Manual para el cultivo del caballito de mar Hippocampus erectus

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Tabla de contenido
1
2
3
4
Introducción ........................................................................................................................... 3
1.1
Regulación de la captura y comercio de caballitos de mar ............................................... 5
1.2
Acuacultura de Hipocampus spp ..................................................................................... 8
Generalidades del genero Hippocampus............................................................................... 12
2.1
Posición taxonómica ..................................................................................................... 12
2.2
Distribución y hábitat ................................................................................................... 13
2.3
Morfología general ....................................................................................................... 14
2.4
Reproducción ............................................................................................................... 15
2.5
Alimentación ................................................................................................................ 17
CAPITULO Hippocampus erectus ........................................................................................ 18
3.1
Generalidades .............................................................................................................. 18
3.2
Distribución y Hábitat ................................................................................................... 18
3.3
Reproducción ............................................................................................................... 19
3.4
Alimentación ................................................................................................................ 21
3.5
Cultivo .......................................................................................................................... 21
CAPITULO Zootecnia del caballito de mar Hippocampus erectus .......................................... 22
4.1
Reproductores .............................................................................................................. 22
4.1.1
Captura y traslado ................................................................................................. 22
4.1.2
Recepción de organismos...................................................................................... 23
4.1.3
Marcaje ................................................................................................................ 24
4.1.4
Sistemas de cultivo. .............................................................................................. 26
4.1.5
Rutinas de mantenimiento y limpieza ................................................................... 28
4.1.6
Alimentación......................................................................................................... 29
4.2
Cultivo de crías, juveniles y pre-adultos de H. erectus .................................................. 31
4.2.1
Registro de nacimientos, conteo de crías .............................................................. 31
4.2.2
Sistemas de cultivo ............................................................................................... 32
4.2.3
Rutinas de mantenimiento y limpieza de los sistemas de cultivo de crías, juveniles y
pre-adultos de H. erectus .................................................................................................... 33
4.2.4
Alimentación......................................................................................................... 33
4.2.5
Parámetros fisicoquímicos .................................................................................... 34
1
5
CAPITULO Enfermedades..................................................................................................... 35
5.1
Aislamiento de organismos enfermos y medicación ...................................................... 35
5.2
Descripción del sistema de medicación ......................................................................... 35
Tabla 8 c - Exophthalmia ("Pop Eye") ....................................................................................... 39
Tabla 8 d – Burbujas de gas internas......................................................................................... 40
Tabla 8 f - Enfisema de la bolsa ................................................................................................ 42
Tabla 8 g – Erosión de la carne ................................................................................................. 43
Tabla 8 - Putrefacción del hocico ............................................................................................. 44
6
Anexos ................................................................................................................................. 45
7
Listado de referencias .......................................................................................................... 56
2
1
Introducción
Actualmente, las poblaciones de caballitos de mar, principalmente en costas del Atlántico
e Indo-Pacífico se encuentran amenazadas por diversos motivos, entre los que se
encuentran a) la degradación de sus hábitats estuarinos, de pastos marinos, manglares y
de corales; b) las capturas incidentales con las artes de pesca empleadas y c) la sobre
explotación para su uso en la medicina tradicional china, el comercio para acuarios y como
curiosidades (Bell 2003, McPherson 2004; Vincent, 2006, Planas, 2008).
Debido a su particular forma de vida, que incluye la preñez de los machos, el cuidado
parental largo, el nacimiento de pequeñas camadas, la monogamia estricta, la poca
movilidad en un rango bastante reducido del lugar que habitan, con una alta fidelidad al
sitio, así como su distribución dispersa, hacen que estas especies sean particularmente
vulnerables a la disminución en sus poblaciones (Koldewey, 2010) Aunado a esto, los
caballitos de mar habitan alrededor del mundo aéreas costeras someras en donde las
perturbaciones antropogénicas suelen ser frecuentes y severas (Bell, 2003).
La acuacultura de caballitos de mar se ha propuesto como una solución para solventar el
problema de un comercio insostenible en donde se comercializan secos para el mercado
de la medicina tradicional China, como curiosidades y vivos para adornar acuarios marinos
(Koldewey, 2010). Sin embargo, es particularmente difícil cultivar estos organismos
(principalmente en su etapa temprana de desarrollo) básicamente por la necesidad de una
variedad de alimentos vivos así como por su vulnerabilidad a las enfermedades (Wilson,
1998; Koldewey, 2010). Los intentos de cultivar estas especies se han dado tanto a nivel
experimental y piloto comercial como de producción a mayor escala. Estos últimos
principalmente en países Asiáticos, Australia, Nueva Zelanda, el sur de África y Estados
Unidos (Wilson, 1999).
La mayoría de estas experiencias se basan en la captura de machos preñados, aunque se
han reportado casos de nacimientos ocurridos a partir de copulas que se llevan a cabo en
cautiverio. Existen pocos registros de casos en los cuales se haya cerrado el ciclo de cultivo
(Wilson, 2000). Mejorar los protocolos de cría y cultivo de caballitos de mar podría ayudar
a reducir la presión sobre las poblaciones silvestres, que ayuden a garantizar el número
suficiente de ejemplares para su comercio. La investigación básica encaminada a resolver
cuestiones relacionadas con estos aspectos también puede ayudar a facilitar el desarrollo
de la acuacultura a pequeña escala por los pescadores de caballitos de mar, como una
alternativa económica viable que sustituya la captura de organismos del medio natural
(Wilson, 1999).
3
El presente manual tiene como objetivo presentar la información generada por el
Programa de Investigaciones en Ecología y Cultivo de Especies Marinas de Ornato
(PIECEMO) relacionada con el mantenimiento de reproductores y la cría de organismos
recién nacidos y juveniles del caballito de mar H. erectus (Fig. 1), una de las 3 especies
presentes en la Península de Yucatán. Se espera que los procedimientos para el
mantenimiento y cultivo de hipocampos aquí descritos permitan ampliar y diversificar la
actividad acuícola ornamental en México.
Fig. 1 Crías y b) juveniles de H. erectus nacidos en las instalaciones del PIECEMO; c)
reproductores (macho y hembra) colectados en la laguna de Chelem, Yucatán
4
1.1
Regulación de la captura y comercio de caballitos de mar
Aun cuando el comercio de estas especies se incrementó significativamente en los años
80´s (Giles, 2006), los registros del comercio de caballitos iniciaron en 1993. Un par de
años después (1995) se estableció que el mercado de estas especies era muy grande,
económicamente importante y que amenazaba a las poblaciones silvestres. En ese año se
comercializaron 20 millones de caballitos, y el número de países que se sabía estaban
involucrados en este comercio se elevó de 32 a 75 (McPherson, 2004). Aunque existe poca
información al respecto de los cambios en cuanto a las poblaciones, existe evidencia
indirecta, a menudo información anecdótica, de pescadores, comerciantes y vendedores
que indican que las poblaciones han decaído. Se reporta además que a la par de la
disminución de las capturas, también ha disminuido la talla de los reproductores
(McPherson 2004, Vincent, 2006).
Actualmente las 36 especies de caballitos de mar que está descritas se encuentran en la
lista roja de la IUCN. De estas, 28 están registradas como carentes de datos, 7 como
vulnerables y 1 en peligro debido a la captura directa o incidental y la degradación de su
hábitat principalmente (Foster y Vincent, 2004; www.redlist.org, 2011). Desde el año
2004, el género completo de Hippocampus se encuentra enlistado en el Apéndice II de la
Convención Internacional en Comercio de Especies de Fauna y Flora Silvestres en Peligro
(CITES), organismo que además regula el comercio internacional de caballitos de mar al
ser el principal órgano de colaboración que lleva a cabo esfuerzos para el uso sostenible
de estas especies (CITES, 2002; www.cites.org; Vincent, 2006)
Entre los acuerdos descritos el Apéndice II se requirió a los 169 países que forman parte
de la Convención a vigilar el comercio internacional de las especies a través de permisos
de exportación. Por otra parte, se determinó que los países que exportan estarían
obligados a asegurar que su comercio no fuera en detrimento de la sobrevivencia de las
especies en el medio natural. Así mismo, los países involucrados deben de preocuparse
acerca de cómo determinar el impacto del comercio en las poblaciones silvestres
(McPherson, 2004; Vincent, 2004). Foster et. al (2005) propusieron además regular la talla
mínima de comercio a 10 cm de por lo menos 15 de las 33 especies que conforman el
género Hippocampus, con el fin de que la captura sea hecha después de que los
organismos se hayan reproducido, medida que fue adoptada por la Convención y que
actualmente se encuentra vigente.
Los principales importadores de hipocampos secos son China, Thailandia, India y Filipinas
(Ortega, 2006) seguidos de Hong Kong y Taiwán; En 1999 Lourie et. al 2004) reportó que
en ese año el consumo anual de Asia se calculaba en 45 toneladas, lo que significa 16
millones de ejemplares (a razón de unos 2,8 g por ejemplar). En la Tabla 1 se presentan
los costos de caballitos de mar cultivados y capturados del medio natural en base a su
tamaño.
