Reproducción Artificial de Peces Nativos en la Estación Piscícola

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Reproducción Artificial de Peces Nativos
en la Estación Piscícola Mausa
San Ignacio de Moxos – Bolivia
2008
Reproducción Artificial de Peces Nativos en la Estación Piscícola Mausa
1
Hoyam – Mojos
Centro de Estudios Hoya Amazónica
Estación Piscícola Mausa
Reproducción Artificial de Peces Nativos en la Estación Piscícola
Mausa
San Ignacio de Moxos
Beni – Bolivia
2008
Reproducción Artificial de Peces Nativos en la Estación Piscícola Mausa
2
Título original: Reproducción Artificial de Peces Nativos en la Estación Piscícola Mausa
Autor: José L. Mamani León
Derechos reservados: Centro de Estudios Hoya Amazónica (Hoyam – Mojos)
ISBN:
Depósito legal:
Revisión y Dirección: Jordi Pascual Sala.
Fotografías: Hoyam – Mojos
E-mail: info@hoyam-mojos.org
Reproducción Artificial de Peces Nativos en la Estación Piscícola Mausa
3
Contenido
Presentación
6
......................................................................................................................................................................................................................................................................
Introducción
7
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Construcciones
9
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Insumos
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Tipos de inductores
17
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¿Como funcionan los inductores en el organismo de los peces?
18
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Captura y manejo de los reproductores en su hábitat natural para transportarlos al Centro de Reproducción
19
......................................................................................................................................................................................................................................................................
Densidad y modo de siembra de los reproductores capturados
19
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Manejo de los reproductores en cautiverio y de los viveros de los reproductores
20
......................................................................................................................................................................................................................................................................
Selección de los reproductores
22
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Proporción de machos y hembras
26
......................................................................................................................................................................................................................................................................
Forma de calcular la cantidad de hormona y suero fisiológico
27
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Inducción a desove
32
......................................................................................................................................................................................................................................................................
Horas grado
33
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Desove
33
......................................................................................................................................................................................................................................................................
Reproducción Artificial de Peces Nativos en la Estación Piscícola Mausa
4
Incubación
35
......................................................................................................................................................................................................................................................................
Manejo de reproductores después del desove
37
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Eclosión
37
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Manejo desde larvas, post larvas y alevines
38
......................................................................................................................................................................................................................................................................
Preparación del vivero para los alevines
42
......................................................................................................................................................................................................................................................................
Siembra de las Post larvas en los viveros de alevinaje
43
......................................................................................................................................................................................................................................................................
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Presentación
La producción de Pacú y Tambaquí a nivel nacional va en aumento año tras año. En los últimos 5 años se ha duplicado. Este incremento se debe
a la mejora en las técnicas de cría del pescado por parte de los piscicultores y al aumento de la superficie de engorde. Unidos ambos
aspectos a un incremento importante de la demanda del pescado en el mercado nacional, que en realidad está por encima de la oferta
disponible, el incremento de la producción seguirá por mucho tiempo más.
Los productores tienen muchos problemas para obtener alevines de las especies mencionadas, porque en Bolivia no existen muchos centros
de producción de alevines. Por esta razón, algunos empresarios han importado larvas desde el Brasil para poder abastecer el mercado
nacional, sin considerar los peligros que podrían causar cuando existan fugas de los viveros a los cuerpos de agua naturales.
Es importante recordar los riesgos ambientales que conlleva la introducción de animales de otros países (con acerbos genéticos distintos a
los de las poblaciones autóctonas), así como la importancia de producir y consumir lo nuestro, para poder fortalecer a nuestro tejido
productivo y tender a la sustitución de las importaciones con producción nacional.
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Introducción
En cautiverio existen peces nativos que se pueden reproducir naturalmente, especialmente aquellas especies que son de aguas estancadas
como las lagunas; pero también existen peces que no se pueden reproducir naturalmente en cautiverio, estas especies son de aguas
corrientes (ríos).
Algunas de las especies que se reproducen
naturalmente en cautiverio:
-
Tucunaré (Ciclha sp).
Seti (Astronotus ocellatus).
Buchere (Hoplosternum littorale).
Bentón (Hoplias malabaricus).
Algunas de las especies que no se
reproducen naturalmente en cautiverio:
-
Pacú (Colossoma macropomun).
Tambaquí (Piaractus brachypomus).
Sábalo (Prochylodus nigricans).
Boga (Zchizodon fasciatum).
Surubí (Psedoplatisma trigrinum).
Desde el punto de vista comercial, hay poco interés en las especies que se reproducen naturalmente en cautiverio; por esta razón desde los
años 70 los países vecinos como Brasil, Colombia y Venezuela han desarrollado técnicas de reproducción inducida de las especies de mayor
interés comercial, casi todas propias de los ríos Amazónicos.
La finalidad de realizar este manual es que todos los técnicos o personas interesadas puedan producir alevines de Pacú y Tambaquí de una
manera sencilla.
