telomero, telomerasa y cancer

REVISION (BIOLOGIA CELULAR)
Acta Científica Venezolana, 55: 288-303, 2004
TELOMERO, TELOMERASA Y CANCER
1
2
Francisco Arvelo y Alvaro Morales
Laboratorio de Cultivo de Tejidos y Biología de Tumores,
Instituto de Biología Experimental, Facultad de Ciencias,
Universidad Central de Venezuela, Apartado 47114, Caracas-Venezuela, 1041-A.
2
Centro de Biotecnología, Unidad de Genómica y Polimorfismo Genético,
Instituto de Estudios Avanzados, Valle de Sartenejas, Apartado 17606, Caracas 1015-A.
e-mail: franarvelo@yahoo.com
1
Recibido: 02/02/04; Revisado: 05/05/04; Aceptado: 13/07/04
RESUMEN: Los telómeros son estructuras nucleoproteicas especializadas que constituyen las extremidades de los cromosomas y cuya
longitud predice la capacidad replicativa de las células. Por otra parte, la telomerasa, que es la enzima que sintetiza el ADN telomérico y,
por tanto, controla la síntesis de los telómeros, jugaría un papel importante en el proceso de inmortalización de las células. Los métodos
empleados para cuantificar esta enzima son reproducibles, seguros y semicuantitativos, y han permitido mostrar que la telomerasa es
sobre-expresada en muchos tipos de tumores malignos, no así en los tejidos somáticos normales. El estudio de la regulación de la longitud
de los telómeros y de la actividad de la telomerasa ha permitido comparar dos fenómenos biológicos diferentes y fundamentales, como lo
son la senescencia y el cáncer, por lo que el telómero y la telomerasa podrían constituir un blanco atractivo para el desarrollo de nuevos
agentes antitumorales. Palabras clave: Telómero, telomerasa, senescencia, cáncer, quimioterapia.
TELOMERE, TELOMERASE AND CANCER
ABSTRACT: Telomeres are specialized nucleoprotein structures that constitute chromosome ends and whose length predicts the replicative
capacity of cells. Activation of telomerase, the ADN polymerase that synthetizes telomeric repeats, seems to be necessary for cell
immortalization. Methods for measuring telomerase activity which are reliable, reproducible and semi-quantitative, have shown that
telomerase is over expressed in most human cancers but not in normal somatic tissues. Research on the regulation of telomere length and
telomerase activity, highlights the connection between senescence and cancer. Thus, telomeres and telomerase represent attractive targets
for the discovery of new anticancer agents. Key Words: Telomere, telomerase, senescence, cancer, chemotherapy
INTRODUCCION
Los seres humanos, ante la finitud de la vida y lo
inevitable del envejecimiento, han anhelado la vida
eterna y para ello se han empeñado en buscar la fuente
de la eterna juventud. Esa búsqueda permanente ha sido
motivo de muchas ficciones, las cuales han generado
mitos y leyendas a lo largo de toda la historia de la
humanidad. Es a partir del desarrollo de la ciencia que
hoy tenemos un cuadro más real y exacto de lo que es la
vida y sus posibilidades, incluso sin olvidar el anhelo de
trascedencia que siempre ha animado al hombre. Así, en
su permanente búsqueda de la verdad, la ciencia
también está tratando de evitar, o al menos retrasar, el
incuestionable deterioro durante el envejecimiento,
centrando buena parte en sus esperanzas en el campo
de la genética al considerar que la clave de este
deterioro orgánico observado con el paso del tiempo, se
encuentra en el ADN.
Actualmente se considera que la clave del
envejecimiento esté en el proceso de la división celular y
que el reloj biológico que controla la vida de cada célula
sea el telómero, los cuales forman regiones terminales
de todos los cromosomas tanto de los eucariotas como
de algunos cromosomas procariotas lineales. La función
de esta región del cromosoma no esta completamente
dilucidada, pero sin embargo existen numerosas
propuestas, con base experimental, que hablan acerca
de la función del telómero en el ciclo celular,
senescencia y control de la expresión genética a nivel
transcripcional.
Por otro lado, en el ámbito estructural, el telómero
ayuda a mantener la integridad del cromosoma evitando
la fusión de sus extremos y la degradación por
nucleasas, así mismo participa en el anclaje de los
cromosomas a la matriz nuclear y juega un papel muy
importante durante la meiosis, el apareamiento y
recombinación homologa11.
Estas características asociadas al telómero hacen que
adquiera una importancia especial en algunas
enfermedades, como puede ser el crecimiento
descontrolado que se observa en el cáncer y en la
posibilidad de diseñar terapias más adecuadas para
controlar esta enfermedad86. Por ello, en este trabajo,
haremos especial énfasis en la estructura del telómero y
la telomerasa en cuanto a su composición y las
proteínas responsables de la estructura y la síntesis. Por
otra parte, discutiremos las implicaciones que pueden
tener la estructura y el tamaño del telómero tanto en el
ciclo celular, cáncer y senescencia.
Telomero, telomerasa y cáncer
Telomero: Estructura y composición
Los telómeros de la mayoría de eucariotas están
formados por dos tipos de secuencias de ADN. Una de
ellas, denominada secuencia telomérica, repetición
telomérica o repetición terminal, constituye el extremo de
la cadena de ADN del cromosoma, mediante la
repetición en tándem de un oligonucleótido corto.
Generalmente esta secuencia telomérica es más rica en
G en una de las hebras la que forma el extremo 3’, que
sobresale unos 12-16 nucleótidos sobre la hebra que
aporta el extremo 5’. Ese extremo saliente es reconocido
por proteínas ligantes del telómero (TBP, telomere
binding proteins), que actúan a modo de caperuza
protectora de dicho ADN terminal. Existen también unas
secuencias más complejas adyacentes a las anteriores
que se denominan asociadas a telómeros o secuencias
subteloméricas. Blakburn y Gall en 1978 reportaron, por
primera vez, la secuencia telomérica a partir del ADN del
gen ribosomal del protozoario ciliado Tetrahymena
termophila10. Este estudio permitió la posterior
identificación, caracterización y clonamiento de
telómeros en una gran variedad de otros organísmos,
(Tabla I).
En los humanos, el ADN del telómero está constituido
por repeticiones hexaméricas del tipo TTAGGG19,92, las
cuales estan repetidas entre 150 y 2000 veces85,
encontrándose mayor número de repeticiones en el 3’
terminal, el cual finaliza en repetidos hexaméricos de
cadena simple, haciendo a esta porción mas larga que la
hebra complementaria 5’-terminal11. Un acortamiento de
la longitud de los telomeros ocurre en el curso del
envejecimiento, cuyas disminuciones son generalmente
del orden de 10 a 200 pares de bases por año según los
diferentes tipos de tejidos. Una disminución de la
longitud de los telómeros es observado en el caso de los
fibroblastos de la piel130, mioblastos de los músculos
esqueléticos27, células de la mucosa intestinal52,
leucocitos135 y células endoteliales del sistema
vascular16. Acompañando a las secuencias repetitivas
del ADN telomerico, en sentido 5’ hacia el centromero,
se encuentran secuencias ricas en GC llamadas
secuencias subteloméricas, las cuales poseen bajo
número de repeticiones hexamericas y aunque estas no
participan directamente en la homeostasis del telómero,
su estructura puede jugar un papel importante en la
formación de la estructura del telosoma. Es importante
destacar que aunque
la secuencia telomérica se
encuentra conservada en muchos organísmos, el
tamaño del 3’ terminal u “overhang” es especie
específica40, asi como también muchas de las proteínas
encargadas de la elongación. Esto indica que la longitud
del telómero ha sido una de las características más
importantes para el mantenimiento de la integridad
cromosomal y además evidencia las distintas
adaptaciones, de las diferentes especies, a los dictados
de su biología celular.
Las repeticiones hexaméricas que se encuentran en
simple cadena permiten al ADN telomérico adoptar
estructuras secundarias muy particulares debido a la
289
interación de los grupos guaninas a través de enlaces de
hidrógeno. Estas estructuras se denominaron quartetos
G, debido a que estan involucrados cuatro grupos de
guanina, los cuales pueden interaccionar intra o inter
cadena101,102. Es importante destacar que el “overhang”
puede encontrarse formando tanto estructura de
horquilla como quartetos G al mismo tiempo43,44. Las
primeras evidencias de la estructura quarteto G se
obtuvieron en preparaciones de ADN telomérico
sintetizado in vitro bajo condiciones apropiadas tales
como temperatura, concentraciones de cationes, pH, etc
y posteriormente, se demostró la existencia de estas
estructuras in vivo6,9,15,103.
Existe un grupo importante de proteínas involucradas
en la formación y protección del telómero, entre las que
destacan la telomerasa Rap1, TRF1 y TRF29,28,59. Rap1
es una proteína telomérica que se ha encontrado tanto
en humanos como levaduras y ciliados, controlando en
los primeros la longitud del telómero a través de su
interacción con TRF2.
Tanto TRF2 y TRF1 son
proteínas estructurales que se unen a las secuencias
repetidas en tanden telomericas TTAGGG99. La TRF1
se encuentra en la región doble cadena del telómero,
mientras que TRF2 está asociada a la región simple
cadena u “overhang”, poseyendo ambas proteínas un
dominio tipo Myb hélice-vuelta-hélice en su región
carboxi-terminal y un dominio de formación en su región
central49. La pérdida de función de TRF2 origina
anormalidades cromosómicas, detención del ciclo celular
y activación de la respuesta del ATM-p53, que responde
a daños en el ADN. Estas dos proteínas no forman
heterodímeros y tienen una gran diferencia en su Nterminal, el cual es ácido en TRF1 y básico en TRF2.
La TRF1 y la TRF2 se encuentran estrechamente
relacionados en el dominio de unión al ADN y ambas
proteína pueden unirse al ADN telomérico doble cadena
in vitro. Se sugiere que TRF1 actuaría en cis sobre la
regulación de la longitud del telómero, bloqueando así el
acceso de la telomerasa al extremo 3’-terminal de la
cadena sencilla del cromosoma63,74, mientras que TRF2
juega un papel clave en la homeostasis del telómero, ya
que modificaciones en su patrón de expresión producen
una marcada consecuencia en la regulación y síntesis
del telómero. Una hipótesis es que el TRF2 se comporta
como una proteína sensora de la longitud del telómero y
que esto se realiza a través de la unión a los repetidos
telomericos de la región de doble cadena. Por otra parte
se ha podido establecer la responsabilidad de TRF1 y
TRF2 en la formación de la estructura telomerica llamada
“T-Loop”, que es esencial para la protección de los
extremos de los cromosomas de la degradación por
nucleasas y fusión. Además, esta estructura juega un
papel determinante en la organización de la cromatina en
las regiones telomericas y subtelomericas116.
