéticos: origen, uso y conservación
de la variabilidad. Orígenes de la agricultura. Origen genético y origen geográfico.
Centros de origen. Centros de variación. Bancos de germoplasma. Efecto genético de la
consanguinidad. Aplicación al mejoramiento. Heterosis: concepto, efectos en plantas y
animales. Aplicaciones. Métodos de selección. Cruzamientos y manejo de poblaciones
segregantes. Selección recurrente. Utilización de plantas transgénicas en la agricultura.
Conceptos de bioseguridad aplicados al uso de organismos genéticamente
modificados.
Unidad 22: Genética de la conservación. Concepto. Conservación de la biodiversidad.
Importancia de la diversidad genética. Las consecuencias genéticas de la disminución
del tamaño de la población. Depresión endogámica. Perdida de diversidad genética y
extinción. Manejo genético de especies amenazadas. Manejo genético de poblaciones
fragmentadas. Aspectos genéticos del diseño de reservas. Genómica y conservación de
la biodiversidad. Consideraciones evolutivas en la conservación de poblaciones y
especies en ambientes naturales. Consideraciones evolutivas en la gestión del hábitat.
Evolución y conservación ex situ.
3.3. BIBLIOGRAFÍA
General
Burns GW (1983) The science of genetic. An introduction to heredity. 5ª ed. Ed.
Macmillan. New York. USA.
Cardellino R, Rovira J. Mejoramiento Genético Animal. Ed. Hemisferio Sur. Montevideo,
Uruguay.
Gardner EJ, Simmons MJ, Snustad DP (1998) Principios de Genética. 4ª. ed. Ed. Limusa
Wiley. México.
Griffiths AJF, Miller JH, Suzuki DT, Lewontin RC, Gelbart WM (1996) An Introduction to
Genetic Analysis. 6ª ed. Ed. Freeman & Co. New York. USA.
8
Jorde LB, Carey MD, Bamshad MJ (2011) Genética Médica. 4 a ed. Elsevier España S.L.
Barcelo, España.
Klug WS, Cummings MR (1999) Conceptos de Genética. 5a ed. Ed. Prentice Hall.
Lacadena JR (1988) Genética. Ed. Agesa. Madrid, España.
Levine L (1979) Biología del gen. Ed. Omega. Madrid, España.
Lewin B (2001) Genes VII. Ed. Marban. Madrid, España.
Mueller RF, Young ID, Emery EH (2001) Genética Médica. Ed. Marbán, Madrid España.
Novitski E (1982) Human Genetics. MacMillan. New York. USA.
Pierce BA (2010) Genética: Un enfoque conceptual. 3ª edición. Ed. médica
Panamericana S.A. Madrid.
Pierce BA (2011) Fundamentos de Genética. Conceptos y relaciones. Ed. Médica
Panamericana. Madrid, España.
Puertas MJ (1992) Genética: fundamentos y perspectivas. 1º ed. Ed. McGraw - Hill
Interamericana, Madrid. España.
Rubinstein C, Echenique V, Hopp E, Mroginski L Levitus G. (2009). Biotecnología y
Mejoramiento Vegetal II. http://intainforma.inta.gov.ar/?cat=346.
Sanchez-Monge E & Jouve N (1989) Genética. Ed. Omega, Barcelona, España.
Sinnott WE, Dunn LC & Dobzhansky T (1978) Principios de Genética. Ed. Omega.
Barcelona, España.
Solari AJ (2004) Genética Humana. Fundamentos y aplicaciones en medicina. 3ª ed. Ed.
Medica Panamericana. Buenos Aires, Argentina.
Srb AM, Owen RD, Edgar RS (1978) Genética general. OMEGA. Madrid, España.
Srb AM, Owen RD, Edgar RS (1978) Facetas de la Genética. Selecciones de Scientific
American. H. Blume Ediciones. Madrid, España.
Strickberger MW (1978) Genética. 2º ed. Ed. Omega, Barcelona, España.
Thompson JS, Thompson MW (1977) Genética humana. Ed. Salvat, Buenos Aires.
Específica
Alberts B, Bray D, Lewis J, Raff M, Roberts K, Watson JD (1989) Molecular biology of the
cell. 2ª. ed. Ed. Garland Publ. Inc., New York. USA.
Avers CJ (1991) Biología Celular. Ed. Iberoamérica, México.
Avise WR (2000) Phylogeography. The history and Evolution. Harvard University Press.
USA.
Ayala FJ (1979) Evolución Molecular. Omega. Barcelona.
Brown TA (2008) Genomas. 3 a ed. Ed. Médica Panamericana. Buenos Aires, Argentina
Clark MS, Wall WJ (1996) Chromosomes. Chapman & Hall. London, UK.
Cooper GM (2002) La célula. Ed. Marbán. Madrid. España.
9
Coyne JA, Orr HA (2004) Speciation. Sinauer Associates Publishers. Sunderland Mass.
USA.
Curtis H, Barnes NS (1993) Biología. 5ª ed. Ed. Médica Panamericana. Buenos Aires,
Argentina.
Darlington CD (1965) Cytology. Churchill Ltd. London, UK.
De Robertis EMF, Hib J, Ponzio R (2000) Biología Celular y Molecular. 13ª ed. Ed. El
Ateneo. Buenos Aires, Argentina.
Dobzhansky T, Ayala FJ, Stebbins GL, Valentine JW (1980) Evolución. Ed. Omega.
Barcelona, España.
Dover GA, Flavell RB (1982) Genome Evolution. Academic Press. UK.
Futuyma DJ (1998) Biología Evolutiva. Sociedad Brasilera de Genética. Brasil.
Fontdevilla A, Moya A (2003) Evolución. Origen, adaptación y divergencia de las
especies. Síntesis, Madrid.
Grant V (1989) Especiación Vegetal. Ed. Liusa. México.
Heslop-Harrison JS, Flavell RB (1993) The chromosome. Bios Scientific Publishers.
Oxford, UK.
Jauhar PP (1996) Methods of genome analysis in plants. CRC Press. Inc. Boca Ratón,
Florida.
Karp G (1996) Biología Celular y Molecular. Ed. Mcgraw-Hill Interamericana.
Lacadena JR (1996) Citogenética. 1º ed. Ed. Complutense, Madrid, España.
Ridley M (1998) Evolution. Second edition. Blackwell Science.
Stebbins GL (1971) Chromosomal evolution in higher plants. Addison-Wesley
Publishers. UK.
Stebbins GL (1978) Procesos de la evolución orgánica. PHI. Madrid, España.
Van Dyke F (2008) Conservation Biology. Foundations, concepts, applications. 2° ed.
Springer.
White MJD (1978) Modes of speciation. WM Freeman and Co. USA.
Revistas científicas
Publicaciones disponibles en las Bibliotecas de la UNNE y en la Biblioteca Electrónica
de la Secretaría General de Ciencia y Tecnología (http://www.biblioteca.secyt.gov.ar)
Advances in Genetics (USA)
Annual Reviews in Genetics (USA)
Annual Reviews of Genome and Human Genetics (USA)
Basic and Applied Genetics (Argentina)
BMC Genetics (USA)
10
BMC Genomics (Gran Bretaña)
Caryologia (Italia)
Chromosoma (Alemania)
Chromosome Research (Gran Bretaña)
Conservation Genetics (Gran Bretaña)
Cytologia (Japón)
Evolution (USA)
Evolutionary Ecology (USA)
Genetical Research (Gran Bretaña)
Genetica (Holanda)
Genetics (USA)
Genetics and Molecular Biology (Brasil)
Genome Research (USA)
Genome Biology (Gran Bretaña)
Genomics (USA)
Hereditas (Suecia)
Heredity (Gran Bretaña)
International Review of Cytology (USA)
Journal of Evolutionary Biology (Gran Bretaña)
Journal of Heredity (USA)
Molecular Ecology (USA)
Molecular Phylogenetics and Evolution (USA)
Mutagenesis (USA)
Nature (Gran Bretaña)
Science (USA)
Theoretical and Applied Genetics (Alemania)
Trends in Genetics (USA)
Trends in Ecology and Evolution (USA)
3.4. PROGRAMA DE EXÁMEN
11
Bolilla
Temas
Bolilla
Temas
1
1-10-13
12
12-22-10
2
2-11-12
13
13-21- 11
3
3-9-14
14
14-20-8
4
4-8-15
15
15-19-9
5
5-7-16
16
16-18- 6
6
6-5-17
17
17-16-7
7
7-6-18
18
18-17-5
8
8-3-19
19
19-15-4
9
9-4-20
20
20-14-3
10
10-2-21
21
21-12-1
11
11-1-22
22
22-13-2
3.5. NÓMINA DE TRABAJOS PRÁCTICOS y SEMINARIOS
Trabajo Práctico N° 1: Búsqueda bibliográfica y análisis de revistas y artículos
científicos de genética
Trabajo Práctico N° 2: Sistemas genéticos bacterianos y virales
Trabajo Práctico N° 3: Estructura del gen y regulación de la acción génica
Trabajo Práctico N° 4: Análisis genético molecular
Trabajo Práctico N° 5: Análisis de cromosomas en mitosis
Trabajo Práctico N° 6: Cariotipo
Trabajo Práctico N° 7: Análisis de cromosomas en meiosis
Trabajo Práctico N° 8: Mendelismo. Mononíbridos y dihíbridos.
Trabajo Práctico N° 9: Mendelismo. Polihíbridos. Probabilidades.
Trabajo Práctico N° 10: Extensiones del mendelismo: interacción génica
Trabajo Práctico N° 11: Extensiones del mendelismo: Alelos múltiples, genes letales y
herencia citoplasmática
Trabajo Práctico N° 12: Determinación cromosómica del sexo y Herencia ligada al sexo
Trabajo Práctico N° 13: Ligamiento, recombinación y mapeo de genes
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Trabajo Práctico N° 14: Mutaciones cromosómicas estructurales
Trabajo Práctico N° 15: Mutaciones cromosómicas numéricas
Trabajo Práctico N° 16: Mutación génica
Trabajo Práctico N° 17: Herencia cuantitativa
Trabajo Práctico N° 18: Genética de poblaciones
Trabajo Práctico N° 19: Genética evolutiva y de la especiación
Trabajo Práctico N° 19: Genética humana y médica
Temas de Seminarios
- Elementos genéticos transponibles
- Ingeniería genética
- Genética del desarrollo
- Genética de la especiación
- Evolución humana
- Genética y mejoramiento
- Genética de la conservación
- Bioética
4. TIPOS DE ACTIVIDADES
4.1. CLASES TEÓRICAS
En las clases teóricas se desarrollarán los aspectos básicos y la orientación general de
la materia. Para facilitar la comprensión de los contenidos desarrollados, los alumnos
dispondrán con anterioridad al desarrollo de cada clase teórica la bibliografía
correspondiente. Los alumnos deberán estudiar y comprender las nociones que se
imparten en las clases teóricas, sin lo cual no podrán desarrollar los trabajos prácticos
en forma satisfactoria. Se recomienda la lectura de cada tema tratado tanto antes
como después de cada clase, utilizando la bibliografía sugerida.
4.2. CLASES PRÁCTICAS
Las prácticas de laboratorio o trabajos prácticos son una actividad obligatoria para
todos los alumnos inscriptos y se desarrollan dos veces por semana, guiados por uno o
más auxiliares de docencia. Las bases conceptuales de los temas de los trabajos
prácticos son desarrolladas previamente en las clases teóricas. Para las clases prácticas
se empleará como estrategia de enseñanza la resolución de problemas (aprendizaje
por indagación guiada). Las mismas consistirán principalmente en la resolución de los
problemas de la Guía de Trabajos Prácticos, relacionados a cada uno de los temas
impartidos en las clases teóricas. Además se realizarán algunas prácticas de
informática en las que se instruirá a los alumnos en el diseño experimental así como en
13
el procesamiento y el análisis de datos empleando programas desarrollados
específicamente para Genética. Para poder integrar los conocimientos teóricos y
prácticos, que conduzcan a la comprensión global de la materia, es imprescindible que
los alumnos concurran a los trabajos prácticos habiendo estudiado o preparado
previamente el tema a desarrollar. La Genética se ha destacado desde su nacimiento
por el rigor y la precisión de su metodología, lo cual permite hacer inferencias y
resolver planteos teóricos ante situaciones hipotéticas. Es por ello, que además de los
prácticos experimentales, algunas clases prácticas estarán destinadas a la resolución
de problemas teóricos. La realización de cada trabajo práctico implica la comprensión
de los principios teóricos del fenómeno en estudio, el adiestramiento manual del
alumno, la práctica en el manejo instrumental y entrenamiento en la presentación de
datos e interpretación de resultados. Las clases prácticas tendrán una duración
aproximada de 3 horas. Los temas a desarrollar en los prácticos, así como los
materiales necesarios y actividades, se detallan en la guía de trabajos prácticos. Al final
de cada práctico, se incluyen referencias bibliográficas a las que el alumno podrá
recurrir para aclarar conceptos o estudiar el tema.
Para la realización de las actividades prácticas, los alumnos deberán proveerse de los
siguientes materiales:






Guía de Trabajos Prácticos
Carpeta con hojas blancas tamaño oficio
Lápiz negro
Goma de borrar
Regla milimetrada
Calculadora
Los materiales que deberán llevar a cada trabajo práctico se detallan en la guía de
actividades de laboratorio.
Para cada clase práctica el alumno deberá concurrir conociendo la finalidad del trabajo
y trayendo la guía de trabajos prácticos y los materiales necesarios mencionados en la
misma. Al finalizar cada trabajo práctico, el alumno deberá entregar en forma
individual las actividades realizadas durante la clase para su evaluación (ilustraciones,
respuestas del cuestionario, problemas resueltos, etc.). Si dicho informe se presenta
en estado deficiente o incompleto se considerará que no ha cumplido con la clase
práctica. Igualmente, cuando el alumno se encuentre ajeno al trabajo, sea por ignorar
los fundamentos teóricos de la actividad o por permanecer inactivo en la práctica, se
considerará que no ha cumplido esa clase práctica.
4.3. SEMINARIOS
Durante los seminarios los alumnos analizarán artículos científicos, relacionados con
los temas desarrollados en las clases teóricas. Estas clases tendrán como objetivo
analizar los aspectos prácticos de los conceptos teóricos y su importancia en el
desarrollo de protocolos y en el análisis genético. Para el desarrollo de los seminarios,
los alumnos realizarán trabajos individuales, al final de los cuales, presentarán
informes escritos o exposiciones orales. Para tal fin, los alumnos emplearán
bibliografía actualizada sobre los temas a tratar, recurriendo tanto a la consulta de
libros como de revistas científicas especializadas disponibles en la página web de la
14
Cátedra, las bibliotecas dependientes de la UNNE y en la biblioteca electrónica de la
SGCYT.
4.4. CLASES DE CONSULTA
Además de las consultas que los alumnos puedan realizar después de cada clase
teórica o práctica, se podrán hacer consultas a los docentes del curso en los horarios
establecidos a tal fin.
5. EVALUACIONES
Las evaluaciones estarán destinadas a determinar el grado de comprensión de los
diferentes temas por parte de los alumnos y estimar el grado en que los objetivos
propuestos por la asignatura se cumplen.
a.- Evaluaciones de las Actividades Prácticas: tienen como objetivo determinar si el
grado de comprensión de los fundamentos del tema es satisfactorio y verificar si el
alumno es capaz de aplicar dichos conocimientos en la resolución de problemas
hipotético-deductivos. La evaluación de las mismas se realizará a partir de los trabajos
o problemas realizados por los alumnos, que serán entregados al finalizar cada clase. El
no cumplimento de las actividades previstas en cada práctico o la incorrecta
elaboración de los informes implicará la desaprobación del trabajo práctico realizado.
b.- Evaluaciones Parciales: se realizarán tres evaluaciones parciales, que
comprenderán temas estrechamente relacionados, cuya comprensión es fundamental
para la correcta asimilación de los temas posteriores. Los parciales serán desarrollados
por escrito, y tendrán como objetivo fundamental evaluar la capacidad de análisis y de
las diferentes situaciones que pudieran plantearse. Los contenidos a evaluar en las
evaluaciones parciales comprenden los trabajos prácticos realizados y los fundamentos
teóricos de los mismos. Dentro de los 7 días posteriores a cada evaluación se realizarán
los recuperatorios correspondientes.
6. REGULARIZACIÓN DE LA ASIGNATURA
Al finalizar el curso se considerará alumno regular a aquellos alumnos que cumplieran
con las siguientes exigencias:



Alcanzar el 75 % de asistencia en las clases prácticas
Aprobar el 75% de las clases prácticas.
Aprobar el 100% de las evaluaciones parciales con calificación 6 (seis) o superior.
Los alumnos que no cumplieran con los tres requisitos mencionados serán
considerados alumnos libres.
Condiciones Para Aprobar la Materia Con Examen Final.
 Alumnos Regulares: Los alumnos deberán sacar dos bolillas del plan de examen y
exponer un tema de una de las bolillas a elección del alumno y luego los temas que el
15
profesor solicite de las bolillas correspondientes o de cualquier tema del programa. Se
aprobara la materia con 6 (Seis)
 Alumnos Libres: Deben rendir un trabajo práctico (TP) escrito a elección de la mesa
evaluadora.
Una vez aprobado el TP con 6 (Seis) tendrá opción al examen de los contenidos
teóricos de la asignatura.
7. CRONOGRAMA DE ACTIVIDADES
Las clases teóricas se dictarán los martes y jueves de 14:30 a 16:30 hs y las clases
prácticas los martes y jueves de 17:00 a 20:00 hs. Clases de consulta: viernes de 10 a
12 hs en el Instituto de Botánica del Nordeste.
16
7.1. Cronograma de clases teóricas
Clase 1
Clase 2
Semana
1
Clase Inaugural. Introducción a la Genes y Genomas
Genética
2
Sistemas genéticos bacterianos y Regulación de la acción génica
virales
3
Fundamentos de las técnicas de Mitosis
genética molecular
4
Meiosis
Principios
básicos
de
la
herencia
mendeliana
5
6
Principios básicos de la herencia
mendeliana
Extensiones del mendelismo
Extensiones del mendelismo
Genética del sexo y herencia en relación
con el sexo
7
Ligamiento,
recombinación
mapeo de genes
8
y
Mutaciones cromosómicas numéricas
10
Mutaciones
cromosómicas Mutaciones génicas
estructurales
Tecnología del ADN
recombinante
Genética del desarrollo
Genética cuantitativa
11
Genética poblacional y ecológica
9
Genética de la especiación
12
Genética evolutiva
Genética humana y médica
13
Genética y mejoramiento
Genética de la conservación
14
Tercer Examen Parcial
15
Exámen Recuperatorio Tercer Parcial
16
Exámenes Recuperatorios
Extraordinarios
17
7.2 Cronograma de clases prácticas
Clase 1
Clase 2
Semana
1
2
Búsqueda bibliográfica y análisis de
revistas y artículos científicos de
genética
Sistemas genéticos bacterianos y Estructura del gen y regulación de la
acción génica
virales
3
Análisis genético molecular
Análisis de cromosomas en mitosis
4
Cariotipo
Análisis de cromosomas en meiosis
5
Mendelismo. Mononíbridos y
dihíbridos.
6
Extensiones del mendelismo:
interacción génica
Mendelismo. Polihíbridos y
probabilidades
Extensiones del mendelismo: Alelos
múltiples, genes letales y herencia
citoplasmática
7
Primer Examen Parcial
Determinación cromosómica del sexo y
herencia ligada al sexo
8
Recuperatorio Primer Exam. Parc. Ligamiento, recombinación y mapeo de
genes
9
10
Mutaciones cromosómicas
numéricas
Mutaciones génicas
11
Herencia cuantitativa
Mutaciones cromosómicas
estructurales
Segundo Examen Parcial
Recuperatorio Segundo Exam. Parc.
12
Genética de poblaciones
Genética evolutiva
13
Genética humana y médica
Seminarios integradores
14
Tercer Examen Parcial
15
Examen Recuperatorio Tercer Parcial
16
Exámenes Recuperatorios
Extraordinarios
18
19
MANEJO y MANTENIMIENTO DEL MICROSCOPIO
1. Conectar la luz.
2. Colocar el preparado sobre la platina y centrar, mirando exteriormente, la zona
teñida sobre el eje del objetivo.
3. Abrir el diafragma del condensador y colocar éste en su posición más alta.
4. Colocar el objetivo de menor aumento (10) lo más cerca posible del preparado, sin
que llegue a tocarlo. Hacer esta operación empleando el tornillo macrométrico,
observando lateralmente el microscopio.
5. Observar a través del ocular y mover el tornillo macrométrico, hasta que aparezca la
imagen nítida.
6. Una vez enfocado el preparado, no volver a tocar el tornillo macrométrico. Los
enfoques con los otros objetivos se realizarán únicamente con el tornillo micrométrico.
7. Para observar el preparado, mover ordenadamente la platina con los tornillos del
vernier, de izquierda a derecha y de arriba abajo, procurando no pasar dos veces por el
mismo punto del preparado. Tomar las coordenadas de aquellas células que resulte
interesante observar con objetivos de mayor aumento. Para ello:

Situar en el centro del campo visual la célula cuyas coordenadas queremos anotar.

En el eje de abscisas (horizontal) existe una escala pequeña fija, dividida del 0 al 10
(nonius); sobre ella se desliza una escala grande, cuya numeración depende del
modelo de microscopio. La parte entera de la medida, está indicada por la división
de la escala grande que queda situada inmediatamente antes del 0 del nonius. Si
dicho 0 llegara a coincidir exactamente con una división de la escala grande, no
habría en este caso parte decimal. Esta última estará dada por la división de la
escala pequeña que coincida exactamente con una división de la escala grande.

En el eje de las ordenadas (vertical) existen también dos escalas. La escala grande
se desliza sobre una escala pequeña fija, que va del 0 al 10. La lectura de las
coordenadas se realiza de igual manera que en el eje de abscisas.
9. Finalizada la revisión del preparado, observar con mayor aumento las células cuyas
coordenadas se anotaron. Tanto con el objetivo de 40 como con el de inmersión
(100), tener la precaución de no tocar nunca el preparado. Para observar con el
objetivo de 100, colocar una gota de aceite de inmersión sobre el preparado.
10. En cada paso a objetivos de mayor aumento, rectificar el enfoque, si ello fuera
necesario, utilizando exclusivamente el tornillo micrométrico.
11. Mover siempre suave y lentamente cualquier elemento del microscopio.
12. Una vez finalizada la observación:
20

Poner el objetivo de 10.

Quitar el preparado.

Limpiar el objetivo de inmersión.

Desconectar el microscopio.

