INMOVILIZACIÓN QUÍMICA DE HIPOPÓTAMO AFRICANO

INMOVILIZACIÓN QUÍMICA DE HIPOPÓTAMO
AFRICANO (HIPPOPOTAMUS AMPHIBIUS) EN CUBA
Fernández-Castellanos H (1)
1. MV, Parque Zoológico Nacional de Cuba. Correo e: hiram@cubazoo.cu
Se realiza por primera vez de forma exitosa la contención química de un hipopótamo
africano lográndose su traslado hacia el Zoo de Villa Clara. Se exponen los sedantes
utilizados, las dosis y el procedimiento que se llevó a cabo.
Palabras claves: hipopótamo, inmovilización, sedación, captura.
Abstract: For the first time is successful way the chemical contention of a Nile
hippopotamus achieving their translocation to Villa Clara Zoo Park.
Keywords: nile hippopotamus, sedation, capture.
En el área de Pradera africana del Parque Zoológico Nacional de Cuba se
viene presentando desde un tiempo problemas con el hacinamiento de los
hipopótamos anfibios que se concentran en una reducida piscina, lo que
conlleva enfrentamientos entre congéneres, desplazamientos de individuos
jóvenes e incluso muerte de crías o neonatos. Es por ello que se hizo necesario
contar con una técnica de contención química segura para los animales y el
personal técnico involucrado en su captura.
La sedación de hipopótamos siempre se ha considerado un reto para los
veterinarios de vida silvestre no solo por la agresividad innata en este tipo de
especie sino por lo difícil que resulta su contención química.
Según Taylor, (1986) las altas tasa de mortalidad durante las contenciones
químicas registrada para esta especie se debe a las altas cuotas de etorfina
(412 mg ± 1 mg/kg xilacina) administrada [6].
La combinación de detomidina-butorphanol ha sido usada en procedimientos
menores o como agentes inductores en la anestesia general (Miller, 2008) [5].
Según Maritz, (2001), la azaperona ha sido utilizada para transportar animales
agresivos en vehículos, usando una dosis que varía entre 400 mg en los
machos adultos, 300 mg en hembras adultas, 200 mg en los subadultos y 100
mg en los mas jóvenes [4].
Flach y colaboradores (1998), observaron una frecuencia cardíaca entre 42 100 pulsos por minuto y una frecuencia respiratoria de 0-10 rpm (respiraciones
por minuto) en una hembra sedada de hipopótamo pigmeo (Hexaprotodon
liberiensis) sedada con ketamina, etorfina y xilacina [1]. Más recientemente
Hofmyer (2013), midió entre 5 a 15 rpm la frecuencia respiratoria de un animal
inmovilizado con butorphanol-azaperona-medetomidina [2].
La reversión de la detomidina-butorpahol se llevó a cabo con la administración
de naltrexone de 0,4 to 0,6 mg/kg IM e incluso yohimbina de 0,1 a 0,3 mg/kg
IM o IV, o atipamezole 5 mg IM por cada 1 mg de detomidina. Las señales de
excitación son normalmente rápidas a menos que el animal haya recibido otras
drogas suplementarias a la sedación (Loomis y Ramsay, 1999) [3].
Se realizó la inmovilización química en el área de Pradera Africana del Parque
Zoológico Nacional de Cuba a un hipopótamo anfibio macho juvenil de dos
años de edad y aproximadamente 1500 kg de peso corporal. Se preparó una
mezcla consistente en Butorphanol 225 mg, Azaperona 150 mg, Medetomidina
75 mg en un dardo plástico de 10 mL, sistema Teleinject® y aguja de 60 mm
disparándose en la zona del cuello. Se tomaron muestras de sangre para
hematología y bioquímica de la base de la cola.
El largo de la aguja utilizada para la contención fue de 60 mm, no coincidiendo
con las recomendaciones de Hofmyer (2013), que plantea que debe ser de 70
mm para lograr una administración IM (intramuscular) reduciendo el tiempo de
inducción [2].
La sedación ocurrió en 20 minutos con caída suave del animal con las
extremidades recogidas, no produciéndose la respiración de buceo. Una vez
comprobada la sedación total se procedió a tapar el rostro del animal con una
tela de yute y se amarró la boca con una soga de nylon 10 mm, ajustándose
otra mayor en la zona del cuello (Figura 1).
Se mantuvo en todo momento la recumbencia esternal permitiéndole al animal
mejorar su ventilación pulmonar. Se midió la frecuencia respiratoria
contándose las inspiraciones realizadas observando la zona abdominal siendo
de 6 – 8 rpm estando en los valores fisiológicos, coincidiendo con lo observado
por Flach (1998) y Hofmyer (2013), que plantean frecuencias respiratorias
entre 5 – 15 rpm [1, 2].
Figura 1. Protección de los ojos con tela de yute y postura de la soga bucal.
Se tomaron muestras de sangre para hematología y bioquímica de la base de
la cola, usándose agujas de 20 G y jeringuillas plásticas desechables de 20
mL; la toma realizada en la vena periférica de las orejas fue infructuosa y difícil
no obteniéndose más que pocas gotas de sangre (Figura 2).
