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Anestesico a base de compuestos naturales para manejo de peces de acuicuñtura.

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Anestésicos a base de compuestos naturales para manejo de peces de
acuicultura: una revisión critica
Fernanda Valdebenito1 & María Cristina Krautz2
1
Departamento de Ecología, Facultad de Ciencias, Universidad Católica de la Santísima Concepción,
Concepción, Chile.
2
Departamento de Ecología, Facultad de Ciencias, Universidad Católica de la Santísima Concepción,
Concepción, Chile.
Palabras claves: Clavo de olor, sedación, estrés, eugenol, efectos, dosis.
Resumen:
Dentro de los requerimientos claves del cultivo de peces se encuentra la formulación de protocolos
de manipulación de individuos de cultivo que sea los cuales debiesen ser eficiente, minimice lo
máximo posible estrés y con ello la ocurrencia de enfermedades y mortalidad, Para ello, en los
centros de cultivo se utilizan distintos tipos de anestesia o técnicas anestésicas, como son MS-222,
benzocaína, metomidato y etimidato, 2-fenoxietanol, quinaldina, electroanestesia y crioanestesia.
Sin embargo,el uso de estas sustancia presentan varias desventajas: puede presentar efectos
adversos no deseados, algunos de ellos no se encuentran certificados por la FDA como uretano, éter
dietílico, hidratos de cloral, o inclusive se está implementando la prohibición de su uso. Es por ello
que la implementación de una alternativa anestésica natural que tenga la misma o mayor efectividad
y presente menos efectos negativos está siendo de considerada cada vez con más interés por los
cultivadores.
En este estudio se presentan resultados el estado del arte de la implementación de anestésicos en
la acuicultura, tipos de anestésicos químicos y no químicos, efectos fisiológicos, método de acción
de los anestésicos, ventajas y desventajas de ambos protocolos anestésicos, y se toma como caso de
estudio, el anestésico de clavo de olor Syzygium aromaticum donde se presentan resultados de las
propiedades anestésicas, método de extracción, dosis de aplicación, aplicación en ejemplares,
efectos secundarios y precauciones, entre otros.
El anestésico de clavo de olor es un anestésico natural químico, que tiene de componente anestésico
el eugenol, el cual genera los mismos estadios de inducción con dosis menores, tiempos de inducción
y de recuperación variables, pero con la diferencia que presenta menos efectos negativos y que se
encuentra certificado por la FDA por lo que se postula como una buena alternativa para el reemplazo
de los métodos anestésicos químicos y no químicos.
Introducción
En las de práctica de la acuicultura, se hace necesario contar con protocolos de manipulación de
grandes números de individuos de los diversos cultivos. Dentro de las cuales se encuentran el
transporte, toma de datos biométricos (peso y longitud de las especies), clasificación y/o vacunación
(Iwama et al., 1994). Por lo cual es necesario que los individuos o ejemplares se encuentren en un
estadio que permita realizar los procedimientos de manera óptima y rápida, reduciendo el estrés y
con ello la ocurrencia de enfermedades y mortalidad (Sorroza et al., 2020).
Se requiere encontrar un método anestésico para implementar un mejor manejo de los individuos
de cultivo, la cual debe cumplir con requerimientos ideales, como que no requiera dosis altas,
presente tiempos acotados de inducción y recuperación, no sea tóxico para el cultivo, el personal
encargado y el consumidor (Vázquez et al., 2013). Actualmente se están indagando método
alternativos naturales que presenten propiedades anestésicas para la manipulación de organismos,
entre ellas, el anestésico de clavo de olor, el cual se ha demostrado eficacia, no presenta efectos
negativos, y es compatible con el ambiente (Sorroza et al., 2020)
A continuación, se presentan resultados en base a una recopilación bibliográfica disponible, que
describe el uso de anestésicos en acuicultura, mecanismos fisiológicos y de acción de anestésicos,
efectos anestésicos, clasificación, ventajas y desventajas de anestésicos químicos y no químicos,
tomando como caso de estudio el anestésico de clavo de olor.
Metodología
Las fuentes bibliográficas para esta revisión fueron consideradas en bases de datos como Web of
Science (WOS), además de búsquedas exhaustivas a través de plataformas Google académico, en
relación a artículos de revista académica o documentos veterinarios en el uso de anestésicos,
objetivos de uso, efecto de la anestesia, dosis, entre otros. Los artículos fueron filtrados por palabras
claves, además de ejecutar una metodología de filtrado de artículos, como leer las palabras claves,
resumen e introducción para posteriormente como segunda etapa de filtrado leer o evaluar la
sección necesaria, y como tercera etapa de filtrado, se recurrió a leerlos de manera completa para
destacar lo necesario e importante del artículo.
Uso de anestésicos en acuicultura
El desarrollo de cultivos de organismos marinos en acuicultura, requiere mantener grandes
poblaciones o números de organismos en un espacio reducido, lo que por consecuencia puede
provocar a que los organismos presenten respuestas relacionadas al estrés.(de Ocampo &
Camberos, 1999) El estrés se define como "el efecto de cualquier alteración ambiental o
estímulo que amplía los mecanismos homeostáticos más allá de los límites normales, a cualquier
nivel de la organización biológica, especie, población o ecosistema"(García-Rejón & Morales,
1989). Estas alteraciones ambientales en peces pueden generar que las tasas de crecimiento,
fertilidad, entre otras disminuyan y aumente la tasa de enfermedades o incluso la muerte. En
general los peces de cultivo están sometidos a largos periodos de estrés debido a los
procedimientos cotidianos como la toma de datos, cambios en las propiedades del agua y el
hacinamiento (de Ocampo & Camberos, 1999).
El estrés se clasifica según el tiempo e intensidad, pudiendo ser letal o crónico. El estrés letal
ocurre de manera rápida e intensas, como puede ser la exposición a químicos o cambios
radicales en algún factor ambiental, como puede ser el aumento o disminución de la
temperatura, cambios en el oxígeno disuelto, pH, entre otros. El estrés crónico es un estrés
cotidiano, debido que los efectos actúan a nivel de suborganismo como resultado de las
múltiples exposiciones al estresor de bajo nivel, pudiendo durar semanas o años. El estrés
crónico puede subclasificarse en componentes directos, los cuales actúan a nivel metabólico
afectando principalmente a nivel celular, y componentes indirecto, los cuales modifican el
comportamiento, como puede ser la reproducción, alimentación y cómo el organismo se
desenvuelve con los demás individuos de la población. Es debido a este último aspecto que es
necesario un continúo monitoreo, debido a que los organismos pueden presentar
comportamientos anormales debido al estrés, pudiendo ser el aumento de agresividad,
provocando que entre los organismos del cultivo se mutilen o recurran al canibalismo (de
Ocampo & Camberos, 1999).