Poner la funda al microscopio.
Recomendaciones
- Apagar el microscopio si no se está utilizando, aunque tampoco encenderlo y
apagarlo a intervalos cortos de tiempo.
- No deslizar el microscopio sobre la mesa para evitar vibraciones.
21
TRABAJO PRÁCTICO N° 1
BÚSQUEDA BIBLIOGRÁFICA Y ANÁLISIS DE REVISTAS Y ARTÍCULOS CIENTÍFICOS DE
GENÉTICA
La Genética es un campo que avanza con mucha rapidez y, en consecuencia, los
contenidos de los libros no pueden mantenerse actualizados por mucho tiempo. Por
este motivo, resulta imprescindible recurrir a la lectura de artículos publicados en
diferentes revistas científicas. En la actualidad es posible acceder a numerosos
artículos de Genética a través de Internet.
En la Argentina, la Biblioteca Electrónica de Ciencia y Tecnología
(http://www.biblioteca.mincyt.gob.ar/) funciona en el marco de la Subsecretaría de
Coordinación Institucional, dependiente de la Secretaría de Articulación Científico
Tecnológica del Ministerio de Ciencia, Tecnología e Innovación Productiva (MINCyT).
Su principal objetivo es brindar acceso, a través de Internet, a artículos completos de
publicaciones periódicas científicas y tecnológicas, bases de datos referenciales,
resúmenes y demás información bibliográfica nacional e internacional de interés para
los integrantes del Sistema de Ciencia y Tecnología. La Biblioteca Electrónica de Ciencia
y Tecnología brinda a los investigadores argentinos acceso, desde las instituciones
habilitadas, a través de internet al texto completo de más de 17.000 títulos de revistas
científico-técnicas, 9.000 libros, 5.000 estándares y a bases de datos referenciales de
gran valor para la comunidad científica.
A través de la Biblioteca Electrónica también es posible acceder a diferentes portales
nacionales e internacionales que brindan acceso a revistas científico-técnicas, tesis,
informes de investigación, presentaciones a congresos y demás documentación
científica de acceso abierto que pueden consultarse desde cualquier sitio con conexión
a Internet. Los objetos digitales disponibles, pueden ser accedidos en forma gratuita,
leídos, descargados, copiados, distribuidos, impresos, buscados o enlazados y
utilizados con propósitos legítimos ligados a la investigación científica, a la educación o
a la gestión de políticas públicas, sin otras barreras económicas, legales o técnicas que
las que suponga Internet en sí misma. La única condición, para la reproducción y
distribución de las obras, es la obligación de otorgar a los autores el control sobre la
integridad de su trabajo y el derecho a ser adecuadamente reconocidos y citados
A continuación se citan algunos Repositorios argentinos adheridos al Sistema Nacional
de Repositorios Digitales a los cuales puede accederse a través de la Biblioteca
Electrónica
(http://www.biblioteca.mincyt.gob.ar/sitio/page?view=repositoriosnacionales):
22
Bdu2 (http://bdu.siu.edu.ar/cgi-bin/query.pl): Es un cosechador de repositorios
institucionales desarrollado por el Consorcio de Universidades SIU a través del cual se
pueden recuperar objetos digitales de diferentes repositorios argentinos.
Biblioteca Digital de la FCEN (http://digital.bl.fcen.uba.ar/gsdl-282/cgibin/library.cgi): repositorio institucional de la Facultad de Ciencias Exactas y Naturales
de la Universidad de Buenos Aires, que tiene como finalidad almacenar, preservar y
difundir la producción científica, académica e institucional de la Facultad.
Biblioteca
Digital
de
la
Universidad
del
Aconcagua
(http://bibliotecadigital.uda.edu.ar/):: contiene los trabajos digitalizados a texto
completo de seminarios, tesinas de grado, tesis de posgrado y con texto restringido,
los libros publicados por la Editorial de la Universidad del Aconcagua; destinado a toda
la comunidad educativa-científica, siendo su acceso abierto y gratuito.
Biblioteca
Digital
de
la
Universidad
Católica
Argentina
(http://bibliotecadigital.uca.edu.ar/greenstone/cgi-bin/library.cgi):
repositorio
institucional que alberga tesis y trabajos finales seleccionados por cada Facultad,
revistas y documentos de investigación, ponencias presentadas en jornadas, libros, etc.
Biblioteca
Digital
de
la
Universidad
Nacional
de
Cuyo
(http://bdigital.uncu.edu.ar/): espacio virtual a través del cual se accede a la
producción científica, académica, artística y cultural de la UNCuyo en formato digital.
Biblioteca
Virtual
de
la
Universidad
Nacional
del
Litoral(http://www.unl.edu.ar/bibliotecavirtual): repositorio institucional de la
23
producción científico-académica de la Universidad, en formato digital. Se divide en 2
Bibliotecas que contienen colecciones específicas: la Biblioteca de Tesis y la de
Publicaciones Periódicas.
Cor-Ciencia (http://www.corciencia.org.ar/): plataforma digital de acceso libre y
abierto a la producción científica de la provincia de Córdoba, elaborada por el Acuerdo
de Bibliotecas Universitarias de Córdoba (ABUC) y financiada por el Ministerio de
Ciencia y Tecnología de la misma provincia.
FAUBA DIGITAL(http://ri.agro.uba.ar/): repositorio institucional científico y
académico de la Facultad de Agronomía de la Universidad de Buenos Aires. Tiene por
objetivo garantizar la preservación de la producción intelectual de alumnos y docentes
de la Facultad y difundir internacionalmente sus publicaciones.
Memoria Académica (http://www.memoria.fahce.unlp.edu.ar/): repositorio
institucional de la FaHCE-UNLP y tiene por objeto la reunión, el registro, la difusión y la
preservación de la producción académico-científica, editada e inédita, de los miembros
de la comunidad académica de la FaHCE-UNLP.
Naturalis (http://naturalis.fcnym.unlp.edu.ar/): repositorio institucional de la
Biblioteca Florentino Ameghino, que toma como base el sistema de información de la
producción científica y técnica de la Facultad de Ciencias Naturales y Museo (FCNyM)
de la Universidad Nacional de La Plata en conjunto con la Secretaría de Investigación y
Transferencia.
24
Ocean Docs (http://iodeweb1.vliz.be/odin/handle/1834/1355): Repositorio que
brinda acceso a la producción científica de los investigadores del Instituto Nacional de
Investigación y Desarrollo Pesquero, que incluye artículos en las series publicadas por
el Instituto y en otras revistas internacionales.
REDI (http://redi.ufasta.edu.ar/): Base de datos que cuenta con trabajos
académicos a texto completo producidos por la Universidad FASTA. La colección del
repositorio está integrada por tesis de graduación, proyectos de investigación,
artículos científicos, libros, y materiales educativos entre otros documentos.
RepHipUNR (http://rephip.unr.edu.ar/): Repositorio académico abierto creado para
archivar, preservar y distribuir digitalmente, en variados formatos, tanto materiales de
enseñanza y aprendizaje, como la producción científica de I+D de los profesores,
profesionales e investigadores de la Universidad Nacional de Rosario. El contenido de
RepHipUNR se organiza en "Comunidades" que corresponden a Facultades,
departamentos, Centros de Investigación y otras organizaciones dedicadas a la
educación y/o investigación bajo convenio con la UNR.
RICABIB (http://ricabib.cab.cnea.gov.ar/): Repositorio Digital Institucional del
Centro Atómico e Instituto Balseiro. Colección digital, de acceso abierto, de los
resultados de la investigación en ciencia, tecnología y temas relacionados con el uso de
la energía nuclear para fines pacíficos.
25
SciELO (Scientific Electronic Library Online) (http://www.scielo.org.ar/): Biblioteca
electrónica que conforma una red iberoamericana de colecciones de revistas
científicas en texto completo y con acceso abierto, libre y gratuito. En Argentina este
proyecto cooperativo regional forma parte de las políticas científicas del CONICET y se
gestiona a través del Centro Argentino de Información Científica y Tecnológica
(CAICyT). Las revistas que integran la colección SciELO-Argentina tienen cobertura en
todas las áreas del conocimiento y cuentan con la confiabilidad que les otorga el ser
parte del Núcleo Básico de Publicaciones Científicas Argentinas y con el rigor científico
de sus artículos evaluados por pares; quienes son miembros del Comité Científico
Asesor designado por el CONICET.
Servicio de Difusión de la Creación Intelectual (http://sedici.unlp.edu.ar/): Se brinda
en el marco del Proyecto de Enlace de Bibliotecas (PrEBi) de la Universidad Nacional de
La Plata. Sus objetivos incluyen la difusión electrónica de tesis, tesinas, disertaciones y
también de otros tipos de creaciones intelectuales, pretendiendo abarcar la ciencia, la
tecnología y el arte.
Los siguientes son algunos de los Repositorios internacionales de acceso abierto, a los
cuales también puede accederse a través de la Biblioteca Electrónica del MINCyT
(http://www.biblioteca.mincyt.gob.ar/sitio/page?view=repositorios-internacionales):
LA
REFERENCIA
(http://www.lareferencia.info/vufind):
Red
Federada
Latinoamericana de Repositorios Institucionales de Publicaciones Científicas. Dessde
aquí se puede acceder a las publicaciones científico-técnicas depositadas en los
repositorios integrantes de LA Referencia.
Aquatic Commons (http://aquaticcommons.org/): Repositorio digital que cubre
temas sobre ambientes marinos naturales, estuarios de agua salobre y de agua fresca.
Incluye todos los aspectos de la ciencia, tecnología, administración y conservación de
26
estos ambientes, sus organismos y recursos, y los aspectos económicos, sociológicos y
legales.
arXyv.org (http://arxiv.org/): Archivo internacional que contiene más de 578 mil
documentos científicos en áreas de física, matemática, ciencias de la computación,
biología cuantitativa, finanza cuantitativa y estadísticas.
Australian research online (http://research.nla.gov.au/): servicio de la Biblioteca
Nacional de Australia que brinda acceso a más de 350 mil documentos científicos que,
a través de sus repositorios institucionales, hacen disponibles universidades,
organismos de gobiernos e institutos de investigación australianos.
BASEBielefeld
Academic
Search
Engine
(http://www.basesearch.net/Search/Advanced): permite el acceso a artículos, revistas, libros,
documentos, crónicas, conferencias, tesis doctorales, críticas literarias, archivos de
audio, videos, imágenes, mapas, software, partituras y datos primarios disponibles en
acceso abierto en repositorios de todo el mundo.
BioMed Central (http://www.biomedcentral.com/): Cuenta con 204 títulos de
revistas. Incluye títulos generales y especializados de ciencias biomédicas.
27
Cogprints (http://cogprints.org/): Archivo electrónico de documentos para el estudio
de la cognición en cualquier área de psicología, neurología y lingüística, muchas áreas
de ciencias de la computación, lógica, biología, medicina y antropología, así como otras
áreas disciplinares pertinentes. Brinda acceso a más de 3400 documentos científicos.
Copernicus
Publications
(http://publications.copernicus.org/open_access_journals/open_access_journals_a_
z.html): Editorial que ofrece acceso abierto a 24 revistas científicas en temáticas
relativas a geociencias.
DASH (http://dash.harvard.edu/): Repositorio centralizado que ofrece acceso abierto
a la producción científica generada por los investigadores de la universidad de Harvard.
DiVA
(http://www.diva-portal.org/smash/search.jsf?rvn=1):
buscador
de
publicaciones científicas y tesis de 27 universidades de Suecia, Noruega y Dinamarca
que brinda acceso a más de 217 mil documentos científicos (15.700 a texto completo)
y 45 mil tesis (33.800 a texto completo).
DOAJ (http://www.doaj.org/): Directorio de publicaciones periódicas que cubre
revistas científicas y académicas de acceso abierto de todas las áreas del
conocimiento. Actualmente, contiene información bibliográfica de 4.390 revistas y
permite la búsqueda a nivel artículo en 1.684 de ellas.
28
Driver - Digital Repository Infrastructure Vision for European Research
(http://search2.driver.research-infrastructures.eu/):
Brinda
acceso
a
aproximadamente 1 millón de documentos científicos (artículos de revista, tesis y
disertaciones, libros, reportes, etc.) de más de 250 repositorios institucionales o
temáticos de 29 países de Europa.
Hindawi (http://www.hindawi.com/): Editor de publicaciones académicas con más de
150 revistas de acceso abierto en áreas de ciencias, tecnología y medicina.
DDLTD - Networked Digital Library of Theses and Dissertations
(http://www.ndltd.org/serviceproviders/scirus-etd-search/): A través de este portal
es posible acceder a tesis y disertaciones de más de 100 instituciones y consorcios
miembros.
OAIster (http://oaister.worldcat.org/): Catálogo de millones de registros
representando recursos digitales en archivo abierto, que usa el Protocolo OAI-PMH
para recuperar los registros disponibles en colecciones en acceso abierto alrededor del
mundo. Actualmente cuenta con más de 23 millones de registros de más de 1100
instituciones contribuyentes.
Open DOAR (http://www.opendoar.org/) : Directorio de más de 1.500 repositorios
académicos de acceso abierto. Cada repositorio es visitado y revisado por este servicio
para verificar la información. Permite realizar búsquedas de los contenidos de los
repositorios.
29
Open J-Gate (http://www.openj-gate.com/): Portal que brinda acceso a más de 6.000
revistas académicas (muchas de acceso abierto y otras de acceso gratuito).
Oxford
Journals
(http://www.oxfordjournals.org/oxfordopen/open_access_titles.html):
Brinda
acceso a 93 revistas multidisciplinarias editadas por la prestigiosa editorial Oxford
University Press.
PLoS - Public Library of Science (http://www.plos.org/journals/index.php): Biblioteca
Pública de Ciencia que brinda acceso a 7 revistas científicas especializadas en Biología y
Medicina: PLoS Biology, PLoS Medicine, PLoS ONE, PLoS Computational Biology, PLoS
Genetics, PLoS Pathogens, PLoS Neglected Tropical Diseases.
PubMed Central (http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/): Archivo digital libre de más de
780 revistas de biomedicina y ciencias de la salud existentes en los Institutos
Nacionales de Salud de los Estados Unidos, desarrollado y administrado por NIH's
National Center for Biotechnology Information (NCBI) de la National Library of
Medicine (NLM).
RECOLECTA (http://www.recolecta.net/buscador/index2.jsp): Desarrollado por La
Fundación Española para la Ciencia y la Tecnología (FECYT) y la Red de Bibliotecas
30
Universitarias REBIUN de la CRUE, permite recuperar información disponible en
repositorios y demás recursos de acceso abierto españoles.
Redalyc (http://redalyc.uaemex.mx/): Hemeroteca científica en línea de libre acceso
que contiene 550 revistas de diversas disciplinas científicas. La Red de Revistas
Científicas de América Latina y el Caribe, España y Portugal es un proyecto impulsado
por la Universidad Autónoma del Estado de México (UAEM), con el objetivo de
contribuir a la difusión de la actividad científica editorial que se produce en y sobre
Iberoamérica.
Royal Society Publishing (http://royalsocietypublishing.org/): brinda acceso a los
artículos con más de 70 años de antigüedad publicados en las revistas de la Royal
Society Publishing, incluyendo el primer número de Philosophical Transactions
publicada en 1965, considerada una de las primeras publicaciones periódicas del
mundo junto al Journal des Savants y, una de las primeras que contó con sistema de
arbitraje.
Scientific Electronic Library Online (http://www.scielo.org/php/index.php?lang=es):
Biblioteca electrónica que conforma una red iberoamericana de colecciones de revistas
científicas en texto completo y con acceso abierto, libre y gratuito. Es una iniciativa
de BIREME, que desde sus inicios en 1997 cuenta con el financiamiento de la
Fundación de Apoyo a la Investigación del Estado de São Paulo (FAPESP).
ScientificCommons.org (http://en.scientificcommons.org/): Brinda acceso a
34.949.485 publicaciones de acceso abierto alojadas en 1.202 repositorios alrededor
del mundo. Es un proyecto de la University of St. Gallen (Suiza) desarrollado por el
Institute for Media and Communications Management.
31
HighWire (http://highwire.stanford.edu/): Ofrece acceso gratuito a casi 2 millones de
artículos científicos a texto completo.
ProQuest's UMI Dissertation Publishing (http://pqdtopen.proquest.com/): Ofrece
acceso al texto completo de tesis y disertaciones en formato pdf cuando los autores
optan por este sistema de publicación.
Objetivos:
 Obtener, seleccionar y registrar información sobre Genética.
Materiales:
 Guía de trabajos prácticos
 Conexión a internet.
Actividades:
1) Ingrese a la Biblioteca Electrónica de la Secretaría General de Ciencia y Tecnología
(http://www.biblioteca.mincyt.gob.ar/) y cite al menos diez revistas de Genética
disponibles en dicha biblioteca.
2) Ingrese a la página de tres revistas científicas y analice sus (aims and scopes).
3) En la Biblioteca Electrónica de la SGCyT y en Google Schoolar, realice una búsqueda
bibliográfica por las palabras clave (key words) y por los autores que le serán
indicados. Cite al menos tres trabajos por palabra clave y tres trabajos por autor.
Autor. Año. Título del trabajo. Revista. Vol. N° y páginas.
4) Identifique en un artículo el autor para correspondencias y redacte un modelo de
correo electrónico solicitando el artículo de interés.
5) Analice el artículo que le será entregado y describa si se trata de un artículo
original, una revisión, una nota breve o una nota técnica.
6) Los resultados de la búsqueda deberán ser entregados al finalizar el trabajo
práctico.
32
TRABAJO PRÁCTICO N°2
SISTEMAS GENÉTICOS BACTERIANOS Y VIRALES
Desde la década de 1940, los sistemas genéticos de las bacterias y de los virus han
contribuido al descubrimiento de muchos conceptos importantes en Genética. En un
principio, el estudio de la genética molecular se centró casi por completo en sus genes;
en la actualidad, las bacterias y los virus son aún herramientas esenciales por
comprobar la naturaleza de los genes en los microorganismos más complejos, en parte
porque ellos poseen varias características que los hacen adecuados para los estudios
genéticos:
1. La reproducción es rápida.
2. Se producen muchas progenies.
3. El genoma haploide permite que todas las mutaciones se expresen de modo directo.
4. La reproducción asexual simplifica el aislamiento de cepas genéticamente puras.
5. El cultivo en el laboratorio es fácil y requiere poco espacio.
6. Los genomas son pequeños.
7. Existen técnicas para aislar y manipular sus genes.
8. Tienen importancia médica.
9. Pueden ser modificados mediante ingeniería genética para producir sustancias de
valor comercial.
Los genomas bacterianos están constituídos, generalmente, por un único
cromosoma circular de ADN bicatenario. En las células bacterianas también se pueden
encontrar fragmentos pequeños de ADN bicatenario, denominados plásmidos, los que
pueden replicarse en forma independiente del cromosoma más grande. Sin embargo,
las bacterias han desarrollado tres mecanismos para intercambiar material genético
entre células, cada uno de los cuales supone algún tipo de transferencia y
recombinación de ADN entre el ADN transferido y el cromosoma bacteriano.
La conjugación (Fig. 1) tiene lugar cuando el material genético pasa en forma
directa de una bacteria a otra. En la conjugación, dos bacterias se encuentran próximas
y se forma una conexión entre ellas. Un plásmido o una parte del cromosoma
bacteriano pasa de una célula (donante) a otra célula (receptora). Después de la
conjugación, se produce el entrecruzamiento entre las secuencias homólogas del ADN
transferido y el cromosoma de la célula receptora. En la conjugación, el ADN
solamente se transfiere de la célula donante a la receptora, sin intercambio recíproco
de material genético.
La transformación (Fig. 2) tiene lugar cuando una bacteria capta el ADN del medio
en el cual se desarrolla. Después de la transformación, puede ocurrir la recombinación
entre los genes introducidos y los del cromosoma bacteriano.
La transducción (Fig. 3) tiene lugar cuando los virus bacterianos (bacteriófagos)
transportan el ADN de una bacteria a la otra. Una vez en el interior de la bacteria, el
ADN recién introducido puede sufrir una recombinación con el cromosoma bacteriano.
33
Figura 1. Conjugación entre bacterias F+ y F- (Extraído de Klug, 2006)
34
Figura 2. Transformación (Extraído de Klug, 2006)
35
Figura 3. (Extraído de Klug, 2006).
.
Los virus son estructuras que se replican y que poseen genomas de ADN o ARN
que pueden ser bicatenarios o monocatenarios, lineales o circulares. En los
bacteriófagos se han estudiado varios fenotipos mutantes los que han servido de base
para investigar el intercambio genético y los mapas entre estos virus.
Objetivos:
- Comprender los diferentes mecanismos de intercambio de material genético de las
bacterias y virus.
Materiales:
 Guía de trabajos prácticos.
36
 Lápiz negro, lapiceras, goma de borrar, etc.
 Calculadora científica.
Actividades
1) Resolver los problemas teóricos. Los problemas resueltos, incluyendo el desarrollo
de los mismos, deberán ser entregados al finalizar el trabajo práctico.
Cuestionario
1) ¿En qué se diferencia un ciclo lítico de un ciclo lisogénico?
2) Describir el ciclo reproductivo de un retrovirus.
Bibliografía
Klug, W.S., Cummings M.R., Spencer C.A. 2006. Conceptos de Genética. 8ª edición. Ed.
Pearson Educación S.A. Madrid.
Joklik, W.K., Willet, H.P, Amos D.B. 1986. Zinsser Microbiología. 18° edición. Ed. Médica
Panamericana S.A. Buenos Aires.
Pierce, B.A. 2010. Genética: Un enfoque conceptual. 3ª edición. Ed. Médica
Panamericana S.A. Madrid.
37
Trabajo Práctico N° 3
ESTRUCTURA DEL GEN Y REGULACIÓN DE LA ACCIÓN GÉNICA
En los organismos multicelulares, cada tipo de célula tiene una forma
característica, realiza actividades muy específicas y produce un grupo distinto de
proteínas. Sin embargo, con pocas excepciones, todas las células de un organismo
contienen la misma información genética. Las células difieren porque la expresión
génica está controlada, y sólo ciertos subgrupos de la información genética total se
expresan en alguna célula dada. Por ejemplo, las células hepáticas no expresan los
genes para el color de los ojos y las células cerebrales no expresan proteínas que
intervienen en la digestión. En cualquier célula, sólo del 5 al 10% de los genes están
activos.
La expresión de un gen implica tres etapas básicas: la transcripción del gen para
formar el ARNm, la traducción del ARNm y la activación de la proteína para que pueda
realizar una función específica en la célula. Los procesos por los cuales los genes se
expresan o no constituyen los mecanismos de regulación de la expresión génica. Los
mecanismos de control utilizan varias señales (hormonas, nutrientes y otros químicos),
algunas se originan dentro de la célula y otras proceden de otras células o del medio
ambiente. Estas señales interactúan con el ADN, el ARN o las proteínas. Varios tipos de
secuencias de ADN están involucrados en la regulación de la expresión génica. En los
procariotas, la regulación génica es principalmente en respuesta a los estímulos del
medio ambiente; mientras que en los eucariotas la regulación génica contribuye a
mantener la homeostasis celular.
En bacterias, con frecuencia, los genes funcionalmente relacionados se agrupan en
una unidad transcripcional denominada operón. Un operón clásico incluye varios
genes estructurales, un promotor para estos genes y un sitio operador al cual se une el
producto del gen regulador. La regulación de la expresión génica con frecuencia
consiste en controlar la transcripción de genes cuyos productos están implicados en el
uso de los recursos. Los promotores son regiones de ADN que permiten que proteínas
como la ARN polimerasa se unan y activen genes. El gen regulador ayuda a regular la
transcripción de los genes estructurales del operón. Además las proteínas regulatorias
pueden unirse a otras secuencias llamadas estimuladores o enhacers, e incrementar la
producción de la proteína. Un operón inducible normalmente está inactivo; mientras
que un operón reprimible se encuentra normalmente activo. Ambos tipos de operón
están bajo control negativo aunque algunos tipos de operones inducibles también
pueden estar bajo control positivo. Los genes constitutivos se mantienen activos en
todo momento. Las bacterias también presentan algunos controles
postranscripcionales como la inhibición por retroalimentación.
La regulación de la expresión génica en las células eucariotas se caracteriza por una
mayor diversidad de mecanismos que actúan en los diferentes puntos a lo largo de una
vía molecular (transcripción, postranscripción, traducción y postraducción), lo cual es
coherente con la mayor complejidad de las células eucariotas y la necesidad de
controlar el desarrollo de los organismos multicelulares. Dichos mecanismos
comprenden los cambios en la estructura de la cromatina (modificación de las
histonas, remodelación de la cromatina y metilación del ADN), el corte y empalme
38
alternativos del pre-ARNm, la interferencia del ARN, el silenciamiento génico del ARN y
el silenciamiento génico postranscripcional.
Figura 4. Organización del operón lac y otros genes involucrados en el metabolismo de
la lactosa (Extraído de Lewin 2001).
Figura 5. Regulación del gen eucariota
39
Objetivos
- Comprender los principales mecanismos de regulación de la expresión génica en
procariotas y eucariotas.
Materiales
 Guía de trabajos prácticos.
 Lápiz negro, lapiceras, goma de borrar, etc.
Actividades
1) Analice el artículo “Los Genes”.
2) Observe el video: Cell Signals (DNA Dollan learning Center).
3) Conteste el cuestionario.
Cuestionario
a) Defina operón y explique cuáles son las funciones de las regiones del operador y el
promotor.
b) Distinguir entre genes constitutivos, inducibles y reprimibles.
c) Diferencie el control positivo y el negativo.
d) Describa los tipos de control postranscripcional en las bacterias.
e) Analice la estructura de un gen eucariota típico y los elementos del ADN implicados
en la regulación de ese gen.
f) Explique cómo un cambio en la estructura cromosómica puede afectar la actividad
de un gen.
g) Explique cómo un gen de un organismo multicelular puede elaborar diferentes
productos en distintos tipos de células.
h) Describa algunos de los tipos de controles de regulación en eucariotas que
funcionan luego de la formación del ARNm maduro.
Bibliografía
Klug W.S., Cummings M.R., Spencer C.A. 2006. Conceptos de Genética. 8ª edición. Ed.
Pearson Educación S.A. Madrid.
Levine L (1979) Biología del gen. Ed. Omega. Madrid, España.
Lewin B (2001) Genes VII. Ed. Marban. Madrid, España.
40
Pierce BA (2011) Fundamentos de Genética. Conceptos y relaciones. Ed. Médica
Panamericana. Madrid, España.
Pierce, B.A. 2010. Genética: Un enfoque conceptual. 3ª edición. Ed. médica
Panamericana S.A. Madrid.
41
Trabajo Práctico N° 4
ANALISIS GENÉTICO MOLECULAR
Desde que en 1912 Feulgen inventó la técnica para detectar ADN hasta la fecha se
han desarrollado numerosas técnicas (marcadores moleculares) que permiten
caracterizar los ácidos nucleicos y que pueden aplicarse tanto para el mejoramiento,
en genética de poblaciones, para estudios de diversidad como así también para
investigar las relaciones filogenéticas entre especies, entre otras tantas aplicaciones.
Un marcador molecular es un segmento de ADN con una ubicación específica en un
cromosoma cuya herencia puede seguirse en individuos de una población. La
secuencia puede pertenecer a regiones de ADN genómico codificantes (genes en copia
simple, familias multigénicas y genes codificantes de ARN) y no codificantes (con
función estructural y en la regulación génica y repeticiones en tándem [minisatélites y
microsatélites]), así como a ADN plastidial (mitocondrial o cloroplático).
Con el advenimiento de las técnicas modernas de biología molecular, surgieron
diversos métodos de detección de polimorfismo genético directamente a nivel de
ADN. En la actualidad, se puede obtener un número prácticamente ilimitado de
marcadores en cualquier organismo vivo que permiten analizar la totalidad de la
información genética (genoma) de un organismo.
Existen diferentes tipos de marcadores moleculares los que difieren entre sí en la
metodología que se emplea para su detección (tratamientos con enzimas de
restricción, reacción en cadena de la polimerasa o secuenciación). El primer paso en
todas estas técnicas es la extracción del ADN genómico del organismo bajo estudio.
1) Tratamiento con enzimas de restricción
RFLP (Restriction Fragment Length Polymorphism) o polimorfismo en la longitud de
fragmentos de restricción. Se basa en la comparación de perfiles de bandas generados
a partir del ADN de distintos individuos por digestión con enzimas de restricción. Los
fragmentos obtenidos se separan por su tamaño mediante electroforesis y se
transfieren a una membrana donde son desnaturalizados y luego hibridados con una
sonda.
Figura 6. Etapas de la técnica de RFLP
42
VNTR (Variable Number of Tandem Repeats): o repeticiones en tandem de número
variable. Los VNTR, también conocidos como minisatélites, son repeticiones de
secuencias de 9 a 100 pares de bases. El número de repeticiones es variable pero en
general es menor a 1000. El ADN es digerido con enzimas de restricción que clivan por
fuera de los arreglos de repeticiones en tándem. También pueden ser analizados por
PCR.
2) Marcadores basados en la amplificación del ADN por PCR. La reacción en cadena
de la polimerasa (PCR) es un método que permite sintetizar grandes cantidades de un
segmento específico de ADN a partir de cantidades inferiores a 1 µg del ADN de
muestra. Multiplica («amplifica») exponencialmente una secuencia específica de ADN
bicatenario. Comprende varios ciclos divididos en tres etapas (desnaturalización,
hibridación y extensión del cebador). Entre los marcadores moleculares basados en
PCR se encuentran:
Figura 7. Etapas de la técnica de PCR (arriba) y termociclador (abajo).
43
RAPDs (Random Amplified Polymorphic DNAs): o ADN polimórfico amplificado
aleatoriamente. Esta técnica es una variante de PCR que utiliza un solo oligonucleótido
de 10 bp que hibrida al azar con el ADN en estudio. Para que se genere un fragmento
RAPD es necesario que el oligonucleótido iniciador hibride en las dos cadenas del ADN
en orientaciones opuestas suficientemente cercanas (menos de 3000 bp) como para
permitir la amplificación. La secuencia del oligonucleótido es aleatoria al igual que los
sitios de hibridación en el ADN, por lo tanto la secuencia amplificada es desconocida.
AFLPs (Amplified Fragment Length Polymorphism): o polimorfismos en la longitud de
fragmentos amplificados. Los marcadores AFLP constituyen una herramienta poderosa
de análisis del genoma dado que poseen un alto poder de detección de la variabilidad
genética. El ensayo de AFLP combina la especificidad, resolución y poder de muestreo
de la digestión con enzimas de restricción con la velocidad y practicidad de la
detección de polimorfismos mediante PCR, sin necesidad de disponer de información
previa del genoma a estudiar. Consiste esencialmente en cuatro etapas: i) el ADN
genómico es cortado con dos enzimas de restricción, una de corte raro (ej. EcoRI) que
reconoce de 6 a 8 pares de bases y otra de corte frecuente (ej. MseI) que reconoce 4
pares de bases; ii) los fragmentos de ADN doble cadena de 20 a 30 pares de bases
(adaptadores) se ligan en forma específica a los extremos de los fragmentos obtenidos
en el paso anterior, generando el molde para la amplificación posterior del ADN; iii) se
amplifican selectivamente fragmentos por PCR en dos etapas: una primera
amplificación selectiva empleando un nucleótido arbitrario (preamplificación) y luego,
este producto de amplificación obtenido es empleado como molde en una nueva
amplificación empleando iniciadores de aproximadamente 20 nucleótidos que
contienen una secuencia específica complementaria a la secuencia de los adaptadores
y además 2 nucleótido selectivos adicionales a los del paso anterior (amplificación
final); iv) los fragmentos amplificados se analizan mediante electroforesis en geles de
poliacrilamida desnaturalizantes. Si uno de los iniciadores empleados está marcado
radiactivamente, se visualizará mediante autorradiografía, si uno de los iniciadores
está marcado con un compuesto fluorescente, puede ser resuelto empleando un
secuenciador automático. Alternativamente, se puede visualizar mediante tinción con
nitrato de plata (Figura 8).
Figura 8. Patrón de bandas de AFLP.
44
Microsatélites (Simple Sequence Length Polymorphism -SSLP, Simple Sequence
Repeat Polymorphism - SSRP), Simple Sequence Repeats - SSR) o Sequence-Tagged
Microsatellite Sites - STMS). Son regiones hipervariables del genoma que contienen
arreglos de secuencias simples en tandem de mono, di, tri, tetra o pentanucleótidos
que se repiten entre 10 y 100 veces. Se encuentran distribuidos por todo el genoma de
la mayoría de las especies eucariotas. Se detectan mediante su amplificación por PCR
usando iniciadores específicos de 20 a 30 pb de longitud que hibridan en la región que
flanquea al tandem de repeticiones (microsatélite). Estos marcadores se resuelven por
electroforesis en geles de poliacrilamida en condiciones desnaturalizantes, mediante
tinción con plata o por autorradiografía (en el caso de usar un iniciador marcado
radioactivamente). Si se dispone de un secuenciador automático, se pueden resolver
por tamaño mediante el empleo de un iniciador marcado con un fluoróforo,
posibilitando un análisis automatizado. La base genética del polimorfismo detectado
en microsatélites se basa en la variabilidad del número de repeticiones en tandem y,
consecuentemente, en el tamaño del microsatélite amplificado en individuos de una
especie. Estas diferencias son originadas durante la replicación del ADN debido a fallas
en la acción de la ADN polimerasa durante el copiado de una región repetida donde
incorpora o elimina repeticiones. Otro mecanismo responsable de la variación es el
entrecruzamiento desigual entre cromosomas homólogos. En este caso se generan
alelos con diferencias mayores en el número de repeticiones. El desarrollo de
marcadores microsatélites requiere del conocimiento de las secuencias flanqueantes
adecuadas para el diseño de los iniciadores específicos.
3) Secuenciación del ADN. El término secuencia designa la composición de nucleótidos
de un segmento de ADN o la de aminoácidos de una proteína. Ese trozo de ADN puede
corresponder a un gen, un genoma, o a una parte de ellos. Secuenciar es determinar la
estructura de una secuencia de ADN, es decir, el tipo y orden de sus nucleótidos.
El método Sanger (Figura 9) es, actualmente, el método de secuenciación más
usado en los laboratorios. Este método se basa en la replicación. El fragmento que se
va a secuenciar se usa como molde para la síntesis de una serie de nuevas moléculas
de ADN. Durante el proceso, la replicación a veces (pero no siempre) se interrumpe
cuando se encuentra una base específica, por lo que se generan cadenas de ADN de
diferentes longitudes, cada una de las cuales termina en la misma base. En el método
Sanger, las reacciones se realizan en presencia de un nucleótido especial, llamado
didesoxirribonucleósido fosfato (ddNTP) o dideoxinucleótido. Éstas, son moléculas
similares a los nucleótidos normales, pero carecen del grupo 3’-OH, lo que impide que
otros nucleótidos se unan a él, deteniendo la replicación del ADN.
Las reacciones para secuenciar el ADN son similares a cualquier reacción de PCR
(Polimerasa Chain Reaction). Las copias del ADN muestra se aíslan y se colocan en
cuatro partes diferentes. La mezcla incluye una muestra de ADN, nucleótidos libres,
una enzima (generalmente una variante de la Taq polimerasa) y un primer -o cebador(una pieza pequeña –de 20 a 30 nucleótidos- de ADN de una sola hebra) que sea capaz
de hibridar con una de las hebras de la muestra de ADN, y una péquela cantidad de
unos de los cuatro tipos de dideoxinucleótido (cada uno de los cuatro tubos recibe un
ddNTP diferente). Dentro de cada uno de los tubos, la ADN polimerasa sintetiza ADN.
Si consideramos la reacción en uno de ellos; por ejemplo, al replicar hebras de ADN en
presencia de dideoxi-T, la mayor parte de las veces cuando se necesite una 'T' para la
45
nueva hebra, la enzima encontrará una T correcta, y la replicación continuará
añadiendo más nucleótidos. Sin embargo, un porcentaje de las veces (proporcional a la
cantidad de dideoxi-T que se haya incluido) la enzima colocará un ddTTP y el
crecimiento de la hebra se detendrá. En los tubos restantes tienen lugar reacciones
similares, pero la síntesis se interrumpe en nucleótidos con una base diferente en cada
uno de ellos. Una vez finalizada la reacción de polimerización, todo el ADN se
desnaturaliza, y los productos de cada simple de cada reacción se separan por
electroforesis en gel. Los contenidos de cada uno de los cuatro tubos se separan uno al
lado del otro en un gel de poliacrilamida, de modo que pueden distinguirse las cadenas
de ADN que difieren en un solo nucleótido. Luego de la electroforesis, sus ubicaciones,
y por lo tanto sus tamaños, se revelan mediante una autorradiografía. La secuencia
puede ser leída directamente de las bandas que aparecen en la autorradiografía del
gel, comenzando por la parte inferior. Debe tenerse en cuenta que la secuencia
obtenida es complemento de la cadena molde original.
Figura 9. Método Sanger (o dideoxi) de secuenciación del ADN.
Durante muchos años, la secuenciación de ADN se hizo a mano, y resultaba
difícil y costosa. En la actualidad se realiza con máquinas automatizadas que utilizan
marcas fluorescentes y escáneres con láser para secuenciar cientos de pares de bases
46
en unas pocas horas. En ellas también se utiliza la reacción dideoxi, pero los ddNTP
usados se marcan con un pigmento fluorescente, y se utiliza un color diferente para
cada tipo de dideoxinucleótido. En este caso, las cuatro reacciones de secuenciación
pueden realizarse en el mismo tubo, y colocarse en la misma calle para la
electroforesis. La información obtenida en la reacción de secuenciación se introduce
en un ordenador para su interpretación, y los resultados se imprimen como una serie
de picos en un gráfico denominado cromatograma (Figura 10).
Figura 10.Cromatograma que representa una secuencia de ADN. Los diferentes
nucleótidos en la secuencia se representan con picos de diferentes colores
Bioinformática. Ya se han determinado vastas cantidades de secuencias de ADN; la
velocidad de caracterización de nuevas secuencias está en continuo incremento.
Catalogar, almacenar, buscar y analizar este enorme conjunto de datos son los
principales desafíos de la Genética moderna. La Bioinformática es un nuevo campo
que reúne a la Biología Molecular y la ciencia de la computación, y que se centra en el
desarrollo de bases de datos, algoritmos de búsqueda en ordenadores, programas de
predicción de genes y otras herramientas analíticas que se usan para entender los
datos de secuencias del ADN, el ARN, y las proteínas. Las principales bases de datos
son el GenBank de los Institutos Nacionales para la Salud (National Institutes of Health,
NIH) en Bethesda, Maryland, y el EMBL Sequence Data Base, del Laboratorio de
Biología Molecular Europeo, en Heidelberg. Estas bases de datos intercambian
continuamente las secuencias recién informadas y las ponen a disposición de
investigadores especializados en biología celular molecular de todo el mundo, a través
de Internet. Las secuencias recién obtenidas se pueden comparar con otras
determinadas con anterioridad, para buscar similitudes: las secuencias homólogas. Se
traducen regiones codificadoras de proteínas a secuencias de aminoácidos, que
también se comparan. Debido a la degeneración del código genético, las proteínas
relacionadas a menudo exhiben mayor homología que los genes que las codifican. Las
bases de datos de secuencias parciales de cDNA (base de datos EST) son de particular
utilidad en el diseño de sondas para la búsqueda de las bibliotecas.
Bases de datos de bioinformática
Nombre
Descripción
URL
Gen Bank
Información sobre la secuencia de
http://www.ncbi.nlm.nih.gov/Genbank/
ADN primaria mantenida por los
Institutos Nacionales de Salud de los
Estados Unidos
EMBL-Bank Información sobre la secuencia de
http://www.ebi.ac.uk/embl/
47
dbEST
MMDB
FlyBase
UniProt
ADN primaria mantenida por
investigadores europeos
Base de datos de EST de muchos
organismos
Base de datos de modelos
moleculares con estructuras
tridimensionales macromoleculares
de proteínas y nucleótidos
Información genética diversa sobre
Drosophila melanogaster
Datos de secuencias y otra
información sobre proteínas de
distintos organismos
http://www.ncbi.nlm.nih.gov/dbEST/
http://www.ncbi.nlm.nih.gov/Structure/
MMDB/mmdb.shtml
http://flybase.bio.indiana.edu/
http://www.ebi.ac.uk/uniprot/
Objetivos
 Introducir al alumno en el conocimiento y manejo de las bases de datos de
secuencias de ADN y proteínas.
Actividades
1) A partir de la lectura del capítulo “Marcadores moleculares”, complete el siguiente
cuadro:
RFLP
RAPD
VNTR
AFLP
SSR
Polimorfismo
Reproducibilidad
Herencia
Costo
Aplicación
2) Realice la búsqueda de secuencias de ADN propuestas por el profesor.
3) Dada una secuencia de ADN anónima, determine el tipo de secuencia de que se
trata mediante rastreo de una base de datos.
4) Dada una secuencia problema de aminoácidos, busque al menos tres proteínas
diferentes que presenten similitud (homología) con ella.
Bibliografía
Lodish, H., Berk, A., Lawrence Zipurski, S., Matsudaira, P., Baltimore, D. y Darnell, J. E.
2005. Biología Celular y Molecular. 5º edición. Editorial médica Panamericana
S.A., Buenos Aires.
Pierce, B.A. 2010. Genética: Un enfoque conceptual. 3ª edición. Ed. médica
Panamericana S.A. Madrid.
48
Rubinstein C, Echenique V, Hopp E, Mroginski L Levitus G. (2009). Biotecnología y
Mejoramiento Vegetal II. http://intainforma.inta.gov.ar/?cat=346.
49
Trabajo Práctico N° 5
ANÁLISIS DE CROMOSOMAS EN MITOSIS
La mitosis es un proceso de división celular, Constituye un mecanismo estable que
tienen las células para distribuir de forma exacta la información genética entre las
células hijas. La división celular consta de dos procesos fundamentales: la mitosis o
división del núcleo y la citocinesis o división del citoplasma. Ambos procesos son
independientes pero deben ocurrir sincronizadamente. El resultado son dos células
hijas con igual dotación cromosómica entre sí e igual a la de la célula madre. El período
entre dos divisiones celulares define al ciclo celular (Fig. 11).
Figura 11. Ciclo celular
Cuando una célula no se está dividiendo se dice que está en interfase (Fig. 12 A), lo
que corresponde al lapso de tiempo que transcurre entre dos mitosis sucesivas.
Durante este período la cromatina está descondensada y existe mucha actividad
metabólica porque es cuando la mayor parte de los genes se expresan, aunque en cada
tipo celular lo harán solo los necesarios para que desarrolle su función específica. Un
suceso importante de la interfase es la replicación del ADN que ocurre en el período
denominado S, tras la cual los cromosomas ya tienen dos réplicas idénticas
denominadas cromátidas hermanas. Esta fase va antecedida por el período G1 y
seguida del período G2 en los que hay crecimiento celular, actividad transcripcional y la
célula se prepara para dividirse. A continuación se iniciaría la mitosis. Si después de
una mitosis la célula no va a dividirse de nuevo, se queda en lo que llamamos fase G 0.
Si indicamos como M a la mitosis, el ciclo celular es una sucesión cíclica de los distintos
períodos.
Una vez que se inicia, el proceso mitótico transcurre de forma continua sin que
haya interrupciones, pero ocurren una serie de acontecimientos que son clave para
que el reparto de la información genética sea correcto y en los que nos basamos para
distinguir cuatro etapas:
50
Figura 12. Mitosis en células de la punta de la raíz de Lilium regale. A) Interfase. B)
Profase temprana. C) Profase tardía. D) Metafase. E) Anafase. F) Telofase (Extraído de
Mc Leish & Noad, 1958).
Profase (Fig. 12 B y C). Durante este período la fibra de cromatina, que ha ido
organizándose en plegamientos cada vez más complejos, aparece como cromosomas
visibles que van condensándose gradualmente. Hay 2n cromosomas en la célula y cada
uno de ellos consta de dos cromátidas hermanas con igual información y morfología.
Éstas aparecen unidas a nivel del centrómero y a lo largo de los brazos cromosómicos
gracias a complejos proteicos. Al final de la profase se desorganizan los nucléolos y
desparece la membrana nuclear cuyos componentes quedan dispersos en el núcleo.
Metafase (Fig. 12 D). Los cromosomas se encuentran ahora libres en el
citoplasma y los centrómeros de cada cromosoma contactan con las fibras del huso,
que se organizan en el centro organizador de microtúbulos (MTOC), formado por los
centríolos (en células animales), que actúan como centro de atracción de los
cromosomas hacia los polos, y la masa amorfa pericentriolar. La intervención de las
fibras del huso y de otras proteínas de movimiento cromosómico permite a los
cromosomas organizarse en la llamada placa metafásica. Cada cromátida hermana se
orienta hacia un polo distinto lo que garantiza el reparto de la información genética de
51
cada cromosoma a las dos células hijas. Ahora los cromosomas alcanzan su máximo
grado de condensación y su morfología se hace evidente (Fig. 13).
Figura 13. Morfología cromosómica
El centrómero es la constricción primaria que aparece en todos los
cromosomas y donde se asocian los cinetocoros o estructura proteica a la que se unen
las fibras de huso mitótico. Su posición define el número de brazos de un cromosoma.
Si está situado en un extremo del cromosoma, éste tendrá un solo brazo y si está en
otra posición veremos cromosomas con dos brazos. El cinetocoro funciona a modo de
un “interfaz” entre el centrómero y las fibras del huso. En algunos cromosomas
aparecen constricciones secundarias, normalmente asociadas a la región organizadora
nucleolar (NOR) donde se encuentran los genes para ARN ribosómico. El fragmento de
cromosoma que va desde la constricción secundaria al telómero se denomina satélite
cromosómico. El telómero constituye el extremo cromosómico por lo que hay uno en
cada brazo cromosómico y juega un papel fundamental en el mantenimiento de la
integridad del cromosoma.
Anafase (Fig. 12 E). Esta fase es, en general, la etapa más corta de la mitosis.
Cada centrómero se divide en dos y se desorganizan las proteínas que mantenían
unidas a las cromátidas hermanas, lo que les permite migrar a polos opuestos. En cada
polo celular veremos un grupo de cromosomas (2n) con una sola cromátida orientados
hacia el polo correspondiente.
Telofase (Fig. 12 F). Los cromosomas agrupados en cada polo comienzan a
descondensarse y los nucleolos y la membrana nuclear vuelven a organizarse a partir
de material preexistente y de nueva síntesis. La división celular se completa al final de
esta etapa con la citocinesis, donde hay también un reparto de los orgánulos y
componentes citoplásmicos a las dos células hijas, aunque no se realiza de forma tan
precisa como durante la mitosis. El resultado final del proceso mitótico son dos células
con 2n cromosomas.
La caracterización cromosómica se realiza en metafase mitótica debido a que, en
esta fase, los cromosomas han alcanzado su máximo grado de condensación y sus
límites están perfectamente definidos. En esta fase, los cromosomas también
muestran las mejores condiciones de tinción. Esto hace que podamos conocer en este
momento cuántos cromosomas tiene una especie, dónde se localiza el centrómero (o
constricción primaria), el número de brazos cromosómicos que presentan o la
existencia de constricciones secundarias y satélites, identificar homólogos y
52
confeccionar un cariotipo o realizar estudios comparativos entre especies y conocer la
evolución cariotípica ocurrida dentro de un taxón.
Para este análisis generalmente se emplean tejidos que presentan un alto índice
mitótico.
Índice mitótico (IM)= N° de células en división / N° total de células observadas
Para poder analizar la morfología cromosómica, los tejidos son pre-tratados con
diversas sustancias que inhiben la formación del huso mitótico (colchicina, 8hidroxiquinoleína, paclosol, etc.) a los efectos de acumular metafases, dispersar los
cromosomas en el citoplasma y producir una mayor condensación de los mismos. Los
materiales se fijan y luego se tiñen con colorantes nucleares (fucsina básica, orceína,
carmín, giemsa, etc.). Con estos métodos de tinción, los cromosomas metafásicos
observados con un microscopio óptico aparecen uniformemente teñidos, excepto en el
centrómero (constricción primaria) y en algunas constricciones menores (secundarias).
Objetivos
 Reconocer las distintas fases de la mitosis.
 Comprender la importancia de determinar el índice mitótico para el análisis de los
cromosomas en mitosis,
 Analizar las diferencias entre los métodos de obtención de preparados.
Materiales