5
Tabla 1 Costos de algunas especies de caballitos de mar. Se incluyen las tallas disponibles y el precio en dólares americanos para el 2013 (empresas
dedicadas al comercio de especies de ornato disponibles en paginas web)
Nombre común
Nombre científico
Medida
US$
Páginas web
2013
Caballito listado
Caballito manchado
Hippocampus erectus
Hippocampus kuda
Caballito del Pacifico
Hippocampus ingens
Caballito de hocico largo
Hippocampus reidi
Pequeño (2 – 3 ½”)
59. 991
Mediano (3 ½ -5 ½”)
69.991
Pequeño 2 - 3”
139.983
Hembra pequeña (2 – 2 ½ )
79.99
Hembra mediana (2 ½ - 3)
89.992
Hembra grande (3 – 4”)
99.992
Macho pequeño (2 – 2 ½ )
89.992
Macho mediano (2 ½ - 3)
99.99
Macho grande (3 – 4”)
119.992
s/ s 3 – 6”
97.983
www.freshmarine.com
Mediano
99.993
www.liveaquaria.com
Hembra pequeña (1 ½ - 2”)
109.994
Hembra mediana (2 – 3”)
119.994
Hembra grande (3 – 4”)
129.994
Hembra extra grande (4 – 5”)
149.994
6
2
www.liveaquaria.com
www.freshmarine.com
//www.liveaquaria.com
2
www.liveaquaria.com
Caballito kuda
Gran Caballito
1
Hippocampus kuda
Hippocampus kelloggi
4
Macho pequeño (1 ½ - 2”)
119.99
Macho mediano (2 – 3”)
129.994
Macho grande (3 – 4”)
149.99
Macho extra grande (4 – 5”)
169.994
Amarillo (2 – 3”)
109.991
Negro (2 – 3”)
49.991
2-3“
79.903
www.petco.com
Hembra pequeña (2 – 21/2”)
79.992
www.liveaquaria.com
Hembra mediana (2 ½ - 3”)
89.992
Hembra grande (3 – 4”)
99.992
Macho pequeño (2 – 21/2”)
89.992
Macho mediano (2 ½ - 3”)
99.992
Macho grande (3 – 4”)
109.992
s/s Mediano (2 – 4”)
39.99
s/s Mediano (1 ½ - 2”)
39.99
Chico (1.5 – 2.5”)
27.995
4
1
www.petco.com
5
Mediano (2.5 – 3.5”)
31.99
Grande (3.5 – 4.5”)
35.995
Cultivados en Sri Lanka; 2Cultivados en Australia; 3Cultivados en Brasil; 4Capturados de medio natural; s/s sin sexo especificado
7
1.2
Acuacultura de Hipocampus spp
El cultivo de los caballitos de mar inició en la década de los 70´s, y veinte años después,
esta actividad seguía plagada de problemas principalmente en los aspectos de
alimentación y control de enfermedades. A inicios del año 2000 se registró una expansión
considerable del número y tamaño de sitios de operación, así como del número de
especies cultivadas. Aunque esto contribuyó a satisfacer el comercio de hipocampos para
acuarios, no fue así para satisfacer el de la medicina tradicional China.
Recientemente Koldewey (2010) reportó que la mayor parte de las experiencias de cultivo
de caballitos de mar en países en desarrollo está basado en operaciones a pequeña escala
en donde se emplea poco personal. Aunque aun se enfrentan problemas técnicos
(alimentación y enfermedades), algunas de estas experiencias en la actualidad pueden
abastecer el mercado de la acuarofilia con éxito. Este autor señala que todavía la
viabilidad económica de esta actividad sigue siendo una preocupación, principalmente
debido a la diferencia de costos de animales cultivados con relación al precio en el
mercado de los organismos capturados. La acuacultura de caballitos de mar a gran escala,
para abastecer el mercado de la medicina tradicional China, esta aun en vías de
convertirse en una actividad económicamente viable.
Los caballitos de mar se han cultivado desde los años 1970´s principalmente en China,
incrementándose el interés en la década de los 1990´s, cuando los principales países
productores eran Australia, Brasil y China. Una década después la mayor cantidad de
operaciones de cultivo se encontraban en Estados Unidos, Australia, Nueva Zelanda,
Irlanda y Sri lanka (Vincent, 2006; Job, 2006).
Actualmente tanto caballitos de agua templada como tropicales son cultivados. Los
tropicales incluyen a las especies H. barbouri H. subelongatus, H. fisheri, H. fuscus, H.
histrix, H. ingens, H. kuda, H. mohneki, H. reidi, H. comes, H. reidi, e H. trimaculatus. En
tanto que, las principales especies templadas cultivadas son H. abdominalis, H. breviceps,
H. capensis, H. whitei e H. zosterae. Recientemente se iniciaron experiencias de cultivo en
países Europeos con H. guttulatus e H. hippocampus (Vincent, 1996, Planas, 2008; Zhang,
2011) En la Fig. 2 se presentan algunos ejemplos de especies de caballitos de mar
cultivadas.
8
Fig. 2 Especies de hipocampos cultivadas actualmente a) H. hippocampus b) H. guttulatus c)
H. kuda, d) H. ingens; e) H. abdominalis, f) H. whitei
9
En el golfo de México y Mar Caribe se encuentran 3 especies de caballitos de mar, todas
ellas con potencial de cultivo. (Fig. 3). En la Tabla 2 se presentan datos ecológicos y
biológicos de estas especies así como el estatus en el que se encuentran en la Lista roja de
La IUCN.
Fig. 3 Especies del Golfo de México y Mar Caribe con potencial para su cultivo a) H. reidi;
b) H. zosterae; c) H. erectus
10
.
Tabla 2 Especies de caballitos de mar presentes en el Golfo de México y Mar Caribe con potencial de cultivo sustentable. Se incluyen datos biológicos y
ecológicos
Nombre Científico
(nombre común)
Distribución
Tamaño
max.
(cm)
Hábitat
Biología
reproductiva
Estatus
Lista Roja IUCN
Referencias
Hippocampus
Zosterae
En las Bermudas, el
sur de Florida
(USA), Las Bahamas
y el Golfo de
México
5
Viven en zonas someras (2
m); asociados a pastos
marinos, especialmente con
Zostera. Machos más fieles
al sitio que hembras
Ovovivíparos;
Talla de maduración:
2.1 cm;
Desarrollo
embrionario a cargo
de los machos
Datos deficientes
www.fishbase.org
Desde Carolina del
Norte (USA), las
Bermudas,
Bahamas hasta
Brasil (Santa
Catarina)
17.5
Marinos y de agua salobre;
asociados a arrecifes, se les
encuentra en pastos
marinos y usualmente en
gorgonias; no migratorios;
profundidades de 0 a 55 m
Ovovivíparos;
Talla de maduración:
8 cm;
Desarrollo
embrionario a cargo
de los machos
Datos deficientes;
Comercio
internacional
monitoreado a través
de licencia (CITES,
2004). Talla mínima
de captura: 10 cm
www.fishbase.org
Desde Nueva
Escocia (Canadá) a
través del Golfo y el
Caribe mexicano,
Panamá, Venezuela
y hasta Brasil (Rio
de Janeiro)
19
Viven en zonas someras y
algo profundas (0-70 m);
asociados a pastos marinos
y arrecifes No migratorios
(alta fidelidad al sitio)
Ovovivíparos:
Talla de maduración:
6.3 cm:
Desarrollo
embrionario a cargo
de los machos
Vulnerable
Comercio
internacional
monitoreado a través
de licencia (CITES,
2004). Talla mínima
de captura: 10 cm
www.fishbase.org
Caballito enano
Hippocampus
reidi
Caballito hocico
largo
Hippocampus
erectus
Caballito listado
11
2
Generalidades del genero Hippocampus
2.1 Posición taxonómica
Los caballitos de mar comprenden un solo género (Hippocampus) de la familia
Sygnathidae, la cual incluye también a los peces pipa y a los dragones de mar (Fig. 4).
Reino: Animalia
Phylum: Cordado
Subphylum: Vertebrado
Superclase: Osteichthyes
Clase: Actinopterygii
Subclase: Neopterygii
Infraclase: Teleosteo
Superorden: Acanthopterygii
Orden: Gasterosteiformes
Suborden: Syngnathoidei
Familia: Syngathidae
Subfamilia: Hippocampinae
Género: Hippocampus
Fig. 4 Representantes de la familia Sygnatidae a) peces pipa; b) peces dragón c) caballitos de mar.
12
2.2 Distribución y hábitat
Los caballitos de mar son peces teleósteos que habitan aguas poco profundas (<30 m) en
regiones tropicales y templadas. Su rango se extiende desde los 52° latitud N a los 45 – 50°
S, la mayor cantidad de especies se encuentra en el Atlántico Oeste o en la región del
Indo-Pacifico (Foster y Vincent, 2004; Wilson, 2000). En la Fig. 5 se presenta la distribución
de especies representativas del Pacífico, Atlántico e Indo-pacifico.
Fig. 5 Distribución de H. ingens en el Pacifico; H. guttulatus en el Atlántico e H. kuda en el Indo-Pacífico
Todos los caballitos de mar son marinos o estuarinos. Las especies que habitan zonas
templadas habitan en zonas con sustrato suave, generalmente pastos marinos y
macroalgas (Curtis y Vincent 2006; Martin-Smith y Vincent 2005), mientras algunas de las
especies de zonas tropicales viven asociadas a arrecifes con corales esponjas y algas
(Perante et al. 1998) (Fig. 6). Debido a su desplazamiento limitado, los caballitos requieren
sujetarse de estructuras sumergidas por lo que su distribución y abundancia está
fuertemente asociada a la presencia de estas. La densidad de los caballitos de mar en el
medio es muy baja y su distribución se presenta en parches, con densidades tan bajas
como 0.007 a 0.51, 1 organismo m2, o agregaciones de hasta 1.5 organismos /m2. La
mayoría de las especies parece tener cierta fidelidad por su espacio, especialmente en la
temporada de reproducción (Wilson, 2000).
Fig. 6 Sustratos característicos de los caballitos de mar
13
Morfología general
Los caballitos de mar poseen una forma inusual, fácilmente distinguibles de otros peces
aunque son relativamente similares entre las especies de su mismo género. El cuerpo es
curvo y se encuentra comprimido lateralmente; su cabeza está inclinada, casi en ángulo
recto con el cuerpo, y es móvil en un plano vertical. El cuerpo está dividido en tres
regiones: cabeza, tronco y cola prensil (Fig. 7). Tienen pocas aletas sin costillas. No poseen
escamas y en su lugar presentan un esqueleto externo el cual está conformado por anillos
anulares óseos (escudos óseos) (Lourie, 2003). Nadan en posición vertical, propulsándose
con la aleta dorsal y estabilizándose con las aletas pectorales (Consi et al., 2003).
Fig. 7 Morfología externa de caballitos de mar. Cabeza, tronco y cola (Lourie, 2008)
El género Hippocampus lo comprenden cerca de 36 especies que presentan tallas tan
pequeñas como las del caballito pigmeo H. bargibanti con 20 mm de altura total, hasta
aquellas que se registran en el caballito del Pacífico H. ingens (talla máxima de 190 mm) o
el barrigón H. abdominalis que llega a medir hasta 320 mm. Los colores suelen oscilar
entre el negro, marrón, gris, verde, amarillo, naranja y rojo. Sin embargo, la coloración no
es fija y se modifica debido diversos factores, tales como la dieta, la temperatura, la
calidad del agua y distintos estímulos del medio (Foster y Vicent, 2004).