El uso de anestésicos en la acuicultura constituye en una herramienta de suma utilidad para el
manejo de estrés, suprimir el dolor y provoca un efecto calmante, minimizando la mortalidad,
facilitar la manipulación de los organismos, cirugías, desoves artificiales, transporte, toma de
muestras, pesaje, y disminuir la susceptibilidad a contraer patógenos y/o infecciones, entre otros
(Javahery et al., 2012).
La elección del anestésico a emplear depende de múltiples factores, por ejemplo, la eficiencia,
tiempos de inducción y recuperación, costo, facilidad de manejo para el personal, y que no sea
tóxico para los peces, el personal y el ambiente al momento de ser desechado (Javahery et al.,
2012). La elección del anestésico puede variar según la necesidad, por ejemplo, si es necesaria
la ventilación por branquias durante los experimentos (Iwama et al., 1994).
Mecanismos fisiológicos y de acción involucrados en la anestesia de peces.
Mecanismo fisiológicos minimizados con anestesia
Los mecanismos fisiológicos que se encuentran involucrados principalmente en la anestesia de
peces, no se encuentran detallados en peces, debido a que no se encuentra información o estudios
precisos sobre el tema, aunque algunos autores, indican que pueden cambiar datos o valores
hematológicos por dosis mal aplicadas o que se puede ver una disminución en el crecimiento (Iwama
et al., 1994; Javahery et al., 2012; Ross & Ross, 2008).Pero se sabe que la anestesia es un supresor
progresivo del sistema nervioso, específicamente del sistema nervioso central y periférico de peces,
reduciendo el movimiento corporal junto con la percepción espacial y sensorial (Soldado, 2014)
Puede que algunos anestésicos provoquen efectos fisiológicos negativos en los peces, llamado
estrés por anestesia, sin embargo, resulta dificultosos detener los efectos del estrés por anestesia
debido que son necesarios realizar los protocolos, como es el método de manipulación para la
obtención de datos o procesos quirúrgicos. Algunos anestésicos, pueden ser causantes de
problemas de taquicardia o producir disminución de las frecuencias cardiacas, alterar o mantener
los parámetros sanguíneos de los peces o afectar la presión arterial, produciendo además
taquiventilaciones, reduciendo la frecuencia respiratoria en los peces (Ross & Ross, 2008).
Mecanismo de acción de la anestesia
Los peces presentan una epidermis no queratinizada, lo que favorece el ingreso o la administración
tanto de fármacos como de anestésicos por medio acuoso, por el contrario, la existencia de un
gradiente de concentración negativo entre el medio interno y externo del organismo, puede facilitar
la reducción de la concentración del fármaco administrado (Gonzales, 2010).
Otra forma de administración o ingreso de fármacos o anestésicos, es por medio de las branquias,
debido a que son zonas vascularizadas (Gonzales, 2010).
La anestesia funciona de forma selectiva en distintas partes del cerebro, actuando como depresor
general del sistema nervioso central, producida por acción en los axones nerviosos, liberación de
transmisores, excitabilidad o como interactúan los componentes de la membrana y en varias dianas
moleculares, es decir, en moléculas específicas de una célula, que abarca una vía crucial en un efecto
biológico deseado, o alguna combinación entre estos (Ross & Ross, 2008). Además de ello los sitios
de unión entre los receptores de los canales iónicos tienen una relación directa con los sitios en
donde la anestesia realiza su función. Dentro de los canales iónicos, se tiene que las subunidades de
los receptores de ácido y-aminobutírico tipo A (GABBA), toman el papel más importante dentro de
los sitios que tienen relación con las funciones de inducción de los anestésicos (Son, 2010).
Efecto anestésico en peces.
Los efectos anestésicos que se pueden observar en ejemplares dependen de diversos factores,
como, el tipo de anestésico empleado, las dosis de anestesia, especie, tamaño corporal, densidad
de ejemplares en baño de inmersión, calidad de agua, entre otros.
Las fases anestésicas se consideran tres etapas inducción, mantenimiento y recuperación. Cada fase
depende de la duración del fármaco empleado para la inducción, la especie y las condiciones al
momento de la inducción. La fase de inducción se considera el momento donde el ejemplar se
encuentra expuesto al anestésico y se produce un grado de anestesia. De preferencia esta fase debe
ser rápida, y sin hiperactividad. La fase de mantenimiento es en la cual se requiere prolongar el
estado deseado o de inducción, no debería tener incidentes, y se requiere de monitoreado tanto del
ejemplar, como del ambiente. La fase de recuperación implica retirar al ejemplar del anestésico y
que vuelva a un estado de normalidad, puede demorar minutos a días (Garza, 2021; Ross & Ross,
2008).
El progreso para lograr una inducción y profundidad de anestesia, se dividen en distintos estadios,
cada uno con signos, respuesta o comportamientos distintos, que se pueden clasificar en estímulos
externos, movimientos operculares, tono muscular, equilibrio y nado (Zahl et al., 2012).
En el estadio 0 o normal, el ejemplar se encuentra en todas sus capacidades, tanto de equilibrio,
tono muscular, reacción a estímulos y con movimientos operculares normales (Bowser, 2001;
Gonzales, 2010; Moyano, 1997; Sorroza et al., 2020; Vázquez et al., 2013; Zahl et al., 2012).
En el estadio 1 o sedación ligera, el ejemplar comienza a presentar signos de sedación, como la
disminución de reacción a estímulos y leve disminución de movimientos, pero con equilibrio y nado
de forma normal o voluntaria (Bowser, 2001; Gonzales, 2010; Moyano, 1997; Ross & Ross, 2008).
En el estadio 2 o sedación profunda se muestran leves signos de pérdida de respuesta a estímulos
suaves, pero se mantienen las respuesta a estímulos fuertes, no hay nado voluntario, los
movimientos operculares comienzan a disminuir, pero se mantiene el tono muscular normal
(Bowser, 2001; Gonzales, 2010; Moyano, 1997; Ross & Ross, 2008; Sorroza et al., 2020; Vázquez
et al., 2013).
En el estadio 3 o leve narcosis comienza a visualizarse problemas para mantener el equilibrio,
menos respuesta a estímulos externos fuertes, tono muscular reducido y movimientos operculares
en aumento (Bowser, 2001; Gonzales, 2010; Moyano, 1997; Vázquez et al., 2013).
En el estadio 4 o profunda narcosis hay perdida completa de equilibrio, disminuye la tasa
respiratoria y los movimientos operculares (Bowser, 2001; Gonzales, 2010; Moyano, 1997; Vázquez
et al., 2013; Zahl et al., 2012).
