FACULTAD DE FARMACIA Y BIOQUÍMICA AISLAMIENTO

UNIVERSIDAD NACIONAL MAYOR DE SAN MARCOS
(Universidad del Perú, DECANA DE AMÉRICA)
FACULTAD DE FARMACIA Y BIOQUÍMICA
UNIDAD DE POST – GRADO
AISLAMIENTO,
ANÁLISIS
IDENTIFICACIÓN,
FILOGENÉTICO
DE
CLONACIÓN
LA
Y
MICROALGA
Prorocentrum minimum (PAVILLARD) J. SCHILLER
1933 AISLADA DE LA BAHÍA DEL CALLAO- PERÚ.
Tesis para optar al Grado de:
MAGISTER EN BIOTECNOLOGÍA
Bach. Carmen Milagros Ruiz Huamán.
Asesora: Mg. Mirtha Roque Alcarraz
Lima- Perú
2013
2
3
AGRADECIMIENTOS
Agradecimientos sinceros a todas las personas que me permitieron la realización
de este estudio en especial al Dr. Francisco Rodríguez Hernández, por su apoyo
profesional en el conocimiento molecular de las Floraciones Algales, así como
también al Dr. Santiago Fraga Rivas y a la Dra. Pilar Riobó Agulla, del Instituto
Español Oceanográfico de Vigo- España. (Que gracias a la beca en Biotoxinas
Marinas tuve la oportunidad de conocerlos).
Un agradecimiento especial a la Mg. Mirtha Roque Alcarraz en la orientación de
esta tesis, al Dr. Gerardo Gamarra Ballena por la enseñanza impartida en las
aulas de estudios.
A los miembros del jurado examinador y calificador
Presidenta: Mg. Elena Rafaela Benavides Rivera
Miembros:
Dr. Gerardo Gamarra Ballena
Mg. Margarita Eva Lobatón Erazo
Mg. Mirtha Roque Alcarraz (Asesora)
Mg. Julio Reynaldo Ruiz Quiroz
Por sus sugerencias y todo el apoyo brindado en la culminación del presente
trabajo de tesis.
Al Instituto del Mar del Perú
por los diferentes laboratorios, como son el
Laboratorio de Microalgas, Laboratorio de Fitoplancton, Laboratorio de Genética
Molecular, en especial al Laboratorio de Biotecnología Acuática a cargo de la
MSc. Carla Aguilar Samanamud, que en conjunto con su equipo de trabajo
conformado por la Ingeniera Pesquera Cecil Tenorio, Bióloga Geraldine Inga,
4
Químico Lenin Flores y el Ingeniero Pesquero Alberto Oscanoa, agradezco por
el apoyo profesional brindado a lo largo de la realización de esta investigación.
A la Blga. Rosa Elcira Delgado Loayza, por su apoyo
en la clasificación
taxonómica de la especie Prorocentrum minimum del Laboratorio de Fitoplancton
y Producción Primaria del Instituto del Mar del Perú.
Al Biólogo Edgardo Palomino del Instituto Tecnológico Pesquero (ITP), por el
apoyo del Laboratorio Microbiológico- Biotoxinas Marinas.
5
DEDICATORIA
A Dios porque es él mi
Fortaleza y enseñanza de
vida. Camila, es la luz de mis
ojos, que es una bendición
recibida con mucho amor.
A
mis
padres,
siempre
por
mi
incondicional
ser
apoyo
en
todo
momento, los amo.
A mis hermanos y sobrinos
por su cariño y paciencia
hacen de nuestra familia la
unión familiar.
6
INDICE GENERAL
1. INTRODUCCIÓN………………………………………………………...…...
15
1.1. Problemática……………….…………….…….....................................
15
1.2. Justificación
…….……………………………………………..............
16
1.3. Justificación práctica……………………….………………………........
16
1.4. Objetivos…………………………………………………........................
17
1.4.1. Objetivo General……………………………….………......…....
17
1.4.2. Objetivos Específicos…………………….………....................
17
2. MARCO TEÓRICO……………………………………………..…….....……
17
2.1 Fitoplancton y sus generalidades...…………………....……..............
17
2.1.1. Microalgas………....................................................................
17
2.1.2. Dinoflagelados……….............................................................
18
2.1.3. Floraciones Algales o Mareas Rojas …….…………...…........
18
2.1.4. Mareas Rojas Nocivas………….…….....................................
18
2.1.5. Episodios de microalgas………………………………………..
19
2.1.6. Ficotoxina…………………………………………………………
19
2.1.7. Ácido Okadaico ………………………………………………….
20
2.1.8. Eutrofización o Eutroficación……………………………………
21
2.1.9. Especie criptogénica …………………………………………….
21
2.2. Marco epistemológico la investigación …………….……...…………
21
2.3. Antecedentes de la Investigación ……………………………....….….
22
2.3.1. Características del Orden Prorocentrales ……………….……
24
2.3.2.Certificado de Taxonomía de Prorocentrum minimum …........
26
2.3.3. Descripción de la Clase Dinophyceae ………………………..
29
2.3.4. Descripción Química del Orden Prorocentrales………………..
30
2.3.5. Precedente de las Floraciones Algales …………………………
32
2.3.6. Aislamiento y Caracterización fenotípica y genotípica del
37
Orden Prorocentrales……………………………………….…..
7
2.3.7. Cultivos microalgales………………………………………..…..
40
2.3.8. Identificación de Biotoxinas Marinas …………………...……..
41
3. METODOLOGÍA …………….………………………................……..…..
43
3.1. Lugar de Muestreo……………………………………………............
43
3.2. Muestreo de Campo………………………………….……………..…
44
3.3. Aislamiento purificación de la microalga…………….….…..….…...
44
3.4. Preparación de la solución nutriente………………………...…........
44
3.5. Preparación y esterilización del medio de cultivo…………….........
45
3.6. Establecimiento de purificación unialgal …………………............
45
3.6.1. Aislamiento por pipeteo y lavados sucesivos……...…..........
45
3.6.2. Curva de crecimiento de la microalga Prorocentrum
49
minimum...........................................................................................
46
3.6.3. Análisis estadístico……………………………………………..
50
3.6.4. Concentración de P. minimum para análisis moleculares......
50
3.6.5. Concentración de P. minimum para análisis de toxinas.........
51
3.7. 0. Filogenia Molecular de Prorocentrum minimum ..…………...
52
3.7.1. Extracción del ADN microalgal……..……..……………..........
52
3.7.2. Reacción de la Cadena de la Polimerasa (PCR). ….…..…..
53
3.7.3. Preparación del gel de Agarosa ………………………….......
55
3.7.4. Secuenciación de las Muestras de Microalgas …………..…
55
3.7.5. Alineamiento de Secuencias y construcción de árboles…..
55
3.7.6. Secuencias
provenientes del banco de secuencias
NCBI.......................................................................................
56
3.7.7. Evaluación de la capacidad toxigénica de Prorocentrum
minimum …………………..……………………………..…..............
56
3.7.8. Bioensayo en ratón………………………………................
57
4. RESULTADOS ……………..……………………….…..…………..….....
8
59
4.1. Lugar de muestreo……………………………………………...... 59
4.2. Muestreo de campo
………………………..……..…………..........