14
Las especies de este grupo particular de
peces, presentan un dimorfismo sexual
incipiente, el cual solo consiste en la
posición de las aberturas genital y anal. El
macho posee una estructura donde incuba
los huevos comúnmente llamada marsupio,
y que está localizada en la región
abdominal (Foster y Vincent 2004) (Fig. 8).
Fig. 8 Dimorfismo sexual entre machos y hembras
2.3 Reproducción
En la familia Sygnathidae, son los machos y no las hembras, quienes cuidan de los
embriones durante su desarrollo. Algunas especies de peces pipa presentan una inversión
en los roles sexuales con las hembras compitiendo por los machos, y estos quienes
seleccionan a las primeras. En el caso de los hipocampos, aun cuando son los machos los
que proveen cuidado parental en el marsupio, no hay inversión en los roles sexuales y son
los machos los que compiten por el acceso a las hembras (Naud, 2008).
El indicador de la madurez sexual, en los machos es la presencia de un marsupio
completamente desarrollado, lo cual coincide con la presencia de testículos desarrollados.
(Boisseau 1967 citado por Curtis y Vincent 2006). Sin embargo, es importante mencionar
que, un marsupio bien desarrollado no indica necesariamente la madurez gonádica
(Thangaraj et al. 2006). En el caso de las hembras los métodos para determinar la primera
madurez incluyen, la talla de la hembra en la que aparecen los ovarios (Kanou y Kohno
2001), la hembra más pequeña con huevos hidratados (Nguyen y Do 1996) y la hembra
más pequeña que haya transferido huevos (Cai et al. 1984).
Anteriormente se creía que los huevos eran fecundados dentro del marsupio a a través de
un conducto interno. Sin embargo, estudios recientes señalan que durante la cópula, la
hembra transfiere los huevos ricos en vitelo al marsupio del macho, y éstos son
fertilizados mientras ingresan al marsupio verificándose la fecundación externa
(Watanabe y Watanabe, 2000; Van Look et al., 2007). Después del apareamiento el macho
sella el orificio del marsupio y asegura la paternidad de la descendencia (Stolting y Wilson
2007).
15
Estudios realizados con H. kuda han demostrado que la fertilización de los huevos de las
hembras se lleva a cabo de forma externa. Los espermatozoides recorren una cierta
distancia fuera del macho (> 4 mm) alcanzando los huevos justo antes de ingresar en el
marsupio. Este proceso ocurre en un tiempo no mayor a los 6 segundos. El marsupio del
macho se cierra inmediatamente después del apareamiento (Fig. 9) (Van Look et al, 2007)
evitando la entrada de agua de mar.
a) 0-9 s
b) 10-16 s
c) 17 s
Fig. 9 Secuencia de apareamiento de H. kuda. El tiempo señalado arriba de cada imagen demuestra la
duración de cada etapa en donde: a) el opérculo de la bolsa permanece abierto; b) se lleva a cabo la
transferencia de gametos; c) la bolsa se cierra.
Tanto el macho como la hembra presentan evidencias visibles de haber copulado, dado
que el abdomen de la hembra disminuye (durante la hidratación de los huevos previo a la
cópula, el abdomen femenino se ensancha), en tanto que el marsupio del macho se infla
(Vincent y Sadler, 1995)
16
2.4 Alimentación
Referente a la alimentación, los caballitos son depredadores que acechan a sus presas,
generalmente pequeños invertebrados móviles (Texeira y Musick 2000; Kendrick y Hyndes
2005). La dieta varía entre juveniles y adultos (Teixeira y Musick 2000). Mientras que las
diferencias de alimentación entre sexos no existen en la dieta natural (Wood 2007), la
frecuencia con la que los machos preñados se alimenta es mayor a la de los machos vacíos
(Felício et al. 2006).
17
3
3.1
CAPITULO Hippocampus erectus
Generalidades
H. erectus se encuentra entre las especies más comercializadas, especialmente para
acuarios ornamentales, como artesanías y en la medicina tradicional China. Es capturada
incidentalmente en las pesquerías de camarón y otras en Florida, México, América Central
y Sudamérica. También se ha visto afectada por la degradación de su hábitat ya que a
menudo este se encuentra en zonas densamente pobladas por el hombre y están
expuestos a la contaminación (www.iucnredlist.org).
En la etapa adulta H. erectus alcanza una talla máxima de 19.0 cm (Lourie et al., 1999), en
tanto que la talla de madurez está estimada a los 6.3 cm. En general, machos y hembras
tienen altura total (AT) similar, aunque las proporciones de ciertas partes del cuerpo
difieren de un sexo al otro (Lourie et al., 2004; Curtis y Vincent, 2006).
3.2
Distribución y Hábitat
Se distribuye en la costa oeste del Atlántico, desde el sur de Nueva Escocia en Canadá, a lo
largo de toda la costa este de Estados Unidos, México, el Caribe y Venezuela, existen
registros de esta especie hasta las Guyanas, Brasil, Uruguay y Argentina (Foster y Vincent,
2004 Lourie et al., 2004). Por su amplia distribución, es considerada una especie capaz de
tolerar amplios rangos de temperatura (5 a 29.0) °C y salinidad (10 a 36.6 ups) (Teixeira y
Musick, 2001; Fig. 10).
Fig. 10 Distribución del caballito de mar listado H. erectus
18
Hippocampus erectus habita aguas someras donde la vegetación es abundate, aunque
también se encuentra en aguas más profundas (hasta 70 m) en. Esta especie es común en
zonas costeras, lagunas y estuarios donde abundan las praderas de Thalassia spp,
Zoostera spp y Sargasum spp. En la localidad de Chelem, H. erectus se encuentra
generalmente en fondos en los que prediminan pastos marinos como Halodume spp.,
Syringodium spp., y algas como la Dasycladus spp., y Halimeda spp (Jiménez, 2012;
Morales, datos no publicados)
Fig. 11 Hábitat característico de H. erectus
3.3
Reproducción
Las hembras de H. erectus presentan desarrollo sincrónico (Teixeira y Musick, 2000) y son
desovadoras por lotes (Selman et al., 1991; Poortenaar et al, 2004), El marsupio de los
machos proporciona a los embriones protección, una correcta oxigenación,
osmoregulación, y permite que los desechos embrionarios sean removidos a través de la
sangre del macho (Carcupino et al., 2002; Stolting y Wilson, 2007).
La temporada reproductiva de H. erectus varía con la latitud, y depende directamente de
la luz, la temperatura y la disponibilidad de alimento (Bye, 1984; Lin et al., 2006; Foster y
Vincent, 2004), En el medio natural la época de reproducción varía con la localidad, en
algunas regiones inicia en abril y se mantiene a lo largo del año. En la Laguna de Chelem,
se encuentra un mayor número de machos preñados en la temporada de nortes, cuando
las temperaturas descienden cerca de los 18 °C (Jiménez, 2011).
19
En esta especie, se ha reportado que los machos a los 4 meses han desarrollado la bolsa
incubadora y son capaces de reproducirse. Scarratt (1996) reportó un comportamiento
reproductivo a los 10 meses de edad. La gestación dura entre 12 y 22 días, con algunas
variaciones asociadas a la temperatura del agua principalmente. Periodos de gestación
mas cortos, de hasta 11-14 días se han registrado. Algunos autores han observado que al
cuarto día después del parto, los machos inician nuevamente sus conductas de
reproducción (Martínez, 2005, Lin et al., 2008b), sin embargo, cuando se encuentran en
grupos con varias hembras, los machos muestran una intensa actividad de cortejo aun
recién paridos (obs pers. M. Mascaró)
Experimentos de laboratorio mostraron que los roles sexuales permanecen
convencionales ante alteraciones incluso extremas (1:3 vs 3:1, H:M) de la proporción
sexual. Manteniéndose constante la densidad de individuos en los acuarios, los machos
cortejan a las hembras y éstas se limitan a responder a los machos, aparentemente
siguiendo pulsos de disponibilidad reproductiva (Muñoz, 2012). Así mismo, experimentos
demostraron que los comportamientos de competencia entre individuos de mismo sexo
son poco frecuentes (incluso en densidades altas y con mayor proporción de machos) y se
presentan principalmente entre machos (Flores, 2012, Muñoz, 2012).
Las evidencias experimentales con esta especie hasta ahora indican que durante la
formación de parejas no hay una preferencia por individuos de mayor tamaño, ni por
aquellos con los que existía una familiaridad previa (Flores, 2012; Silva, datos no
publicados). Sin embargo, existen indicios de una disminución en la frecuencia y latencia
de algunos comportamientos de cortejo conforme aumenta el tiempo que una pareja
permanece junta.
Las observaciones sobre los elementos que constituyen el cortejo han mostrado que este
no está exento de cierta complejidad basada en una estructura temporal. Así, hay una
serie de comportamientos que ocurren en los primeros días de encuentro entre los
individuos (seguir, acercamientos, cambios de coloración, etc.), y otros que se van
presentando conforme el tiempo avanza. La persistencia de ciertos comportamientos que
anticipan la cópula en el tercer día de encuentros (bombeo y contracciones del marsupio,
por parte de los machos, y apuntar el hocico hacia la superficie, por parte de las hembras;
Muñoz, 2012; Silva, datos no publicados), hace pensar que detrás del cortejo subyace un
complejo sistema de comunicación entre los individuos que asegura la sincronía necesaria
para una cópula exitosa. En el contexto de poblaciones poco densas, es posible que dicha
sincronía constituya una ventaja reproductiva importante (Jiménez, 2012; Muñoz, 2012).