En el estadio 5 o leve anestesia, se presenta una fácil manipulación del organismo, presenta
baja tasa respiratoria, baja frecuencia cardiaca y perdida completa de estímulos o reflejos
(Bowser, 2001; Gonzales, 2010; Moyano, 1997; Ross & Ross, 2008).
En el estadio 6 o anestesia quirúrgica se observa una respuesta mínima a reflejos o estímulos, una
tasa respiratoria y circulatoria baja, lo que podría facilitar procedimientos, si es que se presentan
sangrados (Gonzales, 2010; Moyano, 1997; Ross & Ross, 2008).
En el estadio 7 o colapso medular, el organismo no presenta movimientos operculares, es decir, un
cese completo de respiración junto con un paro cardiaco, lo que conlleva a su muerte (Bowser, 2001;
Gonzales, 2010; Moyano, 1997; Ross & Ross, 2008; Sorroza et al., 2020; Vázquez et al., 2013; Zahl
et al., 2012).
Tabla 1: Efectos o estadio anestésica en peces. (Fuente: Elaboración propia)
Estadio
Estado de anestesia
0
Normal
1
Sedación ligera
2
Sedación profunda
3
Leve narcosis
Signos,
respuesta
y
comportamiento
-Reacciona a estímulos
externos.
-Movimientos
operculares normales.
-Tono muscular normal. Equilibrio normal.
-Leve disminución de
reacción a estímulos
externos.
-Leve disminución de
movimientos
operculares.
-Equilibrio normal.
-Nado voluntario.
-Sin nado voluntario.
-Perdida de respuesta a
estímulos suaves.
-Mantiene respuesta a
estímulos fuertes.
-Leve disminución de
movimientos
operculares.
-Tono muscular normal.
-Pérdida de equilibrio.
esfuerzo para equilibrarse
-Aumento
de
movimientos
operculares.
-Disminución a respuesta
a estímulos táctiles y
vibraciones fuertes.
-Tono
muscular
disminuido.
Referencias
(Bowser,
2001;
Gonzales, 2010;
Moyano,
1997;
Sorroza
et al.,
2020;
Vázquez
et al., 2013; Zahl
et al., 2012)
(Bowser,
2001;
Gonzales, 2010;
Moyano,
1997;
Ross & Ross, 2008)
(Bowser,
2001;
Gonzales, 2010;
Moyano,
1997;
Ross & Ross, 2008;
Sorroza
et al.,
2020;
Vázquez
et al., 2013)
(Bowser,
Gonzales,
Moyano,
Vázquez
2013)
2001;
2010;
1997;
et al.,
4
Profunda narcosis
5
Leve anestesia
6
Anestesia quirúrgica
7
Colapso medular
-Nado errático.
-Disminuye
la
tasa
respiratoria.
-Pérdida
total
de
equilibrio.
-Apto
para
tomar
muestras.
-Movimientos
operculares lentos pero
regulares.
-Perdida de
reflejos
espinales.
-Perdida completa de
tono muscular.
-Organismo
fácil
de
manipular.
-Tasa respiratoria baja.
-Baja frecuencia cardiaca.
-Perdida completa de
reflejos.
-Ausencia de respuesta a
estímulos.
-Baja tasa respiratoria. Baja tasa circulatoria.
-Suspensión
de
movimientos
operculares.
-Paro cardiaco.
(Bowser,
2001;
Gonzales, 2010;
Moyano,
1997;
Vázquez
et al.,
2013; Zahl et al.,
2012)
(Bowser,
2001;
Gonzales, 2010;
Moyano,
1997;
Ross & Ross, 2008)
(Gonzales, 2010;
Moyano,
1997;
Ross & Ross, 2008)
(Bowser,
2001;
Gonzales, 2010;
Moyano,
1997;
Ross & Ross, 2008;
Sorroza
et al.,
2020;
Vázquez
et al., 2013; Zahl
et al., 2012)
Tipos de anestésicos
Un anestésico es una sustancia que causa la perdida de la sensibilidad de forma local o completa
(Instituto nacional del cáncer, 2011). Se pueden clasificar en anestésicos químicos, los cuales
requieren un sustancia para inducir la perdida de la sensibilidad o conciencia, y anestésicos no
químicos, los cuales no requieren el uso de alguna sustancia química, si no métodos alternativos que
generen el mismo efecto (Ayala, 2014).
Químicos
MS-222/ TMS
Metanosulfonato de éster etílico del ácido 3-aminobenzoico, es el anestésico más utilizado en el
campo de la acuicultura, siendo el más eficaz dentro de los anestésico, por su rápida inducción y
profunda. Es un polvo cristalino blanco, que presenta una rápida dilución en el agua. Siendo un
químico fácil y seguro de manipular, de igual manera debe ser utilizado con precauciones, se debe
evitar el contacto con los ojos o membranas mucosas, debido a que puede causar irritación al
contacto o inhalación. La solución madre se puede volver tóxica al entrar en contacto con luz solar
y puede ser tóxica para los organismos a anestesiar. Al momento de desechar se debe agregar
bicarbonato de sodio para amortiguar las aguas blandas(Iwama et al., 1994; Ross & Ross, 2008;
Roth, 2021).
La dosis empleada depende de diversos factores, como la especie, el tamaño, densidad del pez,
temperatura del agua, entre otros, pero presenta una dosis general anestesia de 25 a 100 mg/L
(Iwama et al., 1994) y su tiempo de inducción es rápido, siendo de aproximadamente menos de tres
minutos y tiempo de recuperación menor a diez minutos. De momento no se han encontrado
estudios que indiquen que M222 es tóxico para humanos, se demora aproximadamente 24 horas
en ser excretada mediante la orina(Ross & Ross, 2008)
Benzocaína
Éster etílico del ácido p-aminobenzoico (PABA), es un anestésico similar a MS-222 en efectos
secundarios y dosis. Presenta dos formas, una sal cristalina o una forma de base libre que debe
disolverse en acetona, alcohol etílico o etanol a 0,2 g/mL antes de administrarlo, además de que es
un anestésico neutro, es por lo que probablemente genere menos hiperactividad y estrés en los
ejemplares(Iwama et al., 1994; Ross & Ross, 2008).
La eficacia de la benzocaína tiene relación al tamaño del pez, donde los ejemplares de menor
tamaño requieren menos dosis y los ejemplares de mayor tamaño dosis, igual que en el caso de la
temperatura. El tiempo de inducción es de menor a cuatro minutos y el tiempo de recuperación es
de aproximadamente de menor a diez minutos. Los peces a pesar de encontrarse en un estado
anestésico pueden presentar algunas funciones motoras, por lo que no se recomienda para algunos
procedimientos que requieran absoluta inmovilidad (Iwama et al., 1994).
