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UNIVERSIDAD NACIONAL JORGE BARADRE GROHMANN – TACNA
Facultad de Ciencias
Escuela profesional de Biología-Microbiología
Determinación del medio Murashige & Skoog (MS)
para el desarrollo adecuado de hojas en Solanum
tuberosum L. variedad Chiquisa, bajo condiciones in
vitro
Informe de prácticas pre-profesionales
Presentado por:
Jhon Luis Choquegonza Aguilar
Lugar:
Laboratorio de Biotecnología Vegetal-UNJBG
Fecha de prácticas:
Agosto del 2019 – Diciembre del 2019
TACNA-PERÚ
2019
Índice de Contenido
I GENERALIDADES ................................................................................................................................... 2
1.1
Razón Social de la empresa. ......................................................................................................... 2
1.2
Ubicación ...................................................................................................................................... 2
1.2.1
Rama industrial: ........................................................................................................................ 2
1.3
Organización de la empresa: ......................................................................................................... 3
1.4
Objetivos ....................................................................................................................................... 4
1.4.1 Objetivos Generales ..................................................................................................................... 4
1.4.2 Objetivos Específicos ................................................................................................................... 4
II. FUNDAMENTO TEORICO .................................................................................................................... 5
2.1 Cultivo in vitro .................................................................................................................................... 5
2.2 Medios de cultivo ................................................................................................................................ 6
2.2.1 Componentes inorgánicos del medio de cultivo .......................................................................... 8
2.2.2 Componentes orgánicos del medio de cultivo. .......................................................................... 10
2.3 Medio MS.- ....................................................................................................................................... 12
2.4 Generalidades de Solanum tuberosum L. .......................................................................................... 13
2.4.1 Origen ........................................................................................................................................ 13
2.4.2 Descripción botánica.................................................................................................................. 14
a) Semilla ............................................................................................................................................ 15
b) Raíz. ................................................................................................................................................ 15
2.4.3 Clasificación taxonómica .............................................................................................................. 16
III. MATERIALES Y METODOS ............................................................................................................. 19
3.1 Material vegetal empleado ................................................................................................................ 19
3.2 Materiales de laboratorio .................................................................................................................. 19
3.2.1 Materiales de vidrio. .................................................................................................................. 19
3.2.2 Equipos. ..................................................................................................................................... 20
3.2.3 Medios de cultivo, reactivos y otros .......................................................................................... 20
3.2 Métodos: ........................................................................................................................................... 20
3.2.1 Multiplicación del material vegetal............................................................................................ 20
3.2.2 Preparación del medio de cultivo ............................................................................................... 22
IV. ACTIVIDADES DE PRACTICAS PRE-PROFESIONALES ............................................................. 26
4.1 Adiestramiento en las capacidades útiles en el desempeño de un Biólogo-Microbiólogo. .................. 26
V. RESULTADOS ...................................................................................................................................... 27
VII. CONCLUSIONES Y SUGERENCIAS .............................................................................................. 34
7.1 Conclusiones ..................................................................................................................................... 34
7.2 Sugerencias ....................................................................................................................................... 34
VIII. BIBLIOGRAFIA ............................................................................................................................... 36
IX. ANEXOS .............................................................................................................................................. 38
9.1
Tratamientos y muestras de la variedad chiquisa en medio MS para propagación de papa
estándar. .................................................................................................................................................. 38
9.2
Crecimiento de los vástagos después de 27 días de evaluación................................................. 39
9.3
Cuadros de Soluciones stock de minerales mayores y menores ................................................. 43
9.4 Altura y numero de hojas final de cada segmento ............................................................................ 45
INTRODUCIÓN
Durante las practicas pre-profesionales se realizó varias actividades en el cual el estudiante
aprender y ganara experiencia para los distintos procedimientos en el laboratorio de biotecnología
vegetal de la universidad Jorge Basadre Ghromann, que, mediante la preparación de medios de
cultivo, esterilización, el uso de materiales y equipos de laboratorio adiestran al estudiante durante
la duración de las practicas pre-profesionales el cual serán de utilidad cuando se ejerza la profesión
en un área relacionada con Biotecnología Vegetal donde se realizó las practicas.
En el laboratorio de Biotecnología Vegetal se iniciara también la consulta de bibliografía para
resolver problemas que pueden presentarse en el laboratorio, como ejemplo en este caso sobre el
correcto crecimiento de Solanum tuberosum L. variedad chiquisa el cual en condiciones in vitro
tuvo un crecimiento limitado por tanto hubo dificultades en el proceso de aclimatación ya que
había una tasa de mortalidad elevada por tanto en este informe se planteó un solución aplicando
tratamientos, modificando el medio Murashige Skoog (MS) para un correcto desarrollo
encontrándose resultados favorables que serán de utilidad para futuros trabajos de investigación.
1
I GENERALIDADES:
1.1 Razón Social de la empresa.
En la Universidad Nacional Jorge Basadre Ghromann (UNJBG) Ubicado en la dirección: Av.
Miraflores Nro. S/n Cercado (Ciudad Universitaria) Tacna, con número de RUC:
20147796634, número telefónico (052) 583000, con email coin@unjbg.edu.pe
1.2 Ubicación:
El Laboratorio de Biotecnología Vegetal de la Facultad de Ciencias Agropecuarias de la
Universidad Jorge Basadre Grohmann ubicado en el “Fundo Los Pichones Sur” que se
encuentra ubicado en las siguientes coordenadas:
Latitud Sur. -
17° 59´ 38´´
Latitud Oeste. -
70°14´22´´
Altitud. -
550 msnm
1.2.1 Rama industrial:
Biotecnología vegetal
2
1.3 Organización de la empresa:
UNIVERSIDAD JORGE BASADRE
GROHMANN
FACULTAD DE CIENCIAS
AGROPECUARIAS
LABORATORIO DE BIOTECNOLOGIA
VEGETAL
JEFE DE LABORATORIO
ÁREA DE TUBEROSAS
ÁREA DE FRUTALES
TÉCNICO DE LABORATORIO
TÉCNICO DE LABORATORIO
PRACTICANTES
PRACTICANTES
3
1.4 Objetivos
1.4.1 Objetivos Generales:
 Determinar el medio Murashige skoog (MS) adecuado para un mayor desarrollo de
hojas in vitro de Solanum tuberosum L. variedad chiquisa.
1.4.2 Objetivos Específicos:
 Determinar la concentración adecuada de nitrógeno, sacarosa y Ácido giberelinico
(AG3) en el medio Murashige & Skoog (MS).
 Determinar la altura en los brotes de Solanum tuberosum L. variedad chiquisa bajo
condiciones in vitro.