La fertilidad en esta especie también varia dependiendo de la localidad. Lockwood (1867)
reporto más de 1000 crías dentro de la bolsa. Böhlke (1992) encontró entre 250 y 400
20
huevos, en tanto que Texeira (2000), reportó una fertilidad de más de 1000 huevos en
especímenes grandes en la laguna de Chesapeake (126 mm de altura total)
3.4
Alimentación
En el medio natural H. erectus mantiene una dieta variada, dominada por anfípodos,
decápodos y mysidaceos. Texeira (2000) encontró que los anfípodos (gamaridos y
caprelidos) son la presa más importante para juveniles, pre-adultos y adultos de H. erectus
de mar en tanto que los copépodos lo fueron para los recién nacidos.
3.5
Cultivo
Los esfuerzos en la investigación para el cultivo del caballito de mar H. erectus se han
enfocado en los efectos de diferentes tipos de alimentos y regímenes de alimentación,
asíhy como a los factores ambientales (temperatura, salinidad, intensidad de luz,
fotoperiodos) que determinan el crecimiento y sobrevivencia. En la actualidad, si bien hay
un gran avance en cuanto a las técnicas de cultivo, la variación en la sobrevivencia de los
juveniles sigue siendo alta. En H. erectus, se puede obtener una sobrevivencia arriba de
70% al día 60 de cultivo en algunas camadas, mientras que otras registran una mortalidad
de casi el 100% al día 20 bajo las mismas condiciones de cultivo (Zhang, 2011).
La producción de estos organismos es posible siguiendo técnicas de cultivo basadas en el
uso de alimento vivo. Durante los primeros dos meses de vida, la dieta principal de los
organismos cultivados generalmente se basa en artemia (nauplios y metanauplios
enriquecidos) y copépodos. Cuando juveniles y adultos los organismos son alimentados
con mysidáceos, anfípodos mysis de camarón y artemia adulta enriquecida, estos
organismos se proporcionan vivos o congelados (Wilson 2006; Koldewey y Smith, 2010).
21
4
CAPITULO Zootecnia del caballito de mar Hippocampus erectus
4.1
4.1.1
Reproductores
Captura y traslado
Es importante que, siempre que las condiciones de visibilidad en el sitio de colecta lo
permitan, las capturas se lleven a cabo a través del buceo con esnorquel colectado a los
organismos con la mano después de haber sido localizados desde la embarcación. De esta
forma se evita que permanezcan mucho tiempo en las redes. Cuando las condiciones no
sean buenas, otras artes de pesca pueden ser utilizadas. Una de ellas es la red tipo
chinchorro (Vegas-Cendejas, 2004). El chinchorro utilizado tiene una longitud de 50 m y
una luz de malla de 1.4 cm, conformado por un paño y un copo en el centro. El paño es
arrastrado normalmente por dos personas cubriendo una distancia de 50 m (~ 2500 m2),
misma que se recorre en un tiempo no mayor a 15 mins (Fig. 12a) Una vez que se revisa el
copo, los organismos capturados se llevan a la embarcación.
Fig. 12 Captura y traslado de reproductores de caballitos de mar. a) Arrastre del chinchorro para la captura de
reproductores de H. erectus; b) Traslado de los organismos en bolsas plásticas colocadas dentro de una hielera .
Una vez en la embarcación los organismos deben colocarse en bolsas plásticas con agua
de la laguna y aireación provista a través de difusores conectados a una bomba portátil de
pilas. Las bolsas se colocan dentro de una hielera para el traslado al laboratorio (Fig. 12b).
Para reducir el estrés de los organismos se recomienda colocar pastos naturales o
artificiales (estructuras hechas de rafia suave) para que los organismos puedan sujetarse a
ellas durante el transporte hasta que llegan a su destino definitivo.
22
4.1.2
Recepción de organismos
En el momento en que los organismos llegan a las instalaciones, estos deben colocarse un
nuevo contenedor plástico con agua de mar pasada por luz ultravioleta, al momento de
sacarlos de las bolsas de transportación. Ahí, estos deben observarse cuidadosamente
para evaluar el estado general de los organismos, detectar posibles signos de enfermedad
(parásitos, piel levantada, llagas, ulceraciones o despigmentación en la piel). Todas las
observaciones de los organismos deben ser anotadas en la bitácora de registro junto con
la longitud y peso de cada organismo recién ingresado (Anexo 1).
A partir de ese momento da inicio al protocolo de cuarentena el cual involucra
tratamientos para parásitos externos (formalina al 25 %), internos (desparasitante
comercial), antibióticos (solo en casos necesarios), y el inicio de la alimentación con
artemia adulta enriquecida con vitaminas y DHA´s según lo especifica la Tabla 3. En el
Anexo 2 se describen todos los protocolos de cuarentena empleados por nuestro
programa.
Tabla 3 Esquema general de los procedimientos de cuarentena aplicados a los reproductores de H.
erectus
Tratamiento
/
Día
1) Parásitos externos
(tratamiento formol)
2) Parásitos internos
(desparasitación)
3) Inmunoestimulación
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16-40
(vitaminas complejo B y C)
4) Enriquecimiento
(DHA Super Selco)
sin
recirculación
con
recirculación
La alimentación con artemia adulta enriquecida y anfípodos se recomienda a partir del
segundo día del ingreso de los organismos. Así mismo es recomendable mantener a los
organismos en observación cuidadosa durante el periodo de cuarentena de cuarentena.
Se recomienda colocar un organismo por pecera, con el fin de poder determinar si estos
aceptan bien el alimento que se les ofrece antes de ser colocados en las peceras de
mantenimiento, que pueden contener más de un individuo.
23
4.1.3
Marcaje
Una vez que se llevan a cabo los tratamientos de cuarentena, los organismos que estarán
involucrados en programas de seguimiento o experimentación pueden ser marcados con
un código de identificación (ID) especifico para cada uno. El código utilizado en nuestro
programa consiste en la combinación de tres cuentas vidrio (chaquiras) de distintos
colores (existe un color diferente del 0 al 9; Fig. 13a), las cuales son colocadas dentro de
un collar hecho monofilamento de 100% nylon. Es importante que el nylon sea del grueso
adecuado para que los dos extremos del collar pasen por el centro de cada cuenta (Fig.
13b).
Fig. 13 Marcaje de reproductores de H. erectus a) Código de colores b) collar con marca
Una vez armado el collar, se coloca en el caballito y con ayuda de un encendedor se
queman juntos los extremos del hilo para evitar que las cuentas de vidrio se salgan. Se
debe tener precaución de que el largo del collar sea el adecuado para, por un lado evitar
que este apriete al organismo y se encarne causando lesiones, y por otro, evitar que un
collar demasiado grande pueda llegar a atorarse en estructuras de las peceras y salirse o
lastimar al organismo. Esta forma de marcación y colocación permite aflojar o apretar,
según se requiera, el largo del collar.
La forma de leer el código de colores se muestra en la Fig. 14. Las centenas se ubican en la
cuenta cercana al cuerpo del organismo al organismo, la decena en el medio y la unidad
en el extremo opuesto.
24
Fig. 14 Lectura del código de identificación
25
4.1.4
Sistemas de cultivo.
4.1.4.1 Cuarentena
En el área donde se lleva a cabo el programa, se encuentran habilitados dos sistemas de
cuarentena los cuales pueden trabajar en recirculación o pueden ser sistemas cerrados,
dependiendo de la etapa de la cuarentena (Fig. 15). Al inicio se requiere que los
organismos se mantengan en las peceras sin flujo de agua, como se muestra en la Tabla 3.
Los primeros días se llevan a cabo recambios parciales de agua dependiendo del
tratamiento que se esté aplicando. Una vez que se requiere la recirculación, las llaves de
agua de las peceras se abren y permiten que esta se lleve a cabo.
Fig. 15 Sistemas de cuarentena para la recepción de reproductores de H. erectus
Cada sistema está constituido de 12 peceras de vidrio de 11 L de agua cada una, la salida
de agua se encuentra en la parte posterior y desemboca en un reservorio de agua de
aprox. 50 L de capacidad en el cual se ubica un filtro mecánico (filtro de bolsa) de 25 μm y
un filtro biológico (arena, biobolas, fragmentos de roca viva) para ayudar a mantener los
parámetros fisicoquímicos en los rangos establecidos para esta especie.
26
4.1.4.2 Mantenimiento
Se cuenta con un total 6 sistemas de recirculación para el mantenimiento de los
reproductores de H. erectus (Fig. 16). Cada sistema consta de 6 peceras de vidrio con un
volumen cercano a los 100 L cada una (50 cm largo x 28 cm ancho x 71 cm alto). De la
misma forma, los 6 acuarios de cada sistema se encuentran conectados a un reservorio
general con un volumen aproximado a los 145 L (71 de largo x 51 de ancho x 40cm de
alto).
Fig. 16 Sistemas de mantenimiento de reproductores de H. erectus
Con el fin de mantener la calidad de agua en estos sistemas se cuenta también con un
sistema de filtración mecánica (filtro de bolsa de 25 μm) que ayuda a retener los residuos
de alimento y desechos, un filtro biológico (arena, biobolas, fragmentos de roca viva) (Fig.
17). En caso de ser necesario se coloca adicionalmente un fraccionador de proteínas.
27
Fig. 17 Reservorio y sistema de filtración biológica y mecánica.
4.1.5
Rutinas de mantenimiento y limpieza
El personal involucrado en el mantenimiento de caballitos de mar y de sus sistemas de
cultivo, debe realizar una serie de rutinas diarias y otras con una periodicidad semanal o
quincenal. Estas actividades se describen a continuación.
4.1.5.1 Rutinas diarias
1) Revisión constante del correcto funcionamiento de la bomba de recirculación y de
los niveles de agua en el reservorio de cada sistema.
2) Alimentación tres veces al día (9:00 am, 2:00 pm y 7:00 pm)
3) Revisión constante del correcto funcionamiento de (los) equipo (s) conectados en
cada sistema funcionando (enfriadores, calentadores, fraccionadores de proteínas,
controlador de fotoperiodo o “timer”).
4) Limpieza de los filtros de salida de agua con ayuda de un cepillo pequeño con el fin
de retirar los restos de alimento que habitualmente se acumulan.
5) La extracción diaria mediante sifon de los residuos de alimento y los desechos de
los organismos que se depositan en el fondo de las peceras.
28
4.1.5.2 Rutinas semanales o quincenales
1) Limpieza de las peceras, de los filtros de salida, los pastos artificiales y el cambio
del filtro de bolsa1 .
