BIOFERTILIZACION, UNA ALTERNATIVA AL USO DE FERTILIZANTES QUIMICOS EN CAÑA DE AZUCAR (Saccharum officinarum) Liliana Serna-Cock 1*, Camilo Arias-García2, Leidy Johana Valencia-Hernandez3 1, 2. 3 Facultad de Ingeniería y Administración, Universidad Nacional de Colombia Sede Palmira, Carrera 32 vía Candelaria, Palmira, Valle. Tel: (57-2) 2717000, Fax (57-2), 27170008 *autor correspondiente (lsernac@palmira.unal.edu.co, lsernac@)gmail.com) RESUMEN La fertilización de caña de azúcar consiste en aportes de nutrientes de tipo Nitrógeno, Fósforo y Potasio (NPK), siendo la dosis actual recomendada 250-75-190 Kg/ha, respectivamente para cada componente. La utilización de éstos compuestos químicos para la fertilización de los cultivos, conlleva a la remoción de nutrientes y micronutrientes secundarios presentes en el suelo, los cuales se extraen cosecha tras cosecha sin retornar en forma orgánica. Debido a este problema es necesaria la aplicación de agricultura sostenible a través de microorganismos benéficos o biofertilizantes, los cuales abastecen las deficiencias en nutrientes, aumentan la productividad del cultivo y la eficiencia en la asimilación de nutrientes por parte de la planta. Sin embargo, en caña de azúcar se reporta muy poca investigación en biofertilizantes, a pesar de que el cultivo se produce en más de 90 países en el mundo. Por lo anterior, en este trabajo se evaluó el efecto de la aplicación de microorganismos fertilizantes, Azospirillum brasilense, Azotobacter chroccocum y Trichoderma lignorum sobre el crecimiento de plantas de caña de azúcar variedad CC 934418. El crecimiento de las plantas se midió en términos de diámetro del tallo, longitud de tallo y raíces, y número de hojas y raíces a los 15, 30 y 45 días de la siembra. El crecimiento de las plantas mostró diferencias estadísticamente significativas entre los tratamientos. Los microorganismos fertilizantes mostraron efecto positivo sobre el crecimiento de plantas de caña de azúcar, siendo Azospirillum brasilense y Trichoderma lignorum los microorganismos que ejercieron mayor efecto sobre el diámetro del tallo y los sistemas radical y foliar de la planta. En la literatura no se reporta a Trichoderma lignorum como promotor de crecimiento vegetal; sin embargo, los resultados de esta investigación demostraron además que este microorganismo puede utilizarse como promotor del crecimiento vegetal de caña de azúcar. Palabras clave: Biofertilización, Caña de azúcar, Azospirillum brasilense, Azotobacter chroccocum, Trichoderma lignorum ABSTRACT The fertilization of sugar cane consists in contributions of nutrients such as Nitrogen, Phosphorous, and Potassium (NPK), being the current recommended dose 250-75-190 Kg/ha, respectively for each component. The utilization of these elements for crops fertilization, leads to the removal of secondary nutrients and micronutrientes present in the soil, which are extracted harvest after harvest without returning in organic form. Due to this problem the application of sustainable agriculture through beneficial microorganisms or the biofertilizers is necessary, which supply the deficiencies in nutrients, increase crop’s productivity and the efficiency of the assimilation of nutrients by the plants. However, very little research on biofertilizers is reported on sugar cane , even though the crop is produced in over 90 countries in the world. Therefore, in this study the effect of fertilizing microorganisms such as Azospirillum brasilense, Azotobacter chroccocum and Trichoderma lignorum on the growth of plants of sugar cane variety CC 934418 was evaluated. The plant growth in terms of stem diameter, stem and root length and number of leaves and roots at 15, 30 and 45 days after planting was measured. The plant growth showed statistically significant differences among treatments. Fertilizing microorganisms showed positive effect on the growth of sugar cane plants, being Azospirillum brasilense and Trichoderma lignorum the microorganisms which exerted a greater effect on stem diameter and the radical and leaf systems of the plant. In literature is not reported to Trichoderma lignorum like promoter of vegetable growth; however, the results of this investigation demonstrated that this microorganism can be used as vegetable growth promoter of sugar cane. Key words: Biofertilization, Sugar cane, Azospirillum brasilense, Azotobacter chroccocum, Trichoderma lignorum INTRODUCCIÓN La utilización desequilibrada de fertilizantes químicos para la protección