Protocolo 2.6 MB

C2
Protocolo de
Actuación frente a
Especies Exóticas
Invasoras
LIFE13 NAT/ES/000772
PROTOCOLO DE ACTUACIÓN FRENTE A ESPECIES
EXÓTICAS INVASORAS EN EL MARCO DEL
LIFE13/NAT/ES/ 000772 “CIPRÍBER” (ACCIÓN C2)
ÍNDICE DE CONTENIDOS
1
INTRODUCCIÓN
PROTOCOLO
1.- OBJETO
2.-SISTEMA DE ALERTA TEMPRANA
3.- DIAGNÓSTICO.
4.- AMBITO DE APLICACIÓN
5.- VIGENCIA
6.- PLANIFICACIÓN
ACTUACIONES DE PREVENCIÓN
ACTUACIONES DE CONTROL Y CONTENCIÓN
7.- ESPECIES EXÓTICAS INVASORAS OBJETIVO
ESPECIES EXÓTICAS INVASORAS DIANA
ESPECIES EXÓTICAS INVASORAS NO DIANA
8.- ZONAS DE ACTUACIÓN.
ZONAS DE CONTROL (DESCASTE)
ZONAS DE CONTENCIÓN
9.- CRONOGRAMA
10.- METODOLOGÍA PARA EL CONTROL
LOCALIZACIÓN DE PRESENCIA. ESTACIONES DE DESCASTE.
DESCASTE PARA EL CONTROL DE POBLACIONES: TÉCNICAS, MATERIAL
LIMPIEZA Y DESINFECCIÓN DE LOS ÚTILES DE PESCA
11.- PERSONAL
RESPONSABLES
EQUIPO DE TRABAJO DE CAMPO
12.- COMUNICACIÓN ANUAL DE LOS RESULTADOS
FICHA CONTROL
13.- CAMPAÑA DE SENSIBILIZACIÓN
ANEXOS
ANEXO O: Ficha de remisión de una alerta
ANEXO I: Protocolo de la red de seguimiento y control de las poblaciones de peces de Castilla y
León.
ANEXO II: Ficha control
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EXÓTICAS INVASORAS EN EL MARCO DEL
LIFE13/NAT/ES/ 000772 “CIPRÍBER” (ACCIÓN C2)
INTRODUCCIÓN
Las especies exóticas invasoras (en adelante EEI) representan una de las principales
amenazas para la biodiversidad, incluidos los efectos graves sobre las especies autóctonas, así
como a la estructura y función de los ecosistemas, mediante la alteración de los hábitats, la
depredación, la competencia, la transmisión de enfermedades, la sustitución de especies
autóctonas en una proporción considerable de su área de distribución y mediante efectos genéticos
por hibridación. Por otro lado, las EEI también pueden repercutir adversamente en la salud humana
y la economía.
El Reglamento (UE) Nº 1143/2014 del Parlamento Europeo y del Consejo de 22 de octubre
de 2014 sobre la prevención y la gestión de la introducción y propagación de EEI, tiene como
objetivo fundamental el establecer normas para evitar, reducir al máximo y mitigar los efectos
adversos sobre la biodiversidad de la introducción y propagación en la Unión, tanto de forma
intencionada como no intencionada, de EEI.
Tras la introducción de una EEI, las medidas de detección temprana y erradicación rápida
resultan esenciales para evitar su establecimiento y propagación. La respuesta más eficaz y
rentable suele ser erradicar la población tan pronto como sea posible mientras que el número de
ejemplares sea aún reducido. En el caso de que la erradicación no resulte factible o su coste no
compense los beneficios medioambientales, sociales y económicos a largo plazo, se deben aplicar
medidas de contención y control
La Ley 42/2007, de 13 de diciembre, del Patrimonio Natural y de la Biodiversidad, define
una (EEI) como “aquella que se introduce o establece en un ecosistema o hábitat natural o semi
natural y que es un agente de cambio y amenaza para la diversidad biológica nativa, ya sea por su
comportamiento invasor, depredador o por el riesgo de contaminación genética”.
Esta misma ley estableció que las administraciones públicas competentes, prohibirán la
introducción de especies, subespecies o razas geográficas alóctonas, cuando éstas sean
susceptibles de competir con las especies silvestres autóctonas, alterar su pureza genética o los
equilibrios ecológicos, de acuerdo a su artículo 52.2. Además creó, en su artículo 61.1, el Catálogo
Español de EEI, en el que incluyen todas aquellas especies y subespecies exóticas invasoras que
constituyan, de hecho, o puedan llegar a constituir una amenaza grave para las especies
autóctonas, los hábitats o los ecosistemas, la agronomía, o para los recursos económicos asociados
al uso del patrimonio natural. Así mismo, en su artículo 61.4 establece que por parte de las
Comunidades autónomas se llevará a cabo un seguimiento de las especies exóticas con potencial
invasor, en especial de aquellas que han demostrado ese carácter en otros países o regiones, con
el fin de proponer, llegado el caso, su inclusión en el citado Catálogo Español de EEI.
Con la aprobación del Real Decreto 630/2013, de 2 de agosto, por el que se regula el
Catálogo Español de EEI, se refuerza la protección del medio natural y la biodiversidad en España.
En el catálogo se incluyen las especies exóticas para las que existe información científica y técnica
que indique que constituyen una amenaza grave para las especies autóctonas, los hábitats o los
ecosistemas, la agronomía o para los recursos económicos asociados al uso del patrimonio natural.
En los últimos años, se han realizado diferentes estudios en el ámbito de las cuencas
Hidrográficas del Duero y del Tajo, que han puesto de manifiesto, un retroceso de las poblaciones
de algunas de las especies piscícolas de ciprínidos autóctonos así como un incremento de la
distribución de las especies exóticas invasoras.
En nuestro país están catalogadas como exóticas invasoras, numerosas especies de flora y
fauna, entre los que se podrían destacar; gambusia, mejillón cebra, tortuga de florida o el visón
americano.
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LIFE13/NAT/ES/ 000772 “CIPRÍBER” (ACCIÓN C2)
Así el 2 de junio de 2014 se puso en marcha el LIFE13/NAT/ES/ 000772 “CIPRÍBER”:
“Actuaciones para la protección y conservación de ciprínidos ibéricos de interés comunitario” con el
objeto de recuperar las poblaciones autóctonas endémicas de estas especies en los ríos de la Red
Natura 2000 situados en el suroeste de la provincia de Salamanca en la Comunidad de Castilla y
León. Los beneficiarios de este proyecto son las Confederaciones Hidrográficas del Duero y el Tajo
y la Junta de Castilla y León.

