M-107 - Universidad Nacional del Nordeste

Resumen: M-107
UNIVERSIDAD NACIONAL DEL NORDEST E
Comunicaciones Científicas y Tecnológicas 2006
Flebótomos de áreas endémicas de leishmaniasis tegumentaria americana (LTA)
en Corrientes, Argentina.
Borda, C. Edgardo - Ramirez Farías, M. Rocío - Rea, María F.
Centro Nacional de Parasitología y Enfermedades Tropicales (CENPETROP).Facultad de Medicina, UNNE
Santa Fé 1432, Corrientes Argentina cborda@med.unne.edu.ar
Introducción
La leishmaniasis es una zoonosis endémica en la región nordeste de nuestro país transmitida por insectos
hematófagos. Si bien es conocida la clínica, ciertos aspectos de la ecoepidemiología en esta región son aún poco
conocidos.
Se sabe de la existencia de los transmisores de la leishmaniasis en la Argentina. Sin embargo, en la región
subtropical del nordeste del país, no se habían realizado estudios de la enfermedad y de la fauna de flebótomos, hasta la
última década del siglo pasado. (1, 2, 3)
Actualmente, se conoce que existieron casos y se identificaron a sus probables transmisores, en varios departamentos
de la provincia de Corrientes (4).
A partir de 1992, se realizan investigaciones sobre los vectores en zonas periurbanas de la ciudad de Corrientes,
demostrándose la presencia de cinco especies de flebótomos (Lutzomyia (Nyssomyia) neivai del complejo intermedia,
Lu. migonei, Lu. (Psathyromyia) shannoni y Lu. cortelezzi), potenciales transmisores de la enfermedad (5), pero se
desconocían las especies de la zona selvática. La oportunidad de contribuir a ese conocimiento, surgió cuando se asistió
a una religiosa ermitaña que había padecido leishmaniasis cutánea y, que vivía en un medio ambiente silvestre. Ese ha
sido el objetivo principal del presente trabajo y también estudiar la biología del insecto en condiciones experimentales.
De forma secundaria, se trató de capturar flebótomos en la zona urbana de la ciudad de Corrientes.
Materiales y Métodos
a)
Trabajo de campo
El desarrollo del trabajo, abarcó las actividades de capturar a los flebótomos y luego las de identificación y cría.
Para tales fines, se establecieron dos estaciones de captura:
Estación de captura 1: ubicada en el departamento de Itatí, en el subtrópico selvático y húmedo del territorio correntino,
en las cercanías del río Paraná, a aproximadamente 75km hacia el este de la ciudad de Corrientes. Desde la localidad de
Itatí, se llegaba a la vivienda de la ermitaña, atravesando una picada de 4km o navegando por el río.(FIGURA 1)
FIGURA 1: Situación geográfica de las estaciones de captura 1 y 2, elegidas para el estudio.
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Estación de captura 2: se estableció en el Jardín Zoológico de la ciudad de Corrientes, situado a orillas del mismo río.
Solamente en la primera se montó también un termohigrógrafo para registrar la temperatura y humedad ambiental.
Para atrapar a los insectos in-vivo se usó la trampa de Shannon (6), con el auxilio de una luz fría para atraer a los
insectos, y el capturador de Castro para retirar a los flebótomos. Entre las 19 y 21 horas de tres noches de los meses de
marzo y abril del 2006, se capturaron en la galería de la vivienda dos flebótomos, un macho y una hembra. Por la
escasez de esta captura y, para disponer de insectos vivos, se recurrió a las trampas de Falção (7) y CDC. Entre los
meses, de mayo y julio, se colocaron las dos trampas durante tres horas, capturándose ocho flebótomos (1♂ y 7♀) que
murieron durante el transporte. Posteriormente, se colocaron esas trampas toda la noche (18,45 a 6 hs), lográndose
atrapar siete insectos vivos (3 ♀ y 4 ♂).
Para disponer, de los flebótomos in-vitro, se utilizó la trampa de Rioux (8). Desde marzo y hasta julio, se colocaron
un total de 144 trampas, distribuidas cinco en la galería y tres en el interior de la vivienda (dormitorio, santuario y
baño). Los papeles, embebidos en aceite de ricino, eran retirados semanalmente y transportados al CENPETROP. De
esta estación de captura se obtuvieron un total de 177 ejemplares.
Por el contrario, en la estación de captura 2, después de haber colocado 90 trampas de Rioux, entre abril y julio del
2006, no se han conseguido aún capturar flebótomos.
b) Trabajo de laboratorio
Las actividades de identificación y cría de los insectos se llevaron a cabo en los laboratorios del CENPETROP.