Por otra parte se ha determinado el papel de la
proteína con actividad poli(ADP-ribosa) polimerasa
(PARP) en los telómeros humanos, con homología con
las ankirinas de 142 kDA y dominio catalítico de una
PARP e identificada como una proteína de unión a
TFR1, la cual se denominó tankirasa I115. Esta proteína
290
Arvelo y Morales
tiene un dominio con repetidos ankyrin y reconoce el
N-terminal acidico de TFR1, lo que indica que es una
interacción específica con TFR1, ya que TRF2 no tiene
esta característica. Se han distinguido algunas proteínas
PARPs que se encuentran involucradas en los
mecanismos de reparación en respuesta al estres
genotóxico, las cuales poseen un dominio de unión al
ADN, el cual es responsable de la activación de la
enzima cuando existe daño en el ADN110,120. Otro grupo
de proteínas
tales como POT1, Pin X1, Tin2 y
Tankirasa, además de estar involucradas en los
mecanísmos de reparación intervienen en la modulación
de la actividad de la telomerasa, formación de la
heterocromatina y señalización celular 70,81,144.
Tabla I: Secuencias repetitivas teloméricas en eucariotas
Grupo
Organismo
Repetidos Teloméricos (5'-3' terminal)
Vertebrados
Human, mouse, Xenopus
TTAGGG
Hongos filamentosos Neurospora
Hongos
Protozoarios
Kinetoplastidios
Physarum, Didymium
TTAGGG
Dictyostelium
AG(1-8)
Trypanosoma, Crithidia
TTAGGG
Tetrahymena, Glaucoma
Protozoarios
ciliados
TTAGGG
Paramecium
Oxytricha, Stylonychia,
Euplotes
TTGGGG
TTGGG(T/G)
TTTTGGGG
Protozoarios
esporozoitos
Plasmodium
TTAGGG(T/C)
Plantas
superiores
Arabidopsis
TTTAGGG
Insectos
Bombyx mori
TTAGG
Nemátodos
Ascaris lumbricoides
TTAGGC
Algas
Chlamydomonas
TTTTAGGG
Levaduras
de fisión
Schizosaccharomyces
pombe
Saccharomyces cerevisiae
Levaduras
de gemación
Candida glabrata
Candida albicans
Candida tropicalis
Candida maltosa
Candida guillermondii
Candida pseudotropicalis
Kluyveromyces lactis
(tomado de: http://cechlab.colorado.edu/telomere/teltable.html)
TTAC(A)(C)G(1-8)
TGTGGGTGTGGTG (from RNA template)
or G(2-3)(TG)(1-6)T (consensus)
GGGGTCTGGGTGCTG
GGTGTACGGATGTCTAACTTCTT
GGTGTA[C/A]GGATGTCACGATCATT
GGTGTACGGATGCAGACTCGCTT
GGTGTAC
GGTGTACGGATTTGATTAGTTATGT
GGTGTACGGATTTGATTAGGTATGT
Telomero, telomerasa y cáncer
Telomerasa: Estructura y Composición
La telomerasa humana es un complejo de
ribonucleoproteína que tiene un peso molecular de
aproximadamente un megadalton 108, variando este
valor según el método de purificación, lo cual puede
reflejar una heterogeneidad fisiológica, pudiendo ser
inherente a la vía de activación, ensamblaje o regulación
de esta enzima. Existen por lo menos tres pasos para el
correcto ensamblaje de la holoenzima, los cuales son:
a) acumulación de ARN; b) activación catalítica y
c) secuestro en los telómeros.
La acumulación estable de muchos ARNs, que no
codifican proteínas, requieren de un procesamiento
activo del transcripto primario el cual puede consistir en
el clivaje del precursor, en la modificación de la base o el
azúcar o en el ensamblaje dentro de una proteína que lo
protege de degradación por nucleasas. La subunidad de
ARN de la telomerasa de distintos grupos filogenéticos
es altamente divergente, no sólo en su secuencia, sino
también en su estructura secundaria, modificaciones,
estabilidad celular y requerimientos transcripcionales. La
subunidad ARN de la telomerasa de humanos tiene
451 nt y al igual que en otros vertebrados e incluso en
levaduras, es producto de la ARN pol II20. Cuando la
subunidad ARN de ciliados es transcrita por la ARN
pol III, y el gen de la subunidad de humanos es transcrita
artificialmente por pol III, ésta produce un ARN truncado
y es procesado de manera diferente. En los humanos es
conocido el mecanismo mediante el cual la subunidad
ARN de la telomerasa (hTR) es procesada y además no
se ha encontrado evidencia de poliadenilación,
demostrándose que ésta no es necesaria para la
terminación de la transcripción82,89. Sin embargo, al igual
que otros ARN, la hTR requiere de un motivo de orquilla
(H/ACA) para que pueda estabilizarse y acumularse en
la célula. Este motivo, está muy conservado en los
vertebrados, sin embargo no así para levaduras y
ciliados, cada uno de los cuales pareciera emplear un
estrategia distinta para la acumulación de la subunidad
ARN de la telomerasa89.
El motivo H/ACA se asocia a cuatro proteínas comunes
a todos los ARN nucleares pequeños (snoRNA),
inicialmente identificadas en levaduras como Gar1p,
Cbf5p, Nhp2p y Nop10p32,39. La pérdida de expresión de
algunas de estas proteínas producen la detención del
ciclo celular; a excepción de Gar1p, todas las demás
previenen la acumulación de snoRNA41.
En los seres humanos se han identificados algunas
proteínas que presentan homología en cuanto a su
función. Como ejemplo tenemos que la proteína
diskerina es homóloga a Cbf5p, la cual se une a una
secuencia específica en el ARN blanco y cambia uridina
por pseudouridina. Otras tres proteínas, de las
identificadas en humanos, la hNHP2, hNOP10 y hGAR1
interactúan con el motivo H/ACA de todos snoRNA y con
hTR. En experimentos donde se hicieron cambios a nivel
de la secuencia de hTR, se observó que las variantes
que no se podían acumular, tampoco fueron capaces de
interactuar con ninguna de estas cuatro proteínas
291
descritas54. Resultados similares se obtuvieron al
cambiar la secuencia del motivo H/ACA de hTR, lo que
indica que esta subunidad tiene los mismos
requerimientos que el resto de las snoRNA para lograr
su estabilidad y su posterior acumulación en la célula.32
Además de éstas proteínas, recientemente se han
descrito
algunas
ribonucleoproteínas
nucleares
heterogéneas (hnRNPs) que incluyen A1, C1/C2 35 y
chaperonas como p23/hsp9057 , hStau, L2277, el
autoantígeno La y TEP12,51 ,los cuales son proteínas
accesorias de la telomerasa
humana. Numerosas
observaciones experimentales sugieren que estas
proteínas poseen un rol importante en la biología del
telómero, como lo señalan los siguientes hechos: 1) a
través de experimentos de inmunoprecipitación se ha
observado que hnRNP A1, hnRNP D y hnRNP C1/C2
interactúan con la holoenzima telomerasa; 2) hnRNPs
A1, A2-B1, D y proteínas homólogas de otros
organismos, pueden asociarse a las secuencias
repetitivas de ADN simple cadena telomérico in vivo;
3) todas las hnRNPs que se asocian al telómero y a la
telomerasa son componentes integrales de la matriz
nuclear, sitio putativo de unión de los telómeros, lo que
sugiere que ellos puedan estar próximos a el complejo
de hnRNPs o unidos directamente a éstos. Por otra
parte, la expresión deficiente de hnRNP A1 en células de
ratón produce telómeros cortos, sin embargo, la longitud
de los mismos aumenta cuando se restituye hnRNP A1,
lo que indica que estas ribonucleoproteínas están
estrechamente involucradas en la regulación de la
longitud del telómero19,54. Sobre la base de estas
observaciones se han propuesto dos modelos para
explicar como la holoenzima telomerasa se une al
telómero. Uno de los modelos plantea una estructura
telomérica en lazo o T-loop, la cual tiene unida hnRNP
A1 y otras hnRNPs accesorias que al interaccionar con
la holoenzima telomerasa producen un cambio
conformacional que expone la hebra 3´ cadena sencilla
para permitir entonces la elongación por parte de la
telomerasa. El otro modelo supone un telómero sin
estructuras en lazo, que al ser reconocido por la hnRNP
A1 induce el secuestro de la holoenzima telomerasa
hacia el extremo 3´terminal y por consiguiente produce la
elongación del telomero40.
Interacción de la subunidad catalítica y la subunidad
ARN
Estos resultados permiten especular que la hTR posee
dos dominios funcionales: la región molde y la región de
doble orquilla y que existe un tercer dominio que permite
que éstas dos regiones puedan plegarse correctamente
para interactuar cada una con un dominio distinto de
hTERT122. En algunos tejidos la ausencia de actividad
telomerasa es debida a la represión del gen, mientras
que en otros tejidos se debe a que sólo se expresa el
ARNm inactivo de la hTERT, el cual consiste en una
proteína truncada que no posee la función catalítica.
Llamativamente esta proteína sólo pierde el motivo
292
catalítico, por lo que puede unirse a la hTR. Esto hace,
suponer un modelo de competencia en el cual ambas
proteínas, la inactiva y la activa, compiten por los sitios
de unión a la hTR, lo que sugiere a su vez que uno de
los puntos de regulación de la actividad telomerasa
pueda estar en el ámbito de la expresión de ambos
transcriptos. Este modelo hace suponer que existen
distintos tipos de regulación de esta actividad en los
humanos y probablemente obedece a la diferencia en la
regulación del ciclo celular de las células de los
diferentes tejidos en los humanos19.
Aspectos fisiológicos de la actividad telomerasa y el
telomero
El tiempo de vida de las células humanas varía
considerablemente de un tipo celular a otro. La mayoría
de las células de humanos tienen un tiempo de vida
relativamente corto (aproximadamente 100 divisiones),
mientras que otras están dotadas de una longevidad
excepcional, como es el caso de las células
hematopoyeticas, piel, intestinales o endometriales,
estas últimas se dividen un gran número de veces
durante el ciclo mestrual73. En contraste, existe una
correlación con la represión de la actividad de la
telomerasa en células en maduración terminal o en
estado de diferenciación.3 Un número de señales extra o
intracelulares tales como la radiación ultravioleta125, Zn97
interferon α, estrógenos y citocinas34,88, afecta la
actividad de la telomerasa. Por otra parte, en cuanto a
las células de las líneas germinales responsables de la
producción de los gametos, el tiempo de vida es
prácticamente ilimitado, ya que se propagan de una
generación a otra. Estos tipos celulares tienen en común
que compensan el acortamiento de los telomeros a
través de la síntesis de ADN telomerico por la enzima
telomerasa. La enzima puede actuar varias veces sobre
el mismo sustrato y a cada ciclo de síntesis agrega 6
nucleotidos 62 Durante la embriogénesis, la actividad de
la telomerasa está presente inicialmente en todos los
tejidos, la cual va decreciendo gradualmente en el
transcurso de su desarrollo138. En los humanos el gen
hTERT presenta una sola copia localizada en la parte
distal del cromosoma 5p15.3313, ocupando 37 kb y
conteniendo 16 exones119. Se han realizado numerosos
estudios en la regulación del promotor hTERT137, el cual
es blanco de numerosas vías de señalización celular,
sin embargo no se conoce con certeza el mecanismo
diferencial de transcripción hTERT entre células
normales y tumorales. Existe una variedad de factores
transcripcionales que participan en la expresión génica
de hTERT114, entre los que se incluyen el Myc que
induce actividad de telomerasa por incremento en los
niveles de expresión de hTERT136, así como el Sp1, el
receptor de estrógeno y NF-κB145. La sobreexpresión de
c-Myc conduce a un incremento significativo en la
actividad transcripcional del
promotor, habiéndose
observado que
el gen c-Myc se encuentra
frecuentemente desregulado en los tumores humanos,
Arvelo y Morales
donde
la sobreexpresión de myc puede causar
reactivación de la telomerasa136.
