observación de células parenquimáticas

PRÁCTICAS BIOLOGÍA COLEGIO MARAVILLAS
© Miguel Conesa 3ªed
PRÁCTICA nº 16
OBSERVACIÓN DE TEJIDOS PARENQUIMÁTICOS y DE
TEJIDOS DE SOSTÉN
Materiales:
Microscopio
Materiales de disección. Porta y cubreobjetos
Pocillos de porcelana para tinción
Cuchillas
Agua destilada
Verde brillante o Carmín
Sudán III Lugol
Hematoxilina de Hansen
Hojas de lirio, lechuga, adelfa, malva etc.
Mesocarpio de pera, aceituna, cáscara de nuez antes de su maduración.
Alcohol de 70°
Método
TEJIDO COLENQUIMATICO
Realizar cortes transversales de tallos o peciolos de las plantas indicadas con
anterioridad.
o Recoged los cortes en agua
o Fijar los cortes en portaobjetos con alcohol de 70°
o Después de lavar con agua teñir con Verde brillante o Carmín alumínico
durante 15 m.
o Lavar en agua, escurrir la preparación. Añadir glicerina y observar al
microscopio.
o Observar las zonas externas del corte, correspondiente al tejido
colenquimatoso. Observar los depósitos de celulosa en las membranas
celulares.
TEJIDO PARENQUIMATICO
o Practicar cortes transversales muy finos en hojas de diferentes plantas:
Lirios, hiedra, pino etc.
o Recoger los cortes en agua y elegir los más finos
o Colocar los cortes en el portaobjetos, añadir agua y observar al
microscopio.
o En el caso de que el estudio se realice sobre tubérculo de patata se
procederá a teñir las preparaciones una vez fijada con alcohol de 96°
,con Verde brillante durante 1 m.
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o Lavar profundamente y volver a teñir con Lugol para colorear los
depósitos de almidón.
En el caso de la observación de esclerénquima de frutos se procede a rascar
con la punta del escalpelo el mesocarpio, el producto obtenido se reparte en el
portaobjetos con la ayuda de la aguja enmangada. Posteriormente se observa
al microscopio.
En el caso del estudio del mesocarpio de aceitunas se procederá de la forma
siguiente: Una vez practicados los cortes se fijan con alcohol de 50°,
posteriormente se tiñen con Sudan III y lavado con agua destilada. La
coloración se hace con Hematoxilina de Hansen durante 5 minutos. Lavar con
agua destilada abundantemente, montar y observar al microscopio.
Resultados:
Las grasas aparecen siempre teñidas de un color anaranjado, la cutícula
anaranjado suave y las membranas de las células parenquimáticas de color
violeta a veces poco intenso.
Realizar dibujos de diversos campos microscópicos a diversos aumentos de
distintos tipos de materiales • Indicar en cada caso las estructuras observadas.
MERISTEMOS APICALES
Los meristemos son conjuntos de células perennes de las que se producen
nuevos tejidos y órganos.
Existen dos clases de meristemos: primarios y secundarios.
Los meristemos primarios se pueden considerar como "masas" celulares
constituidas por células indiferenciadas de multiplicación continuada. La forma
de estas células es generalmente cúbica de núcleos grandes y paredes
delgadas. Los meristemos primarios son los que aparecen en primer lugar y se
les denomina meristemales, ya que se localizan en el extremo de la raíz y del
tallo , son los que producen el crecimiento en longitud.
Además de estos meristemos, existen otros en el cuerpo vegetativo, que son
los meristemos secundarios o laterales, responsables del crecimiento en
grosor.
Materiales
Microscopio
Porta y cubreobjetos
Microtomo de mano
Elementos de disección
Frascos lavadores
Pinza de precisión
Alcoholes de 70°,80°,90° y 96° y absoluto. 1
Alcohol-xilol
Parafina
Hematoxilina de Hansen.
Orceina acética al 2%
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Método :
1) Fijación.
Fijar una célula consiste en conservarla en un estado lo más parecido posible
al estado vivo. En la práctica se trata de protegerla de ataques bacterianos;
evitar la auto lisis de los constituyentes fundamentales; insolubilizar los
constituyentes celulares; evitar distorsiones y retracciones, pero sobre todo
unas células fijadas correctamente debe permitir posteriores tratamientos.
