Genetic analysis of Lutjanus synagris populations in the Colombian

Ciencias Marinas (2009), 35(4): 321–331
Genetic analysis of Lutjanus synagris populations in the Colombian Caribbean
Análisis genético de Lutjanus synagris en poblaciones del Caribe Colombiano
RM Landínez-García, SP Ospina-Guerrero, DJ Rodríguez-Castro, R Arango, E Márquez*
Grupo de Biotecnología Animal, Laboratorio de Biología Celular y Molecular, Universidad Nacional de Colombia, Calle 59A
No 63–20, Medellín, Colombia. * E-mail: ejmarque@unal.edu.co
Abstract
Species of the family Lutjanidae constitute an important fishery resource in tropical marine areas worldwide and are
intensely exploited because of their excellent commercial value and quality. In Colombia, the lane snapper Lutjanus synagris is
considered vulnerable to overfishing due to its biological characteristics, habitat deterioration, and historical decrease in catch
rates in regions where it used to comprise the highest percentage of the landings. In order to generate more biological
information needed to make effective fishery management decisions and policies, the genetic structure of L. synagris was
analyzed in three areas of the Colombian Caribbean (Santa Marta, Rosario Islands, and Capurganá) using microsatellite-type
molecular markers. Fourteen primers reported for two phylogenetically close species (Rhomboplites aurorubens and Lutjanus
campechanus) were analyzed, eight of which were polymorphic and informative for the species under study. All loci were found
to depart from Hardy-Weinberg equilibrium due to marked heterozygote deficiency in all the populations studied. Both the
analysis of molecular variance (total population ΦST = 0.006, P = 0.022) and spatial analysis of molecular variance showed a
slight statistically significant population structure (best FCT = 0.003, ΦST = 0.007, P = 0.0001) that separated the Capurganá
population from those of the other areas with no evidence of isolation by distance (Mantel test Rxy = 0.023, P = 0.057). The
results suggest that the life history of the species and the regional oceanographic conditions play an important role in
determining the genetic structure and the existence of two different genetic stocks that should be managed according to their
population structure.
Key words: population genetics, microsatellites, AMOVA, SAMOVA, fish stocks.
Resumen
Las especies de la familia Lutjanidae constituyen un importante recurso pesquero alrededor de las zonas marinas tropicales
en el mundo y son explotadas intensivamente por su excelente calidad y valor comercial. En Colombia, Lutjanus synagris o
pargo rayado, podría considerarse vulnerable a la sobreexplotación debido a sus características biológicas, al deterioro de su
hábitat y a la disminución histórica de su captura en regiones donde representaba el mayor porcentaje de la pesca. Con el ánimo
de generar información biológica que permita apoyar decisiones y políticas más adecuadas de manejo pesquero se analizó la
estructura genética de L. synagris en tres regiones del Caribe Colombiano (Santa Marta, Islas del Rosario y Capurganá)
mediante marcadores moleculares tipo microsatélite. Para tal fin se evaluaron 14 cebadores reportados para dos especies
filogenéticamente cercanas (Rhomboplites aurorubens y Lutjanus campechanus) de los cuales ocho fueron polimórficos e
informativos para la especie en estudio. Se encontró que todos los loci estaban muy alejados del equilibrio de Hardy-Weinberg
debido a una marcada deficiencia de heterocigotos observada en todas las poblaciones estudiadas. Tanto el análisis de varianza
molecular (ΦST en la población total = 0.006, P = 0.022) como el análisis espacial de varianza molecular mostraron una leve
estructuración poblacional estadísticamente significativa (mejor FCT = 0.003, ΦST = 0.007, P = 0.0001) que separó la población
de Capurganá de las demás regiones sin evidencia de aislamiento por distancia (Prueba de Mantel Rxy = 0.023, P = 0.057). Los
resultados sugieren un papel importante de la historia de vida de la especie y las condiciones oceanográficas predominantes en
dicha región en la determinación de la estructura genética y la existencia de dos stocks genéticos distintos que deben ser
manejados de acuerdo a su estructura poblacional.
Palabras clave: genética de poblaciones, microsatélites, AMOVA, SAMOVA, stocks pesqueros.
Introduction
Introducción
The lane snapper Lutjanus synagris (Lutjanidae, L 1758) is
a demersal, generalist carnivore, trophically opportunistic
species, distributed throughout the Caribbean Sea from North
Carolina (USA) to southeastern Brazil (Cervigón 1993). Its
increasing commercial value and demand has made it a
El pargo rayado Lutjanus synagris (Lutjanidae, L 1758) es
una especie demersal, carnívora generalista y oportunista trófica que se distribuye a lo largo del Mar Caribe, desde Carolina
del Norte (EUA) hasta el sureste de Brasil (Cervigón 1993). Su
creciente demanda y valor comercial lo han convertido en una
321
Ciencias Marinas, Vol. 35, No. 4, 2009
valiosa fuente de ingresos para las pesquerías regionales de
países como Bermudas, Cuba, Puerto Rico, Venezuela y
Colombia (Luckhurst et al. 2000, Claro et al. 2001, Gómez et
al. 2001).
Varios aspectos biológico-pesqueros sugieren que L.
synagris puede ser considerada una especie vulnerable a la
sobreexplotación en Colombia: (1) las características biológicas de la especie tales como crecimiento lento, madurez sexual
tardía y temporadas de migraciones de agregación reproductiva
(Coleman et al. 2000, Luckhurst et al. 2000, Claro et al. 2001);
(2) la marcada presión de pesca de la flota artesanal y
semindustrial (Mejía y Acero 2002, Manjarrés 2004); (3) el
aumento del esfuerzo pesquero en la región del Caribe debido a
innovaciones técnicas y tecnológicas a las flotas artesanales
(Manjarrés 2004); (4) la disminución histórica en las capturas
del pargo rayado tanto por la flota artesanal (Correa y
Manjarrés 2004) como por la flota industrial de arrastre (Viaña
et al. 2004); (5) el deterioro de los arrecifes coralinos, lagunas
y ciénagas, que son sus hábitats de reclutamiento, desarrollo y
residencia (Mejía y Acero 2002); y (6) la disminución del
tiempo de madurez de L. synagris en sitios con mayor esfuerzo
pesquero (Arteaga et al. 2004).
A pesar de varios estudios que involucran aspectos
biológicos y pesqueros de L. synagris (recopilados por
Manjarrés 2004), existe poca información disponible en
relación con la diferenciación de stocks en Colombia, la cual
es crucial para la definición y manejo de las unidades
pesqueras. En este sentido sólo se han realizado dos trabajos en
donde se utilizaron la morfometría y la merística para la
identificación de dos posibles stocks entre las poblaciones de
la Guajira y Santa Marta (Gómez 2002, Rodríguez 2004), pero
se desconoce el panorama en otras zonas del sur del Mar
Caribe.
A diferencia de lo que ocurre con L. synagris, en otras
especies de la familia Lutjanidae se han desarrollado más
estudios para delimitar stocks e implementar políticas de
manejo. Estos trabajos involucran el análisis genético de
poblaciones con marcadores moleculares tales como regiones
microsatélites y marcadores de ADN mitocondrial (Bagley et
al. 1999, Gold et al. 2001a, Hauser et al. 2002, Ovenden y
Street 2003, Rocha-Olivares y Sandoval-Castillo 2003,
Garber et al. 2004, Pruett et al. 2005, Saillant y Gold 2006),
los cuales no han sido implementados hasta la fecha para L.
synagris, especie para la cual no se han desarrollado cebadores
especie-específicos que amplifiquen regiones microsatélites.