59
4.3. Aislamiento de la microalga……...…………………………...……....
59
4.4. Preparación de solución nutriente y esterilización del medio de 62
cultivo ………………………………………………………………………..
62
4.5. Purificación por pipeteo y lavado de célula ………………………….
62
4.6. Curva de crecimiento de la microalga P. minimum a temperatura 62
de 19 y 21 °C……………………….…………….….……
63
4.7. Análisis estadístico……………………………………………..….…..
64
4.8. Concentración de Prorocentrum minimum para análisis de toxina
y análisis molecular …………………………………..………............
64
4.9. Verificación del Gel de Agarosa …….……………………..….….….
64
4.9.1. Secuenciamiento del Productos de PCR……………….…….
65
4.9.2. Análisis de secuencia y construcción de árboles
filogenéticos….................................................................................
67
4.10. Evaluación de la capacidad toxigénica de Prorocentrum
minimum……………………………………………………………………….
69
4.11. Resultado de análisis del bioensayo en ratón ….………………....
69
DISCUSIÓN………………………………………………...………….……
70
6. IMPACTO…………..…………………………...………………...…….….....
74
7. CONCLUSIONES……………………………….………..….………….…….
75
8. RECOMENDACIONES…………………………………..…………….…....
76
9. REFERENCIAS BIBLIOGRAFICAS...…….………………………….…….
77
10. ANEXOS……………………………………………………………….…...
87
5.
9
LISTA DE FIGURAS
Figura 1. Estructura química del Ácido Okadaico
Figura 2. Relaciones filogenéticas entre las especies propuestas por (Dogde,
1975).
Figura 3. Morfología de los Prorocentrales.
Figura 4. Prorocentrum minimum
Figura 5. Microfotografía electrónica de la vista valvar de Prorocentrum
minimum
Figura 6. Prorocentrum gracile
Figura 7. Registro de Mareas Rojas en la Bahía Paracas Fuente. Datos
tomados por el IMARPE (2005- 2008).
Figura 8. Mapas de Parámetros de calidad acuática. Fuente. Datos tomados
por el IMARPE (2005).
Figura 9. Mapas de Oxígeno Disuelto (mg/L). Fuente. Datos tomados
por el IMARPE (2005).
Figura 10. Mareas Rojas en la costa central del litoral peruano. Callao
2007. Fuente. Datos tomados por el IMARPE (2005)
Figura 11. Cartografía del Muelle de IMARPE. Lugar de toma de muestreo
Figura 12. Adición de 1mL de Medio Guillar en la placa de multipocillos.
Figura 13. Técnica de lavado de células sucesivas.
Figura 14. Placa multipocillos a la cámara de flujo laminar.
Figura 15. Tubos de ensayo con medio F2 Guillar con una célula microalgal
Figura 16. Cámara de Cultivo.
Figura 17. Curva de crecimiento a 21 +/- 2 °C del Cultivo de Prorocentrum
minimum.
Figura 18. Curva de crecimiento a 19 +/- 2 °C del Cultivo de Prorocentrum
10
minimum.
Figura 19. Concentración de células de Prorocentrum minimum.
Figura 20. Corrida del LSU de Prorocentrum minimum en el termociclador
marca Eppendorf.
Figura 21. Inoculación de la biotoxina en el ratón
Figura 22. Células de Prorocentrum minimum observadas al microscopio
binocular de 40x. Microfotografía por C.Ruiz
Figura 23. Morfología de Prorocentrum gracile Schutt 1895. Presenta células
vivas. Microfotografía por C. Tenorio
Figura 24. Curva de crecimiento de la densidad celular de la microalga
Prorocentrum minimum a diferentes temperaturas de 19 y 21°C
Figura 25. Electroforesis en gel de agarosa al 1% de la amplificación de los
genes de Prorocentrum minimum y Prorocentrum gracile.
Figura 26. Análisis Filogenético Molecular por el método del árbol Máximum
Likelihood, basado en el análisis LSU rRNA de Prorocentrum
minimum.
Figura 27. Análisis Filogenético Molecular por el método del árbol Máximum
Likelihood, basado en el análisis LSU rRNA de las especies de
Prorocentrum usando Scrippsiella thochoidea.
Figura 28. Bioensayo de Ratón
11
LISTA DE TABLAS
Tabla 1. Cebadores usados en la amplificación y secuenciación del gen LSU
rRNA y el fragmento genómico parcial del ITS 1- 5.8 S rRNA – ITS 2 de varias
cepas de Prorocentrum
Tabla 2. Cultivos de Prorocentrum de los que proceden las secuencias en el
presente estudio.
ANEXOS
12
RESUMEN
Las Floraciones Algales Nocivas (FAN) o Mareas Rojas son decoloraciones del
agua visible a simple vista debido a la proliferación de uno o más
microorganismos planctónicos como las microalgas, estas pueden alcanzar
niveles altos y producir efectos adversos a la salud humana, como también,
causar daños a otros organismos marinos cercanos a la costa. Por tal motivo,
existió el interés de aislar, identificar y hacer un estudio filogenético de la especie
Prorocentrum minimum encontrada en la Bahía del Callao- Perú. Se realizaron
varias tomas de muestras de agua de mar para su posterior identificación
morfológica, se les efectuó la técnica de purificación de la microalga, y a su vez,
se adquirió un estándar de Prorocentrum minimum del Instituto
Provasoli-
Guillard National Center for Culture of Marine Phytoplankton (CCMP), USA. Se
realizó la curva de crecimiento para la concentración de la densidad microalgal,
posteriormente se efectuó la extracción de ADN y la filogenia molecular a partir
de las secuencias de las subunidades del ribosoma LSU rRNA de la especie
Prorocentrum minimum.
Se identificó P. minimum y P gracile, que fueron
especies epibentónicos cercanas por ser más recientes evolutivamente.
Para la confirmación de la presencia ausencia de alguna biotoxina marina en el
cultivo de Prorocentrun minimum, se estableció un análisis cuantitativo de la
dosis respuesta del animal en el bioensayo en ratón. Se logró obtener la
purificación de cultivo de Prorocentrum minimum y estandarizar el protocolo de
trabajo, se confirmó la filogenia de la especie de microalgas. No se logró
obtener la toxina DSP del cultivo de la microalga.
Palabras claves: Prorocentrum minimum, filogenia molecular, Bahía del Callao.
13
SUMMARY
Harmful algal blooms (HABs) or red tides are water discolorations visible to the
naked eye because of the proliferation of one or more planktonic microorganisms
such as microalgae, can reach high levels, adverse effects to human health and
harm other marine near shore. Why the interest to isolate, identify and
phylogenetic study of the species Prorocentrum minimum found in the Bay of
Callao, Peru. There were several shots of seawater samples for subsequent
morphological identification, were made purification technique microalgae, in turn,
was acquired Prorocentrum minimum standard Provasoli Institute-Guillard
National Center for Culture of Marine Phytoplankton (CCMP), USA. We
performed the growth curve for the concentration of microalgal density,
subsequently effected DNA extraction and molecular phylogeny of the sequences
from the ribosomal subunits LSU rRNA of the species Prorocentrum minimum.