En el proyecto se contemplan entre otras las siguientes actuaciones:
Recuperación de los hábitats mediante actuaciones tales como la eliminación de especies
exóticas invasoras, la retirada de infraestructuras en desuso o la instalación de pasos piscícolas,
con el fin de recuperar la conectividad de los cauces como corredores ecológicos y mejorar el
estado de las masas de agua.
La acción C2 del LIFE CIPRÍBER prevé la redacción de un protocolo de actuación frente a
especies exóticas invasora.
El objetivo final de la actuación será eliminar las presiones por especies exóticas invasoras
en los 8 LICs objetivo (Rebollar, Huebra, Arribes, Batuecas, Alagón, Agadón, Cuerpo de
Hombre y Agueda) mediante el control de las mismas gracias al establecimiento del sistema de
alerta basado en el monitoreo propuesto en la actuación D.1.
Así en función de los potenciales resultados e informes de la actuación D.1, que identifiquen
presencia de especies invasoras en los puntos de monitoreo, o bien por información contrastada
aportada por diferentes fuentes, muestreos anteriores, guardas forestales, pescadores etc., se
actuará conforme el protocolo de actuación definido en esta actuación y que considerará:




Especies detectadas y grado de abundancia
Localización y extensión
Relación con la distribución de las especies piscícolas más amenazadas
En caso afirmativo de aparición, realización de campañas de sensibilización en el entorno y
respecto a la potencial fuente de entrada caracterizada (lo que se contempla en otro tipo de
actuación, relacionada con la publicidad de los resultados).
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PROTOCOLO
1.- OBJETO
4
El objeto de este protocolo es eliminar las presiones por especies exóticas invasoras que
sobre las especies autóctonas endémicas de ciprínidos ejercen en los ocho lugares de interés
comunitario que se citan en el ámbito territorial del LIFE13/NAT/ES/ 000772 “CIPRIBER”:
LIC Arribes del Duero: ES4150096
Cobitis taenia
Rutilus alburnoides
Rutilus arcasii
Rutilus lemmingii
LICs ámbito de actuación (suroeste de la provincia de Salamanca)
Chondrostoma polylepis
Especies Anexo II en LICs zona de actuación
-
LIC Riberas de los Ríos Huebra, Yeltes, Uces y Afluentes: ES4150064
LIC El Rebollar: ES4150032
-
-
LIC Riberas del Río Agadón: ES4150125
-
-
-
-
-
LIC Batuecas y Sierra Francia: ES4150005
LIC Riberas del Río Agueda: ES4150087
LIC Riberas del Río Alagón y afluentes: ES4150121
LIC Valle del Cuerpo de Hombre: ES4150126
-
-
-
Tabla: zonas de actuación de descaste y especies autóctonas con las que interactúan las EEI
Se realizarán actuaciones de prevención, control y contención mediante el establecimiento
del sistema de alerta basado en puntos de monitoreo piscícolas de las especies objetivo
2.- SISTEMA DE ALERTA TEMPRANA PARA LAS EEI DEL LIFE13 NAT/ES/000772 CIPRIBER
En cumplimiento con lo establecido en el artículo 14 (Red de Alerta para la vigilancia de
especies exóticas invasoras) del Real Decreto 630/2013, de 2 de agosto, por el que se regula el
catálogo español de especies exóticas invasoras, se crea el sistema de alerta temprana para las
EEI en el que se integrarán las Confederaciones Hidrográficas del Duero y del Tajo para las
siguientes especies:







Lucio ( Esox lucio)
Perca sol (Lepomis gibbosus)
Black-bass (Micropterus salmoides)
Carpin dorado (Carassius auratus) *
Alburno (Alburnus alburnus) *
Gambusia (Gambusia holbrooki). *
Visón americano ( Neovison vison) **
*Especies de presencia poco relevante
**Especie para la que la Junta de Castilla y León tiene establecido un procedimiento
específico de control
Una vez detectada la presencia de una de las EEI objeto de este protocolo, se seguirá el siguiente
procedimiento:
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-
se tomarán los datos de la ficha incluida en el ANEXO O.
-
se comunicará de forma temprana al punto focal provincial de la presencia de nuevos
focos o poblaciones de estas especies exóticas invasoras, informando sobre su
identificación, localización, riesgos y extensión, así como de las medidas tomadas para
erradicarla o controlarla y los resultados obtenidos
-
se realizará un informe al final de cada año que contendrá las actuaciones de
erradicación y control que se han realizado, la evolución respecto a la campaña anterior,
y se valorará la efectividad de las acciones de erradicación y control de las EEI objeto
de este protocolo
3.- DIAGNÓSTICO
La situación de partida en las subcuencas del ámbito territorial del proyecto CIPRÍBER es la
siguiente.
Cuenca del Águeda




Existen importantes poblaciones de cangrejo rojo en el curso bajo del río Águeda
Se debe vigilar la progresión de las poblaciones de gambusia
Hay que vigilar las poblaciones de percasol y alburno
Poblaciones puntuales de carpín
Subcuenca del Yeltes



De manera aislada aparecen, carpa, carpín y gambusia.
Importante población de cangrejo rojo en los cursos bajos
Presencia de cangrejo señal de manera aislada y ocasional
Subcuenca del Huebra.



Especie dominante la gambusia. Única especie en muchos tramos
Presencia de alburno y black bass con poblaciones importantes en algunas zonas
Presencia de Azolla sp en el curso medio
Cueca del Uces


La gambusia es la EEI predominante
Población importante de cangrejo rojo
Cuenca del Alagón




No se han detectado EEI en los afluentes estudiados
En el Alagón poblaciones de gambusia en todos los tramos
Presencia de Alburno en el tramo bajo
Presencia aislada de cangrejo señal. En la zona alta cangrejo rojo.
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4.- AMBITO DE APLICACIÓN
La zona de actuación se corresponde con los ocho LICs fluviales de la zona suroeste de la
provincia de Salamanca.
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5.- VIGENCIA
Este protocolo tiene una vigencia inicial de 3 años, en el marco del proyecto LIFE, tras lo
cual se hará una evaluación de los resultados obtenidos y continuará integrado en la red de alerta
temprana regional de EEI en Castilla y León.
6.- PLANIFICACIÓN
Se actuará a tres niveles:
Acciones de Prevención
Con objeto de generar a la sociedad conciencia sobre la amenaza que genera la presencia
de EEI sobre las comunidades de ciprínidos autóctonos ibéricos se realizaran unas campañas de
sensibilización dirigidas principalmente a pescadores, ayuntamientos y empresas de ecoturismo
fluvial, viveros forestales con especial atención a las escuelas del río y las escuelas de alcaldes.
Se pondrá de manifiesto la problemática que la introducción de EEI genera sobre la
biodiversidad, las vías de entrada y puntos críticos en cada cuenda Hidrográfica.
Estas actuaciones están directamente enlazadas con la acción E9 del LIFE.
Acciones de control
Basándose en el sistema de monitoreo sobre el seguimiento de las especies objeto de
estudio se realizarán una serie de acciones de descaste en aquellas masas de agua donde se
detecte la presencia de las especies de peces exóticos invasores.
Acciones de contención
El objetivo final en estas zonas será frenar la expansión de las poblaciones de EEI en el
ámbito territorial del proyecto LIFE. Las acciones de contención se realizarán en aquellas áreas
fluviales donde la presencia de las EEI presente una gran incidencia.
7.- ESPECIES EXÓTICAS INVASORAS OBJETIVO
Para la identificación taxonómica de las especies objetivo de este protocolo se acudirá al
manual que al respecto tiene elaborado la Confederación Hidrográfica del Duero:
http://www.chduero.es/Inicio/PortaldelCiudadano/Publicaciones/ManualesGu%C3%ADaseInventario
s/tabid/585/Default.aspx
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En el presente protocolo se incluyen acciones sobre EEI con dos niveles de prioridad.
ESPECIES EXÓTICAS INVASORAS DIANA:
Se definen como aquellas especies que, en función de los datos existentes pueden
considerarse las que suponen una mayor influencia negativa sobre la comunidad de los ciprínidos
que se quieren proteger, se trata de varias especies de peces y una especie de mamífero.
Peces:
Lucio ( Esox lucius)
Perca sol (Lepomis gibbosus)
Black-bass (Micropterus salmoides)
Alburno (Alburnus alburnus)
Mamíferos:
Vison Americano (Neovison vison)
ESPECIES EXOTICAS INVASORAS NO DIANA:
Son aquellas otras especies exóticas invasoras que no son objeto de acciones del presente
documento, pero que por su extensión o por la interacción con las especies objetivo se incluirán en
la red de alerta temprana y realizarán actuaciones de contención y prevención: Una especie de pez,
dos especies de invertebrados, una especie de reptil y una especie de flora.
Peces:
Crustáceos:
Reptiles:
Flora:
Carpin dorado (Carassius auratus) *
Gambusia (Gambusia holbrooki)
Cangrejo rojo (Procambarus clarkii)
Cangrejo señal (Pacifastacus leniusculus)
Galápago de florida (Trachemys scripta)
Helecho de agua (Azolla sp)
*Poblaciones aisladas o de presencia poco relevante
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8.- ZONAS DE ACTUACIÓN
Las zonas de actuación se realizarán en el ámbito territorial del proyecto LIFE. Se
distinguirán dos zonas: zonas de control y zonas de contención en función del tamaño de las
poblaciones de las EEI diana, del tiempo que lleven allí asentadas y del riesgo que suponga su
presencia sobre las especies piscícolas endémicas.
Zonas de control (Descaste): El objetivo final en estas zonas tras la detección
será la erradicación de los ejemplares de EEI de los ríos recientemente
colonizados o por mayor interacción con las especies piscícolas objetivo del
proyecto.




