EFECTO DEL TRATAMIENTO CON ALTRENOGEST ORAL

EFECTO DEL TRATAMIENTO CON ALTRENOGEST ORAL, BENZOATO DE
ESTRADIOL y hCG SOBRE LA SINCRONIZACION DEL CELO Y OVULACIÓN
EN YEGUAS CRIOLLAS EN EL CRIADERO LAS TINAJAS, MUNICIPIO DE
PUERTO BERRIO ANTIOQUIA.
JUAN CARLOS ECHEVERRI HOYOS
UNIVERSIDAD DE CIENCIAS APLICADAS Y AMBIENTALES U.D.C.A.
FACULTAD DE CIENCIAS AGROPECUARIAS
MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA
BOGOTA D.C.
2008
2
EFECTO DEL TRATAMIENTO CON ALTRENOGEST ORAL, BENZOATO DE
ESTRADIOL y hCG SOBRE LA SINCRONIZACION DEL CELO Y OVULACIÓN
EN YEGUAS CRIOLLAS EN EL CRIADERO LAS TINAJAS, MUNICIPIO DE
PUERTO BERRIO ANTIOQUIA.
JUAN CARLOS ECHEVERRI HOYOS
Tesis de grado presentada como requisito para optar al título de
Médico Veterinario Zootecnista
Director
Juan José Molina Echeverri
Médico Veterinario Zootecnista
Jorge Torres Vanégas
Médico Veterinario
UNIVERSIDAD DE CIENCIAS APLICADAS Y AMBIENTALES U.D.C.A
FACULTAD DE CIENCIAS AGROPECUARIAS
MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA
BOGOTA D.C.
2008
3
Nota de aceptación
___________________
___________________
____________________
Jurado
________________
Jurado
Bogotá, Mayo de 2008
4
_____________________
Director
_____________________
Director
______________________
Decano de Carrera
Bogotá, mayo de 2008
5
DIRECTIVAS DE LA UNIVERSIDAD DE CIENCIAS APLICADAS AMBIENTALES
Rector:
Dr. Germán Anzola Montero
Vicerrector Académico
Dr. Carlos Adolfo Arenas
Vicerrector de Investigaciones
Dr. Ramses Hakin Murad
Decana de M.V.Z.
Dra. Sandra Ujueta Rodríguez
6
AGRADECIMIENTOS
Al
Dr. Jorge Torres Vanegas. Médico Veterinario Universidad de Ciencias
Aplicadas y Ambientales U.D.C.A. Por su gran ayuda, colaboración y disposición en
la dirección de este trabajo.
Al Dr. Juan José Molina Echeverri. Médico Veterinario Zootecnista. Director de
investigación Laboratorios Intervet.
Por su colaboración en todo el proceso de
realización del trabajo, realización del protocolo para el estudio y dirección del
trabajo.
Al Dr. Jorge Iván Molina Echeverri. Médico Veterinario Zootecnista. Veterinario
Agropecuaria Las Tinajas por la colaboración para la realización del trabajo en este
criadero.
A Laboratorios Intervet por permitirnos realizar la investigación con sus productos y
su nombre.
A todos los docentes que a lo largo de la carrera compartieron sus conocimientos
sobre reproducción animal.
7
A Gustavo Posada, propietario del criadero Las Tinajas en Puerto Berrio (Antioquia)
por permitirme utilizar las yeguas de su criadero en el presente estudio.
Al Dr. Pedro David Mújica por la ayuda prestada durante todo el proceso de la
realización del trabajo de campo.
A todos los trabajadores de la empresa Las Tinajas que colaboraron en el manejo
de los animales.
Al Dr. Mauricio Ruge Suárez por ser el docente que durante la carrera guío los
conocimientos de reproducción.
A todas las personas que de alguna forma contribuyeron en la realización y
culminación de este trabajo.
Juan Carlos
8
DEDICATORIA
A mis abuelos que desde pequeño formaron en mí la pasión por los animales y han
dado su apoyo incondicional.
A mi mamá por ser esa fuerza que tengo para seguir adelante con mis logros.
A mis hermanas por darme esa compañía y apoyo cuando la he necesitado.
A mi papá que me dio todo el apoyo para el estudio, se ha preocupado durante toda
la vida por sacarme adelante y darme todas las enseñanzas necesarias para ser
una mejor persona cada día.
A mis compañeros que durante la carrera me acompañaron durante todo el proceso
de formación universitaria y compartieron conmigo todo los momentos
universitarios.
A mis amigos que me acompañaron durante los momentos de recreo y estudio y
que hicieron más agradable la etapa universitaria.
A todas las personas que de cualquier forma estuvieron involucradas con mi
formación y aportaron para ser mejor cada día y llegar a ser un buen Médico
Veterinario Zootecnista.
Juan Carlos.
9
CONTENIDO
Pag
RESUMEN
17
INTRODUCCION
18
OBJETIVO GENERAL
22
Objetivos específicos
22
1
MARCO TEÓRICO
23
1.1
Pubertad
23
1.2
ANATOMIA DEL TRACTO REPRODUCTIVO DE LA HEMBRA
EQUINA
24
1.2.1
Vulva
25
1.2.2
Clítoris
25
1.2.3
Labios mayores y labios menores
26
1.2.4
Vestíbulo Vaginal
27
1.2.5
Vagina
27
1.2.6
Útero
28
1.2.7
Oviducto
30
1.2.8
Ovarios
32
1.2.8.1
Túnica albugínea
32
1.2.8.2
Médula ovárica
33
1.2.8.3
Corteza ovárica
33
10
1.2.8.4
Estroma Ovárico
33
1.2.8.5
Epitelio germinal
34
1.2.8.6
Fosa ovárica
34
1.2.9
Folículo ovárico
34
1.2.9.1
Células de la teca
35
1.2.9.2
Pared folicular
35
1.2.9.3
Células de la granulosa
35
1.2.9.4
Folículo primordial
36
1.2.9.5
Folículo secundario
36
1.2.9.6
Folículo terciario o vesicular
37
1.2.9.7
Líquido folicular ( en el antro)
37
1.2.9.8
Líquido folicular (entre las células de la granulosa)
37
1.2.9.9
Zona pelúcida
38
1.2.9.10
Folículo de De graff
39
1.2.9.11
Cuerpo hemorrágico
39
1.2.9.12
Cuerpo blanco
40
1.3
FISIOLOGÍA REPRODUCTIVA
42
1.3.1
Introducción
42
1.3.2
Hormonas de la reproducción
46
1.3.2.1
Hormonas hipotalámicas
47
1.3.2.2
Hormonas de la adenohipófisis
48
11
1.3.2.3
Hormona folículo estimulante (FSH)
48
1.3.2.4
Hormona luteinizante (LH)
49
1.3.2.5
Hormonas Neurohipofisiarias
51
1.3.3
Oxitocina
52
1.3.4
Relaxina
53
1.3.5
Inhibinas y Activitas
53
1.3.5.1
Inhibinas
53
1.3.5.2
Activinas
54
1.3.6
Prostaglandinas F2α
54
1.3.7
Progesterona
55
1.3.8
Estrógenos
55
1.3.9
Ciclo estral
56
2
REGUMATE®
61
2.1
Ventajas del uso de Regumate®
62
3
MATERIALES
64
4
METODOLOGÍA
65
4.1
Metodología estadística
65
5
CRONOGRAMA DE ACTIVIDADES
66
6
ANÁLISIS
68
6.1
ANÁLISIS ESTADISTICO
68
7
RESULTADOS
69
8
DISCUSIÓN
78
12
9
CONCLUSIONES
81
10
RECOMENDACIONES
83
11
BIBLIOGRAFÍA
84
ANEXOS
91
13
LISTA DE FIGURAS
Pág
Figura 1. Fotografía tracto reproductivo de la yegua.
24
Figura 2. Clasificación fisiológica y morfológica de los folículos ováricos.
41
Figura 3. Secuencia regular del ciclo estral de la yegua.
56
Figura 4. Perfiles hormonales y su relación con el desarrollo folicular y relación
de retroalimentación asociada con varios órganos reproductivos.
Figura 5. Diagrama del ciclo estral.
59
60
14
LISTA DE TABLAS
Pag
Tabla 1. Hormonas involucradas en la reproducción equina
43
Tabla 2. Reproducción en la hembra de diferentes especies.
45
Tabla 3. Cronograma de actividades.
66
Tabla 4. Días a la ovulación de cada una de las yeguas después del tratamiento
con Regumate®.
70
Tabla 5. Análisis estadístico de días a la ovulación después del tratamiento con
Regumate®.
70
Tabla 6. Días que se demoro el folículo desde finalizado el suministro de
Altrenogest hasta llegar a 35mm.
72
Tabla 7. Análisis estadístico de los días que tardaron los folículos para llegar a
35mm. después del tratamiento con Regumate®.
73
Tabla 8. Horas desde la inyección de Chorulon® hasta la ovulación para cada una
de las yeguas
74
Tabla 9. Análisis estadístico de las horas desde la inyección de Chorulon® hasta
la ovulación
74
Tabla 10. Tamaño del folículo al momento de la ovulación
75
Tabla 11. Análisis estadístico del tamaño del folículo al momento de ovulación. 75
Tabla 12.Crecimiento folicular en mm desde el día en que aparece el folículo
ovulatorio y la ovulación del mismo.
76
Tabla 13. Análisis estadístico del crecimiento folicular diario
durante el tratamiento.
77
15
LISTA DE GRÁFICAS
Pág
Gráfica 1. Días pos tratamiento en que las yeguas alcanzaron 35 mm de
diámetro folicular y la ovulación de el lote tratado
69
Gráfica 2. Crecimiento folicular de las yeguas una vez terminado el
suministro de Altrenogest
71
Gráfica 3. Días que tardaron los folículos para llegar a 35 mm. Después de
terminado el tratamiento con Regumate®.
73
Gráfica 4. Horas a la evolución pos administración de Chorulon® para cada una de
las yeguas.
74
Gráfica 5. Tamaño del folículo al momento de la ovulación.
77
16
LISTA DE ANEXOS
Anexo 1. Agropecuaria las Tinajas (Puerto Berrio - Antioquia)
Anexo 2. Brete para palpación.
Anexo 3. Toma de ecografías.
Anexo 4. Grupo de yeguas del estudio.
Anexo 5. Grupo de yeguas del estudio en su manada
Anexo 6. Yeguas del estudio
17
EFECTO DEL TRATAMIENTO CON ALTRENOGEST ORAL, BENZOATO DE
ESTRADIOL y hCG SOBRE LA SINCRONIZACION DEL CELO Y OVULACIÓN
EN YEGUAS CRIOLLAS DE PASO COLOMBIANO EN EL CRIADERO LAS
TINAJAS, MUNICIPIO DE PUERTO BERRIO ANTIOQUIA.1
Juan José Molina Echeverri2
Juan Carlos Echeverri Hoyos3
Jorge Torres Vanegas4
2008
RESUMEN
Uno de los principales problemas existentes en la práctica de campo es la
necesidad del uso de la ecografía para hacer diagnósticos precisos de los ovarios y
determinar el momento exacto de la ovulación, razón por la cual, la técnica de
inseminación artificial en yeguas se ha circunscrito a zonas urbanas donde los
propietarios de yeguas de alto valor económico pagan el trabajo realizado,
quedando fuera de esta tecnología, las yeguas de trabajo localizadas en la periferia
de la ciudad y zonas rurales donde la presencia de un profesional con ecógrafo es
prácticamente nula. El presente trabajo pretendió demostrar que el método de
sincronización de la ovulación utilizando Altrenogest oral (Regumate®) durante 10
días, unido a la aplicación de Benzoato de estradiol el día de inicio del primero y la
aplicación de hCG una vez se detectara la presencia de un folículo de 35 mm es
efectivo para realizar un manejo reproductivo más sencillo. Se trabajó con un grupo
de 10 yeguas en el criadero las Tinajas en Puerto Berrio Antioquia en donde se
obtuvo una media 18.2 días entre el inicio del tratamiento y la ovulación; un
diámetro del folículo al momento de ovular de 37.9 mm y un tiempo entre la
aplicación de hCG (en folículos mayores de 35 mm) y la ovulación máximo de 54
horas.
