CAP VII

VII REPRODUCCION DE GAMITAMA Colos s om a m acropom un
Coloss om a m acropom un, llamado en el Perú “Gamitana” es una especie
nativa de los ríos Amazónicos y Orinoco y sus tributarios, es un pez tropical y
muere a los 15ºC., en los ejemplares adultos la parte dorsal de su cuerpo es
gris oscuro , mientras que en la parte ventral presenta un color amarillo
blancuzco, este patrón esta según el tipo de agua en que viven , sus escamas
son pequeñas pero fuertemente adheridas a la piel, estos ejemplares pueden
crecer hasta 90 cm de longitud total y pesar alrededor de 30 kg.
Foto N 7.1 Ejemplar de Gamitana
Clasificación taxonómica
Phyllum :
Chordata
Clase
:
Pisces
Orden
:
Cypriniforme
Familia :
Characidae
Género :
Colossoma
Especie :
Macropomun
:
Fuente; IIAP (2002)
Como en todo proceso de cultivo, el agua es importante y por eso este debe
ser de buena calidad que garantice el buen desarrollo sexual de los
reproductores, a continuación ponemos referencia de algunos de estos:
Temperatura
28ºC., Oxigeno disuelto 7.9 mg/L; CO2 Total 10 mg/L ;
Alcalinidad total 10 mg/l , Dureza total 160 mg/L; pH 6.8; transparencia (cm)
10. Amoniaco 0.1 mg/L; Nitritos 0.2 mg/L (Da Silva, A.B. 1981)
La Gamitana en su ambiente natural tiene una amplia selección de alimentos,
Algas filamentosas , partes de plantas acuáticas, tanto frescas como en
descomposición , zooplancton, insectos terrestre y acuáticos así también
caracoles, moluscos, frutas secas, granos duros, blandos, en cultivos aceptan
muy bien el alimento balanceado, y estos deben estar de acuerdo a los
requerimientos nutritivos de esta especie .La reproducción de Gamitana en el
Perú se inicia desde Noviembre hasta Marzo (meses de lluvias ),
7.1 SELECCIÓN DE REPRODUCTORES
La selección de reproductores generalmente obedece a criterios de madurez
sexual, peso talla y edad de reproductores, se recomienda utilizar ejemplares
con un peso mayor a 4 kg y una edad mayor de 4 años en el caso de las
hembras y 3 años en el caso de los machos, Una hembra madura se
caracteriza por poseer un abdomen abultado, blando a los costados, papila
genital ligeramente protuberante y enrojecida, aunque
a ultima no es muy
segura ya que el enrojecimiento se puede deber a un intestino cargado y
próximo a evacuar, así como el enrojecimiento de la papila puede deberse a la
red con utiliza para su captura. El macho maduro se caracteriza por emitir un
semen color blanco, apariencia densa y fluye con facilidad y abundancia al
presionar suavemente el abdomen en los costados con dirección cráneo-caudal
La selección de La cantidad de reproductores necesaria es predetermina por
el número de alevines que se desea obtener, así como e número de huevos,
considerándose evidentemente, la pérdida por mortalida Para establecer el
número de reproductores, pretendiéndose una cantidad de alevines es preciso
basarse en el peso de cada hembra. Normalmente, una he bra de Coloss om a
desova en media 100.000 óvulos por kg de peso corporal, esto equivales a
afirmar que una hembra de 6 kg podrá producir 600.000
Dependiendo
del índice de fertilización se podrá o no obtener una
ificativa cantidad de
larvas, consecuentemente de alevines.Una densidad conveniente de peces irá
FOTO Nº 7.2 ESTANQUES DE TIERRA PARA
a asegurar condiciones ideales que
ACONDICIONAR REPRODUTORES
influenciarán en el desempeño de
los progenitores. Para tal, una
carga de 1 kg de peso corporal del
pez por metro cuadrado (1 kg/m 2)
es considerada buena. Para que
esto se torne evidente, el vivero
tendrá que poseer todas las
condiciones de estabulación, tal
como agua en calidad y cantidad,
alimentación adecuada, etc.
Fuente; IIAP (2002)
Deberá tener una profundidad en
torno de 1.5 m y contener agua en
abundancia. Un vivero de 1 ha de
área exigirá 100–200 m 3 de agua
por día, necesarios como para completar la pérdida de
durante la
estación de seca. De preferencia, la forma deberá ser
lo cual
facilitará la captura de los peces. Los estanques deberán ser de 1000–4000 m 2
de tamaño Da Silva, A.B. 1981,
7.1.1 PREPARACION DE REPRODUCTORES
La preparación de reproductores se efectúa en estanques de tierra cuyas
dimensiones depende de la cantidad de ellos , el tipo
agua es variable,
depende de los microorganismos plantónicos y de las condiciones climáticas de
la temporada, pudiendo ser aguas claras, marrones, verdes etc. Es
conveniente disponer de la suficiente cantidad de reproductores para atender
una capacidad de producción .
l
En los peces del sub-orden Charachoidei, el más importante de los peces de
agua dulce, normalmente se utiliza la proporción de 2
chos para 1 hembra
(2:1), lo cual sirve para garantizar una cantidad sufi
semen durante los
trabajos de reproducción inducida. Muchas veces un individuo macho no libera
en el momento que se practica la fertilización artificial, la cantidad necesaria de
esperma para fecundar los óvulos de una determinada he
es evidente
que un macho en buenas condiciones de desove proporciona volumen más
que suficiente para fertilizar óvulos de una hembra o
s.