Prorocentrum minimum and Prorocentrum gracile, were identified which were
close by epibenthic species be more evolutionarily recent. For verification of the
presence biotoxins absence of any present in the culture of Prorocentrun
minimum, quantitative analysis for the dose response observed animal was
performed using the mouse bioassay. For confirmation of the presence or
absence of any marine biotoxin Prorocentrun minimum cultivation, established a
quantitative analysis using the mouse bioassay for the dose response observed
animal.
Keywords: Prorocentrum minimum, Molecular Phylogeny, Callao Bay.
14
1. INTRODUCCIÓN
1.1.
Problemática.
Algunas microalgas potencialmente nocivas
han causado mortandades y
varazones de peces, las cuales han estado asociados a efectos causados por la
descomposición incompleta de la materia orgánica, anoxia, saturación o
ulceraciones del aparato branquial y fuentes externas de la contaminación marina
en las especies filtradoras, principalmente en los bancos naturales de concha de
abanico. Sin embargo no puede descartarse la posibilidad que estas especies
se vuelvan tóxicas debido a cambios ambientales o procesos de eutroficación.
La eutroficación, enriquecimiento del agua de mar por nutrientes a un ritmo
superior al de eliminación, ocasionando cambios sustanciales en el equilibrio del
ecosistema ecológico. El agua se enriquece de oxigeno provocando el aumento
de fitoplancton y se acelera la adición de nutrientes. Por este motivo, se observan
elevadas concentraciones de uno o más millones de células de microalgas
planctónicas por litro. El color del agua de mar dependerá de la microalga, en
muchos casos puede ser; verdoso, pardo, rojizo, naranja etc. Las Floraciones
Algales Nocivas (FANs, en inglés HAB= Harmful Algal Blooms), es un término
adoptado por la Comisión Oceanográfica Intergubernamental (COI) de la
UNESCO y aceptado internacionalmente para denominar cualquier proliferación
de microalgas (independiente de su concentración) percibidas como un daño en
la salud pública, la acuicultura, el medio ambiente y las actividades recreativas.
15
1.2. Justificación
En el Perú, existen pocos especialistas dedicados al estudio taxonómico del
fitoplancton nocivo. IMARPE es una institución de investigación, la cual reporta
a través de los análisis cuantitativos y cualitativos la presencia morfológica de las
microalgas presentes en un evento de marea roja. La gran similitud morfológica
entre las diferentes especies de fitoplancton dificulta su seguimiento mediante
la microscopia óptica. El tamaño de las microalgas es también un factor limitante
y se hace necesario el uso de la técnica instrumental de microscopia electrónica
para tener la exactitud de la especie presente en estudio. Con el fin de solucionar
este problema se solicita el apoyo de profesionales de los diferentes centros de
investigación de la región. La necesidad de procesar en un tiempo mínimo el
elevado número de muestras complejas de plancton requeridas para los estudios
de campo, hace imprescindible el desarrollo de técnicas alternativas que sean
rápidas, específicas y cómodas. En la actualidad, se desconoce la identificación
taxonómica a nivel molecular de este fitoplancton que genera impacto en el
medio ambiente marino. Por tal motivo, se requiere estudios minuciosos a nivel
molecular, existiendo en este trabajo una iniciativa de investigación en el campo,
al realizar el estudio del aislamiento,
identificación, clonación y análisis
filogenético de la especie de floración algal nociva Prorocentrum minimum.
1.3. Justificación práctica.
Los aislamientos y establecimientos de cultivos monoalgales de la especie
Prorocentrum minimum, nos permitió efectuar la identificación taxonómica,
molecular y presencia/ausencia de las biotoxinas marinas al disponerse de
abundantes células por mililitro de este organismo debido a las concentraciones
de microalgas obtenidas a nivel laboratorio para sus posteriores análisis.
16
1.4. Objetivos
1.4.1. Objetivo General.
Identificar la microalga Prorocentrum minimum (Pavillard) J.Schiller 1933 a partir
de muestras de agua tomadas en la Bahía del Callao.
1.4.2. Objetivos Específicos
1.4.2.1. Aislar, purificar y clonar el cultivo unialgal de P. minimum
1.4.2.2. Estudiar la filogenia de la especie P. minimum
2. MARCO TEÓRICO
2.1. Fitoplancton y sus generalidades
Se define como fitoplancton a la comunidad de microorganismos, en su mayoría
fotosintéticos
(microalgas,
dinoflagelados,
cianobacterias,
flagelados
heterótrofos y otro grupo sin clorofila), que vive suspendida en la masa de agua
Reynolds (1983)
2.1.1. Microalgas
El fitoplancton
constituye el primer eslabón de la cadena trófica en los
ecosistemas acuáticos Nyholmn et al. (1989), de modo que al alterarse
la
composición de la comunidad de microalgas como consecuencia del estrés
toxicológico, se modifica la estructura y su función Prósperi (2000). Las
microalgas se encuentran ampliamente distribuidas en la biósfera, por tal motivo,
17
son los principales productores de materia orgánica necesaria en la alimentación
y supervivencia de todo los organismos acuáticos Aidar et al. (2002).
2.1.2. Dinoflagelados
Los dinoflagelados son algas microscópicas, generalmente unicelulares que
habitan en aguas marinas frescas, siendo los mares tropicales donde se sitúan
un mayor número de especies. Se conocen aproximadamente unas 2000
especies, de las cuales unas 300, son las que, en ocasiones, pueden proliferar
de manera descontrolada alcanzando niveles tan altos que producen coloración
en la superficie del agua, dando lugar al fenómeno conocido como “mareas rojas”
Faust et al. (1999)
2.1.3. Floraciones algales o Mareas Rojas
Las floraciones algales o mareas rojas, son coloraciones o manchas del agua
de mar debido a la presencia de concentraciones elevadas de uno o más millones
de células por litros de microalgas planctónicas. El color dependerá de la
microalga, puede ser verdoso, pardo, rojizo, naranja etc. Sin embargo no todas
estas floraciones son beneficiosas. Reguera (2002)
2.1.4. Mareas Rojas Nocivas
Las Floraciones Algales Nocivas (FANs, en inglés HAB= Harmful Algal Blooms),
es un término adoptado por la Comisión Oceanográfica Intergubernamental (COI)
de la UNESCO y aceptado internacionalmente para denominar cualquier
proliferación de microalgas (independiente de su concentración) percibidas como
un daño en la salud pública, la acuicultura, el medio ambiente y las actividades
recreativas.
Algunas especies de microalgas producen potentes venenos o toxinas. Cuando
estas microalgas son filtradas por los mejillones y otros bivalvos, las toxinas se
acumulan en sus tejidos y se transmiten a niveles superiores de la red
18
alimentaria, incluyendo a los seres humanos. Las toxinas son tan potentes, que
incluso a bajas concentraciones de microalgas (10 3-104 cel x L-1) y sin que se
formen manchas en el agua, pueden convertir a los bivalvos en no aptos para el
consumo. Reguera (2002).