Figura 2. Extracción de sangre en la base de la cola
Para su izaje y traslado hacia el guacal se usaron sogas de algodón de 30 mm
de grosor que se pasaron por el cinturón escapular y pelviano elevándose con
una grúa de 20 Ton, unos pocos centímetros del suelo permitiendo su traslado.
Para revertir el proceso se usaron dos antagonistas: atipamezol y naltrexona.
Inicialmente se administraron 500 mg de atipamezol y posteriormente 500 mg
de naltrexona con unos pocos segundos de diferencia entre uno y otro, ambos
en la vena sublingual previa apertura de la cavidad oral (Figura 3). Sucediendo
la reversión de la sedación en 4 minutos.
Figura 3. Administración del antagonista, vena sublingual
El traslado se realizó en un guacal metálico de doble salida de 3 m x 1,5 m y
un peso estimado de 1 Ton. El tiempo de trabajo fue de una hora y 10 minutos.
La distancia recorrida fue de 280 km hasta el Zoológico de Villa Clara y durante
el trayecto se fue mojando la piel del animal con agua fresca, manteniéndole
una temperatura corporal estable. El tiempo de traslado se extendió durante 5
horas y durante este tiempo la frecuencia de baños se disminuyó de una hora
hasta 20 minutos, a medida que las horas se hacían más cálidas y la
temperatura iban en aumento, evitando la hipertermia y la resequedad de la
piel, según lo descrito por Miller (2008), cuando plantea que la piel es el órgano
más importante en la perdida de agua del hipopótamo (Figura 4) [5].
Figura 4. Postura del arnés para el izaje y baño con agua fresca.
Durante el traslado el animal se mantuvo tranquilo, no siendo así al momento
del descargue, donde los trabajos con la grúa y el personal de apoyo
provocaron aumento del estrés, traducido en mayor agresividad.
La salida del contenedor se realizó con el animal de frente al estanque de
destino final, lo que facilitó que tuviera contacto visual con su entorno y el
personal técnico que participaba en la descarga; sin embargo, esto último
puede constituir un riesgo de accidente.
La relevancia de este trabajo radica en que se cuenta con una técnica exitosa
de sedación que permite a corto plazo la reducción del número de animales
desplazados, posibilitando su translocación hacia otros sitios del país o hacia
el extranjero, lo que puede además puede considerarse como una entrada
potencial de ingresos para el Parque Zoológico Nacional.
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La combinación butorphanol, azaperona y medetomidina (BAM) usada en
la captura química de los hipopótamos resulto ser segura y fiable para el
animal y el personal técnico involucrado en su contención.
Realizar la extracción de muestras de sangre en la vena caudal, así como
en las venas de las extremidades.
La reversión se logró en cuatro minutos por vía sublingual.
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Remodelar los huacales metálicos y adaptarlos para su uso en este tipo
de animales.
Realizar los traslados en horarios más frescos del día evitando así la
hipertermia y la perdida de líquidos en el animal.
Realizar con las muestras de sangre obtenidas estudios de valores
fisiológicos de referencias en Cuba.
Realizar la descarga hacia el lugar de destino abriendo el guacal por
detrás, permitiendo que el animal salga de espalda caminando hacia
atrás, evitándose de este modo riesgos o accidentes con el personal.
Este autor desea agradecer al Dr. Pete Morkel y al Dr. Mark Jaggo de la
Republica de Namibia por sus valiosas y precisas recomendaciones así como
en la ayuda en la bibliografía que hizo posible este trabajo. Desea también
agradecer al personal técnico y administrativo del Parque Zoológico Nacional
que tan valiosa colaboración prestaron en la captura de este ejemplar y los
que posteriormente se continuaron capturando y en especial al Tec. Marcel
Padilla y a mi técnico y mano derecha Alfredo Corcho que tomó las muestras
de sangre y realizó la reversión de la sedación.
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6.
Flach E, Furrokh IK, Thorton SM, Smith J, Parkyn JP, Campbell EJ. Caesarean
section in a pygmy hippopotamus (Choeropsis liberiensis) and the management
of the wound. Veterinary Record. 1998; 143: 611– 613.
Hofmeyr Markus. Hippo anaesthesia and capture update. 2013. Disponible en
http:// a-z animals.com.
Loomis MR, Ramsay EC. Anesthesia for captive Nile hippopotamus. Ed. WB
Saunders Philadelphia. 1999. En Fowler, M. E. Zoo and Wild animal Medicine.
Current Therapy 4.
Maritz T. Chemical and physical capture of the hippotamus (Hippopotamus
amphibius). South African Veterinary Foundation (Pretoria). 2001. En The capture
and care manual.
Miller M. Chapter 50 Hippopotami. 2008. En: Mamal Anesthesia; p 579-584.
Taylor D, Greenwood A. Hippopotamidae (Hippopotamus). 2da Ed WB Sauders
(Philadelphia). 1986. En Fowler ME; Miller RE Zoo and Wild Animal Medicine:
Current Therapy, 967-969.