Con miras a generar información que contribuya al conocimiento y definición de unidades de manejo y para la integración multidisciplinaria en el diseño de planes de manejo
pesquero para la especie, en el presente trabajo se analizó la
diversidad y estructura genética de poblaciones de L. synagris
en el Caribe Colombiano con la ayuda de secuencias microsatélites que han sido reportadas para otras especies de la familia
Lutjanidae.
valuable source of income for regional fisheries in countries
like Bermuda, Cuba, Puerto Rico, Venezuela, and Colombia
(Luckhurst et al. 2000, Claro et al. 2001, Gómez et al. 2001).
Several fishery and biological aspects indicate that L.
synagris is vulnerable to overfishing in Colombia: (1) the biological characteristics of the species such as slow growth, late
sexual maturity, and breeding (Coleman et al. 2000, Luckhurst
et al. 2000, Claro et al. 2001); (2) the heavy fishing pressure
exerted by the artisanal and semi-industrial fleets (Mejía and
Acero 2002, Manjarrés 2004); (3) the increased fishing effort
in the Caribbean region due to technical and technological
innovations in the artisanal fishery (Manjarrés 2004); (4) the
historical decrease in lane snapper catch rates in both the artisanal (Correa and Manjarrés 2004) and industrial trawling
fleets (Viaña et al. 2004); (5) the deterioration of the coral
reefs, lagoons, and marshes where this species recruits, develops, and lives (Mejía and Acero 2002); and (6) the reduced
maturation time in areas subject to greater fishing intensity
(Arteaga et al. 2004).
Though several studies have dealt with biological and
fishery aspects of L. synagris (compiled by Manjarrés 2004),
little information is available regarding the differentiation of
Colombian stocks, which is essential for the definition and
management of fishery units. There are only two studies in
which morphometric and meristic characters were used to
identify two possible stocks in the Guajira and Santa Marta
populations (Gómez 2002, Rodríguez 2004), but the panorama
of other areas in the southern Caribbean is not yet known.
Unlike L. synagris, other species of the family Lutjanidae
have been analyzed to delimit stocks and implement management policies. This research has involved the genetic analysis
of populations using molecular markers like mitochondrial
DNA and microsatellite regions (Bagley et al. 1999, Gold et al.
2001a, Hauser et al. 2002, Ovenden and Street 2003, RochaOlivares and Sandoval-Castillo 2003, Garber et al. 2004,
Pruett et al. 2005, Saillant and Gold 2006). Similar studies are
lacking for L. synagris, for which species-specific primers
have not been developed to amplify microsatellite regions.
This study aimed to generate information that will contribute to the knowledge and definition of management units and
to a multidisciplinary approach in the design of fishery management plans for the species, by analyzing the diversity and
genetic structure of L. synagris populations in the Colombian
Caribbean using microsatellite sequences that have been
reported for other species of the family Lutjanidae.
Material and methods
Sample collection and DNA isolation
A total of 240 L. synagris adults (80 individuals per area)
were sampled, obtained from artisanal fisheries operating in
three coral areas of Colombia (southern Caribbean) influenced
by different oceanographic conditions (Díaz et al. 2000, see
Ospina-Guerrero et al. 2008): Santa Marta, Rosario Islands,
322
Landínez-García et al.: Genetic analysis of Lutjanus synagris from the Colombian Caribbean
77º0’00”
70º0’00”
0
Materiales y métodos
14º0’00”
100 200km
Recolección de la muestra y aislamiento de ADN
Caribbean Sea
Santa
Marta
Se muestreó un total de 240 adultos de L. synagris (80
individuos/área) provenientes de la pesca artesanal en tres
áreas coralinas colombianas del sur del Caribe, influenciadas
por diferentes condiciones oceanográficas (Díaz et al. 2000,
ver Ospina-Guerrero et al. 2008): Santa Marta, Islas del
Rosario y Capurganá (fig. 1). El muestreo se realizó durante
octubre de 2004 para coincidir con la época de mayor abundancia de la especie y en sentido contrario al sistema de corrientes
oceanográficas de la región para evitar capturar las mismas
poblaciones en movimiento.
La sangre de cada individuo tratada con EDTA se preservó
en etanol y se transportó al laboratorio en donde se extrajo el
ADN según la metodología propuesta por Martínez et al.
(1998). La concentración de ADN extraído se determinó por
medio de un fluorómetro VersaFluor (Bio-Rad, Filadelfia)
siguiendo las recomendaciones y especificaciones descritas en
el kit comercial para la cuantificación fluorescente de DNA de
Bio-Rad (Filadelfia). Para evaluar la calidad del ADN extraído,
se realizó la electroforesis de 1 µL de cada muestra en geles de
agarosa al 0.8% en amortiguador TBE 1× (Sambrook et al.
1989) a un voltaje constante de 80V por 1 h y se tiñó con bromuro de etidio (Amresco, Ohio).
Rosario
Islands
N
Capurgana
Panama
Magdalena
River
Atrato
River
Ocean Pacific
Venezuela
7º0’00”
Colombia
Figure 1. Geographic location of three coralline areas (z) in the southern
Caribbean (Colombia) where Lutjanus synagris was collected.
Figura 1. Localización geográfica de tres áreas coralinas (z) en el Caribe
Sur (Colombia) en donde se realizaron las colectas de Lutjanus synagris.
and Capurganá (fig. 1). Sampling was conducted in October
2004 to coincide with the season of maximum species abundance and in the opposite direction of the regional oceanographic currents to avoid capturing the same populations in
movement.
The EDTA-treated blood of each individual was preserved
in ethanol and transported to the laboratory for DNA extraction
according to the method proposed by Martínez et al. (1998).
The concentration of the extracted DNA was determined using
a VersaFluor fluorometer (Bio-Rad, Philadelphia) following
the recommendations and specifications described in the
Fluorescent DNA Quantification Kit (Bio-Rad, Philadelphia).
To evaluate the quality of the extracted DNA, 1 µL of each
sample was analyzed by 0.8% agarose gel electrophoresis in
1× TBE buffer (Sambrook et al. 1989), at a constant voltage
(80 V) for 1 h, and stained with ethidium bromide (Amresco,
Ohio).
Marcadores microsatélites utilizados
Se utilizaron 14 cebadores específicos para regiones microsatélites de especies filogenéticamente cercanas a L. synagris
los cuales se seleccionaron con base en el nivel de polimorfismo genético, la similitud en las temperaturas de alineamiento, la simplicidad en la unidad de repetición y un tamaño
de fragmento superior a 150 pb. Se seleccionaron siete cebadores desarrollados inicialmente para Rhomboplites aurorubens
(Ra1, Ra2, Ra3, Ra5, Ra6, Ra7 y Ra11, Bagley y Geller 1998)
y otros siete para Lutjanus campechanus (Lca22, Lca27 y
Lca91, Heist y Gold 2000; Prs221, Prs229, Prs303 y Prs55,
Gold et al. 2001a). Para la amplificación por PCR de los 14
loci microsatélites se utilizaron las condiciones previamente
descritas con modificaciones en las temperaturas y el tiempo
de alineamiento de los cebadores.