fitosanitaria en la agricultura ha generado reducción de la fertilidad del suelo, cambios climáticos, dependencia en el uso de recursos no renovables y degradación en la composición del ecosistema del suelo (Palaniappan y Annadurai 1999; Roesch y otros 2005). El nitrógeno, fósforo y potasio, (NPK), son los principales nutrientes necesarios para el crecimiento vegetal; sin embargo la disponibilidad del fósforo es limitada, dado que cuando es aplicado en el suelo a través de fertilizantes químicos, se transforma mayoritariamente a su forma insoluble, provocando su uso ineficiente por parte de la planta (Omar 1998; Gyaneshwar y otros 2002). Se ha reportado el uso de microorganismos solubizadores de fosfatos como una alternativa al uso de fertilizantes químicos (Khan y otros 2007). Diversos investigadores han estudiado la sustitución de fertilizantes químicos por el uso microorganismos benéficos o biofertilizantes (Moura y otros 2007, Stamford y otros 2007, 2008a; Van Straaten 2007). Los biofertilizantes han sido aprovechados y aplicados en cultivos de caña de azúcar debido a su bajo costo y a que son amigables con el medio ambiente, además mantienen la flora natural del suelo e incrementan la calidad y fertilidad del mismo (Wu y otros 2005; Nain y otros 2010). La caña de azúcar es cultivada ampliamente en la India, Sur de Asia, América Latina y el Caribe. La aplicación de fertilizantes químicos en la planta ha disminuido su producción, rendimiento y disponibilidad de nutrientes, sin embargo, estos efectos se han reducido con el uso de bacterias simbióticas y asociadas a la rizósfera de plantas, capaces de mejorar los niveles de nitrógeno en el suelo, fijando 50-200 kg N ha-1 año-1 y 30-80 kg N ha-1 año-1, respectivamente (Shankaraiah y otros 2000; Singh y otros 2007; Stamford y otros 2008b; Lima y otros 2010). Entre ellas tenemos, Acetobacter, Arthrobacter, Azoarcus, Azospirillum, Azotobacter, Bacillus, Enterobacter, Herbaspirillum, Klebsiella, Zoogloea y otras; se han encontrado en las raíces y tallos de diversos cultivos como, arroz, trigo y caña de azúcar sin causar síntomas de enfermedad (James y Olivares 1998; Sturz y Nowak 2000; Bashan y Holguin 1998). Estos microorganismos benefician directamente el crecimiento de la planta por la producción de ácido indolacético, citoquinas, auxinas, giberelinas, aminoácidos y vitaminas; que ayudan en el crecimiento de la raíz de la planta, que a su vez facilitan la captación de agua y nutrientes; e indirectamente por su capacidad de fijar nitrógeno y de producir agentes de biocontrol contra patógenos del suelo (Haahtela y otros 1990; Akbari y otros 2007; Dardanelli y otros 2008). Fuentes- Ramirez y otros (1993) demostraron que el acido indolacético producido por la bacteria nitrificante Acetobacter diazotrophicus promueve el crecimiento en cultivos de caña de azúcar, estos efectos benéficos también han sido estudiados por Sevilla y otros (1998). En especies del género de Azospirillum se ha reportado en trigo (Triticum aestivum L) un efecto positivo en el rendimiento del grano, contenido de proteína y crecimiento de raíces y retoños, lo cual se atribuye a la producción de auxinas y al incremento de la adsorción radicular de nitrógeno inorgánico. Estas bacterias se caracterizan por formar asociaciones con las raíces de algunos cereales y por emplear sales de amonio como fuente de nitrógeno (Vande Broek y Vanderleyden 1995; Dommelen y otros 1998; Saubidet y otros 2002). Khavazi y otros (2005), indicaron que la secreción de sideróforos, cianuro de hidrógeno y antibióticos promovió el crecimiento y el rendimiento de cultivos de trigo y cebada, además sirven para controlar enfermedades de la planta. En la biofertilización de caña de azúcar se reporta el uso de bacterias del género Azospirillum y Azotobacter (Cavalcante y Dobereiner 1988), siendo Azotobacter empleada para incrementar la productividad de algunos cultivos agrícolas debido a su capacidad de fijar nitrógeno y disolver fosfatos (Gordon y Jacobson 1983; Lakshminarayana 1993). En especies de hongos de Trichoderma lignorum no se ha documentado su uso como biofertilizante y su participación en interacción con las plantas, sin embargo, ha sido utilizado como agente de biocontrol por su potencial de producción de metabolitos secundarios con actividad antibiótica. Diversos estudios indican que dichos metabolitos pueden ejercer efecto benéfico sobre los mecanismos de defensa de la planta y el crecimiento de la misma (Reino y otros 2008). Por lo