 Determinar el número de hojas de los brotes de Solanum tuberosum L. variedad
chiquisa en condiciones in vitro.
4
II. FUNDAMENTO TEORICO
Dado el incremento en la población mundial, actualmente de 6 477 millones de habitantes
y estimada en 8 mil y 9 mil 300 millones para los años 2025 y 2050 respectivamente, la
producción de alimentos es un importante reto para este siglo. El vencerlo dependerá de la
capacidad para mejorar el rendimiento y productividad de los cultivos agrícolas y
desarrollar variedades mejoradas de plantas que proporcionen alimentos de mejor calidad
y productos naturales a más bajos costos.
Durante la denominada Revolución Verde, por ejemplo, usando técnicas tradicionales de
autopolinización y polinización cruzada fue posible seleccionar especies vegetales de alta
productividad, mejor crecimiento, valor nutricional, producción de semillas y frutos de
mejor calidad que las variedades silvestres y con las cuales se revertió la deficiencia de
alimentos que se presentó antes de los años sesenta del siglo pasado. No obstante, muchas
de las variedades vegetales cultivadas a gran escala obtenidas por la Revolución Verde
están cerca de sus límites biológicos y físicos de productividad, por lo que es difícil
incrementar más su productividad por técnicas tradicionales de mejoramiento (Universidad
Autonoma de Mexico, 2005).
2.1 Cultivo in vitro:
El cultivo de células y tejidos vegetales se refiere al conjunto de técnicas usadas para crecer
células, tejidos u órganos vegetales in vitro, bajo condiciones asépticas, controladas y libres
de microorganismos. Se basa en el principio de totipotencia (De haan, Palomino, & Ramos,
5
2006) que indica que cualquier célula vegetal contiene una copia íntegra del material genético
de la planta a la que pertenece sin importar su función o posición en ella, y por lo tanto tiene
el potencial para regenerar una nueva planta completa.
El proceso involucrado en la transformación de una célula a una planta u órgano, en ese
entonces lo llamaron diferenciación celular, pero actualmente se denomina organogénesis. Se
indican los principales sucesos ocurridos durante la evolución de las técnicas de cultivo de
células vegetales. En un principio los investigadores sugerían que las células en las plantas se
diferenciaban al retener sólo aquella parte del genoma necesario para el tipo celular del órgano
al que estaban destinadas. Se pensaba que debía haber factores externos que provocaban que
las células cambiaran tomando gran diversidad de formas y funciones. Al inicio no se sabía si
los cambios sufridos por la diferenciación eran permanentes e irreversibles o si sólo eran
características temporales para que las células se adaptasen a necesidades funcionales del
organismo en general y del órgano en particular. Sin embargo, en experimentos realizados por
Vochting en 1878 sobre la polaridad celular, se observó que células de tallos eran capaces de
rediferenciarse y formar raíces y brotes, lo que demostró que la diferenciación no era
permanente, sino que estaba dada por la posición relativa de la célula en la planta. Ahora se
sabe que la diferenciación celular está regulada por la expresión genética y que no implica la
pérdida de material genético (Ferl & Paul, 2000).
2.2 Medios de cultivo:
Para crecer, las células requieren una variedad de nutrimientos orgánicos e inorgánicos; estos
requerimientos se demuestran fácilmente en órganos y tejidos extirpados de plantas superiores
eh inferiores. Los nutrimientos orgánicos al igual que los inorgánicos, se requieren en dos
6
niveles: unos macros y otros micro. Generalmente, las células en crecimientos pueden fabricar
sus proteínas a partir de fuentes adecuadas de nitrógeno y carbohidratos suministrados por el
medio de cultivo; sin embargo, existe además una cantidad de sustancias orgánicas adicionales
que se requieren en cantidades mínimas y que son activas en el crecimiento.
A menudo, la necesidad de los factores orgánicos de crecimiento se hace evidente solo cuando
se considera un crecimiento largo y continuado o potencialmente indefinido. Aunque una
planta verde intacta autótrofa, las células de sus regiones de crecimiento pueden ser
acentuadamente heterótrofas y requerir la aplicación de un numero de estimulantes orgánicos
complejos que, en el caso de la planta intacta, generalmente se derivan de las células verdes.
En cuanto a los tejidos de plantas, desde 1940 se ha desarrollado una gran cantidad de trabajos
sobre sus requerimientos nutricionales en medios estrictamente definidos. En términos
generales, la mayor parte de tales tejidos se pueden cultivar exitosamente en un medio que
contenga cualquiera de varias mezclas de sales minerales diseñadas para mantener el
crecimiento de tejidos y órganos. A menudo se utiliza la sacarosa como una fuente de energía.
Algunos tejidos se pueden cultivar exitosamente en un medio completamente definido,
mientras muchos otros no presentan crecimiento en soluciones salinas relativamente simples,
a menos que se complementen con ciertos micro elementos, vitaminas y otras sustancias
promotoras de crecimiento de naturaleza completamente indefinida, tales como el agua de
coco (AC), la caseína hidrolizada (CH), los extractos de levadura y de malta, el endospermo
liquido de la castaña de Indias y otros semejantes.
Posiblemente la formulación del medio para el cultivo de tejidos es más un arte que una
disciplina por derecho propio, la experiencia es el mejor maestro en este tipo de trabajo y este
7
es el mejor consejo orientación que se le puede dar a un principiante. (Roca & Mroginski,
1993).
2.2.1 Componentes inorgánicos del medio de cultivo
Los medios de cultivo están constituidos por componentes inorgánicos, los cuales son
suministrados en cantidades relativamente grandes (macronutrientes) y otros añadidos
en menor cantidad (micronutrientes).
Dentro
de
los
macronutrientes,
se
encuentran
de nitrógeno (N), potasio (K), calcio (Ca), fósforo (P), magnesio (Mg)
iones
y azufre (S).
El nitrógeno se adiciona al medio de cultivo en forma de nitrato o iones amonio, o la
combinación de ambos iones, el sulfato de magnesio (Mg SO4 7H2O) satisface tanto el
requerimiento de magnesio como el de azufre, el fósforo puede adicionarse en
cualquiera de las formas NaH2PO4.H2O ó KH2PO4, el potasio es un catión que se agrega
en forma de KCl, KNO3, ó KH2PO4, el calcio se adiciona con Ca Cl2.2H2O,
Ca(NO3)2.4H2O o la forma anhidra de cualquier sal y el cloro se presenta en forma de
KCl ó CaCl2.