Guía de trabajos prácticos
Preparados de centeno otorgados por la cátedra,
Elementos de dibujo (hojas blancas, lápiz negro, goma de borrar, etc.)
Calculadora
Actividades
1) Observe detenidamente los preparados y diferencie las células en interfase y en
división. Luego, complete el siguiente cuadro indicando el número de células que están
en cada fase. A partir de esta información, calcule el índice mitótico (IM).
Horario
1
2
3
1
2
3
1
2
3
1
2
3
Interfase
Profase
Metafase
Anafase
Telofase
Total
IM
2) En cada una de las microfotografías de cebolla (Allium cepa) de la Figura 14 indicar
la fase de la mitosis en la que se encuentra la célula y si el material fue sometido o no a
53
pretratamiento. Cuando fuera posible, indique el número cromosómico (2n) de la
especie estudiada.
Figura 14. Cromosomas mitóticos de Allium cepa con y sin pretratamiento
Cuestionario
1. Un individuo diploide y homocigótico AA, ¿Cuántas copias del alelo A tiene en el
periodo G1 de la interfase y cuántas en metafase?
2. Un individuo diploide y heterocigótico Aa, ¿Cuántas copias del alelo A tiene en el
periodo G1 de la interfase y cuántas en metafase?
3. ¿Por qué es importante determinar el índice mitótico?
4. ¿En qué fase del ciclo celular se observan los cromosomas para el análisis
cariotípico? ¿Por qué?
5. ¿Cuáles son las diferencias entre los preparados realizados con pretratamiento y sin
pretratamiento en plantas?
6. La cebolla, Allium cepa es una especie vegetal con 2n=16 cromosomas ¿Cuántas
cromátidas tiene cada uno de los cromosomas de cebolla en telofase?
7. ¿Las cromátidas de un cromosoma son idénticas a las cromátidas de su homólogo?
¿Por qué?
Bibliografía
De Robertis, E.M.F., J. Hib & R. Ponzio. 1996. Biología Celular y Molecular. Ed. El
Ateneo, Buenos Aires.
Griffiths A.J.F., J.H. Miller, D.T. Suzuki, R.C. Lewontin & W.M. Gerbart. 1996. An
Introduction to Genetic Analysis. 6º edición. Ed. Freeman & Co., New York.
Gardner, E.J., M.J. Simmons & D.P. Snustad. 1998. Principios de Genética. 4ª. ed. Ed.
Limusa Wiley. México.
54
Lacadena, J.R. 1996. Citogenética. 1º edición. Ed. Complutense. Madrid.
Mc Leish, J. & B. Noad. 1958. Looking at chromosomes. Copyrigth. Macmillan.
Strickberger, M.W. 1988. Genética. 3º edición. Ed. Omega, Barcelona.
55
Trabajo Práctico N° 6
CARIOTIPO
La caracterización cromosómica de especies o variedades se inicia con la
descripción del cariotipo a través del análisis del número, el tamaño y la forma de los
cromosomas que presentan (complemento cromosómico).
Mediante la observación microscópica se determina el número cromosómico
somático (2n) y, a través del análisis de microfotografías o dibujos de metafases con
cromosomas bien definidos y separados, se establecen los cariotipos. Para ello, se
analiza la morfología de los cromosomas determinando la posición del centrómero y
la longitud de los brazos corto (bc) y largo (bl), así como la longitud total (lt) de cada
cromosoma. A partir de estas medidas, se calcula el índice centromérico [IC = (bc / lt)
× 100], según el cual los cromosomas se clasifican en cinco tipos morfológicos:
metacéntricos (m, IC = 50 - 37,5, centrómero equidistante de los extremos, brazos de
igual longitud), submetacéntricos (sm, IC = 37,5 – 25, centrómero muy próximo al
centro), subtelocéntricos (st, IC = 25-12,5), acrocéntricos (t, IC = 12,5 – 0, centrómero
muy próximo a un extremo) y telocéntricos (T, IC = 0, centrómero terminal, no se
puede hablar propiamente de constricción, ni de brazos, sólo existe un brazo).
Figura 15. Tipos de cromosomas según su morfología.
Otro aspecto a considerar para caracterizar morfológicamente a los cromosomas
es la presencia y la posición de las constricciones secundarias, así como la presencia y
el tipo de satélites. En general, las primeras corresponden a regiones or|ganizadoras
de los nucleolos (NORs) y los últimos a las porciones cromosómicas distales
delimitadas por la constricción secundaria y el telómero de los brazos que los portan.
Los cromosomas que presentan satélites se denominan cromosomas SAT.
56
Para la confección del cariotipo los cromosomas del complemento se ordenan
según su morfología (de metacéntricos a submetacéntricos, subtelocéntricos,
acrocéntricos y telocéntricos) y, dentro de cada tipo, según su tamaño (de mayor a
menor) ubicando los centrómeros alineados a una misma altura y los brazos cortos
hacia arriba. El orden que ocupa en el cariotipo cada par de cromosomas se indica
mediante un número y, mediante una letra, el tipo cromosómico al que pertenece de
acuerdo a su morfología. La representación gráfica del cariotipo se denomina
idiograma. La composición de un complemento cromosómico también se puede
expresar mediante una fórmula cariotípica, en la que se indica el número de cada tipo
morfológico de cromosomas que presenta el material analizado (ej. 16 m + 10 sm + 2
st + 2 t).
En muchas especies, la identificación de los diferentes pares de homólogos del
cariotipo puede resultar engorrosa debido a que presentan cromosomas con
morfología muy similar. En estos casos, la aplicación de determinados tratamientos en
combinación con diferentes tipos de tinción, puede revelar regiones cromosómicas con
condensación o composición cromatínica diferencial (bandas), generando marcadores
cromosómicos adicionales. Así, el tratamiento de los cromosomas con un álcali y la
posterior tinción con Giemsa revela regiones de heterocromatina constitutiva,
mientras que la impregnación argéntica (bandeo Ag-NOR) revela las NORs activas.
Además, pueden utilizarse diversos fluorocromos que tienen la capacidad de
intercalarse preferentemente en regiones del ADN con una composición de bases
particular. Por ejemplo, las regiones ricas en adenina y timina son reveladas con DAPI o
quinacrina, mientras que las ricas en guanina y citosina lo son con CMA 3 (cromomicina
A3). Las bandas pueden ser de tamaño e intensidad diferentes y presentar una
distribución particular sobre los cromosomas (se localizan, por lo general, en las
regiones pericentroméricas y teloméricas) de un complemento generando un patrón
de bandeo característico. Estas técnicas de bandeo cromosómico han permitido, en
muchos casos, la identificación inequívoca de cromosomas homólogos, la
caracterización de genomas así como el seguimiento de cromosomas o bloques
cromosómicos en híbridos y líneas de introgresión.
La información obtenida a partir del análisis de los cariotipos permite identificar
cromosomas, clasificar los cariotipos, realizar análisis comparativos entre grupos de
especies más o menos relacionadas e inferir sus tendencias evolutivas. Asimismo,
permite detectar las anomalías numéricas y estructurales en los complementos
cromosómicos de células o individuos.
Objetivos
 Adquirir destreza en la confección de cariotipos.
 Comprender la importancia del análisis cariotípico en los estudios taxonómicos y
evolutivos.
Materiales
 Elementos de dibujo (hojas blancas, lápiz negro, goma de borrar, etc.)
Actividades
57
1) Realice el cariotipo de Lathyrus sp. a partir de la siguiente microfotografía de una
placa metafásica:
Figura 16. Metafase mitótica de Lathyrus sp. Escala= 5 μm.
Para confeccionar el cariotipo:
a) Numere cada uno de los cromosomas.
b) En cada uno de los cromosomas, con una regla milimetrada tome las medidas del
brazo corto y del brazo largo. Luego calcule su longitud total y el índice centromérico:
Cromosoma
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
11
12
13
Brazo corto
Brazo largo
Longitud total
Indice centromérico
58
14
c) Forme los pares de cromosomas teniendo en cuenta el índice centromérico y la
longitud total de cada cromosoma. Para cada par cromosómico calcule los valores
promedio de de las variables analizadas y complete el siguiente cuadro:
Par
1
2
3
4
5
6
7
Brazo corto
Brazo largo
Longitud total
Indice centromérico
d) A partir de los valores de la tabla anterior escriba la fórmula cariotípica de Lathyrus
sp. y calcule los siguientes parámetros cariotípicos:
- Fórmula cariotípica:
- Longitud total del complemento:
- Longitud cromosómica media:
- Indice centromérico promedio:
e) Responder el siguiente cuestionario:
1.¿En qué fase del ciclo celular se observan los cromosomas para el análisis
cariotípico?¿Por qué?
2.¿Las cromátidas de un cromosoma son idénticas a las cromátidas de su
homólogo?¿Por qué?
3.¿Qué tienen en común dos cromosomas homólogos?
Bibliografía
Lacadena, J.R. 1996. Citogenética. 1º edición. Ed. Complutense. Madrid.
Seijo, J.G. & A. Fernández. 2003. Karyotype analysis and chromosome evolution in
South American species of Lathyrus (Leguminosae). Amer. J. Bot. 90(7): 980–987.
59
Trabajo Práctico Nº 7
ANÁLISIS DE CROMOSOMAS EN MEOISIS
La meiosis es un tipo especial de división celular que ocurre durante la
gametogénesis. Consiste en dos divisiones nucleares pero sólo una vuelta de
replicación del ADN. Como resultado las cuatro células hijas resultantes son haploides,
es decir que contienen sólo un cromosoma de cada par. En la reproducción sexual,
mediante la fertilización se reconstituye el complemento diploide encontrado en las
células somáticas.
La meiosis difiere de la mitosis en aspectos genéticos y citológicos. En primer
lugar, los cromosomas homólogos se aparean durante la profase de la Meiosis I. En
segundo lugar, se producen intercambios regulares entre los cromosomas homólogos
(crossing over). Esto genera cromosomas con segmentos tanto de origen materno
como paterno, dando lugar a combinaciones nuevas, lo que se conoce como
recombinación genética. En tercer lugar, el juego cromosómico se reduce a la mitad en
la Meiosis I, por lo tanto se forman células haploides.
Fases de la meiosis
La meiosis es un proceso celular y bioquímico complejo. El curso observable de
la misma en términos citológicos y las consecuencias genéticas no tienen una
correspondencia temporal exacta, sim embargo para su mejor estudio se divide en dos
etapas. En la primera división meiótica ocurre una serie de intercambios de material
genético entre los cromosomas homólogos. Este fenómeno es un proceso complejo
que comprende una larga profase en la que, para su mejor estudio y comprensión, se
distinguen los estadíos:
Profase I
Leptotene. El material cromatínico interfásico comienza a condensarse y los
cromosomas, aunque todavía extendidos, se hacen visibles.
Cigotene. La célula diploide presenta en este momento 2n cromosomas
completamente espiralizados (condensados). Los cromosomas homólogos se aparean,
empezando a desarrollarse entre ellos el complejo sinaptonémico. Los homólogos
apareados constituyen una estructura denominada bivalente. El número de bivalentes
de una especie dada es igual a su número haploide n.
Paquitene. En este estadío se terminaliza el apareamiento de los cromosomas
homólogos. Los n bivalentes se visualizan engrosados y cada uno de los cromosomas
están compuestos de dos cromátidas. La estructura de cuatro miembros también se
denomina tétrada, y cada tétrada tiene dos pares de cromátidas hermanas.
Diplotene. Las dobles parejas de cromátidas homólogas comienzan a
separarse, permaneciendo unidas por ciertos puntos
que son los quiasmas, los
cuales representan los lugares en donde las cromátidas no hermanas han sufrido
intercambio genético mediante el proceso denominado sobrecruzamiento (crossingover).
60
Figura 17. Meiosis y formación de granos de polen en Lillium regale. a) Leptotene.
b) Cigotene. c) Paquitene. d) Diplotene. e) Diacinesis. f) Metafase I. g) Anafase I
temprana. h) Anafase I tardía. (Extraído de Mc Leish & Noad, 1958).
61
Figura 17 (continuación). i) Telofase I. j) Interfase. l) Metafase II. m) Anafase II. n)
Telofase II. o) Una tétrada. p) Granos de polen jóvenes. (Extraído de Mc Leish & Noad,
1958).
62
Figura 18. Arriba. Microfotografía de un bivalente de espermatocito de salamandra
en diplotene. Abajo. Interpretación esquemática de la microfotografía. Se observan los
dos quiasmas y la posición de los centrómeros. Los centrómeros hermanos están uno
al lado del otro.
Diacinesis. En este estadío las tétradas aparecen muy condensadas. Los
cromosomas se separan, pero las cromátidas no hermanas permanecen íntimamente
asociadas mediante los quiasmas, los cuales se desplazan hacia los extremos de la
tétrada a medida que progresa la separación; proceso denominado terminalización.
Figura 19. Configuraciones de los bivalentes de Schistocerca gregaria en diacinesis.
El univalente señalado con la flecha es el cromosomas sexual. (i) Bivalente con tres
quiasmas. (ii) Bivalente en anillo con dos quiasmas. (iii) Bivalente con un quiasma
63
terminal. (iv) Bivalente en forma de cruz con dos quiasmas. (Extraído de Clarck & Wall,
1996).
Metafase I. Los cromosomas se condensan al máximo. Son visibles los
quiasmas terminales de cada tétrada y parecen ser los únicos que mantienen unidas a
las cromátidas no hermanas. Cada tétrada interactúa con las fibras del huso,
facilitando el movimiento hacia la placa ecuatorial.
Anafase I. En este estadío ocurre la rotura y desaparición de la membrana
nuclear y la separación de los bivalentes, migrando n cromosomas a cada polo. Es
importante señalar en primer lugar que la repartición de n cromosomas homólogos a
cada polo ocurre al azar, y en segundo lugar que, a diferencia de la mitosis, en esta
primera división meiótica no hay división longitudinal del centrómero, y por lo tanto
separación de las cromátidas, sino que éstas permanecen unidas por sus respectivos
centrómeros. Por lo tanto, esta división meiótica I es una división reduccional. La
separación de los cromosomas homólogos se denomina disyunción.
Figura 20. Diagrama donde se muestra el comportamiento de bivalentes de
diferentes tipos en Anafase I. A) Bivalente abierto con un solo quiasma. B)- D)
Bivalentes con dos quiasmas. (Extraído de Darlington, 1965).
Telofase I. Ocurre el restablecimiento de la membrana nuclear.
División meiótica II
Entre la Telofase I y el comienzo de la segunda división meiótica, a diferencia de
la mitosis, no hay un período de síntesis y duplicación del ADN, por lo demás la división
meiótica II, tiene lugar como la mitosis normal en cada una de las células haploides,
resultantes de la división meiótica I.
64
Profase II. En este estadío los cromosomas aparecen formados por dos
cromátidas hermanas, unidas por un centrómero común.
Metafase II. Los n cromosomas de cada una de las células hijas, se disponen en
la placa ecuatorial del huso, al mismo tiempo que desaparece la membrana nuclear.
Anafase II. Ocurre la división longitudinal del centrómero y repartición al azar
de n cromátidas a cada uno de los polos, de modo que las cromátidas hermanas (que
no serán idénticas debido al sobrecruzamiento) van siempre a lados opuestos.
Telofase II. En esta fase tiene lugar la individualización de las cuatro células
hijas, con aparición de las membranas plasmática y nuclear. Ahora bien, a diferencia de
la mitosis, las dos células resultantes de cada meiocito de segundo orden son
diferentes, porque sus cromátidas han intercambiado material genético previamente
en la Profase I.
A continuación, ocurre la desespiralización de las cromátidas y el período de
síntesis y duplicación del ADN. No obstante, se presentan numerosas excepciones a
este esquema general de la meiosis, según sean los ciclos haplontes, diplontes o
diplohaplontes de las especies, o en una misma especie en la espermatogénesis y
ovogénesis.
Objetivos