2) Toma y registro de parámetros fisicoquímicos.
1
El filtro de bolsa se cambia sin excepción el día de la limpieza del sistema, sin embargo, si
los desechos se acumulan y tupen el filtro durante la semana, es necesario retirarlo y
cambiarlo cuantas veces sea necesario (2 a 3 veces a la semana)
4.1.6 Alimentación
En la Tabla 4 se muestra el esquema de alimentación propuesto para los reproductores de
H. erectus. Siempre se debe considerar dar el primer alimento propuesto en la tabla, y
solo si no hay este, entonces se alimenta con la segunda, o bien, con la tercer opción
señalada en la tabla. Los protocolos para el enriquecimiento de la Artemia adulta (AA) con
vitaminas o ácidos grasos se presentan en el Anexo 2 (procedimientos número 3 y 4
respectivamente).
Tabla 4 Esquema de alimentación de reproductores de H. erectus.
LUNES
6:00
pm*
1
MIERCOLES
JUEVES
VIERNES
SABADO
DOMINGO
Anfipodos o AA viva (sin enriquecer) o artemia congelada1
10:00
am
2:00
pm
MARTES
AA
enriquecida
AA
vitaminada
AA
enriquecida
AA
vitaminada
AA
enriquecida
AA
enriquecida
AA
enriquecida
1
AA viva enriquecida o anfípodos o artemia congelada
solamente en caso de no haber artemia viva o anfípodos se suministra artemia congelada
En el caso de los reproductores, cada dos meses se lleva a cabo el registro del peso (g) del
total de los organismos que se encuentran en el área, para hacer el ajuste de la ración
diaria de Artemia adulta. Esta ración está establecida entre 8 y 10 % del peso corporal
promedio de los reproductores, y es dividida en tres alimentaciones por día. Es
recomendable que la ración diaria puede disminuirse o incrementarse dependiendo de las
observaciones directas hechas al respecto del apetito de los organismos. La alimentación
de los organismos y las rutinas diarias de mantenimiento y limpieza de los sistemas de
cultivo se registran en el formato correspondiente (Anexo 4).
29
Se recomienda que los parámetros fisicoquímicos de temperatura y salinidad sean
registrados cada dos días, mientras que los nitritos, nitratos y amonio sean evaluados cada
8 o 15 días en los sistemas de cultivo. La temperatura se mide con ayuda de termómetros
de mercurio. La salinidad sea medida a través de un refractómetro compensado (SR5-E) y
el resto de los parámetros pueden medirse a través de técnicas colorimétricas (kits marca
Hagen, Tetra, etc). En la Tabla 5 se presentan los parámetros fisicoquímicos que se
recomiendan para el cultivo de caballitos de mar de la especie H. erectus. En el Anexo 3 se
presenta el formato de registro correspondiente.
Tabla 5 Parámetros fisicoquímicos para el cultivo de los reproductores de H. erectus.
Temperatura
(°C)
Salinidad
pH
Nitritos
(mg/L)
Nitratos
(mg/L)
Amonio
(mg/L)
25 ± 1
35 ± 1
8.2
≤ 0.3
≤ 12.5
0
30
4.2 Cultivo de crías, juveniles y pre-adultos de H. erectus
4.2.1 Registro de nacimientos, conteo de crías
Tras haber pasado por el periodo de cuarentena, los reproductores preñados que llegan al
área deben ser colocados en los sistemas de mantenimiento y observados diariamente
para detectar el momento en el cual inicia el nacimiento de las crías. Temprano el día del
nacimiento los organismos normalmente presentan mucha actividad en la pecera,
comienza a abrirse el orificio del marsupio y conforme se acerca el momento del
alumbramiento la actividad aumenta hasta que dan inicio las contracciones, durante las
cuales los organismos recién nacidos son expulsados.
Este proceso puede durar varias horas, por lo cual es necesario esperar a que el
reproductor termine el alumbramiento. Esto se identifica en el momento en el que la
actividad cesa, el reproductor queda quieto agarrado de la cola a las estructuras de la
pecera y el marsupio queda flácido. Sin embargo es importante mencionar que, en
ocasiones, algunas crías no son expulsadas junto con la mayoría y puede presentarse el
alumbramiento de pocas de ellas (incluso una o dos) el día anterior e incluso uno o dos
días después.
Cabe hacer mención que, si la actividad previa al nacimiento se detecta entrando la tarde,
será necesario retirar a los otros reproductores que se encuentren compartiendo la
pecera con el organismo que va a parir en el transcurso de la tarde o noche.
Una vez que se haya registrado el nacimiento de la mayor parte de los organismos, estos
deben retirarse de la pecera en donde nacieron. Esto puede hacerse empleando un bote
plástico pequeño que pueda ser introducido en la pecera, una red de malla suave o
incluso con ambos, puesto que el alto de las peceras de mantenimiento puede dificultar
sacar a los organismos que se encuentren en el fondo. Conforme los organismos se van
retirando se van contando para llevar a cabo el registro correspondiente. Es necesario
también registrar el código de identificación del reproductor que parió; en el caso de que
se registren nacimientos de crías a partir de la copula de una pareja establecida se deberá
anotar el ID del macho y de la hembra.
31
4.2.2 Sistemas de cultivo
Para llevar a cabo la cría de los organismos recién nacidos se emplea un sistema de
recirculación con peceras de vidrio de 11 L similar al que se emplea en la cuarentena (Fig.
18), el cual posee un reservorio que mantiene sistemas de filtración mecánica y biológica
de la misma forma a los descritos para los reproductores.
Fig. 18 Sistema de cultivo para crías de H. erectus
Dependiendo de la disponibilidad de espacio y únicamente si es necesario, las crías
pueden ser trasladadas a las peceras de 100 L una vez que alcanzan los dos meses de
edad. No se recomienda mover a los organismos antes de esta edad, pues se encuentran
en una fase crítica de desarrollo.
32
4.2.3 Rutinas de mantenimiento y limpieza de los sistemas de cultivo de crías,
juveniles y pre-adultos de H. erectus
De la misma forma, existen rutinas de mantenimiento y limpieza de los sistemas de cultivo
de las crías, juveniles y pre-adultos en las cuales deben observarse ciertos cuidados
particulares.
4.2.3.1 Rutinas diarias
1) Revisión constante del correcto funcionamiento de la bomba de recirculación y de
los niveles de agua en el reservorio de cada sistema.
2) Alimentación tres veces al día (10:00 am, 2:00 pm y 6:00 pm)
3) Revisión constante del correcto funcionamiento de (los) equipo (s) conectados
(enfriadores, calentadores, fraccionadores de proteínas, controlador de
fotoperiodo)
4) Limpieza de los filtros de salida de agua con ayuda de un cepillo pequeño con el fin
de retirar los restos de alimento que habitualmente se acumulan.
5) La extracción diaria mediante sifón de los residuos de alimento y los desechos de
los organismos que se depositan en el fondo de las peceras.
4.2.3.2 Rutinas semanales o quincenales
1) Limpieza de las peceras, de los filtros de salida, las estructuras de fijación y/o los
pastos artificiales y el cambio del filtro de bolsa
2) Toma y registro de parámetros fisicoquímicos
4.2.4 Alimentación
La alimentación de las crías, los juveniles y pre-adultos de H. erectus está basada en 3
fases o periodos que han sido identificados y que son aquellos por los que atraviesan los
organismos durante su crecimiento desde el momento en que nacen y hasta
aproximadamente los 7 meses momento en el cual se pueden considerar como preadultos. De una forma práctica estos periodos se pueden catalogar como:
1) Periodo rojo: en el cual los recién nacidos son muy frágiles y susceptibles a
cambios fisicoquímicos del agua y la presencia de enfermedades, principalmente
aquella ocasionada por las burbujas de aire.
2) Periodo naranja: los organismos son todavía sensibles a cambios de calidad de
agua y al manejo (biometrías, movimientos de peceras). Se presenta mortalidad
alta aun aunque en menor proporción que en el periodo rojo.
3) Periodo verde: los organismos, ya como juveniles, poseen un desarrollo
morfológico que les permite más resistencia ante el manejo. Se presentan muertes
ocasionales.
33
En la Tabla 6 se presentan los periodos de desarrollo de las crías (larvas), juveniles y preadultos de H. erectus, los días que dura cada uno y la alimentación recomendada. Cabe
hacer mención que es recomendable combinar por lo menos durante 5 días los alimentos
entre la etapa roja-amarilla y la amarilla-verde para permitir a los organismos
acostumbrarse al nuevo alimento de la siguiente fase.
Tabla 6 Esquema de alimentación de las crías, juveniles y pre-adultos de H. erectus basado en la
clasificación de los periodos de desarrollo. (Modificado de Gomes, 2009)
Mes
Días/Periodo
1
0-20
2
3
20-60
4
5
6
7
8
60-240
Nauplios
2-3 n/mL
Alimento
Metanauplios
1 m/mL
Artemia Adulta (8 – 12 % del peso)
Cabe hacer mención que durante el periodo rojo se pueden adicionar microalgas a las
peceras de cultivo. Se recomienda emplear entre 25,000 y 50,000 cel/L de
Nannoclhoropsis oculata y 25,000 cel/L Tetraselmis chuii.
A partir de los tres meses, cuando los organismos comienzan a comer artemia o
anfípodos, cada dos meses se lleva a cabo el registro del peso (g) y la longitud total de
una muestra de por lo menos el 10 % de las crías, juveniles y los pre-adultos en cultivo. En
el caso de los juveniles, el ajuste de la ración diaria de artemia adulta (AA) está establecida
entre un 10 y un 12 % del peso corporal promedio de la muestra (dividida en tres
alimentaciones por día). La ración diaria puede disminuir o incrementarse dependiendo de
las observaciones directas hechas al respecto del apetito de los organismos.
La alimentación de los organismos y las rutinas diarias de mantenimiento y limpieza de los
sistemas de cultivo de crías y juveniles se registran de igual forma en el formato
correspondiente.