Se puede concluir que este tratamiento es eficaz para lograr la
sincronización de la ovulación en yeguas criollas en el lugar geográfico donde se
realizó la investigación.
Palabras claves: Sincronización, Anestro, Ciclo estral, Chorulon®, Altrenogest oral
1
Trabajo de grado en la modalidad de investigación
Director. Médico Veterinario Zootecnista Laboratorio Intervet
3 Estudiante último semestre, carrera Medicina Veterinaria y Zootecnia
4 Director. Médico Veterinario docente U.D.C.A.
2
18
INTRODUCCIÓN
La industria equina en nuestro país ha venido tomando un papel preponderante
dentro de las explotaciones pecuarias, no solo por la valiosa labor que realizan los
equinos en todas las áreas de trabajo donde son requeridos, sino también por el
alto valor económico que ha venido ganando en los últimos años la raza de Paso
Criollo Colombiano. Debido a esto, se han desarrollado nuevas técnicas para
mejorar la parte productiva y reproductiva de esta raza, y es en este
último
aspecto donde es necesario avanzar para aprovechar todo el potencial genético
que ya existe en nuestro país con esta raza.
De esta forma, con la finalidad de controlar el ciclo estral en la yegua, se han
desarrollado una serie de protocolos hormonales y de manejo con el fin de
manipular los procesos fisiológicos del aparato reproductivo de la hembra equina y
consecuentemente mejorar los resultados reproductivos. Sin embargo, el avance
en nuestro país ha sido muy poco. En cuanto al momento de la ovulación, se ha
generalizado el uso de Gonadotropina coriónica humana (hCG) para favorecer el
crecimiento final y la ovulación del folículo, sin embargo, para usar este protocolo,
la hembra debe ya estar en la etapa de celo y además requiere un tamaño folicular
mínimo de 35 mm de diámetro para lograr el efecto deseado (ALVARENGA 2006).
Actualmente, uno de los principales problemas existentes en la práctica de campo
19
es la necesidad del uso de la ecografía para hacer diagnósticos precisos de los
ovarios y determinar el momento exacto de la ovulación, razón por la cual, la técnica
de inseminación artificial en yeguas se ha circunscrito a zonas urbanas donde los
propietarios de yeguas de alto valor económico pagan el trabajo realizado,
quedando fuera de esta tecnología, las yeguas de trabajo localizadas en la periferia
de la ciudad y zonas rurales donde la presencia de un profesional permanente y con
disponibilidad de ecógrafo es prácticamente nula.
Con este incremento en la industria equina nacional en los últimos años, vemos
como la cantidad de animales registrados en las asociaciones equinas regionales
con verificación de parentesco por ADN aumentaron de solo 908 en el año 1996 y
2066 en 1997 a cifras de 8058 y 9027 en los años 2004 y 2005 respectivamente
(FEDEQUINAS 2006), este crecimiento aumentó
la demanda de trabajos de
Médicos Veterinarios dedicados a la clínica y por supuesto a la reproducción de
esta raza.
Actualmente se hace más evidente la necesidad de contar con técnicas y
productos farmacológicos que garanticen, con la mayor precisión posible, el
tiempo exacto en que un animal debe ser servido o inseminado; en este caso, se
usan productos análogos de la prostaglandina F2α para inducir la aparición del
celo en las yeguas y análogos de la hormona luteinizante (LH), en este caso
mediante la utilización de la Gonadotropina Coriónica humana (hCG) para la
inducción de la ovulación (MOLINA 2004)
20
La ultrasonografía se convirtió en una herramienta de gran ayuda para el trabajo
veterinario ya que es una técnica no invasiva que permite mejorar la evaluación de
los eventos reproductivos y facilitar el uso de nuevas biotecnologías reproductivas,
sin embargo, el alto costo de esta tecnología ha hecho que sea imposible su
masificación, quedando solo circunscrita a las zonas urbanas y suburbanas, por lo
cual, la gran mayoría de animales que se encuentran en áreas rurales del país,
deben ser trabajadas con métodos tradicionales donde el trabajo veterinario es
mínimo.
Una de las mejores opciones para facilitar el mejoramiento genético de la raza de
caballos de Paso Criollo Colombiano, es el desarrollo o adecuación de técnicas de
manejo farmacológico que permitan la manipulación del ciclo estral y el control del
momento de la ovulación para poder realizar los trabajos sin la necesidad, al
menos en parte, de elementos “costosos” como el caso de Ecógrafo, que impiden
el trabajo de estas técnicas a lo largo del territorio colombiano.
Uno de los métodos ampliamente utilizados en otros países, y en otras especies
como la bovina, es el uso de protocolos de sincronización a base de
progestágenos sintéticos de larga acción o acción constante (WILDE, 2002) que
traten de imitar la vida normal de un cuerpo lúteo. Una vez la acción de este
progestágeno desaparece, se permite el crecimiento normal de un folículo
pudiéndose prever, al menos en teoría, el tiempo en que este folículo alcanza
21
tamaño preovulatorio (SQUIRES, 1975), momento en el cual su ovulación puede
ser inducida en forma predecible con el uso de hCG y así determinar el mejor
momento para servir o inseminar artificialmente a esta hembra, sin la necesidad
de un monitoreo constante (MOLINA 2004).
22
OBJETIVO GENERAL:
Determinar el efecto del tratamiento con Altrenogest oral, Benzoato de Estradiol y
Gonadotropina Coriónica Humana (hCG) sobre la sincronización de celos y
ovulación en yeguas Criollas de Paso Colombiano en el criadero Las Tinajas,
municipio de Puerto Berrio Antioquia.
OBJETIVOS ESPECIFICOS:
Determinar el tiempo que tarda el folículo en alcanzar un tamaño preovulatorio (35
mm) después de finalizado el tratamiento con Regumate® (Altrenogest oral) y
Benzoato de Estradiol.
Determinar el tiempo de ovulación de los folículos preovulatorios (35mm) después
de la administración de Chorulon® (hCG).
Determinar un protocolo de sincronización de celos y de ovulación para hacer
Inseminación a ciegas en yeguas Criollas de Paso Colombiano.
23
1. MARCO TEORICO
1.1 PUBERTAD
El enfoque moderno de la reproducción equina exige un amplio conocimiento de
los órganos que conforman el tracto reproductivo de la hembra, su funcionamiento
y el rol que desempeñan las diferentes hormonas sobre las estructuras
anatómicas, las cuales están íntimamente relacionadas y tienen una actividad
dinámica entre sí.
Pero antes de hablar de las estructuras anatómicas y su función reproductiva, es
necesario identificar
el momento en que la yegua alcanza la pubertad,
correspondiendo al período fisiológico en que la hembra es capaz de manifestar
secuencias completas de comportamiento sexual (HAFEZ, 1996), producir su
primera ovulación y tener la capacidad de quedar preñada. La pubertad es
alcanzada en las yeguas criollas colombianas entre los 18 y 36 meses de edad,
influyendo en la presentación de la pubertad factores ambientales, nutricionales y
sanitarios que aumentan o disminuyen este intervalo de tiempo (HAFEZ, 1996).
Luego que la yegua alcanza su madurez y competencia reproductiva, inicia el ciclo
estral, el cual está influenciado por las condiciones climáticas del lugar donde se
encuentra, en el caso de países con estaciones se denomina ciclo poliéstrico
24
estacional, dado que la hembra presenta varios ciclos reproductivos en una
determinada estación del año, generalmente entre abril y octubre; mientras que en
países tropicales y subtropicales se caracteriza el ciclo por la presentación de
varios calores en el año, siendo mayor la dinámica reproductiva en épocas de
verano en donde las horas luz diarias son mayores, denominándose en este caso
ciclo poliéstrico anual (HAFEZ, 1996).
1.2 ANATOMÍA DEL TRACTO REPRODUCTIVO DE LA HEMBRA EQUINA.
El tracto reproductivo de la yegua (figura 1) es un complejo sistema de órganos
que interactúan entre sí con el propósito de: producir un óvulo, proveer un medio
ideal para la fecundación, mantener la preñez y por último facilitar el proceso del
parto, y en este contexto el aparato reproductor de la hembra está conformado por
la vulva, vagina, útero, dos (2) trompas Uterinas, de Falopio u oviductos y dos (2)
ovarios, los cuales serán descritos a continuación (CORREDOR y cols., 2005).
Figura 1 Fotografía Tracto Reproductivo de la Yegua.
Fuente: Archivo del Laboratorio de Reproducción Animal Embrionar
25
1.2.1 Vulva
La vulva (pudendum femininum) es la porción externa de los genitales de la
hembra, se extiende desde la vagina hasta el exterior. La unión de la vagina y la
vulva se marca por la presencia del orificio uretral externo, así como un pliegue
inmediatamente caudal al orificio uretral externo, un vestigio del himen
(FRANDSON, 1995)
Este órgano del aparato reproductor consta de un vestíbulo con sus anexos y
labios.
El vestíbulo de la vagina a lo largo de los años se ha considerado como una parte
anatómica de la vagina, sin embargo, según la Nómina Anatómica Veterinaria
(NAV) menciona esta estructura separadamente de la vagina y la vulva, la cual
puede describirse como la porción tubular del conducto reproductor que se ubica
entre la vagina y los labios de la vulva, este es común tanto para el sistema
reproductor como para el urinario y en la yegua puede llegar a medir de 10 a 12
cm de longitud (FRANDSON, 1995).
1.2.2 El clítoris
Es el homólogo del glande del pené en el macho y se localiza ventralmente a un
centímetro dentro del labio, está constituido de tejido eréctil con abundantes
26
nervios sensoriales, se le encuentra erecto durante el estro y está formado de
unas partes muy similares(a excepción de la uretra y su músculo). El cuerpo tiene
unos 5cm. de largo y su diámetro es aproximadamente el del dedo pequeño de
una mano humana. Está insertado en el arco isquial por dos pilares. El glande es
redondo y termina en un extremo libre que ocupa la fosa del clítoris en la comisura
ventral de la vulva (GROSSMAN, 2001)
Está cubierto por un tegumento pigmentado, delgado, similar y continuo con el que
recubre la fosa; constituye así el prepucio del clítoris. El órgano está compuesto
del tejido eréctil similar al del cuerpo cavernoso del pene (SISSON Y
GROSSMAN, 2001).
La yegua durante el estro contrae frecuentemente los labios exponiendo al clítoris
erecto, lo cual en reproducción equina es denominado como guiño vulvar y es uno
de los signos cardinales del celo, estro o calor en esta especie (GUINTHER,
1992).
1.2.3 Labios mayores y labios menores
La vulva se encuentra conformada por dos (2) comisuras y dos (2) labios. Los
labios mayores son cada uno de los dos labios que cubren a los correspondientes
labios menores en los bordes de la hendidura vulvar formando pliegues de la piel
de
tejido
adiposo,
recubiertos
por
piel
lisa,
delgada
y
pigmentada,
27
abundantemente provista de glándulas sebáceas y sudoríparas, cuya función es
proteger el tracto genital interno a través de su cierre total evitando con ello la
entrada de agentes patógenos y heces (HAFEZ, 2002).
1.2.4 Vestíbulo vaginal
Es la parte terminal del tracto genital. Se continúa en sentido craneal, con la
vagina y, externamente, en el borde pudendo (hendidura vulvar), de 5 a 7cm
ventral al ano. No hay línea externa de demarcación entre la vagina y el vestíbulo.