Microsatellite markers
We used 14 specific primers for microsatellite regions of
species known to be phylogenetically close to L. synagris,
selected based on the level of genetic polymorphism, similarity
in annealing temperatures, the repetition unit, and fragment
size larger than 150 bp. We selected seven primers initially
developed for Rhomboplites aurorubens (Ra1, Ra2, Ra3, Ra5,
Ra6, Ra7, and Ra11, Bagley and Geller 1998) and another
seven for Lutjanus campechanus (Lca22, Lca27, and Lca91,
Heist and Gold 2000; Prs221, Prs229, Prs303, and Prs55, Gold
et al. 2001a). For PCR amplification of the 14 microsatellite
loci, the previously described conditions were used with
modifications in the temperatures and alignment time of the
primers.
Genotipificación
Para la genotipificación, las reacciones de amplificación se
realizaron en un volumen final de 10 μL, con amortiguador de
PCR 1× (Invitrogen, California), 2.5 mM de MgCl2, 0.2 mM de
dNTPs, 50 μM de cada uno de los cebadores, 2% de formamida (Amresco, Ohio), 0.005 unidades μL–1 de Taq recombinante (Invitrogen, California) y 2.5 ng μL–1 de ADN. El
cebador derecho de todos los pares de cebadores fue marcado
fluorescentemente con Cy5.0 o Cy5.5 (MWG Biotech,
323
Ciencias Marinas, Vol. 35, No. 4, 2009
Atlanta). Se programó un termociclador PTC-200 (MJ
Research, Massachusetts) con una rampa de uno, una desnaturalización inicial de 1 min a 90ºC, seguida de 30 ciclos con el
siguiente perfil: 15 seg a 94ºC, 45 seg a 58ºC para los cebadores Lca22, Lca27, Ra1 Ra5, Ra6 y Ra7 ó 45 seg a 56ºC para los
cebadores Lca91, Ra2, Prs229, Prs221, 15 seg a 72ºC, y una
extensión final de 30 min a 72ºC.
El tamaño de los alelos se determinó en un secuenciador
automático Long-Read Tower System con sus consumibles, de
acuerdo con los manuales provistos por el fabricante. El equipo
se programó para leer ambos fluorocromos con el fin de incluir
dos individuos por pozo, bajo condiciones de corrido de 1500
V, 58°C de temperatura, 50% de potencia del láser, 1 seg de
lectura y 45 min de corrido en presencia de TBE 1×. Cada gel
de poliacrilamida (cassette) fue utilizado para tres corridas
independientes y se sembró en cada pozo 0.2 µL de PCR desnaturalizada con su respectivo control a una proporción 1:1
para cada fluorocromo. El tamaño de cada amplificado se calculó con el software GeneObjects 3.0 (Bayer) utilizando como
referencia marcadores internos de tamaño conocido (237–245
y 206–210 pb). Para la selección del pico verdadero y la determinación de su condición de homocigoto o heterocigoto, se
siguieron las recomendaciones de Butler (2001).
Genotypification
Amplification reactions were performed in a final volume
of 10 μL 1× PCR buffer (Invitrogen, California), 2.5 mM
MgCl2, 0.2 mM dNTPs, 50 μM of each primer, 2% formamide
(Amresco, Ohio), 0.005 units μL–1 recombinant Taq (Invitrogen, California), and 2.5 ng μL–1 DNA. Each forward primer
was fluorescently labeled with Cy5.0 or Cy5.5 (MWG Biotech,
Atlanta). A PTC-200 thermal cycler (MJ Research, Massachusetts) was programmed with a ramp of one, initial denaturation
of 1 min at 90ºC, and 30 cycles as follows: 15 sec at 94ºC;
45 sec at 58ºC for primers Lca22, Lca27, Ra1, Ra5, Ra6, and
Ra7, or 45 sec at 56ºC for primers Lca91, Ra2, Prs229, and
Prs221; 15 sec at 72ºC; and a final extension of 30 min at 72ºC.
Allele size was determined using a Long-Read Tower
System automated sequencer and its consumables, according to
the manuals provided by the manufacturer. The instrument was
programmed to read both fluorochromes in order to include
two individuals per well, under the following conditions: 1500
V, 58°C temperature, 50% laser power, 1 sec for reading, and
running for 45 min in the presence of 1× TBE. Each polyacrylamide gel (cassette) was used for three independent runs and
0.2 µL denaturated PCR was seeded in each well with its
respective control at a ratio of 1:1 for each fluorochrome. The
size of each amplification was calculated using GeneObjects
3.0 software (Bayer) and internal markers of known size
(237–245 and 206–210 bp) as reference. To select the true peak
and determine the homozygotic or heterozygotic conditions,
the recommendations made by Butler (2001) were followed.
Análisis de datos
La diversidad genética se estimó para toda la población y
para cada una de las subpoblaciones mediante el cálculo del
promedio de alelos por locus, el número de loci polimórficos y
la heterocigosidad media observada y esperada, utilizando el
programa GenAlEx V 6.0 (Peakall y Smouse 2006). Las desviaciones del equilibrio Hardy-Weinberg y desequilibrio de
ligamiento se estimaron con la prueba de probabilidad de
Fisher descrita por Raymond y Rousset (1995) usando el programa Genepop 3.4 (Raymond y Rousset 2003) y ajustando los
valores de significancia con la prueba de Bonferroni (Rice
1989).
Para evaluar la diferenciación genética de toda la población, entre pares de poblaciones y entre escenarios oceanográficos, se utilizó el estadístico ΦST para el análisis de varianza
molecular (AMOVA; Excoffier et al. 1992) del programa
GenAlEx V 6.0 (Peakall y Smouse 2006) con 10,000 permutaciones y un ajuste al intervalo de confianza por Bonferroni
(Dunn-Sidak) al 95% (Sokal y Rohlf 1995). La diferenciación
genética debida al aislamiento por distancia se evaluó con la
prueba de Mantel (Mantel 1967) siguiendo el método de
Smouse et al. (1986) implementado en el programa GenAlEx
V 6.0 (Peakall y Smouse 2006) con 10,000 permutaciones y un
nivel de significancia de 95%. La diferenciación genética entre
poblaciones también se evaluó mediante el programa
SAMOVA 1.0 utilizando 100 configuraciones iniciales, dos
grupos, 10,000 permutaciones y un nivel de significancia de
95% (Dupanloup et al. 2002).
Data analysis
Genetic diversity was estimated for the total population and
for each subpopulation by calculating the average number of
alleles per locus, the number of polymorphic loci, and the
observed and expected average heterozygosity, using GenAlEx
6.0 software (Peakall and Smouse 2006). Departures from
Hardy-Weinberg equilibrium and linkage disequilibrium were
estimated with the Fisher exact probability test described by
Raymond and Rousset (1995), using Genepop 3.4 software
(Raymond and Rousset 2003) and adjusting the significance
values with the Bonferroni test (Rice 1989).