4.2.5 Parámetros fisicoquímicos
Los parámetros fisicoquímicos optimos para el cultivo de crias de H. erectus se presentan
en la Tabla 5 La medición y el registro de estos indicadores, se lleva a cabo de la forma
descrita anteriormente.
34
5
CAPITULO Enfermedades
Como muchas especies de peces en cultivo, los caballitos de mar son susceptibles a
enfermedades principalmente si se les mantiene en grandes densidades o en condiciones
de cultivo sub-óptimas lo cual los hace más vulnerables. Se han reportado enfermedades
de diversos tipos, entre estas están los parásitos (externos e internos), hongos, virus y
bacterias. Particularmente comunes son la vibriosis y mycobacteriosis (Koldewey, 2010).
5.1 Aislamiento de organismos enfermos y medicación
En el momento en el que se detecta un organismo enfermo en cualquiera de los sistemas
de mantenimiento, este debe ser inmediatamente retirado de la pecera en la que se
encuentra, trasladado al área de medicación y debe llevarse a cabo el siguiente
procedimiento:
a) Iniciar el Registro de Tratamiento por organismo (emplear el formato destinado)
(Anexo 6) anotando los datos requeridos empezando por el diagnostico, ID, sexo,
sistema de mantenimiento del cual procede y número del acuario de
hospitalización al que se ingresa, fecha de ingreso y egreso).
b) Llevar a cabo el registro diario del (los) tratamiento (s) llevado (s) a cabo.
Los procedimientos de medicación para los ejemplares de H. erectus que se llevan a cabo
en las instalaciones del PICEMO se encuentran descritos en el Anexo 7. En el momento en
el que se retira un organismo enfermo, la pecera del sistema de mantenimiento de donde
procede deberá ser vaciada, enjuagada con agua dulce y vuelta a llenar. En tanto, los
organismos que compartieron la pecera con el organismo enfermo, deben colocarse en
un contenedor o cubeta de plástico, con agua limpia y aireación mientras se lleva a cabo
la limpieza de la pecera.
5.2 Descripción del sistema de medicación
Los organismos enfermos son aislados en un sistema de peceras de vidrio de 11 L las
cuales se mantienen sin recirculación (Fig. 19). Todo el material que se emplea para el
mantenimiento de los organismos enfermos se encuentra aislado.
35
Fig. 19 Sistema de medicación de H. erectus
En las siguientes paginas (Tablas 8a - h) se presentan algunas de las principales afecciones
que se han registrado en caballitos de mar en cultivo, así como los agentes infecciosos, la
sintomatología y algunos tratamientos reportados.
36
Tabla 8 a - Enfermedad causada por ectoparásitos (parásitos externos) (Tomado de Will Wooten, 2005)
AGENTE INFECCIOSO
QUE LO ORIGINA
Cryptocaryon irritans,
Amyloodinium (Oodinium)
ocellatum, Brooklynella
hostilis, crustáceos parásitos,
trematodos de agallas,
Glugea, etc.
Infecciones por ectoparásitos se originan por ineficientes o nulas
practicas de cuarentena. La mayoría de peces capturados albergan
ectoparásitos normalmente sin problemas, pero cuando los peces
infectados se ven bajo situaciones de estrés por la captura
(transporte, confinamiento en peceras en ocasiones sin alimento) o
cuando las condiciones del cultivo no son optimas el sistema inmune
se debilita dando oportunidad a los parásitos de infestar al huésped
Con una cuarentena apropiada y tratamiento antes de colocar a los
organismos en los acuarios, normalmente los ectoparásitos pueden
ser erradicados con facilidad.
SINTOMAS






Parasitos visibles al examinar los organismos
Manchas blancas, úlceras, ampollas, etc
ojos nublados
se tallan en el sustrato
comportamiento errático
• signos de estrés (decoloracion, respiración
agitada, etc)
Parásitos causan la muerte de diversas formas:
Parasitismo directo Pueden consumir gran parte de
los nutrientes de su anfitrión el cual puede morir de
desnutrición. Los hospederos pueden morir de asfixia
debido a la infestación severa de las branquias.
Además, los parásitos suelen causar heridas abiertas a
lo largo del cuerpo del huésped, y esto, combinado con
el estrés debido a la desnutrición, conduce a una
infección secundaria interna, generalmente por una
bacteria.
TRATAMIENTO
La major forma de prevenir esta enfermedad es a través de una cuarentena rigurosa, la cual debe
hacerse en acuarios de cuarentena específicos. Los tratamientos son:
Formalina Uno de los tratamientos mas comunes y económicos contra protozoarios y trematodos. Se
llevan a cabo baños de formalina siguiendo las instrucciones del fabricante. Verde de Malaquita
Químico efectivo, se usa para casi todos los parásitos externos siguiendo las instrucciones del
fabricante durante la cuarentena. Azul de Metileno Tratamiento común para caballitos. Sus
propiedades terapéuticas disminuyen algo de la tensión provocada por el tratamiento de
enfermedades. Se llevan a cabo baños o como tratamiento de cuarentena a largo plazo, según
indicaciones del fabricante. Baños de agua dulce Extremadamente efectivos contra los parásitos en
las agallas.
MUCHA PRECAUCIÓN CON EL USO DE SULFATO DE COBRE CON CABALLITOS DE MAR Su piel sin
escamas es extremadamente sensible a las propiedades abrasivas del cobre y de otros metales.
Niveles de CuSO4 nunca deben estar por encima de 0.25 ppm, siendo lo ideal una concentración de
0.19 ppm El tratamiento con CuSO4 puede suprimir el sistema inmunológico, abriendo la puerta
para las infecciones secundarias de patógenos.
37
Tabla 8 b – Enfermedad causada por endoparásitos (parásitos internos) (Tomado de Will Wooten, 2005)
AGENTE INFECCIOSO
QUE LO ORIGINA
Protozoos, gusanos planos, trematodos, tenias,
lombrices, etc.
Infecciones parasitarias internas son tan
comunes como las externas. Con una cuarentena
adecuada y estas se pueden evitar. En muchos
casos, con condiciones adecuadas de agua si los
organismos están sanos, los caballitos de mar
pueden vivir en simbiosis con parásitos internos
durante muchos años sin problemas.
SINTOMAS
• Desgaste lento / pérdida de peso
•En ocasiones son expulsados por la abertura anal
Por lo general, estos parásitos se fijan en el tracto
digestivo del ejemplar infectado, consumiendo
constantemente los nutrientes vitales para la salud del
organismo. Si no se trata a tiempo, la desnutrición
avanza y puede conducir a la muerte.
TRATAMIENTO
Existen en el mercado medicamentos contra protozoarios y/o muy eficaces en el tratamiento de
parásitos internos. Se pueden administrar a través del alimento (artemia), o directamente en el agua
de cultivo
Metronidazole (flagyl) Eficaz tratamiento contra infecciones de protozoarios internas. Se debe
suministrar ingerido.
Niclosamide y Praziquantel ambos efectivos contra infecciones de gusanos, deben ser suministrado
via alimento para ser efectivo. En ocasiones son dificiles de conseguir.
Baños de agua dulce Efectivos contra endoparasitos como trematodos. Aunque por lo general, son
más efectivos contra ectoparásitos.
38
Tabla 8 c - Exophthalmia ("Pop Eye") (Tomado de Will Wooten, 2005)
QUE LO ORIGINA
Exoftalmia no es exactamente una enfermedad, sino un síntoma de estrés que puede ser provocada
por diversos motivos. Puede ser una respuesta a infecciones bacterianas, por parásitos u hongos.
Normalmente si la condición aparece en un solo ojo, esta pudo haber sido causada por lesiones
físicas, tales como el lastimarse con una roca.
SINTOMAS
TRATAMIENTO
• Protuberancia severa del ojo
No existe ningún tratamiento directo para exoftalmia, sino que hay que eliminar el agente causante.
Si se deja sin tratar, la exoftalmia puede llegar a causar
daños en el (los) ojo (s) como infecciones. También
puede ser un signo de problemas más graves que
pueden llegar a causar la muerte del organismo.
Mantener las condiciones estables del agua de cultivo y la alimentación con alimento medicado con
un antibacteriano (hecho en el área de cuarentena) puede resultar eficaz. Recambios grandes con el
fin de corregir problemas obvios en la calidad del agua son útiles en el tratamiento de esta
condición.
39
Tabla 8 d – Burbujas de gas internas (Tomado de Will Wooten, 2005)
QUE LO ORIGINA
Se cree que es causada infección bacteriana o por una super-saturación de gas del agua de cultivo.
En el primer caso, las burbujas son el producto de desecho de las bacterias que infectan y quedan
atrapadas debajo de la piel.
Super-saturación de gas causa problemas similares a aquellos que afecta a buzos. En ese caso cuando
los niveles de gas en el agua son mucho mayores de lo normal y debido a que la presión en el interior
del organismo es menor que la presión en el agua que se encuentra saturada se origina que estas
burbujas aparezcan debajo de la piel de los caballitos.
SINTOMAS
TRATAMIENTO
• Burbujas de aire subcutáneas que aparecen en
cualquier parte de la cabeza, el cuerpo o la cola.
• Complicaciones en la flotabilidad y el movimiento
Diamox baños con este medicamento
Las burbujas pueden causar estrés en el organismo
cuando surgen los problemas de flotabilidad y de
movimiento. Si no se controla, la enfermedad puede
llegar a causar la muerte debido al estrés generado. La
aparición de esta condición puede ser signo de
problemas más graves.
Como un tratamiento temporal, se puede efectuar un piquete de las burbujas con una aguja estéril
para proporcionar algo de alivio al organismo.
Para realizar la punción, la aguja se esteriliza con con alcohol isopropílico o a través de una llama
(asegurando enfriar la aguja antes de la punción). Esta se inserta en la burbuja de aire paralela al
cuerpo. Suavemente se comprime la burbuja para sacar el aire del interior. Como medida de
precaución, el caballito se coloca en cuarentena y se trata con con un agente antibacteriano durante
uno o dos días para dar tiempo a que la punción sane.
Se debe corregir el problema de la sobresaturación de gas en el agua. Se puede hacer un recambio
grande de agua, se debe revisar que la bomba de agua no este proporcionando una agitación de agua
extra o que ingrese aire al sistema. Si la condición persiste, se deberá revisar la forma de trabajar del
sistema de cultivo.