Reconocer las distintas fases de la división meiótica.
Observar el apareamiento de los cromosomas homólogos.
Visualizar la forma que adoptan los cromosomas meióticos.
Esquematizar todas las etapas de la división meiótica.
Materiales
 Elementos de dibujo (hojas blancas, lápiz negro, goma, etc.)
Actividades
1) Observe detenidamente los preparados. Localice, analice y esquematice las
siguientes etapas de la división meiótica: Paquitene, Diplotene, Diacinesis, Metafase I,
Anafase I, Telofase I, Profase II, Metafase II, Anafase II, Telofase II, Esporadas, Granos
de polen.
2) A partir del análisis de las fases de la meiosis en el punto anterior, conteste el
siguiente cuestionario. En el material estudiado:
a- ¿Cuántos bivalentes observó durante diacinesis y metafase I?
b- ¿Cuál es el número promedio de quiasmas que pudo observar en una célula?
c- ¿Cuantas células y con cuántos cromosomas se obtienen al final de la meiosis?
d- ¿Cuáles son las diferencias entre la mitosis y la meiosis? Considere las
diferencias tanto en el mecanismo como en los productos finales.
e- ¿Cuántas cromátidas componen un cromosoma en los siguientes estadios
celulares?:
- G1
65
- Anafase I
- Metafase II
- G2
- Metafase mitótica
- Telofase II
- Profase mitótica
- Interfase
3) Analice la siguiente microfotografía y luego represente gráficamente las
configuraciones de los bivalentes.
Figura 21. Microfotografía de bivalentes de Schistocerca gregaria en Metafase I.
(Extraído de Clarck & Wall, 1996).
4) Marcar con una cruz las respuestas correctas:
a- Una célula humana tiene 46 cromosomas en total o 23 pares de cromosomas. A
continuación de la mitosis, las células hijas tendrán cada una un total de ______
cromosomas. Después de la meiosis I, las dos células hijas tendrán _____cromosomas, y
después de la meiosis II ______ cromosomas.
A. 46, 46, 46
B. 46, 23, 23
C. 23, 23, 23
D. 46, 12, 12
b- El proceso de meiosis produce cuatro células con cromosomas no idénticos. Esta
diversificación ocurre durante:
A. Telofase I
B. Profase I
C. Metafase II
D. Profase II
c- Algunos organismos son capaces de reproducirse asexual o sexualmente. Bajo
condiciones favorables, la reproducción procede asexualmente. Cuándo las
condiciones se vuelven más estresantes la reproducción cambia al modo sexual. ¿Por
qué?
66
A. La reproducción sexual es simple y más rápida permitiendo producir un número
mayor de descendientes.
B. La reproducción sexual requiere dos individuos separados, quienes pueden
mutuamente proveer apoyo nutritivo durante el estrés.
C.
La reproducción asexual requiere más energía.
D. La reproducción sexual produce individuos con nuevas combinaciones de
cromosomas, incrementando la diversidad.
d- El estado de meiosis dónde las células se vuelven haploides es:
A.
B.
C.
D.
Profase I
Profase II
Anafase I
Anafase II
e- Uno de los más tempranos eventos que distingue la meiosis ocurre en Profase I e
involucra:
A.
B.
C.
D.
Condensación de los cromosomas
Pérdida de la membrana nuclear
Movimiento de los cromosomas hacia la placa metafásica
Apareamiento de los cromosomas homólogos (sinapsis)
f- El coral crece por gemación, es decir que el nuevo organismo crece a partir del viejo por
mitosis. Esta forma de replicación es un ejemplo de:
A.
B.
C.
D.
Meiosis para producir un cigoto
Reproducción asexual
Reproducción sexual
Formación de gametos
Bibliografía
Clarck, M.S. & W.J. Wall. 1996. Chromosomes. The complex code. Ed. Chapman & Hall.
London.
Darlington, C.D. 1965 Recent advances in cytology. J. and A. Churchill Ltd. London.
Klug WS, Cummings MR (1999) Conceptos de Genética. 5a ed. Ed. Prentice Hall.
Lacadena, J.R. 1996. Citogenética. 1º edición. Ed. Complutense. Madrid.
Solari AJ (2004) Genética Humana. Fundamentos y aplicaciones en medicina. 3a
ed. Ed. Médica Panamericana. Buenos Aires, Argentina.
67
Trabajo práctico Nº 8
PRINCIPIOS BÁSICOS DE LA HERENCIA MENDELIANA
La ley de la segregación. Al cruzar entre sí dos variedades o razas puras de una
misma especie que difieren en un único par de caracteres, la primera generación o
filial 1 (F1) es uniforme en cuanto a su genotipo y fenotipo. La segunda generación o F2
no es uniforme, sino que se observan 2 o 3 fenotipos diferentes, según se trate de
caracteres con dominancia completa o con codominancia.
Desde el punto de vista genético, cada individuo tiene estructura doble, debido
a que lleva en sus células dos series de factores: una aportada por la madre por medio
del gameto femenino y otra por el padre por medio del gameto masculino. Entonces
para cada par de factores que se considere, los gametos llevan uno solo de ellos (dosis
simple o n) y las células somáticas dos (dosis doble o 2n).
En la arveja (Pisum sativum) por ejemplo, un individuo puro para el carácter de
flor roja se habría originado seguramente de un gameto femenino con un factor para
rojo. Análogamente, un individuo de flor blanca habrá sido originado por un gameto
femenino fecundado por un gameto masculino llevando ambos un factor para el color
blanco. Si se cruza una planta de flores blancas por otra de flor roja pura, la
descendencia inmediata será de flores rojas. Se deduce que el factor para rojo es
dominante con respecto al factor para color blanco, siendo éste recesivo con respecto
a aquel. Los genes dominantes se representan con la letra correspondiente mayúscula
y los recesivos con la misma letra pero minúscula.
Un individuo puro para el carácter de flor roja (homocigota) lleva en sus células
somáticas dos factores R (RR), pues proviene de un gameto femenino R fecundada por
un masculino R. Análogamente, un individuo de flores blancas tendrá la constitución
rr.
La constitución genética de un individuo para un carácter o característica en
estudio (Ej.: RR, Rr, rr) se llama genotipo, en tanto que las características apreciables
por los sentidos que distinguen a los individuos, se llama fenotipo (genotipo +
ambiente).
La segregación independiente. Cuando se efectúa el cruzamiento entre
individuos que difieren en dos pares de factores, partiendo de líneas homocigotas
dominantes y recesivas respectivamente, la F1 obtenida será homogénea en cuanto a
su fenotipo y genotipo. Sin embargo, al realizar el cruzamiento F 1 x F1, se obtiene una
F2 en la que segregan los diferentes factores, obteniéndose una proporción fenotípica
de 9:3:3:1.
Si consideramos el cruzamiento de una planta pura homocigota para los
caracteres semilla lisa (L) y cotiledones amarillos (A), por otra de semilla rugosa (l) y
cotiledones verdes (a), se obtiene:
P:
AALL
G:
AL
F1:
AaLl
X
aall
al
Genotipo: Heterocigota
68
Fenotipo: Lisa y Amarilla.
Los gametos de la madre que intervienen en éste cruzamiento son de una sola
clase AL, ya que el individuo es homocigota (AALL). Si hubiésemos tomado éstos genes
por separado, por ejemplo AA, los gametos serían A, por lo tanto, el gameto debe
llevar la mitad de cada par de factores existentes en el padre.
Siendo el genotipo de la F 1, AaLl, para obtener los gametos empleamos el
método corto o dicotómico. Los genes citados se hallan en cromosomas diferentes,
por lo cual cada gen de un par puede combinarse para formar gametos con cada uno
del segundo par, es decir:
Par Aa
Par Ll
Gametos
L
=
AL
l
=
Al
L
=
aL
l
=
al
A
a
Para la obtención de la F2 hacemos uso de métodos que nos ayudan a obtener
las combinaciones posibles entre los factores que actúan en forma independiente:
1. Método del cuadrado de Punnett o tablero de ajedrez.
2. Método algebraico
3. Método corto o dicotómico.
1. Método del cuadrado de Punnett
Cada uno de los individuos de la F 1 da los cuatro gametos (G) detalladas
anteriormente.
G
AL
AL
AALL
Al
AALl
aL
AaLL
al
AaLl
Al
AALl
AAll
AaLl
Aall
aL
AaLL
AaLl
aaLL
aaLl
al
AaLl
Aall
aaLl
aall
2. Método algebraico
69
Este fue el método utilizado por Mendel en sus experimentos. Por ejemplo, si
cruzamos Aa x Ll, para hallar el fenotipo se tiene en cuenta la frecuencia de los
fenotipos de la F2 para monohíbridos (3:1).
1º par:
2º par:
3 A_ : 1 aa
3 L_ : 1 ll
9 A_L_ : 3 A_ll : 3 aaL_ : 1 aall
Para hallar el genotipo se tienen en cuenta las frecuencias de los genotipos en
la F2 para monohíbridos (1:2:1).
1º par:
2º par:
1 AA : 2 Aa : 1 aa
1 LL : 2 Ll : 1 ll
1AALL : 2AaLL : 1aaLL : 2AA Ll : 4AaLl : 2aaLl : 1AAll : 2Aall : 1aall
3. Método dicotómico
Para hallar el fenotipo hay que recordar las frecuencias de fenotipos en F 2 para
monohíbridos (3:1).
Par Aa
Par Ll
Frecuencias
Genotipos
3 L_
=
9
A_L_
1 ll
=
3
A_ll
3 L_
=
3
aaL_
1 ll
=
1
aall
3 A_
1 aa
Para hallar el genotipo hay que basarse en la frecuencia de genotipos en F 2 para
monohíbridos (1:2:1).
Par Aa
Par Ll
Frecuencias
Genotipos
1 AA
1 LL
2 Ll
1 ll
=
=
=
1
2
1
AALL
AALl
AAll
1 LL
=
2
AaLL
70
2 Aa
1 aa
2 Ll
1 ll
=
=
4
2
AaLl
Aall
1 LL
2 Ll
1 ll
=
=
=
1
2
1
aaLL
aaLl
aall
Retrocruza. La retrocruza es el cruzamiento de uno de los descendientes con alguno de
los progenitores.
Retrocruza por el padre dominante: (método dicotómico)
AaLl  AALL
Cruzamiento:
Par Aa
Par Ll
Genotipos
Fenotipos
1 LL
=
1 AALL =
amarillo-lisa
1 Ll
=
1 AALl =
amarillo-lisa
1 LL
=
1 AaLL =
amarillo-lisa
1 Ll
=
1AaLl =
amarillo-lisa
1 AA
1 Aa
Retrocruza por el padre recesivo (cruza de prueba):
AaLl  aall
Cruzamiento:
Par Aa
Par Ll
Genotipos
Fenotipos
1 Ll
=
1 AaLl
=
amarillo-lisa
1 ll
=
1 Aall
=
amarillo-rugosa
1 Ll
=
1 aaLl
=
verde-lisa
1 ll
=
1 aall
=
verde rugosa
1 Aa
1 aa
Segregación en polihíbridos. Cuando se efectúa el cruzamiento entre individuos
que difieren en tres o más pares de genes, partiendo de líneas homocigotas
71
dominantes y recesivas respectivamente, la F1 obtenida será homogénea en cuanto a
su fenotipo y genotipo. Al realizar el cruzamiento F 1 x F1, se obtiene una F2 en la que
segregan los diferentes factores, obteniéndose las siguientes proporciones fenotípicas:
siguiendo con la arveja, cruzaremos individuos homocigotas para tallo alto (T),
cotiledones amarillos (A) y semillas lisas (L), por tallo enano (t), cotiledones verdes (a) y
semillas rugosas (l).
P:
TTAALL
G:
TAL
F1:

ttaall
tal
TtAaLl
Genotipo: heterocigota
Fenotipo: alta, amarilla y lisa.
F2
Fenotipos
3 L_
=
27
T_ A_ L_
1 ll
=
9
T_ A_ ll
3 L_
=
9
T_ aa L_
1 ll
=
3
T_ aa ll
3 L_
=
9
tt A_ L_
1 ll
=
3
tt A_ ll
3 L_
=
3
tt aa L_
1 ll
=
1
tt aa ll
64
individuos
3 A_
3 T_
1 aa
3 A_
1 tt
1 aa
Total =
F2
Genotipos
1 AA
1 LL
2 Ll
1 ll
=
=
=
1
2
1
TT AA LL
TT AA Ll
TT AA ll
72
1 TT
2 Tt
1 tt
2 Aa
1 LL
2 Ll
1 ll
=
=
=
2
4
2
TT Aa LL
TT Aa Ll
TT Aa ll
1 aa
1 LL
2 Ll
1 ll
=
=
=
1
2
1
TT aa LL
TT aa Ll
TT aa ll
1 AA
1 LL
2 Ll
1 ll
=
=
=
2
4
2
Tt AA LL
Tt AA Ll
Tt AA ll
2 Aa
1 LL
2 Ll
1 ll
=
=
=
4
8
4
Tt Aa LL
Tt Aa Ll
Tt Aa ll
1 aa
1 LL
2 Ll
1 ll
=
=
=
2
4
2
Tt aa LL
Tt aa Ll
Tt aa ll
1 AA
1 LL
2 Ll
1 ll
=
=
=
1
2
1
tt AA LL
tt AA Ll
tt AA ll
2 Aa
1 LL
2 Ll
1 ll
=
=
=
2
4
2
tt Aa LL
tt Aa Ll
tt Aa ll
1 aa
1 LL
2 Ll
1 ll
=
=
=
1
2
1
tt aa LL
tt aa Ll
tt aa ll
64
individuos
Total =
Objetivos





Diferenciar los términos fenotipo y genotipo.
Comprender el mecanismo de transmisión de los caracteres.
Entender la forma de obtención de los gametos y de la descendencia.
Comprender el mecanismo de segregación independiente de los genes.
Adquirir destreza en el cálculo de frecuencias fenotípicas y genotípicas de la
descendencia de individuos que difieren en tres o más pares de genes.
 Conocer y aplicar los diferentes métodos para obtener los fenotipos y genotipos de
la descendencia.
73
Materiales
 Calculadora científica
 Lápiz negro y goma
 Hojas blancas
Actividades
1) Resolver los problemas teóricos utilizando los métodos descriptos anteriormente.
Los problemas resueltos, incluyendo el desarrollo de los mismos, deberán ser
entregados al finalizar el trabajo práctico.
Bibliografía
Gardner, E.J., M.J. Simmons & D.P. Snustad. 1998. Principios de Genética. 4ª. ed. Ed.
Limusa Wiley. México.
Griffiths A.J.F., J.H. Miller, D.T. Suzuki, R.C. Lewontin & W.M. Gerbart. 1996. An
Introduction to Genetic Analysis. 6º edición. Ed. Freeman & Co., New York.
Lacadena, J.R. 1988. Genética. 4º edición. Ed. Agesa, Madrid.
Sanchez-Monge, E. & N. Jouve. 1989. Genética. Ed. Omega. Barcelona.
Sinnott, E.W., Dunn, L.C. & T. Dobzhansky. 1961. Principios de Genética. Ed. Omega.
Barcelona.
Stansfield, W.D. 1971. Teoría y problemas de Genética. Ed. McGraw-Hill. México.
Strickberger, M.W. 1988. Genética. 3º edición. Ed. Omega, Barcelona.
74
Trabajo práctico Nº 9
PROBABILIDADES
La probabilidad se refiere a la posibilidad de que un resultado específico de un
evento ocurra en una situación particular (con respecto a todos los resultados posibles
del suceso) y se calcula como el cociente del resultado del suceso entre el número
total de maneras en las que todos los resultados del suceso pueden ocurrir. Los límites
de probabilidad van de 0 (si el evento nunca ocurre) a 1 (si siempre ocurre). Si dos o
mas eventos son independientes, la probabilidad de que ocurran juntos es igual al
producto de sus probabilidades por separado.
Cuando se trabaja con probabilidades, los resultados se someten a pruebas de
significancia estadística, siendo una de las más usadas la prueba de ji cuadrado (X2).
Esta prueba es un mecanismo por el cual las desviaciones a partir de una proporción
hipotética se reducen a un solo valor con base en el tamaño de la muestra. Esto
permite determinar la probabilidad de que una suma determinada de desviaciones
suceda al azar. Esta prueba toma en cuenta el tamaño de la muestra y las desviaciones
con respecto a la proporción esperada y se calcula mediante la fórmula:
X2 = (O - E)2
O: valor observado
E
E: valor esperado
Donde (O-E) es la desviación entre cada valor de clase observado y cada valor
de clase esperado.
Una vez obtenido el valor de X2, se observa el grado de significancia en una
tabla de doble entrada:
Tabla de Ji cuadrado. R.A:Fisher y F. Yates.1943
Grados de
Libertad
p = 0,99
p = 0,95
p = 0,80
p = 0,50
p = 0,20
p = 0,05
p = 0,01
1
0,000157
0,00393
0,0642
0,455
1,642
3,841
6,635
2
3
0,02
0,115
0,103
0,325
0,446
1,005
1,386
2,366
3,219
4,642
5,991
7,815
9,21
11,345
4
5
0,297
0,554
0,711
1,145
1,649
2,343
3,357
4,351
5,989
7,289
9,488
11,07
13,277
15,086
6
7
0,872
1,239
1,635
2,167
3,07
3,822
5,348
6,346
8,558
9,803
12,592
14,067
16,812
18,475
8
9
1,646
2,088
2,733
3,325
4,594
5,38
7,344
8,343
11,03
12,242
15,507
16,919
20,09
21,666
10
15
2,558
5,229
3,94
7,261
6,179
10,307
9,342
14,339
13,442
19,311
18,307
24,996
23,209
30,578
20
25
8,26
11,524
10,851
14,611
14,578
18,94
19,337
24,337
25,038
30,675
31,41
37,652
37,566
44,314
30
14,953
18,493
23,364
29,336
36,25
43,773
50,892
75
Los grados de libertad se calculan por medio de la fórmula:
GL = n – 1
Siendo n el número de clases con que se ha trabajado. El valor p es el valor de
probabilidad por debajo del cual las diferencias entre observado y calculado se dan al
azar. En biología por lo general se trabaja con un p ≥0.05. Si el valor de X2 cae por
debajo del valor de P para un determinado grado de libertad, quiere decir que las
diferencias no son significativas y que por lo tanto, esas pequeñas diferencias se dan
por puro azar. En general, cuanto más elevado es el valor de X 2, menor es la posibilidad
de que las diferencias se deban al azar. Cuando el resultado de X 2 es significativo, la
diferencia no se dio al azar, sino por otros factores debido a un error experimental o a
que hay una correlación entre las clases como por ejemplo el caso de los genes ligados.
Objetivos
 Comprender el cálculo de probabilidades.
 Comprender la importancia del método de X2.
 Adquirir destreza en el cálculo de frecuencias, probabilidades y su significancia
estadística
Materiales
 Calculadora científica
 Lápiz negro y goma
 Hojas blancas
Actividades
1) Resolver los problemas teóricos utilizando los métodos descriptos anteriormente.
Los problemas resueltos, incluyendo el desarrollo de los mismos, deberán ser
entregados al finalizar el trabajo práctico.
Bibliografía
Gardner, E.J., M.J. Simmons & D.P. Snustad. 1998. Principios de Genética. 4ª. ed. Ed.
Limusa Wiley. México.
Griffiths A.J.F., J.H. Miller, D.T. Suzuki, R.C. Lewontin & W.M. Gerbart. 1996. An
Introduction to Genetic Analysis. 6º edición. Ed. Freeman & Co., New York.
Lacadena, J.R. 1988. Genética. 4º edición. Ed. Agesa, Madrid.
Sanchez-Monge, E. & N. Jouve. 1989. Genética. Ed. Omega. Barcelona.
Sinnott, E.W., Dunn, L.C. & T. Dobzhansky. 1961. Principios de Genética. Ed. Omega.
Barcelona.
Stansfield, W.D. 1971. Teoría y problemas de Genética. Ed. McGraw-Hill. México.
Strickberger, M.W. 1988. Genética. 3º edición. Ed. Omega, Barcelona.
76
Trabajo Práctico N° 10
INTERACCIÓN GÉNICA
Se denomina interacción génica a la influencia mutua entre genes no alélicos en
la producción de un fenotipo determinado. Debido a tal interacción, las proporciones
mendelianas típicas, tales como 3:1 o 9:3:3:1, no se presentan en todos los
cruzamientos. En base a esto, las interacciones pueden clasificarse en dos categorías:
sin modificación de las proporciones mendelianas y con modificación de las
proporciones.
El concepto de interacción génica no significa que dos o más genes, o sus
productos, necesariamente interactúen directamente para dar lugar a un fenotipo
concreto; sino que implica que la función celular de numerosos productos génicos está
relacionada con el desarrollo de un fenotipo común.
1. Sin variación de las proporciones mendelianas. Se obtiene en la F2 una
proporción 9:3:3:1, pero con la aparición de nuevos fenotipos que no estaban en los
parentales ni en la F1.
El ejemplo más conocido es la herencia del tipo de cresta en las gallinas, en las
cuales existen cuatro tipos diferentes de crestas llamados: arveja, roseta, sencilla y
nuez.
P:
F1:
arveja
RR pp