Áreas con presencia de EEI piscícolas que interaccionen con especies de
objetivo del proyecto.
Embalses, ríos, arroyos, lagunas y otras áreas donde se hayan detectado
recientemente las EEI mediante la red de alerta temprana del sistema de
monitoreo piscícola.
las vías de entrada. En concreto, en la Cuenca del Duero actuar sobre los
embalses de Irueña y Águeda, los tramos de río de mayor afluencia de
pescadores. En la Cuenca del Tajo: El embalse de Gabriel y Galán y los tramos
de rio de mayor afluencia de pescadores.
Para el caso de visón americano la Junta de Castilla y León tiene establecido
un procedimiento específico de control.
Zonas de contención: Para frenar la expansión de las poblaciones de EEI en el
ámbito territorial del proyecto LIFE:

Se designan los obstáculos que no hay que eliminar para evitar la subida de
especies exóticas invasoras diana y no diana hacia tramos más altos de los
ríos que aún conservan buenas poblaciones de las especies objeto.

Río

Nombre

Águeda

Embalse de Irueña

Huebra

Jumillano

Yeltes

Balneario de retortillo

Uces

Pozo de los Humos

Alagón

El Pipero

Francia

La Regajera

Cuerpo de Hombre

Central de Valdelageve

En las zonas con presencia de EEI se evitarán aguas embalsadas
destruyendo presas o disminuyendo su altura para evitar su expansión.
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9.- CRONOGRAMA
Se realizarán campañas anuales con una duración de dos meses. Su comienzo se realizará
en función a la climatología siendo con carácter general la época estival la más favorable para este
tipo de acciones.
10.- METODOLOGÍA PARA EL CONTROL
Localización de presencia. Estaciones de descaste.
La presencia de las especies exóticas invasoras se localizará mediante puntos establecidos
de muestreo piscícola de las especies a conservar. Este monitoreo definirá el sistema de alerta
temprana de estas EEI, formando asimismo parte del sistema de alerta temprana regional de EEI.
Se definen las Estaciones de descaste como unidad de gestión asignándole un valor
numérico o índice de prioridad de actuación donde se pretende reflejar la prioridad de las acciones
siguiendo los criterios de:



Presencia de EEI depredadoras de las especies a conservar
Grado de invasión de las EEI con las especies autóctonas
Razones económicas
Descaste para el control de poblaciones: técnicas, material
Consistirá en la pesca por diferentes métodos y técnicas principalmente pesca eléctrica de
los ejemplares de EEI piscícolas, utilizando redes, trampas y lanchas motoras en masas de agua
con presencia constatada de las especies exóticas invasoras en todo territorio del LIFE.
Se podrá combinar estas técnicas con sistemas de regulación de caudales.
En caso de considerarse de interés, podrán ejecutarse descastes en otras zonas de la
provincia de Salamanca que se localicen fuera del ámbito del área del proyecto, entendiéndose
estos trabajos como acciones en puntos estratégicos que pueden evitar la extensión del problema.
Pesca eléctrica
Respecto a la pesca eléctrica se seguirá la metodología incluida en el protocolo de la red de
seguimiento y control de las poblaciones de peces de Castilla y León. Se presenta como ANEXO I.
Limpieza y desinfección de los útiles de pesca
Como directriz general de desinfección y evitar posibles contaminaciones con especies
exóticas y/o invasoras, se desinfectarán todos los equipos utilizados cada vez que se cambie de
tramo, especialmente si se realizan muestreos en tramos de distintos ríos en la misma jornada. En
cualquier caso, las botas y los aparejos de pesca se pueden descontaminar sumergiéndolos durante
diez minutos en agua caliente (60º C) o en una solución de lejía al 2 % (20 ml de lejía por litro de
agua) o sal al 5 % (50 gramos de sal por litro de agua), aclarando con agua corriente.
Pesca de cangrejos americanos
Tanto en el caso del cangrejo rojo o de las marismas como en el caso del cangrejo señal se
prohíbe la tenencia, transporte y comercio en vivo. Con el fin de proteger al cangrejo de río
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autóctono (el cual no es pescable) se prohíbe la introducción de cualquier especie exótica. El
cangrejo rojo y cangrejo señal puede sobrevivir largos periodos fuera del agua siempre y cuando se
mantenga húmedo, pudiendo transportarlos de un punto a otro sin grandes medios. Para evitar
introducciones malintencionadas o fugas de los ejemplares, es obligatorio su sacrificio antes de
abandonar el punto de pesca. Esta práctica no tiene buena acogida entre los pescadores, que
alegan la pérdida de calidad de la carne del cangrejo. Sin embargo esta pérdida puede ser mínima
si se dispone de sistemas de refrigeración, (nevera portátil con acumuladores de frío) y se cocinan
en las horas siguientes a su sacrificio.
En los puntos de agua con presencia de especies foráneas de cangrejo pueden existir
formas infectantes del hongo que provoca la afanomicosis y éstas adherirse al equipo o vestuario
que utilicemos durante las prácticas deportivas, de ocio o pesca contaminándolo. Estas formas
sobreviven bien en ambientes húmedos incluso fuera del agua pero no son resistentes a la
desecación. Si con el equipo todavía húmedo nos desplazamos hacia una masa de agua diferente,
aislada de la anterior, en la que pudiera permanecer una población residual de cangrejo de río
común, las formas infectantes atraídas hacia el cangrejo nadan activamente hacia él y se iniciará un
brote de peste acabando con la población entera. Para evitarlo es primordial no desplazarse entre
masas de agua distintas y aisladas con el mismo vestuario y equipamiento si previamente no se ha
secado completamente. Ciertos equipos como vadeadores, trajes de neopreno, sogas,… requieren
más tiempo de secado que otros y se deben estirar bien para evitar que la humedad quede en
pliegues o dobleces.
En ocasiones no se dispone de tiempo para realizar el secado completo y se debe optar por
la desinfección. Una forma sencilla de desinfectar consiste en sumergir el equipo y vestuario
completamente en agua con lejía disuelta. Serviría un tapón de lejía por cada 5 litros de agua
durante 20 minutos. O también fumigarlo con la misma concentración de lejía y un vaporizador (para
una concentración de lejía del 5% se debe añadir 1ml por litro de agua, es decir unas 20 gotas de
lejía por cada litro de agua). El agua con lejía se puede dejar al sol antes de verterla para reducir la
concentración de lejía mediante la evaporación y en todo caso debemos adoptar las medidas
adecuadas que eviten la llegada de ésta al cauce.
11. PERSONAL
Responsables
Para el desarrollo de los trabajos de gestión y control de cada EEI en el marco del proyecto
LIFE, el coordinador técnico del proyecto LIFE coordinará las acciones de descaste y contención
junto con los responsables designados por las cuencas hidrográficas y el jefe de la Sección de caza
y pesca del Servicio Territorial de Medioambiente de Salamanca.
Planificarán anualmente la priorización de los trabajos a realizar designando las estaciones
de descaste y las zonas de contención prioritarias sobre las que hay que actuar.
Propondrán modificaciones o actuaciones de mejora en las campañas anuales de gestión
de las EEI.
Equipo de trabajo de campo
Se crearán los denominados equipos de trabajo formados por especialistas en control de
EEI pertenecientes a una asistencia técnica.
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Cada equipo de trabajo actuará en las áreas seleccionadas. Se podrá contar con la
colaboración de personal de campo de la Consejería de Fomento y Medio ambiente cuando se
establezca en los trabajos a realizar.
Los equipos de trabajo actuarán bajo la supervisión y dirección de los responsables de las
actuaciones.
12.- COMUNICACIÓN ANUAL DE LOS RESULTADOS
De forma general, antes del 31 de enero de cada año el responsable de los equipos de
trabajo remitirá los resultados de la red de alerta junto con las fichas de control e informe de análisis
de cada campaña de descaste y de propuesta para la siguiente campaña de descaste al
coordinador técnico de LIFE.
El procedimiento de comunicación de resultados será según indica la acción D2 del LIFE
Se tomarán los datos de la ficha control incluida en el ANEXO II, que contendrán al menos
los enumerados en la acción D2 del proyecto LIFE. Los Campos que al menos deben figurar en
dicha ficha son:















Nº índice prioridad
Fecha de descaste
Personal
Técnica/Material
Cuenca hidrográfica
Río/atributo
Coordenadas inicio final del tramo
Especies de ciprínidos autóctonos presentes
Especies de EEI presentes
Nº de ejemplares de cada especie
Relación tamaños
Nº kilos descastados de cada especie
Posibles vías de entrada
Observaciones/incidencias
Recomendaciones de gestión
Se cumplimentará al inicio de la colocación de una nueva estación de descaste y se
actualizará cada día una ficha de control de cada estación, con información del cauce muestreado y
los resultados de capturas obtenidos, material utilizado, personal que ha ejecutado los trabajos, las
especies presentes, el número de ejemplares pescados por especie, relación de tamaños, destino
de los ejemplares descastados.
Se realizará un informe cada otoño que contendrá las actuaciones de erradicación y control
que se han realizado, las fichas de control de cada ubicación de descaste, la evolución respecto a la
campaña anterior y la elaboración de los indicadores enumerados en la mencionada acción D2.
13.- CAMPAÑA DE SENSIBILIZACIÓN
El protocolo de actuación frente a las EEI del LIFE, irá acompañado de campañas de
sensibilización dirigidas principalmente a pescadores, ayuntamientos y empresas de ecoturismo
fluvial.
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Se pondrá de manifiesto la problemática que la introducción de EEI genera sobre la
biodiversidad, la salud humana y la economía. Sus vías de entrada y puntos críticos en cada cuenca
Hidrográfica. Tendrán especial relevancia las escuelas del río y escuelas de alcaldes en la
realización de las campañas de sensibilización a los diferentes sectores.
Estas actuaciones están directamente enlazadas con la acción E9 del LIFE.
ANEXOS
ANEXO O: Ficha de remisión de una alerta
ANEXO I: Protocolo de la red de seguimiento y control de las poblaciones de peces de Castilla y
León.
ANEXO II: Ficha control
12
DATOS DE LA OBSERVACIÓN
Fecha:
Especie:
Abundancia de ejemplares:
Comentarios:
(Indicios de reproducción, indicios de afección negativa a otras especies….)
Lugar:
Coordenadas/Municipio:
Tipo de hábitat/Otros:
Foto:
REMITENTE
Nombre:
Apellido:
Adscripción:
Dirección de correo electrónico:
DISEÑO DE UNA RED DE SEGUIMIENTO Y
CONTROL DE LAS POBLACIONES DE
PECES EN CASTILLA Y LEÓN
Documento 2: Protocolo de muestreo
DISEÑO DE UNA RED DE SEGUIMIENTO Y CONTROL DE LAS POBLACIONES DE PECES EN CASTILLA Y LEÓN
La elección de los procedimientos metodológicos que se exponen a continuación
refleja las directrices de los estándares europeos existentes (norma EN ISO
14011:2003. Muestreo de peces con electricidad y pre-normas elaboradas por la
Comisión Europea de Normalización). Con esto se persigue que los resultados que se
obtengan sean reflejo de las tendencias metodológicas más recientes y de mayor
seguimiento, y que se facilite la comparación de los mismos y el aprovechamiento
(siempre que sea posible) de los datos históricos.
FUNDAMENTOS DE PESCA ELECTRICA
La eficiencia de la pesca eléctrica dependerá de la conductividad eléctrica del agua,
del tipo de sustrato y del tipo de masa de agua (arroyo, río o lago).
La conductividad del agua depende de la litología de la cuenca y no varía
esencialmente a lo largo del año, pero está notablemente influenciada por la
temperatura del agua, aumentando al incrementarse esta. La conductividad del
sustrato tiene cierta influencia ya que campo eléctrico también se extiende en el suelo.
En particular, la arcilla, margas y barro poseen una alta conductividad, mientras que
sustratos rocosos conducen relativamente mal.
El efecto de la corriente eléctrica en los peces depende de muchos factores diferentes,
por lo que en esta introducción solo tendremos en cuenta algunos puntos generales:
Los peces, como todos los vertebrados, sometidos a un campo eléctrico sufren
contracciones musculares involuntarias, con la particularidad de que poseen
electrotaxia positiva, por lo tanto “se orientan” hacia el polo positivo (ánodo). De esta
manera, el polo negativo (cátodo) tiene por tanto un efecto “ahuyentador” mientras que
el polo positivo (ánodo) tiene un efecto de atracción que lo convierte en electrodo de
captura (fig. 1)
Figura 1.- Posicionamiento del pez en el campo eléctrico.
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DISEÑO DE UNA RED DE SEGUIMIENTO Y CONTROL DE LAS POBLACIONES DE PECES EN CASTILLA Y LEÓN
Entre los electrodos se establece un campo eléctrico que puede ser comparado a una
telaraña. Cerca del electrodo el campo es muy fuerte y se debilita hacia los bordes. La
densidad y el tamaño del campo dependerán principalmente de la conductividad y,
entre otras cosas, del tipo de los electrodos utilizados.
Si la conductividad del agua es mayor que la conductividad del pez, el campo eléctrico
no tendrá efectos sobre el mismo. Si la conductividad del agua es muy baja, se
necesitarán voltajes mucho más altos para conseguir la diferencia de potencial entre la
cabeza y la cola del pez (Figura 2).
Figura 2.- Diferentes configuraciones del campo eléctrico dependiendo de la conductividad del agua.
El tamaño y diseño de los electrodos tiene una influencia sustancial sobre la pesca,
independientemente de la potencia del equipo, tipo de corriente y conductividad.
Cuanto mayor sea el ánodo, la corriente cerca del mismo estará menos concentrada y
la potencia será mejor empleada (mayor alcance) y los peces estarán más protegidos
de los posibles efectos adversos.
La salida del equipo debe repartirse entre el ánodo y el cátodo. La parte destinada al
cátodo la podemos considerar como una perdida, ya que no contribuye a la captura,
por lo que este debe tener unas dimensiones determinadas en función del tamaño del
ánodo para minimizar esta “perdida”. Cuanto más pequeño sea el cátodo en relación al
ánodo, mayor será la misma. Por tanto ánodos grandes requieren cátodos grandes.
En la mayoría de los casos, una buena elección es un cátodo 3 o 4 veces la superficie
del ánodo. En el caso de los cátodos lineales (martin pescador) 3 o 4 veces la
circunferencia del ánodo. Esto supone pérdidas de en torno al 25%. 2 veces la
circunferencia del ánodo incrementa las pérdidas al 35% y más pequeños las sube
rápidamente.
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Dependiendo de la posición del pez en el campo de corriente continua se producirán
distintos efectos (figura 3):
Figura 3.- Efectos del campo eléctrico en los peces dependiendo de la posición del pez en el mismo.
En el borde del campo se producirá una reacción de huida (1). A medida que aumenta
la diferencia de potencial entre los extremos del pez, este entrará en vibración (2),
para luego nadar involuntariamente hacia el ánodo (electrotaxia. 3) y por último
producirse la electronarcosis (4).
Los peces de mayor tamaño reaccionan mejor a la corriente (mayor tensión de forma)
que los peces pequeños. Por otra parte, las distintas especies reaccionan de manera
diferente a la corriente eléctrica. Por ejemplo anguilas, carpas y tencas son menos
sensibles a los campos eléctricos que los salmónidos o las luciopercas.
Efectos sobre los peces
La pesca eléctrica se considera un método de muestreo prácticamente inocuo si
efectúa correctamente. Regulada convenientemente, la corriente eléctrica no debe
producir ningún daño en los peces, más allá de decoloraciones parciales que aparecen
como resultado de variaciones pigmentarias causadas por la electronarcosis a nivel
cutáneo y que desaparecerán en tiempo relativamente corto. Los huevos de los peces,
larvas y macroinvertebrados no son afectados por la pesca eléctrica bien regulada.
Sin embargo, si no se regula convenientemente pueden producir daños vertebrales
severos,
paradas
cardiacas
y
hemorragias
internas,
produciendo
elevadas
mortalidades a medio plazo. En la mayoría de los casos se debe a potencias
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inadecuadas o a frecuencias de pulso incorrectas. Como ya se ha señalado, los
salmónidos y las luciopercas son especialmente sensibles.
También se pueden producir mortalidades secundarias por manejo inadecuado,
especialmente por deficiencias de oxígeno (especialmente importante durante la
recuperación de la anestesia) y estrés.
Para minimizar los riesgos, el ánodo debe ser lo más grande posible. Cuanto mayor
sea el ánodo mayor será el rango útil de captura a la vez que el estrés de los peces se
reduce porque se reduce la concentración de la corriente. El uso de ánodos muy
pequeños aumenta mucho el riesgo de producir daños medulares a los peces.
Por lo tanto se debe comenzar la pesca con voltajes bajos y observar el
comportamiento de los peces:
El equipo está bien regulado si los peces nadan hacia el ánodo (lo siguen) y si se
desconecta nadan inmediatamente o la electronarcosis dura sólo unos pocos
segundos
El equipo está en el límite de potencia recomendado si se produce electronarcosis de
todos los ejemplares y la mayoría de peces permanecen anestesiados hasta
aproximadamente 1 minuto
Si la electronarcosis se produce lejos del ánodo y dura varios minutos, la potencia de
salida es excesiva y se debe reducir.
EQUIPO DE MUESTREO.
El equipo de muestreo estará compuesto por un mínimo de 3 personas si se emplea
un solo equipo de pesca eléctrica o de 5 personas en el caso de que se empleen dos.
De ellas, una permanecerá siempre fuera del agua controlando el correcto
funcionamiento de todos los equipos.
Cada miembro del equipo deberá tener el siguiente equipo de protección personal:

Vadeadores de neopreno o caucho. No se recomienda el uso de vadeadores
transpirables pues no aíslan totalmente de la electricidad, por lo que pueden
presentarse problemas de descargas especialmente en zonas profundas.

Guantes de goma.

Gafas polarizadas (optativo)
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El material para el muestro estará compuesto por:

Generador eléctrico, con una potencia mínima recomendada de 2000 w (para
dos equipos)

Extintor

Convertidor-rectificador de corriente (preferentemente 2 por equipo de
muestreo)

Pértigas (ánodo) y rejillas (cátodo), con las particularidades señaladas
anteriormente.

Cables y conectores. Se recomienda que el cable del ánodo en los equipos
fijos tenga una longitud de 150 m.

Redes de cierre de un solo paño y luz de malla de 1 cm.

Sacaderas

Cubos o gavetas de goma o plástico

Al menos 2 contenedores para el almacenamiento de peces, con una
capacidad mínima 50 l y al menos 50 cm de largo para poder dar cabida a
ejemplares grandes.

Oxigenadores (se recomienda la utilización de difusores de oxígeno puro)

Anestésico para peces (se recomienda el empleo de MS 222)

Ictiometro y balanza con precisión de 1 gr.

Botes para muestras

Alcohol o formaldehido al 10%

Cinta métrica (50m.)

GPS

Cámara fotográfica

Estadillos de campo

Lapiceros

Conductivímetro (recomendable)

Termómetro

Lejía

Pinzas finas (opcional)