La ceramida endógena o exógena modula la actividad
promotora hTERT vía actividad proteolítica de la
ubiquitina conjugada al factor de transcripción c-Myc. 90
Se ha reportado que el arsénico inhibe la transcripción
del gen hTERT y que este proceso es mediado en parte
por una disminución de las actividades transcripcionales
de c-Myc y Sp1. Myc y Mad1 presentan efectos
antagónicos en la transcripción de hTERT, siendo Mad
inducido por tratamiento con 12-O-tetradecanoyl-phorbol13-acetato el cual actúa como un represor sobre el
promotor hTERT. La desmetilación del ADN con 5azacitidina en líneas celulares induce la expresión de
hTERT, lo que sugiere que la metilación del DNA
contribuye a la represión
de hTERT en algunas
células20,48.
Por otra parte, hay factores post-transcripcionales que
participan en el control de la función de la enzima, y se
han identificado por RT-PCR al menos seis variantes de
mRNA-hTERT, incluyendo la variante hTERTα que
presenta una delección en los resíduos que participan en
la actividad catalítica de la proteína, por lo que inhiben
dicha actividad endógena con el consecuente
acortamiento del telomero127. Solamente los tejidos que
expresan hTERT y que contienen los motivos completos
de la transcriptasa reversa demuestran actividad
catalítica131, existiendo una gran variedad de líneas
celulares y tejidos tumorales que presentan diferencias
considerables en su patrón de procesamiento, lo que
sugiere el posible papel de variantes en la regulación de
la telomerasa65. Además, el proceso de ensamblaje de la
holoenzima está relacionado a la regulación de hsp-90,
proteína que se encuentra muy elevada durante el
proceso de la transformación celular. En extractos
celulares la adicción de componentes purificados de la
proteína de choque térmico, la hsp-90, incrementa la
reconstitución de la actividad de la enzima3,22,121.
La subunidad hTERT de la telomerasa parece ser
fosforilada, y este proceso es modulado por una
compleja red de proteinas quinasa que a su vez
establecen enlaces entre la actividad de la telomerasa y
las vías de las señales de traducción. La proteína
quinasa C (PKC) es una quinasa serina/treonina
responsable de las vías de señal de traducción que
dirige varios procesos fisiológicos tales como la
diferenciación, proliferación y expresión génica. Las
proteínas quinasas aumentan la actividad de la
telomerasa mediante la fosforilación de hTERT71,78,79 e
inversamente la proteína fosfatasa 2A (PP2A) inhibe la
actividad de la telomerasa. Es posible que PKC y PP2A
esten relacionados recíprocamente en el control de la
actividad de la telomerasa, hecho consistente con la
noción de pensar que un balance entre PKC y PP2A
juegan un papel importante en la tumorigenesis.78 Por
otra parte, el componente RNA de la telomerasa, el hTR
ha sido encontrado mutado en la disqueratosis congenita
(DKC), que es un síndrome que se expresa en la médula
ósea, caracterizado por pigmentación anormal de la piel,
leucoplasia y distrofia de las uñas8. Las células DKC
Telomero, telomerasa y cáncer
tienen bajos niveles de hTR y de la actividad de la
telomerasa, poseyendo además telomeros cortos135. En
contraste con hTERT, hTR no es un factor limitante para
la actividad de la telomerasa, algunas veces hTR es
considerado como basal con expresión más o menos
constante. En los humanos el gen hTR se encuentra
ubicado en el cromosoma 3q2613 y tanto en ellos, como
en las levaduras, la subunidad RNA es transcripta por
una RNA polimerasa tipo II109. Semejante a hTERT, el
gen hTR
contiene islotes CpG y los elementos
responsables para la actividad promotora están
contenidos en una región de 231 pb anterior al sitio de
inicio de la transcripción. Es importante señalar que el
promotor hTR es metilado en algunas líneas celulares
ALT y está asociado con una ausencia total de expresión
hTR en estas líneas, pero sin embargo no existen
evidencias de metilación del promotor hTR en tejidos
somáticos normales56.
Telomeros y Envejecimiento Celular
La senescencia se caracteriza por una condición
donde las células aunque viables y metabolicamente
activas, no proliferan. 83 La transición que ocurre en este
proceso es en cierta forma semejante a la diferenciación
celular, ya que es irreversible y está acompañada de
cambios morfológicos y de expresión génica.
La senescencia se caracteriza morfológicamente por
un ensanchamiento y aplanamiento de las células más
cambios de expresión génica, algunos de los cuales
contribuyen a la inducción de la senescencia, mientras
que en otros son la consecuencia. El primer grupo
comprende la inducción de genes que codifican para la
p21 y p16 e inhibidores de la proliferación celular 4,7,
mientras que para el segundo grupo se incluye la
inducción de la SA-β-galactosidasa (SA siglas de
senescence-associated), un marcador que permite la
detección de células senescentes31.
La senescencia es un proceso biológico normal que
afecta a casi todas las células del organismo humano,
por lo que estudios recientes sugieren que la misma
contribuye al envejecimiento del organismo y su principal
papel podría ser prevenir el desarrollo del cáncer, acción
benéfica que representaría una ventaja evolutiva. Ya
sabemos que en el curso de la carcinogénesis varios
mecanismos que controlan la proliferación celular son
destruidos y que cada etapa necesita la mutación de un
gen, la selección de células mutadas y una amplificación
de estas células que favorece la aparición de nuevas
mutaciónes42. Esto sugeriría que la estructura del
telomero juega un papel importante en el ciclo celular y
en las vías de señalización que se activan por daños en
el metabolismo celular, donde el hecho de que el
mismo deba mantener una longitud mínima,
indispensable para mantener la población en constante
división, sugiere que esta mínima longitud supone una
estructura de la cromatina necesaria para mantener el
correcto funcionamiento de esta región de los
cromosomas destruidos18, 68,132,141.
293
Por otra parte, se señala a TRF2 como una de las
proteínas responsables en la activación de la
senescencia, ya que se ha encontrado que la sobreexpresión de TRF2 en fibroblastos evidencian que el
exceso de esta proteína produce el acortamiento
progresivo de los telómeros111. Por otra parte, debido a
que la inhibición de p53 puede retardar la senescencia y
que TRF2 disminuye considerablemente sus niveles, se
evaluó si la sobre-expresión de TRF2 en células
deficientes en p53 originaría algún efecto sobre el punto
de senescencia. Se evidenció que a pesar de la
ausencia de una p53 activa, la sobre-expresión de TRF2
disminuyó el punto de senescencia de 5kb a 3kb, lo que
sugiere que el factor más determinante
en la
senescencia es la estructura del telómero más que su
longitud, ya que aún cuando los telómeros se acortaron
mucho más de lo necesario para que las células
entrasen en senescencia, éstas permanecieron en
división por lo que esto parece ser más dependiente de
la estructura que forma TRF2 y el ADN telomérico más
que de la longitud del telómero61.
Basándose en estos datos se ha propuesto un modelo
que explica la relación entre el telómero y la senescencia
y que implica que el telómero puede encontrarse en dos
formas o estructuras: una protegida (capped) y otra
desprotegida (uncapped). La forma protegida constituye
un complejo de proteína-ADN con estructura T-loop, el
cual es altamente cooperativo y protege el extremo de
los cromosomas de la degradación de las nucleasas y de
la fusión72. El modelo desprotegido supone un telómero
sin estructura T-loop, el cual se encuentra linearizado y
susceptible a la degradación por nucleasas y con
tendencia a la fusión36. El estado protegido tiene lugar en
telómeros largos, ya que estos pueden unir mayor
cantidad de proteínas y tendencia a formar T-loop,
mientras que los cortos estarían en estado desprotegido
debido a que no pueden unir suficientes cantidades de
proteínas para formar T-loop. Por otra parte, el telómero
puede pasar del estado protegido a desprotegido y
viceversa. Un telómero corto en estado desprotegido
puede atraer actividad telomerasa y alargarse para
formar entonces la estructura protegido, pero por el
contrario, si un telómero largo con estructura protegido
no mantiene su longitud, éste puede acortarse a tal
punto de no tener suficientes sitios de unión para
proteínas telomericas y no formar estructura de
protegido. Esto traería como consecuencia la
susceptibilidad del telómero por las nucleasas133,134 y a
la fusión de sus extremos, lo que daría lugar a estado de
senescencia o inestabilidad cromosomica que a su vez
dispararía la señal para iniciar el proceso de la
apoptosis7.
Aunque la estructura del telómero y la actividad de la
telomerasa se vinculen tanto al ciclo celular como al
cáncer, los supresores de la función telomerasa no son
considerados oncogenes, ya que, aunque casi todas las
líneas
celulares
tumorales
expresan
actividad
telomerasa, estas no tienen un control activo sobre el
ciclo celular y no basta solo su presencia para
inmortalizar una línea celular. Sin embargo, una célula
294
cancerosa necesita tener actividad telomerasa, ya que
sin su presencia la longitud del telómero disminuye, lo
que generará una inestabilidad cromosómica y la
apoptosis. En tal sentido, la actividad telomerasa o sus
represores son un requisito para la célula cancerosa,
pero a su vez, no son los responsables de originar una
célula cancerosa50,123.
Ciclo Celular y Senescencia
Dos sistemas, el p16lnk4a/pRB y p53/p21waf1 están
involucrados en el proceso de la senescencia y sus
efectos bloquean el ciclo celular. Un componente
importante del primer sistema es la inducción del gene
que codifica para la proteína p16lnk4a, que es un inhibidor
de la kinasas CDK4 y CDK6. Estos dos últimos,
miembros de la familia de las CDK (cyclin-dependent
kinase), controlan los puntos de transición que se
encuentran entre cada una de las diferentes fases del
ciclo celular, las fases G1, S, G2 y M76. La proteína pRB
bloquea la transición de G1 a S y su actividad es inhibida
cuando es fosforilada por las kinasas CDK4 y CDK6; la
inducción de p16lNk4a inmoviliza el ciclo celular inhibiendo
la fosforilación de pRB.
El segundo sistema actúa cuando la senescencia es
independiente del primer sistema y su acción sobre la
proliferación celular es más global, siendo uno de sus
mayores componentes
la activación del factor
transcripcional p53, que una vez activado estimula la
transcripción de numerosos genes, entre los cuales se
encuentra el que codifica para la proteína p21WAF1 33
Esta última bloquea el ciclo celular a dos niveles: por
una parte inhibe al antígeno PCNA ( proliferation cell
nuclear antigen), un factor esencial en la replicación del
ADN; por otra parte bloquea el conjunto de las CDK.
En las células senescentes, la proteína p53 es activa y
los niveles de expresión de p21 y p16 son elevados, por
otra parte la proteína pRB es hipofosforilada4,118. El
antígeno T del virus SV40, una oncoproteína, se asocia a
p53 y pRB inactivándolas, bloqueando la acción de estos
dos sistemas contra la senescencia y aumentando la
duración de vida de las células139. En células humanas
en cultivo, el momento de la inducción de la senescencia
es determinada por el número de divisiones celulares
que han efectuado, más que por el tiempo cronológico
que han pasado en cultivo83. Así, si el número de
divisiones celulares son artificialmente disminuidas,
entonces el número de divisiones que serán ejecutadas,
será la misma por un tiempo cronológico más largo.