To evaluate the genetic differentiation of the total population, between pair-wise populations and among oceanographic
scenarios, we used statistic ΦST for the analysis of molecular
variance (AMOVA) (Excoffier et al. 1992) included in the
GenAlEx 6.0 software (Peakall and Smouse 2006), with
10,000 permutations and Bonferroni (Dunn-Sidak) adjustment
to the 95% confidence interval (Sokal and Rohlf 1995).
Genetic isolation by distance was evaluated by the Mantel test
(Mantel 1967), following the method proposed by Smouse et
al. (1986) included in the GenAlEx 6.0 software (Peakall and
Smouse 2006), with 10,000 permutations and a 95% significance level. Genetic differentiation among populations was
assessed using the SAMOVA 1.0 software, with 100 initial
324
Landínez-García et al.: Genetic analysis of Lutjanus synagris from the Colombian Caribbean
configurations, two groups, 10,000 permutations, and a 95%
significance level (Dupanloup et al. 2002).
Resultados
Selección de marcadores microsatelites
Results
De los 14 cebadores evaluados, 10 mostraron amplificación
óptima y ocho fueron lo suficientemente polimórficos para
ser incluidos en este análisis. Los cuatro cebadores Prs55,
Prs303, Ra3 y Ra11, no amplificaron bajo diferentes mezclas
de reacción y perfiles térmicos examinados en este estudio.
Selection of microsatellite markers
Ten of the 14 primers evaluated showed optimum amplification and eight were sufficiently polymorphic to be included
in this analysis. Primers Prs55, Prs303, Ra3, and Ra11 did not
amplify under the different reaction mixtures and thermal profiles examined in this study.
Diversidad génica
El tamaño alélico varió desde 116 hasta 261 bp y el promedio de alelos por locus fue de 14, con un rango de 6 a 27, de los
cuales Ra5, Prs229, Ra1, Lca22 y Lca 91 presentaron el mayor
nivel de polimorfismo (tabla 1). Todos los loci microsatélite
evaluados presentaron déficit de heterocigosidad con la consecuente desviación del equilibrio Hardy-Weinberg (P < 0.001;
tablas 1, 2) y no se detectó desequilibrio de ligamiento en ninguno de los pares de loci evaluados en las tres poblaciones (P >
0.05).
Genetic diversity
Allele size ranged from 116 to 261 bp and the average number of alleles per locus was 14 (ranging from 6 to 27), with
Ra5, Prs229, Ra1, Lca22, and Lca 91 exhibiting a higher level
of polymorphism (table 1). All the microsatellite loci evaluated
showed heterozygote deficiency with the consequent departure
from Hardy-Weinberg equilibrium (P < 0.001; tables 1, 2).
Linkage disequilibrium was not detected for any of the loci
pairs evaluated in the three populations (P > 0.05).
Diferenciación genética
Genetic differentiation
Se encontró una diferenciación pequeña pero estadísticamente significativa entre la población de Capurganá y las otras
dos poblaciones geográficas tanto por AMOVA (ΦST en toda
la población = 0.006, P = 0.022) como por SAMOVA(mejor
FCT = 0.003, ΦST = 0.007, P = 0.0001). Se encontró un resultado
similar cuando se evaluó el escenario oceanográfico entre
Capurganá y las otras poblaciones (Río Atrato y la Contracorriente Panamá-Colombia; tabla 3, fig. 1). No se encontró
correlación significativa entre la distancia genética y la
geográfica (Rxy = 0.015, P = 0.142, R2 = 0.0002) entre las
poblaciones de L. synagris evaluadas.
A small but statistically significant differentiation was
found between the Capurganá and the other two (Santa Marta
and Rosario Islands) geographic populations, by both AMOVA
(total population ΦST = 0.006, P = 0.022) and SAMOVA (best
FCT = 0.003, ΦST = 0.007, P = 0.0001). A similar result was
obtained when the oceanographic scenario between Capurganá
and other populations was assessed (Atrato River and PanamaColombia Countercurrent; table 3, fig. 1). We found no significant correlation between genetic and geographic distance
(Rxy = 0.015, P = 0.142, R2 = 0.0002) among the L. synagris
populations evaluated.
Table 1. Genetic diversity of eight microsatellite loci from Lutjanus synagris in the Colombian Caribbean. N: number of specimens
examined, Na: number of alleles per locus, HO: observed heterozygosity, HE: expected heterozygosity, F: fixation index, SR: size range in
base pairs found per locus. * Statistical departure from Hardy-Weinberg equilibrium (P < 0.01).
Tabla 1. Diversidad genética en ocho loci microsatélite de Lutjanus synagris en el Caribe Colombiano. N: número de individuos
muestreados, Na: número de alelos por locus, HO: heterocigosidad observada, HE: heterocigosidad esperada, F: índice de fijación, SR:
rango de tamaños en pares de bases encontrados por locus. * Desviación significativa del equilibrio Hardy-Weinberg (P < 0.01).
N
Na
HO
HE
F
SR
Ra1
209
13
0.388
0.821
0.528*
140–164
Ra5
216
27
0.273
0.936
0.708*
161–215
Ra6
214
10
0.065
0.573
0.886*
147–171
Ra7
229
6
0.341
0.564
0.396*
178–188
Lca22
209
14
0.187
0.774
0.759*
231–261
Lca27
220
10
0.236
0.772
0.694*
116–136
Locus
Lca91
228
11
0.548
0.776
0.294*
134–164
Prs229
204
20
0.152
0.910
0.833*
121–159
325
Ciencias Marinas, Vol. 35, No. 4, 2009
Table 2. Genetic diversity of three Lutjanus synagris populations in the Colombian Caribbean. N: number of specimens examined,
Na: number of alleles per locus, HO: observed heterozygosity, HE: expected heterozygosity, F: fixation index. * Statistical
departure from Hardy-Weinberg equilibrium (P < 0.01).
Tabla 2. Diversidad genética de tres poblaciones de Lutjanus synagris en el Caribe Colombiano. N: número de individuos
muestreados, Na: número de alelos por locus, HO: heterocigosidad observada, HE: heterocigosidad esperada, F: índice de
fijación. * Desviación significativa del equilibrio Hardy-Weinberg (P < 0.01).
Population
Locus
N
Santa Marta
Ra5
69
Prs229
Ra1
Rosario Islands
Capurganá
Na
HO
HE
F
24
0.217
0.916
0.763
71
16
0.155
0.891
0.826
67
11
0.493
0.852
0.422
Lca22
65
11
0.262
0.785
0.667
Lca91
75
8
0.507
0.780
0.351
Lca27
67
8
0.194
0.739
0.737
Ra6
65
7
0.077
0.506
0.848
Ra7
75
4
0.360
0.537
0.330
Ra5
75
27
0.293
0.937
0.687
Prs229
74
19
0.108
0.920
0.883
Ra1
77
11
0.377
0.795
0.526
Lca22
77
11
0.182
0.782
0.768
Lca91
78
11
0.590
0.777
0.241
Lca27
79
9
0.266
0.764
0.652
Ra6
80
6
0.075
0.537
0.860
Ra7
79
5
0.253
0.533
0.525
Ra5
72
25
0.306
0.935
0.673
Prs229
59
16
0.203
0.877
0.768
Ra1
65
13
0.292
0.795
0.632
Lca22
67
11
0.119
0.743
0.839
Lca91
75
7
0.547
0.744
0.265
Lca27
74
9
0.243
0.788
0.691
Ra6
69
5
0.043
0.638
0.932
Ra7
75
5
0.413
0.608
0.321
Discussion
Discusión
This study evaluated the genetic diversity and population
structure of L. synagris in several regions of the Colombian
Caribbean by adapting eight microsatellite markers previously
reported for phylogenetically close species.