Sobres de papel para escamas (opcional)
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LA ESTACIÓN DE MUESTREO.
Las estaciones de muestreo serán representativas de las condiciones de las distintas
masas de agua. Para ello se caracterizaran los hábitats según su complejidad,
velocidad del agua, tipo de sustrato, profundidad, condiciones de iluminación, tipo de
vegetación de ribera. etc.
De acuerdo con lo establecido en la norma CEN EN 14011, el área de muestreo
debería tener una longitud de 10 veces la anchura media del rio, con un mínimo de
100 m2. Debido a las características de los ríos de la Comunidad, este patrón resulta
excesivo dando como resultado estaciones con grandes superficies de muestreo, por
lo que de manera general se estandarizará la longitud de las estaciones, muestreando
aproximadamente 100 m de río. Es favorable que el tramo a pescar esté de limitado
por dos rápidos, los cuales actúan de barrera natural para los peces de mayor tamaño.
Caso de no existir un rápido en el límite inferior del tramo, habrá de colocarse una red
de cierre, que será de un solo paño y luz de malla no superior a 1 cm.
Se fijará la posición la estación de muestreo tomando las coordenadas UTM del límite
inferior con un GPS referenciado al datum ETRS89 o en su defecto las coordenadas
geográficas. También se redactará una breve descripción de cómo llegar a la estación
de muestreo (incluyendo un croquis de localización con referencias topográficas si se
considera oportuno) que faciliten su localización posterior, incluso por un equipo
diferente.
Los límites de la estación de muestreo no deberán variarse entre campañas de
muestreo. Si por imponderables (modificaciones del cauce, obras, etc.) hubieran de
variarse, se señalará claramente en el estadillo correspondiente, tomando las
coordenadas de los nuevos límites.
Se evitará transitar por el tramo seleccionado antes de realizar las operaciones de
muestreo, por lo que la caracterización se realizará al finalizar las mismas.
En cada estación se medirá la longitud total muestreada y la anchura del río al
principio y al final de tramo de muestreo, así como cada 25-30 m y en la zona más
ancha y en la más estrecha, de modo que de cada estación se dispondrá de 6
medidas de anchura.
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Se rellenará el estadillo que se adjunta (anexo II) a lápiz, para evitar la pérdida de
datos si el papel se moja.
METODO DE MUESTREO
El muestreo se debe efectuar durante el día y preferiblemente al final de la estación de
crecimiento (final de verano, inicio de otoño). En este periodo los alevines ya tienen
suficiente tamaño para ser capturados lo que permitirá evaluar el reclutamiento anual.
Además en esta época se dan caudales bajos y poco fluctuantes y los peces tienden a
permanecer en la misma área.
No se debe pescar con temperaturas inferiores a 5°C (la actividad es mínima y la
eficiencia de pesca muy baja) (EN 14011:2003).
Inicialmente se medirán la temperatura y conductividad del agua, necesarias para
graduar la intensidad del convertidor de corriente. Como se ha señalado, la intensidad
necesaria de la corriente eléctrica disminuye a medida que aumenta la conductividad.
Es importante señalar que la pesca se produce al alcanzar una potencia determinada,
función del voltaje, la intensidad de la corriente y las condiciones ambientales
(conductividad) y no por ninguno de los tres parámetros aisladamente, por lo que no
existe una receta fija de voltios o amperios a emplear. Se debe pescar con la mínima
potencia posible para asegurar el mínimo daño a los peces.
También conviene recordar que el porcentaje de saturación del oxígeno en el agua
disminuye al aumentar la temperatura por lo que se debe ser especialmente cuidadoso
cuando la temperatura del agua supere los 20ºC. Así mismo debemos asegurarnos de
que los depósitos de estabulación mantienen una temperatura adecuada.
La realización de pesca eléctrica requiere tener en cuenta aspectos de seguridad en la
manipulación de los equipos y en los procedimientos de pesca.
Se situará el generador y el convertidor de corriente cerca de la orilla del río, en una
localización adecuada que permita pescar desde aguas abajo del tramo hacia aguas
arriba. Se conectará el cátodo (reja) al convertidor y se introducirá en el agua a ser
posible en un punto intermedio del tramo para limitar la fluctuación de la intensidad de
la corriente). Se conectará la pértiga (ánodo) al convertidor de corriente con un cable
suficientemente largo para cubrir toda la longitud del tramo. Se situarán los depósitos
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contenedores de los peces y el material necesario para tomar las medidas biométricas
en un sitio llano y sombreado.
Antes de poner en marcha el equipo, el responsable del mismo ha de asegurarse de
que todos los terminales están conectados, los electrodos están en el agua y el
personal está convenientemente preparado.
Cada sesión debe empezar con todos los selectores (voltaje, intensidad, y si están
disponibles frecuencia de pulso y amplitud de onda) al mínimo necesario para capturar
los peces. Si el equipo tiene selector de tipo de corriente, se debe iniciar el muestreo
usando corriente continua (señalado habitualmente con CC en español o DC si la
notación está en inglés) al menor voltaje posible e incrementando el voltaje hasta
conseguir la captura. Recuérdese que con corriente continua el interruptor debe estar
pulsado hasta que el pez es capturado.
Si la captura de peces no tiene éxito con el uso de CC, emplear corriente continua
pulsada (CCP o PDC) a voltajes más bajos. Si la captura de peces no tiene éxito con
tensiones bajas, aumentar la duración, amplitud, y frecuencia del pulso.
La pesca eléctrica debe realizarse de manera que reduzca al mínimo el posible daño a
los peces. Se debe tener especial cuidado cuando se pesca en zonas con altas
concentraciones de peces (cardúmenes) y en aguas poco profundas, donde se
produce la mayor parte de la captura de salmónidos juveniles. Los gradientes de
tensión pueden ser altos cuando los electrodos se encuentran en aguas poco
profundas donde las capas límite (superficie del agua y sustrato) tienden a intensificar
el campo eléctrico.
Los peces no deben entrar en contacto con el ánodo -recuerde que la zona de lesión
potencial para los peces es 0,5 m desde el ánodo -, ni permanecer en el campo
eléctrico por más tiempo del necesario, por lo que no se deben acumular peces en las
sacaderas.
El tiempo de recuperación de los peces una vez capturados debe ser inferior a un
minuto, si el tiempo es superior o aparecen bandas oscuras en los costados, perdida
de equilibrio, etc., el equipo está mal regulado.
Cada equipo debe estar compuesto por un pescador (quien porta el ánodo), que
puede llevar también sacadera dependiendo del entrenamiento del mismo, auxiliado
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por un ayudante con sacadera y una tercera persona que llevará el cubo de agua para
las capturas y se ocupara de los cables. El esfuerzo de pesca debe ser constante, por
lo que la velocidad de avance por el cauce debe ser lo más regular posible. Es
importante que los encargados de realizar la pesca sean siempre los mismos para
minimizar las diferencias en los errores de muestreo.
Las estaciones deben ser muestreadas sistemáticamente aguas arriba moviendo el
ánodo de forma continua en un patrón de espina de pescado (figura 4). El área útil de
captura será de entre 2 y 5 m desde el ánodo, dependiendo de las características del
tramo. Antes de progresar en el río habrá de muestrearse todos los hábitats existentes
hasta completar la anchura del cauce y no se debe avanzar más de 2/3 del radio
efectivo de captura, de manera que cada barrido se solape parcialmente con el
anterior.
En ríos de más de 5-10 m de anchura se recomienda el empleo de dos equipos en
paralelo (figura 5). En ríos de más de 20 m de anchura se debe incrementar el número
de equipos en paralelo o emplear la técnica de muestreo en perpendicular que se
describe en la figura 6.
No se deben acumular peces en los cubos, por lo que se deben trasladar
periódicamente a los contenedores de estabulación a la espera de que se tomen las
medidas biométricas. Hay que controlar que la densidad de peces en los contenedores
no sea excesiva y que los peces se encuentren en buenas condiciones (renovar el
agua. mantener el contenedor a la sombra, oxigenar el agua. etc.).. Si la toma de
medidas biométricas se realiza simultáneamente a la captura por el personal en tierra
se acortan mucho los tiempos de muestreo.
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Figura 4.- Procedimiento de muestreo con un solo equipo.
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Figura 5.- Procedimiento de muestreo con dos equipos en paralelo.
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Figura 6.- Procedimiento de muestreo con un número limitado de equipos en ríos grandes
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El método a emplear para la realización de las estimas será el de capturas sucesivas
sin restitución, por lo que en cada estación de muestreo han de realizarse un mínimo
de tres operaciones de pesca consecutivas, manteniendo estabulados los peces
capturados en cada una de ellas. Si el número de capturas en la tercera operación es
superior a 20% de las capturadas en la primera, habrá de realizarse una nueva
operación de pesca.
IDENTIFICACION Y TOMA DE DATOS BIOMETRICOS
Para manipular los peces (identificar, pesar y medir) es conveniente usar un producto
anestésico que los relaje y facilite el trabajo (especialmente para los peces más
activos como la trucha). Se recomienda usar MS-222. Es importante controlar la dosis
y el tiempo de exposición al anestésico, dado que una exposición excesiva puede
conducir a la muerte del ejemplar
Se tomaran los datos de cada una de las operaciones de pesca de manera
independiente, identificando cada uno de los ejemplares, capturados de los que se
tomará nota del peso y la longitud al punto medio del borde exterior de la aleta caudal
(longitud furcal o total, dependiendo del tipo de aleta) en los estadillos preparados al
efecto (Anexo II).
Si existen dudas en la identificación de alguna especie se conservará algún ejemplar
de la misma (en hielo o fijado con formaldehido al 10%) para su posterior
determinación.
En los casos necesarios, para confirmarla edad se tomarán muestras de escamas
según el protocolo que se detallará para cada especie.
RECUPERACION Y SUELTA DE LOS PECES CAPTURADOS
Los ejemplares ya medidos y pesados se introducirán en otro contenedor con agua
fresca hasta su total recuperación. Hay que evitar una densidad excesiva de peces
que conducirla ala desoxigenación rápida del agua, especialmente en el caso de
haberse usado algún anestésico. El empleo de oxígeno en saturación acorta mucho el
proceso y en todo caso mejora las condiciones de confinamiento. En el caso de que
las capturas sean muy abundantes y superen la capacidad de estabulación, se pueden
colocar en contenedores de rejilla de plástico o viveros sumergidos y depositados en el
cauce fluvial de modo que la corriente de agua circule a su través. Este contenedor
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debe situarse fuera de la zona de pesca para evitar que los peces sean afectados
nuevamente por la corriente eléctrica.
Una vez finalizada la pesca en el tramo.se procederá a devolver los peces al río,
asegurándose que están recuperados de la anestesia. Para ello se elegirá una zona
dentro del tramo de muestreo, de corriente moderada y cerca de la orilla (evitar la
suelta en tramos de fuerte corriente).
DESINFECCION DE EQUIPOS
Finalizado el muestreo se procederá a la desinfección de los equipos empleados.