El tubo tiene de unos 10 a 12cm de longitud, medido desde el orifico uretral
externo a la comisura ventral. Está relacionado dorsalmente, con el recto y el ano;
centralmente, con el ligamento sacrotuberal ancho, el músculo semimembranoso y
la arteria pudenda interna (SISSON Y GROSSMAN, 2001).
El anillo vestibulovaginal se considera la unión del vestíbulo y la vagina, debido a
la constricción de los músculos vulvar y vaginal que rodean esta área forman una
barrera que minimiza la entrada de material contaminante al tracto (BLANCHARD
y cols, 2003).
1.2.5 Vagina
Canal que se extiende horizontalmente a través de la cavidad pelviana desde el
cuello del útero hasta la vulva. Este órgano posee forma tubular, es de paredes
delgadas y es completamente elástica, llega a medir de 25 a 30cm. de longitud.
28
Se encuentra conformada por una porción anterior y otra posterior. La vagina
anterior está recubierta por epitelio cilíndrico simple que produce altas secreciones
bajo la influencia de los estrógenos, con el objeto de facilitar la cópula y la función
inmunológica por la gran concentración de macrófagos. La vagina posterior está
recubierta por epitelio estratificado escamoso similar al de la piel (GUINTHER,
1992).
La vagina tiene múltiples funciones en la reproducción, sin embargo, la principal
función es la de recibir el órgano copulatorio y servir como receptáculo del
eyaculado en la mayoría de las especies domesticas, sin embargo, en la yegua la
eyaculación se produce en el cuerpo del útero, sitio en el cual van a permanecer
los espermatozoides hasta ser transportados a los oviductos para la posterior
fecundación (GUINTHER, 1992).
1.2.6 Útero
El útero es un órgano muscular hueco, que se continúa por delante con las
trompas uterinas y se abre por detrás en la vagina. Está situado principalmente en
la cavidad abdominal, pero se extiende una corta distancia en el interior de la
cavidad pelviana. Presenta forma de T y consta de un cuello (cérvix), un cuerpo y
dos cuernos (HAFEZ, 2002).
29
Cuello o cérvix, en la yegua se considera como un pliegue que se proyecta de 2.5
a 5 cm del endometrio a la vagina. En realidad, el cuello es un robusto esfínter de
músculo liso, firmemente cerrado excepto en el periodo de celo y en el acto del
parto. En el primer caso el cuello se distiende en forma ligera por la acción de los
estrógenos liberados en el estro, lo que permite que los espermatozoides penetren
en el útero y puedan llegar a fertilizar un óvulo (SISSON Y GROSMAN, 2001).
El cuello uterino tiene varias funciones en el proceso reproductivo.
 Transporte de espermatozoides. Tras ser eyaculados, los espermatozoides
se orientan hacia la abertura interna. Después del apareamiento ó la
inseminación artificial, en las criptas cervicales se depositan grandes
cantidades de espermatozoides. El cuello uterino puede actuar como su
depósito y de este modo proporcionar dosis de ellos a las vías superiores
del aparato reproductor femenino (HAFEZ Y HAFEZ, 2002).
 Cuello uterino durante la preñez. Durante la preñez, el conducto cervical
está ocluido por un moco turbio, espeso, altamente viscoso y no
arborizante, que actúa como una barrera eficaz contra el transporte de
espermatozoides y la invasión de la luz uterina por bacterias, lo cual impide
las infecciones del útero (HAFEZ Y HAFEZ, 2002).
30
Cuerpo del útero, se extiende desde la unión uterotubárica del cérvix, su longitud
varía de 35 a 50cm., se encuentra conformado por una membrana mucosa
interna, una capa intermedia de músculo liso y una capa serosa externa. El útero
realiza varias funciones entre las cuales, las más importantes las desarrolla el
endometrio y los líquidos que secreta, interviniendo en el transporte de
espermatozoides en el sitio de la eyaculación hasta el sitio de fecundación en el
oviducto, regulación del funcionamiento del cuerpo amarillo e inicio de la
implantación, gestación, parto e involución post-parto (SISSON Y GROSMAN,
2001).
Cuernos uterinos, estos son cilíndricos cuando están moderadamente distendidos
y su longitud es de aproximadamente 25cm. La extremidad anterior de cada uno
forma una terminación obtusa que recibe la trompa uterina, posteriormente
aumenta de calibre, convergen y se unen con el cuerpo del útero (SISSON Y
GROSMA, 2001).
1.2.7 Oviductos
Son conductos sinuosos que se extienden desde los ovarios hasta las puntas de
los cuernos uterinos, con los que se continúan; llegan a medir de 20 a 30cm de
longitud y se dividen en tres segmentos que varían en diámetro y tipo de epitelio,
así:
31
El infundíbulo, corresponde a la abertura en forma de embudo cerca de los
ovarios. En la yegua el infundíbulo está separado del ovario por varios pliegues en
la mucosa, se encuentra conformado por epitelio cilíndrico ciliado. Su principal
función es la de capturar el óvulo por acción de los estrógenos (GUINTER, 1993).
Las fimbrias se encuentran libres excepto en un punto del polo superior del ovario.
Esto asegura una estrecha aproximación de las fimbrias y la superficie ovárica
(HAFEZ Y HAFEZ, 2002).
El ámpula, ocupa aproximadamente la mitad de la longitud del oviducto y mide de
3 a 5mm. de diámetro, posee un revestimiento mucoso que tiene entre 20 y 40
pliegues ramificados elevados longitudinalmente, lo cual aumenta notablemente el
área de luz, posee un peristaltismo descendente lo cual facilita la caída del óvulo
para su posterior encuentro con el espermatozoide en la unión con el istmo
(HAFEZ Y HAFEZ, 2002)
El istmo, es la porción proximal estrecha del oviducto, que conecta este con la luz
uterina, tiene un diámetro de 0.5 a 1mm., está conformado por pliegues con
bordes bajos que van disminuyendo de tamaño hasta llegar a la unión
uterotubárica. Esta porción posee un peristaltismo ascendente, el cual facilita el
avance de los espermatozoides hasta el ámpula para la fecundación (HAFEZ,
1996).
32
1.2.8 Ovarios
Los ovarios son glándulas bilaterales, ubicados debajo de la cuarta o quinta
vértebra lumbar en la cavidad abdominal, están suspendidos por el ligamento
ancho del útero o mesovario, poseen forma de fríjol (o de riñón) debido a la
presencia de una fosa ovulatoria bien definida (HAFEZ, 1996), su tamaño varía
dependiendo el contenido folicular, en fase de anestro oscila desde 4x2x2 cm.
hasta 8x4x4 cm., tendiendo al tamaño mayor en yeguas viejas y grandes, dado
que están en gran parte formados por tejido fibroso (ALLEN, 1994).
La estructura del ovario de la yegua se encuentra conformada por:
Túnica
Albugínea, Médula Ovárica, Corteza Ovárica, Estroma Ovárico, Epitelio germinal
y Fosa Ovárica (ALLEN, 1994).
1.2.8.1 Túnica Albugínea
Cápsula densa de tejido conjuntivo fibroso que cubre la totalidad del ovario y
corresponde a la capa más externa del ovario. Las células de tejido conjuntivo
cercanas a la superficie están dispuestas de manera más o menos paralela a la
superficie ovárica, y son un tanto más densas que las células situadas hacia la
médula (SISSON Y GROSMAN, 2001).
33
1.2.8.2 Médula Ovárica
La médula ovárica se encuentra conformada por tejido conjuntivo fibroelástico
irregularmente dispuesto, y extenso sistema vascular y nervioso que llegan al
ovario a través del hilio (SISSON Y GROSMAN, 2001).
1.2.8.3 Corteza Ovárica
El tejido conjuntivo de la corteza contiene fibroblastos, fibras de colágeno y
reticulares, vasos sanguíneos, vasos linfáticos y fibras de músculo liso. La corteza
ovárica contiene folículos ováricos, cuerpos amarillos o ambos, en diferentes
etapas de desarrollo o regresión (FRANSON, 1995).
1.2.8.4 Estroma Ovárico
Células de tipo mesenquimatoso embrionario
mal diferenciado, capaces de
experimentar complejos cambios morfológicos durante la vida reproductiva; las
células del estroma pueden dar origen a células de la teca interna o a células
intersticiales (FRANSON, 1995).
34
1.2.8.5 Epitelio Germinal
Capa de epitelio aplanado con abundantes micro vellosidades. Los cordones de
células epiteliales germinativas invaden el estroma del ovario y al final forman
islotes conocidos como folículos primitivos (FRANSON, 1995).
1.2.8.6 Fosa Ovárica
En la yegua la ovulación ocurre en una zona limitada, Fosa ovárica, en esta el
ovario comienza su desarrollo de la manera típica y el epitelio germinal cubre la
totalidad del ovario, pero durante el periodo neonatal, este epitelio se concentra en
esta zona. Esta fosa tiene menor irrigación sanguínea que el resto del folículo,
evitando así mayores hemorragias (FRANDSON, 1995).
1.2.9 FOLÍCULO OVÁRICO
A
diferencia
de
las
células
sexuales
masculinas,
que
forman
cuatro
espermatozoides a partir de cada célula sexual primaria, la maduración de la
célula sexual primaria femenina da por resultado sólo un óvulo y tres células
rudimentarias, denominadas cuerpos polares o polocitos. Por lo común, la división
que produce el primer cuerpo polar es de naturaleza meiótica, o sea, una división
en la cual los cromosomas se reducen a la mitad de la cantidad (de diploide a
haploide). Entonces el óvulo sufre la división mitótica, en la que se separa el
35
segundo cuerpo polar. El primero puede también dividirse por mitosis o
amitóticamente antes de que estos cuerpos polares se degeneren (FRANDSON,
1995).
El
crecimiento
y
maduración
folicular
representa
una
sucesión
de
transformaciones subcelulares y moleculares de diversos componentes del folículo
como oocito, granulosa y teca (TESTART y cols., 1982) regidas por varios factores
intraováricos e intrafoliculares y señales hormonales que conducen a la secreción
de andrógenos y estrógenos.
Los folículos ováricos se encuentran conformados por varios componentes, dentro
de los cuales están:
1.2.9.1 Células de la teca: Se encuentra conformada por una porción externa y
una porción interna, cuya función es producir andrógenos en respuesta a la
concentración basal creciente de LH. Tienen receptores para LH desde etapas
tempranas del crecimiento folicular y después de la ovulación se transforman en
células tecaluteínicas (TESTART y cols., 1982).
1.2.9.2 Pared folicular: Formada por granulosa y teca separadas por una lámina
basal. Experimenta cambios de desarrollo relacionados con la organogénesis de
una glándula endocrina/exocrina que sintetiza hormonas esteroides (TESTART y
cols., 1982).
36
1.2.9.3 Células de la granulosa: En los folículos antrales, por medio de
microfibrillas las células de la granulosa se unen a la lámina basal y las células de
la teca se unen a la lámina reticular. En folículos preovulatorios, hay conexión
entre proyecciones de células de la granulosa a través de la lámina basal rota.
Después de la ovulación, la capa granulosa es invadida por vasos y material
conjuntivo (BLANCHARD, y cols. 2003).
.
1.2.9.4 Folículo primordial: Folículos con oocitos de localización central y una
sola capa de células de la granulosa, están separados entre si por estroma,
constituido por fibroblastos, haces de colágeno y fibras reticulares. Se diferencian
a partir de células germinales primordiales (oogonios) y permanecen en una
profase meiótica suspendida hasta que reanudan su maduración, antes de que
ocurra ovulación o atresia (BLANCHARD, y cols. 2003).