Los micronutrientes, que son añadidos a los medios de cultivo son hierro
(Fe), níquel (Ni), cloro (Cl), manganeso (Mn), cinc (Zn), boro (B), cobre (Cu), y
molíbdeno (Mo). Estos elementos junto con el carbono (el C), oxígeno (O) e hidrógeno
(H) constituyen los 17 elementos esenciales. Estos micronutrientes, aunque son
requeridos en menor cantidad son necesarios para una adecuada actividad metabólica
de las células vegetales. El Fe y el Mn son esenciales para la síntesis de clorofila y la
función de los cloroplastos. El Fe es requerido para la formación de precursores de la
clorofila y es un componente de los citocromos, ferredoxina y legohemoglobina, esta
8
última es esencial en la fijación de nitrógeno por las plantas leguminosas. El Mn es
necesario para el mantenimiento de la ultraestructura y el proceso fotosintético. Los
elementos Cu y Zn son requeridos para la oxidación e hidroxilación de compuestos
fenólicos. El Zn está relacionado con la síntesis de triptófano, precursor del ácido
indolacético (AIA) y ejerce control sobre las ribonucleasas lo que permite mantener la
síntesis proteica en caso de estrés ambiental (medio de cultivo). El Cu, además es un
componente de la Plastocianina que es esencial en el funcionamiento del transporte
electrónico de la fotosíntesis y es activador de otras enzimas como la oxidasa del ácido
ascórbico (Vitamina C), tirosinasa, lacasa, fenolasa y citocromoxidasa, esta última
forma parte de la cadena de transporte electrónico del proceso respiratorio. El Mo forma
parte de las nitratorreductasas de las plantas y nitrogenasas en leguminosas y bacterias
fijadoras de nitrógeno. El boro (B) es necesario para el mantenimiento de la actividad
meristemática, está involucrado en la síntesis de bases nitrogenadas, en particular
uracilo y adenina y por ello aumenta los niveles de citocininas y ácidos nucleicos. Lugo
el Fe es añadido en forma de quelato cuyas moléculas son capaces de retener un ión de
un metal con varias uniones químicas form ando un anillo complejo (un quelato) como
el EDTA (ácido etilendinitrotetraacético), que utilizado en bajas concentraciones
estimula el crecimiento al hacer disponible en bajas cantidades este elemento.
El medio de cultivo más utilizado es la formulación de las sales Murashige y Skoog
(1962) el cual fue desarrollado inicialmente para el crecimiento de callos de tabaco y en
la actualidad se emplea como medio de cultivo basal para un grupo importantes de
plantas de interés para la alimentación y con fines ornamentales. Sales minerales del
medio de cultivo de Murashige y Skoog (1962), (Krikorian,1991). Ver cuadro N°01.
9
2.2.2 Componentes orgánicos del medio de cultivo.
Dentro de los componentes orgánicos del medio de cultivo se encuentran carbohidratos,
vitaminas, aminoácidos, extractos naturales y reguladores del crecimiento vegetal.
a) Carbohidratos. –
La nutrición que es desarrollada en las condiciones in vitro a partir en los diferentes
órganos y tejidos son ampliamente heterótrofos con respecto al carbono debido a la
ausencia o insuficiencia de asimilación clorofílica, por lo cual resulta indispensable
añadir azúcares a los medios de cultivo como fuente de energía y reguladores
osmóticos. La sacarosa es el azúcar empleado universalmente. Le siguen en
importancia glucosa, maltosa, rafinosa, fructosa y galactosa entre otros.
b) Vitaminas. –
Son necesarias para llevar a cabo una serie de reacciones catalíticas en el
metabolismo y son requeridas en pequeñas cantidades. Las vitaminas más
empleadas son:

Tiamina (vitamina B1): se añade como hidrocloruro de tiamina y constituye una
vitamina esencial para el crecimiento de células vegetales. Es una coenzima de
la descarboxilación de los cetoácidos piruvato y œ-cetoglutarato y es esencial
para el crecimiento radical pues interviene en la síntesis de citocininas.

Ácido Nicotínico: forma parte de las coenzimas NAD y NADP que intervienen
en la transferencia de hidrógeno, además de ser precursor el triptófano y por
10
tanto tiene un efecto sinérgico con el AIA en la producción de raíces y ejerce
acción inhibitoria en el desarrollo de yemas axilares.

Piridoxina (Vitamina B6): Es añadida como hidrocloruro de Piridoxina
(Piridoxina-HCl). Participa como coenzima en el metabolismo de los
aminoácidos, entre ellos el triptófano, precursor de AIA y ácido nicotínico,
además de favorecer la formación de raíces.

Myo-inositol: No es propiamente una vitamina, sino un azúcar-alcohol. Tiene un
efecto sobre la proliferación de tejidos y sobre la activación de la organogénesis.

Ácido ascórbico y ácido cítrico: Son añadidos a los medios de cultivo en
ocasiones no como vitaminas sino como antioxidantes para evitar el
oscurecimiento de determinados tejidos.
c) Aminoácidos y Extractos naturales. –
Los aminoácidos favorecen la proliferación de callos y la organogénesis. Los efectos
obtenidos mediante el aporte de aminoácidos parecen muy variables según la especie
y el tipo de morfogénesis estudiada. Dentro de ellos se encuentran la glutamina, Larginina, L-cisteína entre otros.
Los extractos naturales estimulantes son numerosos productos de composición
variable y no bien definida. Dentro de ellos se encuentran extracto de levadura,
hidrolizado de caseína, peptona y agua de coco (más utilizado) entre otros
(Krikorian,1991).
11
2.3 Medio MS.Es el medio más conocido; se elaboró tomando el cultivo in vitro de tabaco como modelo y
siguiendo un procedimiento cuantitativo se determinaron las concentraciones más adecuadas
de todos los nutrientes. Es apto para la mayoría de las especies, por lo que es de amplia
utilización, excepto para las más sensibles a la salinidad ya que se caracteriza por tener una
elevada concentración salina. En esos casos puede recurrirse a otros medios o simplemente
utilizarlo diluido (1/2 MS, 1/4 MS) (Sharry, Adema, & Abedini, 2015).
Cuadro N°01: Composición química del medio estándar MS
Fuente: Sharry, et al., 2015
Según en el artículo de investigación sobre efectos del nitrato y sacarosa nos dice que el
nitrógeno es el nutriente de mayor influencia en la producción de papas, induce el
crecimiento de la planta y su formación de tubérculos (Coraspe et al., 2009) observaron
12
en el invernadero que la absorción del nitrógeno (N) fue en forma de amonio, en las
primeras etapas de desarrollo en plantas Solanum tuberosum L., tornándose a nítrica en
la formación de tubérculos. A mayor disponibilidad de este nutriente mayor fue el
rendimiento y calidad de los tubérculos. También en los cultivos in vitro se ha
comprobado que el nitrógeno favorece el crecimiento de los explantes de papas. El
medio básico MS (Murashige & Skoog, 1962), se caracteriza, ante otros medios de
cultivo, por su alto contenido de nitratos, amonio y potasio (Huang & Murashige, 1997).