En el mismo lugar de muestreo se procederá al vaciado de restos de agua de los
equipos.

Se inspeccionará visualmente todo el equipo para la eliminación de ejemplares
visibles de especies invasoras y restos de vegetación acuática.

El material desechable se debe guardar en una bolsa, para ser posteriormente
depositados en el contenedor adecuado.

Los sensores de los aparatos de medición in situ, se deben aclarar en el lugar de
muestreo con abundante agua destilada para eliminar toda la suciedad.

El resto del equipo debe ser desinfectado bien por remojo, inmersión o fumigación
con una solución desinfectante (para una concentración de lejía del 5% se debe
añadir 1 ml/l, es decir unas 20 gotas a cada litro) Se debe tener especial cuidado
de que las aguas de lavado no vuelvan al medio acuático, para evitar afecciones a
otros organismos.

Las botas, sacaderas, redes, etc. deben ser desinfectadas, bien por inmersión o
fumigación con solución desinfectante similar a la citada en el anterior párrafo. Se
debe tener especial cuidado y atención con aquellas partes del equipo que puedan
contener accidentalmente restos de moco de roca o larvas de mejillón cebra, como
la suela de las botas, ganchos, tornillos, etc.

En el caso de que el equipo no vaya a utilizarse antes de diez días, se debe dejar
secar al sol al menos 10 días; se ampliará el plazo a 20 días si las condiciones de
temperatura y humedad relativa del lugar lo requieren, antes de volver a utilizarlo
en otra masa de agua.
En el anexo I se proporciona un manual de muestreo para la facilitar el seguimiento del
protocolo paso a paso.
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PROCESADO DE LOS DATOS
Se remitirá el estadillo de caracterización de la estación de muestreo y los datos
correspondientes a las capturas para su análisis. Estos últimos se transcribirán a un
archivo de Excel siguiendo el modelo de la figura 7.
Figura 7.- Plantilla para la remisión de datos
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ANEXO I
MANUAL DE MUESTREO CON PESCA ELECTRICA
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Consideraciones previas
1.- Equipo personal
1.1.- Vadeadores.
Los más adecuados para la pesca eléctrica son los vadeadores de neopreno, que
aunque indudablemente resultan incomodos cuando hace calor, son los que mejor
aíslan del campo eléctrico. Se recomienda el uso de vadeadores “de calcetín” frente a
los de bota integrada, pues sujetan mejor el tobillo.
Se debe prestar especial atención al estado de conservación y cualquier poro en el
neopreno debe ser reparado con un adhesivo de uretano1 (se debe tener en cuenta
que para que el uretano esté totalmente seco debe dejarse unas 12h.)
La suela de la bota debe ser preferentemente de goma, para evitar la dispersión de
especies invasoras y/o esporas de patógenos, pero no son fáciles de encontrar en el
mercado, siendo mucho más frecuentes las suelas de fieltro. En este caso se debe ser
especialmente cuidadoso en la desinfección de las mismas, especialmente cuando se
cambia de cuenca.
1.2.- Guantes de goma.
Se recomienda que sean aislantes de la electricidad (UNE EN 60903:2003), de clase
00. Se deben llevar siempre mientras se realiza pesca eléctrica.
2.- Equipo de muestreo
2.1.- Oxigenadores
La mejor opción para el equipo de aireación es llevar una botella de oxígeno de 5/20 l,
que asegura oxígeno en saturación en los tanques de almacenamiento de los peces,
lo que facilita su recuperación del anestésico y minimiza los riesgos de mortalidades si
se almacenan demasiados individuos. Los difusores se pueden hacer fácilmente con
manguera porosa, que proporciona una buena difusión con presiones muy bajas.
1
Los adhesivos con base de uretano se conservan mucho mejor refrigerados
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DISEÑO DE UNA RED DE SEGUIMIENTO Y CONTROL DE LAS POBLACIONES DE PECES EN CASTILLA Y LEÓN
Antes de salir
Repasar la lista de material antes de salir (se adjunta modelo al final de este
documento) y asegurarse que todo el equipo está en perfectas condiciones y que se
han efectuado las reparaciones necesarias desde la última salida y asegurarse que
hay gasolina suficiente para la jornada de muestreo.
En la estación de muestreo
1.- Identificar claramente los límites de la estación, SIN ENTRAR EN EL RIO
2.- Escoger el emplazamiento del equipo de pesca y el lugar donde se efectuará la
toma de datos.
El equipo de pesca, especialmente el generador, deberá estar en una zona libre de
vegetación para reducir al mínimo el riesgo de incendio.
El lugar donde se efectuará la toma de datos debe estar, siempre que sea posible,
sombreado.
3.- Instalar el equipo de pesca, asegurándose de la correcta conexión de ánodo y
cátodo.
4.- Preparar los contenedores de almacenamiento de los peces, con agua suficiente e
instalar el equipo de aireación.
5.- Colocar las redes de cierre si es necesario.
6.- Una vez que todo está comprobado y el personal que va a efectuar el muestreo
está en el agua, el responsable del equipo arrancará el generador y ajustará el equipo
a las condiciones de la estación de muestreo. Una vez comprobado que la potencia de
salida es la correcta se iniciará el muestreo.
7.- Se realizarán un mínimo de 3 pasadas en cada punto de muestreo. Si en la tercera
pasada el número de capturas es superior al 20% de las capturas en la primera, se
efectuaran sucesivas pasadas hasta que se alcance este porcentaje.
Se prestará especial atención a identificar claramente las capturas que corresponden a
cada pasada, con el fin de que no se produzcan errores en la toma de datos.
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DISEÑO DE UNA RED DE SEGUIMIENTO Y CONTROL DE LAS POBLACIONES DE PECES EN CASTILLA Y LEÓN
8.- Una vez finalizado el muestreo se procederá a medir la estación y las variables
ambientales.