Los folículos primordiales (figura 2) están formados por membrana basal o dos
capas de células de la granulosa (o ambas) y un oocito reticular. La formación del
oocito temprano es regulada por la red ovárica, tubular (BLANCHARD, y cols.
2003).
1.2.9.5 Folículo secundario: Proliferación de células aplanadas de la granulosa
del folículo primordial, las cuales asumen aspecto poliédrico irregular. Las células
foliculares secretan líquido, que se acumula en un espacio entre ellas llamado
37
antro. Las células foliculares que rodean el oocito se disponen en un polo del antro
(cúmulo oóforo o prolígero ) y se desprenden hacia esta cavidad formando el
folículo maduro (folículo de De Graaf), que se aproxima a la superficie ovárica
(BLANCHARD, 2003).
1.2.9.6 Folículo terciario o vesicular: Bajo la influencia de gonadotropinas
hipofisiarias, las células de la granulosa de folículos de capas múltiples secretan
un líquido llamado licor folicular o albuminoso que se acumula en los espacios
intercelulares (BLANCHARD, 2003).
1.2.9.7 Líquido folicular (en el antro): El antro (cavidad llena de liquido) está
separado de la teca vascularizada por una membrana basal, de permeabilidad
selectiva. Contiene esteroides, glucosaminoglucanos y muchos metabolitos. Como
sodio y potasio en concentraciones similares a las séricas. Algunos componentes
tienen actividad fisiológica: inhibidor de la maduración de oocitos, inhibidor de la
unión de LH, Inhibinas, y diversas enzimas
y ácido sulfúrico de condroitina.
Contiene, sólo en folículos grandes, un elevado porcentaje de 17-estradiol en la
fase folicular y progesterona durante la ovulación.
La elevada concentración de
progesterona después de la oleada de LH inhibe la actividad de la aromatasa
localmente en el ovario (BLANCHARD, 2003).
1.2.9.8 Líquido folicular (entre las células de la granulosa): Es viscoso y rico en
ácido hialurónico dentro de las células de la granulosa y especialmente en el
38
complejo monticular, el cual se acumula a medida que se acerca la ovulación hay
proliferación de licor, el cual es estimulado por estrógenos. El líquido contiene
receptores para FSH y estradiol. La FSH estimula la acumulación de cAMP,
ocurriendo un aumento en la reactividad de las células de la granulosa a la FSH,
sin cambio en el número de receptores para dicha hormona, pero para esto se
requiere estradiol. Sólo en una fase tardía del desarrollo folicular se adquieren
receptores para LH y ciclasa de adenilato reactiva a LH. Los andrógenos son
aromatizados para su conversión en estrógenos. El 17-estradiol incrementa la
capacidad de la FSH de inducir receptores para LH. La separación entre granulosa
y teca se pierde al disolverse la membrana basal, formándose después de la
ovulación células luteínicas, las cuales son fuente importante de progesterona en
el cuerpo amarillo (INTERVET, 2007).
1.2.9.9 Zona pelúcida: Gruesa capa acelular gelatinosa de glucoproteína entre la
superficie
del
oocito
en
crecimiento;
constituida
por
polisacáridos,
mucopolisacáridos, proteínas y glucoproteínas (HAFEZ, 2002).
Además de lo
anterior tiene microvellosidades y prolongaciones de las células foliculares
incluidas que aumentan mucho el número conforme se diferencian las células de
la granulosa y el oocito, esto incrementa el área superficial durante el crecimiento
de este último (HAFEZ, 2002).
Esta zona pelúcida tiene funciones importantes en las fases iniciales de la
fecundación, cuando el espermatozoide debe reconocerla, establecer contacto con
39
ella y atravesarla antes de llegar a la membrana plasmática del ovulo, además
también tiene funciones fisicoquímicas y de antigenicidad (HAFEZ, 2002).
1.2.9.10 Folículo de De Graff: Las células foliculares aumentan de tamaño y el
antro se llena de licor folicular, el oocito es presionado contra un lado y rodeado
por una acumulación de células foliculares; en el resto de la cavidad folicular se ha
formado un epitelio de espesor más o menos uniforme llamado membrana
granulosa. También se han formado las tecas internas y externas (HAFEZ, 2002).
Posteriormente este folículo de Graff da origen al Folículo preovulatorio: Estructura
en forma de vesícula que sobresale de la superficie del ovario debido a la rápida
acumulación de líquido folicular y adelgazamiento de la capa granulosa. El líquido
albuminoso, de textura viscosa se forma a partir de las secreciones de las células
de la granulosa y proteínas plasmáticas transportadas hacia el interior del folículo
por trasudación. El montículo ovárico se desprende del estrato granuloso,
adelgazado y extensamente disociado. El oocito queda libre en el líquido
albuminoso rodeado por una masa irregular de células (HAFEZ, 2002).
1.2.9.11 Cuerpo hemorrágico y Cuerpo amarillo: La cavidad folicular se llena de
linfa y sangre de los vasos rotos de la teca, sangre de los líquidos foliculares y
sangre de pequeños vasos que se rompen en la ovulación. Esto actúa como un
“tapón” que sella la cavidad residual después que se ha liberado el oocito.
40
Comienzan a proliferar vasos intactos y células de tejido conjuntivo de la teca
circundante (SISSON Y GROSMAN, 2001).
La transformación de un folículo roto en un cuerpo amarillo conlleva a la formación
de pliegues característicos de la capa de la granulosa, se da bajo la influencia de
hormona luteinizantes apareciendo células luteínicas, de forma poliédrica o sin
límites celulares definidos, están dispuestas en masas irregulares, en este
momento se le conoce como el Cuerpo Amarillo (SISSON Y GROSMAN, 2001).
1.2.9.12 Cuerpo blanco: Tejido fibroso de color blanco que se forma a partir del
cuerpo amarillo de ovulaciones previas (SISSON Y GROSMAN, 2001).
En el crecimiento folicular intervienen la proliferación y la diferenciación –inducidas
por hormonas- de células de la teca y de la granulosa, lo que en última instancia
causa un incremento en la capacidad de los folículos de producir estradiol y de
reaccionar a las gonadotropinas. La producción de estradiol determina cual folículo
adquirirá los receptores de LH necesarios para la ovulación y luteinización
(SISSON Y GROSMAN, 2001).
41
Figura 2 Clasificaciones Fisiológica (arriba) y Morfológica (abajo) de los Folículos
Ovárico. Fuente: DVORAK, M. y TESARIK, J. 1980. En Biology of the Ovary:
MOTTA P.P. and HAFFEZ E.S.E. London, Martinus Nijhoff
P, folículo primordial; PM, folículo primario; S, folículo secundario; T, folículo
terciario.
42
1.3 FISIOLOGÍA REPRODUCTIVA
1.3.1 Introducción
Hay dos sistemas que regulan el proceso reproductivo: el endocrino y el nervioso,
jugando ambos un papel específico. Es esencial que haya una sutil interrelación
entre ambos para que se produzca la cascada de fenómenos que darán lugar
finalmente al nacimiento y cría con éxito de una descendencia sana (GUINTER,
1992).
Los estímulos medioambientales son registrados por los sentidos y transmitidos al
cerebro. Las percepciones sensoriales pueden ser de distinta naturaleza. Los ojos
(la luz o la visión de otros congéneres), la nariz (los olores sexuales), el tacto
registran información del medio ambiente, y los nervios óptico, olfatorio, y
sensoriales transmiten mensajes al cerebro. El cerebro es capaz de traducir la
información y, en caso necesario, reaccionar enviando un impulso nervioso a
través de las fibras nerviosas a los órganos de destino (GUINTER, 1992).
El sistema hormonal es un sistema regulador que envía información por medio de
mensajes químicos. Está regulado por bucles de retroalimentación e impulsos del
sistema nervioso y otros órganos (GUINTER, 1992).
Se puede definir una hormona como una sustancia química, producida en una
glándula o tejido corporal, que estimula una reacción específica en tejidos
sensibles a la misma. La acción del sistema hormonal se puede subdividir de
acuerdo con la forma en que las hormonas (tabla 1) alcanzan las células diana.
43
Cuando actúan de forma autocrina, la célula productora es a la vez la diana. En
forma paracrina, las hormonas actúan sobre las células u órganos próximos. Las
hormonas endocrinas son transportadas a través de la sangre, mientras que las
exocrinas son excretadas (al tracto digestivo, urinario, piel, etc.) antes de alcanzar
los órganos diana. Hasta ahora, la mayoría de información disponible versa sobre
las funciones endocrinas del sistema hormonal. A pesar de que durante la última
década las funciones paracrina y autocrina han recibido más atención de los
investigadores, muchos aspectos relativos a éstas permanecen desconocidos
(GUINTER, 1992).
Tabla 1 Origen, función principal y estructura química de las hormonas
involucradas en la reproducción. (INTERVET, 1999)
Nombre
Origen
Melatonina
Glándula pineal
Función principal
Estructura Química
Indicador de la duración
Indolamina
día/noche
Estimula la liberación
GnRH
Hipotálamo
de FSH y LH por la
Péptido
(10 aminoácidos)
Hipófisis
Hembra: estimula el
FSH
Hipófisis anterior
desarrollo y maduración
de los folículos
Glicoproteína
44
Hembra: estimula la
maduración de los folículos,
LH
Hipófisis anterior
induce la ovulación,
Glicoproteína
formación y mantenimiento
del cuerpo lúteo en el ovario
Induce el comportamiento
Ovario (granulosa
Estrógenos
De celo. Estimula la descarga
Esteroide
del folículo)
preovulatoria de LH
Inhibe la descarga
Inhibina
Ovario (granulosa)
Péptido
hipofisiaria de FSH
Prepara el endometrio para
La anidación de un embrión.
Esteroide
Progesterona
Ovario (cuerpo
Mantiene la gestación.
Lúteo)
Disminuye la liberación de
GnRH y por ello impide
nuevas ovulaciones
Prostaglandina
Útero
Regresión del cuerpo lúteo
Ácido Liposoluble
F2α
La yegua en los países tropicales como en Colombia se considera poliéstrica
anual, lo cual se entiende como la presencia de muchos calores a lo largo del año,
adicionalmente existe una estrecha relación entre la duración del día y el periodo
anovulatorio. La ovulación se minimiza o suprime en invierno y es máxima en
verano. La duración del ciclo varía con la estación (HUGHES 1972).
45
La pubertad en la yegua, como en el resto de especies domésticas, corresponde a
la edad a la cual un animal alcanza la competencia para la reproducción, iniciando
con la edad al primer estro, primera ovulación y edad a la cual puede quedar
preñada sin efecto que la deteriore (tabla 2). Fisiológicamente se inicia cuando las
fibras del hipotálamo son capaces de producir pulsos elevados de GnRH. La
pubertad depende del estado de nutrición, crecimiento, desarrollo corporal, raza,
factores genéticos, medio-ambientales y sociales (HUGHES 1972).
Tabla 2: Reproducción en la hembra de diferentes especies. Datos recopilados
de referencias estándar, incluidos en los de DUKES, PAYNE, ROBERTS Y
SPECTOR.