anterior, en este trabajo se evaluó el efecto de la aplicación de microorganismos fertilizantes, Azospirillum brasilense, Azotobacter chroccocum y Trichoderma lignorum sobre el crecimiento de plantas de caña de azúcar variedad CC 934418 MATERIALES Y MÉTODOS Material vegetal Se utilizaron 36 plantas certificadas de caña de azúcar de la variedad CC 934418, las cuales se obtuvieron en el Ingenio del Cauca, Hacienda. Zanjón Rico, suerte 2, Miranda (Cauca, Colombia). Inoculación de los microorganismos Las plantas se sembraron en materas sobre un sustrato rico en nutrientes, cuya composición se muestra en la Tabla 1, Posteriormente a los dos días de la siembra, 27 plantas de caña de azúcar se inocularon, por separado con 10 ml de soluciones acuosas de A. brasilense, A. chroccocum y T. lignorum en concentraciones de 2,5x107 UFC/ml. Las cepas se obtuvieron en el Banco de semillas microbianas de la empresa Biocontrol y se certificaron en el laboratorio de microbiología del suelo de la Universidad Nacional de Colombia sede Bogotá y en el centro de investigaciones microbiológicas CIMIC de la Universidad de los Andes en Bogotá, Colombia. Tabla 1. Composición química del sustrato comercial utilizado en plantas de caña de azúcar variedad CC 934418. Nitrógeno total (N) 2% Cenizas 48% Fósforo total (P2O5) 1,50% Humedad máxima 20% Potasio soluble (K2O) 1,50% pH 7,14 Calcio (CaO) 2% 0,47 g / cm3 17% Densidad Capacidad de intercambio catiónico Capacidad de retención de agua 8,60% Conductibilidad eléctrica 10,12 ds / m Magnesio (MgO) Carbono Orgánico oxidable Relación Carbono – Nitrógeno 1,50% Análisis de variables Los análisis se tomaron a los 15, 30 y 45 días después de la inoculación, con muestras tomadas al azar de las plantas inoculadas con cada microorganismo y del control, luego las plantas se lavaron con una solución de agua con hipoclorito de sodio al 10% y se midió el diámetro del tallo, la longitud del tallo y las raíces y el número de hojas y de raíces. El diámetro del tallo se calculó utilizando un calibrador Pie de Rey (Metax, 161-012), la longitud del tallo y de las raíces mediante un flexómetro (Metromex, GO5019), con escala de 0 a 3 m y el número de hojas y raíces se calculó mediante conteo manual. 38,2 meq /100 g 147,25% Diseño Estadístico Los experimentos se realizaron por triplicado, utilizando un diseño factorial de 4x3, completamente al azar así: Factor tipo de inoculante con cuatro niveles, A. brasilense, A. chroccocum, T. lignorum, y sin inóculo, tratamiento que se tomó como el control. Factor tiempo de desarrollo de la planta, con tres niveles, desarrollo a los 15, 30 y 45 días de inoculación. La variable de respuesta fue el desarrollo de la planta medido a los 15, 30 y 45 días después de la inoculación con cada microorganismo, en términos de diámetro del tallo, longitud de tallo y raíces y número de hojas y raíces. Los resultados se analizaron mediante ANOVA y pruebas de promedios múltiples con el método de diferencia mínima significativa (DMS) ajustado al 95%, para ello se utilizó el paquete estadístico SAS versión 9.13. RESULTADOS Y DISCUSION Longitud de tallo y raíz La utilización de microorganismos como biofertilizantes ha generado beneficios importantes en el crecimiento y rendimiento de cultivos de cereales (Bashan y Holguin 1997). En este estudio, se reporta el efecto de la fertilización con A. brasilense, A. chroococcum, y T. lignorum sobre la longitud del tallo de plantas de caña de azúcar variedad CC 934418 (Figura 1). Los tratamientos con aplicaciones de A. brasilense ejercieron efecto significativo sobre la longitud del tallo, seguido por T. lignorum en el día 15, y por A. chroococcum que tuvo mejores resultados en el día 30 y 40. Estos tratamientos fueron significativamente mayores que el tratamiento control. El ANOVA mostró diferencia altamente significativa entre los tratamientos. La prueba DMS mostró en los tiempos evaluados diferencias entre todos los tratamientos. Longitud (cm) 20 16 Azospirillum brasilense 12 Azotobacter chroccocum 8 Trichoderma lignorum 4 Control 0 1 15 29 tiempo (dias) 43 57 Figura 1. Variación en la longitud del tallo por efecto de la inoculación con Azospirillum brasilense, Azotobacter chrococcum y Trichoderma lignorum en plantas de caña de azúcar de la variedad CC 934418. Se ha informado la dificultad de inocular microorganismos con capacidad de colonizar raíces y sobrevivir en el suelo, por ello debe tenerse en cuenta que la supervivencia de estas cepas depende de la textura, pH, temperatura, humedad