40
Tabla 8 e – Burbujas de gas internas (Tomado de Will Wooten, 2005)
QUE LO ORIGINA
Las posibles causas de burbujas de gas internas aun son tema de discusión. Se cree que son
originadas por los mismos factores que las burbujas internas: super-satuarción de gas o
infección bacteriana.
Si se deja que la condición avance sin tratamiento, normalmente es demasiado tarde para el
organismo.
TRATAMIENTO
SINTOMAS
Existen dos formas de tratar esta condición:




Hinchazón severa de todo el cuerpo
Burbujas de gas externas
Exfoltalmia
Complicaciones en el movimiento y la
flotabilidad
El problema mas grave con esta enfermedad es
debido a sus efectos paralizantes de los órganos
internos. Si no se trata a tiempo, los órganos se
dañan de forma irreversible de forma que se
corre el riesgo de una insuficiencia de órganos
grave.
Colocando al organismo en una cámara de descompresión que se encuentre por lo menos
tres veces más baja que la presión del acuario en donde el caballito reside. El caballito debe
quedar en el fondo de la cámara y permanecer ahí por 4 horas. Este tratamiento no es fácil de
llevarse a cabo por los costos y generalmente no está disponible para los aficionados.
Además, los órganos generalmente se encuentran muy dañados
El tratamiento con Diamox cuyo principio activo es la Acetazolamida ha probado ser exitoso.
Es un medicamento muy usado para tratar problemas de gas en caballitos de mar. Se prepara
una solución disolviendo 1/8 de tableta de 250 mg (en una cucharada de agua libre de
pirógenos). Esta solución se inyecta en pequeños camarones fantasma congelados. Se dan
dos camarones por día durante cuatro días. Es efectivo si se suministra temprano al aparecer
la enfermedad y se lleva a cabo de forma correcta.
41
Tabla 8 f - Enfisema de la bolsa (Tomado de Will Wooten, 2005)
QUE LO ORIGINA
La causa aun es objeto de discusión. Originalmente se pensó que podría atribuirse a embriones que no
se expelen en el nacimiento y que causan pudrición de la bolsa. En el proceso de descomposición se
producen gases que inflan la bolsa (aunque en ocasiones esta condición se presenta en machos
“vírgenes”) . Otra posible causa es a partir de micro-burbujas presentes en la columna de agua y que
se puede acumular en la bolsa durante los rituales de apareamiento propiciando las infecciones
bacterianas (cuyos productos de desecho, los gases, llenan la bolsa).
Investigaciones más recientes, han propuesto una causa más probable. Un proceso biológico conocido
como la hidratación de CO2 (g), el gas de dióxido de carbono, a H2CO3 (aq), ácido carbónico. Este
proceso se produce a nivel celular. La enzima conocida como anhidrasa carbónica cataliza la
hidratación de CO2 (g) con H2O (l) a H2CO3 (aq), ácido carbónico. Cuando esta reacción se altera, el CO2
no se convierte en H2CO3, lo que conduce a una acumulación de gas dióxido de carbono en los tejidos
de bolsa. La causa exacta de la interrupción de este proceso, sin embargo, sigue siendo desconocida.
SINTOMAS
• Bolsa demasiado inflada / hinchada
• La locomoción y la flotabilidad se ven severamente
obstaculizadas
Sólo afecta a los caballitos de mar machos (en la
bolsa). Si no se trata, la condición hará que el macho
infectado tengagraves problemas de flotabilidad y una
locomoción limitada lo que puede conducir a estrés e
infección secundaria. Debido a esto se pierde el
apetito con lo cual el caballo puede morir de hambre.
Si la condición se prolonga se pueden ocasionar
lesiones internas.
TRATAMIENTO
Se emplea Azetazolamida de 250 mg y una jeringa con aguja de diabeico de ½ cc
Quitar la punta afilada de la aguja con unas tijeras. Se prepara la solución disolviendo: ¼ de tableta de
Acetazolamida en dos tazas de agua de mar. Se debe asegurar que la pastilla se disuelva
completamente. Con una mano se sostiene al organismo y con la otra se inserta la jeringa dentro de la
bolsa y se expulsa todo el contenido de la jeringa. Se debe tener mucho cuidado para no lastimar la
bolsa. Repetir este tratamiento los próximos dos días para un total de tres tratamientos consecutivos.
42
Tabla 8 g – Erosión de la carne (Tomado de Will Wooten, 2005)
AGENTE INFECCIOSO
QUE LO ORIGINA
Bacterias del genero Vibrios
Si el patógeno está presente y coincide con un
deterioro en la calidad del agua, puede producirse
la infección que afecta la carne y piel de los
organismos. Si el sistema de cultivo permanece
estable, es probable que la enfermedad no se
presente. Si se presenta, con una cuarentena
apropiada y el debido tratamiento, esta
enfermedad se puede aliviar por completo e
incluso se puede evitar.
SINTOMAS
• Erosión / descamación de la piel
• Ojos nublados
• respiración agitada
• hinchazón
Las infecciones de este tipo, puede causar una muerte
horrible para los caballitos de mar. La enfermedad se
manifiesta por el consumo de la carne del organismo hasta
el hueso. Esto causa un daño irreparable que lleva a la
muerte del organismo.
TRATAMIENTO
El mejor tratamiento para las infecciones bacterianas siempre es preventivo a través de una
cuarentena apropiada, pero si está presente una infección en el tanque, la hospitalización de los
ejemplares infectados y el tratamiento con agentes antibacterianos es la única solución.
Se recomienda el uso de medicamentos que combatan ambos espectros de bacterias (Gram + y
Gram-), ya por lo general se puede detener la progresión en pocos días (ej: Furano + Paragon II).
Se emplea la dosis según las instrucciones del fabricante. Los fármacos de la familia de las
tetraciclinas también pueden ser de ayuda, aunque pueden ser difíciles de conseguir (doxiciclina,
oxitetraciclina). Los tratamientos tópicos tales como la neomicina (Neosporin), yodo o soluciones
de formalina administrados de tres a cuatro veces al día sobre la zona afectada también puede
ayudar en el control de la progresión de la enfermedad.
43
Tabla 8 - Putrefacción del hocico (Tomado de Will Wooten, 2005)
AGENTE INFECCIOSO
QUE LO ORIGINA
Bacterias del genero Vibrios
Hongos
Es causada ya sea por infección fúngica (en cuyo
caso el hocico será rosáceo) o infección
bacteriana (en cuyo caso el hocico será blanco). Si
se deja sin tratamiento, la enfermedad a menudo
aparece cuando empeora la calidad del agua o
durante períodos prolongados de estrés.
Esta condición se debe controlar con pretratamiento en la cuarentena inicial.
SINTOMAS
• Decoloracion e hinchazón de la boca
• Pérdida del apetito
• Tejido erosionado en el hocico
Al infectarse, caballitos de mar en general no se
preocupan por la podredumbre hocico. Conforme la
enfermedad avanza, sin embargo, las partes de la
boca de un caballito de mar infectadas pueden llegar
verse muy afectadas (destruidas) que la alimentación
ya no es posible. Esto provoca la muerte inevitable.
TRATAMIENTO
Al igual que con las bacterias que causen al erosión de la carne, el mejor tratamiento para la
putrefacción hocico es preventiva con una debida cuarentena antes de su liberación en el tanque de
exhibición. La enfermedad no siempre se manifiesta de inmediato, sin embargo. Afortunadamente, el
tratamiento no es muy difícil.
El mejor tratamiento es mediante el uso de una combinación de medicamentos en peceras de
cuarentenal. Se deben usar medicamentos que ataquen bacterias gram +, gram-bacterias y hongos (ej:
Paragon II). Para su uso se recomienda seguir las instrucciones del fabricante (en casos severos, un
doble tratamiento puede ser necesario). Los tratamientos tópicos tales como la neomicina (Neosporin)
y yodo o soluciones de formalina suministradas tres a cuatro veces al día sobre la zona afectada
también pueden ayudar en el control de la progresión de la enfermedad.
44
6
Anexos
Anexo 1 - Hoja de registro y biometría mensual
Especie ________________
Fecha_________________ Localidad_________________
No. organismo
No.
pecera
(Clave Id)
Sx
Altura*
Peso*
45
Observaciones
Anexo 2 - Procedimientos de Cuarentena
Procedimiento 1- Eliminación de parásitos externos.
Antes de ingresar cualquier organismo recién llegado de campo al área de cuarentena, debe
llevarse cabo un baño de formol para la eliminación de ectoparásitos.
a) Preparar una solución de formol (0.25 ml / L de agua de mar). (ej. 2.5 mL / 10 litros)
b) Mantener la temperatura de la solución entre 24 y 28 °C (utilizar hielo dentro de botes
plásticos y/o bolsas)
c) Colocar al (los) organismo (s) dentro de la solución por un lapso de 10 minutos.
d) Transcurrido el tiempo, los organismos se colocan en las peceras del área de cuarentena
las cuales se mantienen sin recirculación empleando agua pasada por filtro UV; se
suministra aireación.
e) Se coloca un organismo por pecera. El día de recepción no se alimenta a los organismos.
Procedimiento 2- Eliminación de parásitos internos
Procedimiento que se lleva a cabo al día siguiente de la recepción de organismos recién
capturados.
Mañana
Tarde
Día 1
*5 gotas a cada pecera una hora
*5 gotas a cada pecera 1 hora antes
antes de la primer alimentación
de la ultima alimentación
Día 2
*Sifoneo y recambio del 50 % del
agua
*5 gotas a cada pecera 1 hora antes
*5 gotas a cada pecera una hora
de la ultima alimentación
antes de la primer alimentación
Día 3
*Sifoneo y recambio del 50 % del
agua
*5 gotas a cada pecera 1 hora antes
*5 gotas a cada pecera una hora
de la ultima alimentación
antes de la primer alimentación
Instrucciones según el medicamento empleado: Desinfectante en Gel Ultra Cure Px (gel tek)
Durante los días de la desparasitación, se debe vigilar muy de cerca el estado general de los
organismos, su alimentación y la calidad de agua en las peceras (como se mantienen en
recirculación deberán llevarse a cabo los recambios de agua establecidos).