nuez
Rr Pp
roseta
rr PP
roseta
arveja
nuez
sencilla
Esquema extraído de Oliver FL 1977.
F2:
9 nuez : 3 arveja : 3 roseta : 1 sencilla
R_ P_ R_ pp rr P_
rr pp
Estos dos pares actúan en la manifestación de un solo carácter. La cresta nuez
depende de la presencia de los genes R y P, uno solo de éstos genes R produce cresta
arveja y P produce roseta, los dos alelos recesivos en conjunto producen sencilla. Hay
interacción de factores cuando 2 o más pares de genes actúan en la manifestación de
un solo carácter.
2. Con modificación de las proporciones mendelianas. La modificación de las
proporciones ocurre cuando un gen enmascara o suprime la manifestación del otro.
Este tipo de interacción no es recíproca y se denomina epistasis. Las epistasis se
pueden clasificar como sigue:
a) Epistasis simple dominante. Es cuando el alelo dominante de un par de
genes suprime o enmascara la manifestación del otro par. Aquí las proporciones
fenotípicas observadas en la F2 son 12:3:1. Por ejemplo, en el sorgo el color de la
semilla está determinado por un par de genes que interactúan de tal forma que: B
77
produce color pardo y R produce color amarillo; pero B es epistático dominante,
dando:
P
BB RR
pardo
F1
x
bb rr
blanco
Bb Rr
pardo
F2: 9 B_R_Pardos : 3 B_rr Pardos : 3 bbR_ Amarillos : 1 bbrr Blanco
12 Pardos
3 Amarillos
1 Blanco
b) Epistasis simple recesiva. Esto ocurre cuando un doble recesivo de un par de
genes es capaz de enmascarar la manifestación fenotípica del otro par. Las frecuencias
observadas en la F2 son 9:3:4. Uno de los ejemplos más conocidos es el pelaje de
muchos animales como las ratas. En las ratas la presencia de color es determinada por
el alelo C, en tanto que el alelo recesivo c causa la ausencia de color y por lo tanto las
ratas son albinas. El color es determinado por otro par de genes, el alelo R produce
pelaje negro, mientras que r causa pelaje color crema. Al cruzar dos individuos
homocigotas se obtiene una F1 en donde todas las ratas son negras, pero en la F 2 se
obtienen 9 negros, 3 crema y 4 albinos. En este caso, la presencia del alelo c en
homocigosis enmascara la presencia de los alelos R y r que determinan el color negro o
crema, respectivamente.
P
F1
F2
negro CC RR
x
cc rr albino
Cc Aa negro
9 C_ A_ 3 C_ aa
3 cc A_
1 cc aa
negros
crema
albinos
albino
78
c) Interacción con inhibidor o epistasis doble dominante-recesiva. En este
caso, la epistasis dominante y la epistasis recesiva se presentan en un mismo
cruzamiento, obteniéndose en la F 2 una proporción fenotípica de 13:3. El alelo
dominante de un par de genes y el recesivo de la otra suprimen la acción de los otros
miembros. Se llama inhibidor a todo factor dominante que, por su presencia, impide la
manifestación de otro factor dominante. Por ejemplo en las gallinas la raza Leghorn el
color blanco se debe a la presencia del gen inhibidor I, que es dominante e inhibe la
expresión de los genes del color. Las razas Wyandotte y Plymounth Rock son blancas
por la presencia de un gen recesivo que condiciona la ausencia del cromógeno
necesario para color. Las aves homocigotas recesivas cc son blancas aunque lleven
genes para color, porque estos genes no pueden expresarse en ausencia del
cromógeno. Si cruzamos una Leghorn blanca por una Wyandotte blanca toda la F 1 será
blanca porque heredan el gen I del progenitor Leghorn. En la F 2, sin embargo,
aparecerán individuos con color en una proporción característica.
P
Leghorn II CC
blanca
x
F1
ii cc Wyandotte
blanca
Ii Cc
blancas
F2
3 C_
9 II C_ blancas (por I)
1 cc
3 I_ cc blancas (por I)
3 C_
3 ii C_ coloreadas (por C)
1 cc
1 ii cc blancas (por la presencia de cc)
3 I_
1 ii
En la F2 se puede ver que doce de las 16 heredan el gen dominante I y por lo
tanto serán blancas. Las otras cuatro no lo tienen pero una de ellas será blanca debido
a la condición homocigótica del gen recesivo epistático c. Solamente tres de las 16 aves
tienen el genotipo necesario para la producción de color (iiCC).
d) Genes recesivos duplicados o epistasis doble recesiva. En la epistasis doble
recesiva cada uno de los pares de genes contiene un gen epistático recesivo. Se los
llama genes recesivos duplicados porque cualquiera de los dos pares en estado
recesivo, separados o juntos, manifiestan el mismo carácter produciendo una
proporción fenotípica de 9: 7 en la F2. Por ejemplo, en la margarita común, las flores
pueden presentar el centro amarillo o púrpura. El color púrpura se produce debido a la
acción complementaria de los alelos dominantes de dos pares de genes; al faltar
alguno de éstos alelos, se altera el proceso normal de síntesis del pigmento y se
producen flores amarillas.
P
PP rr
amarillo
x
pp RR
amarillo
79
F1
PpRr
púrpura
F2
3 R_
9 P_ R_ púrpura
1 rr
3 P_ rr amarillo
3 R_
3 pp R_ amarillo
1 rr
1 pp rr amarillo
3 P_
1 pp
e) Genes dominantes duplicados o epistasis doble dominante. En la epistasis
doble dominante cada par de genes tiene un alelo epistático dominante. En este caso,
se los llama duplicados porque cualquiera de los dos dominantes o los dos juntos, son
capaces de producir un fenotipo determinante. Por ejemplo, en las gallinas existen
razas con patas emplumadas y razas con patas sin plumas. La raza Black Langshans
tiene plumas en las patas, mientras que la raza Buff Rock carece de ellas. Un
cruzamiento entre ambas razas produce una F 1 con patas emplumadas y al cruzar la F 1
entre si se obtiene una F2 con una proporción fenotípica de 15 emplumadas y 1 sin
plumas.
P
FF SS
x
emplumadas
F1
ff ss
sin plumas
Ff Ss
emplumadas
F2
3 S_
9 F_S_ emplumadas
1 ss
3 F_ss emplumadas
3 S_
3 ffS_ emplumadas
1 ss
1 ffss sin plumas
3 F_
1 ff
f) Genes duplicados con efecto acumulativo. Son genes que producen un
efecto individual semejante, pero diferente al de los dos conjuntos. Por ejemplo, los
cerdos Duroc Jersey generalmente tienen el pelaje de color rojo, pero existe una
mutación de color arena que es recesiva con respecto al rojo, y un color blanco o
albino producido por el doble homocigota recesivo. Al cruzar dos cerdos color arena, la
F1 es roja, pero en la F2 se obtiene una descendencia de 9 rojo, 6 arena y 1 blanco.
P
rr SS
arena
x
RR ss
arena
80
F1
Rr Ss
rojo
F2
3 S_
9 R_ S_ rojo
1 ss
3 R_ ss arena
3 S_
3 rr S_ arena
1 ss
1 rr ss blanco
3 R_
1 rr
81
Trabajo Práctico N° 11
EXTENSIONES DEL MENDELISMO
Alelos múltiples, genes letales y herencia citoplasmática
Alelos múltiples. La mayoría de los sistemas génicos analizados hasta ahora
consisten en dos alelos. Por ejemplo, en los guisantes de Mendel un alelo codifica
semillas lisas y el otro alelo codifica semillas rugosas. Pero como se sabe, los genes
pueden mutar a formas distintas dentro del mismo locus. Cada cambio tiene el
potencial de dar lugar a un alelo diferente. Por consiguiente, para cualquier gen, el
número de alelos presentes en los individuos de una población no tiene por qué estar
limitado a dos. Cuando un mismo gen presenta más de dos estados alternativos, es
decir más de dos alelos, el modo de herencia se denomina alelismo múltiple. Los
alelos múltiples pueden también denominarse series alélicas, simbolizando cada alelo
como A1, A2, A3,.... An, por ejemplo.
En los organismos diploides, generalmente, cada gen tiene solamente dos
alelos, dado que los cromosomas se encuentran de a pares y cada cromosoma
homólogo lleva un alelo. Estos sistemas también se pueden presentar en los
organismos haploides, pero en lugar de tener dos alelos a la vez como en los diploides,
hay solo una copia de cada gen.
La herencia de las características codificadas por alelos múltiples no difiere de
la herencia de las codificadas por dos alelos, salvo que es posible una mayor variedad
de genotipos y fenotipos.
Uno de los casos más conocidos de alelos múltiples es el color del pelaje de los
conejos, para los cuales se conocen varios genes: agutí, chinchilla, himalaya y albino.
Estos genes pueden combinarse dando diferentes genotipos y fenotipos con respecto
al color de pelo. El orden de dominancia de un alelo sobre el otro es el siguiente:
C: agutí
> cch: chinchilla
>
ch: himalaya
>
c: albino
Figura 22. Esquema extraído de Oliver (1977).
El primer sistema de alelos múltiples que se encontró en el hombre fue el
sistema ABO, el cual consiste en tres alelos diferentes: I A, IB e i. Los alelos IA e IB son
codominantes entre sí, pero dominantes con respecto al alelo i. Estos tres alelos se
pueden combinar para formar cuatro fenotipos diferentes. El grupo sanguíneo A se
presenta cuando un individuo es homocigota para el gen I A (IAIA) o bien cuando es
heterocigota combinado con i (IAi), el grupo B se produce en presencia homocigota del
gen IB (IBIB) o bien cuando es heterocigota combinado con i (I Bi), mientras que el
fenotipo AB se presenta cuando un individuo es heterocigota para los alelos I AIB. El
fenotipo restante, el grupo O, se produce por la presencia del alelo i en homocigosis
(ii). Las personas que presentan un determinado antígeno sanguíneo tienen
82
anticuerpos contra los restantes antígenos. Debido a ello se producen reacciones al
realizar una transfusión de sangre a una persona.
Grupo
Antígeno
Anticuerpo
Genotipo
Reacción con suero
A
B
AB
O
A
A
anti B
IAIA o IAi
–
+
±
–
B
B
anti A
IBIB o IBi
+
–
±
–
AB
AB
–
IAIB
–
–
–
–
O
–
anti A y anti B
ii
+
+
+
–
Por las reacciones que se producen, a las personas con grupo sanguíneo O
(ausencia de antígenos A y B) se las denomina dadores universales, mientras que a las
personas con sangre AB (ausencia de anticuerpos A y B) se las llama receptores
universales. Actualmente se sabe que los antígenos sanguíneos son glucolípidos
ubicados en la membrana plasmática de los eritrocitos. Los grupos A y B difieren en las
cadenas de oligosacáridos de los glucolípidos, mientras que las personas con sangre
del grupo O carecen de este glucolípido.
Sistema MN
En 1927 se descubrió el sistema MN, mediante experimentos con conejos. Los
grupos MN dependen de un par de alelos codominantes M y N, responsables de tres
genotipos: MM, MN y NN y sus respectivos fenotipos M, MN y N. Este sistema es de
escasa importancia en la transfusión sanguínea o en la incompatibilidad materno fetal.
Su significación principal en la genética médica deriva del hecho de que sus frecuencias
relativas y su herencia codominante los hacen especialmente útiles para resolver
problemas de identificación, paternidad etc.
Sistema Rhesus
Un tercer sistema de antígenos de superficie de los eritrocitos es el sistema
Rhesus descubierto por Landsteiner, Wiener y Levine en 1940. En un primer análisis y
para simplificar se consideran dos grupos en este sistema:
- Rh+, individuos que poseen antígenos Rh.
- Rh-, indviduos que no poseen antígenos Rh.
Los anticuerpos anti-Rh no son anticuerpos “naturales”, no existen
normalmente en la sangre, pero aparecen en individuos Rh - que han recibido
antígenos Rh como consecuencia de una transfusión de un donante Rh + o después de
un embarazo. La madre Rh - se sensibiliza por los eritrocitos Rh + del primer hijo,
produciendo anticuerpos anti-Rh. El segundo embarazo de un niño Rh + produce un
aumento masivo de anticuerpos, que pasan a través de la placenta y aglutinan los
glóbulos rojos del niño.
Este sistema reveló la explicación de una enfermedad hemolítica que se
produce en el recién nacido, la eritroblastosis fetal, además de las reacciones de
83
aglutinación que ocurrían en transfusiones de sangre entre personas del mismo tipo
respecto al sistema AB0.
Las bases genéticas del sistema Rh son complejas, al estar constituido por un
gran número de antígenos eritrocitarios distintos. Este sistema está codificado por tres
loci muy próximos entre sí (C, D, E y sus recesivos respectivos c, d, y e) en el brazo
corto del cromosoma 1, que se encuentran ligados. Cada uno de los alelos produce un
antígeno y los anticuerpos correspondientes aparecen para todos menos para el d.
El alelo D, es de un interés primordial al ser el responsable de la codificación
del antígeno D que es muy antigénico y provoca la sensibilización. Es por esto que para
fines prácticos las personas se consideran Rh + si poseen el alelo D y Rh- si carecen del
alelo D según la siguiente tabla:
Alelos (Nomenclatura de FisherRace)
CDE
CDe
cDE
cDe
CdE
Cde
cdE
cde
Fenotipo
Rh+
Rh-
Posteriormente se han descrito otros grupos sanguíneos, que no son de gran
importancia en las reacciones de aglutinación postransfusión pero pueden ser
utilizados como marcadores genéticos útiles para la exclusión de posible paternidad,
determinación del grado de histocompatibilidad etc.
GENES LETALES
Los genes que porta un organismo determinan no solo los caracteres visibles
sino, además, otras características como la viabilidad. Los numerosos estudios
realizados en genética de la transmisión han demostrado que los organismos que
portan ciertos genes o combinaciones de genes tienen una posición desventajosa con
respecto a otros que no los poseen. Por ejemplo, en Drosophila se sabe que las moscas
con ojos blancos y alas vestigiales tienen una menor viabilidad que el fenotipo salvaje.
Estos efectos fisiológicos perjudiciales están asociados con los genes que intervienen,
en este caso w y vg.
Muchos genes no tienen efectos en la apariencia de los organismos pero
influyen en la viabilidad del organismo de algún modo. Otros genes tienen efectos tan
graves que hacen imposible la vida del organismo, en este caso se habla de genes
letales. Cuando se descubrió la forma en que se heredan los caracteres era difícil de
concebir que existieran genes capaces de causarle la muerte a un organismo. Sin
embargo, en 1905, el genetista francés Cuenot informó sobre la herencia del gen que
determina el color Amarillo de las ratas que no se ajustaba a las proporciones
mendelianas típicas. El gen Amarillo parecía tener un efecto dominante, pero sin
84
embargo no se comportaba como una cepa pura. Al cruzar dos ratas amarillas entre sí
siempre se producen individuos amarillos y salvajes o agutí. Al retrocruzar los
individuos amarillos con los parentales amarillos, Cuenot encontró que todas las ratas
eran heterocigotas para el gen Amarillo y que no podían encontrarse amarillos
homocigotas. En un principio Cuenot supuso que los espermatozoides portadores de
Amarillo no podían penetrar los óvulos de otros portadores del gen amarillo. Sin
embargo, tiempo después Castle y Little demostraron que los homocigotas amarillos
se formaban pero que morían en el útero durante el embarazo. Según ellos, el gen
amarillo se comportaba como dominante, pero a la vez era un letal recesivo, de
manera que los cruzamientos entre ratas amarillas siempre producían 2/3 amarillo y
1/3 agutí en lugar de ¾ amarillo y ¼ agutí como cabría esperar. La progenie amarilla
faltante eran los homocigotas amarillos inviables. Sin embargo, la letalidad no está
limitada a genes con efecto fenotípico dominante sino que también puede ser causada
por genes recesivos. En estos casos, en condición heterocigótica no afectan la
viabilidad del organismo y no producen un efecto fenotípico observable, pero en
homocigosis producen cambios notables y muerte.
Ya sea si el gen tiene efecto fenotípico dominante o bien recesivo, se dice que
presenta letalidad recesiva cuando los individuos homocigóticos para el alelo
deletéreo no sobreviven. Los alelos con letalidad dominante son aquellos que incluso
en heterocigosis producen la muerte, ya que una sola copia del alelo silvestre no es
suficiente para el desarrollo normal.
Se han encontrado numerosos ejemplos de genes letales que tienen un efecto
fenotípico dominante en el heterocigota pero que son letales en condición
homocigota. El gen Dexter del ganado vacuno produce terneros con patas cortas
(llamados bulldog) en condición heterocigota pero es letal en homocigosis y los
terneros generalmente mueren antes de nacer. En el hombre, la aparición de gran
número de lunares es causada por el gen de Xeroderma pigmentosum y también es
letal cuando el gen está en condición homocigota.
Una característica de los genes letales es que pueden presentar variación en
cuanto a su penetración, de modo que no todos los individuos genotípicamente
afectados sean fenotípicamente letales. Algunos letales tienen un alto grado de
penetración y expresión de manera que muy pocos individuos o más generalmente
ninguno pasa el estado embrionario o infantil. En otros casos en cambio, algunos
genes permiten la supervivencia de una mayor proporción de genotipos afectados.
Según el grado de penetración de los genes letales, se pueden clasificar en:
 letales: producen la muerte de todos los individuos que llevan ese gen.
 semiletales: cuando producen la muerte de más del 50% de los individuos.
 subvitales: producen una proporción de muertes entre el 10% y el 50%.
Los genes letales actúan, generalmente, en un estado temprano del desarrollo
(cigóticos), pero también pueden producir la muerte en los gametos (gaméticos). Los
genes letales pueden tener un efecto fenotípico dominante o recesivo. Si bien el tipo
recesivo es el más común en las poblaciones naturales, se conocen algunos casos de
dominantes.
Un ejemplo de letales dominantes se da en las gallinas de la raza creeper, que
se caracterizan por tener alas y patas cortas. Cuando las creeper se cruzan con gallinas
85
normales, se obtiene siempre igual proporción de normales y creeper, pero cuando se
cruzan dos creeper, las proporciones obtenidas son diferentes:
P:
creeper
Cc
F1:
1 CC
muere
x
:
creeper
Cc
2 Cc
:
creeper
1 cc
normal
Los casos de genes letales recesivos son bastantes numerosos. Uno de los más
típicos es el albinismo en las plantas. En este caso mueren los individuos homocigotas,
pero los heterocigotas son completamente normales.
P:
Aa
normal
F1:
1AA
:
normal
x
2 Aa
normal
Aa
normal
:
1aa
muere
HERENCIA CITOPLASMÁTICA
Sabemos que los genes cromosómicos son los reguladores naturales de la
herencia; sin embargo, algunas características son codificados por genes localizados en
el citoplasma. La herencia citoplasmática se define como una herencia no mendeliana,
en la que interviene el ADN de organelos citoplásmicos que se duplican, como
mitocondrias y plastidios. La herencia citoplasmática difiere en varios aspectos de la
herencia de las características codificadas por genes nucleares:
1) Un cigoto hereda todos los genes nucleares de ambos progenitores, pero todos
sus orgánulos provienen de uno solo de los gametos, generalmente el óvulo. En
este caso, los rasgos ligados al citoplasma están presentes en hembras y
machos, y pasan a la descendencia desde la madre, nunca desde el padre.
2) Las características heredadas a partir del citoplasma exhiben con frecuencia
una gran variación fenotípica dado que no existen mecanismos que garanticen
que los genes citoplasmáticos se distribuyan en forma pareja en la división
celular.
3) La falta de segregación mendeliana y de proporciones mendelianas
características que dependan de la transmisión cromosómica en la meiosis
sugiere transmisión extracromosómica.
4) La sustitución de núcleos podría clarificar la existencia de herencia
extracromosómica. La transmisión de caracteres sin la transmisión de genes
nucleares sugeriría herencia extranuclear.
86
Objetivos
 Reconocer la presencia de alelos múltiples en la determinación de un carácter
determinado y comprender su forma de herencia.
 Reconocer los tipos de genes letales y observar las desviaciones respecto a las
proporciones mendelianas clásicas.
 Comprender el fenómeno de herencia extracromosómica.
Materiales
 Calculadora científica.
 Elementos de dibujo (hojas blancas, lápiz negro, goma, etc.)
Actividades
1) Resolver los problemas teóricos utilizando los métodos descriptos
anteriormente. Los problemas resueltos, incluyendo el desarrollo de los
mismos, deberán ser entregados al finalizar el trabajo práctico.
2) Responder el siguiente cuestionario:
a. ¿Por qué se tiene en cuenta el grupo sanguíneo de las series AB0 y Rh en
las transfusiones y no los grupos de otras series?
b. ¿Por qué el antígeno D define básicamente al grupo Rh?
c. ¿Por qué el análisis de los grupos sanguíneos sólo sirve en algunos casos
para excluir la paternidad y no para asignarla?
Bibliografía
Gardner, E.J., M.J. Simmons & D.P. Snustad. 1998. Principios de Genética. 4ª. ed. Ed.
Limusa Wiley. México.
Griffiths A.J.F., J.H. Miller, D.T. Suzuki, R.C. Lewontin & W.M. Gerbart. 1996. An
Introduction to Genetic Analysis. 6º edición. Ed. Freeman & Co., New York.
Klug, W.S. & M.R. Cummings. 2006. Conceptos de Genética, 8ª ed. Pearson Educación.
Lacadena, J.R. 1988. Genética. 4º edición. Ed. Agesa, Madrid.
Pierce, B.A. 2010. Genética. Un enfoque conceptual. 3ª edición. Ed. Médica
Panamericana.
Sanchez-Monge, E. & N. Jouve. 1989. Genética. Ed. Omega. Barcelona.
Strickberger, M.W. 1988. Genética. 3º edición. Ed. Omega, Barcelona.
87
Trabajo Práctico Nº 12
GENÉTICA DEL SEXO Y HERENCIA EN RELACIÓN CON EL SEXO
Los organismos con sexos separados tienen dos tipos de cromosomas: los
autosomas y los cromosomas sexuales o alosomas. Según la cantidad de cromosomas
implicados en la determinación del sexo y en cual sexo se encuentran presentes,
existen diversos tipos de sistemas.
Cromosomas sexuales
Los cromosomas heteromórficos, como el par X-Y, caracterizan a menudo a un sexo o
al otro, dando lugar a su denominación de cromosomas sexuales. No obstante, son los
genes más que los cromosomas, los que finalmente sirven de base subyacente para la
determinación del sexo.
Diferenciación sexual
En el desarrollo temprano, cada embrión pasa por un período en el que es
potencialmente hermafrodita. Hacia la quinta semana de gestación, los primordios
gonadales aparecen como un par de crestas asociados con cada riñón embrionario. Las
células germinales primordiales migran a dichas crestas, en donde se forma un córtex
(que se puede desarrollar en ovario), y una médula interna (que se puede desarrollar
en testículos), además en cada embrión hay dos series de conductos indiferenciados,
masculinos (Wolffian) y femeninos (Mullerian).
El cromosoma Y determina la masculinidad
Después de establecer que el cromosoma Y contiene la información genética necesaria
para la masculinidad, las investigaciones fueron dirigidas a precisar el o los genes
específicos capaces de proporcionar la “señal” para determinar el sexo.
Durante mucho tiempo se pensó que el cromosoma Y era genéticamente nulo. Sin
embargo, ahora se sabe que eso no es cierto, aunque contiene menos genes que el X.
Análisis recientes mostraron genes y regiones con función genética potencial, con y sin
alelos homólogos en el X.
Las Regiones pseudoautosómicas (PAR) están presentes en ambos extremos del
cromosoma Y, son homólogas de regiones del cromosoma X, con las que establecen
sinapsis y se recombinan durante la meiosis.
El resto del cromosoma (aprox. 95%) no se recombina con el X, por ello se lo llamó
originalmente Región no recombinante del Y. Pero más recientemente, los
investigadores la llamaron Región masculina específica del Y (MSY). Esta última se
divide en regiones eucromáticas que contienen genes funcionales y heterocromáticas
que carecen de genes. Dentro de la eucromatina, junto a la PAR del brazo corto hay un
gen esencial que controla el desarrollo sexual masculino, en la llamada región que
determina el sexo (SRY).
Esta región codifica el factor de la determinación testicular (TDF).
88
Compensación de dosis
La presencia de dos cromosomas X en las mujeres normales y de un único X en los
varones normales, es un caso particular cuando se compara con el número igual de
autosomas presentes en las células de ambos sexos, esta disparidad daría lugar a un
problema de “dosis génica” para todos los genes ligados al X.
Los experimentos de Barr y Bertram, realizados en gatas, así como los experimentos de
Barr y Moore en la especie humana, demostraron un mecanismo genético que
compensa la disparidad de dosis.
Las pruebas experimentales demostraron que existe un corpúsculo, llamado
corpúsculo de cromatina sexual o corpúsculo de Barr, que corresponde a uno de los
dos cromosomas X que se encuentra inactivado.
La hipótesis de Lyon explica que la inactivación del cromosoma X es al azar en las
células somáticas en una etapa temprana del desarrollo embrionario.
PA
R
SRY
eucromatina
Referencias:
PAR: Región
pseudoautosómica.
centrómero
SRY: Región del Y que
determina el sexo.
eucromatina
MSY
MSY: Región
específica masculina
del Y
heterocromatin
a
PA
R
Figura 23. Cromosoma Y humano
89
Sistemas simples: presentan solamente un par de cromosomas sexuales.
Sistema XX/XY: está presente en el hombre, en la mayoría de los mamíferos y en
Drosophila. El hombre tiene 2n=46 cromosomas, de los cuales 44 son autosomas y 2
son sexuales. Aquí las hembras son homogaméticas (XX) y los machos
heterogaméticos (XY).
Sistema XX/XO: se halla presente en algunos insectos como las langostas
(ortópteros) y las chinches (hemípteros). En éstos la hembra tiene XX (sexo
homogamético) mientras que el macho posee un solo cromosoma X (sexo
heterogamético).
Sistema ZZ/ZW: se observa en las aves y algunas mariposas (lepidópteros). La
hembra es heterogamética ZW y el macho es homogamético ZZ.
Sistema ZZ/ZO: se encuentra en algunas mariposas y otros insectos. La hembra es
heterogamética ZO y el macho es homogamético ZZ.
Sistemas múltiples: presentan 3 o más cromosomas sexuales presentes.
Sistema X1X1X2X2/X1X2Y: está presente en algunos mamíferos, las hembras son
homogaméticas (X1X1X2X2) y los machos heterogaméticos (X1X2Y).
Sistema X1X1X2X2/X1X2O: se halla presente en algunas arañas. En éstos la hembra
tiene X1X1X2X2 (sexo homogamético) mientras que el macho posee X 1X2O (sexo
heterogamético).
Sistema ZW1W2/ZZ: se observa en las serpientes; la hembra es heterogamética
ZW1W2 y el macho es homogamético ZZ.
Sistema Z1Z2W/Z1Z1Z2Z2: aquí la hembra es heterogamética Z1Z2W y el macho es
homogamético Z1Z1Z2Z2.
Sistema haplodiploide: en abejas, avispas y hormigas (himenópteros). En el caso de las
abejas, la hembra tiene 2n=32 (diploide) y el macho 2n=16 (haploide).
Herencia ligada al sexo. La relación entre la determinación del sexo y la
presencia de otros caracteres no sexuales fue establecida por primera vez por Morgan
en Drosophila melanogaster. Cualquier gen localizado en el cromosoma X o en su
análogo Z (en las aves) se dice que está ligado al sexo. El primer gen ligado al sexo
encontrado fue un mutante recesivo que determina el color blanco de ojos (w). En un
cultivo de Drosophila apareció espontáneamente un macho mutante con ojos blancos
y se realizaron los siguientes cruzamientos:
P:
♀ ojos rojos
x
♂ ojos blancos
90
♀ y ♂ ojos rojos
F1:
F2:
♂ ojos rojos : ♂ ojos blancos : ♀ ojos rojos
En la F2 se encontraban ausentes las hembras con ojos blancos que deberían
aparecer. Sin embargo, si se realizaba una retrocruza entre las hembras de ojos rojos
de la F1 con los machos parentales de ojos blancos se obtenían ojos blancos en las
hembras. Debido a que el macho de Drosophila tiene un solo cromosoma X, el carácter
ojos blancos (w) se expresa a pesar de ser recesivo (el Y no tiene ningún gen para el
color de ojos). Considerando los genotipos, los resultados obtenidos por Morgan se
pueden explicar de la siguiente manera:
P:
♀ WW
rojo
x
♂ wY
blanco
F1:
♂ WY : ♀ Ww
rojo rojo
F2:
♂ WY : ♂ wY : ♀ WW : ♀ Ww
rojo blanco rojo rojo
Objetivos
 Comprender los sistemas de determinación cromosómica del sexo.
 Comprender el mecanismo de herencia de un carácter ligado al sexo.
 Observar y determinar las diferencias en la segregación de un gen ligado al sexo
respecto a un gen autosómico.
Materiales
 Calculadora científica
 Lápiz negro y goma
 Hojas blancas
Actividades
1) Resolver los problemas teóricos utilizando los métodos descriptos anteriormente.
Los problemas resueltos, incluyendo el desarrollo de los mismos, deberán ser
entregados al finalizar el trabajo práctico.
Bibliografía
Gardner, E.J., M.J. Simmons & D.P. Snustad. 1998. Principios de Genética. 4ª. ed. Ed.
Limusa Wiley. México.
Griffiths A.J.F., J.H. Miller, D.T. Suzuki, R.C. Lewontin & W.M. Gerbart. 1996. An
Introduction to Genetic Analysis. 6º edición. Ed. Freeman & Co., New York.
Lacadena, J.R. 1988. Genética. 4º edición. Ed. Agesa, Madrid.
Sanchez-Monge, E. & N. Jouve. 1989. Genética. Ed. Omega. Barcelona.
91
Sinnott, E.W., Dunn, L.C. & T. Dobzhansky. 1961. Principios de Genética. Ed. Omega.
Barcelona.
Stansfield, W.D. 1971. Teoría y problemas de Genética. Ed. McGraw-Hill. México.
Strickberger, M.W. 1988. Genética. 3º edición. Ed. Omega, Barcelona.
92
Trabajo práctico Nº 13
LIGAMIENTO, RECOMBINACIÓN Y MAPEO DE LOS GENES
Cuando Sutton en 1903 relacionó por primera vez los factores mendelianos con
los cromosomas, supuso que probablemente el número de cromosomas de todos los
organismos sería inferior a la cantidad de factores mendelianos. Por lo tanto cabría
esperar que los genes situados en un mismo cromosoma tendieran a transmitirse en
grupo o sea como si estuvieran ligados en una sola unidad.
Las primeras pruebas de la ocurrencia de ligamiento fueron encontradas
comparando las proporciones fenotípicas esperadas para la transmisión independiente
con las frecuencias observadas. Como sabemos cuando hay transmisión independiente
de genes, en la F2 se espera una proporción fenotípica de 9 A_B_: 3A_bb; 3 aaB_: 1
aabb. El primer ejemplo de una desviación de estas proporciones fue encontrado por
Bateson y Punnett en 1906 cruzando diferentes variedades de guisantes. Ellos
encontraron que al cruzar variedades con diferente color de flor y distinta forma de
fruto (AABB x aabb), en la F2 se obtenía una proporción muy alta de individuos con los
fenotipos parentales (A_B_ y aabb) y una cantidad disminuida de combinaciones
nuevas (A_bb y aaB_). Parecía como si las variedades paternas originales AABB y aabb
produjesen gametos en los cuales los genes AB y ab permanecían asociados en forma
permanente a lo largo de las generaciones. La posibilidad de éstos genes de ir a
gametos separados, está dada por la frecuencia de recombinación que exista entre los
genes, y esta depende a su vez de la distancia física a la que se encuentren.
Para detectar la diferencia entre la transmisión independiente y el ligamiento de
dos pares de genes el método más sencillo consiste en comparar las cantidades de
individuos de cada clase fenotípica observada con las cantidades esperadas según la
transmisión independiente. La diferencia entre ambas cantidades se puede comprobar
mediante una prueba de X2. Por ejemplo, el apareamiento de un heterocigota AaBb
con una homocigota recesivo aabb daría cuatro tipos de descendientes: AaBb, Aabb,
aaBb y aabb. Si la transmisión de los genes a y b fuera independiente, se esperaría ¼ o
25% de cada clase y cualquier distorsión con respecto a estas proporciones se pueden
detectar con una prueba de X2.
Por ejemplo se cruzan dos individuos AABB x aabb y a la F1 heterocigota se le
hace una cruza prueba dando estos resultados:
AaBb
Aabb
aaBb
aabb
total
Observado
140
38
32
150
360
Esperado
90
90
90
90
360
La prueba de X2 para tres grados de libertad da un total de 135,19 lo cual indica
que las desviaciones observadas son significativamente diferentes a las esperadas.
Para descartar una distribución distorsionada de los genes a y b individuales se puede
calcular la X2 de cada uno de ellos.
Mapas genéticos. Cuando en 1911 Morgan descubrió el ligamiento en
Drosophila supuso que probablemente existía alguna relación entre la frecuencia de
recombinación de los genes ligados y la distancia lineal existente entre los genes en el
93
cromosoma. Numerosos experimentos, principalmente en Drosophila demostraron
que esto realmente es así.
El grado de separación entre los genes puede establecerse en forma relativa a
través de su frecuencia de recombinación. Mediante esta técnica puede determinarse
el orden y la distancia relativa entre los genes y construirse un mapa de ligamiento o
mapa genético. Si el orden de tres genes es A-B-C y se utiliza la frecuencia de
recombinación para estimar las distancias, la suma de las distancias entre A-B y B-C
será igual a la distancia entre A-C. Esto se debe a que la frecuencia de recombinación
es una función de la distancia entre los genes. Si dos genes se encuentran muy
separados en el cromosoma, la probabilidad de recombinación será mayor que si estos
genes se encuentran ubicados cerca. Este hecho conduce a la posibilidad de
confeccionar mapas genéticos, que son diagramas que muestran la posición relativa de
los genes en los cromosomas.
Diagrama teórico de una experiencia para mapas genéticos
Se utilizan dos cepas de D. melanogaster, una salvaje y otra mutante para tres
genes recesivos: white (ojos blancos), cut (alas cortadas) y forked (quetas retorcidas).
abc
+++
Padres
X
abc
F1 Cruza
Prueba
+++
abc
X
abc
Suponiendo que el orden de los genes en el cromosoma es a - b - c, se pueden
distinguir dos regiones.
a
b
I
II
Región
+
+
c
+
Tipos progenitores
Hembras
abc
Machos
abc
abc
94
abc
+++
+++
Crossing-over en Región I (SI)
abc
a++
a++
abc
+bc
+bc
Crossing-over en Región II (SII)
abc
ab+
ab+
abc
++c
++c
Crossing-over en Región I-II (DI-II)
abc
+b+
+b+
abc
a+c
a+c
Si el orden de los loci en el cromosoma es a - b - c, el ligamiento entre los loci a
y b puede determinarse dividiendo la suma de clases que recombinan en la región I (SI
95
+ D1 - II) por el número total de individuos analizados. De la misma manera la distancia
entre b y c se determina sumando SII + DI -II y dividiendo por el número total de
individuos analizados. La distancia entre a y c será:
SI + SII + 2 DI - II
=
TOTAL
Para determinar el orden de los tres loci se debe tener en cuenta lo siguiente:
1) Las clases progenitoras difieren de las clases con doble "cross-over" por el gen que
está en el centro.
2) Las clases que no han experimentado "cross-over" son siempre muy numerosas,
mientras que las que tienen doble "cross-over" son las menos numerosas.
Objetivos