Promedio
Inicio de la
de edad al
Duración del
Duración del
pubertad
primer
ciclo estral
estro
21 días
5 días
1 a 2 días antes que
(19 a 21 días)
(4½ a 7½ días)
termine el celo
14 a 22
21 días
18 horas
10 a 15 horas luego de
meses
(18 a 24 días)
(12 a 28 horas)
terminado el celo
8 a 10
21 días
2 días
30 a 36 horas después
meses
(18 a 24 días)
(1 a 5 días)
de iniciado el celo
Animal
Tiempo de ovulación
servicio
24 meses
Yegua
(10 a 36
2 a 3 años
meses)
Vaca
Cerda
4 a 24 meses
3 a 7 meses
46
Durante la estación reproductiva las yeguas entran en celo cada 21 (18-24) días
como media. El celo dura unos 5 (3-9) días y la ovulación tiene lugar 24-48 horas
antes del final del mismo. La fecundación tiene lugar en el oviducto y se puede
producir hasta 30 horas después de la ovulación (WOODS, 1990). El transporte
del óvulo desde el ovario al útero dura unos 3 días. La implantación del blastocisto
tiene lugar a los 2 meses de la fecundación. La gestación dura 11 meses (310 –
365) días. El primer celo posparto, también llamado celo del potro, tiene lugar a los
5-15 días del parto. Posteriormente comienza de nuevo el ciclo normal.
(BERGFELT y cols, 2007).
1.3.2 HORMONAS DE LA REPRODUCCIÓN
El sistema endocrino ha evolucionado para permitir la coordinación y la regulación
de los procesos fisiológicos a través de mensajeros químicos llamados hormonas.
Las hormonas se han definido tradicionalmente como productos químicos
sintetizados en órganos endocrinos específicos, transportados por el sistema
vascular y capaces de actuar sobre órganos diana distantes a bajas
concentraciones (CUNNINGHAM, 2003)
Las hormonas peptídicas y esteroideas se consideran de las importantes para la
reproducción; Las hormonas peptídicas se componen de una cadena de
aminoácidos. A este grupo pertenecen las hormonas tróficas (alimentarías, de
47
mantenimiento) así como por ejemplo las hormonas liberadoras del hipotálamo y
toda una serie de péptidos y polipéptidos producidos por el lóbulo anterior de la
hipófisis (ENGELHARDT, 2005).
El ciclo estral es controlado por cinco hormonas importantes y su comportamiento
es peculiar durante este (CAMPOS, 2000).
1.3.2.1 Hormonas hipotalámicas
La actividad gonadal está bajo el control del hipotálamo y de la pituitaria anterior
.El hipotálamo es una estructura relativamente pequeña que se sitúa en la base
media central del cerebro. El hipotálamo tiene agregados de neuronas que en
conjunto se llaman núcleos, los cuales secretan hormonas peptídicas importantes
para el manejo de la actividad pituitaria, estos péptidos se mueven hacia la
pituitaria directamente, pasando a través de los axones de las neuronas o por
medio de un sistema portal vascular sanguíneo. La pituitaria responde a los
péptidos hipotalámicos produciendo hormonas esenciales para el control de las
gónadas (CUNNINGHAM, 2003)
Las hormonas del hipotálamo que regulan la reproducción son la hormona
liberadora de gonadotropinas (GnRH o LHRF), Adrenocorticotropa (ACTH) y el
factor inhibidor de prolactina. El hipotálamo es también la fuente de oxitocina y
vasopresina, que están almacenadas en la neurohipófisis (lóbulo posterior de la
48
hipófisis) (HAFEZ y HAFEZ, 2000)
1.3.2.2 Hormonas de la adenohipófisis
La hipófisis se localiza en la silla turca, una depresión ósea en la base del cerebro.
La glándula se subdivide en: lóbulo anterior, intermedio y posterior, es de resaltar
que en los equinos la parte intermedia es bien desarrollada a diferencia de las
otras especies. (HAFEZ y HAFEZ, 2002).
La adenohipófisis produce tres hormonas importantes en los procesos de
reproducción de la hembra (MELVIN, 1999), la hormona estimulante del folículo
(FSH) y la luteinizante (LH) y la prolactina (PRL). La FSH y la LH ejercen un efecto
sinérgico en el desarrollo y en la ovulación de los folículos (GUYTON, 1996); la
principal función de la FSH es estimular el crecimiento de los folículos, la LH es
importante para el proceso ovulatorio y para la luteinización de la granulosa, lo que
resulta en la formación del cuerpo lúteo (GINTHER, 1992). La PRL se relaciona
con el desarrollo del tejido secretor de la glándula mamaria y el mantenimiento de
la lactación (MELVIN, 1999).
1.3.2.3 Hormona Folículo Estimulante (FSH)
La FSH estimula el crecimiento folicular durante el inicio del proestro y directa o
indirectamente provoca elevación de los estrógenos ováricos. La rápida elevación
49
de FSH junto con LH durante el estro parece ser requisito necesario para el
crecimiento y maduración de los folículos de De Graff, necesarios para la
ovulación. La FSH no causa la secreción de estrógeno del ovario por sí sola, sino
que necesita de la presencia de LH para estimular la producción de estrógenos.
(HAFEZ y HAFEZ, 2000).
En las yeguas en un ciclo normal ocurren dos oleadas de FSH, aproximadamente
entre los días 20 y 11 antes de la ovulación; hacia la ovulación ocurren oleadas
continuas de FSH y LH, lo cual estimula el crecimiento folicular aproximadamente
de 2 mm. de diámetro hasta llegar a un folículo preovulatorio de 35 a 42 mm de
diámetro (HAFEZ, 1996).
Se cree que la oleada de hormona folículo-estimulante que ocurre en el periodo de
estro tardío-diestro temprano inicia el reclutamiento y crecimiento de un promedio
de 20 folículos; y la oleada que ocurre en la mitad del diestro es muy importante
para el desarrollo subsecuente de folículos destinados a la ovulación, 10 a 13 días
posterior a la segunda oleada de FSH (HAFEZ, 1996).
1.3.2.4 Hormona Luteinizante (LH)
Con el celo se inician los picos de estrógenos, que a su vez inician la liberación de
LH; después de la ovulación se forma un cuerpo lúteo en cada sitio de la
ovulación. La formación ocurre rápidamente y para el día 4 ó 5 de ciclo estral, ya
50
está completamente formado, y un incremento detectable de progesterona en
sangre indica la fase de diestro (GUINTER, 1992).
En el control de la secreción de LH participan dos mecanismos a) un componente
hipofisiario del sistema nervioso central, encargado de un ritmo circanual basal de
la liberación de la hormona, asociada a un parámetro ambiental e independiente
de influencias ováricas, probablemente relacionadas con el fotoperiodo y es el
estimulo que hace que las yeguas en países estaciónales no ciclen en las
temporadas de invierno; y b) un componente ovárico de carácter esteroidal que
modifica el ritmo primario de luteotropina durante la temporada reproductiva, que
sería el caso de las hembras de los países tropicales en donde ciclan todo el año
(GARCÍA Y GUINTHER, 1979).
Normalmente los niveles de la LH aumentan al inicio del celo y mantienen este
ascenso gradualmente hasta alcanzar su mayor concentración hacia los días uno
ó dos luego de la ovulación, este asenso en los niveles puede estar relacionado
con la estimulación de la maduración del folículo por medio del estro (GARCÍA Y
GUINTER, 1979).
Se observa una relación inversa entre los niveles de LH y progesterona, lo cual
sugiere una retroalimentación negativa, pero no hay tal relación entre las
concentraciones de FSH y progesterona (GARCÍA Y GUINTER, 1979).
51
El asenso luteotrópico se observa en el estro y se mantiene hasta días después de
la ovulación, donde alcanza su pico más alto y luego del día tres se observa un
descenso gradual en los niveles de LH, hasta alcanzar los valores normales de
diestro en donde se mantiene hasta el nuevo celo (GESCHWIND Y COLS., 1975).
Es posible que las altas concentraciones persistentes de LH plasmáticas se deban
a una vida media prolongada de la variante endógena y a la vez está, se relaciona
íntimamente a la cantidad relativamente grande de segundas ovulaciones
detectadas en muchos ciclos estrales (GESCHWIND y cols., 1975).
1.3.2.5 Hormonas neurohipofisiarias
Las hormonas de la hipófisis posterior difieren de la otras hormonas hipofisiarias
en que ellas no se originan en la hipófisis, sino que únicamente se almacenan ahí
hasta que se necesiten (HAFEZ y HAFEZ, 2000), las dos hormonas importantes
liberadas por la neurohipófisis son la vasopresina y la oxitocina (CUNNINGHAM,
2003.) Estas hormonas se producen verdaderamente en el hipotálamo y luego son
transferidas a la hipófisis posterior, no a través de un sistema vascular, sino a lo
largo de los axones del sistema nervioso (CALDANI y cols., 1993).
52
1.3.3 LA OXITOCINA
Es sintetizada en el núcleo supraóptico del hipotálamo y es transportada por los
axones de los nervios hipotalámico hipofisiarios, en pequeñas vesículas rodeadas
de una membrana. La vesículas son almacenadas en las terminaciones nerviosas
junto a los lechos capilares hasta que son liberadas a la circulación, la oxitocina
también se produce en el cuerpo amarillo; por lo tanto tiene dos lugares de origen :
el hipotálamo y el ovario (NOAKES, 2001). La oxitocina tiene un papel muy
importante dentro de la reproducción; durante la fase folicular del ciclo estral y
durante las últimas etapas de la gestación estimula las contracciones uterinas, que
facilitan el transporte del espermatozoide al oviducto durante el estro, el
estiramiento uterino durante el parto que es causado por el paso del feto que
estimula una liberación refleja de oxitocina (reflejo de Ferguson). Sin embargo la
acción más conocida de la oxitocina es la liberación refleja de la leche. (HAFEZ y
HAFEZ, 2000).
La oxitocina ovárica está involucrada en la función lútea. Esta actúa en el
endometrio para inducir la liberación de prostaglandinas F 2α, que tiene una acción
luteolítica. (BEHRENS y cols, 1993).
53
1.3.4 RELAXINA
La Relaxina en la yegua es producida en la placenta (CUNNINGHAM, 2003). La
principal acción biológica de la relaxina es la dilatación del cuello uterino y la
vagina antes del parto. (HAFEZ y HAFEZ, 2000), la Relaxina puede ser importante
para el mantenimiento de la gestación por su acción sinérgica con la progesterona.
(AMANN, 2004)
1.3.5 INHIBINAS Y ACTIVINAS
Estas hormonas fueron aisladas de líquidos gonadales debido a sus efectos en la
producción de FSH, las Inhibinas y activinas son reguladoras pancreáticas ya que
modulan la señal endocrina de LH (AMANN, 2004).
1.3.5.1 Inhibinas:
Las gónadas son la fuente principal de producción de Inhibinas y de proteínas
relacionadas, que contribuyen a la regulación endocrina del sistema reproductor.
Las células de Sertoli en el macho y las células de la granulosa en la hembra las
producen. Estas no son esteroides, sino proteínas que cuentan de dos
subunidades con puentes de disulfuro alfa y beta, son secretadas por la sangre
venosa en las hembras, desempeñan una función importante en la regulación
54
hormonal de la foliculogénesis ovárica durante el ciclo estral (SAMPER, 2000). Las
Inhibinas actúan como señales químicas a la hipófisis con respecto al número de
folículos que crecen en el ovario. Las Inhibinas reducen la secreción de FSH a un
nivel tal, que mantiene el número de ovulaciones específico para cada especie, ya
sea para especies de solo una cría como la yegua ó varias crías. (HAFEZ y
HAFEZ, 2000)
1.3.5.2 Activinas:
El líquido folicular contiene una fracción que estimula en lugar de inhibir la
secreción de FSH. Las activinas son potentes dímeros liberadores de FSH
(dímeros de las subunidades beta) y están presentes en líquidos gonadales por
ejemplo el líquido folicular. (HAFEZ y HAFEZ, 2000)
1.3.6 PROSTAGLANDINA F2α
Es un potente agente luteolítico endógeno que al finalizar el periodo de diestro
provoca la regresión del cuerpo lúteo, lo que ocasiona una marcada disminución
de las concentraciones sanguíneas de progesterona. Estas bajas concentraciones
de progesterona pueden servir como estimulo que ocasionara liberación de FSH,
LH y prolactina por la hipófisis (CUNNINGHAM, 2003).