7.1.2 DIFERENCIACIÓN DE SEXOS
La diferenciación de los sexos en los peces del sub-orden Charachoidei sólo es
posible en la época de desove. Los machos presentan vientre comprimido y
dejan fluir el semen cuando se les presiona el abdomen. Se debe tener en
cuenta que los machos en condiciones para el desove presentan el semen
viscoso y de color lechoso; individuos con semen muy fluido y transparente
deben evitarse.
Las hembras sexualmente maduras muestran un vientre flácido, no siempre
voluminoso, papila genital ligeramente dilatada. Debe
utilizar peces
con papila muy prominente y muy colorada, eso demuestra que tales peces
están en un proceso adelantado de reabsorción de sus gónadas; forzar un
desove en individuos en esas condiciones se tendrá un resultado negativo. Si
ocurre un desove, el producto sexual será de pésima calidad comprometiendo
así la sobrevivencia.
.
Orig e n y Cría de Re pro duc tore s
Los reproductores pueden obtenerse directamente de su ambiente natural o de
viveros de la estación. Además de los traumas sufridos durante la captura, los
reproductores naturales no se adaptan fácilmente a la
en cautiverio, se
ponen nerviosos, agitados o no se pueden alimentar. La ventaja de tener
reproductores en cautiverio desde jóvenes y en condiciones favorables, es de
que siempre se dispondrá de individuos capaces de desovar en el tiempo
deseado. También la captura de ejemplares criados en c
presentan
menos tendencia al trauma, ésta es una de las razones de i
ición de desove
de los peces, principalmente de las hembras que dejan
liberar los óvulos a
pesar de estar en condiciones para tal proceso.
La formación de futuros planteles de reproductores debe ser una preocupación
constante de una estación de piscicultura. Así se hace necesaria la selección
de individuos jóvenes que presenten las características ideales para ser
buenos reproductores.
La cría de reproductores exige cuidado especial con el medio en que viven. La
falta de espacio y una alimentación deficiente son responsables por la
degeneración de los productos sexuales. El espacio restringido puede
ocasionar fallas en el crecimiento, motivado por el desaparecimiento de ciertos
trazos de substancias nutritivas o por la alteración de los mecanismos del
metabolismo, ocasionado por los remanentes tóxicos del medio ambiente.
La renovación periódica del agua de los viveros mantendrá los niveles de
cualidad ambiental en armonía con la naturaleza del trabajo. Debe evitarse la
excesiva luminosidad de los viveros, pues los peces pueden sufrir un efecto
negativo sobre el desenvolvimiento de sus gónadas.
Fac to re s que influe nc iaron e l Po te nc ial de l S e me n y óvulos
Alime ntac ión
La alimentación de los peces es de fundamental importancia para obtener
productos sexuales de buena calidad, para tal, la disponibilidad local de
insumos de valor proteico y vitamínico es de vital necesidad.
En falta de una buena alimentación, la fase de vitelinogénesis del
desenvolvimiento del huevo es afectada, en caso de que haya deficiencia en
nutrientes esenciales, particularmente en aminoácidos, vitaminas o minerales,
el desenvolvimiento del huevo es fatalmente afectado en detrimento de una
buena ovulación que tiende a fracasar.
Es mejor criar un número de reproductores con dieta cualitativa y cuantitativa
satisfactoria, de que mantener un plantel inmenso y mal nutrido.
Los peces del género Coloss om a son omnívoros de una manera general,
siendo que en el Amazonas el tambaqui se alimenta de frutas que caen al
agua, zooplancton, algunos vegetales y pequeños peces. En los azudes del
Nordeste brasilero, se alimentan de algas filamentosas (S pirogyra ), moluscos
gas te ropoda , zooplancton y pequeños peces. En cautiverio, son man
sa
base de ración para crecimiento de aves (23% de proteína), en forma
peletizada siempre se evita el abastecimiento de ración molida. El tambaqui y
la pirapitinga no tienen capacidad de aprehensión de alimento en esa forma,
consecuentemente habrá sobra excesiva de ración en el fondo del vivero que
se descompone ocasionando depleción de O2, niveles bajos de O2 conducen al
pez a no desovar. Paralelamente al uso de pelets, los ces se abastecen con
frutos como guayaba (Mirtacea), Mutamba (Esterculiacea), vegetales de hojas
tiernas, restos de productos hortigranjeros, Sandillas, etc. En general, es
preciso conocer el régimen alimenticio y los hábitos alimentarios del pez
cultivado, se debe evitar el uso excesivo de alimentos ricos en carbohidratos,
ya que producirá exceso de gorduras en detrimento de un buen desarrollo de
las gónadas.
Puede mantenerse en el vivero la vegetación acuática s mersa en forma
controlada Hidrotix gardine ri (Pontaderiacea), muy semejante a Chara s p , ese
vegetal posee un tenor de 23% de proteínas, constituyendo un excelente
alimento para esas especies, pero ante todo, debe evitarse la demasiada
proliferación, porque en la noche se torna inevitable el excesivo consumo de
O2, ocasionando implicaciones negativas para los peces.