En el presente trabajo se realizó un estudio de la diversidad
génica y estructuración poblacional de L. synagris en varias
regiones del Caribe Colombiano, mediante la adaptación de
ocho marcadores microsatélites previamente reportados para
especies filogenéticamente cercanas.
Genetic diversity
Diversidad génica
Our findings show a high degree of polymorphism,
evidenced by the high average number of alleles per locus,
suggesting that the eight loci selected are informative for L.
synagris. Compared with previously published data for other
species, the average number of alleles per locus was higher for
Lca91 and Prs229 (11 of 8 and 20 of 8, respectively) and lower
for Ra6 and Lca27 (10 of 23 and 10 of 19, respectively)
(Bagley and Geller 1998, Heist and Gold 2000, Gold et al.
Los resultados de este estudio muestran un alto grado de
polimorfismo, evidenciado en el elevado promedio de alelos
por locus, que sugiere que los ocho loci seleccionados son
informativos para L. synagris. En comparación con datos
previamente publicados para otras especies, se encontró un
promedio de alelos por locus mayor en los loci Lca91 y Prs229
(11 de 8 y 20 de 8, respectivamente) y menor en los loci Ra6 y
326
Landínez-García et al.: Genetic analysis of Lutjanus synagris from the Colombian Caribbean
Table 3. Estimators of gene flow between pair-wise Lutjanus synagris populations and among oceanographic scenarios in the southern Caribbean Sea.
Tabla 3. Estimadores del flujo genético entre pares de poblaciones de Lutjanus synagris y entre los escenarios oceanográficos en el sur del Mar Caribe.
ΦST
P
Geographic populations (geographic distance)
Capurganá–Santa Marta (471 km)
0.0100
0.011
Rosario Islands–Capurganá (245 km)
0.0080
0.021
Rosario Islands–Santa Marta (227 km)
0.0003
0.420
Panama-Colombia Countercurrent
0.0900
0.040
Atrato River
0.0080
0.021
Central Caribbean Current
0.0030
0.155
Magdalena River
0.0003
0.420
Oceanographic scenarios
Lca27 (10 de 23 y 10 de 19, respectivamente) (Bagley y Geller
1998, Heist y Gold 2000, Gold et al. 2001a). Lo anterior es
similar a lo encontrado para Pragus auratus, en el que cuatro
cebadores desarrollados originalmente en Pragus mayor fueron más informativos que cuatro de los cebadores específicos
(Adcock et al. 2000) y apoyan la observación previa de que la
variación de microsatélites difiere entre las especies de la
misma clase de vertebrados y está posiblemente relacionado
con la dinámica poblacional (Neff y Gross 2001).
2001a). This is similar to that found for Pragus auratus, where
four of the primers originally developed for P. mayor were
more informative than four of the specific primers (Adcock et
al. 2000), and supports a prior observation that the variation of
microsatellites differs among species of the same class of vertebrates and is likely related to population dynamics (Neff and
Gross 2001).
Levels of heterozygosity
All the loci evaluated showed marked heterozygosity deficiency with the consequent departure from Hardy-Weinberg
equilibrium. This deficit has also been reported for some loci
from Rhomboplites aurorubens (Bagley et al. 1999) and initially interpreted as possible genotypification errors due to the
presence of stutter products (Shinde et al. 2003), dominance of
short alleles (Wattier et al. 1998), or presence of null alleles
(Shaw et al. 1999), even though this characteristic seems to be
a common trait in invertebrate (Ball and Chapman 2003, Sato
et al. 2005, Tello-Cetina et al. 2005, R Pérez et al. 2006) as
well as vertebrate marine organisms (Ovenden and Street 2003,
Takagi et al. 2003, Clark et al. 2004, O’Reilly et al. 2004, A
Pérez et al. 2006).
In the present study, heterozygosity deficiency cannot be
explained by the Wahlund effect (Wahlund 1928) due to the
absence of correlation between the genetic and geographic distances (Mantel test Rxy = 0.023, P = 0.057). Moreover, it does
not appear to be indicative of associative reproduction due to
the breeding habits of the species in which gametes are
released simultaneously for fecundation.
As this is the first study aiming to determine the genetic
diversity of L. synagris populations, there is no prior information that can be used to analyze the possible loss of genetic
diversity over time. Nevertheless, the possibility of endogamic
processes cannot be discarded for this species in a Colombian
Caribbean scenario if some fishery parameters are considered
that suggest fishing pressure (Mejía and Acero 2002,
Manjarrés 2004), such as a decrease in historical catches in the
past few years (Correa and Manjarrés 2004, Viaña et al. 2004)
Niveles de heterocigosidad
En este estudio se encontró un marcado déficit de heterocigosidad en todos los loci evaluados con la consecuente desviación del equilibrio Hardy-Weinberg. Esta deficiencia también
ha sido reportada para algunos loci en Rhomboplites aurorubens (Bagley et al. 1999) e interpretada inicialmente como
posibles errores de genotipificación por la presencia de picos
fantasmas (Shinde et al. 2003), la dominancia de alelos pequeños (Wattier et al. 1998), o la presencia de alelos nulos (Shaw
et al. 1999) aun cuando esta característica parece ser un rasgo
común tanto en organismos marinos invertebrados (Ball y
Chapman 2003, Sato et al. 2005, Tello-Cetina et al. 2005, R
Pérez et al. 2006) como en vertebrados (Ovenden y Street
2003, Takagi et al. 2003, Clark et al. 2004, O’Reilly et al.
2004, A Pérez et al. 2006).
En este trabajo, la deficiencia de heterocogosidad no puede
ser explicada por el efecto Wahlund (Wahlund 1928) debido a
la ausencia de correlación entre la distancia genética y la distancia geográfica (prueba de Mantel Rxy = 0.023, P = 0.057) y
tampoco parece ser indicativo de apareamiento asociativo
debido a los hábitos reproductivos de la especie, en la que los
gametos se liberan simultáneamente para la fecundación.
Debido a que éste es el primer trabajo en el que se intenta
conocer la diversidad genética poblacional de L. synagris no se
cuenta con información previa que permita explorar la posibilidad de pérdida de diversidad genética en el tiempo; sin
embargo, no se puede descartar la posibilidad de procesos
endogámicos para esta especie en el escenario del Caribe
327
Ciencias Marinas, Vol. 35, No. 4, 2009
Colombiano, si se consideran algunos parámetros pesqueros
que sugieren presión de pesca (Mejía y Acero 2002, Manjarrés
2004), como la disminución en las capturas históricas en los
últimos años (Correa y Manjarrés 2004, Viaña et al. 2004) y la
disminución del tiempo de madurez en sitios con mayor
esfuerzo pesquero (Arteaga et al. 2004). Una situación similar
ha ocurrido con la sobreexplotación de Pragus auratus en las
pesquerías de Nueva Zelanda (Hauser et al. 2002) y con la
sobrepesca de Diplodus sargas en áreas no protegidas (Rowe y
Hutchings 2003).
and a reduced maturation time at sites subject to greater fishing
effort (Arteaga et al. 2004). A similar situation has occurred
with the overfishing of Pragus auratus in New Zealand fisheries (Hauser et al. 2002) and of Diplodus sargas in unprotected
areas (Rowe and Hutchings 2003).