2.1.5. Episodios de microalgas.
Son aquellos eventos que en la presencia de microalgas las concentraciones
moderadas (no causantes de discoloraciones) confiere niveles de toxinas a los
moluscos, tales que pueden constituir un peligro para la salud y obligan a las
autoridades competentes a prohibir su recolección y comercialización. Los
mariscos tóxicos pueden transmitir estas substancias a niveles superiores de la
cadena trófica, actuando como vectores que dan lugar a la intoxicación por
marisco que afecta a los vertebrados y al hombre. Anderson (1989)
2.1.6. Ficotoxinas
Las ficotoxinas comprenden un amplio espectro de sustancias de estructura
molecular, mecanismo de acción y actividad biológica muy diversa, pueden
clasificarse atendiendo a sus diferentes efectos toxicológicos. Basándose en la
sintomatología de la intoxicación y en los vectores de transmisión, se han definido
cinco tipos de síndromes asociados a las siguientes toxinas o venenos:
La Intoxicación Paralizante por Mariscos (Paralytic Shellfish Poisoning = PSP),
la Intoxicación Diarreica por Mariscos» (Diarrhetic Shellfish Poisoning = DSP), la
Intoxicación Amnésica por Mariscos» (Amnesic Shellfish Poisoning = ASP) y la
Intoxicación Neurotóxica por Mariscos» (Neurotoxic Shellfish Poisoning = NSP).
Veneno Ciguatérico (Ciguatera Fish Poisoninig= CFV). Yasumoto & Murata,
(1993)
19
La presencia de ficotoxinas en alimentos de origen marino, principalmente en
moluscos, representa un grave problema sanitario y económico de extensa
incidencia geográfica, y que afecta tanto a países industrializados como a países
en desarrollo. La transferencia y acumulación de estas toxinas, producidas
principalmente por un reducido número de especies de dinoflagelados y
diatomeas, tiene lugar a través de las redes tróficas. Los principales vectores de
transmisión son los moluscos bivalvos (mejillones, vieiras o conchas de abanico,
almejas, berberechos, ostras, etc.) y en el caso de la ciguatera, algunas especies
de peces de zonas intertropicales. Asimismo, diferentes especies de
gasterópodos y crustáceos pueden actuar como transvectores
2.1.7. Ácido Okadaico
Los dinoflagelados productores de estas
toxinas están relacionadas con
episodios de contaminación del molusco, son diferentes especies del género
Dinophysis tales como
Dinophysis acuminata, Dinophysis fortii, Dinophysis
acuta, y Dinophysis norvergica
Yasumoto et al. (1980). El
dinoflagelado
bentónico Prorocentrum lima, es también productor de estas sustancias pero su
implicancia en episodios de intoxicación diarreica sólo se ha demostrado en
moluscos de aguas canadienses. Lawrence et al. (1998).
Existen datos epidemiológicos
de intoxicaciones producidas por el AO y
derivados que han cursado con trastornos gastrointestinales tales como diarreas,
náuseas y vómitos Yasumoto et al. (1980). El nivel de AO necesarios para
producir diarrea en adultos es de 40 y 50 µg de AO, siendo 200 µg. kg-1la dosis
letal en ratón por administración intraperitoneal (LD50). El ácido Okadaico y la
DTX1 son potentes inhibidores de las protein – fosfatasa, enzimas que
intervienen en el control de proceso biológicos tales como la división y el
crecimiento celular, organización estructural, metabolismo, control hormonal etc.
Cohen et al. (1989).
20
Figura 1. Estructura química del Ácido Okadaico.
2.1.8. Eutrofización o Eutroficación
Proceso natural o antropogénico que consiste en el enriquecimiento de
las aguas por nutrientes, por la descomposición de la materia orgánica,
produciendo disminución en las aguas profundas, las masas de agua
eutróficas tienen un alto nivel de productividad y de biomasa en todo lo
niveles tróficos. Andersen et al. (2006)
2.1.9. Especie criptogénica
Es aquella cuyo origen es desconocido, no se puede considerar como
especie nativa. Heil et al. (2005).
2.2 Marco epistemológico de la investigación.
Las microalgas juegan un papel predominante en el desarrollo de la acuicultura,
ya que constituyen el primer alimento vivo para las fases tempranas de desarrollo
de casi todos los organismos cultivados, siendo altamente nutritivas y fácil de
21
ingerir debido al tamaño que poseen Brown et al. (1997). Los cultivos de
microalgas han sido utilizados para dilucidar diversos aspectos sobre la biología
de estos organismos, particularmente en lo referente a su variabilidad
morfológica, fisiológica y atributos bioquímicos. También ha sido posible, gracias
a los cultivos in vitro, generar datos para redefinir los límites taxonómicos de
algunos taxa, así como incrementar el conocimiento de los ciclos de vida. Otros
cultivos se utilizan para bioensayos, particularmente para la detección de tóxicos
en cuerpos de agua González et al. (1995), debido al incremento de las mareas
rojas y la problemática que esto representa para la salud pública (Hallegraeff,
1993). Se han realizado también experimentos para probar los factores limitantes
del crecimiento de las microalgas Terlizzi, et al. (2002). Otros estudios de
dinoflagelados se han enfocado en mejorar los actuales medios de cultivo, o bien
a innovar formulaciones, con el principal objetivo de cultivar especies que no han
podido ser cultivadas, como es el caso de algunas del género Ceratium Álvarez
et al. (1997) & De Lara-Isassi et al. (2006) en prensa.
2.3. Antecedentes de la Investigación
Las relaciones filogenéticas descritas por Dodge (1975) fueron las primeras en
explorar las posibles relaciones entre las especies de Prorocentrum, basadas en
la evolución de los caracteres del grupo (Figura 2) como; las valvas lisas y las
valvas con depresiones y / o espinas, así como también las células redondas y
alargadas, la adquisición de la espina apical cada vez más larga al presentar dos
espinas. Los cambios de los caracteres que propuso no fueron suficientes para
fundamentar una hipótesis comprensiva que incluye a las 21 especies que
consideró en su análisis. Por ello y como bien lo ilustra (Figura 2), una cuarta
parte de las especies, que incluyó el segmento marcado con una línea punteada
desde Prorocentrum minimum (Pavillard) J. Schiller hasta Prorocentrum
dentatum Stein, pareciendo no tener una relación clara con las otras especies.
22
Figura 2. Relaciones filogenéticas entre las especies propuestas por Dogde
(1975).
23
2.3.1. Características del Orden Prorocentrales
El grupo se caracteriza por que sus miembros presentan una teca bivalvar con
presión lateral más o menos notable. En vista lateral, la valva derecha muestra
una depresión anterior con forma de “v”, en el lugar en donde se insertan los
flagelos. En esta zona, ambas placas aprisionan un conjunto de plaquitas (8 a 9)
que delimitan un par de poros por donde emergen los flagelos. En la zona que
rodea al conjunto de placas y poros, dos grandes placas laterales se ensanchan
formando un reborde interno y a veces también externo. En ocasiones, alguna
de las placas se prolonga en un apéndice agudo triangular o espiniforme poco o
muy desarrollado. Las dos placas mayores o laterales que forman las valvas,
suelen estar perforadas por poros generalmente oblicuos, a veces densos y que
con frecuencia se disponen en zonas o en hileras cortas bien definidas. Puede
también haber poros densos de poca profundidad (denominados poroides) y
espínulas muy pequeñas. (Figura 3).