Para el control parcial de esta vegetación se puede introducir un cierto número
de machos de cualquier especie de tilapia (S arothe rodon o Tilapia ) es
suficiente (100 – 200/ha), el control mecánico puede ser hecho, sin embargo,
es muy oneroso.
.
Tas a de alime ntac ión
Se tornó clásico el establecimiento de una tasa de alimentación de 1 a 1.5 %
para la fase que comprende hasta las proximidades de la época de
reproducción, cuando entonces los peces tendrían el al mento disminuido, pero
como ambas especies poseen individuos aptos a desovar durante casi todo el
año, sería difícil establecer una cantidad determinada de ración para los
mismos.
Desde el punto de vista práctico, la cantidad de ración a ser establecida será
en función del grado de apetencia de los peces. Restos de alimento en el fondo
del vivero, presentando olor característico de putrefacción, indica que está
habiendo exceso de abastecimiento, eso será fácilmente detectado
examinando periódicamente los locales de alimentación del vivero; constatando
tal hecho se efectúa el inmediato cambio de agua, restableciéndose así las
condiciones normales del vivero, el abastecimiento de
n será gradual
hasta que los peces se alimenten normalmente.
Edad y Pe s o
Hembras de tambaqui están para el desove en el 4° año de vida, los machos
alcanzan ese estadio a los 3 años de edad.
En el caso de pirapitinga, las hembras y machos están
desove a los 3 años de vida.
n condiciones de
Es evidente que eso ocurrirá si las condiciones ideales de alimentación.
espacio y calidad de agua fueron establecidas. En la práctica, los mejores
resultados son obtenidos con ejemplares de edad superior a las descritas
encima.
Ambas especies son fáciles de ser manipuladas en los trabajos de colección de
productos sexuales. Entre tanto, se recomienda trabajar con individuos de 4 a 8
kg de peso; en determinado momento esos peces se movilizan bruscamente,
dificultando su manejo, el uso de individuos de menor
significará la
economía de hipófisis.
Después de 5 años de uso esos ejemplares pueden
descartados/substituidos por otros más jóvenes y de menor porte.
ser
Los pasos que se sigue para una selección adecuada son los siguientes: 1
rodear el estanque con mucho cuidado con una red de chinchorro el estanque
para que no se escape los reproductores que se encuentran en época de fresa,
y que estos se dañen con la red . 2. Colocar una colch
en la orilla del
estanque para examinar a los reproductores. 3. Se coloca a los reproductores
extraídos
FIG N 7.3 CAPTURA DE REPRODUCTORES
4. Aquello reproductores que
estén listos para la reproducción,
serán transportados en la hamaca
dentro del hachery se medirá y
pesara a los reproductores para
poder determinar la cantidad o
dosis que se le administrara en
relación al peso que estos tengan
se les colocara en tanques de
1m3 1hembra x 2 machos
Fuente IIAP (2002)
Cabe mencionar que aunque gamitana no es muy sensible, en el caso de los
reproductores , todo el manejo para su captura , examen traslado y tratamiento
debe hacerse con el cuidado y precaución que un animal merece para su
reproducción exitosa.
7.2 VERIFICACION DE LA MADUREZ GONADAL
En su estado natural en época de desove, La gamitana recibe estímulos de las
condiciones medioambientales tales como Temperatura del agua,
concentración de oxigeno, lluvias, corrientes inundación casos que no se
percibe en cautiverio en este caso se recomienda la ovulación por inducción
hormonal. Pero para tener éxito en el desove por inducción, es condición
importante que el ovocito este maduro,(Posición periférica del núcleo en el
ovocito), mediante la verificación de la madurez gonadal, dentro de lo pasos a
seguir para la verificación gonadal tenemos1 Anestesiamos a los reproductores
con MS 222 diluido en agua a 80ppm durante 3 minutos. 2 pesamos a los
reproductores. 3. se extrae los ovocitos de las hembras mediante una biopsia
ovárica (ver foto N 7.4) 4 luego las muestras de oovocitos se lavan con una
solución de cloruro de sodio al 0.7% luego los ovocitos se colocan en un frasco
que contenga una solución clarificadora (60 ml de alcohol etílico, 30 ml de
glicerina, 30 ml de formol , 10 ml de ácido acético glacial, se deja por unos 5
minutos y se llevan a examinar al estereoscopio y podremos apreciar la
posición del núcleo en el ovo cito.
FIG.N 7.4 BIOPSIA OVARICA 1
La Punción se hace a 2/3 entre el
inicio de la aleta ventral y la línea
lateral
Se utiliza aguja 21, conectada a
jeringa de uso veterinario
Fuente IIAP (2004)
La aguja se inserta 2.5 a 3.0 cm
entre el vientre del pez , y con
movimiento suave y rotatorio se
ejecuta una succión , para extraer una
muestra de óvulos
Fig N 7.6 muestra de los óvulos después de
la biopsia
FUENTE IIAP (2004)
FIG N 7.5 BIOPSIA OVARICA
FIG N 6.7 POSICION DEL NUCLEO EN OVAS
FUENTE IVITA UNMSM (Pucallpa,2002)
Una vez verificada la madurez sexual del reproductor por posición del núcleo
se procede a la inducción hormonal
7.3 INDUCCION HORMONAL A LA REPRODUCCION ,OVULACION Y AL
DESOVE
Naturalmente, la ovulación de un pez es realizada a través de la acción de la
glándula pituitaria, que produce y almacena sus propias hormonas que
estimulan la ovulación. Cuando las condiciones exigidas se tornan favorables,
la hormona almacenada es liberada en la sangre.