Genetic differentiation
Evidence was found of slight genetic divergence between
the Capurganá and the Rosario Islands and Santa Marta populations, which could indicate the presence of barriers among
these populations and the existence of two fishery stocks that
should be managed according to their population structure. The
Santa Martha stock has been previously evidenced by morphometric and meristic analysis (Gómez 2002, Rodríguez 2004)
and the genetic data obtained in the present study suggest that
this stock is similar to that from the Rosario Islands but differs
from the Capurganá stock.
The genetic divergence observed could be attributed to
differences in the continental shelf between Capurganá (wide)
and the region of the Rosario Islands (narrow) and Santa Marta
(continental slope), since this species shows a clear association
with the shelf bottom where it hides and usually feeds (Acero
and Garzón 1985). This is a common behaviour of demersal
marine fishes, and shelf topography, depth, and sediment type
are factors that determine the population structure
(Duponchelle et al. 2000). Another observation supporting this
premise is that demersal populations that inhabit shallow
waters exhibit greater population fragmentation than species
that inhabit deep waters because the latter encounter fewer
physical barriers for their movements and, therefore, for gene
flow (Newman et al. 1996).
Since the Panama-Colombia Countercurrent may favour
rather than limit gene flow, the genetic differentiation between
geographic populations found in this study could be explained
by the presence of the Atrato River. The fact, however, that
gene flow was detected in the same oceanographic scenario for
Stegastes partitus (Ospina-Guerrero et al. 2008), a species that
presents territorial behaviour in adult stages and pelagic larval
dispersion, indicates that the life strategy of the species
adapted to the oceanographic scenario exerts a stronger influence than the presence of the Atrato River, the marine currents,
or the geographic distance. Similar results have been reported
for the Florida peninsula, where marked genetic substructurization was not detected among populations of Rhomboplites
aurorubens (Bagley et al. 1999), whereas in the same oceanographic scenario, geographic structurization was detected for
Scomberomorus cavalla (Gold et al. 2001b). The role of life
history in determining the population structure was also
mentioned in a recent study on Lutjanus campechanus in the
northern Gulf of Mexico, where similar to our findings, a
slight but significant structurization of populations was
observed over short distances with no evidence of isolation by
distance (Saillant and Gold 2006). Genetic structurization was
also detected for Coryphaena hippurus by RFLPs of the
Diferenciación genética
En el presente trabajo se encontró evidencia de una ligera
diferenciación genética entre Capurganá y las poblaciones de
Islas del Rosario y Santa Marta, lo que podría indicar la presencia de barreras entre estas poblaciones y la existencia de dos
stocks pesqueros que deben ser manejados de acuerdo a su
estructura poblacional. El stock de Santa Marta fue previamente evidenciado mediante análisis morfométrico y merístico
(Gómez 2002, Rodríguez 2004), y los datos genéticos obtenidos en el presente estudio sugieren que es genéticamente similar a las Islas del Rosario y diferente a Capurganá.
La diferenciación genética encontrada podría ser consecuencia de las diferencias en la plataforma continental entre
Capurganá (ancha) y la región de Islas del Rosario (estrecha) y
Santa Marta (talud continental), debido a que esta especie
muestra una marcada asociación con los fondos de la plataforma continental en los que se esconde y usualmente obtiene
su alimento (Acero y Garzón 1985). Este comportamiento
parece común en especies de peces demersales marinos en las
que la profundidad, la topografía de la plataforma y el tipo de
sedimento son los factores que determinan la estructura de la
población (Duponchelle et al. 2000). Otro soporte para esta
idea es la observación de que las poblaciones demersales que
habitan aguas someras exhiben mayor fragmentación de su
población que las especies que habitan las aguas profundas
debido a que estas últimas encuentran menos barreras físicas
para sus movimientos y por lo tanto para el flujo génico
(Newman et al. 1996).
Debido a que la contracorriente Panamá-Colombia podría
favorecer el flujo génico en lugar de limitarlo, la diferenciación
genética entre poblaciones geográficas encontrada en este estudio podría explicarse por la presencia del Río Atrato. Sin
embargo, la evidencia de que en el mismo escenario oceanográfico se haya detectado flujo génico en Stegastes partitus
(Ospina-Guerrero et al. 2008), especie que presenta un estado
adulto territorialista y una larva pelágica con capacidad de
dispersión, es indicio de que la estrategia de vida de la especie
adaptada al escenario oceanográfico ejerce una influencia más
fuerte que la presencia del Río Atrato, las corrientes marinas o
la distancia geográfica por sí solos. Se han encontrado resultados similares en la península de la Florida en donde no se
detectó una marcada subestructuración genética entre poblaciones del pargo de profundidad Rhomboplites aurorubens,
328
Landínez-García et al.: Genetic analysis of Lutjanus synagris from the Colombian Caribbean
mitochondrial NADH1 gene (Rocha-Olivares et al. 2006), suggesting that the results are probably not a consequence of the
genetic markers used.
Analysis of the data presented herein and those previously
published by Gómez (2002) and Rodríguez (2004) indicates
the existence of at least three different stocks of the Colombian
Caribbean L. synagris populations (Capurganá, Rosario
Islands-Santa Marta, and Guajira), which should be managed
according to their population structure. The basic biological
information provided for this species serves as reference for
future monitoring of the genetic diversity of these populations
in the Caribbean Sea.
(Bagley et al. 1999) mientras que en el mismo escenario oceanográfico se detectó estructuración geográfica para la especie
demersal Scomberomorus cavalla (Gold et al. 2001b). El papel
de la historia de vida de la especie en la determinación de la
estructura poblacional también fue sugerida en un trabajo
reciente con L. campechanus en el norte del Golfo de México,
en donde al igual que este estudio, se encontró una ligera pero
significativa estructuración de las poblaciones en distancias
cortas sin que se evidenciara un aislamiento por distancia
(Saillant y Gold 2006). También se ha detectado estructuración
genética en la especie pelágica Coryphaena hippurus usando
RFLP del gen mitocondrial NADH1 (Rocha-Olivares et al.
2006), lo que sugiere que los resultados probablemente no son
consecuencia de los marcadores genéticos utilizados.
El análisis conjunto de los datos obtenidos en el presente
estudio y los previamente publicados por Gómez (2002) y
Rodríguez (2004) sugiere que las poblaciones del Caribe
Colombiano están estructuradas en por lo menos tres stocks
diferentes (Capurganá, Islas del Rosario-Santa Marta y
Guajira), los cuales requieren de un manejo acorde con su
estructura poblacional. La información biológica obtenida para
esta especie deberá servir de base para el monitoreo de la
diversidad genética de estas poblaciones en el sur del Mar
Caribe.