Evans (1993) experimentó con distintos genotipos S. tuberosum L., S. sparsipilum y S.
oplocense, a partir de segmentos nodales cultivados en un medio MS modificado,
usando concentraciones entre: 1,6 – 4,8 g L1 para nitrato de amonio (NH4NO3) y 2,06,0 g L-1 para nitrato de potasio (KNO3). La tendencia de la respuesta fue un mayor
alargamiento de yema a menor concentración de los nitratos, dentro del rango
establecido por el investigador (Tacoronte, 2017).
2.4 Generalidades de Solanum tuberosum L.
2.4.1 Origen
La papa se cultiva en los Andes desde hace más de 7.000 años. Según investigaciones
confirmadas recientemente, el origen de la papa, especie Solanum tuberosum L., se
centra en la parte norte del lago Titicaca, sur del Perú. Actualmente, la subespecie S.
tuberosum tuberosum es el cuarto cultivo de mayor importancia en el mundo después
del arroz, el trigo y el maíz. Se cultiva en más de 130 países. En el año 2005 cubrió una
superficie de 18.652.381 hectáreas a nivel mundial. Las otras especies cultivadas: S.
goniocalyx, S. stenotomum, S. chaucha, S. phureja, S. curtilobum, S. juzepczukii y S.
13
Ajanhuiri también son de origen andino. Representan diferentes hibridaciones con
parientes silvestres o cultivados a lo largo de la evolución de la papa, en compleja
relación con el hombre andino. El departamento de Huancavelica se ubica en el centro
sur de los Andes peruanos. Fue un centro de temprana diversificación de la papa, aunque
no existen documentos antiguos que se refieran específicamente al desarrollo del cultivo
de la papa en Huancavelica. Los restos de papa encontrados en la cueva Tres Ventanas,
en el valle de Chilca y en La Centinela, textos antiguos y estudios lingüísticos,
evidencian la presencia muy temprana de este cultivo en la sierra central del Perú (De
haan, et al., 2006).
2.4.2 Descripción botánica. La papa pertenece a la familia de las solanáceas. Las especies cultivadas son las
Tetraploides (2n=48) que pertenecen a las especies Solanum tuberosum y Solanum
andigenum. La Solanum tuberosum es la papa que fue llevada a Europa por los
españoles y domesticada en esos países, generalmente es de días y ciclo cortos; (90
a 100 días) de forma alargada, piel lisa, ojos superficiales, el color de la pulpa es
crema a amarilla y la piel rosada, roja o beige, y tiene estolones cortos. La Solanum
andigenum es de días largos, ciclo tardío (de forma redonda, y ojos profundos, color
de piel variable (morada, roja, blanca, negra y combinada); la pulpa es blanca o
amarilla, y es cultivada por los países de Sur América. Existen variedades que son
mezcla de ambas especies (Cortéz & Hurtado, 2018).
14
a) Semilla. –
Generalmente se llama semilla al tubérculo seleccionado o destinado para la
reproducción y producción de la papa; pero la verdadera semilla es producida en
una baya de forma redonda, ovoide o cónica alargada y con un diámetro entre 1
a 3 cm, de color verde, en cuyo interior se encuentra la semilla sexual de papa,
la forma y color de ésta es similar a la del tomate, pero con la mitad de su tamaño;
es dicotiledónea, con un peso de 0.5 mg. En un gramo existen 1600 semillas y
un promedio de 200 semillas por baya y 20 bayas por planta. (Roman Cortéz &
Hurtado, 2018).
Figura N° 02: Semillas ampliadas en
tamaño
Figura N° 01: semillas
Fuente: Google imágenes
Fuente: Google imágenes
b) Raíz.
En las plantas provenientes de semilla sexual, la raíz principal es filiforme, a partir
de la cual aparecen ramificaciones laterales que forman un sistema fibroso.
15
La raíz formada a partir de semilla tubérculo es fibrosa, no existe una raíz principal
y posee muchas raíces adventicias. Su mayor crecimiento lo desarrolla en los
primeros 0.20 m de profundidad, extendiéndose lateralmente de 0.30 hasta 0.60 m.
Las raíces laterales fibrosas pueden llegar hasta 1.20m de profundidad, en suelos
francos y profundos (Roman Cortéz & Hurtado, 2018).
2.4.3 Clasificación taxonómica:
REINO: Plantae
DIVISIÓN: Magnoliophyta
CLASE: Magnoliopsida
ORDEN: Solanales
FAMILIA: Solanaceae
GÉNERO: Solanum L., 1753
ESPECIE: tuberosum L., 1753
VARIEDAD: Chiquisa
(Conabio, 2018)
16
Figura N°03: Partes principales de Solanum tuberosum
Fuente: Google imágenes
17
Figura N° 04: Principales partes de la parte radicular de Solanum tuberosum.
Fuente: Google imágenes
18
III. MATERIALES Y METODOS:
En las practicas pre-profesionales estuvo basada en metodologías desarrolladas por el practicante
de laboratorio bajo la supervisión del encargado responsable del laboratorio de biotecnología
vegetal.
Las actividades durante el periodo de prácticas pre-profesionales fueron el mantenimiento de las
condiciones de asepsia del laboratorio, preparaciones de soluciones stock para cultivo in vitro,
proceso de introducción de ex plantes de Solanum tuberosum L. de diferentes variedades, y el
proceso de aclimatación de las variedades de papa en el invernadero, así como la preparación de
todos los procesos necesarios para su aclimatación.
3.1 Material vegetal empleado:
Segmentos de tallo de Solanum tuberosum L. var. Chiquisa del Laboratorio de Biotecnología
Vegetal.
3.2 Materiales de laboratorio:
3.2.1 Materiales de vidrio.
 Matraces Erlenmeyer de 250ml, 500ml
 Vaso precipitado de 100ml y 500ml
 Mechero
 Baguetas
 45 Tubos de ensayo de 25x100
 Fiola de 50ml
19
 Pipeta de 1ml
3.2.2 Equipos.
 Autoclave
 Horno microondas
 Medidor de pH
3.2.3 Medios de cultivo, reactivos y otros:
 Medio MS (Modificado)
 HCl al 0.1 y 1 Normal
 NaOH al 1N
 Papel aluminio
 Rejilla para tubos de ensayo
 Film adherente
 Escobilla de lavado para tubos de ensayo
 Agua destilada
3.2 Métodos:
3.2.1 Multiplicación del material vegetal
 Para tener más material vegetal, se inició la multiplicación a partir de plántulas in
vitro de Solanum tuberosum L. var. chiquisa que estaban en magentas dentro de la
sala de incubación.