En yeguas cíclicas normales, las concentraciones en el plasma de la vena uterina
55
y en lavados uterinos aumenta desde el día ocho hasta los días 14 a 16, cuando
ocurre la luteólisis y las concentraciones plasmáticas de progesterona disminuyen,
la cantidad de PGF2-alfa unida a receptores del cuerpo lúteo es máxima en el día
14 del ciclo y el 18 de la preñez (CUNNINGHAM, 2003).
1.3.7 PROGESTERONA
Esta importante hormona es producida en gran parte por el cuerpo amarillo,
aunque también se encuentra en la corteza suprarrenal, placenta y testículos. En
general, la progesterona ejerce su acción sobre los tejidos previamente
preparados por estrógenos algunas veces en conjunción sinérgica con ellos
(FRANDSON, 1995).
Durante los primeros 120 días de preñez la progesterona proviene del ovario, y en
el resto de la gestación la placenta es la encargada de producir esta hormona y
mantener la preñez hasta el momento del parto (FRANDSON, 1995).
1.3.8 ESTRÓGENOS
El termino estrógeno se refiere a un grupo de compuestos que actúan como
hormonas sexuales femeninas y estimulan las glándulas sexuales accesorias de la
hembra. La estrona, el estradiol y el estriol son estrógenos producidos por la
56
placenta ó el ovario de los mamíferos (FRANDSON, 1995).
La acción de los estrógenos sobre las glándulas accesorias puede ser bien
relacionada con la conducta peculiar del estro; estimulando por ejemplo, la
actividad muscular de los conductos uterinos y el útero a los que sensibiliza a la
acción de la progesterona (FRANDSON, 1995).
El recubrimiento epitelial de la vagina y la vulva estimulado por los estrógenos en
algunas especies se cornifica durante el estro. Los estrógenos más abundantes
son los factores importantes en la ocurrencia de la libido, impulso sexual que en la
hembra se relaciona con el consentimiento de monta (FRANDSON, 1995).
1.3.9 CICLO ESTRAL
Figura 3. Secuencia regular del ciclo estral de la yegua. (MOTTERSHEAD, 2001).
57
El ciclo estral en las yeguas, corresponde al intervalo entre el comienzo de un
periodo de celo hasta el inicio del siguiente, se regula de manera directa por la
acción de hormonas del ovario y de forma indirecta por otras secretadas por el
lóbulo anterior de la hipófisis. El ciclo se divide en fase folicular y fase luteal, las
cuales varían en longitud según la raza y estación (MOTTERSHEAD, 2001).
La onda folicular se inicia con la emergencia simultánea y el desarrollo de muchos
folículos. Luego de la emergencia, los folículos crecen paralelamente durante
aproximadamente 6 días, o hasta que el folículo de mayor tamaño mida 23 mm.
Durante el desarrollo de la onda se presentan una serie de eventos que la
caracterizan (BERGFELT, y cols. 2007).
En este sentido, un evento importante es la desviación, que es la tasa de
crecimiento que empieza a diferenciar un folículo de otro. Luego de ocurrida la
desviación uno de los folículos, usualmente el de mayor tamaño, llega a ser
dominante, y continúa creciendo hasta el diámetro preovulatorio, los folículos
restantes no continúan su crecimiento y regresan, denominados folículos
subordinados (BERGFELT, y cols. 2007).
El ciclo ovárico de la yegua se divide en dos periodos, el estro y diestro.
Biológicamente, el estro es el espacio de tiempo durante el cual la yegua admite al
semental, mientras que el diestro es el resto de días en que no lo admite
(BERGFELT, y cols. 2007).
58
Durante la fase de estro, el óvulo se desprende del ovario, por lo que está en
disposición de ser fecundado por el espermatozoide del semental. Por otra parte,
durante la fase de diestro el útero está preparado para acoger el óvulo fecundado
(en el caso de que hubiese tenido lugar su fecundación). Si el óvulo no es
fecundado, esta fase previa a la gestación termina, iniciándose una nueva fase de
estro que proporciona otra oportunidad para el apareamiento y para la
fecundación. Una vez que el huevo fecundado ha penetrado en el útero, el ciclo
estral se interrumpe y la yegua mantiene una actividad sexual equivalente a la del
diestro (MELVIN, 1999).
Durante el celo o estro, el tracto genital está relajado y su superficie lubricada por
un revestimiento de mucus fluido. Los labios vulvares están engrosados y
dilatados y su superficie humedecida con moco procedente de la vagina. Los
músculos de la vulva permiten a la yegua aumentar o disminuir el diámetro
longitudinal de la misma. En esta fase, y resumidamente, lo que ocurre es que el
óvulo se desprende del folículo, coincidiendo con una conducta de aceptación del
semental. El óvulo, junto con el líquido y restos del folículo roto, penetra en la
trompa de Falopio, en la que se halla en disposición de ser fecundado por el
semen del semental. Teóricamente, el semen debe hallarse en la trompa de
Falopio antes de que tenga lugar la ovulación (FRANDSON, 1995).
El diestro es una fase de preparación para que pueda desarrollarse el embrión, el
59
cual llega al útero el quinto o sexto día después de su fecundación. Durante este
tiempo, la mucosa del útero se ha modificado pasando desde un estado de
humedad a un estado seco y pegajoso (FRANDSON, 1995).
Figura 4. Perfiles Hormonales y su Relación con el Desarrollo Folicular (parte
superior) y Relaciones de Retroalimentación Asociadas con varios Órganos
Reproductivos (parte inferior) (BERGFELT, 2000)
60
La duración del estro varia con la yegua y de un ciclo estral a otro en la misma
yegua. Bajo los siguientes factores el estro pude verse afectado: 1) la capa serosa
que rodea el ovario obliga al folículo a emigrar para llegar a la fosa ovulatoria y
reventarse; 2) el folículo preovulatorio requiere una cantidad de tiempo mayor
para alcanzar el tamaño máximo debido a que la cantidad de receptores para FSH
es menor que en otras especies, por último la ovulación es demorada por que las
concentraciones de LH son menores comparadas con las de FSH (HAFEZ, 1996).
Figura 5. Diagrama del ciclo estral
Fuente: ROMANO y cols. Braz J Vet Res Anim Sci [On Line], 1998.
61
2. REGUMATE®
Es un progestágeno sintético (Altrenogest), programador y sincronizador del ciclo
estral en ganado equino; es una solución del aceite vegetal para la administración
oral, Regumate® es Altrenogest al 0.4% en presentación de 360 ml en un envase
presurizado con un aplicador. Al presionar y soltar el aplicador se obtienen 5 ml.
Esta es la dosis diaria para una yegua que pesa entre 450 y 500 kg (0.044 mg de
Altrenogest por kg de peso vivo) y se administra por vía oral, con una jeringa
directamente (a través del espacio interdentario) en la parte posterior de la lengua
o sobre el grano. El programa de tratamiento con Regumate® es en realidad muy
flexible y puede adaptarse a cada yegua y a cada necesidad en particular. El estro
se puede suprimir por el tiempo que se desee (INTERVET, 2004).
La administración de Regumate® tiene infinidad de aplicaciones en yeguas, ya
que es una manera eficaz de controlar el ciclo estral (LEE, 2003). En yeguas de
recría Regumate® se utiliza para regular el estro en la etapa de transición, para
sincronizar el estro en yeguas cíclicas, para mejorar el tono uterino y mantener la
gestación en yeguas que se sospeche de insuficiencia lútea primaria. Está
indicado también para evitar el aborto en yeguas gestantes que enfermen de
cólico, para aquellas que vayan a ser transportadas sobretodo distancias largas, o
bien que presenten endotoxemia o dolor crónico (INTERVET, 2004).
62
El mecanismo mediante el cual Regumate® logra este efecto no está totalmente
esclarecido, sin embargo, puede explicarse de manera muy sencilla como la
retroalimentación negativa que ejerce sobre la liberación de GnRH (hormona
gonadotrópica) del hipotálamo, La disminución de los niveles de GnRH produce a
su vez, inhibición de LH (hormona luteinizante) de la hipófisis anterior y en teoría,
hay retardo en la maduración folicular, en la ovulación y se inhibe el
comportamiento de estro (la yegua manifiesta el estro permaneciendo estática,
levanta la cola, orina, espejea y separa los miembros posteriores) (INTERVET,
2004).
2.1 Ventajas del uso de Regumate®
Sobre las progesteronas inyectables:
 Cualquier persona puede administrar Regumate®.
 Regumate® no produce inflamaciones o abscesos que inutilicen al animal
para el entrenamiento o el trabajo (Intervet, 2004).
Sobre los anabólicos esferoidales
 Regumate® no produce comportamiento agresivo ni masculinización.
 Regumate® no produce cambios en el aspecto físico.
63
 Regumate® no tiene efectos secundarios.
 Una yegua que ha estado bajo el tratamiento con Regumate® puede
retirarse de las competencias y dedicarse a la recría en cualquier momento.
 Regumate® no produce inflamaciones o abscesos que inutilicen al animal
para el entrenamiento ó el trabajo. (INTERVET, 2004).
64
3. MATERIALES

10 Yeguas criollas colombianas con edades entre 5 y 10 años e historial clínico
reproductivo. Criadero Las Tinajas, Puerto Berrio Antioquia.

1 Ecógrafo Sonovet 2000, sonda LV 4-7 MHz 65mm y de 4 pulgadas. Criadero
Las Tinajas

11 Ecografías/animal  Total: 110 Ecografías.

50 ml de Regumate®/animal  Total: 500 ml. de Regumate®. Intervet.

10 mg (2 ml.) de Benzoato de estradiol/animal  Total: 20 ml. de Benzoato
de estradiol.

1 Dosis por 1500UI de Chorulon®/animal
Chorulon®. Intervet.

20 Jeringas/10 ml.

20 Jeringas/3 ml.

20 Jeringas/5 ml.
 Total: 10 dosis por 1500 UI de
65
4. METODOLOGÍA:
El trabajo se realizó en el criadero Las Tinajas, ubicado en el municipio de Puerto
Berrio, Antioquia a 150 metros sobre el nivel del mar, con temperatura promedio
de 28 grados Celsius.
Se contó con 10
yeguas de la raza Criolla de Paso
Colombiano, con edades entre 5 y 10 años e historial clínico reproductivo normal.
Las yeguas están todas en pastoreo permanente y no recibieron ninguna
suplementación nutricional antes ni durante el trabajo.
Este procedimiento se realizó para desarrollar un protocolo base para mejorar las
dificultades que se presentan en criaderos donde no se tiene
facilidad de
detección de celos y llegar a realizar una inseminación artificial más efectiva.
4.1 METODOLOGÍA ESTADÍSTICA:
Se hizo por medio de estadística descriptiva (razón por la cual no hay grupo
testigo), teniendo en cuenta: proporción, varianza, desviación estándar y
coeficiente de variación;
los resultados serán publicados a través de Infovet
(medio informativo de laboratorios Intervet) y en la revista Fedequinas (sujeto a su
aceptación).
Las variables de interés que se consideraron durante el tratamiento son, tamaño
del folículo al día de ovulación, días a
la ovulación a partir del día 0 de
tratamiento, porcentaje de yeguas en los días de la ovulación y porcentaje del
tamaño del folículo al día de ovulación.
66
5. CRONOGRAMA DE ACTIVIDADES
Las actividades realizadas están descritas en la tabla No 3.