y disponibilidad de nutrientes en el suelo (Van Elsas y otros 1991; Normander y Prosser 2000). Shankaraiah y otros (2000) empleando Asrobacterium radiobacter, Bacillus megaterium y Aspergillus awamori lograron rendimientos en caña de azúcar de 8-10% y una economía del 25% del fosforo utilizado. En otro estudio, se reportó efectos benéficos sobre el crecimiento de plántulas caña de azúcar micropropagadas e inoculadas in vitro con cepas de Enterobacter, que se aislaron de tallos y raíces de plantas cultivadas en campo (Mirza y otros 2001). Lo anterior indica el potencial de uso de microorganismos en fertilización de caña de azúcar. Los resultados logrados en la presente investigación pueden ser debidos a la capacidad de los microorganismos de producir fitohormonas que ayuden a la adsorción de nutrientes de la planta, sin embargo, una sobreproducción de estos compuestos podría inhibir la elongación de las raíces algunos cultivos (Rasul y otros 1998). Este puede explicar las variaciones presentadas en la longitud de raíces, por efecto de la inoculación con A. brasilense, A. chrococcum y T. lignorum en plantas de caña de azúcar de la variedad CC 934418 (Figura 2), donde el ANOVA mostró diferencia significativa entre los tratamientos. El método DMS mostró diferencias entre las plantas control y las plantas tratadas con biofertilizantes. Longitud (cm) 35 28 Azospirillum brasilense 21 Azotobacter chroccocum 14 Trichoderma lignorum Control 7 0 1 15 29 tiempo (dias) 43 57 Figura 2. Variación en la longitud de raíces por efecto de la inoculación con Azospirillum brasilense, Azotobacter chrococcum y Trichoderma lignorum en plantas de caña de azúcar de la variedad CC 934418. Los tratamientos y el control incrementaron notablemente hasta el día 30, sin embargo, para este día no se observaron variciones en las plantas con aplicaciones de A. chrococcum y T. lignorum; pero en el dia 40 la longitud del tallo incrementó levemente hasta 30,3 y 29 cm, respectivamente. En los tratamientos con A. brasilense se presentó en el dia 45 una reducción en la longitud del tallo, con un valor correspondiente a 30 cm. El mayor valor se logró en el día 30 con aplicaciones de A. brasilense (30,6 cm). Akbari y otros (2007) reportaron que la inoculación con Azospirillum sp., incrementó significativamente la elongación de la raíz y el desarrollo de raíces laterales en trigo, lo cual se le atribuye a la producción de auxinas, fitohormonas responsable del crecimiento de raíces laterales (Blakely y otros 1986). Christiansen-Wengiger (1994), quienes encontraron a A. brasilense como el productor del ácido indolacético, compuesto causante de la actividad biológica en raíces de plantas. También se ha demostrado que la producción del acido indolacético se incrementa a bajos niveles de vitamina B como piridoxina y acido nicotínico (Zakharova y otros 2000). Ravikumar y otros (2004) en aplicaciones con Azotobacter se incrementó significativamente el promedio de la biomasa radicular en suelos de manglares, adicionalmente encontraron la cepa en mención como productora de ácido indolacético. En experimentos realizados en invernadero con cebolla y con aplicaciones de Glomus fasciculatum y A. chrooccocum se logro incrementos en altura de la planta, longitud de la raíz, adsorción de fosforo y colonización de la raíz (Mandhare y otros 1998). En otros estudios se informa a T. lignorum como promotor del crecimiento de raíces de plantas (Harman y otros 2004). Numero de Raíces y hojas Microorganismos como Azospirillum sp., Azotobacter sp., T. lignorum, etc., poseen potencial en la promoción del crecimiento de raíces secundarias de plantas y en la prevención de enfermedades patógenas, además han sido aprovechadas por los agricultores por su capacidad de fijación de nitrógeno; despertando el interés en su uso como biofertilizantes (Radwan 2002; Dardanelli y otros 2008; Reino y otros 2008). Las variaciones del número de raices por efecto de la inoculación con A. brasilense, A. chrococcum y T. lignorum en plantas de caña de azúcar de la variedad CC 934418 se pueden observar en la figura 3, donde el ANOVA mostró diferencias altamente significativas entre los tratamientos. La prueba DMS no mostró diferencias entre A. chrocooccum y T. lignorum. Para el dia 15, A. brasilense presentó el menor número de raices (20), seguido por T. lignorum (50) y el control (51). En las plantas inoculadas con A. chrococcum se obtuvo 58 raices. Gharib y otros (2008) obtuvieron en mejorana (Majorana hortensis