Metomidato
Clorhidrato de metomidato o metomidato, es un derivado de propoxato (Iwama et al., 1994)y un
polvo con gran capacidad de solubilidad en agua, es eficaz debido a que logra la inducción
aproximadamente en menos de tres minutos, además de una recuperación lenta, entre 8 a 20
minutos . La capacidad anestésica se potencia en ejemplares más grandes y de agua de mar. Puede
generar oscurecimiento en algunas especies, y se cree que es debido a la interferencia de síntesis
hormonal (Iwama et al., 1994; Ross & Ross, 2008).
Presenta efectos secundarios respiratorios, depresión cardiovascular y contracciones musculares
(Ross & Ross, 2008).
Se emplea en humanos (Ross & Ross, 2008).
Etomidato
Éster etílico del acido1-(1-feniletil)-1H-imidazol-5-carboxilico o Etomidato, es un análogo o derivado
del propoxato, al igual que el metidato, es de carácter incoloro, y de costo muy elevado y de difícil
obtención. Induce la anestésica en aproximadamente 3 min y requiere una larga recuperación, de
aproximadamente 40 min. Presenta mayor eficacia en aguas alcalinas y a mayor temperatura. No
produce anestesia quirúrgica (Gomulka & Antychowycz, 1999; Iwama et al., 1994; Ross & Ross,
2008).
Se emplea en humanos (Ross & Ross, 2008).
2-fenoxietanol
Liquido aceitoso, incoloro o de color amarillo suave, toxina suave y puede generar cierta irritación
a nivel cutáneo, es relativamente económico, puede presentar efectos adversos como la reducción
de la ventilación, disminución de frecuencia cardiaca y presión arterial y reducción, además de que
puede presentar efectos inmunodepresivos. En dosis bajas puede generar cambios en niveles de
cortisol, glucosa y lactato, no bloquea reflejos involuntarios, el tiempo de inducción es de
aproximadamente entre 2 a 4minutos, con un tiempo de recuperación de tres a seis minutos.
(Gonzales, 2010; Iwama et al., 1994; Zahl et al., 2012).
Quinaldina
Sulfato de quinaldina es un polvo de color amarillo claro, ácido, por lo que se necesita integrar un
buffer para disminuir el efecto irritante. La dosis empleada o stock puede ser de 10 g/L o puede
mezclarse con tricaína, en una concentración de 10:1 (tricaína: quinaldina). No se ha investigado el
mecanismo de acción preciso del anestésico, pero si se sabe diversidad de efectos secundarios como
aumento de frecuencia cardiaca, bradicardia y disminución de función respiratoria, además de
concentraciones elevadas de cortisol, glucosa y IgM (Gonzales, 2010; Ross & Ross, 2008).
Presenta gran margen de seguridad, por sobre los anestésicos MS-222 y benzocaína, pero se debe
limitar el uso de quinaldina debido a que los ejemplares pueden responder con movimientos
violentos. No genera una anestesia quirúrgica o para procedimientos que requieran cierta
inmovilidad (Gomulka & Antychowycz, 1999; Gonzales, 2010).
No químicos
Electroanestesia
Se emplea el uso de electricidad para inmovilizar peces adultos, pudiendo ser para realizar marcaje
o reproducción. El objetivo de implementar esta técnica es inducir mediante electricidad la
anestesia y evitar lo más posible la tetania muscular grave. La electro anestesia puede constar de 3
tipos de corrientes eléctricas, a) la corriente alterna (CA), la cual produce electronarcosis y tetania
(Universidad de Navarra, 2023), la cual son espasmos involuntarios o contracciones involuntarias de
musculatura (Iwama et al., 1994; Ross & Ross, 2008).
b) La corriente continua (CC), en tanto puede causar ánodotaxis o movimientos hacia el polo del
ánodo, pero esto se puede corregir aumentando la intensidad del campo, volviendo inmóviles a los
peces (electronarcosis), y en el caso de aumentar más la intensidad, estos de la misma forma
sufrirán contracciones involuntarias o tetania (electrotetania), pero solo el efecto es efectivo, si los
peces se encuentran dentro del campo eléctrico (Iwama et al., 1994; Ross & Ross, 2008).
Crioanestesia
Este método emplea disminuir la temperatura del agua de inmersión para los peces agregando hielo
o agua fría, lo que genera que estos se tranquilicen o se inmovilicen. Esto es debido a que las bajas
temperaturas aumentan la capacidad del agua en transportar oxígeno, reduciendo de esa manera
la actividad y con ello el consumo de oxígeno en los peces. De la misma manera reduce el
metabolismo, lo que genera una disminución en la producción de amoniaco junto con desechos, en
forma de heces sólidas (Iwama et al., 1994; Ross & Ross, 2008; Vargas-Vargas, 2017).
La crioanestesia o hipotermia, no logra una verdadera anestesia a pesar de que se logre cierta
reducción de la estimulación, debido a que los peces pueden presentar tolerancia a variaciones de
temperaturas. Cabe destacar que este método se le recomienda implementar un enfriamiento
gradual, es decir lenta, ya que, al realizarse de esa manera, se evita un shock letal (Iwama et al.,
1994; Vargas-Vargas, 2017).
Ventajas y desventajas
Dentro de los anestésicos, se pueden identificar características que los distinguen, entre ellas los
tiempos de inducción, tiempo de recuperación, si generan anestesia quirúrgica o algún grado de
anestesia, inducción de cambios a nivel hematológicos, etc. En base a lo anterior se pueden clasificar
características del anestésico, como también si el anestésico es el apropiado o resulta beneficioso o
perjudicial para el organismo. Además, las ventajas y desventajas dependen del procedimiento a
realizar y si el anestésico es acorde a lo necesitado o requerido (Ayala, 2014; Ross & Ross, 2008)
Químicos
Tabla 2: Ventajas y desventaja de anestésicos químicos. (Fuente: Elaboración propia)
Químico
MS222
Benzocaína
Ventaja
-Inducción rápida.
-Funciona en peces
de
agua
dulce,
salada y tropicales.
-Administración
directa
mediante
branquias evita la
exposición de óvulos
-Tiempos
de
recuperación
rápidos.
-Buen margen de
seguridad
para
pescar.
-Concentración
efectiva (40mg/L-1)
-anestésico con las
efectividad en agua
cálidas.
- Se excreta por la
orina en 24 horas.
Desventaja
-Disminuye el pH (0.5-1.0).
-Irritante.
-Administración
por
inmersión expone a los
óvulos al anestésico.