En el proceso de hipofisación, entretanto, la hormona onadotrópica es
obtenida de un pez (donador) para ser aplicada en otro pez (receptor).
La hipofización sólo se tornará efectiva si los óvulos hubieran alcanzando la
fase de latencia o de reposo que sigue inmediatamente
s de la
vitelogénesis, entonces con los óvulos estructuralmente prontos sigue la acción
de la gonadotropina que los desarrollará posteriormente.
Una condición para el éxito de una hipofisación, es la colección de hipófisis
frescas de peces donadores; por consiguiente se hace necesario que las
mismas contengan una cantidad adecuada de hormonas gonadotrópicas
almacenada ( Bardach, J.E.; Ryther, J.H. y Mc Larney, W.O. 1973)
El papel de la hipófisis es de un agente intermediario entre el cerebro y las
gónadas, sus células, producen y almacenan gonadotrofinas, y las liberan
cuando la glándula recibe el comando necesario. La cantidad de gonadotrofina
varía durante las diferentes estaciones y los diferentes estadios de la vida del
pez. Los peces inmaduros poseen apenas cantidades míni s de esta
hormona pituitaria, en cuanto los peces adultos presentan la pituitaria
completamente agotada después del desove. A su vez, el nivel más alto de
gonadotrofina en términos cuantitativos en la hipófisis de los peces
sexualmente maduros, ocurrirá cuando sus gónadas alcancen la fase de
reposo y durante toda esa fase. Como la migración para el desove es
provocada por la gonadotrofina, esa substancia se encuentra en su nivel más
bajo; de ese modo, es importante escoger el tiempo ideal para colectar
hipófisis.
Do s aje
Durante una evolución natural el pez es capaz de regular con precisión el
dosaje de su propia hormona. De esa manera, no hay nin
perdicio. En el
proceso de hipofisación en que la hormona procede de otra fuente externa
(donador) hay un considerable desperdició. Se torna difícil determinar una
dosis exacta resultando en una aplicación más que necesaria de hormona en
los reproductores.( Da Silva, A.B.; Sales, A.C. y Moura, J.H.S. 1987)
El proceso de ovulación es lento, durante varias horas, la duración es regulada
por la temperatura. La ovulación puede ser diferenciada en 2 fases: preovulación y ovulación. En la fase de pre-ovulación, la migración del núcleo se
completa y el huevo absorbe una cantidad de fluido (hidratación) siendo el
tamaño el mismo que al final de la ovulación. En caso de que en la hipofisación
no se obtenga éxito en el desarrollo de los óvulos, se interrumpe en esta fase y
el pez podrá morir fácilmente, pues los mismos son necrosados pudieron
causar un envenamiento interno.
La ovulación se inicia con el desaparecimiento de la membrana del núcleo y el
aparecimiento de los cromosomas, terminando con la primera división meiótica,
al mismo tiempo, el folículo que mantiene el huevo fijo a la pared del ovario se
rompe y se disuelve parcialmente, ocasionando la liberación de los óvulos en la
cavidad del ovario; en ese momento se produce el desove con el flujo de lo
óvulos a través de la abertura genial.
La variación en el dosaje necesaria de la hormona puede variar
significativamente para cada ejemplar de una misma especie, o bien, como por
la técnica empleada.
Realmente, un dosaje depende del “grado de preparación” de las hembras,
edad, tamaño, sensibilidad y de muchos otros factores (Woynarovich, Horvath),
según éstos, “en áreas tropicales y sub-tropicales donde el metabolismo del
pez es más alto (debido a la temperatura más elevada) y donde la probabilidad
de desperdicio de las hormona es por tanto mayor que en regiones templadas,
generalmente se administran 2 o más dosis, la introductoria y la final.
7,3,1 APLICACIÓN DE DOSIS EN LAS HEMBRAS
Dosis 10% de la dosis total
preparatoria:
hipófisis/kg)
- Dosis final:
90% de la dosis total
(3–4mg
de
Intervalo de aplicación entre 10 a 14 horas. Esto variara de acuerdo al grado de
preparación de los peces.
Aplic ac ión e n los mac hos
Se recomienda una dosis única (1–1.5 mg/kg). Muchas veces se hacen 2
aplicaciones en el intento de obtener una mayor liberación de semen,
quedando con todos los machos sujetos a liberar espermas antes que las
hembras estén prontas para ovular.
Se debe evitar dosis excesivas en la aplicación preparatoria, pues la misma
podrá inducir al pez a una ovulación parcial en detrim
de la programación
normal.
En la dosis decisiva final, se puede aplicar un pequeño exceso com medida
de seguridad en orden de 10 a 15%.( Castagnolli, N. y Cyrino, J.E.P. 1986)
Diluye nte
Puede ser usado suero fisiológico o agua destilada, para la dosis decisiva se
debe usar una cantidad de solvente de 0.5 ml por cada glándula (2.5–3. Omg).