24
Figura 3. Morfología de los Prorocentrales. FL: Flagelo longitudinal, FT: Flagelo
transversal, E: Espina apical, MS: Margen de sutura o reborde, SS: Sutura sagital,
VI: Valva izquierda, VD: Valva derecha, PA: Poro apical
25
2.3.2. Certificado de Taxonomía
El presente documento certifica la clasificación taxonómica según la base de
datos de algaebase de algas terrestres, marinas y de aguas dulces a nivel
mundial. Esta base de datos es utilizada en el Instituto del Mar del Perú, como
referencia taxonómica (www.algaebase.org)
Clasificación
Dominio
:
Eucariota
Reino
:
Chromista
Filo
:
Dinophyta
Clase
:
Dinophyceae
Orden
:
Prorocentrales
Familia
:
Prorocentraceae
Género
:
Prorocentrum
Especie
:
Prorocentrum
cordatum
(Ostenfeld)
Dodge.
taxonómicamente
Prorocentrum minimum (Pavillard) J. Schiller 1933
26
Aceptado
Descripción: Especie pequeña, de forma muy variable (Figura 4), casi siempre
triangular o acorazonada, a veces oval oscuramente pentagonal. Margen anterior
con ligera concavidad media, con una espinita o sin ella. Las características más
importantes para distinguirla son: su pequeño tamaño y la superficie tecal
densamente poblada por puntuaciones que el microscopio electrónico de barrido
(MEB) revela, son de dos tipos: con poros y protuberancias diminutas y
espiniformes. (Figura 4), sus dimensiones pueden ser: Largo menor de 20 μm
generalmente 15-18 μm.
espina
a.
b.
Figura 4. Prorocentrum minimum,
c.
a-d: Células
d.
vivas de diferentes planos
focales vistas al microscopio binocular. b. espina apical. Foto. Culture Colección
SCCAP.
27
Figura 5. Microfotografías electrónica
de la vista valvar de Prorocentrum
minimum. K: Superficie espinosa y el poro de la diversas valvas, l: presentación
una célula en vista valvar. Foto por G. Hansen.
Prorocentrum gracile. Schutt (1895).
Descripción: Es una especie cosmopolita, se encuentra en aguas tropicales y
zonas templadas frías. Las células son pequeñas alargadas y lanceoladas, la
parte anterior de la célula es ancha, redondeada con una fuerte espina apical y
la posterior en forma de punta La superficie de la válvula está cubierta con
muchos poros poco profundos. (Figura 6). El área periflagelar es relativamente
pequeña. La predominante espina apical se encuentra adyacente a la zona
periflagelar
Dimensión: Las células de tamaño mediano y pequeño, aproximadamente entre
45 – 55 μm de largo y 25- 30 μm de ancho. Dodge (1975).
28
Figura 6. Prorocentrum gracile. 1: Vista valvar, 2: válvula izquierda mostrando
poros tricosistos (manchados) largo de 45-55 μm. Foto Hiroaki Inoue
2.3.3. Descripción de la Clase Dinophyceae
 Son microalgas unicelulares, flageladas, conocidas comúnmente como
dinoflagelados.
 De color verde amarillento o pardo amarillento, otros pueden ser incoloro.
 Presentan pigmentos fotosintéticos como la clorofila a y clorofila b,
carotenos y xantofilas
 Sintetizan como producto de reserva almidón y gotas de aceite.
 Pueden presentar flagelos o no
 Reproducción asexual, la sexual es la menos frecuente
 Los dinoflagelados habitan en los sistemas acuáticos
como formas planctónicas.
29
principalmente
2.3.4. Descripción Química del Orden Prorocentrales.
El Ácido Okadaico (AO) se aisló por primera vez en el año 1981 simultáneamente
de dos esponjas, Halicondria okadai, esponja negra del Pacífico, y Halicondria
melanodocia. Tachibana et al. (1981), esponja del Caribe. Sin embargo, fue
posteriormente con el aislamiento de las Dinophysistoxinas (DTXs) cuando se
observó que los organismos productores de este tipo de moléculas eran
dinoflagelados de los géneros Prorocentrum Murakami et al. (1982) y Dinophysis
(Yasumoto et al., 1985). Este grupo de toxinas son las responsables de las
mareas rojas del tipo DSP, lo que ha supuesto a lo largo de estos últimos años
un gran problema para el ecosistema y la industria pesquera. Esto se debe a que
estas toxinas entran en la cadena trófica a través de los moluscos bivalvos que
se alimentan de los dinoflagelados productores causando intoxicaciones en
humanos a través del consumo de los mismos. Los síntomas más característicos
de una intoxicación DSP son diarrea, náuseas, vómitos, cefaleas y dolor
abdominal Daranas et al. (2001)
Por otro lado, este grupo de compuestos se caracteriza por su capacidad como
inhibidores selectivos de las proteínas fosfatasas del tipo 1 (PP1) y 2A (PP2A),
por lo que el AO se ha utilizado en muchísimos trabajos publicados sobre el papel
de las fosfatasas en los procesos celulares Fernández et al. (2001)
Los procesos de fosforilación están considerados como la modificación más
importante después de la traducción de proteínas. Además ha sido demostrado
que ocurre en una amplia variedad de organismos, desde bacterias a mamíferos,
controlando y regulando múltiples funciones celulares como el crecimiento y
muerte, diferenciación, metabolismo y señales de transducción. Las reacciones
de fosforilación-defosforilación que tienen lugar en los procesos celulares
dependen de dos tipos de enzimas: las proteínas kinasas (PKs), que catalizan la
transferencia de grupos fosfatos del ATP a las proteínas y las proteínas
fosfatasas (PPs) que catalizan la los grupos fosfatos de las proteínas fosforiladas.
30
Nos centraremos en las PPs, McCluskey et al. (2002)
ya que son la diana del
AO y algunos de sus derivados. Las PPs se pueden clasificar en dos grupos de
acuerdo a su especificidad hacia los residuos de aminoácidos sobre las que
actúa, PSPs específicas para la Serina-Treonina y PTPs para los residuos de
Tirosina. Dentro de las PSPs nos podemos encontrar con dos grupos
mayoritarios de proteínas, la PP1, específica para la subunidad β de las PKs y la
PP2A, que presenta afinidad por la subunidad α.
Existen un gran número de enfermedades que están relacionadas con desajustes
en el equilibrio de la actividad de fosforilación-defosforilación y dado que PP1 y
PP2A regulan el 90% de las reacciones de las PSPs, los inhibidores selectivos
de las mismas se han convertido en importantes herramientas farmacológicas
para estudiar los procesos celulares regulados por estas proteínas. Entre otros
se encuentran el ciclo celular, la muerte celular por apoptosis, el desarrollo de
tumores, la contracción del músculo liso y ciertos desórdenes neurológicos,
metabólicos y respiratorios.
El AO, es un inhibidor selectivo de PP1 y PP2A, de muchísima utilidad en el
estudio de estos procesos ya que, a diferencia de los otros, presenta mayor
selectividad frente a la PP2A. Boudreau et al. (2005). Los valores de las medidas
de inhibición publicados para el AO pueden diferir de unos autores a otros, lo cual
se puede deber a diferentes razones: al tipo de fuente de donde se extraiga la
proteína, al ión o iones utilizados en los tampones y /o al sustrato empleado. Los
valores de IC50 se encuentran entre 10-100 nM para la PP1 y entre 0.02-0.2 para
la PP2A
31
2.3.5. Precedentes de las Floraciones Algales
Las microalgas toxicas constituyen un riesgo para la salud pública y afectan
seriamente a la explotación de los recursos alimenticios derivados de la
acuicultura, siendo de importancia el estudio taxonómico, fisiológico, ecológico y
el estudio genético que afectan a la morfología de las células y a la producción
de toxinas que alteran el ecosistema marino.