-Puede generar problemas
fisiológicos,
como
hematocrito
elevados,
eritrocitos
hinchados,
hipoxia,
hiperglucemia,
entre otros.
-No
es
recomendable
utilizar en agua destilada o
desionizada (sin capacidad
amortiguadora).
Referencias
(Iwama et al., 1994;
Ross & Ross, 2008;
Roth, 2021)
Funciona en peces
de
agua
dulce,
salada y tropicales.
-pH neutro.
-Causa
menos
hiperactividad
-Causa menos estrés
inicial.
-Dosis
efectivas
similares a MS-222.
-Buen margen de
seguridad.
-Casi insoluble en agua.
((Iwama et al., 1994;
-Clorhidrato de benzocaína Ross & Ross, 2008)
es más soluble pero
costoso.
-Tasa
de
disparo
espontaneo.
-La dosis depende de la
especie a anestesiar.
- No presenta estudios de
toxicología en humanos.
-Eficacia no depende
de pH o dureza del
agua.
-No es toxica.
-No se encuentran
residuos
de
anestesia posterior a
24 horas.
AQUÍ-SR
Quinaldina
sulfato
quinaldina
-Anestesia
más
efectiva
y
controlada.
-No
requiere
periodo de espera
de excreción de
anestesia.
-No
genera
reacciones adversas.
-Económica.
-Segura para peces y
humanos.
-Igual de efectivo
que MS-222.
y -Eficaz
de -Bajo costo
-Fácil solubilidad en
agua.
-inducción rápida.
-Recuperación
rápida.
-La
adición
de
diazepam reduce la
dosis de quinaldina.
-Mas eficaz en pH
alcalino.
-Indetectable en 24
horas.
2-fenoxietamol
-Fácil dilución con
agua.
-Económico.
-Inducción lenta es un (Ross & Ross, 2008)
limitante
en
procedimientos.
-Tiempo de recuperación
lento.
-Puede generar problemas
a la córnea en peces.
-Solubilidad limitada.
-Solución ácida, debe ser
taponada con bicarbonato.
-Aumenta los valores de
glucosa plasmática.
-Ineficaz en pH acido.
(Gomulka
&
Antychowycz, 1999;
Gonzales, 2010; Ross
& Ross, 2008)
-No bloquea la producción (Iwama et al., 1994;
de cortisol.
Zahl et al., 2012)
-Puede generar cambios
hematológicos, en niveles
plasmáticos como cortisol,
glucosa y lactato.
-No bloquea contracciones
involuntarias.
-Aumento de presión en
periodos
largos
de
exposición.
Metomidato
-Eficaz.
-inducción rápida.
-Recuperación
rápida.
-Redujo la síntesis de
cortisol.
Etomidato
-Mas eficaz en agua
alcalina y en altas
temperaturas.
-No produce o pocos
efectos en gases
sanguíneos.
-Poco efecto en
ventilación.
-Poco efecto en el
sistema
cardiovascular.
-Puede
generar
contracciones musculares o
tetania.
-Puede
provocar
oscurecimiento en algunas
especies.
-inducción y recuperación
más lentas.
-Compuesto
toxico
a
temperaturas más bajas.
-No produce analgesia.
(Iwama et al., 1994;
Ross & Ross, 2008)
(Gomulka
&
Antychowycz, 1999;
Iwama et al., 1994;
Ross & Ross, 2008)
No químicos.
Tabla 3: Ventajas y desventajas de anestésicos no químicos. (Fuente: Elaboración propia)
No químico
Ventaja
Desventaja
Referencias
Electroanestesia.
-Bajo estrés tanto para el
organismo y el operador.
-Minimiza
la
hemoconcentración.
-Barato.
-Seguro.
-Sirve para realizar estudios
bioquímicos o nutricionales.
-Pocos efectos a largo plazo.
-Los peces de agua de mar son
menos afectados.
-Depende de la morfología de
la especie.
-Produce
cambios
hematológicos como los
anestésicos químicos.
-Fuertes voltajes para lograr
anestesia.
-Puede provocar tetania
grave.
-Puede provocar dislocación
de la columna.
-Puede provocar hemorragia
muscular.
-Debe
considerarse
un
método invasivo y estresante.
-Difícil uso, se requiere
personal calificado.
-CA, es la onda más dañina.
(Iwama
et al., 1994;
Ross & Ross,
2008)
Crioanestesia.
-Reduce la tasa metabólica.
-Aumenta la capacidad de
transporte de oxígeno del
agua.
-Minimiza la producción de
desechos.
-Eficaz en procedimientos
de corto plazo.
-Método
alternativo,
cuando no se encuentran
disponibles los anestésicos
químicos.
-No se logra una anestesia.
-Ciertas especies pueden
tener un rango más amplio de
tolerancia a la temperatura.
-Puede producir un shock
letal.
- Solo a animales templados.
-Técnica anestésica de corto
plazo.
-Puede producir hemorragias
y muertes en temperaturas
(Iwama
et al., 1994;
Ross & Ross,
2008)
Caso de estudio
Anestésico de extracto de clavo de olor.
Propiedades del clavo de olor
Syzygium aromaticum o clavo de olor es un condimento que presenta propiedades tanto culinarias
como terapéuticas o medicinales. El clavo de olor presenta propiedades medicinales como
antibacterial, antinflamatorio, expectorantes, espasmódico, antioxidantes, vasodilatador y
afrodisiaco, además de ser un condimento rico en nutrientes, como la vitamina A, vitamina E, y
betacarotenos (Reis, 2024; Vásquez et al., 2023).
Las propiedades antibacterianas y antifúngicas que presenta el clavo de olor se pueden atribuirse a
la presencia del eugenol como componente principal, pero de igual manera a los salicilato de metilo,
kaempferol, ácido gálico, ramnetin y el ácido oleanólico, que se encuentran dentro de su
composición (Reis, 2024; Rojas, 2013).
Los componentes anteriormente mencionados, en específico, el compuesto fenólico eugenol,
desnaturaliza las proteínas relacionadas con las membranas celulares de las bacterias o
microorganismos relacionado con los fosfolípidos, lo que altera la permeabilidad e impide la
reproducción o multiplicación de estas (Vásquez et al., 2023).
Método de extracción del aceite de clavo de olor
La metodología de extracción o de elaboración del aceite de clavo de olor es de manera sencilla,
requiere 200 ml de aceite de oliva por 100 g de clavos, los cuales se introducen en un contenedor
de vidrio o botella de vidrio, para posteriormente calentar a baño maría a 60°C por
aproximadamente 20 minutos, para dejar en reposo en un lugar oscuro o libre de luz por 8-9
semanas (60 días aproximadamente)(Ajila, 2019; Sorroza et al., 2020).