Si una población celular es congelada 20 divisiones
antes de la senescencia y años más tarde es vuelta a
colocar en cultivo, las células tendrán las 20 divisiones
que le restan, lo que implica la existencia de un reloj
mitótico capaz de contar el número de divisiones
celulares. La naturaleza de este reloj ha permanecido
por mucho tiempo en el plano especulativo y algunos
mecanismos han sido propuestos, tales como la
disminución progresiva de la metilación del genoma; la
acumulación aleatoria de mutaciones en los genes; la
Arvelo y Morales
acumulación de proteínas incorrectamente replicadas y
las pérdidas progresivas de zonas heterocrómaticas en
el genoma.
En 1973, Olovnikov fue el primero en sugerir que el
acortamiento de las extremidades de los cromosomas
limita la duración de vida de las células y según su
modelo, el acortamiento de los cromosomas conduce a
la eliminación de genes esenciales que hacen que
disminuya la vitalidad de las células100. Sin embargo se
sigue pensando que la senescencia es inducida por
mecanismos menos destructores, pero más complejos.
Es un hecho de que existen en las células humanas
sistemas que reparan daños en el ADN, los cuales, una
vez activados, bloquean la división celular y ponen en
marcha los mecanismos de reparación del acido
nucleico. Cuando estos daños son causados, por
ejemplo, por rayos gamma, que originan rupturas en los
cromosomas, estos sistemas producen un estado similar
a la senescencia. En el curso de esta transición, que
está acompañada de una activación de p53 y una
inducción de p21WAF1 y p16INK4a, el ciclo celular se
encuentra irreversiblemente bloqueado30. Ahora bien, los
telomeros son susceptibles a rupturas en el ADN que
podrían potencialmente inducir la activación de estos
sistemas que serán bloqueados por un complejo
denominado telosoma, que protege la extremidad de los
telomeros. Este modelo de mecanismo propone que
cuando un telomero se hace demasiado corto, el
telosoma se disocia o cambia de conformación y que
este evento induce a la senescencia, exponiendo los
telomeros a los sistemas de vigilancia de la integridad
del genoma. Aquí cabe preguntarse cuales son las
proteínas integrantes de los telosomas y su particular
papel que juegan en la inducción de la senescencia.
El conocimiento que se tienen acerca de la estructura
del telosoma es fruto de los estudios que se han llevado
a cabo en levaduras. El de la levadura Saccharomyces
cerevisae está constituido por ocho proteínas diferentes
y una de ella es Rap1p, que forma homodimeros que
reconocen la secuencia de repeticiones telomericas,
permitiendo asi la formación de un complejo más grande
constituido por la proteínas Rif1p, Rif2p,Sir2p,Sir3p y
Sir4p,12 lo que sugiere que la formación de este
complejo confiere a la cromatina una estructura más
compacta que
la hace inaccesible a factores de
transcripción, la telomerasa y los sistemas de vigilancia
de la integridad del genoma. Cuando el telomero se
acorta y el número de moléculas Rap1, a los cuales está
asociado, es insuficiente, este complejo se disocia o
cambia de conformación, lo que permite el acceso de la
telomerasa114. En las células humanas, el factor Rap1p
es remplazado por dos ortólogos, los factores hTRF1 y
hTRF2 (TRF: TTAGG repeat factor). El papel del primero
es similar al de Rap1, es decir, controlar el acceso de la
telomerasa a nivel de cada uno de los telomeros17,128,
mientras que el segundo bloquea la activación de los
sistemas de vigilancia de la integridad del genoma y es
esencial para la formación de la estructura en lazo tipo
“T” o “ T-loop”, la cual protege la extremidad de los
telomeros. El “T-loop” se origina, como ya hemos visto,
Telomero, telomerasa y cáncer
por un repliegue de los telomeros y por la inserción de la
extensión simple cadena 3’ en la sección doble cadena
de los telomeros, donde ella se hibrida a la cadena de la
cual es complementaria. La introducción de una mutante
dominante negativa de hTRF2 conduce a la destrucción
del bucle “T”; a la activación de p53; a la inducción de la
SA-β-galactosidasa y a la detención del ciclo celular,
mimetizando la senescencia44,60.
La activación de la p53 y la inducción de la
senescencia son dependientes de la funcionalidad del
gen que codifica para ATM (ataxia-telangiectasia
mutation), una quinasa activada por la presencia del
daños en el ADN75. Ahora bien, la quinasa ATM puede
asociarse a p53 y activarla por fosforilación en su
dominio amino terminal64, lo cual sitúa la función de la
quinasa entre el reconocimiento de los telomeros que
han estado expuestos y la activación de la p5315. Por
otra parte, una molécula que podría participar en la
activación de la p53 es la poly(ADP-ribose)polymerase
(PARP)23,113, enzima que utiliza una estructura en dedos
de zinc para buscar interrupciones en la doble hélice de
ADN. Después de identificar un defecto, la PARP
sintetiza un pólimero de ADP-ribosa, la cual se une entre
otras proteínas a la p53, formando con está última un
complejo el cual es esencial para la activación de la p53.
Su inhibición conduce, por lo tanto, a la prolongación de
la duración de vida de las células117,129.
Inhibidores de la Telomerasa
En el hombre existe una pérdida programada del ADN
telomérico en las células somáticas, siendo esta
dinámica particular probablemente debida a la ausencia
de la telomerasa funcional, que podría limitar las
capacidades replicativas, pudiendo servir, en principio,
como un mecanismo supresor de tumores, ya que con
frecuencia se ha propuesto que la activación de la
telomerasa y la reversión de la pérdida del telómero
participan en la carcinogénesis140. Por otra parte, de
acuerdo con esta hipótesis, la proliferación ilimitada de
las células in vitro está correlacionada al alargamiento
del ADN telomérico. Esta estabilización de las
extremidades está directamente relacionada a una
disminución de la inestabilidad del cariotipo de estas
células, reforzando la idea de que los telómeros son
indispensables para la integridad del genoma24.
Como la telomerasa es sobreexpresada en tumores,
pero no en muchas células somáticas normales, existe
una característica diferencial de expresión entre las
células tumorales y normales, lo que hace a la
telomerasa un blanco para drogas antitumorales.
Diferentes estrategias han sido desarrolladas para inhibir
la actividad de la telomerasa e interferir con el desarrollo
del tumor, siendo blancos potenciales la subunidad
catalítica; el RNA componente de la telomerasa y otras
proteínas asociadas con la telomerasa y el ADN
telomerico.
La búsqueda de inhibidores de la telomerasa ha sido
posible por la introducción de pruebas enzimáticas que
295
permite medir semicuantitativamente la actividad de la
telomerasa en extractos celulares. La técnica TRAP
(telomere repeat amplification protocol), basado en la
amplificación de repetidos teloméricos, permite detectar
actividad hasta en un mínimo de 10 células. Sin embargo
se ha detectado actividad de telomerasa en ciertos tipos
de células normales y en algunos tumores benignos, por
lo que se ha recomendado el uso de diluciones seriadas
y controles internos para minimizar los falsos positivos.66
Por otra parte, se han desarrollados análisis cuantitativos
basados en RT-PCR a tiempo real, siendo una de las
técnicas más confiables con la que se dispone en la
actualidad. Hay que señalar que la regulación de la
actividad de la telomerasa está altamente correlacionada
con la expresión de hTERT26 donde su mRNA presenta
algunas variantes por procesamiento alternativo que
genera variantes inactivas, por lo que, las técnicas de
RT-PCR deben ser realizadas con un diseño de
“primers” que permita diferenciar estas variantes58.
Recientemente, estas pruebas enzimáticas han sido
aplicadas para la evaluación sistemática de miles de
productos químicos y desarrollar inhibidores de la
actividad de la telomerasa53.
Inhibidores como blanco terapéutico para la hTERT
como subunidad catalítica
La proteína hTERT representa el factor limitante de la
actividad de la telomerasa, además de la existencia, en
clínica, de inhibidores de la transcriptasa reversa, los
cuales pueden ser de dos clases:
a) Análogos de nucleósidos que presentan
actividad antitelomerasa, como la Azidotimidina
(AZT), que es un potente inhibidor de los telomeros
en células tumorales y promueven la muerte
celular93.
b) Los L-enantiomeros NTPs, L-dTTP y L-dGTP,
que inhiben la actividad de la telomerasa143. Un
potente nucleósido inhibibidor de la telomerasa, 6tio-2’-deoxiguanosina5’-trifosfato (TDG-TP) presenta
un valor muy bajo de IC50 y con una gran
especificidad con respecto a otras transcriptasas
reversa.37 El 2’,3’-deoxiguanosina 5’-trifosfato,
carbovir
5’-trifosfato
y
D-carbociclico-2’deoxiguanosina 5’-trifosfato son también otros
inhibidores de la actividad de la telomerasa.
El “screening” de 16.000 productos sintéticos originó
solamente seis compuestos con inhibición de la actividad
de la telomerasa, que incluyen cuatro derivados
isotiazolona. El más potente inhibidor es el
2[3-(trifluorometil)fenil]isotiazolina-3-ona (TMPI) que
tiene un valor de IC50 ( 1µM) y que inhibe la telomerasa
actuando sobre los residuos de cisteina53. La
rubromicinas y sus análogos ( quinonas, antibioticos que
poseen anillos benzofurano y benzodipirano) inhiben la
telomerasa humana con una IC50 de 3µM126. Un derivado
amida carboxílica (BIBR) con una IC50 de 0.093µM que
296
interactúa con la subunidad catalítica e induce un
acortamiento del telomero25. Oligonucleótidos antisentido
han sido utilizados para inhibir la subunidad catalítica
mRNA, siendo el fosforotioate anti-hTERT un oligómero
de aproximadamente 20-22 bases de largo que induce
inhibición de la viabilidad en la línea celular DU145107 de
cáncer de próstata. Por otra parte,inhibidores de la
fosforilación de hTERT han sido utilizados tales como las
proteínas quinasa C (PKC): bis-indolilmaleimida I y H-7,
las cuales originan una fuerte inhibición de la actividad
de la telomerasa en células tratadas71. Inhibiendo la
transcripción de hTERT es una manera específica para
lograr la inhibición de la telomerasa, estudiándose
alguna posibilidad con el arsénico, que es efectivo en el
tratamiento de algunas leucemias, a pesar de sus
propiedades carcinogénicas, habiéndose demostrado
que inhibe la transcripción de hTERT y que esto puede
ser explicado en parte por una disminución de las
actividades de los factores de transcripción c-Myc y
Sp121.