Tabla 3. Cronograma de Actividades
DIA
ACTIVIDAD
-6
Ecografía
-3
Ecografía
0
Ecografía
Regumate oral 5 ml
Benzoato de estradiol 10 mg, vía intramuscular
1
Regumate® oral 5 ml
2
Ecografía
Regumate® oral 5 ml
3
Regumate® oral 5 ml
4
Ecografía
Regumate® oral 5 ml
5
Regumate® oral 5 ml
6
Ecografía
Regumate® oral 5 ml
7
Regumate® oral 5 ml
67
8
Ecografía
Regumate® oral 5 ml
9
Regumate® oral 5 ml
10
Ecografía
11
12
Ecografía
13
Ecografía
14...
Ecografía. Una vez el folículo tenga 35 mm de diámetro se aplicara
1500 UI de Chorulon® y se hicieron ecografías cada 12 horas hasta
la ovulación
68
6. ANÁLISIS
6.1 ANÁLISIS ESTADÍSTICO
La
evaluación
de
la
eficiencia
del
progestágeno
sintético
Altrenogest
(Regumate®), Benzoato de estradiol (Estrozoo) y Gonadotropina Coriónica
humana (hCG) (Chorulon®) en yeguas criollas del criadero Las Tinajas en Puerto
Berrio, Antioquia, buscando sincronizar el ciclo estral de los animales tratados, se
hizo por medio de estadística descriptiva en donde se tuvieron en cuenta los
elementos como: promedio, varianza, desviación estándar y coeficiente de
variación.
Las variables de interés a considerar fueron:
 Crecimiento folicular durante la investigación.
 Días a la ovulación desde el día cero de la investigación.
 Tamaño del folículo a la ovulación.
69
7. RESULTADOS
Las yeguas en el presente trabajo presentaron una buena tasa de sincronización de
la ovulación, en promedio esta fue 18.2 días después de iniciado el tratamiento con
Altrenogest tal como se ven el gráfico 1, igualmente, el tiempo transcurrido entre el
inicio del protocolo sincronizador y el momento en que las yeguas alcanzaron un
diámetro de 35 mm fue de 16.1dias (Gráfico1)
Gráfico1. Días pos tratamiento en que las yeguas alcanzaron 35 mm de diámetro
folicular y a la ovulación del lote tratado
D
í
a
s
YEGUAS
70
Tabla 4. Días a la ovulación de cada una de las yeguas después del tratamiento
con Regumate®.
Yeguas
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
Días a ovulación
18
19
17
17
22
17
23
17
19
13
Tabla 5. Análisis estadístico de Días a la ovulación después del tratamiento con
Regumate®.
Días a la ovulación
Media
18,2
Mediana
17,5
Moda
17
Desviación estándar
2,82055944
Varianza de la muestra
7,955555556
Coeficiente de variación
0,117354586
Rango
10
Mínimo
13
Máximo
23
71
El tamaño folicular de las yeguas en el estudio posterior a la terminación del
suministro del Altrenogest fue ascendente tal como lo muestra el gráfico 2, en
donde las yeguas iniciaron con un folículo dominante y continuaron su crecimiento
hasta alcanzar 35 mm de diámetro, momento en el cual recibieron la inyección de
hCG y posteriormente hasta la ovulación.
Gráfico 2. Crecimiento folicular de las yeguas una vez terminado el suministro de
Altrenogest.
Tamaño folicular en
mm
# yeguas
Una vez las yeguas alcanzaron 35 mm de diámetro, lo cual ocurrió 6.1 días en
promedio después de finalizado el Altrenogest (gráfico 3, tabla 6 y 7), recibieron la
aplicación de Chorulon®, induciendo la ovulación 54 horas en promedio en la
totalidad de las yeguas (Gráfico 4, tablas 8 y 9).
72
Gráfica 3. Días que tardaron los folículos para llegar a 35mm. Después de
terminado el tratamiento con Regumate®.
Días
Yeguas
Tabla 6. Días que se demoro el folículo de cada una de las yeguas desde finalizado
el suministro de Altrenogest hasta llegar a 35mm.
Yegua
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
Días a los 35 mm
5
7
5
5
10
5
10
5
7
2
73
Tabla7. Análisis estadístico de los días que tardaron los folículos para llegar a
35mm. después del tratamiento con Regumate®.
Días a los 35mm
Media
6,1
Mediana
5
Moda
5
Desviación estándar
Varianza de la muestra
Coeficiente de variación
2,469817807
6,1
0,410419424
Rango
8
Mínimo
2
Máximo
10
Gráfico 4. Número de horas a la ovulación pos administración de Chorulon®
para cada una de las yeguas.
74
Tabla 8. Número de horas desde la inyección de Chorulon® hasta la ovulación
para cada una de las yeguas.
Yeguas
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
Horas a la ovulación pos Chorulón
72
36
48
48
48
48
96
60
36
48
Tabla 9. Análisis estadístico de las horas desde la inyección de Chorulon® hasta
la ovulación.
Media
54
Mediana
Moda
Desviación estándar
Coeficiente de
variación
Rango
Mínimo
Máximo
48
48
18.110
1.575
60
36
96
Las yeguas tratadas tuvieron un tamaño de folículo ovulatorio de 37.9 mm
presentando valores mínimos de 34 mm y máximos de 41 mm tal como se observa
en el gráfico 5; tabla 10 y 11.
75
Tabla 10. Tamaño del folículo al momento de la ovulación.
Yeguas
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
Tamaño a la
ovulación
(mm)
37
34
39
37
39
38
38
41
36
40
Tabla 11. Análisis estadístico del tamaño del folículo al momento de la ovulación
tamaño ovulación
Media
37,9
Mediana
38
Moda
37
Desviación estándar
Varianza de la muestra
Coeficiente de variación
2,024845673
4,1
0,433637384
Rango
7
Mínimo
34
Máximo
41
76
Gráfico 5. Tamaño del folículo (mm) al momento de la ovulación.
YEGUAS
Tamaño del Folículo al momento d ela ovulación
45
40
35
30
25
20
15
10
5
0
Tamaño del Folículo al
momento d ela ovulación
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
DÍAS
El crecimiento folicular diario medido entre la primera ecografía realizada al folículo
dominante de las yeguas y la última, demostró un crecimiento de 2.83 mm diarios
después de la aplicación de hCG como se ve en la tabla 12 y 13.
Tabla 12. Crecimiento folicular en mm desde el día en que aparece el folículo
ovulatorio y la ovulación del mismo.
Yeguas
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
Primera
medición en
mm.
22
17
24
17
19
25
16
27
24
34
Última
medición en
mm.
37
37
48
37
39
38
38
41
37
40
Días
transcurridos
6
7
5
5
8
5
9
6
6
2
Crecimiento
folicular diario en
mm.
2,5
2,9
4,8
4,0
2,5
2,6
2,4
2,3
2,2
3,0
77
Tabla 13. . Análisis estadístico del crecimiento folicular diario durante el tratamiento.
Crecimiento Folicular Diario
Media
2,831
Mediana
2,6
Moda
2,5
Desviación Estándar
0,8
Varianza de la muestra
0,7
Coeficiente de asimetría
1,655
Mínimo
2.2
Máximo
4.8
78
8. DISCUSIÓN
Los resultados obtenidos con el esquema de sincronización utilizando Altrenogest
(Regumate®), Benzoato de estradiol (Estrozoo®) y hCG (Chorulon®)
fueron
adecuados ya que el total de las yeguas tratadas ovularon de forma sincrónica
(18.2 días después de iniciado el tratamiento) con una desviación estándar de 2.8.
Este dato concuerda con lo reportado por CAÑON y AVILA, (2007), quienes
usando el mismo tratamiento pero en yeguas en anestro y en la Sabana de Bogotá
reportaron una duración de 20.5 días al igual que concuerdan con MORRIS y
ALLEN, (2001) quienes trabajando con protocolos para realizar inseminación
artificial y transferencia de embriones indicaron que los días de ovulación de las
yeguas tratadas se encuentran en un rango de 16 a 22 después de iniciado el
tratamiento y en 1983, SQUIRES y cols, encontraron que el intervalo entre la
finalización del tratamiento a la ovulación de las yeguas tratadas con Altrenogest
se redujo de forma significativa en comparación con las yeguas del grupo control.
La duración en días entre un diámetro de 35mm y la ovulación tuvo una media de
54 horas con unas desviación estándar de 18.11
reportado con DUCHAMP y cols. (1987),
lo que
GRIMMETT
concuerda con lo
y PERKINGS, (2001)
quienes encontraron que tras la administración de hCG en folículos mayores a
35mm ocurre la ovulación 50 horas después en el 89% de los casos.
79
Por otro lado , las yeguas tardaron en promedio 6.1 días después de finalizado el
tratamiento en tener un folículo de 35mm (con un rango de 8 días), lo que indica
que este es el mejor momento para usar un inductor de ovulación, tipo hCG tal
como lo mencionan DUCHAMP y cols (1987) y BARRIER-BATTUT y cols (2001)
quienes describieron la importancia del uso de gonadotropinas coriónicas con el
objetivo de inducir la ovulación en aquellas yeguas con folículos mayores a 38mm,
lo que según ellos, coincidía con el 3er ó 4to día de celo.
De igual forma estos
autores recomiendan el uso de administraciones pulsátiles de hormonas
gonadotrópicas para inducir ovulación al igual que la aplicación de implantes de
liberación lenta de análogos de GnRH aunque terminan su análisis recomendando
la aplicación simple de una inyección de GnRH o de hCG, tal como se uso en el
presente protocolo.
En el presente trabajo se obtuvo un tamaño folicular promedio al momento de la
ovulación de 37.9 mm.
Este dato concuerda con lo reportado por CAÑON y
AVILA, (2007) quienes en su estudio con 15 yeguas criollas en la sabana de
Bogotá, encontraron una media de diámetro folicular al momento de la ovulación
de 36.8 mm. De igual forma (GLAZAR y cols. 2004) hicieron un estudio con 21
yeguas que estaban entre 3 y 9 años, haciendo un monitoreo ultrasonográfico
comparando el uso de Altrenogest entre el día 5 y 15 pos ovulación mas una
inyección de 250 mg. de prostaglandina (Estrumate®) versus la misma aplicación
de Altrenogest adicionada de una dosis de prostaglandina los días 5 y 15 mas un
implante de GnRH el primer día pos ovulación y removido 2 días después; en esta
80
investigación, confirmaron que la administración de GnRH a las yeguas indujo la
luteinización y ovulación de los folículos durante el periodo de diestro. En una
investigación realizada en el laboratorio de Reproducción y Biotecnología Animal
de la Universidad de Colorado se confirmó que la administración de Altrenogest y
Gonadotropinas es muy efectiva para inducir la ovulación de folículos mayores de
35 mm en yeguas (SQUIRES y cols. 1993).
En el presente estudio después de la aparición del folículo ovulatorio y su
ovulación, este tuvo una tasa de crecimiento de 2.8 mm por día, lo cual concuerda
con lo reportado por GINTHER y cols. (1993), quienes encontraron un crecimiento
folicular en la etapa del metaestro entre 2 y 5 mm y de 3 a 5 mm durante el
periodo de diestro. Sin embargo se debe aclarar que en el reporte de GINTHER y
cols. el crecimiento folicular final no se vio afectado por la aplicación de ningún
compuesto hormonal mientras que en el presente trabajo, las yeguas recibieron
una aplicación de hCG cuando estos alcanzaron al menos 35 mm, lo que pudo
haber incrementado la tasa de crecimiento final de folículo o disminuido el
diámetro máximo que este hubiera tenido si no hubiera recibido ningún
tratamiento, sin embargo, esto no se investigó en el presente trabajo.