L.) incrementos en la producción de su aceite esencial, en el crecimiento y rendimiento cuando se empleó una mezcla A. brasilense, A. chroococcum, Bacillus polymyxa y B. circulans y extractos de materia orgánica. Número de raíces 120 90 Azospirillum brasilense 60 Azotobacter chroccocum Trichoderma lignorum 30 Control 0 1 15 29 43 57 tiempo (dias) Figura 3. Variación en el número de raíces por efecto de la inoculación con Azospirillum brasilense, Azotobacter chroccocum y Trichoderma lignorum en plantas de caña de azúcar de la variedad CC 934418. Para el día 30, A. brasilense ejerció mayor efecto sobre el numero de raíces de las plantas de caña, seguido por A. chrocooccum, que presentó un valor cercano al obtenido con T. lignorum. En el día 45, los tratamientos con A. brasilense tambien presentaron el numero mas alto de raices (97), seguido por T. lignorum (93) y A. chrocooccum (87). Molla y otros (2001) lograron incrementar la longitud y el número de raices en soja con aplicaciones de A. brasilense. Otros autores reportan efectos benéficos en el crecimiento y rendimiento de maíz y trigo inoculados con Bacillus. cereus, Bacillus. circulans, A. chroococcum, A. brasilense y Pseudomonas fluorescens (Tilak y Reddy 2006). En la Figura 4 se muestra la variación en el número de hojas, por efecto de la inoculación con A. brasilense, A. chrococcum y T. lignorum en plantas de caña de azúcar variedad CC 934418, donde la prueba DMS presentó diferencias significativas entre los tratamientos. Los mejores resultados se lograron en las aplicaciones con T. lignorum, en donde se alcanzó a tener 16 hojas para el dia 45. A. brasilense y A. chrococcum no presentaron diferencias significativas en el dia 30 y 45, con valores correspondientes a 7 y 16 hojas, respectivamente. Los resultados obtenidos pueden ser debidos a la fijación biológica de nitrógeno y a la secreción de hormonas como auxinas, giberelinas y citoquininas, que ayudan a la adsorción de agua y nutrientes en la planta (Mehboob y otros 2009). El nitrógeno y el fosforo juegan un papel importante en el crecimiento de la planta. Sin embargo, el fósforo se solubiliza rápidamente en el suelo dado que es altamente reactivo con el calcio, hierro y aluminio (Barber 1984). Chabot y otros (1996) reportan efectos benéficos en el crecimiento de maíz y lechuga cuando se empleó Rhizobium leguminosarum como fertilizante, efecto que los autores lo atribuyen a la capacidad del microorganismo de solubilizar fosfatos. Estos microorganismos nitrificantes han sido aprovechados en Brasil para incrementar por más del 30% el rendimiento de caña de azúcar (Nóbrega y otros 2004). En otros estudios se logró incrementar el total de nitrógeno, por más del 100% en materia orgánica, inoculada con Acidithiobacillus y una mezcla de fósforo y potasio biológico. En la presente investigación no se realizaron este tipo de combinaciones; sin embargo, se han estudiado como fuente de fertilización en plantas, lo cual se puede considerar para dar continuidad a este estudio, y de esta forma se logre mejorar los resultados obtenidos en el número de hojas de plantas de caña de azúcar inoculadas con A. brasilense y A. chrococcum. Número de hojas 25 20 Azospirillum brasilense 15 Azotobacter chrococcum 10 Trichoderma lignorum 5 Control 0 1 15 29 43 57 tiempo (dias) Figura 4. Variación en el número de hojas por efecto de la inoculación con Azopirillum brasilense, Azotobacter choroccocum y Trichoderma lignorum en plantas de caña de azúcar de la variedad CC 934418. Diámetro de tallo Las variaciones en el diámetro del tallo por efecto de la fertilización con A. brasilense, A. chroococcum, y T. lignorum en plantas de caña de azúcar variedad CC 934418 se pueden apreciar en la figura 5. Las plantas de caña de azúcar inoculadas con A. brasilense presentaron los mayores valores en el diámetro del tallo, con un valor de 0,9 cm para el día 30 y 45. Estos resultados se pueden comparan con los obtenidos por Gharib y otros (2008), quienes lograron incrementar el diámetro del tallo, la altura de la planta y número de ramas en mejorana inoculada con Bacillus circulans, extracto acuoso de compost y una mezcla de tres microorganismos fijadores de nitrógeno (A. brasiliense, A. chroococcum y Bacillus polymyxa). Adicionalmente, para los tratamientos con T. lignorum se obtuvo en los días 30 y 45 valores correspondientes a 0,63 y 0,9 cm, donde en el día 30 no se presentaron diferencias estadísticas entre los tratamientos con T. lignorum y A. chrocooccum; asi como tampoco