Inhibidores como blanco terapéutico para el ARN (hTR)
El ARN de la telomerasa (hTR) es absolutamente
necesario para la transcripción reversa de la telomerasa
y por lo tanto un blanco natural para los agentes
antitelomerasa. A diferencia de hTERT, el hTR está
presente en muchos tejidos normales que no expresan
actividad de telomerasa y ningún papel ha sido
demostrado para el mismo en células telomerasanegativas. Como consecuencia, la inhibición de hTR en
estas células telomerasa-negativas, tales como las
células somáticas normales, no parece tener efectos
tóxicos. Oligononucleótidos “fosforotioate” (PS) inhiben la
telomerasa de una manera no selectiva y probablemente
interactua con la subunidad catalítica, mas que con el
ARN.
El 2’-0-metil-ARN ( 2’-0-MeARN) inhibe a la telomerasa
con una potencia superior a la que poseen los análogos
PNAS a pesar de una baja afinidad por el ARN
complementario.98 Otras moléculas antisentido tales
como los derivados de fosfororamidates, incluyendo el
2’-deoxi-,
hidroxi-,metoxiy
el
fluor-N3’→P5’
fosforomidates fueron ensayados contra la telomerasa in
vitro, demostrándose especificidad y actividad dosisdependiente con una IC50 con valores en el orden de
1nM104. Los oligonuceótidos con alta actividad
antitelomerasa son complementarios para una
significativa porción de la región “molde”, especialmente
el segmento rCCC. Otros dos sitios en la secuencia
primaria son susceptibles a la inhibición por
fosforamidates con un valor para la IC50 de 0.4nM45,55.
Las ribozimas contienen 2 componentes esenciales:
por un lado, las secuencias de reconocimiento del ARN
sustrato (por apariamiento de bases complementarias) y,
por otro lado, su centro catalítico que adopta una
estructura tridimensional denominada “cabeza de
martillo” (hammerhead), y produce la escisión del ARN
sustrato, inactivándolo y suprimiendo la síntesis de la
Arvelo y Morales
proteína correspondiente. Se han ensayado ribozimas
para la destrucción selectiva contra el componente ARN
de la telomerasa humana presentando una actividad
específica de escisión con la consiguiente inhibición de
la actividad de la enzima telomerasa en extractos
celulares. La introducción de ribozimas en células
malignas del endometrio son capaces de inhibir la
actividad de la telomerasa146.
Un anti-hTR ribozimas, incluido en células de
melanoma, inhibe la actividad de la telomerasa en estas
células38. Una secuencia de ribozimas fue clonada en un
vector de expresión y transfectada en la línea celular
JR8, obteniendose clones que presentaron una reducida
actividad de la telomerasa, así como un aumento en el
tiempo de duplicación. La síntesis de ADN telomerico por
la transcriptasa reversa involucra la formación transitoria
de un duplex DNA/ARN; moléculas que interactúen con
este duplex pueden inhibir la enzima bien sea impidiendo
la separación de las hebras o distorsionando el
substrato105.
La modificación del hTR ARN puede contener moldes
mutados que originen un decrecimiento de la viabilidad
celular e incremento de la apoptosis en líneas celulares
tumorales de próstata (LNCaP) y de mama (MCF-7)67.
La síntesis de secuencias mutadas puede afectar la
estructura del telomero en células humanas, por lo que la
toxicidad de las mutantes telomerasas, es debido a una
disfunción de la subunidad ARN. Estos resultados
soportan el hecho de que el uso potencial de estos
moldes mutados podrían ser utilizados como una
estrategia antineoplásica47. Otro componente de la
telomerasa que puede actuar como blanco es la proteína
de choque térmico hsp90, en la que su inhibición
bloquea el ensamblaje de la telomerasa activa. La
geldanamicina, cuyo blanco es hsp90, reduce
parcialmente la actividad de la telomerasa84. Por otra
parte, se conocen inhibidores que tienen como blanco el
ADN telomerico más que actuar sobre la misma
telomerasa, tal es el caso del Cisplatino, que reduce la
actividad de la telomerasa de una manera específica y
dependiente de la concentración, como se ha observado
en el cáncer testicular14. Dosis subletales del alcaloide
vincristina induce a una reducción en la actividad de la
telomerasa en tres diferentes líneas celulares de
linfoma80. El etoposido no inhibe propiamente la
telomerasa pero produce lesiones al telomero, por lo que
puede interferir con la replicación del mismo147. Las
radiaciones ionizantes también modulan la actividad de
la Telomerasa, habiéndose observado un decrecimiento
de la actividad de la telomerasa en proporción a la
regresión del tumor después de la radioterapia106.
Inhibidores que no presentan un blanco terapéutico
específico
En la actualidad existen un mayor número de
inhibidores que como blanco actúan contra la actividad
de la telomerasa; tal es el caso de los señalados
anteriormente. Sin embargo, existen algunos de ellos
Telomero, telomerasa y cáncer
297
cuyo blanco no es preciso y así su objetivo de impacto
bien podrían ser la subunidad catalítica, el ARN o el sitio
de reconocimiento de la holoenzima. En base a esta
consideración, podemos pensar que la telomerasa, al ser
principalmente expresada por las células tumorales, el
uso de secuencias regulatorias de la transcripción (hTR y
hTERT) puede conducir a la síntesis de un gen suicida
que puede eliminar selectivamente las células tumorales.
Por tal consideración, se construyo un vector de
expresión conteniendo el gen con la cadena A de la
toxina de la dipteria (DT-A), y se ha fusionado con
secuencias regulatorias de la transcripción de hTR y
hTERT, con lo cual se obtuvo inhibición de la síntesis de
la proteína en células del carcinoma de vejiga e hígado
transfectadas con este plásmido.1 La inducción de la
expresión del gen Bax por intermedio del promotor
hTERT promueve la apoptosis in vitro e inhibe el
crecimiento tumoral46. La construcción de un vector de
expresión constitutido por caspasa-6 bajo el control del
promotor hTERT ( hTERT/rev-caspase-6) promueve la
apoptosis en células de glioma69. La subunidad catalítica
es capaz de activar una respuesta por parte de los
linfocitos T citotóxicos (CTL)87. La inmunización contra
TERT, estimula a los linfocitos T citotóxicos que lisan las
células tumorales de melanoma y timona e inhibe el
crecimiento de diferentes tumores en raton96. Por otra
parte, se han reportado inhibidores sin que se tenga una
descripción precisa de su mecanismo de acción, como
es el caso de las quinolonas, ofloxacina y levofloxina que
inhiben la actividad de la telomerasa en líneas celulares
de carcinoma123,142. Galato de epigalocatequina (EGCG),
con una IC50 de 1µM, interactúa con la telomerasa e
induce un acortamiento del telómero y posterior
senecencia en células cancerosas94. El Alterperynol, un
metabolito obtenido de hongos, inhibe la actividad de la
telomerasa humana124. Un derivado de la rodocianina,
MKT077 presenta una inhibición de 50% con un valor de
5µM, a su vez un derivado de MKT077, el FJ5002 con
una IC50 de 2µM incrementa una progresiva erosión en
los telomeros y aumentando una inestabilidad
cromosómica. Telomestatin con una IC50 de 0.005µM y
aislado de Streptomyces anulatus se presenta como el
más potente inhibidor de la actividad de la
telomerasa95,112.
Muchas perspectivas han sido abiertas por la hipótesis
según la cual muchos canceres deben activar la enzima
telomerasa para desarrollarse. Sin embargo, hay
preguntas que están en suspenso requiriendo mayor
información, tales como:
¿La activación de la telomerasa es necesaria para la
inmortalización o aparece una vez que la célula es
inmortal?
¿El acortamiento de los telómeros es causa de la
senescencia?
¿El mecanismo de mantenimiento de la longitud de los
telómeros, que son telómerasa independientes, corren el
riesgo de volver ineficaces a las drogas antitelomerasas?
A pesar de estas incertidumbres, es necesario
constatar que la telomerasa puede cumplir con muchos
de los criterios para ser blanco específico para la
aplicación de una terapia antitumoral. Las drogas
antitelomerasa parecen ser, así, en el futuro, un
complemento para los tratamientos antineoplásicos
convencionales actuales, sobre todo, cuando la masa
tumoral es pequeña, por lo que esta terapia es
prometedora para tratar de erradicar la enfermedad
infraclínica.
REFERENCIAS
1.
Abdul-Ghani, R., Ohana, P., Matouk, I., Ayesh, B.,
Laster, M., Bibi, O., Giladi, H., Molnar Kimber, K.,
Sughayer, M. A., De Groot, N. and Hochberg, A. Use of
transcriptional regulatory sequences of telomerase
(HTER and hTERT) for selective killing of cancer cells.
Mol. Ther. 2: 539-544, 2000.
2.
Aigner, S., Lingner, J., Goodrich, K. J., Grosshans, C.
A., Shevchenko, A., Mann, M. and Cech, T. R. Euplotes
telomerase contains an La motif proteins produced by
apparent translational frameshifting. EMBO J. 19: 62306239, 2000.
3.
Akalin, A., Elmore, L. W., Forsythe, H. L., Amaker, B.
A., McCollum, E. D., Nelson, P. S., Ware, J. I. and Holt,
S. E. A novel mechanism for chaperone-mediated
telomerase regulation during prostate cancer progression.
Cancer Res. 61: 4791-4796, 2001.
4.
Alcorta, D. A., Xiong, Y., Phelps, D., Hannon, G.,
Beach, D. and Barret, J. C. Involvement of the cyclindepedent kinase inhibitor p16 (INK4a) in replicative
senescence of normal human fibroblasts. Proc. Natl.
Acad. Sci. USA 93: 13742-13747, 1996.
5.
Balagurumoorthy, P., Brahmachari, S. K., Mohanty, D.,
Bansal, M. and Sasisekharan, V. Hairpin and parallel
structures for telomeric sequences. Nucleic Acids Res.
20: 4061-4067, 1992.
6.
Balagurumoorthy, P. and Brahmachari, S. K. Structure
and stability of human telomeric sequence. J. Biol. Chem.
269: 21858-21869, 1994.
7.
Beausejour, C. M., Krtolica, A., Galimi, F., Narita, M.,
Lowe, S. W., Yaswen, P. and Campisi, J. Reversal of
human cellular senescence: roles of the p53 and p16
pathways. EMBO J. 22: 4212-4222, 2003.
298
Arvelo y Morales
8.
Bessler, M., Wilson, D. B. and Mason, P. J.
Dyskeratosis congenita and telomerase. Curr. Opin.
Pediatr. 16: 23-28, 2004.
9.
Bilaud, T., Brun, C., Ancelin, K., Koering, C. E.,
Laroche, T. and Gilson, E. Telomeric localization of
TRF2, a novel human telobox protein. Nat. Genet. 17:
236-239, 1997.
10.
Blackburn, E. H. and Gall, J. G. A Tandemly repeated
sequence at the termini of the extrachromosomal
ribosomal RNA genes in Tetrahymena. J. Mol. Biol 120:
33-53, 1978.
11.
Blackburn, E. H. Structure and function of telomeres.
Nature 350: 569-573, 1991.
12.
Bourns, B. D., Alexander, M. K., Smith, A. M. and
Zakian, V.A. Sir proteins, Rif proteins and Cdc13p bind
Saccharomyces telomeres in vivo. Mol. Cell Biol. 18:
5600-5608, 1998.
13.
Bryce, L. A., Morrison, N., Hoare, S. F., Muir, S. and
Keith, W. N. Mapping of the gene for human telomerase
reverse transcriptase hTERT to chromosome 5p15.33 by
fluorescence in situ hybridization. Neoplasia 2: 197-201,
2000.