Comprender el fenómeno de ligamiento.
Determinar la frecuencia de recombinación entre dos genes determinados.
Establecer el grado de ligamiento entre genes.
Comprender la utilidad de la construcción de mapas genéticos
Establecer el orden de ligamiento de los genes
Determinar las distancias relativas entre tres genes a través de su frecuencia de
recombinación
Materiales
 Calculadora científica
 Lápiz negro y goma
 Hojas blancas
Actividades
1) Resolver los problemas teóricos utilizando los métodos descriptos anteriormente.
Los problemas resueltos, incluyendo el desarrollo de los mismos, deberán ser
entregados al finalizar el trabajo práctico.
Bibliografía
Bridges, C. B. & K. S Brehne. 1944. The mutants of Drosophila melanogaster. Carnegie
Institution, Washington. Publ. 552.
Demerec, M. & B.P. Kaufmann. 1964. Drosophila guide, introduction to the genetics
and cytology of Drosophila melanogaster. Carnegie Institution, Washington. 44 pp.
Griffiths A.J.F., J.H. Miller, D.T. Suzuki, R.C. Lewontin & W.M. Gerbart. 1996. An
Introduction to Genetic Analysis. 6º edición. Ed. Freeman & Co., New York.
Lacadena, J.R. 1981. Genética. 3º edición. Ed. AGESA. Madrid.
Lacadena, J.R. 1996. Citogenética. 1º edición. Ed. Complutense. Madrid.
Strickberger, M.W. 1962. Experiments in genetics with Drosophila. John Wiley and
Sons, New York. 144 pp.
Strickberger, M.W. 1988. Genética. 3º edición. Ed. Omega, Barcelona.
96
Trabajo Práctico N° 14
MUTACIONES CROMOSÓMICAS ESTRUCTURALES
Las mutaciones son cambios producidos en la constitución genética de un
individuo, que son heredables y se transmiten a las generaciones futuras. Las
mutaciones pueden ocurrir en células somáticas, en cuyo caso solo afectan al individuo
en que ocurren y solamente en forma parcial, produciendo un mosaico genético. Una
mutación somática no se transmite a la descendencia y desaparece con la muerte del
propio individuo.
En las especies con reproducción sexual, las mutaciones que afectan la línea
germinal sí se transmiten a la descendencia, originando individuos que llevan la
mutación tanto en la línea somática como en la germinal.
Las mutaciones, en general, se pueden clasificar de la siguiente manera:
1- Cromosómicas
a) Numéricas
b) Estructurales
aneuploidía
euploidía
deleción
duplicación
inversión
translocación
2- Génicas o puntuales
En los rearreglos estructurales de los cromosomas, el número de cromosomas
en la mayoría de los casos permanece constante pero se produce pérdida, ganancia o
reordenación del material hereditario. Según el número de rupturas, su localización y
la forma de unión de los extremos rotos se pueden producir varios cambios
estructurales diferentes. A estos se los puede clasificar en dos grandes grupos:
Cambios en el número de genes
- Deficiencias o deleciones
- Duplicaciones
Cambios en el ordenamiento o disposición de los genes
- Inversiones
- Translocaciones
Deficiencias o deleciones. Las deleciones constituyen una pérdida de material
cromosómico. Si ocurre una sola ruptura cerca del extremo del cromosoma se pierde
el segmento restante del cromosoma generándose una deficiencia terminal. También
pueden producirse dos roturas y posterior pérdida del segmento con lo que se produce
una deficiencia intersticial. Las deleciones terminales parecen ser más simples y por lo
tanto más factibles de ocurrir ya que implican solamente una rotura. Sin embargo, la
gran mayoría de las deficiencias detectadas hasta ahora son de tipo intersticial o sea
intercalado en el cromosoma. Al producirse una deleción el segmento se pierde ya que
carece de centrómero y no puede migrar a los polos en la anafase. Al perderse este
fragmento, uno de los cromosomas del individuo carecerá de los genes ubicados en
97
esa región. Debido a ello, cualquier alelo recesivo que presente el cromosoma
homólogo en esa región se va a manifestar.
Duplicaciones. Las duplicaciones son cambios estructurales donde se produce
la repetición de un segmento cromosómico. Las duplicaciones constituyen adiciones
de partes de un cromosoma, produciéndose la presencia en exceso de una sección de
un cromosoma con respecto a lo normal.
Desde el punto de vista funcional, la ocurrencia de duplicaciones permite que
no se produzcan desequilibrios funcionales en caso de que ocurra una mutación en
una de las copias del gen. Desde el punto de vista evolutivo las duplicaciones han
tenido un rol preponderante en el origen de las familias multigénicas o sea varios
genes relacionados que han derivado de un único gen, como es el caso de las
hemoglobinas. Al producirse la duplicación de un gen, una de las copias puede con el
tiempo cambiar su función sin alterar el funcionamiento normal del individuo
pudiendo originar nuevos genes con funciones similares o diferentes.
Inversiones. Los cambios estructurales que vimos hasta ahora producen
cambios en el número de genes. Sin embargo, en muchos rearreglos la cantidad de
material hereditario permanece constante pero la disposición de dicho material puede
variar dando lugar a efectos nuevos. Uno de estos rearreglos implica a las inversiones,
en las que un segmento del cromosoma cambia de sentido dentro del propio
cromosoma. Es decir se producen dos roturas seguidas de un giro de 180º del
segmento, invirtiéndose el orden de los genes que comprende esa región.
Según la región de los cromosomas que comprendan, las inversiones pueden
ser pericéntricas si la región invertida incluye al centrómero, o paracéntricas si no
incluye al centrómero. Una de las mayores modificaciones o alteraciones que causan
las inversiones es el apareamiento de los cromosomas durante la meiosis y la
recombinación de los cromosomas. En los individuos heterocigotas para una inversión
el cromosoma no invertido forma una especie de bucle o lazo dentro del cual se
dispone el cromosoma invertido formando un asa pero en orden inverso o contrario. A
través de esta asa de inversión los cromosomas homólogos se pueden aparear en toda
su longitud, a pesar de la inversión de un segmento de uno de ellos.
En individuos heterocigotas para una inversión paracéntrica, si ocurre un solo
entrecruzamiento dentro del asa de inversión se formará un fragmento acéntrico y un
cromosoma dicéntrico entre las cromátidas involucradas. El fragmento acéntrico se
pierde ya que no puede migrar a los polos, mientras que el dicéntrico formará un
puente en Anafase I que se puede romper en cualquier parte. Como consecuencia de
ello, las dos cromátidas recombinantes serán inviables mientras que las otras dos que
no sufrieron entrecruzamiento darán gametos viables. O sea se produce una reducción
de la fertilidad del 50% y los cromosomas resultantes son de tipo parental, es decir sin
recombinación.
En los heterocigotas para una inversión pericéntrica también se formará el asa
de inversión, pero la ocurrencia de un entrecruzamiento traerá como consecuencia la
formación de cromátidas recombinantes anormales, una con duplicaciones y la otra
con deleciones. Al igual que en las inversiones paracéntricas solamente las dos
cromátidas parentales darán origen a gametos normales.
98
Las inversiones son en sí mismas un mecanismo supresor de la recombinación,
ya sea porque no se produce recombinación dentro del asa de inversión o porque si se
producen todos los productos recombinantes resultan inviables. Los únicos gametos
viables serán los que presentan cromosomas parentales sin recombinación. La
ocurrencia de doble entrecruzamiento es poco probable, por lo cual las inversiones en
general tienen un efecto supresor de la recombinación y por lo tanto los genes
ubicados en la región invertida tenderán a transmitirse como una unidad. En muchos
casos puede formarse lo que Darlington denomina un supergen, es decir un grupo de
genes ligados que son transmitidos o tienden a ser transmitidos como una unidad
hereditaria y se mantienen juntos en el cromosoma.
Translocaciones. Las translocaciones son cambios estructurales en que se
produce la transferencia de una porción de un cromosoma a otro cromosoma no
homólogo. Es decir, un segmento de cromosoma cambia su posición dentro del
complemento cromosómico modificando los grupos de ligamiento. A las
translocaciones se las puede clasificar de varias maneras diferentes y existen
numerosas clasificaciones. Pero según el número de cortes y cromosomas implicados
las podemos clasificar simplemente en:

Translocaciones simples: implican una sola ruptura en el cromosoma y la
transferencia del fragmento resultante al telómero de otro cromosoma.