La cantidad de hormonas sólo es importante cuando es d masiado grande o
pequeña. Cuando pequeña la pérdida de una gota de solu
significaría la
pérdida de una cantidad considerable de hormona en cuanto que la
administración de un gran volumen de solución se transformaría en un
problema difícil. Entonces, se recomienda que la cantidad varíe entre 1–5 ml.
7.3.2 PREPARACIÓN DE LA SOLUCIÓN DE HIPÓFISIS
Para determinar el dosaje tiene que ser considerado el peso, número y sexo de
reproductores.
Para macerar la glándula se usa un mortero y brazo de porcelana. Se colocan
las glándulas y se van humedeciendo con el diluyente, se agrega más diluyente
cuando se crea conveniente. Se usa jeringa graduada, retirar con la jeringa
toda la mezcla que se lleva a la centrífuga. Hecha la ntrifugación se colecta
con la jeringa la solución sobrante. Se puede también usar glicerina
adicionando una pequeña cantidad de macerado. Después
eso, se adiciona
el diluyente en cantidad necesaria y se colecta la solución con una jeringa
graduada, esta solución no precisa ser centrifugada, lo cual puede aplicar
inmediatamente.
Dó nde aplic ar la s o luc ión hipofis aria
De manera general, se aplica la hormona en los músculos dorsales encima de
la línea lateral y debajo de la parte anterior de la aleta dorsal. También se
acostumbra aplicar la hormona en la parte dorsal del pedúnculo caudal en caso
de peces sensibles. La hembra es colocada en una mesa cubierta con una
colchoneta, se procederá a suturar la abertura genital con 4 puntos formando
una X de adentro a afuera, para lo cual utilizaremos hilo de algodón ya que el
sintético puede ocasionar desgarramiento de la abertura genital; después se
procederá a aplicarle la hormona (ovudal o ovupet según sea el caso) en la
cavidad abdominal al nivel de la aleta pectoral; es una inyección intramuscular.
Fig N 6.7 SATURACION DE DE LA ABERTURA GENITAL PARA EVITARSE DERRAMEN LOS OVULOS
DURANTE LA INDUCCION
Fuente IIAP (2002)
FIG N 6.8 INYECCION HORMONAL A UN REPRODUCTOR DE COLOSSOMA
MACROPOMUN
Fuente IIAP (2002)
En los peces de escamas, la introducción de la aguja se debe aplicar entre la
superposición de las escamas.
También es común la aplicación intraperitoneal, debajo de las aletas
abdominales, en este lugar se evita el reflujo de la solución cuando
comúnmente se aplica en los músculos.
Para tener éxito en la hipofisación tiene que tomarse en consideración las
condiciones ambientales que son importantes, tales como: temperatura
adecuada, elevado tenor de O2 libre y tranquilidad.
Cuando un pez recibe tratamiento hormonal necesita de
del 50% de O2
que normalmente, pues su metabolismo es más acentuado, exigiendo ayor
demanda de este gas, esto también es válido en relación a temperaturas
elevadas. El exceso de manipulación resulta en mayor consumo de O2, siendo
por lo tanto necesario mantener a los peces en ambientes tranquilos
evitándoles traumas y con renovación constante y abundante de agua.
FIG 7.9 EJEMPLAR INYECTADO CON HORMONAS HIPOFISIARIA
FUENTE IIVITA UNMSM, (PUCALLPA, 2002)
7.4 USO DE LA GONADOTROPINA CORIÓNICA HUMANA (GCH)
La fase de pre-ovulación generalmente puede ser obtenida fácilmente
administrándose GCH, sin embargo, es más difícil alcanzar la plena ovulación a
través de este método en la mayoría de los peces, a pesar de que muchos
peces reaccionan positivamente.
Los peces bien preparados son los que ofrecen condiciones para desovar con
el uso de GCH.
El centro de investigaciones ictiológicas Rodolpho von Iherin, en el Nordeste de
Brasil, obtuvo éxito con Prochilodus ciare ns is , con aplicación únicamente de
GCH. Con Prochilodus arge nte us se obtuvo desove con aplicación de hipófisis
de peces en las dos primeras dosis, siendo que en la tercera, se hubo aplicado
GCH.
Ya con pirapitinga, se obtuvo desove en la primera dos
segunda con GCH.
con hipófisis, y en la
Así, para Coloss om a , recomendamos:
1a. dosis: 2 mg de hipófisis/1 kg de peso corporal
2a. dosis: 5 U.I/g de peso corporal
Se pude ir a una 3a. dosis con 5 U.I./g.
Intervalo de aplicación: 12 horas.
Los machos son inyectados cuando las hembras reciben su segunda aplicación
con dosis de 5 U.I./g. (Huet, M. 1970)
Ho ra g rado
Como normalmente el proceso final de maduración de los óvulos depende de la
temperatura del agua, el mismo lleva determinado tiempo para tal. Desde el
intervalo de tiempo entre la última aplicación de hormona y la ovulación total,
ese intervalo de tiempo es expresado en “hora grado”.
hora se mide
después de la última inyección hasta la completa ovulación. Se suman las
lecturas de cada hora para obtener la “hora grado”, esto ayuda al piscicultor a
saber exactamente cuando se debe de la ovulación de la última inyección. El
valor de la “hora grado” depende de la especie del pez, del tipo de tratamiento,
del tamaño de la hembra y si el pez comienza a desovar inmediatam
después de la ovulación o no.