81
9. CONCLUSIONES
 En el presente trabajo se evaluó la eficiencia del Altrenogest junto con
Benzoato de estradiol y a la Gonadotropina Coriónica humana como
método para sincronizar la ovulación en yeguas criollas, el cual fue eficiente
ya que se consiguió la ovulación de casi todas las yegua en un rango corto
de tiempo, lo cual puede ser importante para la elaboración de protocolos
de campo para manejo reproductivo equino en aquellas situaciones en que
el monitoreo ecográfico o transrectal no pueda ser hecho con la regularidad
que se requiere.
 El resultado obtenido en este trabajo en cuanto al tiempo de ovulación de
folículos mayores a 35mm que reciben una aplicación de hCG indica el
beneficio que puede tener el uso de este medicamento hormonal para fijar
la ovulación en programas de Inseminación artificial en yeguas de la raza
criolla.
 Es importante mencionar que existen
pocos reportes sobre el uso de
Regumate en el manejo reproductivo en condiciones no estacionales,
aunque es un producto de uso frecuente en países con reproducción
luminodependientes por lo cual este trabajo, al igual que uno hecho en la
misma universidad en la Sabana de Bogotá, propone nuevos usos y nuevos
82
protocolos de trabajo para las yeguas criollas en Colombia, facilitando las
labores reproductivas especialmente en aquellas zonas de difícil acceso o
apartadas de las grandes ciudades.
 Uno de los principales resultados obtenidos con el protocolo evaluado fue
conseguir una correcta sincronización de la oleada folicular, al igual que
una ovulación inducida de forma sincrónica en todas las yeguas que
recibieron el protocolo propuesto.
83
10. RECOMENDACIONES
Realizar nuevas investigaciones con el protocolo Altrenogest oral, Benzoato de
estradiol y Gonadotropina Coriónica humana en yeguas criollas de otras
localidades colombianas para determinar posibles variaciones debidas al
ambiente, manejo nutricional, etc.
Ya que el Altrenogest es utilizado para inducir la aparición de celo y ovulación
en yeguas
estacionales en épocas de no reproducción, se recomienda
realizar mas estudios de campo para comprobar su eficacia en yeguas
posparto que generalmente se encuentran en anestro y lograr su preñez lo
antes posible.
Realizar una nueva investigación que involucre los análisis de preñeces
obtenidas con este y otros protocolos sincronizadores, ya que el presente
trabajo solo se limito a medir el grado de sincronía de algunos eventos hasta
finalizada la ovulación.
84
11. BIBLIOGRAFÍA
ALVARENGA, M.A. BIANCO, C. Y MOREIRA, G.L. 2006. Avances en
hormonoterapia de la yegua. V Seminario Internacional de Reproducción en
Grandes Animales. CGR.
ALLEN, W.R. Exogenous Hormonal control of the mare’s
oestrus cycle.
Symposium Reproduction Horse. Gent, Belgium. 1990.
AMANN, R. 2004. Weaknesses in reports of “fertility” for horses and other species.
Rev theriogenology 63:698-715.
BARRIER, J. y BATTUT, R. 2001. Use of buserelin to induce ovulation in the
cyclic mare. Theriogenology 2001; 55 1679-1696
BLANCHARD, T. VARNER, D. SCHUMACHER, J. LOVE, C. BRINSKO, S.
RIGBY, S. 2003. Manual of Equine Reproduction. Segunda edición. Ed. Mosby.
Estados Unidos. Pag. 1 – 15.
BEHRENS, C.AURICH, J. KLUG, E. NAUMANN, A. HOPPENH. 1993. Inhibition of
gonadotropin release in mares during the luteal phase of the oestrous cycle by
endogenous opioids. J. Reprod. Fert. 98: 509-514.
85
BERGFELT, DR, MEIRA, C. FLEURY, J.J. FLEURY, P.D. DELLAQUA, J.A.
ADAMS, G.P. 2007. Ovulation synchronization following commercial application of
ultrasound-guided follicle ablation during the estrous cycle in mares. Department of
Animal Health and Biomedical Sciences, University of Wisconsin, Madison, WI
53706, USA. bergfelt@svm.vetmed.wisc.edu. Theriogenology. 68(8):1183-91.
BERGFELT, D. 2000. Estrous synchronization. In: Samper J (ed) Equine breeding
Management and artificial insemination. WB Saunders Philadelphia, pp. 165-177.
BERGFELT, D.R. 2000 Equine Breeding Management and Artificial Insemination.
Saunders,
CALDANI, M.CARATY, A. PELLETIER, J. THIERY,Y. 1993. LH pulsatile release
and its control. En Reproduction in Mammals and Man. C. Thibaulth. 79 – 96p.
CAMPOS, R. 2000. Reproducción animal. Bogotá. UNAD. 240p.
CAÑON, K.E. ÁVILA, L.C. 2007. Evaluación de la eficiencia del Altrenogest,
Benzoato de Estradiol y Gonadotropina córionica humana (hCG) administrados a
yeguas criollas en estado de anestro. Tesis de grado. UDCA.
CORREDOR, N.J. ROSAS, L. I. 2005. Utilización de Preloban y Chorulon como
86
método de sincronización del celo e inducción de la ovulación, en un protocolo de
inseminación artificial a tiempo fijo en yeguas criollas de las Provincias del
Tundama y Sugamuxi. Tesis de grado. Escuela de Medicina Veterinaria y
Zootecnia. Universidad Pedagógica y Tecnológica De Colombia. Tunja.
CUERVO, ARANGO, J. NEWCOMBE, J.R. 2008. Repeatability of preovulatory
follicular diameter and uterine edema pattern in two consecutive cycles in the mare
and how they are influenced by ovulation inductors. Department of Veterinary
Clinical Sciences, Royal Veterinary College, University of London, Hawkshead
Lane, North Mymms, Hatfield AL9 7TA, UK. Theriogenology. Apr 1;69(6):681-7.
CUNNINGHAM, J. 2003. Fisiología veterinaria. Tercera edición. Ed. Elsevier.
Madrid. 305-323p.
DUCHAMP, G. 1987. Alternative solutions to hCG for induction of ovulation in the
mare. Reprod Fertil; Suppl 35: 221-228
DVORAK, M. y TESARIK, J. 1980. En Biology of the Ovary: MOTTA P.P. and
HAFFEZ, E.S.E. London, Martinus Nijhoff
ENGELHARDT,W. 2005. Fisiología veterinaria.Ed.Acribia.Zaragoza.p.704
87
FRANSON, R.D. 1995. Fisiología de la Reproducción en la Hembra. In: Spurgeon
TL (Ed.),
Anatomia y Fisiología de los Animales Domésticos. McGraw-Hill
Interamericana, México, pp. 426-428, 432-436.
GLAZAR, B.S. 2004. Deslorelin on Day 8 or 12 postovulation does not luteinize
follicles during an artificially maintained diestrous phase in the mare. En :
Theriogenology (Vol. 62, No. 1-2, julio): p.57-64.
GUINTHER, O.J. 1993. Reproductive Biology in the Mare. Basic and Applied
Aspects. Equiservices, Cross Plains, Wisconsin, USA, 1993.
GRIMMERT, J.B. PERKINS, N.R. 2001. Human chorionic gonadotrophin (hCG):
the effect of dose on ovulation and pregnancy rate in thoroughbred mares
experiencing their first ovulation of the breeding season.
HAFEZ, E.S.E. HAFEZ, B. 2002. Reproducción e inseminación artificial en
animales. 7ª. ed. Madrid: McGraw Hill,. 450 p.
HOLST, W. 1985. Prolonged spring oestrus in mares: The use of progestogens
with specificreference to proligestone. Theriogenology 1985;24(6):609-17.
HUGHES, J.P. STABENFELDT, G.H. EVANS, J.W. 1972. Clinical and endocrine
aspects of the oestrous cycle of the mare. Proceedings of the Annual Convention
88
of the American Association of Equine Practitioners. 119-51.
GARCIA, M.C. FREEDMAN, L. GINTHER, J. 1979. Interaction of seasonal and
ovarian factors in the regulation of LH and FSH secretion in the mare. J. Reprod.
Fert., Suppl.27:103-111
GESCHWIND, I.I. DEWEY, R. HUGHES, J.P. EVANS, J.W. STABENFELDT, G.H.
1975 Plasma LH levels in the mare during the estrus cycle. J. Reprod. Fertil.
Suppl.23, 207.
GUINTHER, O.J. 1992. Reproductive biology of the mare: Basic and applied
aspects. Segunda Edición. Ed. Equiservices. Wisconsin. 82-91p.
GUYTON, A.C. HALL, E. 1996. Medical physiology. Ed. W.B. Saunders Co.
Philadelphia, Pennsylvania. 192-197p.
INTERVET, 2004. Boletín Veterinario. Linea de Equinos. Año 1, número 5. Marzo
Abril.
INTERVET, 2004. Línea de Equinos. Boletín Veterinario. 1(5): 2p.
INTERVET, 2007. Compendium de Reproducción Animal. Novena Edición.
89
LEE, S. 2003. Efficacy of oral altrenogest for postponing ovulation in the mare. A
thesis Submitted to the Office of Graduate Studies of Texas A&M University in
partial fulfillment of the requirements for the degree of MASTER OF SCIENCE.
p.43 – 46.
MELVIN, J. 1999. Fisiología de los animals domésticos de Dukes. Quinta ed.
México. Ed. Limusa. 534-545p.
MOLINA, C.L. CUBIDES, O.I. 2004. Estudio comparativo de prostaglandinas,
gonadotropina y progesterona-estrogenos en la sincronización del ciclo estral en la
yegua. Trabajo de grado. Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia.
Universidad Tecnológica de los Llanos Orientales.
MOTTA, P.P. HAFEZ, E.S.E.2001. Biology of the ovary.Londres
NOAKES, D.E. PARKINSON, T.J. ENGLAND, G.C.W. 2001. Arthur´s Veterinary
Reproduction and obstetrics. 8a edición. Ed. Saunders. Londres. 2001. 191 – 198p
MOTTERSHEAD, J. The mares estrous cycle. 2001. <http://www.equinereproduction.com/articles/estrous.htm>Acceso en 5 junio, 2003.
RUTTEN, D.R. CHAFFAUX, S. VALON, M. DELETANG, F. HAAS, V. 1986.
90
Progesterone therapies in mares with abnormal oestrous cycles. Veterinary
Record; 119: 569-71.
SAMPER, J.C. 2000. Equine breeding management and Artificial insemination. Ed.
W.B. Saunders Co. Philadelphia, Pennsylvania. 125- 128p.
SISSON, S. GROSSMAN, J.D. 2001 Anatomía de los animales domésticos, Robert
Getty. Quinta edición. Ed. Masson, S.A. Barcelona, España. Tomo 1. Pag 605-612.
SQUIRES, E.L. GUINTER, O. J. 1975. Follicular and luteal development in pregnant
mares. J. Reproduction and Fertility supply 23.249
SQUIRES, E. HESSEMAN, C. WEBEL, S. VOSS, J. 1983. Relationship of
Altrenogest to ovarian activity hormone concentrations and fertility of mares. J.
Animal Science. 56: 901-910.
VASQUEZ, B. 2006 Informe de Gestión. Revista Fedequinas. #42 marzo – abril.
WILDE, O, de la VEGA, A. CRUZ M. 2002. Uso de un dispositivo intravaginal para
el control de estro en yeguas. Zootecnia Tropical 20 No 4.
WOODS, J. BERGFELT, D.R. GINTHER O.J. 1990. Effects of time of insemination
relative to ovulation on pregnancy rate and embryonic-loss rate in mare. Equine Vet
91
ANEXOS
Anexo 1. Agropecuaria las Tinajas (Puerto Berrio - Antioquia)
Anexo 2. Brete para palpación.
92
Anexo 3. Toma de ecografías.
Anexo 4. Grupo de yeguas estudio.
93
Anexo 5. Grupo de yeguas estudio en su manada
Anexo 6. Yeguas del estudio