14.
Burger, A. M., Double, J. A. and Newell, D. R. Inhibition
of telomerase activity by cisplatin in human testicular
cancer cells. Eur. J. Cancer 33: 638-644, 1997.
15.
Chan, S. W. and Blackburn, E. H. Telomerase and
ATM/TE11p protect telomeres from non homologous end
joining. Mol. Cell 11: 1379-1387, 2003.
16.
Chang, E. and Harley, C. B. Telomere lenght and
replicative aging in human vascular tissues. Proc. Natl.
Acad. Sci. USA 92: 11190-11194, 1995.
17.
Chang, W., Dynek, J. N. and Smith, S. TRF1 is
degraded by ubiquitin-mediated proteolysis after release
from telomeres. Genes Dev. 17: 1328-1333, 2003.
24.
Counter, C. M., Avilion, A. A., Le Feuvre, C. E.,
Stewart, N.G., Greider, C. W. and Harley, C. B.
Telomere shorting associated with chromosome instability
is arrested in immortal cells which express telomerase
activity. EMBO J. 11: 1921-1929, 1992.
25.
Damm, K., Hemmann, U., Garin-Chesa, P., Hauel, N.,
Kauffmann, I., Priepke, H., Niestroj, C., Daiber, C.,
Enenkel, B., Guilliard, B., Lauritsch, I., Muller, E.,
Pascolo, E., Sauter, G., Pantic, M., Martens, U. M.,
Wenz, C., Lingner, J., Kraut, N., Rettig, W. J. and
Sahnapp, A. A highly selective telomerase inhibitor
limiting human cancer cell proliferation. EMBO J. 20:
6958-6968, 2001.
26.
De Kok, J. B., Ruers, T. J., Van Muijen, G. N., Van
Bokhoven, A., Willems, H. L. and Swinkels, D. W. Realtime quantification of human telomerase reverse
transcriptase mRNA in tumors and healthy tissues. Clin.
Chem. 46: 313-318, 2000.
27.
Decary, S., Mouly, V., Hamida, C. B., Sautete, A.,
Barbet, J. P. and Butler-Brown, G. S. Replicative
potential and telomere length in human skeletal muscle:
implication for satellite cell mediated gene therapy.
Human Gene Ther. 8: 1429-1438, 1997.
28.
Deng, Z., Atanasiu, C., Burg, J. S., Broccoli, D. and
Lieberman, P. M. Telomere repeat binding factors TRF1,
TRF2, and hRAP1 modulate replication of Epstein-Barr
virus Orip J. Virol. 77: 11992-12001, 2003.
29.
Dessain, S. K., Yu, H. Y., Reddel, R. R., Beijersbergen,
R. L. and Weinberg, R. A. Methylation of the human
telomerase gene CpG island. Cancer Res. 60: 537-541,
2000.
30.
Di Leonardo, A., Linke, S. P., Clarkin, K. and Wahl, G.
M. DNA damage triggers a prolonged p53-dependent G1
arrest and long-term induction of Cip1 in normal human
fibroblasts. Genes Dev. 8: 2540-2551, 1994.
31.
Dimri, G. P., Lee, X. and Basile, G. A biomarker that
identifies senescent human cells in culture and in aging
skin in vivo. Proc.Natl. Acad. Sci. USA 92: 9363-9367,
1995.
32.
Dragon, F., Pogacic, V. and Filipowicz, W. In vitro
assembly of human H/ACA small nucleolar RNPs reveals
unique features of U17 and telomerase RNAs. Mol. Cell
Biol. 20: 3037-3048, 2000.
18.
Charames, G. S. and Bapat, B. Genomic instability and
cancer. Curr. Mol. Med. 3: 589-596,2003.
19.
Cheng, J. L., Smith, C. L. and Cantor, C. R. Isolation
and characterization of human telomere. Nucleic Acid
Res. 17: 61109-61127, 1989.
20.
Chen, J. L., Blasco, M. A. and Greider, C. W. Secondary
structure of vertebrate telomerase RNA. Cell 100: 503514, 2000.
33.
Chou, W. C., Hawkins, A. L., Barret, J. F., Griffin, C. A.
and Dang, C. V. Arsenic inhibition of telomerase
transcription leads to genetic instability. J. Clin. Invest.
108: 1541-1547, 2001.
El-Deiry, W. S. P21/p53, cellular growth control and
genomic integrity. Curr. Top. Microbiol. Immunol. 227:
121-137, 1998.
34.
Elkak, A. B., Newbold, R. F., Thomas, V. and Mokbel,
K. Is telomerase reactivation associated with the downregulation of TGF-ß receptor-II expression in human
breast cancer?. Cancer Cell Int. 3: 9-14, 2003.
35.
Eversole, A. and Maizels, N. In vitro properties of the
conserved mammalian protein hnRNP suggest a role in
telomere maintenance. Mol. Cell Biol. 20: 5425-5432,
2000.
21.
22.
23.
Collins, K. and Mitchell, J. Telomerase in the human
Organism. Oncogene 21: 564-579, 2002.
Cook, B. D., Dynek, J. N., Chang, W., Shostak, G. and
Smith, S. Role for the related poly (ADP-ribose)
polymerases tankyrase 1 and 2 at human telomeres. Mol.
Cell Biol. 22: 332-342, 2002.
Telomero, telomerasa y cáncer
299
36.
Ferreira, M. G., Miller, K. M. and Cooper, J. P. Indecent
exposure: when telomeres become uncapped. Mol. Cell
13: 7-18, 2004.
37.
Fletcher, T. M., Cathers, B. E., Ravikumar, K. S.,
Mamiya, B. M. and Kerwin, S. M. Inhibition of human
telomerase by 7-deaza-2’-deoxyguanosine nucleoside
triphosphate analogs: potent inhibition by 6-thio-7-deaza2’-deoxiguanosine 5’-triphosphate. Bioorg. Chem. 29: 3655, 2001.
49.
Hanaoka, S., Nagadoi, A., Yoshimura,S., Aimoto, S.,
Li, B., de Lange, T. and Nishimura, Y. NMR structure of
the hRap1 Myb motif reveals a canonical three-helix
bundle lacking the positve surface charge typical of Myb
DNA-binding domains. J. Mol. Biol. 312:167-175,
2001.
38.
Folini, M., Colella, G., Villa, R., Lualdi, S., Daidone, M.
G. and Zaffaroni, N. Inhibition of telomerase activity by a
hammerhead ribozyme targeting the RNA component of
telomerase in human melanoma cells. J. Invest. Dermatol.
114: 259-267, 2000.
50.
Harley, C. Telomerase is not an Oncogene. Oncogene
21: 494-505, 2002.
51.
Harrington, L., McPhail, T., Mar, V., Zhou, W., Oulton,
R., Bass, M. B., Arruda, I. and Robinson, M. O. A
mammalian telomerase-associated protein. Science 275:
973-977, 1997.
52.
Hastie, N. D., Dempster, M., Dunlop, M. G., Thompson,
A. M., Green, D. K. and Alishire, R. C. Telomere
reduction in human colorectal carcinoma and with ageing.
Nature 346: 866-868, 1990.
53.
Hayakawa, N., Nozawa, A., Ogawa, A., Kato, N.,
Yoshida, K., Akamatsu, K., Tsuchiya, M., Nagasaka, A.
and Yoshida, S. Isothiazonole derivatives selectively
inhibit telomerase from human and rat cancer cells in
vitro. Biochemistry 38: 11501-11507, 1999.
54.
Henras, A., Henry, Y., Bousquet-Antonelli, C.,
Noaillac-Depeyre, J., Gelunge, J. and CaizerguesFerrer, M. Nhp2p and Nop10p are essential for the
function of H/ACA snoRNPs. EMBO J. 17: 7078-7090,
1998.
55.
Herbert, B. S., Pongracz, K., Shay, J. W., Gryaznov, S.
M. and Shea-Herbet, B. Oligonucleotide N3’→P5’
phosphoromidates as efficient telomerase inhibitors.
Oncogene 21: 638-642, 2002.
56.
Hoare, S. F., Bryce, L. A., Wisman, G. B., Burns, S.,
Going, J. J., Van der Zee, A.G and Keith, W. N. Lack of
telomerase RNA gene hTERT expression in alternative
lengthening of telomeres cells is associated with
methylation of the hTERT promoter. Cancer Res. 61: 2732, 2001.
57.
Holt, S. E., Aisner, D. L., Baur, J., Tesmer, V. M., Dy,
M., Ouellette, M., Trager, J. B., Morin, G. B., Toft, D. O.,
Shay, J. W., Wright, W. E. and White, M. A. Functional
requirement of p23 and Hsp90 in telomerase complex.
Genes Dev. 13: 817-826, 1999.
58.
Hou, M., Xu, D., Bjorkholm, M. and Gruber, A. RealTime quantitative telomeric repeat amplification protocol
assay for the detection of telomerase activity. Clin. Chem.
47: 519-524, 2001.
59.
Iwano, T., Tachibana, M., Reth, M. and Shinkai, Y.
Importance of TRF1 for functional telomere structure. J.
Biol. Chem. 279: 1442-1448, 2004.
60.
Karlseder, J., Broccoli, D., Dai, Y., Hardy, S. and De
Lange, T. p53 and ATM-dependent apoptosis induced by
telomeres lacking TRF2. Science 283: 1321-1325,
1999.
39.
40.
Ford, L. P., Suh, J. M., Wright, W. E. and Shay, J. W.
Heterogenous nuclear ribonucleoproteins C1 and C2
associate with the RNA component of human telomerase.
Mol. Cell Biol. 20: 9084-9091, 2000.
Ford, L. P., Wright, W. E. and Shay, J. W. A model for
heterogeneous nuclear ribonucleoproteins in telomere
and telomerase regulation. Oncogene 21:580-583, 2002.
41.
Girard, J. P., Lehtonen, H., Caizergues-Ferrer, M.,
Amalric, F., Tollervy, D. and Lapeyre, B. GAR1 is a
essential small nucleolar RNP protein required for pre –
rRNA processing in yeast. EMBO J. 11: 673-682, 1992.
42.
Gomez,D., Aouali, N., Renaud, A., Dovarre, C., ShinYa, K., Tazi,J., Martinez, S., Trentesaux, C., Morjani, H
and Riou, J. F. Resistance to senescence induction and
telomerase shorting by a G-quadruplex ligand inhibitor of
telomerase. Cancer Res. 63: 49-53, 2003.
43.
Greider, C. W. Telomeres Do D-Loop. Cell 97: 419-422,
1999.
44.
Griffith, J. D., Comeau, L., Rosefield, S., Stansel R. M.,
Bianchi, A., Moss, H. and De Lange, T. Mammalian
telomeres end in a large duplex loop. Cell 97: 503-514,
1999.
45.
46.
47.
48.
Gryaznov, S., Asai, A., Oshima, Y., Yamamoto, Y.,
Pongracz, K., Pruzan, R., Wunder, E., Piatyszek, M., Li,
S., Chin, A., Harley, C., Akinaga, S. and Yamashita, Y.
Oligonucleotide
N3’→P5’
thio-phosphoramidate
telomerase template antagonists as potential anticancer
agents. Nucl. Nucl. 22: 577-581, 2003.