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Figura 1. Algunas especies que se reproducen naturalmente en
cautiverio
Figura 2. Algunas especies que no se reproducen naturalmente en
cautiverio
Buchere
Bentón
Serepapa
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Pacú
Boga
Tambaquí
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Construcciones
a) Laboratorio
Se pueden construir laboratorios sencillos, con materiales disponibles y no muy caros, existentes en el lugar. El laboratorio debe construirse
cerca de las pozas de reproductores y alevines
Figura 3. Diseño de la distribución de las pozas y del laboratorio en una Estación Piscícola.
Pozo subterráneo
Tanque elevado
Pozas para
reproductores
Piscina
Laboratorio
Pozas para
alevines
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9
Figura 4. Diseño de un laboratorio
Tubo para el ingreso del
agua a las incubadoras
Filtro de
succión
Tanque para
mantener constante
la carga de ingreso
del agua a las
incubadoras
Filtro de
expulsión
Manguera
de expulsión
Tanque
elevado
Motobomba
Manguera
de succión
Piscina para
reserva de
agua
Armazón
para el
ambiente
del
laboratorio
Salida del agua a
la piscina, de las
incubadoras y de
los tanques de
inducción
Filtro para la
entrada del
agua a las
incubadoras
Incubadoras
Manguera para la
entrada del agua
a la incubadora
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Tacho
con
filtro
Tubo para el ingreso del
agua a los tanques donde
se induce a los
reproductores
Tanque de
cemento donde se
induce a los
reproductores
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b)
Viveros o pozas
Los viveros para los reproductores, alevines y engorde, tienen que ser construidos en suelos arcillosos (gredosos), para evitar mucha pérdida
de agua lo cual aumentaría los costos de mantenimiento.
- Para reproductores
No es necesario que sean demasiado grandes y muy profundas. Los viveros pueden ser como muestran las figuras 5 y 6.
Figura 5. Profundidad de la poza y del agua, para los viveros de reproductores.
1,5 a 2 m
2,3 m
Cuando se tiene mucha disponibilidad de agua por medio de gravedad, la profundidad de la poza puede ser 1,5 m.
Figura 6. Tamaño ideal de la poza para reproductores.
40 a 50 m
15 m
Los viveros de los reproductores en lo posible tienen que estar cerca del laboratorio, para facilitar el transporte de los reproductores en el
momento de la inducción.
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- Para alevines
Las pozas adecuadas pueden ser como muestran las figuras 7 y 8.
Figura 7. Profundidad de la poza y del agua para los viveros de alevines.
1 a 1,5 m
1,8 m
Cuando se tiene mucha disponibilidad de agua por medio de la gravedad, la profundidad de la poza puede ser de 1 m.
Figura 8. Tamaño ideal de la poza para alevines.
30 a 40 m
15 m
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Figura 9. Ubicación de las pozas de alevines, reproductores y laboratorio en la Estación Piscícola Mausa.
Viveros
para
alevines
Laboratorio
Viveros para
Reproductores
Insumos
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a) Agua
No es suficiente con disponer de agua, es necesario que ésta sea de buena calidad, ya que ello influye en la producción de alevines, en el
normal desarrollo de los huevos, larvas, post larvas y de los alevines; y en la sanidad de los peces. Además se debe contar con mucha
disponibilidad de agua.
Las aguas que se pueden usar para producir alevines pueden ser del subsuelo, de viveros, de lagunas y de ríos que no tengan ningún tipo de
contaminantes.
Las aguas de las lagunas en Moxos se pueden usar antes de las lluvias y después de muchas lluvias. No se pueden usar aguas recién
acumuladas, porque estas aguas están saturadas de nutrientes que fueron arrastrados de las pampas.
- Parámetros físico-químicos del agua
Una buena calidad de agua presentará los siguientes parámetros:






Oxígeno con valores por encima de 4 mg/l
Temperaturas de 26 a 30 °C
pH con valores de 6.5 a 8
Amonio debajo de 0.02 mg/l
Transparencia de 40 a 50 cm.
Color de agua un poco verdosa.
Las aguas subterráneas son muy pobres en oxígeno y tienen muchos componentes químicos indeseables. Es recomendable oxigenar bien estas
aguas antes de mandarlas a las incubadoras. Para ello el agua de pozo se puede hacer caer de una altura, se puede esparcir mediante una
ducha o un aspersor, se puede golpear, etc. También estas aguas acostumbran a ser algo frías. Por ello se tendrían que calentar al sol antes
de mandarlas a las incubadoras.
En el caso de utilizar aguas superficiales, es necesario filtrarlas bien antes de mandarlas a las incubadoras, puesto que pueden contener
zooplancton patógeno, parásito o predador de las larvas de los peces.