Acknowledgements
This study was financed by the Colombian Institute for Science and Technology Development “Francisco José de Caldas”
(grant 1118-09-13537, contract 181/2003) and the National
University of Colombia at Medellín. The authors thank the
fishermen as well as the staff of the Colombian Institute for
Rural Development at San Andrés and the Special Management Unit of the Colombian National Park System for their
assistance during sample collection.
English translation by Christine Harris.
Agradecimientos
References
Esta investigación fue financiada por el Instituto
Colombiano para el Desarrollo de la Ciencia y la Tecnología
“Francisco José de Caldas” (proyecto 1118-09-13537, contrato
181/2003) y la Universidad Nacional de Colombia sede
Medellín a través de la DIME y su laboratorio de Biología
Celular y Molecular. Los autores agradecen a los pescadores, el
Instituto Colombiano de Desarrollo Rural seccional San
Andrés y la Unidad Administrativa Especial del Sistema de
Parques Nacionales Naturales territorial Caribe, su colaboración en la recolección de muestras biológicas.
Acero A, Garzón J. 1985. Los pargos (Pisces: Perciformes:
Lutjanidae) del Caribe colombiano. Actual. Biol. 14(53): 89–99.
Adcock GJ, Bernal JH, Hauser L, Smith P, Carvalho GR. 2000.
Screening of DNA polymorphisms in samples of archived scales
from New Zealand snapper. J. Fish. Biol. 56: 1283–1287.
Arteaga E, Criales MI, Rodríguez DY, Gómez PG, Manjarrés LM.
2004. Dinámica reproductiva de los stocks de pargo rayado
Lutjanus synagris (Linnaeus, 1758) en el área norte del Caribe
Colombiano. In: Manjarrés LM (ed.), Pesquerías Demersales del
Área Norte del Mar Caribe de Colombia y Parámetros Biológicopesqueros y Poblacionales del Recurso Pargo. Universidad de
Magdalena, Santa Marta, Colombia, pp. 203–215.
Bagley MJ, Geller JB. 1998. Characterization of microsatellite loci in
the vermilion snapper Rhomboplites aurorubens (Percoidei:
Lutjanidae). Mol. Ecol. 7: 1083–1090.
Bagley MJ, Lindquist DG, Geller JB. 1999. Microsatellite variation,
effective population size, and population genetic structure of
vermilion snapper, Rhomboplites aurorubens, off the southeastern
USA. Mar. Biol. 134: 609–620.
Ball AO, Chapman RW. 2003. Population genetic analysis of white
shrimp, Litopenaeus setiferus, using microsatellite genetic
markers. Mol. Ecol. 12: 2319–2330.
Butler J. 2001. Forensic DNA Typing: Biology and Technology
Behind STR Markers. Academic Press, USA, 322 pp.
Cervigón F. 1993. Los Peces Marinos de Venezuela. Fundación Los
Roques, Venezuela, 497 pp.
Clark TB, Ma L, Saillant E, Gold JR. 2004. Microsatellite DNA
markers for population-genetic studies of Atlantic bluefin tuna
(Thunnus thynnus thynnus) and other species of genus Thunnus.
Mol. Ecol. Notes 4: 70–73.
Claro R, Lindeman KC, Parenti LR. 2001. Ecology of the Marine
Fishes of Cuba. Smithsonian Institution, Washington, DC, 450 pp.
Coleman FC, Koenig CC, Huntsman GR, Musick JA, Eklund AM,
McGovern JC, Chapman RW, Sedberry GR, Grimes CB. 2000.
Long-lived reef fishes: The grouper-snapper complex. Am. Fish.
Soc. 25: 14–20.
Correa FA, Manjarrés LM. 2004. Recursos de peces demersales
explotados por las pesquerías artesanales marítimas de la Guajira,
Mar Caribe de Colombia. In: Manjarrés LM (ed.), Pesquerías
Demersales del Área Norte del Mar Caribe de Colombia y
Parámetros Biológico-pesqueros y Poblacionales del Recurso
Pargo. Universidad de Magdalena, Santa Marta, Colombia,
pp. 77–89.
Díaz J, Barrios L, Cendales M, Garzón-Ferreira J, Geister J, LópezVictoria M, Ospina G, Parra-Velandia F, Pinzón J, Vargas-Ángel
B, Zapata F, Zea S. 2000. Áreas Coralinas de Colombia. Instituto
de Investigaciones Marinas y Costeras “José Benito Vives de
Andreis” INVEMAR, Santa Marta, Colombia, 176 pp.
Dupanloup I, Schneider S, Excoffier L. 2002. A simulated annealing
approach to define the genetic structure of populations. Mol. Ecol.
11: 2571–2581.
329
Ciencias Marinas, Vol. 35, No. 4, 2009
Ovenden JR, Street R. 2003. Genetic population structure of
mangrove jack, Lutjanus argentimaculatus (Forsskal). Mar.
Freshwat. Res. 54: 127–137.
Peakall R, Smouse PE. 2006. Genalex 6: Genetic analysis in Excel.
Population genetic software for teaching and research. Mol. Ecol.
Notes 6: 288–295.
Pérez A, González M, Lenfant P, Concepción M, García JA. 2006.
Effects of fishing protection on the genetic structure of fish
populations. Biol. Conserv. 29: 244–255.
Pérez R, Duran S, Estoup A, Turon X. 2006. Polymorphic
microsatellite loci isolated from the Atlanto-Mediterranean
colonial ascidian Pycnoclavella sp. (Ascidiacea, Tunicata). Mol.
Ecol. Notes 6: 516–520.
Pruett CL, Saillant E, Gold JR. 2005. Historical population
demography of red snapper (Lutjanus campechanus) from the
northern Gulf of Mexico based on analysis of sequences of
mitochondrial DNA. Mar. Biol. 147: 593–602.
Raymond M, Rousset F. 1995. An exact test for population
differentiation. Evolution 49: 1280–1283.
Raymond M, Rousset F. 2003. Genepop 3.4, an updated version of
genepop 1.2 (1995): Population genetics software for exact tests
and ecumenicism. J. Hered. 86: 248–249.
Rice WR. 1989. Analizing tables of statistical test. Evolution 43:
223–225.
Rocha-Olivares A, Sandoval-Castillo JR. 2003. Mitochondrial
diversity and genetic structure in allopatric populations of the
Pacific red snapper Lutjanus peru. Cienc. Mar. 29: 197–209.
Rocha-Olivares A, Bobadilla-Jiménez M, Ortega-García S, SaavedraSotelo S, Sandoval-Castillo JR. 2006. Mitochondrial variability of
dolphinfish Coryphaena hippurus populations in the Pacific
Ocean. Cienc. Mar. 32: 569–578.
Rodríguez DY. 2004. Divergencia morfológica de las especies
demersales pargo cebal (Lutjanus analis) y pargo rayado
(Lutjanus synagris) (Pisces, Lutjanidae) del área norte del Caribe
Colombiano. M.Sc. thesis, Universidad Nacional de Colombia,
Bogotá, 116 pp.
Rowe S, Hutchings JA. 2003. Mating systems and the conservation of
commercially exploited marine fish. Trends Ecol. Evol. 18:
567–573.
Saillant E, Gold JR. 2006. Population structure and variance effective
size of red snapper (Lutjanus campechanus) in the northern Gulf
of Mexico. Fish. Bull. 104: 136–148.