20
 El proceso se hizo dentro de la cámara de flujo laminar, se extrajeron los brotes ya
crecidos para cortarlas en tamaño de 3cm aproximadamente, empleando un bisturí y
pinzas estériles para su extracción, luego se colocó los explantes en placas Petri, se
hicieron cortes el cual cada segmento tenían entre 2 a 3 yemas axilares además de
que tenían que ser de la misma longitud de 3cm aproximadamente.
 De los cortes obtenidos, solo se tomaron aquellos segmentos con yemas axilares y
aquellos segmentos que tenían yemas apicales, se les corto quedando solo yemas
axilares.
 Estos segmentos de aproximadamente 3cm se pusieron dentro de nuevas magentas
siendo un total de 16 segmentos por magenta donde se los sello con film eh incubaron
por un lapso de 15 días para disponer de mayor cantidad de muestras para la posterior
aplicación de tratamientos.
3.2.2 Aplicación de los tratamientos
 Transcurrido 15 días de crecimiento de los segmentos de tallo, se tomaron 4 magentas
en el cual se extrajeron los brotes ya crecidos para su corte de aproximadamente 3
cm de longitud que tenían de 2 a 3 yemas axilares, procurando que todos los
segmentos tengan la misma longitud (Sagasta, 1990).
 Estos segmentos se colocaron uno por tubo siendo un total de 5 segmentos de tallo o
repeticiones por tratamiento.
21
3.2.2 Preparación del medio de cultivo
 En el laboratorio de biotecnología vegetal se encuentran las soluciones concentradas
de sales para le preparación de medio MS para la propagación de Solanum tuberosum,
estos se encuentran en botellas de 1 litro, nombradas con soluciones A, B, C, D, E y
F (ver anexos 7.2).
 Para la preparación de los medios se usaron variadas concentraciones de nitrógeno,
sacarosa y ácido giberélico (AG3), las concentraciones fueron expresadas en mg/L,
según cada tratamiento (ver tabla N°02). (Medio MS modificado).
 En los frascos de las soluciones ya vienen rotulados la cantidad en ml de solución
para preparar el medio MS siendo un total de 50ml para preparar un litro de medio
de cultivo para multiplicación, que están ordenados desde letra A hasta la F con su
respectivo rotulo de las sales que contiene cada frasco.
 Para la preparación de los 4 primeros tratamientos se usó 50ml de la solución A, los
siguientes tratamientos desde el tratamiento 5 hasta el 8 se usó 60ml de solución A,
con respecto a la sacarosa, el tratamiento 1,2,5 y 6 se les agrego 20 g de sacarosa por
litro de medio Morashige & Skoog, mientras que los tratamientos 3,4,7 y 8 se les
agrego 10g de sacarosa por litro y finalmente con respecto al Ácido giberélico (AG3)
los tratamientos que contenían 0.1 mg/L de hormona fueron los tratamientos 1,3,5,7
mientras que los tratamientos 2,4,6,8 no contenían la hormona AG3.
 El tratamiento 9 es el medio Murashige & Skoog que se usa normalmente el proceso
de multiplicación de Solanum tuberosum in vitro del Laboratorio de Biotecnología
Vegetal. Para la multiplicación de Solanum tuberosum, este medio fue usado como
testigo para compararlo con los demás tratamientos.
22
 Se hicieron un total de 8 medios distintos más un testigo, donde los tratamientos
desde la 1 hasta el tratamiento 8 varió la concentración de nitrógeno, sacarosa y
Ácido giberélico (AG3).

Se preparó un total de 45 tubos y se llevaron a la autoclave para esterilizarlos a una Presión
de 1 atm y en un tiempo de 25 minutos, se sacaron los segmentos de tallo ya desarrollados
de las magentas, se cortaron segmentos de aproximadamente 3 cm de largo, procurando
que todos los demás cortes sean del mismo tamaño, y que cada segmento tenga entre 2 a 4
yemas, solamente se consideró aquellas yemas axilares.
Tabla N°01: Resumen de la variación de los tratamientos
Tratamiento Sol. A (ml/L)
T1
50
T2
50
T3
50
T4
50
T5
60
T6
60
T7
60
T8
60
testigo
50
sacarosa
(g/L)
20
20
10
10
20
20
10
10
25
Hormona
AG3(mg/L)
0.1
0
0.1
0
0.1
0
0.1
0
0.1
Fuente: Elaboración propia
En el cuadro se muestra la cantidad de solución A, que aporta el nitrógeno al medio
Murashige & Skoog (MS) que se empleó para preparar los 8 tratamientos y el testigo
con el medio comúnmente empleado en el proceso de multiplicación in vitro de Solanum
tuberosum L.
Lo mismo ocurre con la cantidad de sacarosa empleada para preparar 1 litro de medio
por cada tratamiento donde los tratamientos 1,2,5 y 6 son los que tienen 20 g/L de
23
sacarosa y finalmente la cantidad de hormona empleada en mg/L para la preparación de
un litro de medio Murashige & Skoog (MS).
3.2.3 Tratamientos empleados:
Tabla N°02: Tratamientos aplicados a Solanum tuberosum L. variedad chiquisa.
Componentes
Testigo
NH4NO3
KNO3
MgSO4.7H2O
CaCl.2H2O
1650
1900
370
170
KI
H3BO3
MnSO4.4H2O
ZnSO4.7H2O
NaMoO4.2H2O
CuSO4.5H2O
CoCl2.6H2O
8.83
6.2
22.3
8.6
0.25
0.025
0.025
Na2.EDTA
FeSO4.7H2O
37.3
27.8
Inositol
Acido nicotínico
Piridoxina
Tiamina
Glicina
100
0.5
0.5
0.1
2
Sacarosa
Hormona AG3
Phytagel (%)
pH
25
0.1
0.3
5.6
T1
MEDIO MS (mg/L)
T2
T3
T4
T5
Macronutrientes
1650
1900
370
170
T6
T7
T8
1650 1650 1650 1980 1980 1980 1980
1900 1900 1900 2280 2280 2280 2280
370
370
370
370
370
370
370
170
170
170
170
170
170
170
Micronutrientes
8.83 8.83 8.83 8.83 8.83 8.83 8.83 8.83
6.2
6.2
6.2
6.2
6.2
6.2
6.2
6.2
22.3 22.3 22.3 22.3 22.3 22.3 22.3 22.3
8.6
8.6
8.6
8.6
8.6
8.6
8.6
8.6
0.25 0.25 0.25 0.25 0.25 0.25 0.25 0.25
0.025 0.025 0.025 0.025 0.025 0.025 0.025 0.025
0.025 0.025 0.025 0.025 0.025 0.025 0.025 0.025
Hierro
37.3 37.3 37.3 37.3 37.3 37.3 37.3 37.3
27.8 27.8 27.8 27.8 27.8 27.8 27.8 27.8
Vitaminas
100
100
100
100
100
100
100
100
0.5
0.5
0.5
0.5
0.5
0.5
0.5
0.5
0.5
0.5
0.5
0.5
0.5
0.5
0.5
0.5
0.1
0.1
0.1
0.1
0.1
0.1
0.1
0.1
2
2
2
2
2
2
2
2
Otros compuestos y parametros
20
20
10
10
20
20
10
10
0
0.1
0
0.1
0
0.1
0
0.1
0.3
0.3
0.3
0.3
0.3
0.3
0.3
0.3
5.6
5.6
5.6
5.6
5.6
5.6
5.6
5.6
Fuente: Elaboración propia
24
En el cuadro mostrado se han resaltado en color amarillo las variaciones que se han hecho
en el medio Murashige & Skoog (MS) siendo los compuestos a variar la concentración de
nitrógeno del medio, la concentración de sacarosa y la presencia o ausencia de Ácido
giberélico (AG3).