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b) Alimento
- Para reproductores
Un alimento apropiado para ellos es de 20 % de proteína (50 % de torta de soya, 25 % de afrecho de arroz y 25 % de harina de maíz). Se
alimenta al 1 % de su peso cuando no está en las épocas de reproducción y cuando ya lo está se alimenta al 0.75 % del peso corporal. Se
puede alimentar a los reproductores dos veces al día. Cuando se quiere hacer una selección de los reproductores no se tiene que alimentar
dos días antes del día programado para la selección. En algunas oportunidades los reproductores no comen el alimento que se les suministra
por falta de oxígeno y durante los sures es necesario suspender la alimentación hasta que se eleven las temperaturas.
- Para larvas y post larvas
El estado de larvas se considera desde que eclosionan los embriones de los huevos hasta que éstas empiezan a comer alimento externo
(exógeno). Este periodo dura de tres a cuatro días de acuerdo a la temperatura del agua, en este tiempo las larvas se alimentan de su saco
vitelino, por tanto no es necesario suministrar ningún tipo de alimento. Cuando empiezan a comer, las larvas pasan al estado de post larvas
hasta la siembra de estas en los viveros de alevinaje, este periodo dura de cinco a siete días de acuerdo a la temperatura del agua. Durante
este periodo es necesario alimentarlas con zooplancton, hasta la siembra en las pozas de alevines.
- Para alevines
Cuando se siembran las post larvas a las pozas de alevinaje, estas pozas tienen que estar llenas de plancton, por tanto el alimento esencial es
el plancton. Luego, al cabo de 15 días es necesario suministrar alimento en polvo con 40 % de proteína y con afrecho de arroz. El cálculo de
alimento se debe realizar al 15 % de su peso.
Figura 10. Alimento para las post larvas
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Fitoplancton
Zooplancton
Figura 11. Alimento para reproductores
Daphnia
Copepodo
Figura 12. Alimento para alevines
Tipos de inductores
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Los más recomendados son:
a)
Ovupelt
Esta hormona es producida en Hungría. Es un análogo del GnRH
(luteinizing hormone-releasing hormone analog) al que se le
adiciona domperidona que es un antagonista de la neurohormona
dopamina, presente en el hipotálamo. La dopamina ejerce una
acción inhibidora de la gonatropina. La dosis para las hembras es
de 10 µg/Kg y para los machos es de 5 µg/Kg.
b)
Hipófisis
Se usan de 4 a 6 mg/Kg para las hembras y para los machos de 1
mg/kg. La dosis por kilo para las hembras varía de acuerdo al
tamaño y al estado de las ovas, por ejemplo cuando una hembra es
demasiado grande es necesario inducir con 6 mg/kg.
Figura 14. Hormona Ovupelt
Figura 15. Hormona Hipófisis
¿Como funcionan los inductores en el organismo de los peces?
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Figura 16. Función de los inductores en el pez.
Luz
Temperatura
PINEAL
Melatonina
Luz
Oxígeno
Disuelto
Lluvia
Salinidad
ORGANOS DE LOS SENTIDOS
Conexiones neurales
CEREBRO
Conexiones neurales
HIPOTÁLAMO
Hormona liberadora
HIPÓFISIS
Hormonas Gonadotrópicas
GONADAS
Hormonas Sexuales
MADURACIÓN Y LEBIRACIÓN DE LOS GAMETOS
Fuente. Piscicultura Amazónica con especies nativas
Captura y manejo de los reproductores en su hábitat natural para
transportarlos al Centro de Reproducción
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Se pueden capturar en los ríos y en las lagunas donde sus aguas están conectadas a los ríos. Las capturas se realizan en dos momentos del
año: cuando las aguas suben, en la época de lluvias, y en el período en que las aguas descienden, antes del inicio de la época seca. Los
reproductores suelen encontrarse tanto en la entrada de las lagunas, como entre los “taropales” (zonas donde crece la planta acuática
flotante Eichornia sp.), debajo de los árboles frutales de cuyas frutas se alimentan (como el bibosi -Ficus sp.-, o el ambaibo -Cecropia sp.-) o
en lugares donde hay abundantes ramas y troncos. Para su captura se utilizan mallas agalleras de 20, 25 o 50 m de largo y 0,15 m de rombo.
Las mejores horas del día para capturar los peces son entre las 8 y 10 p.m. y entre las 3 y 5 a.m.
Una vez que los peces se engarzan en la malla, se les coloca inmediatamente en tanques de fibra de vidrio con unas dimensiones de 0,8 m de
longitud, 0,4 m de ancho y 0,8 m de altura, que se encuentran ya preparados en la barca o canoa. Durante el transporte se recambia el agua
constantemente. Otra forma que se practica para transportar a los peces es introducirlos en bolsas de yute que se sumergen en el agua y se
mantienen atadas a la barca mientras ésta navega. Este método no es adecuado, ya que los peces mueren a causa del estrés y del cansancio.
Una vez en la orilla, se pueden transportar en tanques con una oxigenación constante o se pueden transportar en los mismos tanques de fibra
de vidrio con una aireación y oxigenación constantes.