sucedió entre el control y las aplicaciones con A. chroococcum en el dia 0. El ANOVA mostró diferencia altamente significativa entre los tratamientos. El método DMS no mostró diferencias significativas en los tiempos evaluados entre el control y el tratamiento con Azotobacter chroccocum, lo cual indica que los tratamientos con A. brasilense ejercieron mayor efecto benéfico sobre el diámetro del tallo. Estos resultados alcanzados en aplicaciones con A. brasilense también pueden explicarse por la producción de sideróforos, y fithormonas como acido inolacético, auxinas, giberelinas y citoquininas (Dardanelli y otros 2008). Pedraza y otros (2007), demostraron ocurrencia de A. brasilense en plantas de fresa, y su capacidad de fijación de nitrógeno, producción de sideróforos e índoles. Estas evidencias son de gran importancia; sin embargo, otros autores han realzado el efecto de la aplicación de fertilizantes biológicos sobre el crecimiento de la planta. Srivastava y otros (2010), lograron promover el desarrollo y la protección contra patógenos en cultivos de arroz mediante aplicaciones foliares de Pseudomonas, a las cuales se les proporcionó un medio de crecimiento a base de estiércol. Por otro lado, en la literatura se reporta la cepa Trichoderma, como un agente de control de enfermedades en plantas, no obstante en especies lignorum no se ha informado un uso como biofertilzante (Harman y otros 2004). Diámetro (cm) 1 0,8 Azospirillum brasilense 0,6 Azotobacter chroccocum 0,4 Trichoderm a lignorum 0,2 Control 0 1 15 29 tiempo (dias) 43 57 Figura 5. Variación en el diámetro del tallo por efecto de la inoculación con Azospirillum brasilense, Azotobacter chroccocum y Trichoderma lignorum en plantas de caña de azúcar de la variedad CC 934418. CONCLUSIONES El estudio reveló que la inoculación con microorganismos asociados a la rizósfera de plantas ayuda a realzar el desarrollo de plantas de caña de azúcar variedad CC 934418. Por tanto, la aplicación de A. brasilense, A. chroococcum, y T. lignorum en plantas pueden ser una alternativa potencial al uso de fertilizantes químicos. En los tratamientos con Azospirillum brasilense se logró incrementar significativamente el diámetro del tallo, longitud del tallo y número y longitud de las raíces. También se evidenció efectos benéficos sobre el número de hojas cuando se inoculó la planta con Trichoderma lignorum, lo cual es de gran importancia, debido a que no existen reportes del uso de la especie lignorum como biofertilizante. REFERENCIAS Akbari, GA., Arab SM., Alikhani HA., Allahdadi I., Arzanesh MH. 2007. Isolation and selection of indigenous Azospirillum spp. and the IAA of superior strains effects on wheat roots. World Journal of Agricultural Science. 3(4):523529. 2007. Barber SA. 1984. Soil nutrient bioavailability: A mechanistic approach. 2nd ed. New York, USA: JohnWiley and Sons, Inc. Blakely, LM., Blakely RM., Galloway CM. 1986. Effects of dimethyl sulfoxide and PH on indoleacetic acid induced lateral root formation in the radish seedling root. Plant Physiology. 80:790791. Phaseolus vulgaris flavonoids and Nod factor production under salt stress. Soil Biology & Biochemistry. 40(11):27132721. Bashan, Y., Holguin G. 1997. Azospirillum-plant relationships: environmental and physiological advances (1990–1996). Canadian Journal of Microbiology. 43 (2):103–121. Dommelen AV., Keijers V., Vanderleyden J., De-Zamaroczy M. 1998. (Methyl) ammonium transport in the nitrogen-fixing bacterium Azospirillum brasilense. Journal of Bacteriology. 180(10): 2652–2659. Bashan, Y., Holguin G. 1998. Proposal for the division of plant growth-promoting rhizobacteria into two classifications: Biocontrol-PGPB (plant growth-promoting bacteria) and PGPB. Soil Biology & Biochemistry. 30:1225–1228. Cavalcante, VA., Dobereiner J. 1998. A new acid tolerant nitrogen fixing bacterium associated with sugarcane. Plant and soil, 108(1):23-31. Chabot, R., Antoun H., CesCas MP. 1996. Growth promotion of maize and lettuce by phosphate solubilizing Rhizobium leguminosarum biovar phaseoli. Plant and Soil 184(2):311–321. Christiansen-Wengiger, C. Ismailia, Egypt. Para nodule induction in maize with indole-acetic acid (IAA) and its infection with ammonia excreting Azospirillum brasilense. En: The American University (in Cairo press). Proceedings of the Sixth International Symposium on Nitrogen Fixation with Non-Legumes. Ismailia, Egypt: Eds. Hegazi N, M Fayez, Monib M. 525-535. Dardanelli, MS., Fernández de Córdoba FJ., Espuny MR., Rodríguez Carvajal MA., Soria Díaz ME., Gil Serrano AM., Okon Y, Megías M. 2008. Effect of Azospirillum brasilense coinoculated with Rhizobium on Fuentes-Ramirez LE., JimenezSalgado T., Abarca-Ocampo IR., Caballero-Mellado J. 1993. Acetobacter diazotrophicus, an indoleacetic acid producing bacterium isolated from sugarcane cultivars of México. Plant and Soil 154 (2):145–150. Gharib FA., Moussa LA., Massoud ON. 2008. Effect of compost and biofertilizers on growth, yield and essential oil of sweet marjoram (majorana hortensis) plant. International Journal of. Agriculture and Biology. 