Esto se debe ya que bibliografía consultada demostraron que la variación de nitrógeno y
sacarosa son los que influyen en el correcto desarrollo del segmento de tallo al finalizar el
tratamiento, así como la cantidad de hojas que es lo que se busca en estos tratamientos
empleados.
25
IV. ACTIVIDADES DE PRACTICAS PRE-PROFESIONALES
4.1 Adiestramiento en las capacidades útiles en el desempeño de un Biólogo-Microbiólogo.
Las labores de mantenimiento del laboratorio bajo las condiciones de limpieza y asepsia, la
preparación de soluciones stock para el cultivo in vitro de papa, así como el proceso que inicia
en la toma de muestras para su cultivo in vitro hasta la multiplicación de variedades de interés
para ser llevadas a campo fueron actividades de rutina que no reportaron resultados
cuantificables.
Es necesario informar los objetivos generales y específicos en la adquisición de experiencias
durante las practicas pre-profesionales, esto fue logrado mediante el ejercicio constante de las
labores, así como la supervisión constante de las mismas por parte del técnico de laboratorio.
Estos resultados obtenidos se muestran en el cuadro siguiente:
Cuadro N°01: Capacitación profesional obtenida en las practicas pre-profesionales
26
Tarea realizada
Habilidad obtenida
Mantenimiento de condiciones
de limpieza y asepsia en el
laboratorio área tuberosas eh
higiene y esterilización de
materiales de laboratorio
Técnicas de limpieza útiles para
cualquier trabajo de laboratorio
para desarrollo de cualquier área
de investigación del BiólogoMicrobiólogo
Preparación y esterilización de
soluciones stock y medios de
cultivo
Técnicas útiles para trabajar en el
área de microbiología, micología,
fitopatología, biotecnología
microbiana y vegetal.
Técnicas útiles para el BiólogoMicrobiólogo en la identificación
de hongos causantes de plagas
para el mejoramiento vegetal
(Fitosanidad)
Preparación de medios de cultivo
PDA
Técnicas de introducción, micro
propagación, aclimatación y
cultivo in vitro
Técnicas útiles para el profesional
con desempeño en las áreas de
biotecnología vegetal,
Fitopatología y mejoramiento
vegetal
Fuente: Propia
La tabla N°01 resume las actividades realizadas durante las practicas pre-profesionales y las
capacidades o habilidades logradas durante su práctica además de que se han podido
consolidar conocimientos como la identificación de hongos Fito patógenos, así como obtener
nuevas nociones eh ideas que aporten en la realización profesional en las diversas ramas que
existen en la biología.
V. RESULTADOS
27
Los resultados se midieron en cada repetición anotando los datos de cada medición en una
tabla (ver tabla numero), en el cuadro se muestra la medición final de la altura de cada
segmento de tallo, siento un total de 5 repeticiones y 8 tratamientos más el testigo, también
está el número de hojas que se han desarrollado por repetición y tratamiento, transcurrido los
30 días de evaluación.
A partir de estas mediciones se sacaron los promedios resaltados en azul, y partiendo de esto
promedios se efectuó la formación de un gráfico promedio tanto de numero de hojas como de
altura final por tratamiento
Tabla N°06: Cuadro con promedios de altura y numero de hojas desarrolladas por
tratamiento
Tratamiento
T1
T2
T3
T4
T5
T6
T7
T8
Testigo
altura
4.98
5.36
4.34
5.04
4.1
5.2
4.3
7.2
6.02
Fuente: Propia
28
# de hojas
22
26
13
20
21
24
21
22
23
Gráfico de barras N°01: Barras de medición en cm de la altura final del segmento de tallo (barras
celestes) y numero de hojas desarrolladas (barras naranjas)
numero de hojas y altura final
26
24
22
21
23
22
21
13
7.2
4.98
5.36
1
2
4.34
5.04
3
4
2
4.1
5
5.2
6
4.3
7
8
6.02
9
Fuente: Propia
El número de hojas desarrolladas (barras naranjas) durante el periodo de incubación fue mayor
en el tratamiento 2 seguido por el tratamiento 6 caso diferente cuando se trata de la altura
obtenida por los segmentos, que es mayor en el tratamiento 8 donde gano una altura promedio
de 7.2 centímetros seguido en segundo lugar por el testigo obteniéndose una altura promedio
de 6.02 centímetros.
Dado que lo que se busca sea un mayor desarrollo en el número de hojas del segmento de
tallo, se observa que el tratamiento 2 obtuvo un total promedio de 26 hojas superando al
testigo, este resultado es el más importante ya que el número de hojas influirá en la capacidad
del segmento desarrollado para poder resistir el proceso de aclimatación.
29
Tabla N°07: Análisis de los resultados estadísticos para determinar la relación que existe entre los
tratamientos empleados y el número de hojas.
Coeficientes
Modelo
Coeficientes no
Coeficien
estandarizados
tes
t
Sig.
95.0% intervalo de
confianza para B
estandari
zados
B
Desv.
Beta
Error
1 (Constante)
7.125
9.981
cantidad de
.170
.169
.248
nitrógeno
cantidad de
Límite
inferior
superior
.714
.507
-18.532
32.782
1.00
.360
-.264
.604
.034
.050
.820
.080
-80.424
6.424
6
.435
.150
.725
azúcar
2.90
5
ausencia o
-37.000
16.893
-.541
presencia de
2.19
AG3
a.
