Subido por Luis Di

Pérez, L. - Post Laboratorio Microscopía y Mohos

FACULTAD DE INGENIERÍA
Departamento: Ingeniería Química
Materia: Bioquímica Laboratorio Docente: Carmen Luz García
Echeverria
Nombre
Alumno:
Unidad:
Tema:
Luis Diego Gabriel Pérez Pérez - 1090619
Sección 1 Grupo A
Actividad:
Reporte post-laboratorio
2
Practica 1:
Fecha:
28/09/2021
Microscopía y mohos
ÍNDICE
1.
RESULTADOS ....................................................................................................................................... 2
1.1. MICROSCOPÍA .................................................................................................................................. 2
1.2. MOHO ............................................................................................................................................... 11
2.
DISCUSIÓN ......................................................................................................................................... 12
3.
CONCLUSIONES ................................................................................................................................ 13
4.
REFERENCIAS .................................................................................................................................... 14
1. RESULTADOS
1.1. MICROSCOPÍA
Ilustración 1: Moho de arroz en estereoscopio.
Elaboración: propia.
Ilustración 2: Moho de chile pimiento en estereoscopio.
Elaboración: propia.
Ilustración 3: Moho de pan francés en estereoscopio.
Elaboración: Propia.
Ilustración 4: Micelio del moho de pan francés en estereoscopio.
Elaboración: Propia.
3
Ilustración 5: Moho de arroz en microscopio con lente exploratorio.
Elaboración: Propia.
Ilustración 6: Hifa, esporangio y esporas de moho de arroz en microscopio con aumento x10.
Elaboración: Propia.
4
Ilustración 7: Esporas del moho de arroz en microscopio con aumento x40
Elaboración: Propia.
Ilustración 8: Moho de chile en microscopio con lente explorador.
Elaboración: Propia.
5
Ilustración 9: Estructuras del micelio en moho de chile con microscopio con aumento x10.
Elaboración: Propia.
Ilustración 10: Hoja de flor en microscopio con aumento explorador.
Elaboración: Propia.
6
Ilustración 11: Hoja de flor en microscopio con aumento x10
Elaboración: Propia.
Ilustración 12: células vegetales de hoja de flor en microscopio con aumento x40
Elaboración: Propia.
7
Ilustración 13: Moho en pétalo de rosa en microscopio con lente exploratorio.
Elaboración: Propia.
Ilustración 14: Moho en pétalo de rosa en microscopio con aumento x10
Elaboración: Propia.
8
Ilustración 15: Micelio y esporas del moho en pétalo de rosa en microscopio con aumento
x40.
Elaboración: Propia.
Ilustración 16: Microorganismos de saliva en microscopio con lente exploratorio .
Elaboración: Propia.
9
Ilustración 17: Microorganismos en saliva en microscopio con aumento x10.
Elaboración: Propia.
Ilustración 18: Microorganismo muerto presente en saliva en microscopio con aumento x40.
Elaboración: Propia.
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1.2. MOHO
Ilustración 19: Cultivo de moho de pan en agar de papa dextrosa luego de 4 días.
Elaboración: Propia.
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2.
DISCUSIÓN
Se observaron en la práctica un conjunto de muestras vegetales, animales y fungi utilizando el
microscopio y el estereoscopio. Las muestras de hoja de flor; mohos de pimiento, arroz y pétalo
de rosa y de bacterias bucales se observaron en el microscopio. Mientras que la muestra de
moho de pimiento, moho de arroz y moho de pan se observaron en el estereoscopio. Esto se
debe a que estas últimas muestras presentan estructuras tridimensionales muy difíciles de
contener apropiadamente en el portaobjeto con el cubreobjeto lo cual hace difícil su
observación adecuada; ya que no se puede enfocar apropiadamente en cada lente de aumento
(Cárdenas, Morales, & Ussa, 2015). No obstante, se pudo retirar una pequeña muestra de
únicamente moho del chile y el arroz ya que este tenía un tamaño y textura adecuada para
poder extraerlo con pinzas. En todas las muestras se utilizó el aumento x4 para poder explorar
la muestra apropiadamente e identificar partes importantes en la muestra; mientras que se
utilizaron los aumentos x10 y x40 para observar dichas partes a detalle. No se utilizó el
aumento x100 ya que no se contaba con el aceite de inmersión apropiado para poder utilizarlo.
(de Vizcarrondo & Gutierrez, 2001)
Para las observaciones en el microscopio, se requirió de un reactivo asistente aplicado a la
muestra colocada en el portaobjeto. El propósito de este reactivo asistente es el de colorear
partes específicas de los elementos de la muestra para facilitar su observación, identificación
y clasificación. En el caso de muestras únicamente vegetales, se utilizó Lugol para poder
identificar las células vegetales; ya que esta forma un complejo del colorante-yodo que provoca
una coloración azulada al unirse con el almidón presente en los amiloplastos de las células
tiñendo el núcleo (Martín-Sánchez, Martín-Sánchez, & Pinto, 2013). Por el otro lado, en las
muestras de células animales y moho se utilizó azul de metileno para poder teñir los
núcleos/citoplasmas y esporangio/ micelios; lo cual se logra por el incremento de concentración
del tinte en las regiones específicas de las células/microorganismos (Gil, 2019). Cabe
mencionar que el Lugol también se utiliza para la tinción de bacterias gram positivas ya que el
complejo colorante-yodo penetra la gruesa capa de peptidoglicanos reduciendo su
permeabilidad y aumentando la retención del del complejo colorido (Laboratorios Britania, S.A.,
2017).