Densidad y modo de siembra de los reproductores capturados
Al llegar a la Estación, los reproductores se sacan del tanque, se bañan con sal muera (3 kilos de sal en 30 litros de agua) para evitar que
puedan infectarse las heridas que se hayan podido producir durante la captura y el transporte, y luego se sueltan en los viveros de
reproductores.
La densidad apropiada es de 10 m2 por kilo de peso vivo de reproductor.
Manejo de los reproductores en cautiverio y de los viveros
Manejo de los reproductores
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Es necesario mallear cada dos meses a los reproductores para que estos puedan acostumbrarse a ser manipulados, y para
apreciar el desarrollo gonadal externamente. Cuando se acerca la época de inducción, a mediados de septiembre o a principios de
octubre hay que mallearlos, porque en esas fechas ya se aprecia en las hembras la hinchazón del vientre y se pueden extraer las
ovas para su observación externa; en los machos también se aprecia el estado del semen.
Figura 17. Malleo y chequeo de los reproductores
Manejo de viveros
Es importante no dejar ingresar pastos semi acuáticos a la poza, porque ello dificulta el malleo y además impide la entrada de los rayos del
sol al agua, lo que provoca la reducción en la producción de oxígeno por fotosíntesis. Cuando existe tarope en las pozas solamente debe
cubrir un 20 % del total de la superficie de la poza.
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Se debe mantenerse estable el nivel del agua de la poza, porque cuando los reproductores se encuentran en poca agua, no existe un buen
desarrollo de las gónadas.
Figura 18. Limpieza del talud de las pozas
Selección de los reproductores
Un factor clave para el éxito de la reproducción asistida es la adecuada selección de los peces que serán sometidos a inducción. Pero antes
tenemos que contar con una planilla que contenga una guía de evaluación de reproductores para anotar la información, para analizar y luego
seleccionar.
Figura 19. Planilla de registro
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EVALUACION DE REPRODUCTORES
Fecha:
Nº de vivero:
Especie:
Características externas
Sexo
Peso
Nº
(Kg)
(Macho
o
hembra)
Estado
semen
(Espeso
o
Fluido)
Abultamiento
vientre
(Sí/No)
Poro
genital
(Rojo
o
Rosado)
Estado de las ovas
Dilatación
poro
%
%
%
Viscoso
Arracimado
Color
blanco
Tamaño
pequeño
(Sí /No)
(Sí/No)
Observaciones
a) Selección de las hembras
La selección de las hembras se realiza observando las características externas de las mismas y el estado de los ovocitos que son extraídos
por canulación o biopsia ovárica. Esta observación se realiza en el propio vivero.
-
Características externas de las hembras
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Las hembras listas para inducir deben presentar: abultamiento del vientre; poro genital dilatado, rojo o rosado.
Figura 20. Características externas del pacú
Abdomen
abultado
-
Poro genital
rosado y
poco
dilatado
Estado de las ovas
Para observar el estado de las ovas se deben sacar estas por medio de canulación de la siguiente manera: se introduce una cánula a través
del oviducto de la hembra con la ayuda de una jeringa de 5 ml acoplada al extremo de la cánula, se extrae por succión una muestra de
ovocitos, esta se coloca en una caja petri, donde se añade agua del vivero y el líquido de serra (10 % de ácido acético, 30 % de formol y 60 %
de alcohol); se remueve bien y se deja reposar de 2 a 4 minutos para observar la migración del núcleo.
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23
Una hembra lista para ser seleccionada, debe presentar ovas de un tamaño uniforme, no arracimadas (es decir no estar aglomeradas sino
separadas unas de otras), de un aspecto viscoso, color translúcido y mas del 50 % del núcleo migrado, lo cual se observa en estereoscopio. Si
la posición del núcleo es central, significa que las ovas aun no han alcanzado el estado de madurez y por tanto no se selecciona a la hembra.
Figura 21. Obtención de las ovas y forma de observarlas
Ovas
Cánula
Jeringa
b) Selección de los machos
Cuando se aplica una suave presión abdominal en un individuo macho maduro, fluye el líquido espermático, que se caracteriza por ser
considerablemente viscoso y por su color blanquecino y de aspecto lechoso. Todo el proceso se realiza en los viveros.
Figura 22. Presión abdominal para ver el estado del semen
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24
Realizando
presión
abdominal
Expulsión
del semen
Después de seleccionar a los reproductores en sus pozas se les marca con hilo (se coloca el hilo en la aleta dorsal) de un color distinto a cada
individuo y se pesan para poderlos llevar al laboratorio.
Figura 23.Forma de colocar el hilo de color y forma de pesar al reproductor
Marcando
con hilo de
color
Proporción de machos y hembras
En cada tanque se colocan dos machos y una hembra y se procede a la inducción hormonal. Es conveniente mantenerlos juntos para facilitar la
estimulación que ejerce el macho sobre la hembra para que esta desove. Se usan dos machos para garantizar la fertilización de los ovocitos.