Cuando se requiere su uso, este debe ser filtrado y mezclado en proporciones 1:10 con etanol
(Sorroza et al., 2020).
Componente anestésico del clavo de olor
El eugenol es un líquido de color marrón, el cual se constituye alrededor de un 70%-95% de aceite
de eugenol, presenta diversas propiedades medicinales, y es extraído de la destilación de flores,
tallos y hojas del árbol Syzygium aromaticum.
Este es un compuesto que normalmente se usa en la industria odontológica como anestésico,
debido a que es un bloqueador de la conducción nerviosas y de reducción de sinapsis en zonas
neuromusculares (González Escobar, 2002).
La vida media de eugenol es de aproximadamente 24 horas dentro del organismo de los peces,
debido a que se absorbe y metaboliza rápidamente posterior a la inducción al anestésico, y es
desechado mediante la orina, sin presentar algún efecto adverso (Iwama et al., 1994; Javahery et al.,
2012; Ross & Ross, 2008).
Alternativa anestésica
La implementación de este nuevo anestésico es una alternativa natural química, poco invasiva, y de
bajo costo y autorizada por la FDA, dentro de los grados de inducción a la anestesia y que se
aseguran de que no se presenta ningún afecto negativo, tanto en peces como en el consumo
posterior para el consumidor. Además de ser un anestésico compatible con el ambiente en bajas
dosis, debe ser manipulado y desechado por personal calificado.
Además, se destaca por su fácil manipulación, bajo costo y fácil método de extracción o de
generación del anestésico de manera casera (Ajila, 2019; Iwama et al., 1994; Javahery et al., 2012;
Ross & Ross, 2008).
Métodos y mecanismo de acción de la anestesia.
El método de administración del anestésico de clavo de olor es mediante inmersión o de manera
local. El anestésico debe ser preparado previamente en una concentración 1:10 (eugenol; etanol) en
el caso de administración mediante inmersión, para que este pueda ser soluble en el agua. El aceite
de clavo de olor es altamente lipofílico, lo que su efecto es eficaz al momento de ser absorbido por
los tejidos corporales (grasa y cerebro) (Ajila, 2019; Javahery et al., 2012; Sánchez, 2023).
Al momento de ser administrado, este ingresa mediante las branquias, hacia el torrente sanguíneo
y se distribuye por el organismo. El eugenol se metaboliza rápidamente posterior a la inmersión, y
se excreta de manera casi completa mediante la orina, dentro de las 24 horas posteriores al
procedimiento (Javahery et al., 2012; Sánchez, 2023).
Dosis de aplicación
Las dosis de anestésico para procedimientos, depende de diversos factores, como la especie, el
tamaño corporal, la cantidad o densidad de ejemplares que se encuentran dentro de un mismo baño
de inmersión, como la calidad de agua (Iwama et al., 1994).
Para procedimientos mínimos (manipulación de ejemplares para poder obtención de datos
biométricos y transporte), se requiere una dosis más baja, ya que solo se requiere una sedación
ligera o profunda. Para procedimientos más invasivos como cirugías, se requiere dosis más altas para
llegar a una anestesia quirúrgica, lo que induciría de manera más rápida la anestesia quirúrgica y que
se mantenga en un tiempo prolongado (Javahery et al., 2012).
La dosis optima de inducción efectiva, varían entre 50-100 mg/L-1 (Javahery et al., 2012; Ross & Ross,
2008).El aumento de temperatura puede aumentar la eficacia del anestésico, como también
disminuir el tiempo de recuperación, debido a la alta tasa metabólica que se produce en altas
temperaturas (Javahery et al., 2012)
Aplicación en ejemplares
La aplicación de dosis para inducir anestesia depende de diversos factores, como la especie, tamaño,
peso, tipo de procedimiento, condiciones ambientales, etc. Es por ello por lo que no existe una dosis
fija para peces. Sin embargo, todas las dosis empleadas son eficaces, para lograr cierto grado de
anestesia.(Ayala, 2014)
La eficacia del eugenol abarca desde peces de agua dulce como de agua salada, aumentando su
eficacia en temperaturas altas.(Ayala, 2014; Javahery et al., 2012)
Tabla 4: Dosis de aplicación del anestésico de clavo de olor en ejemplares. ( Fuente: Elaboración propia)
Ejemplares
Dosis
Referencia
Anguilla reinhardii
2-120 mg L -1
(Ross & Ross, 2008)
Andinocara rivulatus
10 ml/L-1
(Ajila, 2019; Ross & Ross, 2008)
Amphiprion sebae
17.5 mg L-1
(Balamurugan et al., 2016)
Carassius carassius
15.5-100 ppm
Centropristis striata
15-40mg L -1
Colossoma macropomum
65-100 mgL-1
Cyprinuis carpio
30 mg/ L-1
(Ross & Ross, 2008) (Javahery
et al., 2012)
(Javahery et al., 2012; Ross &
Ross, 2008)
(Javahery et al., 2012; Ross &
Ross, 2008)
(Velisek et al., 2005)
Chirostoma jordani
5 - 13 μL/L
(Vázquez et al., 2013)
Dentex dentex
40 ppm
(Garcia et al., 2002)
Dicentrarchus labrax
40 ppm
(Garcia et al., 2002)
Diplodus puntazo
40 ppm
(Garcia et al., 2002)
Esox lucius
0.02-0.06 ml L -1
(Zaikov et al., s. f.)
Ictalurus punctatus
100 ppm / 100 mg L -1
Liza parsia
80ppm
Metynnis schreitmuelleri
80mg L-1
Micropterus dolomieui
60 mg L-1
Mugil liza
70 mg L-1
(Javahery et al., 2012; Ross &
Ross, 2008)
(Javahery et al., 2012; Ross &
Ross, 2008)
(Javahery et al., 2012; Ross &
Ross, 2008)
(Javahery et al., 2012; Ross &
Ross, 2008)
(Braz et al., 2017)
Oncorhynchus tschawytscha
20ppm
Oncorhynchus mykiss
40-60 mg L-1 / 9 ppm
Oncorhynchus nerka
50 mg L -1
(Javahery et al., 2012; Ross &
Ross, 2008)
(Javahery et al., 2012; Keene
et al., s. f.; Ross & Ross, 2008)
(Woody et al., 2002)
Oreochromis niloticus
150-175 mg L -1
(Ribeiro et al., 2015)
Oreochromis mossambicus
50-100 mg/L -1
(Nambiar et al., 2024)
Phoxinus erythrogaster
40-60mg L -1
(Ross & Ross, 2008)
Pomacentrus amboiensis
0.013-0.027 M
(Ross & Ross, 2008)
Piaractus brachypomus
50 mg/L -1
(Sorroza et al., 2020)
Pseudoplatystoma metaense
50-70 mg/L-1
(Sorroza et al., 2020)
Pterophyllum scalare
40 mg/L-1
(Millán-Ocampo et al., s. f.)