En las muestras de moho de chile se observó únicamente la presencia del micelio, pero no de
esporangios ni de esporas en el medio. En las muestras de moho en pétalos de rosa se observó
claramente la presencia de un micelio y de esporas, en el aumento x40 se logró observar parte
de las hifas que se unen a un micelio. En las muestras de moho de arroz se logró identificar
claramente el micelio y las esporas, pero se logró identificar en el aumento x10 una hifa con su
esporangio intacto rodeado de esporas. En las muestras de células animales provenientes de
la boca se lograron identificar un número de células bucales teñidas con el azul de metileno; y
en el aumento x40 se observó una célula muerta la cual aparentaba haber “explotado”,
probablemente debido a la presión ejercida por el cubreobjeto. Y finalmente en la muestra de
hoja de flor se observaron claramente las células vegetales que la conforman y se distinguen
con claridad los núcleos y las paredes celulares. (Camacho, y otros, 2009)
Para la segunda parte se tomó una muestra de moho de pan, el cual se sembró en una caja
de Petri con agar de dextrosa y papa. Este cultivo se dejo crecer por cuatro días a temperatura
ambiente, pero en completa oscuridad. Al momento de retirarse del medio en el cual se dejó
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crecer, se observó el crecimiento de una gran colonia de moho rodeada de alrededor de 7
colonias adyacentes que se acercaron mucho a la colonia central. Las colonias presentaron
una coloración blanca/transparentosa similar al color del agar con un centro color negro;
sabiendo el medio y las características visuales se pudo determinar que moho crecido
corresponde al Aspergillus flavus. (Aryal, 2019)
Se utilizó el agar de papa y dextrosa para el crecimiento del cultivo de moho ya que este se
utiliza para cultivar levaduras y mohos debido a su base de infusión de papa, la cual es rica en
nutrientes que facilitan el crecimiento y la esporulación. La presencia de ácido tartárico 10%
contribuye a esterilizar el medio y a disminuir el pH a uno ácido cercano a 3.5 que limita el
crecimiento bacteriano, pero estimula el crecimiento del fungi sembrado. Además, la existencia
cloranfenicol en el medio facilita la inhibición bacteriana para que crezca únicamente un único
espécimen. (Aryal, 2019)
3.
CONCLUSIONES
1. La microscopía como herramienta de investigación requiere de una muestra plana y clara, así
como de un tinte adecuado para facilitar la observación y descripción de lo observado para su
comparación posterior con la información teórica.
2. El moho cultivado del pan es Aspergillus flavus.
3. El agar de papa-dextrosa es el adecuado para el cultivo e identificación de mohos y levaduras
de uso industrial y presentes en alimentos por su valor nutricional que facilita el crecimiento.
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4.
REFERENCIAS
E-GRAFÍA
1. Aryal, S. (2019, agosto 15). Potato
Dextrose Agar (PDA)- Principle,
Uses, Composition, Procedure and
Colony Characteristics. Retrieved
from
Microbiology
information:
https://microbiologyinfo.com/potatodextrose-agar-pda-principle-usescomposition-procedure-and-colonycharacteristics/#
Camacho, A., Giles, M., Ortegón, M., Palao,
M., Serrano, B., & Velázquez, O.
(2009). Método para la cuenta de
mohos y levaduras en alimentos.
Retrieved from Universidad Nacional
Autónoma
de
Mëxico:
http://depa.fquim.unam.mx/amyd/arc
hivero/TecnicBasicas-Cuentamohos-levaduras_6530.pdf
Cárdenas, E. A., Morales, L. Y., & Ussa, A.
(2015, julio 30). La estereoscopía,
métodos y aplicaciones en diferentes
áreas del conocimiento. Revista
Científica General José María
Córdova, 201-219. Retrieved from
http://www.scielo.org.co/pdf/recig/v1
3n16/v13n16a10.pdf
de Vizcarrondo, M., & Gutierrez, S. (2001,
noviembre). Uso del microscopio de
luz. Retrieved from Universidad de
Venezuela:
http://www.ucv.ve/fileadmin/user_upl
oad/facultad_farmacia/catedraMicro/
10_Uso_del_microscopio_de_luz.pd
f
Gil, M. (2019, agosto 28). Azul de metileno:
características, preparación y usos.
Retrieved
from
Lifeder:
https://www.lifeder.com/azul-demetileno/
Laboratorios
Britania,
S.A.
(2017).
Coloración de gram. Argentina:
Laboratorios Britania, S.A.
Martín-Sánchez, M., Martín-Sánchez, M. T.,
& Pinto, G. (2013). Rectivo de Lugol:
historia de su descubrimiento y
aplicaciones didácticas. México D.F.:
Universidad Nacional Autónoma de
México.
Retrieved
from
http://www.scielo.org.mx/pdf/eq/v24
n1/v24n1a6.pdf