10 (4):381–387. Gordon JK., Jacobson MR. 1983. Isolation and characterization of Azotobacter vinelandii mutant strains with potential as a bacterial biofertilizer. Canadian Journal of Microbiology 29:973–978. Gyaneshwar P., Kumar GN., Parekh LJ., Poole PS. 2002. Role of soil microorganisms in improving P nutrition of plants. Plant and Soil 245(1):83–93. Haahtela K., Ronkko R., Laakso T., Williams PH., Korhonem TK. 1990. Root associated Enterobacter and Klebsiella in Poa pratensis: Characterization of an iron scavenging system and a substance stimulating root hair production. Interactions Agricultural Science Digest. 18(4):228230. Harman GE., Howell CR., Viterbo A., Chet I., Lorito M. 2004. Trichoderma species–opportunistic, avirulent plant symbionts. Nature Reviews Microbiology 2(1):43–56. Mehboob I., Naveed M., Zahir Z. 2009. Rhizobial association with non-legumes: mechanisms and applications. Critical Reviews in Plant Sciences. 28(6):432– 456. James EK., Olivares FL. 1998. Infection and colonization of sugar cane and other graminaceous plants by endophytic diazotrophs. Critical Reviews in Plant Sciences .17(1):77–119. Mirza MS., Ahmad W., Latif F., Haurat J., Bally R., Normand P., Malik KA. 2001. Isolation, partial characterization, and the effect of plant growth-promoting bacteria (PGPB) on micro-propagated sugarcane in vitro. Plant and Soil 237(1):47–54. Molecular Plant–Microbe 3(6):358–365. Khan MS., Zaidi A,Wani PA. 2007. Role of phosphate-solubilizing microorganisms in sustainable agriculture – A review. Agronomy for Sustainable Development. 27(1):29–43. Khavazi K., Asadi-Rahmani H,Malakouti MJ. 2005. Necessity for the production of biofertilizers in Iran: A Compilation if Papers. 2nd ed. Sana Publications. Tehran, Iran: Soil and Water Research Institute (SWRI). 589 Lakshminarayana, K. 1993. Influence of Azotobacter on nitrogen nutrition of plants and crop productivity. Proceedings of the Indian National Science Academy. 59(3-4):303–308. Lima FS., Stamford NP., Sousa CS., Lira Junior MA., Malheiros SMM., Van Straaten P. 2010. Earthworm compound and rock biofertilizer enriched in nitrogen by inoculation with free living diazotrophic bacteria. World Journal of Microbiology & Biotechnology. 26: 1769-1775. Mandhare VK., Patil PL., Gadekar DA. 1998. Phosphorus uptake of onion as influenced by Glomus fasciculatum, Azotobacter and phosphorus levels. Molla AH., Shamsuddin ZH., Saud HM. 2001. Mechanism of root growth and promotion of nodulation in vegetable soybean by Azospirillum brasilense. Communications in Soil Science and Plant Analysis. 32 (13-14):2177-2187. Moura PM., Stamford NP., Duenhas LH., Santos CERS., Nunes GHS. 2007. Eficiencia de biofertilizantes de rochas com Acidithiobacillus em melao, no Vale do Sao Francisco. Revista Brasileira de Ciências Agrarias 2:1–7. Nain L., Rana A., Joshi M., Jadhav SD., Kumar D., Shivay YS., Paul S., Prasanna R. 2010. Evaluation of synergistic effects of bacterial and cyanobacterial strains as biofertilizers for wheat. Plant and Soil. 331(1-2):217–230. Nóbrega RSA., Moreira FMS., Siqueira JO., Lima AS. 2004. Caracterização fenotípica e diversidade de bactérias diazotróficas associativas isoladas de solos em reabilitação após a mineração de bauxita. Revista Brasileira de Ciência do Solo 28:269–279. Normander B., Prosser JI. 2000. Bacterial origin and community composition in the barley phytosphere as a function of habitat and presowing conditions. Applied and Environmental Microbiology 66(10):4372–4377. Reino JL., Guerrero RF., HernándezGalán R., Collado IG. 2008. Secondary metabolites from species of the biocontrol agent Trichoderma. Phytochemistry. Reviews. 7(1):89–123. Omar SA. 1998. The role of rockphosphate-solubilizing fungi and vesicular-arbusular mycorrhiza (VAM) in growth of wheat plants fertilized with rock phosphate. World Journal of Microbiology & Biotechnology. 