Mantenimiento y cría de Lutzomyia en laboratorio
•
Insectario: Se acondicionó un ambiente termostatizado en el subsuelo del edificio (CENPETROP), de
aproximadamente 3x2m, que cuenta con las exigencias físicas para el desarrollo del ciclo biológico
(temperatura de 25ºC y humedad mayor a 60%) .
•
Recipientes de cría: Estos fueron fabricados usando envases pequeños de plástico transparente de diferentes
tamaños. En el fondo de cada recipiente se realizó un orificio, se lo ocluyó con cinta de papel y luego se lo
colocó sobre una superficie firme cubierta con papel de diario. Se vertió inmediatamente yeso blanco, de
secado rápido, hasta formar una capa delgada de 0,5 a 1cm, sacudiendo el envase en forma suave para evitar la
formación de burbujas. Por el orificio del fondo, y a través del yeso, se mantenía la humedad por medio de
algodones embebidos en agua. El orificio superior del envase fue tapado por medio de un trozo de media de
nylon. Para poder introducir y sacar a los insectos y alimentarlos se realizó otro orificio en la parte media de la
pared del envase.
•
Capturadores manuales: Se utilizó el capturador ideado por Castro. Este consiste en dos tubos transparentes de
vidrio, unidos por una manguera de goma. En la unión del tubo con la manguera de un lado, se coloca una
malla metálica y algodón, ello evita que el díptero capturado pase a la boca del operador.
•
Jaula de alimentación: Se confeccionó una estructura, con un velo de gasa blanco de 20cm2. En una las paredes
se adhirió, en un orificio de 5cm de diámetro, una manga del mismo material de 20cm de longitud, la que era
usada por la mano del operador. Esta estructura se mantuvo por medio de un armazón cuadrangular de barras
de hierro, en las que se sujetaban los extremos del velo.
Procesamiento de insectos capturados in Vitro
En el laboratorio, con el auxilio de un microscopio estereoscópico, se retiraron los insectos fijados en el papel de la
trampa de Rioux, utilizando un pincel embebido en alcohol 90°. Fueron separados por sexo y colocados en frascos tipo
penicilina conteniendo alcohol 70°, rotulados con datos sobre lugar de captura y fecha.
Luego fueron fijados y montados según la técnica siguiente:
1.Se colocó a los ejemplares en hidróxido de potasio al 10%, durante 24 horas para los machos y 3 horas para
las hembras, con el objeto de aclararlos.
2.Luego en ácido acético al 10% durante 20 minutos para ambos ejemplares (machos y hembras)
3.Seguidamente se lavaron con tres series de agua destilada de 15 minutos cada uno para ambos ejemplares.
4.Se deshidrató en una serie creciente de alcoholes (70°, 80°, 90°, 96° y absoluto) durante 15 minutos cada uno
solo a los machos.
5.Se conservaron a las hembras en lactofenol y a los machos en creosota por un tiempo mínimo de 24 horas.
6.Se montaron en Bálsamo de Canadá a los machos y en Berlése a las hembras, en portaobjetos, separándose la
cabeza y con las alas y patas extendidas.
7.Por último se dejó secar los preparados a temperatura ambiente por 72 horas para luego identificarlos de
acuerdo a claves específicas (9, 10, 11).
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Procesamiento de insectos capturados vivos
En el ambiente de cría se alimentó a los flebótomos colocándolos en la jaula donde previamente fue colocado un
hámster, anestesiado con pentobarbital (0.20 ml/100g IM), durante aproximadamente una hora.
Después se colocaron los insectos en los recipientes de apareo. En estos se pusieron algodones embebidos en
solución azucarada que se cambiaron, día de por medio, para evitar la formación de hongos.
Resultados
De los 177 ejemplares capturados, han sido identificados como pertenecientes al género Lutzomyia 124 (CUADRO
1). De éstos eran Lu. (Helcocyrtomyia) quinquefer 110 (89%), 5 (4%) Lu. migonei, 1 (1%) Lu. (N.) neivai del complejo
intermedia y 8 (6%) Lu. sp. sin determinar la especie por el deterioro del material. La mayoría estaban activos dentro de
la vivienda, ya que el 75% habían sido atrapados en el baño y en el dormitorio, y solo el 25% restante en la galería. Se
detectó un predominio de los ejemplares hembras, principalmente en Lu.(H.) quinquefer (65%) sobre los machos (35%).
Quedaron vivos solamente una pareja de los especimenes que sobrevivieron a la captura y con ellos, después de
alimentarlos, se espera formar una colonia.