Translocaciones recíprocas o intercambios: estas translocaciones ocurren cuando
se producen rupturas en dos cromosomas no homólogos y los fragmentos
resultantes se intercambian.
En los individuos homocigotas para las translocaciones la meiosis será normal,
formándose la misma cantidad de bivalentes que en los individuos sin translocación y
produciéndose gametos viables. Sin embargo, el apareamiento y los productos
meióticos son bastante distintos en el caso de un individuo heterocigota para una
translocación recíproca. En este individuo en la meiosis se aparearán los dos
cromosomas translocados y los dos homólogos correspondientes formándose un
tetravalente. En la anafase I los cromosomas pueden segregar de dos maneras
diferentes. En la orientación alterna o en zig-zag los cromosomas no translocados se
dirigen a un polo y los cromosomas translocados van al otro, de manera que cada
gameto tendrá un complemento cromosómico equilibrado y los gametos serán viables.
En la orientación adyacente se forma un anillo en metafase y se dirigen a cada polo un
cromosoma translocado y uno no translocado, dando lugar a gametos no equilibrados
con duplicaciones y deleciones. La orientación adyacente puede producirse de dos
maneras diferentes, una cuando migran los centrómeros homólogos a los mismos
polos y la otra si migran centrómeros no homólogos al mismo polo. En cualquier caso,
la consecuencia de la orientación adyacente será la producción de gametos
desequilibrados y la orientación alterna dará gametos balanceados.
Cuando las translocaciones implican a más de dos pares de cromosomas en la
meiosis pueden encontrarse anillos con seis, ocho o más cromosomas. En estos casos
se habla de translocaciones múltiples. En algunas especies, se ha producido la
acumulación de translocaciones recíprocas a lo largo de la evolución, pudiendo en
99
algunos casos llegar a formar complejos en que están implicados todos los
cromosomas del complemento. Las translocaciones múltiples son frecuentes
principalmente en plantas, dónde los casos más conocidos pertenecen a los géneros
Oenothera y Rhoeo. Rhoeo discolor presenta diferentes combinaciones de
translocaciones, por lo que en la meiosis se encuentran desde seis bivalentes
individuales (raramente) hasta anillos de 12 cromosomas.
a.
b.
c.
d.
Figura 24. a. Duplicación. b. Deleción. c. Translocación. d. Inversión. (Extraído de
Pierce 2010).
Objetivos
 Diferenciar los distintos tipo de rearreglos cromosómicos estructurales.
 Analizar el comportamiento meiótico de cromosomas con rearreglos estructurales.
 Comprender las consecuencias evolutivas de los cambios estructurales.
Actividades
1) Analice las consecuencias citológicas de las inversiones en preparados de Oziroë
argentinensis. Para ello:
a- Observe y esquematice los cromosomas en Anafase I en las que se observe
puentes anafásicos y fragmentos acéntricos.
b- Calcule la frecuencia de los puentes y fragmentos contando no menos de 200
células en Anafase I.
c- Explique el origen de los puentes y fragmentos mediante un diagrama marcando
con letras los segmentos cromosómicos.
d- Determine el tipo de inversión que se ha producido en este individuo.
2) Analice las consecuencias citológicas de las translocaciones en preparados de Rhoeo
discolor, una especie heterocigota para translocaciones.
a- Analice las configuraciones de los cromosomas meióticos de Rhoeo discolor.
100
b- Observe y esquematice las distintas orientaciones que pueden presentar los
cromosomas en Metafase I y Anafase I.
c- Explique las consecuencias que traerán aparejadas las orientaciones observadas.
Bibliografía
Gardner, E.J., M.J. Simmons & D.P. Snustad. 1998. Principios de Genética. 4ª. ed. Ed.
Limusa Wiley. México.
Griffiths A.J.F., J.H. Miller, D.T. Suzuki, R.C. Lewontin & W.M. Gerbart. 1996. An
Introduction to Genetic Analysis. 6º edición. Ed. Freeman & Co., New York.
Lacadena, J.R. 1981. Genética. 3º edición. Ed. AGESA. Madrid.
Lacadena, J.R. 1996. Citogenética. 1º edición. Ed. Complutense. Madrid.
Sanchez-Monge, E. & N. Jouve. 1989. Genética. Ed. Omega. Barcelona.
Strickberger, M.W. 1988. Genética. 3º edición. Ed. Omega, Barcelona.
Pierce, B.A. 2010. Genética. Un enfoque conceptual. 3ª edición. Ed. Médica
Panamericana.
101
Trabajo Práctico N°15
MUTACIONES CROMOSÓMICAS NUMÉRICAS
Las mutaciones numéricas pueden ser de dos tipos euploidía que implica
dotaciones completas de cromosomas y la aneuploidía que son variaciones que
involucran cromosomas aislados o individuales de una dotación cromosómica. En este
trabajo veremos el primer caso, la poliploidía.
Las variaciones en juegos completos de cromosomas son altamente frecuentes
en las plantas y algo raras en algunos grupos de animales. En la euploidía todo el
complemento cromosómico se encuentra duplicado una o varias veces, de manera que
un individuo puede tener tres cuatro o más cromosomas de cada clase. A los
individuos que presentan duplicaciones del juego haploide de cromosomas se los
denomina poliploides. Cuando hay tres cromosomas de cada clase, o sea tres juegos
haploides completos se los llama triploides, si hay cuatro tetraploide, si hay seis
hexaploides y así sucesivamente.
Un individuo diploide tiene una dotación cromosómica normal con dos juegos
idénticos de x cromosomas cada uno, de manera que tales x son diferentes entre sí. Al
conjunto de x cromosomas se lo llama genomio, y al conjunto de cromosomas que
forman un x se lo llama número básico. Por lo tanto, un triploide tendrá 3x o tres
juegos de cromosomas, un tetraploide 4x o cuatro juegos de cromosomas, y así
sucesivamente.
Dentro de los poliploides, se pueden distinguir dos tipos diferentes:
- Autopoliploides: se originan por duplicación de cromosomas de la misma especie,
por ejemplo si denominamos a una especie A, un diploide tendrá dos jegos de
cromosomas (AA), pero un autopoliploide tendrá juegos adicionales (AAA,
AAAA, etc.).
- Alopoliploides: son producto de hibridación entre las especies y subsiguiente
duplicación de cada complemento cromosómico. En este caso se produce la
hibridación de una especie A con una B y el híbrido resultante (AB) sufre duplicación de
los cromosomas de manera que tendrá dos juegos de cromosomas de la especie A y
dos juegos de la especie B (AABB) en el caso de un tetraploide.
Debido al diferente origen de estos dos tipos de poliploides, el comportamiento
de los cromosomas en la meiosis es significativamente diferente en los autopoliploides
y en los alopoliploides. En los autopoliploides habrá varios cromosomas idénticos por
lo cual se formarán multivalentes en la meiosis y en muchos casos habrá segregación
anormal de los cromosomas. Por ejemplo un autotetraploide (AAAA) tiene cuatro
cromosomas del mismo tipo y por lo tanto en lugar de formarse bivalentes tenderá a
formar tetravalentes que frecuentemente tienen un comportamiento irregular en la
anafase. En la anafase, pueden migrar dos cromosomas hacia cada polo, pero también
pueden segregar en forma desbalanceada yendo tres a un polo y uno solo al otro. De
esta manera, algunos gametos tendrán cromosomas de más y otros tendrán
cromosomas de menos, reduciendo la fertilidad del individuo.
En los alopoliploides, la situación es generalmente diferente. Por ejemplo en un
alotetraploide habrá dos juegos cromosómicos de cada especie parental (AABB) y por
lo tanto en la meiosis se producirán bivalentes que migrarán en forma normal a los
polos sin producirse gametos desbalanceados y reducción de la fertilidad del individuo.
102
Los alopoliploides se producen por hibridación entre dos especies y posterior
duplicación de los cromosomas. Al cruzarse entre sí dos especies diploides, el híbrido
producido (AB) será estéril debido a que tiene 1 solo cromosoma de cada clase que se
comportarán en forma irregular en la meiosis. Sin embargo, ocasionalmente el híbrido
puede formar gametos sin reducir, es decir diploides. Si se unen dos de estos gametos,
el individuo resultante será un tetraploide (AABB) en que cada cromosoma tendrá otro
idéntico, con lo cual se formarán bivalentes y se producirán gametos normales.
ESQUEMA DE LOS DIFERENTES TIPOS DE POLIPLOIDES
103
Objetivos
 Reconocer los distintos tipos de poliploidía
 Analizar el comportamiento meiótico de organismos autopoliploides
 Distinguir las consecuencias de la poliploidía
Materiales
 Elementos de dibujo.
Actividades
[Se les entregará a los alumnos una serie de preparados ya teñidos de Allium
pulcherrima (Liliaceae), una especie poliploide. Se deberán observar los preparados de
meiosis y analizar el comportamiento de los cromosomas, tratando de detectar las
configuraciones que presenta. Para ello se deberán observar no menos de 30 células
en diacinesis o metafase I.
A partir de las observaciones realizadas deberá realizar las siguientes
actividades:
1. Establecer si se encuentran multivalentes en la meiosis. En caso positivo indique la
cantidad.
2. Determinar qué tipo de poliploide es la especie en estudio. Explique detalladamente
porque.
3. ¿Cuál es el nivel de ploidía de la especie?.
4. En base a las observaciones anteriores establecer la formula genómica de esta
especie.
5. Determinar la frecuencia de cromosomas rezagados en anafase I contando no
menos de 100 células.]
Determinar el grado de ploidía de las siguientes especies de Turnera.
Determinación de la Fertilidad del Polen
En un programa de mejoramiento, cuando se debe elegir el parental masculino, es
muy importante seleccionar aquél que tenga mayor porcentaje de polen viable.
Para la elaboración de los preparados, recoger flores adultas. Se hace la disección para
retirar las anteras y se las coloca en un portaobjetos, separando los granos de polen.
Sobre éstos se vierte una gota del colorante Carmín-Glicerina y se coloca el
cubreobjetos. Esperar media hora.
Al microscopio, observar los preparados, contabilizando los granos fértiles, que son los
que están totalmente coloreados, generalmente esféricos de tamaño medio. Es
necesario, como término medio, efectuar un recuento de al menos 300 granos de
polen en total.
Con los valores hallados, se determina el porcentaje de granos fértiles de cada especie:
Granos fértiles
Granos estériles
% de granos fértiles
104
Observados
Suma de
observaciones
Bibliografía
Gardner, E.J., M.J. Simmons & D.P. Snustad. 1998. Principios de Genética. 4ª. ed. Ed.
Limusa Wiley. México.
Griffiths A.J.F., J.H. Miller, D.T. Suzuki, R.C. Lewontin & W.M. Gerbart. 1996. An
Introduction to Genetic Analysis. 6º edición. Ed. Freeman & Co., New York.
Lacadena, J.R. 1981. Genética. 3º edición. Ed. AGESA. Madrid.
Lacadena, J.R. 1996. Citogenética. 1º edición. Ed. Complutense. Madrid.
Sanchez-Monge, E. & N. Jouve. 1989. Genética. Ed. Omega. Barcelona.
Sinnott, E.W., Dunn, L.C. & T. Dobzhansky. 1970. Principios de Genética. 4º edición. Ed.
Omega. Barcelona.
Srb, A.M., Owen, R. D. & R. S. Edgar. 1978. Genética General. 4º edición. Ed. Omega.
Barcelona.
Strickberger, M.W. 1988. Genética. 3º edición. Ed. Omega, Barcelona.
105
Trabajo Práctico Nº 16
MUTACIONES GÉNICAS O PUNTUALES
Las mutaciones génicas o puntuales, son cambios que se producen a nivel de un
gen, como puede ser la sustitución de una base, un error en la reparación del ADN o un
daño causado por agentes mutágenos.
Tipos de mutaciones génicas:
- Sustituciones de bases. Es la alteración de un solo nucleótido en el ADN. Hay dos
tipos de sustituciones de bases. En una transición se reemplaza una purina por otra
diferente (A
G), o alternativamente, una pirimidina se reemplaza por otra
pirimidina diferente (C
T). En una transversión, una purina es reemplazada por
una pirimidina, o viceversa.
Figura 25. Esquema de las distintas sustituciones de bases.
- Inserciones y deleciones. Es la adición (inserción) o la eliminación (deleción) de uno o
más pares de nucleótidos. Las inserciones y deleciones dentro de secuencias que
codifican proteínas pueden conducir a mutaciones del marco de lectura, que son
cambios en el marco de lectura de un gen. Las mutaciones del marco de lectura
suelen alterar todos los aminoácidos codificados por los nucleótidos que se ubican
después de la mutación y, por lo tanto, tienen efectos drásticos en el fenotipo. Una
excepción la constituyen las inserciones/deleciones que consisten en algún múltiplo
de tres nucleótidos y que restablecen el marco de lectura (Figura 26).
106
Figura 26. Analogía de los efectos de la sustitución, la deleción y la inserción de una
letra en una frase formada por palabras de tres letras, que demuestra las mutaciones
puntuales y de cambio de marco de lectura. *Nota: La frase THE CAT SAW THE DOG, se
traduce “el gato vio al perro”, y en la columna de sustituciones: THE BAT SAW THE
DOG (el murciélago vio al perro), THE CAT SAW THE HOG (el gato vio al erizo), y THE
CAT SAT THE DOG (el gato entristeció al perro) (modificado de Klug et al., 2006).
Objetivos
 Asimilar el significado del término mutación
 Reconocer los tipos de mutaciones posibles y el nivel a los que pueden ocurrir
 Comprender la importancia evolutiva de las mutaciones
Materiales
 Calculadora científica.
 Elementos de dibujo (hojas blancas, lápiz negro, goma, etc.)
Actividades
1) Resuelva los problemas teóricos. Los problemas resueltos, incluyendo el desarrollo
de los mismos,
al de
finalizar
el lectura
trabajo práctico.
Mutación
marco de
Mutacióndeberán
puntual ser entregados
Mutación de marco de lectura
Bibliografía
Gardner, E.J., M.J. Simmons & D.P. Snustad. 1998. Principios de Genética. 4ª. ed. Ed.
Limusa Wiley. México.
Griffiths A.J.F., J.H. Miller, D.T. Suzuki, R.C. Lewontin & W.M. Gerbart. 1996. An
Introduction to Genetic Analysis. 6º edición. Ed. Freeman & Co., New York.
Klug W.S., Cummings M.R., Spencer C.A. 2006. Conceptos de Genética. 8ª edición. Ed.
Pearson Educación S.A. Madrid.
Lacadena, J.R. 1981. Genética. 3º edición. Ed. AGESA. Madrid.
Pierce, B.A. 2010. Genética: Un enfoque conceptual. 3ª edición. Ed. médica
Panamericana S.A. Madrid.
Sanchez-Monge, E. & N. Jouve. 1989. Genética. Ed. Omega. Barcelona.
Strickberger, M.W. 1988. Genética. 3º edición. Ed. Omega, Barcelona.
107
Trabajo Práctico N° 17
HERENCIA CUANTITATIVA
Mendel en sus trabajos sobre arvejas veía caracteres perfectamente
contratantes (flores rojas o flores blancas, planta alta o enana). No obstante no todas
las diferencias entre los individuos y entre las variedades o razas son de ésta clase.
Existen caracteres como la estatura y el peso, y la mayoría de los caracteres
económicos importantes como ser: producción de frutos, semillas, huevos, cantidad de
leche, carne, etc., que no pueden ser clasificados en clases perfectamente
distinguibles. Estos caracteres reciben el nombre de cuantitativos. En cambio, a los
caracteres en que si pueden distinguirse clases o categorías se los llama cualitativos. Se
llama herencia cuantitativa o herencia multifactorial, cuando varios juegos de alelos
producen efectos más o menos iguales y acumulativos sobre el mismo carácter.
Por ejemplo en el trigo algunas variedades tienen granos rojos y otras blancos,
siendo el rojo dominante sobre el blanco. Cada alelo dominante aporta una parte a la
generación del color rojo, pero al haber tres pares de genes implicados existían
heterocigotas que son más rojos que otros. Al cruzar un individuo homocigota
dominante (rojo) por otro homocigota recesivo (blanco) toda la descendencia presenta
color rojo claro o rosado. Al cruzar entre sí a estos individuos, en la descendencia de
obtendrá una proporción de 63 individuos con diferentes tonos de rojos y solamente 1
blanco. La distribución fenotípica resultante de la segregación de los tres pares de
genes se acerca bastante a la distribución normal esperada para los caracteres
cuantitativos.
P:
R1R1R2R2R3R3 x
F1:
R1r1R2r2R3r3
F2:
1 R1R1
2 R1r1
r1r1r2r2r3r3
1 R2R2
1 R3R3
2 R3r3
1 r3r3
1 R1R1R2R2R3R3
2 R1R1R2R2R3r3
1 R1R1R2R2r3r3
2 R2r2
1 R3R3
2 R3r3
1 r3r3
2 R1R1R2r2R3R3
4 R1R1R2r2R3r3
2 R1R1R2r2r3r3
1 r2r2
1 R3R3
2 R3r3
1 r3r3
1 R1R1r2r2R3R3
2 R1R1r2r2R3r3
1 R1R1r2r2r3r3
1 R2R2
1 R3R3
2 R3r3
1 r3r3
2 R1r1R2R2R3R3
4 R1r1R2R2R3r3
2 R1r1R2R2r3r3
1 R3R3
2 R3r3
4 R1r1R2r2R3R3
8 R1r1R2r2R3r3
2 R2r2
rojo
rosado
108
1 r1r1
1 r3r3
4 R1r1R2r2r3r3
1 r2r2
1 R3R3
2 R3r3
1 r3r3
2 R1r1r2r2R3R3
4 R1r1r2r2R3r3
2 R1r1r2r2r3r3
1 R2R2
1 R3R3
2 R3r3
1 r3r3
1 r1r1R2R2R3R3
2 r1r1R2R2R3r3
1 r1r1R2R2r3r3
2 R2r2
1 R3R3
2 R3r3
1 r3r3
2 r1r1R2r2R3R3
4 r1r1R2r2R3r3
2 r1r1R2r2r3r3
1 r2r2
1 R3R3
2 R3r3
1 r3r3
1 r1r1r2r2R3R3
2 r1r1r2r2R3r3
1 r1r1r2r2r3r3
blanco
Cualquiera de los R1, R2 o R3 aportan para producir el tono rojo y su intensidad
depende de cuántos de éstos genes se encuentren juntos. Es decir, los efectos de éstos
genes actúan en forma acumulativa y no existe codominancia.
La causa de esta distribución es la segregación al azar de los tres pares de genes
implicados. Aunque en la distribución de estos tres pares de genes aun existen grados
o clases que pueden diferenciarse, las clases se van reduciendo al aumentar el número
de genes implicados en la determinación del carácter cuantitativo. Debido que en la
determinación de una carácter cuantitativo intervienen varios pares de genes a estos
se los denomina factores o genes múltiples. A los factores múltiples se los denomina
también poligenes. Los poligenes pueden definirse como genes que presentan un
efecto fenotípico pequeño sobre un carácter determinado y que pueden
complementarse entre sí para producir cambios cuantitativos observables. En muchos
casos, estos efectos cuantitativos son aditivos, es decir pueden sumarse y dar
fenotipos que son la suma total de los efectos positivos y negativos de los genes
individuales.
Determinación del número de genes
El numero posible de genes puede estimarse considerando que al aumentar la
cantidad de pares de genes disminuye la proporción de individuos exactamente iguales
a los progenitores originales. Por ejemplo, a partir de un cruzamiento inicial entre
homocigotas para una par de genes (AA x aa), una cuarta parte de la F2 será igual a
cada uno de los progenitores originales (1/4 AA, 2/4 Aa, 1/4 aa). Para dos pares de
genes, la proporción de la F2 con un genotipo paterno desciende a 1/16. Para tres la
proporción es 1/64. Un cruzamiento entre individuos de la F1 heterocigota para n
pares de genes dará lugar por lo tanto a 1/4 n de descendientes con el genotipo de uno
de los progenitores. Así, para 4 pares de genes se esperaría que 1/256 (1/4 4) individuos
de la F2 presentasen el mismo genotipo que uno de los progenitores.
109
Genes modificadores
Un caso interesante de genes múltiples se presenta cuando dichos genes
producen su efecto en un carácter cuya aparición depende a su vez de otro gen. Por
ejemplo el pelaje manchado de muchos animales se debe a un gen recesivo que
podemos designar s, de manera que los individuos de color uniforme son SS o Ss,
mientras que los animales ss son manchados. Sin embargo, el grado del manchado
está determinado por genes múltiples, de manera que los individuos varían
considerablemente en cuanto a las manchas, oscilando entre casi sin manchas a muy
manchados. Como el carácter manchado depende de un solo gen, a los genes
múltiples que lo afectan se los denomina genes modificadores.
Los genes modificadores actúan cambiando la magnitud del efecto de un gen
principal o mayor. Los genes modificadores tienen un efecto pequeño que determinan
el efecto final del gen mayor. Estos no tienen ningún efecto si no está presente el gen
principal. Para el caso anterior, los genes modificadores que determinan el grado del
manchado no tienen ningún efecto en individuos sin manchas.
Objetivos
 Interpretar la forma de transmisión de los caracteres cuantitativos.
 Resolver problemas sobre caracteres determinados en forma cuantitativa.
 Comprender la utilidad del conocimiento de la herencia cuantitativa.
Materiales
 Calculadora
 Lápiz negro y goma
 Hojas blancas
Procedimiento
Se entregarán a los alumnos una serie de problemas teóricos, que deberán
resolver detallando el planteo y desarrollo de los mismos. Esto deberá ser entregado al
finalizar el trabajo práctico.
110
Trabajo Práctico N° 18
GENÉTICA DE POBLACIONES
La Genética de Poblaciones es la rama de la Genética que estudia la dotación genética
de los grupos de individuos y cómo cambia con el tiempo la composición genética de
un grupo. Los genetistas poblacionales generalmente enfocan su atención en una
población mendeliana, que es un grupo de individuos que se cruzan entre ellos, que se
reproducen sexualmente, y que poseen un conjunto de genes comunes, el conjunto
génico. Una población evoluciona a través de cambios en este conjunto génico; por lo
tanto, la Genética de Poblaciones es también un estudio de la evolución. Los genetistas
poblacionales estudian la variación de los alelos dentro de un grupo y entre grupos, y
las fuerzas evolutivas responsables de formar los patrones de variación genética que se
encuentran en la naturaleza.
La composición genética de una población puede describirse a partir de sus
frecuencias genotípicas y génicas. La ley de Hardy-Weinberg describe los efectos de la
reproducción y de las leyes de Mendel sobre las frecuencias génica y genotípica de una
población. Supone que una población es grande, con apareamiento al azar y libre de
los efectos de mutación, migración y selección natural. Cuando estas condiciones se
cumplen, las frecuencias génicas no cambian y las frecuencias genotípicas se
estabilizan después de una generación de apareamiento al azar en las proporciones de
equilibrio de Hardy-Weinberg p2, 2pq y q2, donde p y q son la frecuencia de los genes.
Si consideramos por ejemplo el grupo sanguíneo MN, hay un total de 200 genes
en una población de 100 individuos. Si en la población hay 50 individuos MM, 20 MN y
30 NN, la frecuencia del gen M será: 100 (50x2) + 20: 120/200 o 0,6 y la frecuencia del
gen N será: 20 + 60 (30x2): 80/200 o 0,4. Designamos como p a la frecuencia del gen M
y q a la frecuencia del gen N, de manera que siempre p + q = 1. De acuerdo a la ley de
Hardy-Weinberg, las frecuencias genotípicas en equilibrio estarán dadas por:
p2(MM) + 2pq(Mn) + q2(nn) = 1
Si la frecuencia de p (M) es 0,6 y la de q (N) es 0,4, las frecuencias genotípicas en
equilibrio serán:
p2 (MM)= (0,60)2 = 0,36
2pq (MN)= 2 . (0,60) . (0,4) = 0,48
q2 (NN) = (0,40)2 = 0,16
Objetivos
 Calcular las frecuencias génicas y genotípicas de una población.
 Comprender el principio o ley de Hardy-Weinberg y sus aplicaciones.
 Estimar las frecuencias genotípicas de equilibrio de una población.
Materiales
111
 Guía de Trabajos Prácticos
 Calculadora científica
 Lápiz negro, goma, etc.
Actividades
1) Resolver los problemas teóricos utilizando los métodos descriptos anteriormente.
Los problemas resueltos, incluyendo el desarrollo de los mismos, deberán ser
entregados al finalizar el trabajo práctico.
Cuestionario
Bibliografía
Gardner, E.J., M.J. Simmons & D.P. Snustad. 1998. Principios de Genética. 4ª. ed. Ed.
Limusa Wiley. México.
Griffiths A.J.F., J.H. Miller, D.T. Suzuki, R.C. Lewontin & W.M. Gerbart. 1996. An
Introduction to Genetic Analysis. 6º edición. Ed. Freeman & Co., New York.
Lacadena, J.R. 1981. Genética. 3º edición. Ed. AGESA. Madrid.
Pierce, B.A. 2010. Genética: Un enfoque conceptual. 3ª edición. Ed. médica
Panamericana S.A. Madrid.
Sanchez-Monge, E. 1974. Fitogenética, Mejora de plantas. Ed. INIA. Madrid.
Sanchez-Monge, E. & N. Jouve. 1989. Genética. Ed. Omega. Barcelona.
Sinnott, E.W., Dunn, L.C. & T. Dobzhansky. 1970. Principios de Genética. 4º edición. Ed.
Omega. Barcelona.
Srb, A.M., Owen, R. D. & R. S. Edgar. 1978. Genética General. 4º edición. Ed. Omega.
Barcelona.
Strickberger, M.W. 1988. Genética. 3º edición. Ed. Omega, Barcelona.
112
Trabajo Práctico N° 19
ANÁLISIS FILOGENÉTICO
Las relaciones evolutivas entre un grupo de organismos se denominan filogenia.
Dado que la mayor parte de la evolución se produce a lo largo de períodos de tiempo
prolongados y no es pasible de observación directa, los biólogos deben reconstruir las
filogenias mediante la inferencia de las relaciones evolutivas entre los organismos
presentes en la actualidad.
La filogenia molecular consiste en el estudio de las relaciones evolutivas entre
organismos a partir de datos moleculares ordenados en un alineamiento múltiple de
secuencias de ADN o de proteínas.
En el análisis filogenético, el objetivo es la construcción de un árbol filogenético
(Figura 27) que ilustre la historia evolutiva de un grupo de especies. Un árbol
filogenético es un gráfico compuesto de nodos y ramas en el que una rama conecta
dos nodos adyacentes. Los nodos representan a las especies y las ramas definen las
relaciones entre esas especies en términos de descendencia y ascendencia. El patrón
de ramificación se denomina topología del árbol. Hay que distinguir entre nodos
terminales y nodos internos. Estos últimos representan a especies ancestrales
hipotéticas mientras que los nodos terminales representan a especies existentes en la
actualidad. Las especies que están conectadas por ramas a un mismo nodo interno,
comparte ese nodo ancestral. Las ramas que conectan nodos externos con nodos
internos se denominan ramas externas o terminales mientras que las que conectan
nodos internos son ramas internas. Las relaciones filogenéticas entre las especies se
espera que sean ramificadas, como en un árbol dicotómico, formado por bifurcaciones
que representan la evolución de un linaje y se unen a otros linajes mediante nodos. En
los casos en que surjan más de dos ramas (linajes) de un nodo, se habla de politomía
(en oposición a la dicotomía).
Figura 27 . Componentes de un árbol filogenético (Modificado de Gallardo,
2011)
Un clado natural o grupo monofilético consiste en un grupo de taxones
(especies, géneros, familias, etc.) que derivan de un ancestral común que no es
113
compartido con ningún otro táxon fuera del grupo. Se espera que un grupo
taxonómico sea monofilético. Sin embargo, algunos grupos taxonómicos establecidos
actualmente pueden ser no monofiléticos: la filogenia molecular ha demostrado, en
algunos casos, que un grupo taxonómico tiene un ancestral común compartido con
otros táxones (grupo parafilético); un grupo polifilético está formado por dos linajes
que han adquirido un mismo carácter por convergencia evolutiva (los organismos
clasificados en un mismo grupo polifilético comparten homoplasias fenotípicas).
(Figura 2)
Figura . Árbol filogenético parcial de los vertebrados. Los reptiles no forman un
clado monofilético debido a que los cocodrilos y las aves comparten un ancestro
común más reciente que el resto de los reptiles (tortugas y serpientes). Adhiriendo al
principio de monofilia, los reptiles deberían incluir a todos los linajes que descienden
de un ancestro común. Como las aves no son incluidas en esta clasificación, los reptiles
no constituyen un clado natural sino un grupo parafilético. (Modificado de Gallardo,
2011)
Un árbol puede ser un árbol con raíz cuando existe un nodo, la raíz, que de
forma inequívoca es el ancestral común más reciente de todas las especies
comparadas. Un árbol sin raíz es un árbol que sólo especifica las relaciones de
parentesco entre las especies comparadas sin describir los pasos evolutivos que han
conducido desde un ancestral común a dichas especies.
Para un grupo determinado de especies existen diferentes árboles posibles y el
número de estos se incrementa en relación al número de especies comparadas. Sin
embargo, sólo uno de esos árboles es el árbol correcto que, dependiendo de la
precisión de nuestros datos y de nuestros análisis, puede coincidir o no con el árbol
inferido en nuestra reconstrucción filogenética.
En cualquier caso, siempre tenemos que tener presente que en nuestro análisis
lo que comparamos son secuencias homólogas de ADN obtenidas de cada una de las
especies que estamos estudiando. Por tanto, para obtener un árbol de especies lo más
preciso posible, es más correcto analizar la historia de diferentes genes y secuencias no
génicas. La tasa de cambio de las secuencias comparadas es algo que debemos tener
muy en cuenta a la hora de elegir qué tipo de secuencias vamos a utilizar en nuestro
análisis filogenético. Así, si el grupo a comparar está formado por especies muy
próximas filogenéticamente, se requiere una secuencia que evolucione más
rápidamente y haya acumulado suficientes cambios en el proceso de diversificación
del grupo comparado. Suele ser útil el uso de secuencias génicas de ADN mitocondrial
que tienen una tasa de evolución más rápida que las secuencias de ADN nuclear.
114
Cuando la comparación es entre especies de grupos taxonómicos alejados, por el
contrario, las secuencias no génicas pueden ser muy dispares y ser poco aconsejables
para el análisis filogenético. En este caso, es más conveniente el uso de secuencias más
conservadas.
Métodos de reconstrucción filogenética. La mayoría de los métodos de inferencia
filogenética definen un criterio de optimización determinado que persigue elegir el
mejor árbol de entre todos los posibles que podrían explicar los datos de partida. Este
criterio da diferentes valores a cada árbol posible. Este valor es el que se usa para
comparar los diferentes árboles. Existen diferentes algoritmos que permiten computar
dichos valores e identificar el mejor árbol de acuerdo al criterio de optimización.
En la actualidad disponemos de los siguientes métodos de inferencia
filogenética: a) métodos basados en matrices de distancias genéticas; b) método de
máxima parsimonia; c) método de máxima verosimilitud; d) método bayesiano.
Métodos basados en matrices de distancias. Convierten los caracteres en una matriz
de distancia que representa la divergencia evolutiva entre pares de especies. Para ello
se estiman las diferencias entre cada par de secuencias del alineamiento. La forma más
simple de calcular la distancia genética es calculando el número de diferencias (p)
entre las secuencias. Se han desarrollo un número amplio de métodos de cálculo de