14(2):211–218. Roesch LF., Camargo F., Selbach P., Sá ES., Passaglia L. 2005. Identificação de cultivares de milho eficientes na absorção de nitrogênio e na associação com bactérias diazotrófica. Revista Ciência Rural (Brazil) 35(4):924–927. Palaniappan SP., Annadurai K. 1999. Organic farming: theory and practice. Jodhpur, India: 53-73. Saubidet MI., Fatta N., Barneix AJ. 2002. The effect of inoculation with Azospirillum brasilense on growth and nitrogen utilization by wheat plants. Plant and Soil 245(2):215–222. Pedraza RO., Motok J., Tortora ML., Salazar SM., Díaz-Ricci JC. 2007. Natural occurrence of Azospirillum brasilense in strawberry plants. Plant and Soil 295(1-2):169–178. Radwan FI. 2002. Response of some maize cultivars to Vamycorrhizal inoculation, biofertilization and soil nitrogen application. Alexandria Journal of Agricultura. Research. 43:43-56. Rasul G., Mirza MS., Latif F., Malik KA. Dordrecht, The Netherlands. Identification of plant growth hormones produced by bacterial isolates from rice, wheat and kallar grass. En: Kluwer Academic Publishers. Nitrogen Fixation with Non-legumes. 25–3. Ravikumar S., Kathiresan K., Thadedus Maria Ignatiammal S., Babu Selvam M., Shanthy S. 2004. Nitrogenfixing azotobacters from mangrove habitat and their utility as marine biofertilizers. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology. 312(1):5– 17. Sevilla M., de Oliveira AL., Baldani I., Kennedy C. 1998. Contribution of the bacterial endophyte Acetobacter diazotrophicus to sugarcane nutrition: A preliminary study. Symbiosis: The Journal of Ecologically Suistainable Medicine. 25:181–191. Shankaraiah C., Hunsigi G., Nagaraju MS. 2000. Effect of levels and sources of phosphorus and phosphate solubilizing microorganisms on growth, yield and quality of sugarcane. Sugar Tech: An International Journal of Sugar Crops and Related Industries. 2(1-2):23-28. Singh KP., Archna Suman PN., Singh Menhi Lal. 2007. Yield and soil nutrient balance of a sugarcane plant–ratoon system with conventional and organic nutrient management in sub-tropical India. Nutrient Cycling in Agroecosystems 79(3):209–219. Srivastava R., Aragno M., Sharma AK. 2010. Cow dung extract: A medium for the growth of pseudomonads enhancing their efficiency as biofertilizer and biocontrol agent in rice. Indian Journal of Microbiology. Short Communication. 1-6. Stamford NP., Santos PR., Santos CES., Freitas ADS., Dias SHL., Lira Junior MA. 2007. Agronomic effectiveness of biofertilizers with phosphate rock, sulphur and Acidithiobacillus for yam bean grown on a Brazilian tableland acidic soil. Bioresource Technology. 98 (6):1311– 1318. Stamford NP., Santos CERS., Silva Junior S., Lira Junior MA., Figueiredo MVB. 2008a. Effect of rhizobia and rock biofertilizers with Acidithiobacillus on cowpea nodulation and nutrients uptake in a tableland soil. World Journal of. Microbiology & Biotechnology. 24(9):1857–1865. Stamford NP., Lima RA., Lira Junior MA. Santos CERS. 2008b. Effectiveness of phosphate and potash rocks with Acidithiobacillus on sugarcane yield and their effects on soil chemical attributes. World Journal of Microbiology & Biotechnology. 24 (10): 2061–2066. 2008b. Azospirillum-plant Critical Reviews 14(5):445–466. root association. in Plant Sciences. Van Elsas JD., Van Overbeek LS., Fouchier R. 1991. A specific marker, pat, for studying the fate of introduced bacteria and their DNA in soil using a combination of detection techniques. Plant and Soil 138(1):49–60. Van Straaten P. 2007. Agrogeology – the use of rocks for crops. Canadá, Ontario: Enviroquest Cambridge Ltda. 440. Wu SC., Cao ZH., Li ZG., Cheung KC., Wong MH. 2005. Effects of biofertilizer containing N-fixer, P and K solubilizers and AM fungi on maize growth: a greenhouse trial. Geoderma. A Global Journal of Soil Science. 125(12):155–166. Zakharova EA., Iosipenko AD., Ignatov VV. 2000. Effect of water-soluble vitamins on the production of indole-3acetic acid by Azospirillum brasilense. Microbiological Research. 155(3):209214. AGRADECIMIENTOS Sturz AV., Nowak J. 2000. Endophytic communities of rhizobacteria and the strategies required to create yield enhancing associations with crops. Applied Soil Ecology. 15(2):183–190. Tilak KVBR., Reddy BS. 2006. Bacillus cereus and Bacillus circulans novel inoculants for crops. Current Science (Bangalore). 90(5): 642–644. Vande Broek A., Vanderleyden J. 1995. Review: genetics of the Los autores agradecen a la empresa BIOCONTROL y a la Universidad Nacional de Colombia Sede Palmira por la financiación de esta investigación.