Límite
0
Variable dependiente: número de hojas
En el cuadro estadístico arrojado por el programa IBM SPSS Stadistics 25 empleando
un análisis multivariado con 3 factores que fueron 2 niveles de cantidad de nitrógeno,
3 niveles en cantidad de azucares y ausencia o presencia de la hormona AG3, la prueba
de hipótesis que se planteo fue:
H0: la cantidad de nitrógeno, azúcar y Hormona AG3 están relacionado con el
número de hojas desarrolladas en el vástago.
H1: la cantidad de nitrógeno, azúcar y Hormona AG3 no está relacionada con el
número de hojas desarrollada en el vástago.
30
Según en el cuadro estadístico el valor de significancia con respecto a la cantidad de
nitrógeno tiene un valor de 0.360 (resaltado en verde) que es superior al valor p=0.05,
esto quiere decir que la cantidad de nitrógeno aplicado en los tratamientos no afecta
significativamente al desarrollo del número de hojas en los vástagos que se
desarrollaron a partir de segmentos de tallo.
Con respecto a si hay relación en el número de hojas con la aplicación de la hormona
AG3 este cuadro estadístico nos muestra un valor de 0.080, este valor es superior al
valor p=0.05 por tanto no es significativo, así que la hormona AG3 no ha influenciado
en el número de hojas de los vástagos.
Finalmente, un valor estadísticamente significativo fue la relación que existe entre el
factor independiente que está representada por la cantidad de azúcar y el desarrollo en
la cantidad de hojas obtenidas en los segmentos de tallo, el valor de significancia es de
0.034 que es un valor p menor a 0.05 por tanto el valor independiente que es la
concentración de azucares si influye en la cantidad de hojas que se han logrado
desarrollar en los segmentos.
31
Tabla N°08: Análisis estadísticos de los resultados para determinar la relación que existe entre los
tratamientos empleados y la altura final de los vástagos.
Coeficientesa
Coeficientes
Modelo
1
Coeficientes no
estandarizad
95.0% intervalo de
estandarizados
os
confianza para B
B
Desv. Error
(Constante)
5.418
4.335
NITROGENO
-.003
.073
.028
-9.747
AZUCAR
HORMONA
Beta
t
Sig.
Límite
Límite
inferior
superior
1.250
.267
-5.724
16.561
-.013
-.035
.974
-.191
.186
.065
.170
.432
.684
-.139
.195
7.336
-.518
-1.329
.241
-28.605
9.111
a. Variable dependiente: ALTURA
Fuente: Propia
En el cuadro siguiente se observa los tres factores independientes que son la cantidad
de nitrógeno, cantidad de azúcar y hormona AG3 (cuadros celestes) en donde los
valores de significancia no son menores a 0.05 (resaltado en verde) por tanto la cantidad
de nitrógeno, hormona AG3 ni la cantidad de azúcar afectan significativamente la altura
final de los segmentos de tallo en cada tratamiento aplicado.
32
VI. DISCUSIÓN
Según el trabajo de Tacoronte et al., (2018), se obtuvieron mejores resultados en el
medio Murashige Skoog que contenía 20g/L de sacarosa, 2.28g/L de NH4NO3 el cual
logro desarrollar un promedio de 18 hojas extendidas de color verde intenso en las tres
variedades de Solanum tuberosum que fueron “Cucuba”, “Arbolona negra” y
“Rosada”, en este trabajo si hubo una relación estadísticamente significativa con el
factor cantidad de sacarosa en el medio Murashige & Skoog (MS) por tanto si se
obtiene el mismo resultado independientemente de la variedad de Solanum tuberosum
que se empleó en el trabajo de Tacoronte et al., (2018).
Con respecto a la cantidad de NH4NO3 no tiene relación con la cantidad de hojas
desarrolladas en el segmento de tallo, esto puede haberse dado por otros factores como
son la variedad de Solanum tuberosum empleado en este trabajo ya que no todas las
variedades responden de la misma manera frente a la concentración de NH4NO3
presentes en el medio Murashige & Skoog (MS) modificado porque en el trabajo de
Tacoronte et al.,2018 las variedades mencionadas desarrollaron menos cantidad de
hojas pero estas eran más grandes comparándolas con el tamaño de hojas de Solanum
tuberosum variedad chiquisa. Esto requiere de un tratamiento más exhaustivo
aumentando el número de tratamientos con respecto al factor cantidad de nitrógeno y
con sacarosa en 20g/L.
33
VII. CONCLUSIONES Y SUGERENCIAS
7.1 Conclusiones

El medio Murashige Skoog (MS) modificado adecuado para que desarrolle un mayor
número de hojas fue el tratamiento 2 que contiene 1980 mg/L de NHNO3 y 20g/L de
sacarosa.

Se ha demostrado mediante pruebas estadísticas que la cantidad de nitrógeno aplicado en
los tratamientos no es un factor que influye directamente en el desarrollo del número de
hojas que desarrollaron los segmentos de tallo, sino el factor determinante es la cantidad
de sacarosa.

Los crecimientos de altura de los segmentos de tallo se obtuvieron en los medios que
contenían mayores concentraciones de nitrógeno (1950mg/L de NH4NO3) y menor
cantidad de sacarosa (10g/L) que fue en el tratamiento 8.

Hubo un aumento mayor en el número de hojas en el tratamiento 2 desarrollando un total
promedio de 26 hojas.
7.2 Sugerencias
 El medio adecuado para un mayor desarrollo de hojas fue aquel que contenía 20 g
de sacarosa por litro de medio, a partir de este valor se pueden aplicar otras variables
como por ejemplo una mayor cantidad de tratamientos variando la cantidad de
nitrógeno, pero manteniendo constante la cantidad de sacarosa a 20g/L en el medio
Murashige & Skoog (MS).
34
 Siempre mantener la asepsia en la manipulación de los explantes y de tubos de
ensayo para evitar cualquier contaminación o accidente frente a los segmentos de
tallo.
 Se debe emplear un mayor espacio entre los tubos para que incida mejor la luz, una
solución es usar rejillas para tubos de ensayo más grandes o usar dos rejillas 4
tratamientos por rejillas para tubos de ensayo.
35
VIII. BIBLIOGRAFIA:
FERL, R., PAUL A. L. (2000). Genome organization and expression. En: Buchanan
B., Gruissem W., Jones R. (eds.) Biochemistry and Molecular Biology of
Plants. USA: American Society of Plant Physiologists, pp. 312-357.
CALVA C. G., RIOS L. E. (1999). Cultivo de callos y acumulación de metabolitos secundarios.
En: Rodríguez V. R., Calva C. G., Ramos R. E. G., Salazar M. A. (Eds.) Aspectos
aplicados de la biotecnología. pp 267- 301.
Tacoronte B., Melangel, & A., María Vielma, & Olivo, Auxiliadora, & Chacín, Nancy (2017).