Figura 24. Dos machos y una hembra
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Forma de calcular la cantidad de hormona y suero fisiológico
A los machos en la primera inducción se les aplica el 50 % del total de la dosis calculada y en la segunda inducción se les aplica el 50 %
restante. A las hembras en la primera inducción se les aplica el 10 % del total de la dosis calculada y en la segunda inducción se les aplica el
90 % restante. Después de la primera inducción se esperan 12 horas para aplicar la segunda inducción.
Para la inducción se puede usar Ovupelt o hipófisis.
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a) Ovupelt
Cálculo en el caso de Ovupelt
Ejemplo: Calcular la cantidad de hormona que corresponde al macho de 8,35 kg.
Datos
-
Peso del macho 8,35 kg.
5 µg de hormona/kg de peso vivo
1era. Dosis 50 % de los dosis total
2da. Dosis 50 % de la dosis total
-
Peso de la hembra 15,35 kg.
10 µg de hormona/kg de peso vivo
1era. Dosis 10 % de los dosis tota
2da. Dosis 90 % de la dosis total
Figura 25. Cantidad de hormona requerida para tres reproductores
Sexo
Marca
Peso
Dosis
Dosis total
1ra. Dosis
2da. Dosis
kg
µg/kg
µg
µg
µg
Macho
Sin Marca
8,35
5
41,75
20,875
20,875
Macho
Blanco
8,75
5
43,75
21,875
21,875
Hembra Azul
15,35
10
153,5
15,35
138,15
Total por inducción para los tres reproductores
58,1
180,9
Total para toda la inducción
239
239
Cálculo para el Macho:
Dosis total =
8, 35 kg x 5 µg/kg = 41,75 µg
Para la primera inducción =
41,75 µg x 50 % =
20,875 µg
20,875 µg
Para la segunda inducción =
41,75 µg x 50 % =
Realizando el cálculo para los tres ejemplares de la Figura 25, se requieren 58,1 µg de hormona para la primera inducción y para la segunda
inducción se requieren 180.9 µg de hormona.
- Disolución de ovupelt
Figura 26. Datos necesarios para disolver la hormona
Disolución para la primera dosis
Disolución para la segunda dosis
Total de hormona requerida (µg): 58,10 Total de hormona requerida (µg):
Reproducción Artificial de Peces Nativos en la Estación Piscícola Mausa
180,90
27
µg de hormona por bolita:
20,00 µg de hormona por bolita:
20,00
Bolitas requeridas:
2,91 Bolitas requeridas:
9,05
Suero fisiológico (ml)*:
4,00 Suero fisiológico (ml)*:
4,00
Cantidad de hormona (µg) real:
60,00 Cantidad de hormona real µg:
180,00
*No es constante. Se tienen que utilizar 0,4 ml de suero fisiológico por reproductor como mínimo y como máximo 5 ml.
La figura 26 indica que para la primera dosis se necesitan 58,1 µg de hormona, que equivalen a 2,91 bolitas (cada bolita de Ovupelt trae 20
µg), como no se puede dividir la hormona en la cantidad que se requiere, por esta razón se redondea a 3 tres bolitas que equivalen a 60 µg,
esta cantidad de hormona se diluye en 4 ml de suero fisiológico y luego se realiza una regla de tres para sacar la cantidad aproximada de
hormona requerida para cada reproductor, así como sigue:
Siguiendo el ejemplo del macho anterior:
60 µg
*20,875 µg
4 ml de suero fisiológico
X
X = (20,875 µg x 4 ml)/60 µg =
1,39 ml
*Es el requerimiento del macho de 8,35 kg para la primera dosis.
El resultado indica que en 1,39 ml de suero fisiológico con Ovupelt disuelto, existen 20,875 µg de hormona.
Figura 27. Cantidad de suero con hormona a extraerse
Sexo
Macho
Macho
Hembra
Marca
kg
Sin Marca
Blanco
Azul
Peso
kg
8,35
8,75
15,35
1ra Inducción
ml
1,39
1,46
1,02
Reproducción Artificial de Peces Nativos en la Estación Piscícola Mausa
2da Inducción
ml
0,46
0,49
3,07
28
Total
3,87
4,02
La figura 27, muestra las cantidades de suero fisiológico con hormona que se deben extraer para cada reproductor y para cada inducción.
- Modo de preparar la hormona Ovupelt
Se sacan el número de bolitas calculadas y se las coloca en un mortero para triturarlas; se coloca por cada bolita de ovupelt una gota de
glicerina y se sigue mezclando al modo de triturar.
Figura 28. Pasos para preparar la hormona
Se sacan las
bolitas
calculadas y
se las coloca
en un
mortero para
triturarlas
Se coloca una gota
de glicerina por
cada bolita sacada
en el mortero,
donde se está
triturando la
hormona y se
mezcla bien al
modo de triturar
Se añade el suero
fisiológico calculado
al mortero y se
extrae la cantidad
requerida para
inducir a cada
ejemplar
b)Hipófisis
Cálculo en el caso de Hipófisis
Ejemplo: En otro grupo de peces, calcular la cantidad de hormona que corresponde a la hembra de 12,3 kg.