La fijación de los meristemos apicales se hace introduciendo éstos en alcohol
de 70° durante un día o más. Si se trata de ápices de raíz de monocotiledóneas
es suficiente con unas horas.
2) Deshidratación :
La deshidratación tiene como misión eliminar completamente el agua contenida
en los tejidos ya que la parafina no es soluble en agua • Si el tejido no
estuviese deshidratado la parafina no podría penetrar y no sería posible la
inbibición.
Para la deshidratación pasamos los ápices por una serie de alcoholes,
concretamente estarán 30 minutos en cada uno de los alcoholes y tres pasadas
por el alcohol absoluto.
3) Clarificación.
Como la parafina tampoco es soluble en alcohol es necesario sustituir éste por
un disolvente de la parafina, los empleados más comunes son el xilol y el
benceno. Para ello es necesario pasar los ápices a un frasco con una mezcla
1:1 de xilol - alcohol durante media hora y posteriormente al xilol puro durante
otra media hora. Este tiempo de exposición al xilol debe ser exactamente
medidos.
4) Inbibición.
La impregnación por parafina y la eliminación del xilol debe ser gradual, por
tanto pasaremos los ápices a una mezcla de xilol-parafina a partes iguales
contenida en una cápsula de porcelana es una estufa a 58°C. durante media
hora. Posteriormente se pasará a parafina pura también en estufa. Para que
sea eliminado totalmente el xilol, habrá que hacer tres pases por parafina pura,
como mínimo tres horas cada uno.
Todos los pases en la estufa se harán con las pinzas calientes, tomando la
precaución de dejarles dentro de la estufa media hora antes; de esta manera
evitamos que solidifique la parafina en las puntas de las pinzas y se dificulte el
pase de los ápices.
5) Inclusión.
Una vez orientadas las piezas antes de que solidifique la parafina se sacan de
la estufa para que solidifique la capa superior del molde, posteriormente se
sumergen en un cristalizador con agua para que acabe la cristalización.
6) Cortes.
Se utiliza el microtomo de mano, efectuando cortes de 0,1 mm, tanto
longitudinalmente como transversalmente. Para la realización de los cortes
utilizar una cuchilla de microtomo nueva o recién afilada.
7) Colocación de los cortes en el portaobjetos.
Para facilitar la adherencia de la cinta de parafina de los cortes a los
portaobjetos, se extenderá sobre ellos líquido de extensión. El más empleado
de ellos es la albúmina-glicerada de Mayer. Posteriormente se coloca una
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gotita de ésta solución y la extenderemos sobre el portaobjetos con una varilla
de vidrio, de forma que quede una película lo más fina posible.
La albúmina glicerada de Mayer la emplearemos sin diluir, porque después hay
que sumergir los portas en agua para recoger los cortes. Una vez recuperados
se colocan los portaobjetos en estufas a 58°C., esta temperatura tiene dos
funciones: en primer lugar hace que la parafina se estire más sobre el porta y
se facilite el desparafinado posterior; y en segundo lugar hace que la pequeña
película de albúmina del líquido de extensión coagula y pegue los cortes al
portaobjetos.
9) Tinción.
Se desparafina con dos pases de Xilol de 15 minutos cada uno.
Posteriormente se hace una pasada de cinco minutos por la serie de alcoholes
pero empezando por el absoluto y acabando por el de 70°. Después se lavan
profusamente. La coloración se hará con Hematoxilina de Hansen durante 10
minutos. En este momento las preparaciones se montan con Bálsamo de
Canadá hasta su cristalización.
Observación :
Observar los cortes al microscopio, primero con menor aumento para tener una
visión de conjunto. Luego emplearemos los objetivos de mayor aumento, para
estudiar con detalle la morfología de las células meristemáticas.
Dibujar una vista de conjunto, en corte longitudinal y transversal, finalmente
algunas células típicas aisladas con mayor aumento.
Colénquima y floema
Xilema y floema secundario