CUADRO 1- Número y porcentaje de especies de Lutzomyia capturados según el sexo,
en zona selvática del departamento de Itatí, Corrientes (abril, mayo, junio y julio de 2006)
Macho
Hembra
Total
Especie
N° %
N° %
N° %
L.(H.) quinquefer
30 24
80 65
110 89
L.(H.) migonei
5
4
5
4
P. neivai del complejo intermedia
1
1
1
1
Lutzomyia sp
1
1
7
6
8
6
Total
37
30
87
70
124 100
Discusión
Se ha podido demostrar que en la zona selvática del subtrópico húmedo del norte de la provincia de Corrientes
existen varias especies de Lutzomyia, algunas ya descriptas por Borda et al. (op. cit), pero, en áreas suburbanas. Sin
embargo, hay que agregar a Lu. (H.) quinquefer, especie encontrada por segunda vez en la Argentina. En 1929 Dyar
(12) la describe en la zona selvática de las Cataratas del Iguazú en la provincia de Misiones. Por otra parte, esa especie
existe en varios estados endémicos de leishmaniasis en el Brasil como Ceará, Río de Janeiro, Minas Gerais, Goias,
Mato Grosso (11). Por su abundancia en el medio silvestre en donde habita la ermitaña, se estima probable que pueda
cumplir un rol como transmisor de la enzootia en ese nicho ecológico. Por otra parte, llama la atención su abundancia
dentro de la vivienda en una zona muy rica en animales silvestres (mamíferos y aves) que pueden servirle como fuente
de alimento. De acuerdo a estos estudios, esos insectos aparecen activos durante el otoño y el invierno. Si bien resultó
paradojal que la temperatura media de la primera estación fue un poco más baja (14,7°C) que la segunda (15,2°C). En
ambas estaciones la humedad relativa fue elevada oscilando entre 86,1 a 88,9%.
Bibliografía
1- Mazza S. Consideraciones sobre flebótomos encontrados en Tabacal y el papel de estos dípteros en la transmisión de
la leishmaniasis. Bol. Inst. Clin. Quir., Buenos Aires, Argentina, 1927, 2:310-317.
2- Romaña C, Nájera L., Conejos M., Avalos J W. Leishmaniasis tegumentaria en perros de Tucumán. Foco doméstico
de leishmaniasis. Ins. Med. Regional. Publicación, 1949.489, Vol.2 (3):283-302.
3- Shannon, R.C. y Ponte E. del (1927). Cuatro notas sobre especies nuevas de dípteros nematóceros, hematófagos o
no, en la Republica Argentina. Rev. Inst. Bacter.,4: 724-736
4- Borda CE, Rea MJF, Rosa JR, Mosqueda LA y Gené CM. “Investigaciones sobre leishmaniasis en la provincia de
Corrientes. Zoonosis y Enfermedades Emergentes. 1ra edición, pág 193-198, abril 1998, Buenos Aires, Argentina.
5- Borda CE, Rea MJF, Rosa JR, Mosqueda LA y Gené CM “ Leishmaniasis and Lutzomyia in the northeast of the
Argentina (Corrientes)”. Internacional Symposium Phlebotomine sandflies, 23-27 de agosto de 1999, Montpellier,
France. Resúmen pág. O 39. Rosa JR, Rea MJF and Borda CE. “Biology of Lutzomyia migonei vector of the
cutaneous leishmaniasis in northeast of Argentina” Pág. 1669, Entomol. Vect. 9 (supl) ISOPS IV, 2002.
6- Shannon, R. C. (1939). Methods for collecting and feeding mosquitoes in jungle yellow fever studies. Amer. J.
Trop. Med., 19:131-138.
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7- Falcão, A.R. 1981- Um novo modelo de armadilha luminosa de sucção para pequenos insetos. Mem. Inst. Oswaldo
Cruz, rio de Janeiro, Vol. 76 (3): 303-305, jul./set.
8- Rioux, J.A.; Golvan E. “Epidémiologie des Leishmaniasis dans de sus de France”. Monographic INSERM 37, pp
223, 1969.
9- Forattini O . “Entomologia médica”, 4° volumen, Ed. Blucher, São Paulo, Brasil 1973.
10- Young, DG; Duncan, MA “Guide to identification and geographic distribution of Lutzomyia sand flies in México,
the West Indies, Central and South América (Diptera: Psycodidae)”. Associated Publishers, marzo 1994.
11- Vianna Martins A, Williams P Lima Falcão A “American Sand flies (Diptera: Psychodidae, Phlebotominae)..
Academia Brasileira de Ciencias, Rio de Janeiro, 1978.
12- Dyar, H. G. (1929) The present knowledge of the American species of Phlebotomus Rondani (Díptera,
Psychodidae). Am. Jl. Hyg., 10: 112-124.
Agradecimientos: hermana Maria Teresa de Dios por facilitarnos su vivienda para la captura de los flebótomos, a la
Prefectura Nacional Marítima y al Sr. Luis Arnaldo Mosqueda por su colaboración técnica.