En el caso de Colos s om a a temperatura de 28°C, la hora grado es 250–300.
7.5 DESOVE, FERTILIZACION E INCUBACION DE LOS PRODUCTOS
SEXUALES
Algunos peces no desovan naturalmente, aun cuando son inducidos a desovar
con aplicaciones de suero pituitario, como en el caso de tambaqui alcanza este
estadio. Con todo, para un mejor aprovechamiento de los productos sexuales,
la colección de este material puede ser realizado por extrusión.
La ovulación o proceso final de maduración de los óvulos no puede ser
interrumpido o anulado. Una vez iniciado el proceso lo óvulos tienen que ser
expulsados o sometidos al proceso de extrusión; si eso no ocurre, se torna
demasiado maduros, sin condición de ser fertilizados.
De esta manera, toda hembra en esa condición tiene que sufrir esta proceso,
pues los ovocitos ya alcanzan el estadio de maduración que ocurre
inmediatamente.
Esta maduración sufre variaciones de acuerdo a la espe e, siendo que en los
peces tropicales eso ocurre más temprano que en los pe
de zonas
templadas.
La mayoría de los óvulos madura o se desarrolla y cae
la cavidad del ovario
al mismo tiempo, esto facilita la extrusión de modo que fluyen fácilmente.
El conocimiento de hora-grado del pez, ayuda a establecer la hora exacta de la
ovulación, dentro de una variación de 10–20 minutos en media.
En las hembras saturadas, la flacidez del vientre y la presencia de algunos
óvulos entre las saturas indicarían la maduración, estando en condiciones de
realizar la extrusión, a veces los machos son usados como indicadores para las
hembras maduras, inician el cortejo a las hembras maduras flanqueándolas
constantemente. (Santos, E. 1962)
Foto N 7.10 hembras reproductoras de Gamitana inducidas hormonalmente ya ovuladas listas
para el desove , se corta las suturas hechas en su abertura genital
FUENTE IVITA UNMSM ( 2002)
Para colectar los óvulos se hace uso de depósitos de plástico o de agata
limpios y secos. Se seca la hembra con una toalla suave eliminándose la orina
y cuidando de las suturas. Hembras maduras dejan fluir los óvulos en chorros
firmes y espesos. Resta apenas la última camada de óvulos que precisan sufrir
leve presión para su total retirada. Una extracción forzada indica que el pez no
está en condiciones y eso debe ser evitado, pues los óvulos no se presentarían
a fertilización.
FOTO N 7.11 DESOVE DE HEMBRAS DE GAMITANA
FUENTE IVITA UNMSM 2002
Simultáneamente, se junta el semen de los machos con el uso de pipeta
especial o cuchara. También se puede colectar el semen directamente de lo
macho, depositando sobre los óvulos recogidos mezcland lentamente los
productos con una pluma de pato o una cuchara de plástico; en ese caso
tienen que limpiarse y enjugarse a los machos.
FOTO N 7.12 ESPERMICION DE GAMITANA
FUENTE IVITA UNMSM (2002)
Poco después se va adicionando agua y con determinado
de 5 a 10
minutos, se colocan los huevos ya fertilizados en incubadoras. Incubadoras con
capacidad para 100 a 200 litros son las más indicadas. Nunca se debe colocar
más de 300.000 huevos en una incubadora de 200 litros. Al nacer, las larvas
pueden tener problemas con O2 disuelto en agua pudiendo morirse.
Inc ubac ión de los hue v os
Esa fase es de una importancia, pues la sobrevivencia
los huevos
dependerá de su buen desarrollo. Por lo tanto, la necesidad de cuidados,
especiales durante ese desarrollo, con la temperatura, oxígeno, etc., que
podrán intervenir en la calidad de los mismos es necesaria.
Durante esa fase se exige una elevada concentración de oxígeno, siendo que
en los estadios iníciales el consumo es insignificante, tornándose más
acentuado a medida que su desarrollo avanza.
La temperatura ejerce un papel muy importante, debiendo estar en niveles
idénticos a los del ambiente de origen de los peces, evitando excesos mínimos
o máximos, pues éstos irían a comprometer el éxito de su desarrollo
mal.
Otro requisito básico es la limpieza del agua exenta de plancton. Determinados
tenores de materia orgánica favorecerá el aparecimiento de innúmeros
problemas con adversas condiciones de control. De la misma manera, los
organismos constitutivos de plancton, tales como Copépodos, Cyclops pueden
destruir los huevos de manera considerable, pues al agarrarle a los huevos las
partes de ese organismo de suma aspereza, destruyen la membrana del huevo
matándola ( Woynarovich, E. y Horvath, A. 1983,)
La manutención de un flujo contante de agua, eliminará las sustancias tóxicas
producidas por las huevos, tales como CO2 y NH3que podrían comprometer la
vida de los mismos.
De todas maneras el flujo del agua debe ser controlado para evitar los choques
mecánicos que podrían en riesgo los huevos de los peces, en sus primeras
fases de segmentación celular hasta mórula son extremadamente sensibles.