Salmo gairdneri
80 mg l -1
Seriola dumerii
40 mg L -1 / 40 ppm
Siganus argenteus
25 ppm
Siganus lineatus
100 mg l -1
Sparus aurata
40 ppm
(Javahery et al., 2012; Ross &
Ross, 2008)
(Javahery et al., 2012; Ross &
Ross, 2008)
(Javahery et al., 2012; Ross &
Ross, 2008)
(Javahery et al., 2012; Ross &
Ross, 2008)
(Garcia et al., 2002)
Xiphophorus maculatus
100-200 mg L -1
(Hoshiba et al., 2015)
Ventajas y desventajas
El anestésico de clavo de olor presenta diversas ventajas, siendo ellas, que es usado desde la
antigüedad como anestésico suave, ser uno de los anestésicos más potentes y su efecto puedo
aumentar si se aumenta su temperatura, y abarcar una larga historia como anestésico empleado en
humanos, es de muy bajo costo y de fácil acceso, además de que se absorbe y elimina de una manera
rápida, no requiere un tiempo excesivo de inducción y recuperación, está considerado por la FDA,
clasificando como sustancia generalmente conocida como segura (GRAS), es decir, anestésico seguro
para el consumo y no requiere aprobación previa por parte de la FDA (Nutrition, 2023), en
comparación a otros anestésicos que se encuentran prohibidos o deben permanecer en un tiempo
de eliminación de la musculatura de los ejemplares, su implementación es de fácil uso, lo que no
necesita personal calificado para su manipulación, y no es dañino para el personal, presenta rangos
amplios de seguridad y baja mortalidad, destacando que es un anestésico amigable o biodegradable
(Iwama et al., 1994; Javahery et al., 2012; Ross & Ross, 2008; Sorroza et al., 2020; Vargas-Vargas,
2017).La desventaja del anestésico de clavo de olor, en base a estudios recientes, se han encontrado
efectos tóxicos en relación a la hiperexcitabilidad neuronal de los ejemplares (Sánchez, 2023)
Efectos secundarios
Como efecto secundario de la implementación del anestésico de clavo de olor, la disminución del
crecimiento fue significativo en peces que tuvieron reiteradas inducciones con el anestésico de clavo
de olor , sin embargo, se sugiere que esto se debe a los cambios fisiológicos en relación a la
hematología de los individuos expuestos a anestésicos, a pesar de que hay diversos factores, como,
la calidad de agua, sexo, época del año, entre otros, que de igual manera pueden afectar y amplificar
las respuestas o los cambios fisiológicos (Javahery et al., 2012).
Precauciones
Como todo anestésico, este debe presentar medidas precautorias en relación a su manipulación,
utilizando implementos de seguridad, para evitar el contacto con los ojos y membranas mucosas, ya
que se clasifica como un irritante, generando corrosión o irritaciones cutáneas, respiratorias y
oculares, es nocivo en caso de ingesta o inhalado (Iwama et al., 1994; Ross & Ross, 2008; Roth,
2021).
Discusión y conclusión.
El uso de anestésicos dentro de la acuicultura es de suma importancia, principalmente para mejorar
protocolos, facilitando al personal y el bienestar de los ejemplares de cultivo, evitando estrés y
posibles enfermedades. Entre las alternativas de anestésicas químicas, destaca el anestésico en base
a clavo de olor o eugenol, debido a que este presenta propiedades anestésicas, además de ser eficaz,
de bajo costo, presenta compatibilidad con el ambiente en bajas dosis y presentar pocos efectos
adversos en comparación a los demás anestésicos químicos.
El anestésico de clavo de olor es una alternativa prometedora dentro del campo de la acuicultura,
cumple con requisitos y se encuentra certificado por la FDA, pero aun así se quiere implementar más
estudios en relación al anestésico, ya que, al ser relativamente nuevo, se encuentra poca información
en comparación a los que se pueden encontrar con los demás anestésicos.
En general, la implementación de nuevas alternativas anestésicas que no generen un daño tanto
para el personal calificado, los ejemplares de cultivo y el ambiente, ayuda a generar practicas
acuícolas más responsables y sostenibles con el pasar de los años.
Referencias
Ajila, C. (2019). Aplicación de anestésico artesanal de aceite de clavo.
http://repositorio.utmachala.edu.ec/handle/48000/13828
Ayala, N. (2014). Estudio comparativo de los efectos de los anestésicos metanosulfonato de tricaína
(MS-222) y eugenol, para su uso en el pez cebra Danio rerio como modelo experimental.
Balamurugan, J., Ajith Kumar, T. T., Prakash, S., Meenakumari, B., Balasundaram, C., & Harikrishnan,
R. (2016). Clove extract: A potential source for stress free transport of fish. Aquaculture, 454, 171175. https://doi.org/10.1016/j.aquaculture.2015.12.020
Bowser, P. (2001, agosto 19). Opciones anestésicas para peces | IVIS.
https://www.ivis.org/library/recent-advances-veterinary-anesthesia-and-analgesia-companionanimals/anesthetic-options
Braz, R. D. S., Silva, I. D. O., Tesser, M. B., Sampaio, L. A., & Rodrigues, R. V. (2017). Benzocaí--na,
MS-222, eugenol e mentol como anestésicos para juvenis de Tainha Mugil liza. Boletim do Instituto
de Pesca, 43(4), 605-613. https://doi.org/10.20950/1678-2305.2017v43n4p605
de Ocampo, A. A., & Camberos, L. O. (1999). Diagnóstico del Estrés en Peces. 30(4), 337-344.
Garcia, R., De la Gándara, F., & Raja, T. (2002). Utilización del aceite de clavo, Syzygium aromaticum
L. (Merr. & Perry), como anestésico eficaz y económico para labores rutinarias de manipulación de
peces marinos cultivados. ICES Journal of Marine Science, 15(3), 253-259.
https://doi.org/10.1093/icesjms/15.3.253
Garcia-Rejón, L., & Morales, A. (1989). El estrés en los peces. I.-Respuesta fisiológica. 30(1-2), 141148.
Garza, M. (2021). Anestesia general: Fases, fármacos y secuencia de intubación básica.
https://www.revista-portalesmedicos.com/revista-medica/anestesia-general-fases-farmacos-ysecuencia-de-intubacion-basica/#google_vignette
Gomulka, P., & Antychowycz, J. (1999). Anaesthetics used in fishes.