Gu, J., Kagawa, S., Takakura, M., Kyo, S., Inoue, M.,
Roth, J. A. and Fang, B. L. Tumor-specific transgene
expression from the human telomerase reverse
transcriptase promoter enables targeting of the
therapeutic effects of the Bax gene to cancer. Cancer
Res. 60: 5359-5364, 2000.
Guiducci, C., Cerone, M. A. and Bacchetti, S.
Expression of mutant telomerase in immortal telomerasenegative human cells results in cell cycle deregulation
nuclear and chromosomal abnormalities and rapid loss of
viability. Oncogene 20: 714-725, 2001.
Guilleret, I. and Benhattar, J. Demethylation of the
human telomerase catality subunit (hTERT) gene
promoter reduced hTERT expression and telomerase
activity and shortened telomeres. Exp. Cell Res. 289:
326-334, 2003.
300
Arvelo y Morales
61.
Karlseder, J., Smogorzewska, A. and De Lange, T.
Senescence induced by altered telomere state, not
telomere loss. Science 295: 2446-2449, 2002.
62.
Karlseder, J. Telomere repeat binding factors: keeping
the ends in check. Cancer lett. 194: 189-197, 2003.
63.
Karlseder, J., Kachatrian, L., Takai, H., Mercer, K.,
Hingorani, S., Jacks, T. and De Lange, T. Targeted
deletion reveals an essential function for the telomeres
length regulator Trf1. Mol. Cell Biol. 23: 6533-6544,
2003.
64.
Khanna, K. K., Keating, K. E. and Kozlov, S. ATM
associates with and phosphorylates p53 mapping the
region of interaction. Nat. Genet. 20: 398-400, 1998.
65.
Kilian, A., Bowtell, D. D., Abud, H. E., Hime, G. R.,
Venter, D. J., Keese, P. K., Dunacn, E. L., Reddel, R. R.
and Jefferson, R. A. Isolation of a candidate human
telomerase catalytic subunuit gene, which reveals
complex splicing patterns in different cell types. Hum. Mol.
Genet. 6: 2011-2019, 1997.
66.
Kim, M. M., Piatyszek, M. A., Prowes, K. R., Harley, C.
B., West, M. D., Ho, P. C., Coviello, G. M., Wright, W.
E., Weinrich, S. L. and Shay, J. W. Specific association
of human telomerase activity with immortal cells and
cancer. Science 266: 2011-2015, 1994.
67.
68.
69.
Kim, M. M., Rivera, M. A., Botchkina, I. L., Shslaby, R.,
Thor, A. D. and Blackburn, E. H. A low threshold level of
expression of mutant-template telomerase RNA inhibits
human tumor cell proliferation. Proc. Natl. Acad. Sci. USA
98: 7982-7987, 2001.
Kim, M., Xu, L. and Blackburn, E. H. Catalytically active
human telomerase mutants with allele-specific biological
propierties. Exp. Cell Res. 288: 277-278, 2003.
Komata, T., Kondo, Y., Kanzawa, T., Koga, S.,
Sumiyoshi, H., Srinivasul, S. M., Barna, B. P.,
Germano, I. M., Takakura, M., Inoue, M., Alnemri, E. S.,
Shay, J. W., Kyo, S. and Kondo, S. Treatment of
malignant glioma cells with the transfer of constitutively
active caspase-6 using the human telomerase catalytic
subunit ( human telomerase reverse transcriptase) gene
promoter. Cancer Res. 61: 5796-5802, 2001.
70.
Kondo, T., Oue, N., Yoshida, K., Mitani, T., Naka, K.,
Nakayama, H. and Yasui, W. Expression of POT1 is
associated with tumor stage and telomere length in gastric
carcinoma. Cancer Res. 64: 523-529, 2004.
71.
Ku, W. C., Cheng, A. J. and Wang, T. C. Inhibition of
telomerase acttivity by PKC inhibitors in human
nasopharygeal cancer cells in culture. Biochem. Biophys.
Res. Commun. 241: 730-736, 1997.
72.
Kuimov, A. N. Polypeptide components of telomere
nucleoprotein complex. Biochemistry 69: 117-129, 2004
73.
Kyo, S., Takakura, M., Kohama, T. and Inoue, M.
Telomerase activity in human endometrium. Cancer Res.
57: 610-614, 1997.
74.
Lange, T. Control of human telomere lenght by TRF1 and
TRF2. Mol. Cell Biol. 20: 1659-1668, 2000.
75.
Lavin, M. F. and Shiloh, Y. The genetic defect in ataxiatelangiectasia. Ann. Rev. Immuno. 15: 177-202, 1997.
76.
Le Peuch, C. and Dorée, M. Le temps du cycle cellulaire.
Med. Sci. 16: 461-468, 2000
77.
Le, S., Sternglanz, R. and Greider, C. W. Identification
of two RNA-binding proteins associated with human
telomerase RNA. Mol. Cell Biol. 11: 999-1010, 2000
78.
Li, H., Zhao, L. I., Funder, J. W. and Liu, J. P. Protein
phosphatase 2A inhibits nuclear telomerase activity in
human breast cancer cells. J. Biol. Chem. 272: 1672916732, 1997.
79.
Li, H., Zhao, L. L., Yang, Z. Y., Funder, J. W. and Liu, J.
P. Telomerase is controlled by protein kinase C alpha in
human breast cancer cell. J. Biol. Chem. 273: 3343633442, 1998.
80.
Lin, Z. S., Lim, S., Viani, M. A., Sapp, M. and Lim, M. S.
Down-regulation of telomerase activity in malignant
lymphomas by radiation and chemotherapeutic agents.
Am. J. Pathol. 159: 711-719, 2001.
81.
Lin, J. and Blacburn, E. H. Nucleolar protein PinX1
regulates telomerase by sequestering its protein catalytic
subunit in an inactive complex lacking telomerase RNA.
Genes Dev.18: 387-396,2004.
82.
Ly, H., Blackburn, E. H. and Parslow, T. G.
Comprehensive structure-function analysis of the core
domain of human telomerase RNA. Mol. Cell Biol. 23:
6849-6856, 2003.
83.
Martin, G. M., Sprague, C. A. and Epstein, C. J.
Replicative lifespan of cultivated human cells effects of
donor’s age, tissue and genotype. Lab. Invest. 23: 86-92,
1970.
84.
Masutomi, K., Kaneko, S., Hayashi, N., Yamashita, T.,
Shirota, Y., Kobayashi, K. and Murakami, S. Telomerse
activity reconstituted in vitro with purified human
telomerase reverse transcriptase and human telomerase
RNA component. J. Biol.Chem. 275: 22568-22573, 2000.
85.
McElligott, R. and Wellinger, R. J. The terminal DNA
structure of mammalian chromosomes. EMBO J. 16:
3705-3714, 1997.
86.
Meeker, A. K. and De Manzo, A. M. Recent advances in
telomere biology: implications for human cancer. Curr.
Opin. Oncol. 16: 32-38, 2004.
87.
Minev, B., Hipp, J., Firat, H., Smith, J. D., LangladeDemoyen, P. and Zanetti, M. Cytotoxic T cell cell
inmunity telomerase reverse transcriptase in humans.
Proc. Natl. Acad. Sci. USA 97: 4796-4801, 2000.
88.
Misiti, S., Nanni, S., Fontemaggi, G., Cong, Y. S., Wen,
J. P., Hirte, H. W., Piaggio, G., Sacchi, A., Pontocorvi,
A., Bachetti, S. and Farsetti, A. Induction of hTERT
expression and telomerase activity by estrogens in human
Telomero, telomerasa y cáncer
ovary epithelium cells. Mol. Cell Biol. 20: 3764-3771,
2000.
89.
Mitchell, J. R., Cheng, J. and Collins, K. A box H/ACA
small nucleolar RNA-like domain at the human telomerase
RNA 3’ end. Mol. Cell Biol. 19: 567-576, 1999.
90.
Mitchell, J. R. and Collins, K. Human telomerase
activation requires two indepedent interactions between
telomerase RNA and telomerase reverse transcriptase.
Mol. Cell 6: 361-371, 2000.
91.
Miyoshi, D., Nakao, A. and Sugimoto, N. Structural
Transition from antiparallel to parallel G-quadruplex of
(G4T4G4) induced by Ca2+. Nucleic Acids Res. 31: 11561163, 2003.
92.
93.
Morin, G. B. The human telomere terminal transferase
enzyme is a ribonucleoprotein that synthesizes TTAGGG
repeats. Cell 59: 521-529, 1989.
Multani, A. S., Furlong, C. and Pathak, S. Reduction of
telomeric signals in murine melanoma and human breast
cancer
cell
lines
treated
with
3’-azido-2’-3’dideoxythymidine. Int. J. Oncol. 13: 923-925, 1998.
94.
Naasani, I., Seimiya, H. and Tsuruo, T. Telomerase
inhibition telomere shorting and senescence of cancer
cells by tea catechins. Biochem. Biophys. Res. Commum.
249: 391-396, 1998.
95.
Naasani, I., Seimiya, H., Yamori, T. and Tsuruo, T.
FJ5002: a potent telomerase inhibitor identified by
exploting the disease oriented screening program with
COMPARE analysis. Cancer Res. 59: 4004-4011, 1999.
96.
Nair, S. K., Heiser, A., Boczkowski, J. S., Vieweg, J.
and Gilboa, E. Induction of cytotoxic T cell responses and
tumor immunity against unrelated tumors using
telomerase reverse transcriptase RNA transfected
dendritic cells. Nature Med. 6: 1011-1017, 2000.
97.
98.
Nemoto, K., Kondo, Y., Himeno, S., Suzuki, Y., Hara,
S., Akimoto, M. and Imura, N. Modulation of telomerase
activity by zinc in human prostatic and renal cancer cells.
Biochem. Pharmacol. 59:401-405, 2000.
Norton, J. C., Piatyszek, M. A., Wright, W. E., Shay, J.
W. and Corey, D. R. Inhibition of human telomerase
activity by peptide nucleic acids. Natura Biotechnol. 14:
615-619, 1996.
301
102. Petraccone, L., Erra, E., Esposito, V., Randazzo, A.,
Mayol, L., Nasti, L., Barone, G. and Giancola, C.
Stability and structure of telomeric DNA sequences
forming quadruplex containing four G-tetrads with different
topological arrangements. Biochemistry 43: 4877-4884,
2004.
103. Phan, A. T. and Mergny, J. L. Human telomeric DNA: Gquadruplex, i-motif and Watson-Crick double helix.
Nucleic Acids Res. 30: 4618-4625, 2002.
104. Pitts, A. E. and Corey, D. R. Inhibition of human
telomerase by 2’-O-methyl-RNA. Proc. Natl. Acad. Sci.
USA 95: 11549-11554, 1998.
105. Ren, J. S. and Chaires, J. B. Sequence and structural
selectivity of nucleic acid binding ligands. Biochemistry
38: 16067-16075, 1999.
106. Sawant, S. G., Gregoire, V., Dhar, S., Umbrich, C. B.,
Cvilic, S., Sukumar, S. and Pandita, T. K. Telomerase
activity as a mesure for monotoring radiocurability of
tumor cells. FASEB J. 13: 1047-1054, 1999.