Sambrook J, Fritsch EF, Maniatis T. 1989. Molecular Cloning: A
laboratory manual. 2nd ed. Cold Spring Harbor Laboratory Press,
New York.
Sato M, Kawamata K, Zaslavskaya N, Nakamura A, Ohta T,
Nishikiori T, Brykov V, Nagashima K. 2005. Development of
microsatellite markers for Japanese scallop (Mizuhopecten
yessoensis) and their application to a population genetic study.
Mar. Biotechnol. 7: 713–728.
Shaw P, Pierce G, Boyle P. 1999. Subtle population structuring within
a highly vagile marine invertebrate, the veined squid Loligo
forbesi, demonstrated with microsatellite DNA markers. Mol.
Ecol. 8: 407–417.
Shinde D, Lai SF, Arnheim N. 2003. Taq DNA polymerase slippage
mutation rates measured by PCR and quasi-likelihood analysis:
(CA/GT)(n) and (A/T)(n) microsatellites. Nucleic Acids Res. 31:
974–980.
Smouse PE, Long JC, Sokal RR. 1986. Multiple regression and
correlation extensions of the Mantel test of matrix
correspondence. Syst. Zool. 35: 627–632.
Sokal RR, Rohlf FJ. 1995. Biometry: The Principles and Practice of
Statistics in Biological Research. 3rd ed. WH Freeman and Co.,
New York, 887 pp.
Duponchelle F, Snoeks J, Hanssens M, Agnése JF, Ribbink A,
Msukwa A, Mafuka J, Mandere D. 2000. Morphometric, genetic
and ecological comparisons of two important demersal species
along a gradient from the South West Arm to Nkhata Bay. In:
Duponchelle F, Ribbink A (eds.), Fish Ecology Report. Lake
Malawi/Nyasa/Niassa Biodiversity Conservation Project, 325 pp.
Excoffier L, Smouse PE, Quattro JM. 1992. Analysis of molecular
variance inferred from metric distances among DNA haplotypes:
Application to human mitochondrial DNA restriction data.
Genetics 131: 479–491.
Garber AF, Tringali MD, Stuck KC. 2004. Population structure and
variation in red snapper (Lutjanus campechanus) from the Gulf of
Mexico and Atlantic coast of Florida as determined from
mitochondrial DNA control region sequence. Mar. Biotechnol. 6:
175–185.
Gold JR, Pak E, Richardson LR. 2001a. Microsatellite variation
among red snapper (Lutjanus campechanus) from the Gulf of
Mexico. Mar. Biotechnol. 3: 293–304.
Gold JR, Burridge CP, Turner TF. 2001b. A modified stepping-stone
model of population structure in red drum, Sciaenops ocellatus
(Sciaenidae), from the northern Gulf of Mexico. Genética 111:
305–317.
Gómez G, Guzmán R, Chacón R. 2001. Parámetros reproductivos y
poblacionales de Lutjanus synagris en el Golfo de Paria,
Venezuela. Zootec. Trop. 19: 335–357.
Gómez PG. 2002. Identificación de stocks de pargo rayado (Lutjanus
synagris, Linnaeus 1758) en el área norte del Caribe Colombiano.
Thesis, Universidad Jorge Tadeo Lozano, Bogotá, 145 pp.
Hauser L, Adcock GJ, Smith PJ, Bernal JH, Carvalho GR. 2002. Loss
of microsatellite diversity and low effective population size in an
overexploited population of New Zealand snapper (Pagrus
auratus). PNAS 99(18): 11742–11747.
Heist EJ, Gold JR. 2000. DNA microsatellites and genetic structure of
Lutjanus campechanus in the Gulf of Mexico. Trans. Am. Fish.
Soc. 129: 469–475.
Luckhurst B, Dean JM, Reichert M. 2000. Age, growth and
reproduction of the lane snapper Lutjanus synagris (Pisces:
Lutjanidae) at Bermuda. Mar. Ecol. Prog. Ser. 203: 255–261.
Manjarrés LM. 2004. Pesquerías Demersales del Área Norte del Mar
Caribe de Colombia y Parámetros Biológico-pesqueros y
Poblacionales del Recurso Pargo. 1st ed. Universidad de
Magdalena, Santa Marta, Colombia, 318 pp.
Mantel N. 1967. The detection of disease clustering and a generalized
regression approach. Cancer Res. 27: 209–220.
Martínez G, Shaw EM, Carrillo M, Zanuy S. 1998. Protein salting-out
method applied to genomic DNA isolation from fish whole blood.
Biotechniques 24: 238–239.
Mejía LS, Acero A. 2002. Libro Rojo de Peces Marinos de Colombia.
Ministerio del Medio Ambiente, Bogotá, 173 pp.
Neff BD, Gross MR. 2001. Microsatellite evolution in vertebrates:
Inference from AC dinucleotide repeats. Evolution 55:
1717–1733.
Newman S, Williams D, Russ G. 1996. Variability in the population
structure of Lutjanus adetti and L. quinquelineatus among reefs in
the central Great Barrier Reef. Fish. Bull. 94: 313–329.
O’Reilly PT, Canino MF, Bailey K, Bentzen MP. 2004. Inverse
relationship between FST and microsatellite polymorphism in the
marine fish, walleye pollock (Theragra chalcogramma):
Implications for resolving weak population structure. Mol. Ecol.
13: 1799–1814.
Ospina-Guerrero SP, Landínez-García RM, Rodríguez-Castro DJ,
Arango R, Márquez E. 2008. Genetic connectivity of Stegastes
partitus in the South Caribbean evidenced by microsatellite
analysis. Cienc. Mar. 34: 155–163.
330
Landínez-García et al.: Genetic analysis of Lutjanus synagris from the Colombian Caribbean
Colombia y Parámetros Biológico-pesqueros y Poblacionales del
Recurso Pargo. Universidad de Magdalena, Santa Marta,
Colombia, pp. 115–151.
Wahlund S. 1928. Composition of populations from the perspective of
the theory of heredity. Hereditas 11: 65–106.
Wattier R, Engel CR, Saumitou P, Valero M. 1998. Short allele
dominance as a source of heterozygote deficiency at microsatellite
loci: Experimental evidence at the dinucleotide locus gv1ct in
Gracilaria gracilis (Rhodophyta). Mol. Ecol. 7: 1569–1573.
Takagi M, Chow S, Okamura T, Scholey V, Nakazawa A, Margules D,
Wexler J, Taniguchi N. 2003. Mendelian inheritance and variation
of four microsatellite DNA markers in the yellowfin tuna Thunnus
albacares. Fish. Sci. 69: 1306–1308.
Tello-Cetina JA, Rodríguez-Gil LA, Rodríguez-Romero FR. 2005.
Population genetics of the pink snail Strombus gigas in the
Yucatan Peninsula: Implications for its management and fishery.
Cienc. Mar. 31: 379–386.
Viaña JE, Medina JA, Barros ME, Manjarrés LM, Altamar J, Solano
M. 2004. Evaluación de la ictiofauna demersal extraída por la
pesquería industrial de arrastre en el área norte del Caribe
Colombiano (enero/2000–junio/2001). In: Manjarrés LM (ed.),
Pesquerías Demersales del Área Norte del Mar Caribe de
Recibido en marzo de 2007;
aceptado en septiembre de 2009.
331