Datos
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29
-
Peso de la hembra 12,3 kg.
5 mg de hormona/kg de peso vivo
1era. Dosis 10 % de los dosis total
2da. Dosis 90 % de la dosis total
-
Peso del macho 10,3 kg.
1 mg de hormona/kg de peso vivo
1era. Dosis 50 % de los dosis total
2da. Dosis 50 % de la dosis total
Figura 29. Cantidad de hormona calculada para cada reproductor y por cada dosis
Sexo
Marca
Peso
Dosis
Dosis total
1ra. Dosis
2da. Dosis
(kg)
mg/kg
mg
mg
mg
Macho
Sin Marca
10,3
1
10,3
5,15
5,15
Macho
Verde claro
16,3
1
16,3
8,15
8,15
Hembra
Blanco
12,3
5
61,5
6,15
55,35
Total de Hormona (mg) para cada dosis
19,45
68,65
Total de Hormona (mg) a usar
88,1
88,1
Cálculo para la Hembra:
Dosis total:
12, 3 kg x 5 mg/kg = 61, 5 mg
Para la primera inducción:
61,5 mg x 10 % = 6,15 mg
Para la segunda inducción:
61,5 mg x 90 % = 55,35 mg
Realizando el cálculo para los tres ejemplares de la Figura 29, se requieren 19,45 mg de hormona para la primera inducción y para la segunda
inducción se requieren 68,65 mg de hormona.
- Disolución de la hormona hipófisis
Figura 30. Datos necesarios para disolver la hormona
Disolución para la segunda
Disolución para la primera dosis
dosis
Total de hormona
19,45 Total de hormona
68,65
Reproducción Artificial de Peces Nativos en la Estación Piscícola Mausa
30
requerida (mg):
requerida (mg):
Suero fisiológico (ml)*:
7,00 Suero fisiológico (ml)*:
6,00
*No es constante. Se tiene que utilizar 0,4 ml de suero fisiológico por reproductor como mínimo y como máximo 5 ml.
La figura 30 indica que para la primera dosis se necesitan 19,45 mg de hormona, lo que equivale a 0,01945 g, cantidad de hormona que se
pesa y se diluye en 7 ml de suero fisiológico. Posteriormente se realiza una regla de tres para sacar la cantidad aproximada de hormona
requerida para cada reproductor; el procedimiento es a como sigue:
Siguiendo el ejemplo de la hembra anterior:
19,45 mg
*6,15 mg
7 ml de suero fisiológico
X
(6,15 mg x 7 ml)/19,45 mg = 2,21, ml
*Es el requerimiento de la hembra de 12,3 kg para la primera dosis.
El resultado indica que en 2,21 ml de suero fisiológico con hormona hipófisis disuelta, existen 6,15 mg de hormona.
Figura 31. Cantidad de suero fisiológico con hormona que se tiene que extraer
Sexo
Marca
Peso 1ra Inducción 2da Inducción
kg
kg
ml
ml
Macho Sin Marca
10,3
1,85
0,45
Macho Verde claro
16,3
2,93
0,71
Hembra Blanco
12,3
2,21
4,84
Total
6,99
6,00
La figura 31 muestra las cantidades de suero fisiológico con hormona que deben extraerse para cada reproductor y para cada inducción.
- Modo de preparar la hormona hipófisis
Se pesa y se coloca en un mortero la hormona calculada, luego se empieza a triturar hasta que sea muy fina, después se añade 1 gota de
glicerina por cada mg de hormona y se mezcla al modo de triturar.
Figura 32. Pasos para preparar la hormona
Reproducción Artificial de Peces Nativos en la Estación Piscícola Mausa
31
Se saca la
hormona
calculada y
se coloca al
mortero para
triturarla
Se coloca una gota
de glicerina por
cada mg de
hormona al
mortero donde se
está triturando la
hormona y se
mezcla bien al
modo de triturar
Se añade el suero
fisiológico calculado
al mortero y se
extrae la cantidad
requerida para
inducir a cada
ejemplar
Inducción al desove
Las especies como el Pacú y el Tambaquí se inducen en dos periodos, mientras las especies como el sábalo y la boga se inducen una sola vez.
Una buena forma de inoculación de la hormona es intraperitonalmente, por debajo y en la base de la aleta pectoral (Figura 33).
Figura 33. Inducción por vía intraperitonal
Horas-grado
La temperatura influye en la velocidad de los procesos biológicos de los peces y, por tanto, en el desove. Las horas-grado* permiten calcular
aproximadamente el momento en que se puede producir la ovulación.
Reproducción Artificial de Peces Nativos en la Estación Piscícola Mausa
32
*Las horas-grado no es otra cosa que la multiplicación de la temperatura promedio con el número de horas entre la inducción (generalmente la 2da.
inducción) y el desove.