9.- Desinfectar los equipos.
Toma de datos
Los ejemplares capturados deben permanecer en un contenedor con suficiente
oxigenación y sombreados para evitar que la temperatura del agua suba en exceso. Si
son de color negro se reduce el estrés durante el tiempo de estabulación. Se deben
mantener separados los correspondientes a cada operación de captura.
Se debe sedar a los ejemplares para reducir el estrés de manejo y facilitar la toma de
datos, con lo que el tiempo fuera del agua se reduce al mínimo. El anestésico de
elección es MS-222.
El objetivo es lograr una sedación ligera, por lo que la dosis necesaria (≈ 50 ppm) se
consigue con 0.5 gr. de anestésico en 10 l. de agua. El MS222 acidifica ligeramente el
agua, por lo que en aguas muy blandas (conductividades muy bajas) se debe añadir
bicarbonato sódico al agua (1 gr. x 10 l.) para evitar problemas de pH. No se deben
introducir un número elevado de ejemplares a la vez para evitar tiempos largos de
exposición.
Una vez sedados (un par de minutos suele ser suficiente) se procede a la toma de
longitud furcal o total, dependiendo del tipo de aleta caudal, y peso, y se les introduce
en los tanques de recuperación, que deben estar bien oxigenados para facilitar el
proceso.
La toma de datos cuando se capturan muchos ejemplares lleva mucho tiempo. Medir
en el suelo, de rodillas o en cuclillas, produce fatiga en poco tiempo y aumentan los
errores, por lo que se debe procurar que la postura que se adopte sea lo más cómoda
posible. Llevar una mesa plegable, y si es posible de altura superior a la normal, es la
mejor opción.
Para que el proceso sea más rápido, es recomendable separar las capturas por
especies antes de empezar a medir.
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DISEÑO DE UNA RED DE SEGUIMIENTO Y CONTROL DE LAS POBLACIONES DE PECES EN CASTILLA Y LEÓN
Se debe medir la totalidad de los ejemplares de trucha capturados y un número
significativo del resto de las especies (mínimo 100 ejemplares seleccionados al azar).
El resto de los ejemplares no medidos se contarán y se anotará la biomasa total.
No se devolverán los ejemplares al río hasta que estén todos totalmente recuperados
de la sedación.
Al finalizar la jornada
Revisar el equipo y efectuar las reparaciones necesarias. Prestar especial atención a
las zonas “peladas” del cable del ánodo y los conectores.
Secar los vadeadores (lo que reduce el riesgo de propagación de especies invasoras o
patógenos que hubieran podido sobrevivir a una desinfección defectuosa) y repararlos
si fuera necesario.
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LISTA DE MATERIAL
Equipo personal:
☐Vadeadores (y botas, si son de tipo calcetín)
☐Guantes de goma. Es conveniente llevar repuesto.
Otro material útil
☐Gafas polarizadas
Material para el muestro:
☐Generador eléctrico
☐Bidón de gasolina
☐Convertidor-rectificador de corriente
☐Pértigas (ánodo) y rejillas (cátodo).
☐Cables y conectores2.
☐Extintor
☐Redes de cierre de un solo paño y luz de malla de 1 cm.
☐Sacaderas
☐Cubos o gavetas de goma o plástico (se recomienda un mínimo de 6)
☐Contenedores para el almacenamiento de peces (2)
☐Oxigenadores
Otro material útil
☐Cinta aislante
☐Cinta americana
☐Polímetro
Material para la toma de datos:
☐Ictiómetro
☐Balanza con precisión de 1 gr.
☐Anestésico para peces (se recomienda el empleo de MS 222)
☐Cinta métrica (50m.)
☐GPS
☐Cámara fotográfica
☐Estadillos de campo
☐Lapiceros
Otro material útil
☐Pilas de repuesto
☐Conductivímetro (recomendable)
☐Termómetro
☐Botes para muestras
☐Alcohol o formaldehido al 10%
☐Pinzas finas
☐Sobres de papel para escamas
Material de desinfección:
☐Lejía
☐Pulverizador (5 l)
2
Se recomienda llevar un juego de repuesto
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ANEXO II
ESTADILLOS DE CAMPO
22
Equipo
Fecha
Punto
Río
UTM
Nº Foto
DESCRIPCIÓN DEL TRAMO
Longitud :
Morfologia
Tipo de flujo
Anchuras
Recto
Curvo
Sinuoso
Meandriforme
Islas
Anastomosado
Rápidos
Rápidos en escalera
Corrientes
Tabla rápida
Tabla lenta
Remansos
A. máxima
A. mínima
Sustrato
%
%
%
%
%
%
Saltos
Altura máxima
Pozas
Pozos
Islas o isletas
Roca madre
Bolos (>600)
Piedras (600-300)
Cantos (300-75)
Gravas (75-2)
Arenas (2 – 0.75)
Finos (< 0.75)
%
%
%
%
%
%
%
Abundancia
No hay
Pocas
Frecuentes
Abundantes
Tamaño
Pequeñas
Medianas
Grandes
Vegetación
Sin vegetación
Herbácea
Arbustiva
Arbórea
VEGETACION DE RIBERA
Especies presentes
Margen
Izquierda
Margen
derecha
Arbolado
Matorral
Herbácea
categorías de abundancia
1. Pies aislados
2. Abundante
3. Dominante
Ancho de faja
Estado de conservación de las orillas
% Alteración
Margen izq:
Estabilidad
IZQUIERDA
DERECHA
Excelente
Buena
Margen dcha:
Cobertura:
Pobre
Expuesto
Grandes claros
Sombreado con ventanas
Totalmente en sombra
Minima
%
Causas:
VEGETACIÓN SUMERGIDA
Ausente:
Presente:
Especies presentes:
Cobertura:
Usos del suelo
Margen izquierda:
Margen derecha:
ACCESOS
< 10%
10 – 50 %
50 %
Epilítica:
Briófitos
Macrofitas sumergidas
Macrofitas emergentes
Cat.
PARÁMETROS FÍSICO - QUÍMICOS
Hora:
TEMPERATURA AMBIENTAL:
ºC
TEMPERATURA DEL AGUA:
ºC
S
CONDUCTIVIDAD:
EQUIPOS UTILIZADOS
Equipo 1
Equipo 2
Voltaje
Voltaje
Intensidad
Intensidad
Ø ánodo
Ø ánodo
Sup. cátodo
Sup. cátodo
RESUMEN DE CAPTURAS
Especie
1
Capturas
Peso
Capturas
Peso
Capturas
Peso
Capturas
Peso
Capturas
Peso
Capturas
Peso
Capturas
Peso
Capturas
Peso
Capturas
Peso
Capturas
Peso
OBSERVACIONES
2
3
4
5
TOTAL
Punto:
Fecha:
Especie
P
L.T.
Peso
P
Hoja:
Especie
Especie
Especie
L.T.
L.T.
L.T.
Peso
Peso
Peso
FICHA CONTROL ESTACIÓN DE DESCASTE Nº
nº indice Fecha
prioridad descaste Personal Técnica
Cuenca
hidrográfica Río/tributario
HUSO
Tramo inicial
UTM X
tramo inicial
UTM Y
Tramo final
UTM X
Tramo final
UTM Y
Especies
autóctonas
presentes
EEI presentes
nº ejemplares EEI
Tamaño
kilos
via de
entrada
Observaciones/ recomendaciones
Incidencias
gestión