El Instituto del Mar del Perú (IMARPE), registró eventos de Floraciones Algales.
Entre el 22 de mayo y el 2 de junio de 2000 se observó la presencia de una
floración algal nociva o “marea roja” causada por el dinoflagelado Prorocentrum
micans en la Bahía de Pisco, que estuvo presente antes y durante el evento de
mortandad y varazón de peces. Esta floración algal estuvo asociada a un ligero
incremento de la temperatura, y generó altas concentraciones de oxígeno en toda
la bahía, a excepción de la estación correspondiente a las plantas pesqueras.
Cabello et al. (2002). La formación de una floración algal nociva o “marea roja”
requiere de ciertas condiciones favorables para su proliferación: altas
temperaturas, altos niveles de intensidad luminosa, estabilidad de la columna de
agua y aporte de nutrientes (Margalef, 1986), condiciones que estuvieron
presentes a fines de mayo.
En Pisco durante el periodo 2002 al 2008 en la Bahía Independencia, Lagunilla,
Paracas, Playa Jaguay y zonas de producción de recursos bivalvos se han
registrado 1,099 casos de mareas rojas recurrentes. En la Bahía de Paracas las
mareas rojas totalizaron 876 casos, que equivalen al 80 % de los registros
reportados en Pisco (Figura 7).
32
Registro de Mareas Rojas en la Bahía de Paracas 20022008
350
323
300
Total= 876 Casos
N° de casos
250
200
168
179
150
126
100
50
46
20
0
2002
15
2003
2004
2005
2006
2007
2008
Años
Figura 7. Registro de Mareas Rojas en la Bahía Paracas Fuente. Datos
tomados por el IMARPE (2005- 2008)
Durante el monitoreo diario efectuado por el IMARPE en la Bahía de ParacasPisco, en alerta ambiental reportado el 11 de Febrero de 2005, se obtuvo
concentraciones máximas de 35,740 cel/mL, del Prorocentrum cf minimum,
creando anoxia (Concentración 0 de oxígeno disuelto) (Figura 7), sobre el fondo
marino, frente a las costas de Pisco (Desde el Río Pisco a la zona industrial),
originando una situación crítica para los organismos que la habitan,
produciéndose una varazón de peces e invertebrados marinos. La Marea roja
del día 12 de febrero de ese mismo año presentó concentraciones más pobres,
con una máxima de 29 680 cel/mL frente al consorcio terminal (ex-Petro Perú).
El día 13 la concentración de estos
grupos de dinoflagelados disminuyó
notablemente alcanzando un máximo de 3 108 cel/mL (Figura 8).
33
FIGURA 8. Mapas de Parámetros de calidad acuática. Fuente. Datos tomados
por el IMARPE (2005).
FIGURA 9. Mapas de Oxígeno Disuelto (mg/L) en calidad acuática.
34
El reporte del año 2007 del IMARPE de la última semana del mes de mayo e
inicios de junio (07 junio) se registró de Chorrillos hasta la Isla San Lorenzo
(Figura 9), una gran decoloración del agua de mar que va del rojizo a marrón
oscuro. Los análisis de las muestras dan como organismo responsable al
dinoflagelado Prorocentrum minimum que alcanzó densidades celulares de 21 x
6
10 cel/L asociado a la Temperatura Sobre el Nivel del Mar (TSM) de 18,5 ° C,
salinidad de 35, 067 ppm y oxigeno de 6, 50 ml/L. Los registros de esta especie
no son muy frecuentes en nuestra costa. Sánchez et al. (2007). A pesar de su
amplia distribución geográfica Prorocentrum minimum es considerada como
especie cosmopolita de ambientes fríos.
Entre los organismos responsables de las mareas rojas en la costa central del
Callao se tiene a los dinoflagelados Akashiwo sanguíneo, Noctiluca scintillans,
Prorocentrum cf. minimum, Prorocentrum gracile, Ceratium furca.
FIGURA 10. Mareas Rojas en la costa central del litoral peruano. Calla 2007.
Fuente. Datos tomados por el IMARPE (2005)
35
De enero a diciembre de 2010 se realizaron 76 salidas a la mar, en las Bahías
Independencia, Paracas, Lagunillas. En las evaluaciones quincenales se
considerando la colecta de muestras en 7 estaciones hidrográficas, 148 muestras
para análisis cuantitativos, 148 para análisis cualitativos y 148 para salinidad. El
Prorocentrum minimum, registro eventos de mareas rojas en los meses de mayo,
junio, setiembre, octubre y noviembre.
A inicios de abril de 2011 se registraron 7 especies potencialmente tóxicas,
asociadas a un rango de Temperatura Superficial del Mar (TSM) que fluctuó entre
18,2 y 21,4 °C. Los dinoflagelados reportaron el mayor número de especies (5)
con las máximas en playa Atenas, donde Prorocentrum minimum obtuvo 4 760
cel.L-1.
A diferencia del verano de 2012, para el período de otoño (abril, mayo y junio) la
frecuencia de floraciones algales (mareas rojas) se incrementó
de manera
considerable y principalmente en la zona norte y centro del mar peruano, siendo
responsables mayormente los dinoflagelados entre los que destacaron
Alexandrium peruvianum (especie perjudicial para la salud humana), Akashiwo
sanguinea, Prorocentrum micans, Prorocentrum minimum, Ceratium fususv y el
ciliado Mesodinium rubrum. Mientras que en Pisco se presentó la marea roja de
Prorocentrum micans, cuya densidad fue de 2, 250 x 103 con TSM de 20,7 °C,
finalmente este último organismo produjo otra floración algal en Chucchio (Bahía
Independencia) alcanzando densidades máximas de 1,99 x 106 cel.L-1 asociadas
a TSM de 18,0 °C.
36
2.3.6. Aislamiento y caracterización fenotípica y genotípica del Orden
Prorocentrales
Recientemente las herramientas moleculares de diagnósticos, se han
desarrollado para permitir una identificación más específica y sensible de estos
organismos.
Lu Douding et al. (2005). Estudiaron la morfología de las muestras cultivadas
de Prorocentrum donghaiense, se realizó la comparación taxonómica, entre P.
donghaiense y
otra especie relacionada
morfología y otros
Prorocentrum spp. Utilizaron
la
datos de información molecular publicada. No hubo
diferencias morfológicas entre las características de las especies, estas fueron
conservadoras. Se registró Prorocentrum dentatum de la floración formada en el
Mar Oriental de China,
que anteriormente se había registrado como es
Prorocentrum donghaiense Lu. Las especies registradas en el Mar Oriental de
China, Japón y Corea parecen ser de la misma especie. Los datos moleculares
de Prorocentrum dentatum (CCMP1517) y Prorocentrum donghaiense fueron
genéticamente idénticos.