Desde el momento que se inyecta la primera dosis se mide la temperatura cada dos horas, ya que se puede producir el desove tras la primera
inducción (es decir, solamente con un 10 % de la dosis total y sin haber aplicado la segunda).
Las horas-grado pueden ser las siguientes: Colossoma macropomum: de 129-230 Hº (26 ºC), de 54-350 Hº (27-29 ºC) y de 181-310 Hº (30-31
ºC); Piaractus brachypomus: de 185-324 Hº (25-31 ºC); Prochilodus sp.: de 250-344 Hº (27-29 ºC) y Schizodon sp.: de 260-333 Hº (25- 29
ºC).
Desove
El desove puede ser seminatural o artificial. Ambos métodos tienen ventajas y desventajas:
a) Desove seminatural
Este método consiste en inducir y esperar a que las hembras y machos desoven y realicen la fertilización en el tanque de reproducción.
Figura 34. Tanque donde se inducen los reproductores y tachos con filtros para recibir los huevos
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33
Recolección
de huevos
a
Sábalos
desovando
Tanque con recambio de
agua constante, donde se
inducen los reproductores
Tacho con
filtros
- Ventajas:
Se garantiza la obtención de larvas.
Se reduce la manipulación de los reproductores y, en consecuencia, su mortandad.
- Desventajas:
Durante la recolección de huevos del tanque, se puede provocar la rotura de la membrana que protege al óvulo.
Puede haber fugas de huevos durante su recolección.
Se necesita más personal y tiempo para recoger los huevos.
b) Desove artificial
En el momento en que se calcula que la hembra está lista para desovar, esta se saca del tanque de reproducción y se coloca en una mesa
protegida con una esponja de 15 cm espesor. Si la hembra ya está preparada, al realizar una presión en el vientre los óvulos fluyen y se
reciben en un recipiente de plástico. Los recipientes utilizados tienen que estar bien secos. Luego se sacan los machos y se realiza la presión
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34
abdominal donde fluye el semen, el cual se hace fluir en el recipiente donde están los óvulos. Después inmediatamente se mezcla con una
pluma por un lapso de un minuto, y se añade un poco de agua para que se puedan activar los espermatozoides y así puedan fecundar. Se
empieza a mezclar por unos 3 minutos, después de este tiempo se aumenta un poco más de agua y se vuelve a mezclar, este proceso se debe
repetir dos veces más y luego se colocan los óvulos fecundados a las incubadoras.
Figura 35. Obtención de ovas y semen realizando una presión abdominal
- Ventajas:
No se requiere de mucho personal.
- Desventajas:
La manipulación de los reproductores puede provocar la muerte de algunos individuos.
Se basa en el cálculo de las horas-grado que no siempre son confiables.
Si algunos ovocitos quedan sin expulsar, puede producirse una necrosis de las gónadas lo que puede provocar la muerte de la hembra
manejada.
Incubación
En cuanto los reproductores desovan en el tanque de inducción, los huevos se recogen a través del tubo de drenaje en tachos o baldes
provistos de filtros. Una vez se han recogido todos los huevos, se hace un cálculo volumétrico para conocer el número total de huevos.
Inmediatamente después se transfieren a las incubadoras tipo Woynarovich, de forma cilindrocónica, tal como se ve en la figura 36.
Reproducción Artificial de Peces Nativos en la Estación Piscícola Mausa
35
Figura 36. Tipos de incubadoras (izquierda de 50 litros, derecha de 200 litros)
El tiempo de incubación depende de la temperatura del agua. A una temperatura de 26 a 30,5 º C, el período de incubación es de 12 a 17
horas. La recirculación del agua en las incubadoras es constante.
Se puede usar para incubación agua proveniente de los viveros o agua del subsuelo. Cuando se utiliza agua de los viveros es necesario filtrarla
antes de su entrada en las incubadoras, para evitar la posible introducción de zooplancton o bien de pequeñas partículas tanto de origen
orgánico (astillas, pequeñas nervaduras de hojas), como de partículas inorgánicas que pueden romper las membranas que protegen a los
embriones. Si se utiliza agua del subsuelo no es necesario utilizar filtros. Sin embargo, en ambos casos el agua se oxigena por caída.
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36
Figura 37. Entrada y salida del agua en la incubadora
Filtro para retener a ovas y larvas
Salida del agua
Filtro de agua
para que no
ingresen insectos
grandes y basura
a las incubadoras
Entrada del
agua
Manejo de reproductores después del desove
Reproducción Artificial de Peces Nativos en la Estación Piscícola Mausa
37
Una vez finalizado el desove, los reproductores son bañados con sal muera (3 kilos de sal más 50 litros de agua) y se liberan en los estanques.
Cuando se realiza un desove semi-natural no se les inyecta ningún tipo de antibiótico, la manipulación que sufren es mínima, pero cuando se
realiza un desove artificial se aplica el antibiótico oxitetraciclina a razón de 2ml/10 kilos de peso vivo.