Gonzales, J. (2010). Farmacología, terapéutica y anestesia de peces.
González Escobar, R. (2002). Eugenol: Propiedades farmacológicas y toxicológicas. Ventajas y
desventajas de su uso. Revista Cubana de Estomatología, 39(2), 139-156.
Hoshiba, M. A., Saraiva Dias, R. M., Furtado Moreira, K. M., da Cunha, L., Ribeiro Geraldo, A. M., &
Kikuchi Tamajusuku, A. S. (2015). Clove Oil and Menthol as Anesthetic for Platy. Boletim Do
Instituto De Pesca, 41, 737-742.
Instituto nacional del cáncer. (2011, febrero 2). Definición de anestésico—Diccionario de cáncer del
NCI - NCI (nciglobal,ncienterprise) [nciAppModulePage].
https://www.cancer.gov/espanol/publicaciones/diccionarios/diccionario-cancer/def/anestesico
Iwama, G. K., Ackerman, P. A., & Morgan, J. (1994). Anaesthetics. En Biochemistry and Molecular
Biology of Fishes (Vol. 3, pp. 1-15). Elsevier. https://doi.org/10.1016/B978-0-444-82033-4.50007-6
Javahery, S., Nekoubin, H., & Moradlu, A. H. (2012). Effect of anaesthesia with clove oil in fish
(review). Fish Physiology and Biochemistry, 38(6), 1545-1552. https://doi.org/10.1007/s10695-0129682-5
Keene, J. L., Noakes, D. L. G., Moccia, R. D., & Soto, C. G. (s. f.). The efficacy of clove oil as an
anaesthetic for ra inbow trout , Oncorhynchus mykiss (Walbaum ). Aqu Acu Ltu Re Research.
Millán-Ocampo, L., Torres-Cortés, A., Marín-Méndez, G. A., Ramírez-Duart, W., Vásquez-Piñeros, M.
A., & Rondón-Barragán, I. S. (s. f.). Concentración anestésica del eugenol en peces escalares
Pterophyllum scalare.
Moyano, A. (1997). Estudio descriptivo de tres productos anestésicos en Salmón del Atlántico
(Salmo Salar). 28.
Nambiar, S. P., Banuru, S. C., Vahab, R. A., Ittoop, G., Nair, S. N., & Pillai, D. (2024). Augmentation of
the anesthetic potency of clove oil for immersion anesthesia in fishes. Aquaculture International,
32(3), 2599-2607. https://doi.org/10.1007/s10499-023-01287-1
Nutrition, C. for F. S. and A. (2023, octubre 16). Generally Recognized as Safe (GRAS). FDA; FDA.
https://www.fda.gov/food/food-ingredients-packaging/generally-recognized-safe-gras
Reis, M. (2024, marzo 5). Clavo de olor: Para qué sirve, beneficios y cómo usar. Tua Saúde.
https://www.tuasaude.com/es/clavo-de-olor/
Ribeiro, P. A. P., Miranda-Filho, K. C., Melo, D. C. D., & Luz, R. K. (2015). Efficiency of eugenol as
anesthetic for the early life stages of Nile tilapia Oreochromis niloticus. Anais Da Academia
Brasileira de Ciências, 87(1), 529-535. https://doi.org/10.1590/0001-3765201520140024
Rojas, E. E., Nelton Abdon Ramos. (2013, noviembre 15). Propiedades del clavo de olor. Mejor con
Salud. https://mejorconsalud.as.com/propiedades-del-clavo-de-olor/
Ross, L. G., & Ross, B. (2008). Anaesthetic and sedative techniques for aquatic animals (3rd ed).
Blackwell.
Roth, C. (2021). Ficha de datos de seguridad: Aceite de clavo.
Sánchez, B. (2023). Trabajo de Anestesia y cirugía de peces.
Soldado, N. (2014). Anestesia en peces—Anestesia y eutanasia.
https://1library.co/article/anestesia-en-peces-anestesia-y-eutanasia.yd7dv5gj
Son, Y. (2010). Molecular mechanisms of general anesthesia. Korean Journal of Anesthesiology,
59(1), 3. https://doi.org/10.4097/kjae.2010.59.1.3
Sorroza, L. S., Universidad de Machala . Ecuador, Ajila, C. M., Universidad de Machala . Ecuador,
Santacruz-Reyes, R. A., & Universidad de Machala . Ecuadort. (2020). Uso de un anestésico
artesanal para la manipulación de peces (Andinocara rivulatus). Espacios, 41(49), 267-273.
https://doi.org/10.48082/espacios-a20v41n49p22
Vargas-Vargas, R. A. (2017). Pez cebra (Danio rerio) y anestesia. Un modelo animal alternativo para
realizar investigación biomédica básica.
Vásquez, G., Ramos Pazos, N., & Yefi Carrasco, R. (2023). Desinfectantes convencionales y
alternativas sobre el desarrollo de cándida albicans: Efecto in vitro. TECHNO REVIEW. International
Technology, Science and Society Review /Revista Internacional de Tecnología, Ciencia y Sociedad,
13(3), 1-12. https://doi.org/10.37467/revtechno.v13.4807
Vázquez, G., Castro, T., Hernández, A., Castro, J., & De Lara, R. (2013). Comparación del efecto
anestésico del aceite de clavo, solución salina y solución coloidal en juveniles de Chirostoma
jordani (Woolman, 1894). Archivos de medicina veterinaria, 45(1), 59-66.
https://doi.org/10.4067/S0301-732X2013000100010
Velisek, J., Svobodova, Z., Piackova, V., Groch, L., & Nepejchalova, L. (2005). Effects of clove oil
anaesthesia on common carp (Cyprinus carpio L.). Veterinární Medicína, 50(6), 269-275.
https://doi.org/10.17221/5623-VETMED
Woody, C. A., Nelson, J., & Ramstad, K. (2002). Clove oil as an anaesthetic for adult sockeye
salmon: Field trials. Journal of Fish Biology, 60(2), 340-347. https://doi.org/10.1111/j.10958649.2002.tb00284.x
Zahl, I. H., Samuelsen, O., & Kiessling, A. (2012). Anaesthesia of farmed fish: Implications for
welfare. Fish Physiology and Biochemistry, 38(1), 201-218. https://doi.org/10.1007/s10695-0119565-1
Zaikov, A., Iliev, I., & Hubenova, T. (s. f.). Induction and recovery from anaesthesia in pike (Esox
lucius L.) exposed to clove oil-Web of Science Core Collection. Recuperado 26 de junio de 2024, de
https://www.webofscience.com/wos/woscc/full-record/WOS:000258692300009
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