distancias corregidas basados en modelos probabilísticos. Los cálculos de dichas
distancias son valores corregidos de p según dichos modelos. Cada modelo asume un
patrón evolutivo diferente con respecto a composición nucleotídica y tasas de cambio
para cada tipo de substitución nucleotídica, para cada posición nucleotídica y para
cada linaje. Una matriz de distancias típica tiene esta apariencia:
Especie
B
C
D
A
dAB
dAC
dAD
B
dBC
dBD
C
dCD
Cuando se calculan las distancias entre un taxón y su ancestro, la longitud del
árbol es la suma de la longitud de sus ramas. Luego, el árbol se infiere usando
algoritmos tales como UPGMA (Unweighted Pair Group Method with Arithmetic
mean), el algoritmo de Evolución Mínima, o el algoritmo del Vecino más Cercano
(Neighbor Joining). Este último es el más popular, y se basa en un algoritmo que trata
de buscar el árbol más corto, es decir, aquel que minimiza la longitud total del árbol,
entendida ésta como la suma de las longitudes de todas sus ramas. Primero se
identifican las dos secuencias que más se parecen (menor distancia genética hay entre
ellas). Es decir, de entre todos los pares de secuencias comparados, se identifican
aquellas dos secuencias cuya suma de las longitudes de sus ramas es la menor. Ese par
de secuencias constituyen el primer par de "vecinos", conectados a través de un nodo
interno. El siguiente paso es considerar a este par como una sola secuencia
computándose la distancia media aritmética entre ellas y el resto de secuencias y
construyendo una nueva matriz de distancias. A continuación se elige de nuevo el par
de secuencias cuya suma de las longitudes de sus ramas es la menor, procedimiento
que se continúa hasta que se identifican todos los nodos internos del árbol.
115
Método de máxima parsimonia. Mediante este método de optimización, se selecciona
el árbol filogenético que tenga el menor número de cambios (= pasos) en el carácter (o
caracteres) elegido(s) para explicar los datos observados. También supone que cada
sitio mutable lo ha hecho sólo una vez, de modo que la diferencia la comparten todos
los miembros del linaje mutado. El método asume que el árbol más corto refleja las
verdaderas relaciones de parentesco. Si hay más de un árbol con esas características,
se puede obtener un árbol consenso, del que podemos distinguir: a) consenso estricto
(strict consensus), en el que todas las ramas conflictivas se resuelven colapsándolas a
un único nodo politómico; b) consenso por la regla de la mayoría (majority-rule
consensus) en el que las ramas en conflicto se resuelven mediante la selección del
patrón de ramificación observado en más del 50% de los árboles obtenidos.
Método de máxima verosimilitud. La verosimilitud, L, de un árbol filogenético es la
probabilidad de que los datos observados en un alineamiento se puedan explicar a
partir de esa filogenia construida según un modelo evolutivo de substitución
nucleotídica determinado, es decir, L = P(datos|árbol+modelo). El objetivo del método
de máxima verosimilitud es encontrar el árbol con el mayor valor de L, de entre todos
los árboles posibles que explicarían los datos observados.
Método de inferencia bayesiana. La inferencia bayesiana de una filogenia está basada
en una cantidad llamada probabilidad posterior de árboles de distribución, que es la
probabilidad
de
un
árbol
condicionado
por
las
observaciones
[P(árbol+modelo|datos)]. El condicionamiento se logra a través del teorema de Bayes.
No es posible calcular analíticamente la probabilidad posterior de árboles de
distribución. A cambio, se utiliza una técnica de simulación llamada Monte Carlo de
cadena de Harkov (MCMC) para aproximar esta probabilidad.
Fiabilidad de la reconstrucción filogenética. Los remuestreos aleatorios son una forma
muy usada para validar los nodos de un árbol y para cuantificar el grado de apoyo (o
soporte) de cada rama. Entre los ejemplos más conocidos para dar apoyo a una
topología determinada, están el bootstrap y el jacknife.
El método de bootstrap consiste en remuestrar aleatoriamente la matriz
original mediante extracción y reemplazo de los datos, hasta tener una matriz con
igual número de filas y columnas que la inicial. Como el proceso es aleatorio, algunos
puntos son remuestreados varias veces y otros no lo son nunca. El bootstrapping nos
da una idea de cuán probable es que una rama no se afecte si se agregaran datos con
la misma distribución. Como regla general, si el valor de bootstrap de una rama interior
determinada es superior al 95%, se acepta que la topología de esa rama es correcta.
El método de jacknife es una metodología muy similar al bootstrap, porque
elimina aleatoriamente datos puntuales (filas o columnas) en cada remuestreo de la
matriz original. Después se recompita la estimación de cada rama y se proporciona un
valor de jacknife.
Objetivos
 Comprender la metodología utilizada en el análisis filogenético.
 Adquirir conocimiento en el uso de programas informáticos de análisis
filogenético.
116
Actividades
1) Establezca las relaciones evolutivas entre grupos de organismos a través de un
análisis filogenético. Para ello se les entregarán datos de secuencias de ADN obtenidos
de las bases de datos disponibles en Internet, que deberán procesar para la
construcción de árboles filogenéticos.
Bibliografía
Pierce, B.A. 2010. Genética: Un enfoque conceptual. 3ª edición. Ed. médica
Panamericana S.A. Madrid.
Gallardo, M.H. 2011. Evolución, El curso de la vida. 1º edición. Ed. médica
Panamericana S.A. Buenos Aires.
117
Trabajo Práctico Nº 20
GENÉTICA HUMANA
La genética humana provee un marco teórico para entender la biología de
nuestra especie. El descubrimiento de la base bioquímica de la herencia y el desarrollo
de la citogenética humana en la década de 1950 aumentaron el interés en este campo.
Muchos científicos y médicos son confrontados con problemas genéticos y hacen uso
de conceptos y metodología de genética humana en investigación y diagnosis. Los
métodos desarrollados en numerosos campos de las ciencias biológica, química,
médica y estadística son utilizados para la resolución de problemas genéticos.
El conocimiento mejorado de las causas genéticas de un número creciente de
enfermedades ayuda a redefinir el diagnóstico, a encontrar nuevos tratamientos, a
prevenirlas. Es posible que las diferencias genéticas involucradas en el desarrollo de la
personalidad, facultades cognoscitivas y posiblemente el comportamiento humano,
sean tan importantes como la variación genética que afecta la salud de manera
directa.
Como individuos y como miembros de la sociedad, necesitamos alcanzar un
consenso acerca del impacto social, político, cultural, ético y legal de la genética y sus
tecnologías asociadas y cómo usar estos avances para beneficio de la humanidad.
Como parte de esta discusión, un entendimiento de las nuevas elecciones que
enfrentamos y las consecuencias sociales de usar estas tecnologías deben ser
discutidas. Los consumidores se enfrentarán cada vez más con un número abrumador
de elecciones basadas en la genética y la tecnología del ADN recombinante. Esto
incluye los test de paternidad, sitios web que ofrecen rastrear la genealogía hasta
individuos que vivieron hace miles de años, tarjetas de identificación de ADN con el
perfil genético de las personas, y escaneos para analizar los factores de riesgo para
enfermedades genéticas. No es difícil imaginar que en los próximos años, los reportes
médicos incluirán una secuencia genómica personal junto con información sobre las
enfermedades que un individuo ha tenido, tiene o puede tener en un futuro. Estos
datos serán utilizados para desarrollar planes personalizados de medicina, con
tratamientos y selección de drogas y dosis basados en perfiles de alelos.
El cariotipo humano. En la especie humana la dotación cromosómica es de 2n = 46
(22 pares de autosomas y un par de cromosomas sexuales). Utilizando técnicas de
tinción estándar los cromosomas aparecen uniformemente teñidos en metafase y se
clasifican en 7 grupos según su longitud relativa y a la posición del centrómero que
define su morfología. Los autosomas se numeran del 1 al 22 ordenados por tamaños
decrecientes y por la posición del centrómero. Los cromosomas sexuales X e Y
constituyen un par aparte, independientemente del resto. De esta forma el cariotipo
humano queda constituido así:
118
Grupo
A
Pares cromosómicos
1, 2 y 3
B
4y5
C
D
E
6, 7, 8, 9, 10, 11 y 12
13, 14 y 15
16, 17 y 18
F
G
19 y 20
21 y 22
X, Y
Características
Cr. muy grandes casi metacéntricos (1 y
3
metacéntricos,
pero
2
submetacéntrico)
Cr. grandes y submetacéntricos, con dos
brazos muy diferentes en tamaño
Cr. medianos submetacéntricos
Cr. medianos acrocéntricos con satélites
Cr. pequeños, metacéntrico el 16 y
submetacéntricos 17, 18
Cr. pequeños y metacéntricos
Cr. pequeños y acrocéntricos, con
satélites.
El cr. X es parecido al 6. El Y, al grupo G,
pero sin satélites.
Sin embargo, para identificar inequívocamente cada par de cromosomas es
necesario utilizar diferentes técnicas de bandeo cromosómico. Los distintos patrones
de bandas que se encuentran son constantes y específicos de cada técnica y
determinan la distribución de regiones cromosómicas que se revelan positiva o
negativamente según el método utilizado.
119
Figura 28 – Cariotipos humanos normales femenino y masculino.
Cromosomopatías. Las enfermedades producidas por las alteraciones del número, la
estructura interna o la disposición de las partes de los cromosomas se conocen como
cromosomopatías. Éstas se expresan como alteraciones fenotípicas múltiples y de
acentuada gravedad, dado que cada una de ellas involucra bloques de millares de
genes. Hay dos tipos fundamentales de cromosomopatías:
- Variaciones cromosómicas estructurales: afectan a la estructura del
cromosoma en cuanto a la ordenación lineal de los genes. Aquí se incluyen deleciones,
duplicaciones, inversiones y translocaciones.
- Variaciones cromosómicas numéricas: afectan al número de cromosomas.
Incluyen la poliploidía (triploidía; tetraploidía) y los diversos tipos de aneuploidía
(trisomías: 2n+1; monosomías: 2n-1).
Las alteraciones cromosómicas más frecuentes en humanos son:
Anomalías autosómicas:
120
Síndrome de Down, por trisomía del cromosoma 21, translocación 21/21 o
translocación 14/21.
Síndrome de Patau, por trisomía del par 13.
Síndrome de Edwards, por trisomía del par 18.
Síndrome Cri du Chat, por deleción parcial del brazo corto del cromosoma 5 (5p).
Síndrome de DiGeorge, por deleción parcial del brazo largo del cromosoma 22 (22q11).
Cromosoma Filadelfia, formado por una translocación entre los cromosomas 9 y 22.
Anomalías de los cromosomas sexuales:
Síndrome de Klinefelter, por una constitución XXY, XXXY, XXXXY.
Síndrome XYY, cromosoma Y extra en varones.
Síndrome de Turner, constitución X0.
Síndrome XXX, cromosoma X extra en mujeres.
Actualmente se ha llegado a profundizar bastante en el conocimiento del cariotipo
humano y se sabe que es relativamente frecuente la aparición de anomalías
cromosómicas. Las cromosomopatías se observan en el 0,5 al 1% de los recién nacidos
vivos, y se encuentran en el 6% de los niños que mueren en la época perinatal y en el
39% de los abortos espontáneos.
Estas alteraciones no sólo pueden producir anomalías en el propio individuo sino
que, por tratarse de anomalías genéticas, pueden transmitirse a la descendencia en el
caso de afectar a las células germinales. La detección anticipada de anomalías
cromosómicas permite dictaminar las posibilidades de que la descendencia de una
pareja portadora de una de ellas pueda presentarla o no. Para ello es preciso conocer
el cariotipo de cada progenitor, lo que permite emitir un diagnóstico de su posible
descendencia, con lo que el individuo será consciente de sus posibilidades.
El estudio del cariotipo tiene también su aplicación en el diagnóstico prenatal. Es
posible determinar la constitución cromosómica del feto antes de su nacimiento
pudiendo así observarse si presenta alguna anomalía cromosómica detectable.
Nomenclatura. Se ha establecido un “Sistema Internacional de Nomenclatura para
Citogenética Humana” (SINCH = ISCN en inglés) por medio del cual la descripción del
cariotipo normal y anormal está estandarizada. Este Sistema de Nomenclatura se creó
a partir de la necesidad de categorizar los casos normales y anormales y de lograr una
comunicación común entre investigadores, médicos, citogenetistas y demás
profesionales relacionados con el área. El comité de soporte del ISCN recomienda que
este sistema de nomenclatura sea usado en otras especies.
Abreviaturas
ace
Del
der
Dic
Dup
Fragmento acéntrico
Deleción
Cromosoma derivativo
Dicéntrico
Duplicación
121
Fra
i
Ins
Inv
mar
p
q
qr
r
Trc
t
tr
SIMBOLOS
;
( )
+
: :
/
→
Sitio Frágil
Isocromosoma
Inserción
Inversión o Invertido
Cromosoma marcador
Brazo corto
Brazo largo
Cuadriradial
Cromosoma en anillo
Tricéntrico
Translocación
Triradial
Separa cromosomas alterados y puntos de rompimiento en
rearreglos estructurales involucrando más de un cromosoma
Rodea cromosomas alterados estructuralmente y rompimientos
Ganancia
Pérdida de material
Se rompió y se reunió
Separa líneas celulares en la descripción del mosaico
Desde hasta
Estudios genealógicos en genética humana. En los seres humanos, los rasgos con
un patrón sencillo de herencia a veces se pueden localizar con la suficiente exactitud
como para justificar predicciones respecto a su probabilidad de ocurrencia en futuros
descendientes cuando se casan individuos emparentados o con un historial familiar
relacionado con dichos rasgos. Al hacer un análisis de este tipo, el primer paso consiste
en determinar si el rasgo en cuestión se comporta como dominante o recesivo.
Aunque la mayor parte de las características humanas son afectadas por muchos
genes, algunos han sido identificados como dominantes o recesivos en ciertos grupos
familiares.
Los genes recesivos son difíciles de localizar debido a que sus alelos dominantes los
mantienen ocultos generación tras generación. Sus portadores en la población, por lo
general, no se pueden identificar hasta que se manifiesten los genes recesivos. Unos
caracteres dependientes de genes recesivos aparecen repentinamente en familias que
no los habían presentado antes. Los genes recesivos se expresan con más frecuencia
en familias en que el padre y la madre están estrechamente emparentados entre sí
que con la población en general, ya que la probabilidad de presencia de genes
similares es mayor cuando los progenitores son descendientes de un ancestro común.
Ante la ausencia de datos que indiquen cuáles individuos son los portadores, el
genetista puede recurrir a la probabilidad como el mejor instrumento disponible para
determinar la posibilidad de que se vaya a manifestar un determinado gen recesivo en
una familia dada. Cuando un rasgo nunca se manifestó en una familia, se puede usar
como base de probabilidad una estimación de la frecuencia del gen que lo determina
en la población en general. Si el mismo rasgo ya se manifestó en la familia, es posible
122
hacer cálculos más precisos de probabilidad basándose en la historia familiar
registrada en un árbol genealógico.
I
1
2
3
4
II
1
2
3
4
5
6
1
2
7
8
4
5
9
III
3
En la genealogía se indica el orden de las generaciones con números romanos. La
primera generación (I) corresponde a la primera persona de la que se posean datos,
por ejemplo la de los abuelos del alumno; la segunda (II) correspondería a la de los
padres y tíos, y la tercera (III), a la generación del alumno.
Los varones se representan con cuadrados, las mujeres con círculos, y por rombos
los individuos de los que no se conocen los datos (II.9). Las parejas se unen por una
línea horizontal. Los descendientes se disponen bajo una línea horizontal desde la que
parte una línea vertical por individuo, excepto en el caso de mellizos (III.4 y 5) o
gemelos fraternos (II.4 y 5), que se indican por líneas convergentes (ver figura). Los
individuos que muestran el fenotipo en estudio se indican rellenando el símbolo.
Genética Forense. La genética forense es una rama de la genética que se basa en el
análisis de los polimorfismos responsables de la variabilidad genética en la población
humana aplicados a ciertos problemas judiciales. Los usos del ADN para la
identificación forense incluyen:
 Identificación de sospechosos potenciales cuyo ADN puede ser compatible con
la evidencia de una escena de un crimen.
 Exoneración de personas acusadas injustamente de cometer un crimen.
 Identificación de víctimas de catástrofes y crímenes.
 Establecimiento de paternidad y otras relaciones de parentesco.
 Identificación de donantes de órganos compatibles con receptores en
programas de trasplantes.
Perfil genético. En 1975, el doctor Alec Jeffreys desarrolló el primer método para
desarrollar lo que hoy conocemos como perfiles de ADN, y lo usó para comparar
123
perfiles de diferentes personas. Lo nombró huella digital de ADN. Poco después, lo
utilizó para resolver dos asesinatos al comparar muestras de ADN de algunos hombres
con otra encontrada en la escena del crimen. Este descubrimiento revolucionó las
investigaciones de delitos en todo el mundo.
Muestras de ADN. Los perfiles pueden prepararse a partir de muestras muy
pequeñas de ADN (gracias a la PCR) obtenidas de diferentes fuentes. Las muestras más
frecuentes en donde se encuentra DNA son: la sangre fresca, saliva, semen, fluidos
mixtos (semen-sangre-epitelios), tejidos cadavéricos (tejidos blandos, huesos o
dientes), así como fluidos en soportes sólidos como hisopos, papel de filtro, etc. Sin
embargo, existen fuentes menos frecuentes como uñas, estampillas postales, sobres,
colillas, restos de utensilios (vasos, afeitadoras, cepillos de dientes, etc.) entre otros
sitios. No obstante, la obtención de DNA en estas muestras es más difícil porque existe
un alto grado de contaminación ambiental y la muestra puede ser muy pequeña. Los
perfiles también pueden obtenerse de muestras muy viejas de ADN, lo que incrementa
su utilidad en casos legales. De hecho se han preparado perfiles de ADN de momias de
más de 2400 años de antigüedad.
Tipos de ADN. Aparte del ADN nuclear autosómico, son de interés forense el ADN
mitocondrial y el del cromosoma Y. El ADN mitocondrial (ADNm) es heredado por vía
materna. Todos los miembros de un mismo grupo familiar que compartan esta línea
tendrán el mismo ADNm. Su mayor ventaja es que se encuentra en un gran número de
copias en cada célula (hay entre 100 y 1000 copias de ADNm por una de genoma
nuclear) y, por tanto, se puede detectar en muchos casos en los que no es posible la
obtención de ADN nuclear (ej. restos óseos antiguos). El estudio del ADN del
cromosoma Y, implica que todos los miembros varones de un grupo familiar que
compartan la línea paterna tienen el mismo haplotipo de cromosoma Y. El análisis de
sus regiones STR (Y-STR) permite obtener un patrón genético específico del varón, lo
que resulta muy útil en la identificación genética de restos de semen y otros fluidos
biológicos en los casos de agresiones sexuales a mujeres.
Pasos del análisis. Tras la obtención de las muestras y el envío al laboratorio, los
genetistas forenses proceden a la obtención de los perfiles genéticos de las muestras
debitadas (sangre, saliva, orina, etc.) y las muestras de referencia (una toma bucal
mediante hisopo o una muestra de sangre) utilizando los siguientes procedimientos:
 Extracción y purificación del ADN.
 Cuantificación del ADN humano obtenido para asegurar así la obtención de
perfiles de alta calidad y reproducibilidad.
 Amplificación y marcaje fluorescente de las regiones variables de ADN de
interés (STR, ADNm, Y-STR) por PCR.
 Separación por electroforesis y detección de los segmentos de ADN marcados
generados mediante PCR.
 Comparación de los perfiles genéticos obtenidos e interpretación de los
resultados.
Base de datos de ADN. En 1998, el FBI comenzó a catalogar perfiles y muestras de
ADN obtenidos de convictos, ahora la base contiene más de 1.700.000 perfiles.
Muchos estados obtienen muestras de las personas arrestadas por cualquier delito e
124
ingresan su perfil de ADN a las bases de datos. Conforme se acumulan grandes
cantidades de perfiles, estas bases de datos se convierten en herramientas
importantes para resolver delitos.
Fiabilidad. En la tabla se recoge la probabilidad de coincidencia al azar promedio entre
individuos no relacionados genéticamente.
Tipo de perfil genético
Perfil genético de 10-16 regiones STRs
Haplotipo de ADN Mitocondrial
Haplotipo de STRs del Cromosoma Y
Probabilidad de coincidencia al azar
10-11 – 10-19
10-2 – 10-4
10-2 – 10-5
Obviamente, cuanto más baja es la probabilidad de encontrar otro perfil igual entre
individuos no relacionados genéticamente, mayor es el poder de discriminación.
Otros usos. Los biohistoriadores usan análisis de ADN para identificar correctamente
cuerpos o partes corporales de personas cuyas tumbas se han removido varias veces o
se han descubierto de manera reciente. Por ejemplo, el zar Nicolás II de Rusia y su
familia fueron asesinados en 1917 y enterrados sin señalizaciones. En 1991, unos
restos que se encontraron fueron identificados como pertenecientes a los miembros
de esta familia. Otra de sus aplicaciones importantes es la identificación de la
paternidad. Las muestras compatibles del padre, la madre y el hijo permiten 100% de
eficacia en la identificación de los padres. El uso de los perfiles de ADN en las pruebas
de paternidad asegura que muchos niños reciban la pensión que les corresponde.
Genética forense en Argentina. La Sociedad Argentina de Genética Forense tiene
como propósitos: Realizar todas aquellas actividades científicas y de divulgación que
contribuyan al progreso de la Genética Forense, cooperar en el asesoramiento de
entidades oficiales y/o privadas en cualquier tema relacionado con la Genética
Forense, cooperar en la actualización técnico-científica de sus asociados y controlar su
buen desempeño en la especialidad.
Asimismo, el Servicio de Huellas Digitales Genéticas (SHDG) de la Facultad de
Farmacia y Bioquímica de la Universidad de Buenos Aires es el primer centro
institucional argentino dedicado a la Biología Molecular Forense. Creado en 1991 y
dirigido por el Doctor Daniel Corach, el SHDG hizo numerosos análisis que condujeron
a la resolución de causas civiles y criminales mediante el empleo de técnicas
moleculares de identificación de individuos, restos humanos y manchas de fluidos
biológicos. Aunque los primeros estudios hechos fueron de filiación, la tarea se volcó
crecientemente hacia la identificaciones de cadáveres, análisis de violaciones e
identificaciones de rastros, habiendo actuado en más de 6.000 causas criminales, entre
ellas los atentado a la Embajada de Israel y a la AMIA, el accidente de aviación de
LAPA, el "caso Carrasco" y el suicido de Alfredo Yabrán. También aporta a la
comunidad forense las bases de datos de referencia para los marcadores genéticos
más empleados en la actualidad. Esta contribución hace posible disponer de datos
para las diferentes regiones y provincias de nuestro país, proporcionando además
información relevante potencialmente aplicable en estudios de antropología
molecular.
125
El Banco Nacional de Datos Genéticos es un organismo dependiente del Ministerio de
Ciencia, Tecnología e Innovación Productiva, creado para garantizar la obtención,
almacenamiento y análisis de la información genética utilizados para la identificación
humana. Toda persona que dude de su identidad puede solicitar la intervención de
esta institución.
Índice de abuelidad. Las características genéticas de los niños provienen de sus
padres, y los genes de estos, a su vez, provienen de los abuelos. Por lo tanto, se
pueden probar estas relaciones familiares analizando a los abuelos supuestos. En caso
de que los padres supuestos estén desaparecidos es necesario hacer una modificación
de las formulaciones matemáticas de la probabilidad de inclusión de paternidad para
tener en cuenta esa situación. En estos casos, no se habla de probabilidad de inclusión
de paternidad, sino de probabilidad de inclusión de abuelidad o índice de abuelidad, es
decir la probabilidad, expresada en porcentaje, de que un conjunto de abuelos
supuestos sean efectivamente los abuelos reales de un niño determinado. Los
principios son exactamente los mismos que en las pruebas de paternidad. Lo que varía
es que los genotipos de los supuestos padres del niño deben inferirse del estudio de
los genotipos de sus padres, es decir de los abuelos supuestos del niño. Es decir que no
se tiene la certeza de los genotipos de los padres, sino una inferencia. La situación
ideal se da cuando los cuatro supuestos abuelos están disponibles para estudio, y hay
además parientes colaterales como hermanos de los padres supuestos y sus
descendientes (posibles tíos y primos del niño). En estos casos se pueden deducir los
genotipos de los padres supuestos con casi la misma certeza que si se los analizara
directamente.
Objetivos
 Analizar el cariotipo humano.
 Distinguir el cariotipo normal de aquellos cariotipos que reflejan alteraciones
cromosómicas.
 Conocer la transmisión de algunos caracteres sencillos y de fácil observación.
 Conocer los conceptos básicos de la genética forense.
Materiales
 Guía de Trabajos Prácticos
 Lápiz negro, goma, etc.
Actividades
1) Resolver los problemas teóricos. Los problemas resueltos, incluyendo el desarrollo
de los mismos, deberán ser entregados al finalizar el trabajo práctico.
Cuestionario
a.- ¿Qué características permiten diferenciar, en general, unos cromosomas de otros?
b.- ¿Qué células del organismo llevan el cariotipo diploide completo?
c.- ¿Qué mecanismos cromosómicos producen anomalías en el cariotipo humano?
126
d.- ¿Se manifiestan siempre las alteraciones cromosómicas en el fenotipo del individuo
que las transmite? Justificar.
Bibliografía
Mueller, R.F., I.D. Young & E.H. Emery. 2001. Genética Médica. Ed. Marbán, Madrid
,España.
Novitski, E. 1982. Human Genetics. MacMillan. New York. USA.
Solari, A.J. 2004. Genética Humana. Fundamentos y aplicaciones en medicina. 3ª ed. Ed.
Médica Panamericana. Buenos Aires, Argentina.
Thompson, J.S. & M.W. Thompson. 1977. Genética humana. Ed. Salvat, Buenos Aires,
Argentina.
Yashon, R.K. & M.R. Cummings. 2010. Genética Humana y Sociedad. 1 ª ed. Ed. Cengage
Learning, Méjico.
127
GUÍA PARA EL DESARROLLO DE LOS SEMINARIOS
Generalmente el trabajo científico está estructurado en las siguientes secciones:
1) Título
2) Autores y su filiación
3) Resumen (abstract)
4) Introducción
5) Materiales y Métodos (o Procedimientos Experimentales)
6) Resultados
7) Discusión y/o Conclusiones
8) Bibliografía citada.
En algunos casos las secciones 6 y 7 se reúnen en una sola. El estilo general del trabajo
científico debe ser claro, sintético y preciso.
Resumen: permite al lector tener una idea de lo que los autores encontraron sin
necesidad de leer todo el trabajo.
Introducción: incluye los antecedentes publicados del tema en forma breve, sin
convertirse en una revisión (review) sobre dicho tema.
Materiales y Métodos: presentan toda la información necesaria para que el lector sea
capaz de reproducir los experimentos descriptos sin problemas. Si parte de la
metodología ha sido publicada previamente, ésta no se describe en detalle sino que se
incluye la cita bibliográfica correspondiente.
Resultados: esta sección se limita a la descripción, lo más objetiva posible, de los
resultados obtenidos. Estos se encuentran volcados en figuras (gráficos, fotos,
micrografías, etc.) y tablas numéricas. Cada figura o tabla lleva una leyenda aclaratoria
del contenido.
Discusión: se comentan los resultados obtenidos a la luz de lo que se conocía
previamente en la literatura. Se proponen teorías, nuevas hipótesis y perspectivas. Se
lucubra (no demasiado!) y se sugieren nuevos experimentos.
Bibliografía: existen dos formas de citar la bibliografía en el texto:
1) Numérica: por orden de aparición en el texto, con números arábigos consecutivos
entre paréntesis. Luego, en las Referencias Bibliográficas se ordenan las citas
numéricamente.
2) Por apellidos: entre paréntesis se coloca el apellido del autor seguido de una coma y
del año de publicación. Ej: (Brown, 1984) Si los autores son 2, se cita (Brown & Smith,
1983) Si los autores son 3, se cita (Brown, Smith & Jones, 1975) Si los autores son más
de 3, se cita (Brown et al., 1986). Luego, en las Referencias Bibliográficas se ordenan
las citas por orden alfabético respecto del primer autor.
Formas de citas bibliográficas:
a) Sin incluir el título del trabajo:
128
-Autores (año). Nombre de la revista Nº de volumen, paginación.
Ejemplo:
Maxam, A.M. & Gilbert, W. (1980) Methods Enzymol. 65, 499-580.
b) Incluyendo el título del trabajo:
-Autores (año) título del trabajo. Nombre de la revista Nº de volumen, paginación.
Ejemplo:
Goldstein, J.L. & Brown, M.S. (1977) The low density lipoprotein pathway and its
relation to atherosclerosis. Ann. Rev. Biochem. 46, 897-930.
c) Citas de trabajos que forman parte de libros:
-Autores (año) El nombre del libro. Editores responsables. (Ciudad de edición: casa
editora), paginación.
Ejemplo:
Pestka, S. (1977) In Molecular Mechanisms of Protein Biosynthesis, eds. Welssbach, H.
& Pestka, S. (New York: Academic Press), 467-553.
Desarrollo de un seminario
El objetivo del seminario es leer e interpretar los resultados de un trabajo científico.
Simultáneamente se reconocen aspectos formales del trabajo científico, como son
estructuración, lenguaje utilizado, claridad, etc.
RECOMENDACIONES:
- No lea una traducción hecha por otro. Se desvirtuaría el objetivo del seminario.
- Dé una primera leída al trabajo científico. Ubique las palabras o frases que no
entiende.
- En un principio pase por alto todo aquello que le parezca incomprensible y tome
ventaja reafirmando todo aquello que le resulte fácil entender. En lecturas sucesivas se
aclararán los párrafos originalmente incomprensibles.
129