Eclosión
En cuanto termina la eclosión de todos los embriones, es necesario retirar los restos de las membranas de los filtros de las incubadoras. Las
larvas se retiran de la incubadora por medio del sifoneo y se lavan los filtros de las incubadoras.
Figura 38. Sifoneo de larvas de las incubadoras al tacho con filtro
Manejo desde larvas, post larvas, alevines
Reproducción Artificial de Peces Nativos en la Estación Piscícola Mausa
38
Una vez que se ha producido la eclosión, las larvas se transfieren a baldes provistos de filtros, donde se realiza su conteo volumétrico.
Mientras tanto se aprovecha para vaciar el agua de las incubadoras, lavarlas y llenarlas de agua nuevamente. Una vez hecho esto se vuelven a
colocar las larvas en las incubadoras limpias. Durante los tres primeros días después de la eclosión, no se les suministra ningún tipo de
alimento a las larvas. Desde el cuarto día hasta el séptimo se las alimenta con zooplancton recogido en los estanques de engorde. El cuarto y
quinto día se alimentan fundamentalmente con rotíferos a razón de 5 especímenes por post larva. El sexto día se les dobla la cantidad. El
séptimo día se alimentan a razón de 20 especímenes por post-larva. Transcurrido este tiempo, se realiza un nuevo conteo volumétrico de las
post larvas y se siembran en los viveros de alevinaje.
Figura 39. Desarrollo del embrión
Huevo hidratándose en
pleno desarrollo
Huevo hidratado, en
pleno desarrollo
Huevo en estado de cuatro
células
Huevo en estado de
8 células
Huevo en estado de
Blástula
Huevo en estado de
Gástrula
Huevo preparándose para la
primera hendidura
Huevo en estado de Mórula
(fase inicial)
Cierre del Blastoporo
Huevo en estado de primera
hendidura
Huevo en estado de
Mórula (fase final)
Cierre del
Blastoporo
(b)
Figura 40. Desarrollo del embrión
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39
Inicio de desarrollo
del embrión
Desarrollo del
embrión
Movimiento del embrión más
Embrión dos horas antes
frecuente
de la eclosión
Desarrollo del
embrión
Embrión una hora
antes de la eclosión
Inicio de movimiento del
embrión
Embrión media hora antes
de la eclosión
Figura 41. Desarrollo de las larvas y post larvas
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40
Larvas recién
eclosionadas
Larvas un día después de la
eclosión
Larvas tres días después de la
eclosión
Larvas cuatro días después de
la eclosión
Larvas dos días después de la
eclosión
Larvas cinco días después de la
eclosión
Figura 42. Desarrollo de post larvas, alevines y juveniles
Reproducción Artificial de Peces Nativos en la Estación Piscícola Mausa
41
Alevín de pacú siete días
después de la eclosión
Alevín de pacú siete días
después de la eclosión
Alevines de boga 20 días
después de la eclosión
Alevines de pacú (izquierda) y tambaquí
(derecha) de dos meses de vida
Alevines de pacú (arriba) y
tambaquí (abajo) de veinte
días de vida
Alevines de pacú (arriba) y
tambaquí (abajo) de treinta
días de vida
Juveniles de pacú (izquierda) y
tambaquí (derecha)
Preparación del vivero para los alevines
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42
Seis días antes de la siembra deben comenzar a prepararse los viveros de alevinaje. El primer día se calean con cal hidratada o cal muerta
(Ca (OH)2 hidróxido de calcio) para esterilizar el vivero a razón de 50 g/m2. El segundo día se llenan con agua mientras que el tercero se
abonan con estiércol vacuno (200 g/m2) o gallinaza (100 g/m2). A lo largo de los siguientes dos días el plancton crecerá en los viveros, y
estarán preparados para recibir a las post larvas.
Figura 43. Vaciado, caleado, llenado con agua y abonado de la poza con estiércol de ganado vacuno
Siembra de las Post larvas en los viveros de alevinaje
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43
En principio, se tiene que sembrar a razón de 100 post larvas por metro cuadrado. Después de transcurridos los 15 días se separan a razón
de 30 alevines por m2.
La siembra se tiene que realizar en las mañanas, y la metodología es la siguiente:
Se introduce el tacho en la poza y se deja por lo menos unos 10 minutos, para que la temperatura del agua del tacho se iguale a la
temperatura del agua de la poza.
Se deja ingresar el agua de la poza al tacho suavemente.
Se deja que las post larvas salgan de a poco.
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44
Centro de Estudios Hoya Amazónica
(Hoyam – Mojos)
Dirección: c/ Bolivar esq. A. Orellana Nº 48
San Ignacio de Moxos, Beni, Bolivia
Teléfono: (591-3) 4822216
E-mail : info@hoyam-mojos.org
hoyam.mojos@gmail.com
Redacción y Edición : José L. Mamani León
Revisión y Dirección : Jordi Pascual Sala
Fotografía: Hoyam – Mojos
San Ignacio de Moxos –Bolivia
2008
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