Zhang Cheng et al. (2005). Amplificaron un fragmento del ADN ribosomal de la
subunidad grande (LrDNA) de 12 cepas de las especies Prorocentrum por la
reacción en cadena de la polimerasa (PCR). Los productos de PCR fueron
digeridos por endonucleasas de restricción (3 Cfo I, Hae III, y Rsa I) y revelados
en geles de agarosa. Los resultados mostraron que las diferentes especies tenían
diferentes patrones de RFLP, excepto para Prorocentrum arcuatum (ME 131),
que tenía el mismo patrón a P. micans (ME160 y 04). Los mismos fragmentos de
las 19 cepas del mismo género fueron
amplificados
y sometidos a
desnaturalización en un gel con gradiente por electroforesis (DGGE). Resultaron
11 patrones diferentes. Los diferentes cultivos de una misma especie tuvieron el
mismo patrón. Los resultados de RFLP y los análisis de DGGE mostraron que
ocho especies de Prorocentrum, de los aislados epibentónicos eran diferentes
37
entre sí, a partir de otros cultivos examinados en este estudio. Prorocentrum
arcuatum (ME132) no se diferenció de Prorocentrum micans (ME160 y 04),
probablemente estuvo mal identificado, ya que son diferentes morfológicamente.
El
Prorocentrum redfieldii (ME138) resultó ser distinta del Prorocentrum
triestinium (ME132).
Edvardsen, B. et al. (2003). Determinaron las secuencias de ADNr de las
especies de Dinophysis encontradas en aguas Noruegas. Se secuenciaron
nucleótidos de codificación de la subunidad pequeña SSU y de la subunidad LSU
5,8S. El espaciador interno transcrito ITS1 y del ITS2 del operón rRNA fueron
amplificados mediante la PCR de las células de Dinophysis aisladas a partir
de muestras de agua natural. Las tres especies fotosintéticas D. acuminata, D.
acuta y D. norvegica difirieron de 5 a 8 de los 1800 pares de bases (pb) dentro
del gen del SSU rRNA. En los análisis filogenéticos sobre la base de SSU rDNA,
todas las especies de Dinophysis fueron agrupados en un clado, resultando
divergencias dentro de la familia Dinophyta. Incluyendo 4 nuevos análisis
filogenéticos de LSU y 11 secuencias de Dinophysis, identificaron dos grandes
clados dentro de la especie fototróficas. Resultó poca variación genética
intraespecífica encontrado en la región ITS1-ITS2 de las células individuales de
D. norvegica y D. acuminata de Noruega.
Cohen-Fernández, E. et al. (2010). Realizaron un análisis filogenético de la
especie Prorocentrum de 19 cultivos, que incluyó las secuencias de las grandes
y pequeñas subunidades de ARN ribosomal de 13 de las 20 especies reportadas
en la Costa del Pacífico de México, los resultados mostraron que P. micans, P.
gracile y P. mexicanum fueron los más cercanas de las especies, planctónica
puede ser más reciente que las especies epibentónicos y se sugirió
que
probablemente el ancestro del género Prorocentrum podría ser una célula
redonda sin columna vertebral apical, tóxica y epibentónico.
38
Cortés-Altamirano et al. (2003). Las observaciones al Microscopio electrónica de
barrido, mostraron marcadas diferencias en forma y microornamentación de las
especies Prorocentrum rhathymum Loeblich III, Sherley y P. mexicanum en las
dimensiones de poroides. La distribución desigual de tricocistos y la arquitectura
en general de la región periflagelar están estrechamente relacionadas con
Prorocentrum caribbaeum Fausto. Por otra parte, el número y la distribución de
poros tricocistos en el área periflagelar es diferente entre las dos especies,
situado en ambas válvulas de Prorocentrum mexicanum y Prorocentrum
rhathymum.
La
evidencia
demuestra
que
Prorocentrum
mexicanum
(planctónicas) y Prorocentrum rhathymum (epibenthic) son distintos y no son
sinónimos.
Grzebyk et al. (1998). Secuenciaron genes 18S rRNA a partir de ocho especies
de Prorocentrum. Las relaciones filogenéticas de los dinoflagelados Gonyaulas,
peridinioideo, gymnodinioideo y prorocentroideo fueron inferidos a partir de las
secuencias completas del ADNr 18S. Los Prorocentrales tuvieron un origen
común, en dos grupos de Prorocentrum spp. El primer grupo incluyó especies
bentónicas simétricas como: Prorocentrum lima, Proocentrum arenarium,
Prorocentrum maculosum y Prorocentrum concavum. El segundo grupo contiene
especies planctónicas y bento planctónicas como son: Prorocentrum micans
Ehrenberg, Prorocentrum minimum, Prorocentrum mexicanum y Prorocentrum
panamensis. Las distancias genéticas entre las especies de estos dos grupos
fueron altas, sin embargo, la divergencia entre los dos grupos parecieron haber
ocurrido tarde en la evolución del dinoflagelado Prorocentrum emarginatum, ya
que presentó lejanía relacionado con ambos grupos. La
interpretación
morfológica de este análisis filogenético se hizo sobre la base de la estructura
específica de la zona periflagelar. Los datos genéticos y observaciones
morfológicas apoyaron la hipótesis el género Prorocentrum que es bastante
heterogénea y que podrían considerarse varias especies para constituir géneros
distintos.
39
Hoppenrath et al. (2010) realizaron una revisión de 29 especies bentónicas de
Prorocentrum, los datos morfológicos del mismo taxón de diferentes sitios
revelaron variabilidad morfológica inesperada. Muchos de ellos fueron variables
fenotípicamente. Concluyeron que las siguientes características son constantes
dentro de una especie: en asimetría o simetría de la teca en combinación con la
forma de la zona periflagelar visible en la placa tecal derecho, presentaron forma
de arco, ancho y forma de V. Se observó, la forma de las células de algunas
especies fue más variable que en otros. Se recalcó la incertidumbre de los límites
de varias especies potencialmente productoras de toxinas, como son:
Prorocentrum
hoffmannianum,
Prorocentrum
belizeanum,
Prorocentrum
maculosum, y Prorocentrum faustiae. Algunas especies presentaron toxicidad
variables, por ejemplo, Prorocentrum belizeanum y Prorocentrum rhathymum. Se
determinó, que varias especies
están genéticamente relacionadas y son
especies crípticas (parecido en morfología, fisiología y comportamiento). De la
misma manera, los datos moleculares les permitió evaluar la información
genética
molecular
de
algunas
especies
de
Prorocentrum
que
son
potencialmente tóxicos y que se incluyen en la actualidad en programas de
monitoreo, para determinar la relación entre especies, la identificación de cepas
y la producción de toxina.
2.3.7. Cultivos microalgales
Definición.
Conocido como cultivos de apoyo o cultivos anexos (considerando en esta
definición también al cultivo de zooplancton) que es primordial en el desarrollo
de los cultivos principales, esto es para los moluscos, durante todo su ciclo de
vida los crustáceos y los peces en su etapa larval. Estas microalgas son las que
contribuyen a la producción de biomasa en los océanos, estuarios, lagos y
reservorios. Hoff & Snell (2001).
Sonsoles, G. et al. (1998). Estudiaron las fases del ciclo celular así como los
puntos de restricción de los dinoflagelados marinos Prorocentrum minimum,
40
Prorocentrum triestinum, Prorocentrum lima y Gimnodinium catenatum. Se
utilizaron cuatro técnicas de
microfluorometria, citrometría de flujo,
espectrofluorimetría y cinética celular, los dinoflagelados mostraron un ciclo
celular típicamente eucariótico con cuatro fases bien diferencias, G1, síntesis, G2
y mitosis, en diferentes condiciones de restricción a 4° y 35°C. Algunas especies
tienen puntos de restricción en su ciclo celular en la fase G1 mientras que otras
en la fase G2.