107. Schindler, A., Fiedler, U., Meye, A., Schmidt, U.,
Fussel, S., Pilarsky, C., Herrmann, J. and Wirth, M. P.
Human telomerase reverse transcriptase antisense
treatment dowregulates the viability of prostate cancer
cells in vitro. Int. J. Oncol. 19: 25-30, 2001.
108. Schnapp, G., Rodi, H. P., Rettig, W. J., Shnapp, A. and
Damm, K. One-step affinity purification protocol for
human telomerase. Nucleic Acids Res. 26: 3311-3313,
1998.
109. Seto, A. G., Zaug, A. J., Sobel, S. G., Wolin, S. L. and
Cech, T. R. Saccharomyces cerevisiae telomerase is an
Sm small nuclear ribonucleoprotein particle. Nature 401:
177-180, 1999.
110. Shall, S. and Murcia, G. Poly (ADP-ribose) Polymerase1: what have learned from the deficient mouse model?.
Mutation Res. 460: 1-15, 2000.
111. Sharma, G. G., Gupta, A., Wang, H., Scherthan, H.,
Dhar, S., Gandhi, V., Iliakis, G., Shay, J. W., Young, C.
S. and Pandita, T. K. hTERT associates with human
telomeres and enhance genomic stability and DNA repair.
Oncogene 22: 131-146, 2003.
Ohki, R. and Ishikawa, F. Telomere bound TRF1 and
TRF2 stall the replication fork at telomeric repeats.
Nucleic Acids Res. 32: 1627-1637, 2004.
112. Shimya, K., Wierzba, K., Matsuo, K., Ohtani, T.,
Yamada, Y., Furihata, K., Hayakawa, Y. and Seto, H.
Telomestatin a novel telomerase inhibitor from
Streotomyces anulatus. J. Am. Chem. Soc. 123: 12621263, 2001.
100. Olovnikov, A. M. A theory of marginotomy the incomplete
copyng of template margin in enzymic synthesis of
polynucleotides and biological significance of the
phenomenon. J. Theor. Biol. 41: 181-190, 1973.
113. Simbulan-Rosenthal, C. M., Rosenthal, D. S., Luo, R.
and Smulson, M. E. Poly (ADP-ribosyl) of p53 during
apoptosis in human osteosarcoma cells. Cancer Res. 59:
2190-2194, 1999.
101. Patel, P. K., Koti, A. S. and Hosur, R. V. NMR studies on
truncated sequences of human telomeric DNA:
observation of a novel A-tetrad. Nucleic Acid Res. 27:
3836-3843, 1999.
114. Smith, C. D., Smith, D. L., DeRisi J. L. and Blackburn,
E. H. Telomeric protein distributions and remodeling
through the cell cycle in Saccharomyces cerevisiae. Mol.
Biol. Cell 14: 556-570, 2003.
99.
302
115. Smith, S., Giriat, I., Schimitt, A. and De Lange, T.
Tankyrase a poly ( ADP-ribose polymerase) at human
telomeres. Science 282: 1484-1487, 1998.
116. Smogorzewska, A., Steensel, B., Bianchi, A.,
Oelmann, S., Shaefer, M., Schnapp, G. and De Lange,
T. Control of human telomere length by TRF1 and TRF2.
Mol. Cell Biol. 20: 1659-1668, 2000.
117. Stampfer, M. R., Garbe, J., Niijar, T., Wingington, D.,
Swisshelm, K. and Yaswen, P. Loss of p53 function
accelerates acquisition of telomerase activity in indefinite
lifespan human mammary apithelial cell lines. Oncogene
22: 5238-5251, 2003.
118. Stein, G. H., Beeson, M. and Gordon, L. Failure to
phosphorylate the retinoblastoma gene product in
senescencet human fibroblasts. Science 249: 666-669,
1990.
119. Takakura, M., Kyo, S., Kanaya, T., Hirano, H., Takeda,
J., Yutsudo, M. and Inoue, M. Cloning of human
telomerase catalytic subunit (hTERT) gene promoter and
identification of proximal core promoter sequences
essential for transcriptional activation in immortalized and
cancer cells. Cancer Res. 59: 551-557, 1999.
120. Takay, H., Smorgorzewska, A. and De Lange, T. DNA
damage foci at dysfunctional telomeres. Curr. Biol. 13:
1549-1556, 2003.
121. Teng, S. C., Chen, Y. Y., Su, Y. N., Chou, P. C., Chiang,
Y. C., Tseng, S. F. and Wu, K. J. Direct activation .of
HSP90A transcription by c-Myc contributes to c-Myc
induced transformation. J. Biol. Chem. 27: 14649-14655,
2004.
122. Tesmer, V. M., Ford, L. P., Holt, S. E., Frank, B. C., Yi,
X., Aisner, D. L., Ouellette, M., Shay, J. W. and Wright,
W. E. Two inactive fragments of the integral RNA
cooperate to assemble active telomerase with the human
protein catalytic subunit (hTERT) in vitro. Mol. Cell Biol.
19: 6207-6216, 1999.
123. Testorelli, C. Telomerase and Cancer. J. Exp. Clin.
Cancer Res. 22: 165-169, 2003.
124. Togashi,K., Kakeya, H., Morishita, M., Song, Y. X. and
Osada, H. Inhibition of human telomerase activity by
alterperylenol. Oncol. Res. 10:449-453, 1998
125. Ueda, M., Ouhtit, A., Bito, T., Nakazawa, K., Lubbe, J.,
Ichihashi, M., Yamasaki, H. and Nakazawa, H.
Evidence for UV-associated activation of telomerase in
human skin. Cancer Res. 57: 370-374, 1997.
126. Ueno, T., Takahashi, H., Oda, M., Mizunuma, M.,
Yokoyama, A., Goto, Y., Mizushina, Y., Sagaguchi, K.
and Hayashi, H. Inhibition of human telomerase by
rubromycins: implication of spiroketal system of the
compounds as an active moiety. Biochemistry 39: 59956002, 2000.
127. Ulaner, G. A., Hu, J. F., Vu, T. H., Oruganti, H., Giudice,
L. C. and Hoffman, A. R. Regulation of telomerase
alternate splicing of human telomerase reverse
transcriptase (HTERT) in normal and neoplastic ovary,
Arvelo y Morales
endometrium and myometrium. Int. J. Cancer 85: 330335, 2000.
128. Van Steensel, B. and De Lange, T. Control of telomere
lenght by tha human telomeric protein TRF1. Nature 385:
740-743, 1997.
129. Vaziri, H., West, M. D. and Allsopp R. C. ATMdependent telomere loss in aging human diploid
fibroblasts and DNA damage lead to the post-translational
activation of p53 protein involving poly (ADP-ribose)
polymerase. EMBO J. 16: 6018-6033, 1997.
130. Vaziri, H., West, M. D., Allsopp, R. C., Davinson, T. S.,
Wu, Y. S., Arrowsmith, C. H., Poirier, G. G. and
Benchimol, S. ATM-dependent telomere loss in aging
human diploid fibroblasts and DNA damage lead to tha
post-translational activation of p53 protein involving poly
(ADP-ribose) polymerase. EMBO J. 16: 6018-6033, 1997.
131. Villa, R., Della-Porta, C., Folini, M., Daidone, M. G. and
Zaffaroni, N. Possible regulation of telomerase activity by
transcription and alternative splicing of telomerase
transcriptase in human melanoma. J. Invest. Dermatol.
116: 867-873, 2001.
132. Vogelstein, B. and Kinzler, K. W. The multistep nature
of cancer. Trends Genet. 9: 138-141, 1993.
133. Von Zglinicki, T. Telomeres and replicative senescence:
Is it only length that counts?. Cancer Lett. 168:111-116,
2001.
134. Von Zglinicki, T., Burkle, A. and Kirwood, T. B. Stress,
DNA damage and ageing-an integrative approach. Exp.
Gerontol. 36: 1049-1062, 2001.
135. Vulliamy, T. J., Knight, S. W., Mason, P. J and Dokal, I.
Very short telomeres in the peripheral blood of patients
with X-linked and autosomal dyskeratosis congenita.
Blood Cells Dis. 27: 353-357, 2001.
136. Wang, J., Xie, L. Y., Allan, S., Beach, D and Hannon, G.
J. Myc activates telomerase. Genes Dev. 12: 1769-1774,
1998.
137. Wick, M., Zubov, D. and Hagen, G. Genomic
organization and promoter characterization of the gene
encoding the human telomerase reverse transcriptase
(HTERT). Gene 232: 97-106, 1999.
138. Wisman, G. B., Hollem, H., Helder, M. N., Knol, A. J.,
Van der Meer, G. T., Kraus, M., De Jong, S., De Vries,
E. G. and Van der Zee, A. G. Telomerase in relation to
expression of p53,c-Myc and estreogen receptor in
ovarian tumours. Int. J.Oncol. 23: 1451-1459, 2003.
139. Wright, W. E. and Shay, J. W. The two stage mechanism
controlling cellular senescence and immortalization. Exp.
Gerontol. 27: 383-389, 1992.
140. Wright W. E. and Shay, J. W. Time telomeres and
tumours: is cellular senescence more than an anticancer
mechanism? Trends Cell Biol. 5: 293-297, 1995.
141. Wu, X., Amos, C. I., Zhu, Y., Zhao, H., Grossman, B. H.,
Shay, J. W., Luo, S., Hong, W. K. and Spitz, M. R.
Telomero, telomerasa y cáncer
Telomere dysfunction: a potential cancer predisposition
factor. J. Natl. Cancer Inst. 95: 1211-1218, 2003.
142. Yamakuchi, M., Nakata, M., Kawahara, K., Kitajima, I.
and Maruyama, I. New quinolones ofloxacin and
levofloxacin inhibit telomerase activity in transitional cell
carcinoma cell lines. Cancer Lett. 119: 213-219, 1997.
143. Yamakuchi, T., Yamada, R., Tomikawa, A., Shudo, K.,
Saito, M., Ishikawa, F. and Saneyoshi, M. Recognition
2’-deoxi-L-ribonucleoside 5’ triphosphates by human
telomerase. Biochem. Biophys. Res. Commun. 279: 475481, 2000.
144. Ye, J. Z. and De Lange, T. TIN2 is a Tankyrase PARP
modulator in the TRF1 telomere length control complex.
Nat. Genet. 36: 618-623, 2004.
303
145. Yin, L., Hubbard, A. K. and Giardina, C. NF-kappa B
regulates transcription of the mouse telomerase catalytic
subunit. J. Biol. Chem. 275: 36671-36675, 2000.
146. Yokoyama, Y., Takahashi, Y., Shinohara, A., Lian, Z.
L., Wan, X. Y., Niwa, K. and Tamaya, T. Attenuation of
telomerase activity by a hammerhead ribozyme targeting
the template region of telomerase RNA in endometrial
carcinoma cells. Cancer Res. 58: 5406-5410, 1998.
147. Yoon, H. J., Choi, I. Y., Kang, M. R., Kim, S. S., Muller,
M. T., Spitzner, J. R. and Chung, I. K. DNA
Topoisomerase II cleavage of telomeres in vitro and in
vivo. Biochim. Biophys. Acta 1395: 110-120, 1998.