Además los cambios gaseosos son más intensos cuando los huevos ingresan a
la fase de blástula, necesitando de mayor concentración de oxígeno.
Cuando se refiere a luminosidad, los huevos y larvas de algunas especies de
peces, son sensibles a los rayos ultravioletas, como consecuencia, deben ser
protegidos de los excesos de luz.
7.6 SISTEMAS DE REPRODUCCIÓN , INCUBADORAS
Varios son los tipos de incubadoras que podrán ser usadas en la incubación de
huevos y larvas de peces del género Coloss om a , que poseen huevos libres y
de densidad mayor que la del agua. Con todo, la forma
es la cónica, con
parte del cuerpo cilíndrica (10 %) y la restante cónica (90%) ese formato ayuda
considerablemente a mantener las larvas en constante movimiento, evitando
así que los huevos se depositen en el fondo de la incubadora, lo cual sería
perjudicial para los mismos. Antes de la absorción del saco vitelino el
movimiento de larvas es en sentido vertical con impulsos periódicos.
Es recomendable el uso de incubadoras hechas de fibra de vidrio, por ser
resistentes y livianas, fáciles de ser transportadas, ncubadoras de zinc pueden
ser usadas siempre que la parte interna sea pintada neutra. Ambas pueden ser
confeccionadas artesanalmente para disminuir considerablemente los costos.
La entrada del agua deberá ser colocada en la parte inferior de la incubadora
con el uso de ducha doméstica, de manera que el flujo del agua en movimiento
sea en sentido vertical, de abajo para arriba. La salida del agua se dará por
encima de la incubadora, teniendo cuidado de usar un tela de
lla de 350–
400 micras, a fin de impedir la fuga de huevos o larvas permitiendo con esto
que el flujo del agua no sea interrumpido. Mallas de e dimensión favorecer´
el pasaje de los residuos de la desintegración de la cámara de los huevos. El
implemento de ese flujo ocasionará el rebalse de agua con la inevitable pérdida
del material de incubación.
FOTO N 7.13 INCUBADORAS PARA HUEVOS FERTILIZADOS DE GAMITANA
Fuente IVITA UNMSM (2002)
Filtrado de agua para la inc ubac ió n
Unos de los problemas graves durante la fase de incuba
es la presencia
de organismos indeseables como Cyclops que ocasionan daños en los huevos
y larvas de peces, causándoles la muerte. La construcc
az de
retener esos organismos se hace necesaria. Deberá ser construido en ladrillos
y concreto, constando de secciones individuales con arena gruesa y varillas
sólidas con dimensiones de acuerdo con las necesidades de uso el agua
destinada a las incubadoras deberá pasar por ese filtro.
Pe rmane nc ia de larvas e n las inc ubado ras
Larvas de peces del género Colos som a mantienen el saco vitelino hasta el 5°
día de vida. Entretanto, en el 3° el mismo ya se reduc bastante en esa fase,
pues el pez ya posee abertura bucal, alimentándose simultáneamente del
medio interno y externo, nada en sentido horizontal y
alimento del
medio ambiente, pudiendo darse a las larvas, huevo cocido licuado varias
veces al día. La ración del huevo no deberá pasar del 3° día, ya que ocasionará
la muerte de las larvas que tendrían dificultad en digerirlos y cuyo uso se hace
para distender el intestino facilitando el paso del alimento. Se puede ofrecer
zooplancton filtrado en mallas de 60 a 80 micras, con
o se trata de un
trabajo lento y oneroso.
La ideal sería que en el cual irán a residir las larvas, éstas encuentren
abundante alimentación, indispensable para un rápido desarrollo, evitando
posibles problemas por la deficiencia de alimentación.
Cultiv o de larvas e n v iv e ro
Aquí reside básicamente el éxito de toda la crianza, e implica cuidados
especiales.
La colocación de larvas en vivero, se dará entre el 3° y 4° dóas de vida,
muchas veces para evitar la predación de copépodos las larvas son
mantenidas en incubadoras no mas de 48 horas. En esa fase la reserva
nutricional todavía es suficiente para la manutención de la larva.
La mejor hora para poblar de larvas el vivero, será por la mañana, cuando la
temperatura esté baja y sin problemas de choque ambiental.
La colecta de larvas será hecha mediante sistema de sifonaje y con mangueras
de plástico, de la incubadora a baldes del mismo material, teniéndose cuidado
de evitar choques mecánicos durante esa manipulación pueden ser utilizados
también sacos plásticos. Al llevar los recipientes con las larvas para el vivero,
se debe dejar fluir el agua lentamente en los anaqueles, a fin de equilibrar la
temperatura del agua de esa manera, las larvas van siendo colocadas también
en el vivero, Retornando del balde o saco de agua.