Efectos de nitratos y sacarosa en la propagación in vitro de tres variedades de
papa nativa. Revista Colombiana de Biotecnología, XIX(2),63-73.[fecha de
Consulta
2
de
Enero
de
2020].
ISSN:
0123-3475.
Disponible
en: https://www.redalyc.org/articulo.oa?id=776/77654661007.
Conabio.
(diciembre
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2018).
Conabio.
Obtenido
de
Conabio.org:
http://www.conabio.gob.mx/conocimiento/bioseguridad/pdf/20914_sg7.pdf
De haan, S., Taipe Palomino, A., & Ramos Condor, A. (Agosto de 2006). Cipotato.org.
Obtenido
de
Cipotato:
content/uploads/2014/08/003524.pdf
36
https://cipotato.org/wp-
Roman Cortéz, M., & Hurtado, G. (30 de Diciembre de 2018). Centa. Obtenido de Centa.gob:
http://www.centa.gob.sv/docs/guias/hortalizas/Guia%20Papa.pdf
Sharry, S., Adema, M., & Abedini, W. (2015). PLantas de probeta. Manual para la propagación
de plantas para cultivo de tejidos in vitro. Mexico: De la universidad de la plata.
Obtenido de Sedici.unlp:
http://sedici.unlp.edu.ar/bitstream/handle/10915/46738/Documento_completo_
_.pdf
Unam. (2005). Cultivo de celulas y tejidos vegetales: Fuente de alimentos para el futuro. Revista
digital universitaria, 3-16.
Mateo Sagasta, L. (1990). Cultivo in vitro de plantas superiores. Madrid: Mundi-prensa.
Krikorian A. D. (1991). Medios de cultivo: generalidades y preparación Regeneración de
plantas en el cultivo de tejidos. Embriogénesis somática y organogénesis. En:
Roca, WM y Mroginski LA (eds). Cultivo de Tejidos en la Agricultura:
Fundamentos y Aplicaciones. CIAT, Cali pp 41-59.
37
IX. ANEXOS
9.1 Tratamientos y muestras de la variedad chiquisa en medio MS para propagación de papa
estándar.
Imagen 01 y 02: tubos de ensayo con los tratamientos preparados
Imagen 03 y 04: plántulas de Solanum tuberosum L. variedad chiquisa
38
9.2 Crecimiento de los vástagos después de 27 días de evaluación.
a)
Tratamiento 01. N° de hojas
Imag.05: 35
Imag.06: 24
Imag.07: 22
Imag.08: 13
Imag.09: 16
b) Tratamiento (Mateo Sagasta, 1990) 02.
Imag.09: 26
Imag.10: 30
Imag.11: 21
39
Imag.12: 16
Imag.13: 40
c) Tratamiento 03.
Imag.14: 10
Imag.15: 7
Imag.16: 16
Imag.17: 15
Imag.18: 18
d) Tratamiento 04.
Imag.19: 25
Imag.20: 26
Imag.21: 12
40
Imag.22: 30
Imag.23: 9
e) Tratamiento 05.
Imag.24: 30
f)
Imag.25: 23
Imag.26: 20
Imag.27: 18
Imag.28: 15
Tratamiento 06.
Imag.29: 28
Imag.30: 17
Imag.31: 30
41
Imag.32: 20
Imag.33: 26
g) Tratamiento 07.
Imag.34: 40
Imag.35: 18
Imag.36: 14
Imag.37: 12
Imag.38: 20
h) Tratamiento 08.
Imag.39: 24
Imag.40: 24
Imag.41: 20
42
Imag.42: 22
Imag.43: 18
i)
Testigo.
Imag.44: 34
Imag.45: 29
Imag.46: 8
Imag.47: 29
Imag.48: 14
9.3 Cuadros de Soluciones stock de minerales mayores y menores:
a) Solución A
COMPONENTE
NH4NO3
KNO3
Agua destilada
CANTIDAD (g)
16.5
19
500ml
Fuente: Laboratorio de Biotecnología vegetal
b) Solución B
COMPONENTE
CaCl2
Agua destilada
CANTIDAD (g)
4.4
500ml
Fuente: Laboratorio de Biotecnología vegetal
c) Solución C
COMPONENTE
MgSO4.2H2O
CANTIDAD (g)
3.7
43
KH2PO4
Agua destilada
Fuente: Laboratorio de Biotecnología vegetal
1.7
500ml
d) Solución D
COMPONENTE
EDTA-Na2
FeSO4.7H2O
Agua destilada
Fuente: Laboratorio de Biotecnología vegetal
CANTIDAD (g)
0.373
1.7
500ml
e) Solución E
COMPONENTE
H3BO3
MnSO4.7H2O
ZnSO4.7H2O
KI
Na2MoO4.2H2O
Solución Co-Cu
Agua destilada
Fuente: Laboratorio de Biotecnología vegetal
f)
CANTIDAD (g)
0.31
0.84
0.43
0.041
0.0125
1ml
500ml
Solución F (vitaminas)
COMPONENTE
Tiamina
Glicina
Ácido nicotínico
Piridoxina
Agua destilada
Fuente: Laboratorio de Biotecnología vegetal
CANTIDAD (g)
0.005
0.1
0.025
0.025
500ml
g) Solución de Co-Cu
COMPONENTE
CuSO4.5H2O
CoCl2.6H2O
Agua destilada
Fuente: Laboratorio de Biotecnología vegetal
44
CANTIDAD (g)
0.0625
0.0625
50ml
9.4 Altura y numero de hojas final de cada segmento
Tabla N°09: Medidas de altura final y numero de hojas por tratamiento y plántula
TRATAMIENTO
T1
Promedio
T2
Promedio
T3
Promedio
T4
Promedio
T5
Promedio
ALTURA
6.1
5.8
3.6
4.9
4.5
4.98
5.9
5.1
7.9
4.4
3.5
5.36
5.1
4.8
3.4
3.2
5.2
4.34
4.3
8
4.6
4.6
3.7
5.04
4.1
4
4
4.1
4.3
4.1
# DE HOJAS TRATAMIENTO
35
24
T6
22
13
16
Promedio
22
26
30
T7
21
16
40
Promedio
26.6
10
7
T8
16
15
18
Promedio
13.2
25
26
Testigo
12
30
9
Promedio
20.4
30
23
20
18
15
21.2
Fuente: Propia
45
ALTURA
5.6
4.7
5.4
5.7
4.6
5.2
4.8
4.6
4.9
3.7
3.5
4.3
7.2
9.5
5.4
6.5
7.4
7.2
6
8
4.4
7.3
4.4
6.02
# DE HOJAS
28
17
30
20
26
24.2
40
18
14
12
20
20.8
24
24
20
22
18
21.6
34
29
8
29
15
23
Descargar