Después de los procedimientos 1 y 2, los organismos deben mantenerse en cuarentena con
recirculación de agua para ahí continuar con observación y alimentación individualizada. Se
recomienda mantener a los reproductores en esta área hasta el momento que se asegure que
aceptan bien el alimento que se les ofrece y no se detecten signos de enfermedad.
46
Procedimiento 3- Inmunoestimulación e inducción del apetito
8.00 am: Se pesa la cantidad de artemia adulta requerida y se coloca por dos horas en la en la
solución de Vitaminas previamente preparada.
Para 25 gr de
Artemia
2.5 mL de Catosal +
1.25 mL de VitanhegraB-12 +
0.625 mL de Aderogyl
Para 50 gr de Artemia
Para 100 gr de Artemia
5 mL de Catosal +
2.5 mL de Vitanhegra B-12 +
1.25 mL de Aderogyl
10 mL de Catosal +
5 mL de Vitanhegra B-12 +
2.5 mL de Aderogyl
En 1 L de agua de mar
En 2 L de agua de mar
En 4 L de agua de mar
Procedimiento 4 Enriquecimiento
12:00 pm: Se pesa la cantidad de artemia requerida y se coloca por dos horas a enriquecer antes
de darla como alimento
Para 25 gr de
Artemia
5 mL DHA Super Selco
Para 50 gr de
Artemia
10 mL DHA Super
Selco
En 1 L de agua de mar En 2 L de agua de
mar
Para 100 gr de
Artemia
20 mL DHA Super
Selco
En 4 L de agua de
mar
Procedimiento 5 Medicación
5:00 pm Se pesa la cantidad de artemia adulta requerida y se coloca por dos horas en la en la
solución con el medicamento previamente preparado.
Para 25 gr de
Artemia
1/2 tabletas Baytril
(150 mg)
En 1 L de agua de mar
Para 50 gr de
Artemia
1 tableta Baytril (150
mg)
En 2 L de agua de mar
Para 100 gr de
Artemia
2 tabletas Baytril (150
mg)
En 4 L de agua de
mar
Transcurrido el periodo de cuarentena cada organismo será trasladado al sistema de
mantenimiento al que fue asignado.
47
Anexo 3
Formato de registro de parámetros fisicoquimicos
Sistema:
Fecha
Temp
Sal
pH**
Nitritos
NO2
°C
ppt
(7.4-8.6)
mg/L
Nitratos Amonio
NO3 NH3/NH4
mg/L
mg/L
_____________________________________________
Calcio
Ca
Fosfato
PO4
Hierro
Fe
D. Gen´
GH
D. Car´´
KH
mg/L
mg/L
mg/L
mg/L
mg/L
Observaciones
´Dureza General (solo agua dulce)
**agua dulce y salada
´´Dureza Carbonatada (agua salada)
48
Anexo 4
Bitacora de registro de alimentaciones y rutina de limpieza
SISTEMA
___________
No
org.
Peso
prom.
T.A
A
TIPO DE ALIMENTO
Artemia sin enriquecer
AE
Artemia enriquecida
AV
Artemia vitaminada
Anfipodos
AN
al inicio del mes
T.A
RESP
Observaciones
1
2
3
4
5
6
≠
25
26
27
28
29
30
31
49
TEMP
SAL
Recambio
2:00
6:00
pm T.A RESP pm
Camb filtro
Limp.
peceras
Limp. pastos
RESP
Sifoneo
10:00
am T.A
RUTINA DE CHEQUEO Y LIMPIEZA DEL SISTEMA
Cheq. Sist
ALIMENTACION (gr)
Responsable
Observaciones
Anexo 6 - Registro de tratamiento de organismos enfermos
FECHA DE INGRESO
PROVIENE DE LA PECERA
FECHA DE EGRESO
PECERA DE MEDICACION
DIAGNOSTICO
DIA
FECHA
TRATAMIENTO SUMINISTRADO
OBSERVACIONES
50
Anexo 7 Procedimientos de Medicación para H. erectus
1 - Tratamiento de Enfermedades causadas por parásitos externos
Enfermedad
Parásitos
externos
Síntomas
Parásitos visibles al examinar los
organismos; manifiestan como
manchas blancas, úlceras,
ampollas; ojos nublados; se tallan
en el sustrato; comportamiento
errático o salvaje; signos de
estrés (decoloracion, respiración
agitada, etc)
Tratamiento (s)
Tratamiento con
formol
a)
b)
Formalina
(0.25 ml / L de agua)
c)
d)
51
Procedimiento (s)
Preparar una solución de formol (0.25 ml / L
de agua de mar). (ej. 2.5 mL / 10 litros)
Mantener la temperatura de la solución
entre 24 y 28 °C (utilizar hielo dentro de
botes plásticos y/o bolsas)
Colocar al (los) organismo (s) dentro de la
solución por un lapso de 10 minutos.
Transcurrido el tiempo, los organismos se
colocan en las peceras del área de
medicación
Estas se llenan con agua pasada por filtro UV,
con flujo cerrado y aireación. Se coloca un
organismo por pecera.
2 - Tratamiento de Enfermedades causadas por parásitos externos
Enfermedad
Síntomas
Tratamiento (s)
Parásitos
internos
Perdida lenta de peso; en
ocasiones la abertura anal se
inflama
Desparasitación
Desinfectante en Gel
Ultra Cure Px
Procedimiento
Mañana
Día 1
*5 gotas a cada pecera
una hora antes de la
primer alimentación
Día 2
*Sifoneo y recambio del
50 % del agua
*5 gotas a cada pecera
una hora antes de la
primer alimentación
*Sifoneo y recambio del
50 % del agua
*5 gotas a cada pecera
una hora antes de la
primer alimentación
Día 3
52
Tarde
*5 gotas a cada
pecera 1 hora antes
de la ultima
alimentación
*5 gotas a cada
pecera 1 hora antes
de la ultima
alimentación
*5 gotas a cada
pecera 1 hora antes
de la ultima
alimentación
3 - Tratamiento de Enfermedades causadas por gas
Enfermedad
Síntomas
Burbujas de gas
externas
Burbujas de aire subcutáneas
(debajo de la piel) en la cabeza,
cuerpo o cola
Burbujas de gas
internas
Los organismos presentan
problemas de flotabilidad y de
movimiento
Hinchazón severa del cuerpo
Tratamiento (s)
Procedimiento 1
Acetazolamida
pastillas de 250 mg
Burbujas de aire subcutáneas,
hinchazón severa del cuerpo
Se disuelve ¼ de pastilla en 3 mL de agua libre de
pirogeno. Se suministra 1 mL acetazolamida
directamente en la boca con ayuda de una jeringa
sin aguja por día.
Suministrar el medicamento durante 3 días.
Si sobra medicamento preparado se mantiene a
temperatura ambiente (15 y 30°C)
Se presentan también burbujas
de gas subcutaneas y problemas
de flotabilidad y movimiento
Burbujas de gas
internas y
externas
Procedimiento
Si es necesario complementar con procedimiento
de baño de agua fría
Procedimiento 2
Baño de agua fría
Dar un baño de agua de mar fría durante 10
minutos.
Se coloca hielo en el recipiente plástico (1 L) y al
mismo tiempo se sumerge al organismo.
Repetir el procedimiento por 5 días máximo.
53
4 - Tratamiento de Enfermedades causadas por patógenos
Enfermedad
Síntomas
Tratamiento (s)
Procedimiento
Erosión / desprendimiento piel;
Procedimiento 1
Baño de sal
a) Preparar una solución con sal (1 cucharada de sal / Lt.
de agua de mar) (50 ppm)
b) Sumergir al organismo durante 10 minutos. Colocar
aireación en el recipiente durante este tiempo.
c) Repetir el procedimiento por 5 días máximo.
El Yodo se prepara en solución (1:10). Una parte yodo,
diez de agua libre de pirogenos
Heridas o manchas
(otros signos: ojos nublados;
respiración agitada; Inflamación)
Manchas en la piel
Enfermedades
causadas por
patógenos:
Vibrios,
pseudomonas,
etc
Procedimiento 2
Yodo
Poner 1 gota de yodo directamente en herida o mancha
Erosión / desprendimiento piel;
Manchas o abscesos en la piel.
Erosión / desprendimiento piel;
Manchas o abscesos en la piel.
Procedimiento 3
Pomada de
Gentamicina
Desinfectante /
Cicatrizante
Procedimiento 4
Baitryl
Pastillas de 250 mg
(Oral directa)
Repetir el procedimiento durante 5 días.
Colocar la pomada directamente en la herida con ayuda
de un isopo: mantener la herida con el medicamento
fuera del agua (sumergir al cabeza en el agua para evitar
estrés adicional)
Repetir el procedimiento durante 5 días.
Se prepara la solución: ¼ de pastilla en 3 mL de
agua libre de pirógeno. Se suministra 1 mL de la
solución directamente en la boca con ayuda de una
jeringa esteril Se da una dosis por día (durante 5
días). Si es necesario complementar con
procedimiento de baño de sal, yodo y/o
gentamicina.
Si sobra medicamento preparado se mantiene a
temperatura ambiente (15 y 30°C)
54
Enfermedad
Enfermedades
causadas por
patógenos:
Vibrios,
pseudomonas,
etc
Síntomas
Tratamiento (s)
Procedimiento
Erosión / desprendimiento piel; Manchas o
abscesos en la piel.
Procedimiento 5
Baitryl
Pastillas de 250 mg
(Oral via alimento)
Ver procedimiento # 5 de cuarentena
para determinar cantidades
Heridas en la piel (llagas, piel levantada, ausencia
de piel).
Procedimiento 6
Acriflavina
Se alimenta durante 5 días (una ración
al día)
Día1
Día3
Día 5
Día 7
55
Agua limpia + 20
gotas de
acriflavina
Recambio de
agua al 100% +
20 gotas de
acriflavina
Recambio de
agua al 100% +
20 gotas de
acriflavina
Recambio de
agua al 100%
Sin recambio
de agua
Sin recambio
de agua
Sin recambio
de agua Sin
recambio de
agua
7
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