Es evidente que para recibir las larvas, el vivero deberá estar debidamente
preparado, consistiendo en:
a. Graduación del lecho del vivero.
b. Aplicación de abono orgánico e inorgánico esparcido en todo el área del
vivero, la cantidad dependerá del tipo de suelo y edad de cada vivero,
dos a tres toneladas por hectárea durante la primera aplicación. La
experiencia de cada piscicultor establecerá la manera correcta de
abonar y la frecuencia con que se haga. El abonamiento a base de
fosfato es necesario para la formación de fitoplancton, que servirá de
alimento a los rotíferos que, a su vez constituyen el limento inicial de
las larvas durante los seis primeros días de vida en el vivero.
c. Se debe llenar el vivero gradualmente, para que haya una concentración
gradual de zooplancton al alcance de las larvas, éstas, por su tierna
edad, no poseen energía suficiente para su locomoción en volúmenes
mayores para procurar su alimento por sí mismas. Cada día se eleva el
nivel del agua de tres o cinco centímetros, de preferencia de noche, para
que muy importante es el tamaño de los viveros para la crianza de
larvas; éstos deberán ser con dimensiones de 1.000 a 2.000 m 2 cada
uno, de mayores extensiones están sujetos a los viveros que causarían
choques mecánicos con la consecuente mortalidad de las larvas.
Después del surgimiento de organismos constituyentes de zooplancton,
se hace una selección de los mismos con el uso de insecticidas;
Dipterex (1 ppm), Folidol, etc., eliminando los copépodos y cladóceros;
los cladóceros son consumidores en potencia de fitoplancton, alimento
substancial de los rotíferos y los copépodos que son predadores de las
larvas de peces. Tampoco pueden por su tamaño ser ingeridas por
larvas de poca edad, pues la boca de las mismas no poseen la abertura
suficiente para esa función. Los copépodos constituyen también
predadores de rotíferos.
Una manera de eliminar los organismos predadores de larvas de
Coloss om a , es el uso de cal viva, sin tener que sufrir hidratación. De
esta forma, el cuidado que debe tenerse en el momento
su
adquisición debe ser enorme; la cal hidratada no causa ningún efecto en
los predadores de larvas de peces.
La cantidad de cal usada es aproximadamente de 200 a 400 g / m 2,
esparcida en el lecho húmedo del vivero. constatada la eliminación de
predadores (ninfa de Odonata, disticida, rantara, peces, etc.) el residuo
de cal podrá ser eliminado haciendo un lavado del vivero antes del
relleno normal del mismo. con la cal efectuando la eliminación del
zooplancton y pasado el efecto residual de la misma, se podrá efectuar
la inoculación de rotíferos capturados en otros viveros, filtrados en
mallas de 60 a 80 micras. En poco tiempo estará restablecida la fauna
planctónica del vivero.
d. La densidad es, generalmente, entre 100 a 100 larvas/m 2. Debe tenerse
todo cuidado con cantidades excesivas de larvas, pues
podría
implicar en una reducción del crecimiento de las misma causado por el
poco volumen alimenticio. También el exceso de larvas, puede traer
consigo el consumo exagerado de oxígeno, el de la fauna planctónica
que favorecería el aparecimiento de “blooms” de algas
civas.
Constada esa densidad elevada, deberá efectuarse previamente
preparados para recibirlos.
e. Algunos criadores prefieren alimentar a los pequeños alevines después
de los seis días en los mismos viveros, pero la mayoría prefiere hacerlo
después de completar de los seis días en los mismos vi
pero la
mayoría prefiere hacerlo después de completar el mes estabulado. Se
usa una ración finamente molida, con alto poder proteico (42%) que
puede ser colocada en determinados puntos del vivero, inicialmente en
márgenes humedecidos.
La aplicación deberá ser varias veces al día, siempre
el cuidado de no
excederse para evitar poluciones con el vivero. Usase también cuando se
retiran las larvas de las incubadoras, la yema de huevo cocida liquidificada para
enjuagar el vivero, ello causará el mismo efecto explicado ya anteriormente.
Después de una semana de vida en el vida en el vivero, las larvas ya estarán
aptas para alimentarse con organismos mayores; a esa altura o nivel, la fauna
de rotíferos ya deberá estar bastante reducida por la ción de los peces, bien
como por la presencia de copépodos.
REFERENCIAS BIBLIOGRAFICAS
Da Silva, A.B. 1981, Cultivo de Espécies Nativas de Aguas Cálidas. Parte 1.
Instituto del Mar del Perú. FAO, Proyecto PDUD/FAO-PER/76/022.
Traducción y Edición del Editor Científico A. Landa C. Callao-Perú.
Da Silva, A.B.; Sales, A.C. y Moura, J.H.S. 1987, Relatório sobre treinamento
operacional em Psicicultura na Hungria. DNOCS, 2a. Directoria Regional.
Datilografado. 13pp.
Bardach, J.E.; Ryther, J.H. y Mc Larney, W.O. 1973, Aquaculture. The Farming
and Husbandry of Freshwater an Marine Organisms. Wiley Interscience. A
division of John Wiley & Sons, Inc. USA.
Castagnolli, N. y Cyrino, J.E.P. 1986, Piscicultura nos Trópicos. Editora Malone.
Huet, M. 1970, Text Book of Fish. Fishing News (Books). Translated by Henry
Kahn. London, England.
Santos, E. 1962, Peixes da Agua Doce. Zoologia Brasílica II. Briguiet & Cia.
Editores. Rio Rio de Janeiro. 2a. Edidiçâo.
Woynarovich, E. y Horvath, A. 1983, Propagaçâo artificial de peixes de águas
tropicais. Manual de Extensâo. FAO/CODEVASF/CNPq. Traduçâo Vera
Lúcia Mixto Chama. Brasília.