Garduño- Solorzano et al. (2011). Aislaron microalgas del Lago de Catemaco,
Veracruz, utilizando diferentes técnicas y medios de cultivo. Se determinaron
taxonómicamente 6 taxa de Pediastrum sensu latum. La obtención del ADN total
de Monactinus simplex y Scenedesmus obliquus se realizó mediante el Kit ADN
easy Plant. Se amplificaron las regiones ITS 1, 5.8S e ITS2; rbc-L y del tnr-L. Esta
contribución incrementa el conocimiento de algunos géneros de microalgas
dulce-acuícolas en México y constituye la primera descripción de la ultraestructura de poblaciones silvestres y en cultivo para Monactinus simplex.
Pertola (2006). Realizaron 10 años de evaluaciones de la especie Prorocentrum
minimum (1993-2002) ocurrido en el Mar Báltico y el Golfo de Finlandia en altos
parámetros de temperatura y salinidad fue positivamente relacionado con la
presencia de nitrógeno orgánico y fósforo. Esto indicó que la especie fue
favorecida por el aumento de nutrientes (orgánicos). Las micrografías
electrónicas de barrido demostraron
los finos detalles morfológicos del
Prorocentrum minimum.
2.3.8. Identificación de Biotoxinas Marinas
Nascimento, S. et al. (2005). Aislaron Prorocentrum lima de la laguna costera
Flota, Dorset, Reino Unido y establecieron cultivos clonales. Estas fueron
analizadas por ácido Okadaico (OA), dinophysistoxin-1 (DTX-1), DTX-2, DTX-4 y
ésteres diol a través de cromatografía liquida de alta presión acoplada a
espectrometría de masas. Ellos encontraron que las concentraciones de OA
41
variaron desde 0,4 hasta 17,1 pg de OA cel-1 y DTX-1 de 0,4 a 11,3 pg de DTX1 cel-1. DTX-4 y una selección de DTX-4 ésteres diol se identificaron mediante
seguimiento de iones seleccionados. Se verificó que no todas las cepas
produjeron estos compuestos.
Paz, B. et al. (2008). Estudiaron las principales tóxinas
dinoflagelado
producidas por el
Prorocentrum belizeanum (Ácido Okadaico, DTX- 5c y 7-
hidroximetil-2-metilen-octa- 4,7- dienil okadaato) fueron analizadas en un sistema
de cromatografía líquida acoplado a espectrometría de masas (LC-MS), lo que
determinó los tiempos de retención (tR) respectivos y los patrones de
fragmentación asociados. Como una muestra de la aplicabilidad de la
metodología empleada, diversas muestras provenientes de los cultivos in vitro
de Prorocentrum belizeanum fueron analizadas, tres toxinas mayoritarias fueron
detectadas en los extractos celulares (extractos realizados empleando como
disolventes acetona y metanol, mientras que en el medio de cultivo solo se
detectó trazas de ácido Okadaico.
42
3. METODOLOGÍA
3.1. Lugar de Muestreo.
La zona del estudio fue la Bahía del Callao, exactamente frente al muelle del
Instituto del Mar del Perú a 77°09’36’’ W y 12°03’36’’ S. Comprende la provincia
Constitucional del Callao (Figura 11).
Figura 11. Cartografía del Muelle de IMARPE. Lugar de toma de muestreo.
43
3.2. Muestreo de Campo.
Se seleccionó el punto de muestreo, en base a las características hidrográficas
del mar del Callao 77°09’36’’ W y 12°03’36’’ S. Para la toma de muestra se utilizó
una red de fitoplancton de 20 µm de apertura de malla; tamiz de 100-150 µm con
aro de sujeción y colector de PVC, mediante el cual se filtró 5 veces la muestra
de agua de mar recepcionada en un balde de 5 L de capacidad y fue colectada
en un frasco de plástico de 500 mL con tapa y se colocó dentro una caja térmica
para ser procesada en laboratorio.
3.3. Aislamiento de la microalga.
Se trabajó dentro de una cámara de flujo laminar en condiciones de asepsia.
Sobre un porta objeto limpio, se depositó una gota de la muestra y se cubrió con
el cubreobjetos, observándose al microscopio binocular en la fases de10x y
40x. Se verificó la morfología y el movimiento natatorio de la microalga viva. Se
observó la especie de interés.
3.4. Preparación de la solución nutriente.
Para iniciar un cultivo de microalgas primero se debe tener un medio de cultivo
adecuado para la especie a cultivar, en esta oportunidad se utilizó el medio de
cultivo F2 modificado Guillard (1973), por su contenido de nutrientes mayores
como nitrógeno y fosforo que se encuentra en cantidades reducidas en
comparación de otros medios.
Para la preparación de las soluciones stock se utilizó agua destilada autoclavada.
En Anexo 1 se detalla los medios Stock para obtener el medio F2 modificado por
Litro. Las soluciones se mantuvieron estériles y refrigeradas.
44
3.5. Preparación y esterilización del medio de cultivo.
El agua de mar captada pasó por un sistema de filtros de arena, filtro biológico,
filtros de cartucho de 1 µ y 5 µ y el sistema de desinfección de UV, luego se
almacenó en un tanque de polietileno de 100L. El agua para el cultivo de
microalgas fue filtrado con un sistema de filtración y con una bomba para hacer
vacío la que se le colocó un filtro de membrana circular de una porosidad de
20 µ que cubrió la base del embudo sin sobrepasarla. El agua filtrada fue
colocada en una botella de Pyrex de 5 L y autoclavada a 121 °C x 15 Atm de
presión. Se trabajó dentro de la cámara de flujo laminar, a la botella de agua
estéril fría se le adicionó 1 mL por L del Rx 1, Rx2, Rx 3 de las soluciones stock
para preparar el medio F2 Guillard para el cultivo de Prorocentrum minimum. (Ver
anexo 1).
3.6. Establecimiento de purificación unialgal
3.6.1. Aislamiento por pipeteo y lavados sucesivos.
Se trabajó dentro de la cámara de flujo laminar estéril frente al mechero. Se
utilizó esta técnica para obtener un cultivo unialgal por ser el Prorocentrum
minimum mayor a 10 µm.
Se trabajó dentro de la cámara de flujo laminar estéril frente al mechero. Se
utilizó esta técnica para obtener un cultivo unialgal (Figura 11), a los 11 orificios
restantes se le añadió 1 mL de Medio F2 Guillard Modificado, luego con una
pipeta Pasteur estéril se cogió un gota del primer pocillo transfiriendo al segundo
pocillo agitándolo bien y así continuamente se les realizó los lavados sucesivos
(Figura 12).
45
Figura 12. Adición de 1mL de Medio Guillar en la placa de multipocillos.
Figura 13.Técnica de lavado de células sucesivas.
Posteriormente se observó al microscopio binocular los campos de los orificios
lavados y del campo que tenía menos células (1-2 microalgas), la placa
multipocillos fue transferida a la cámara de flujo laminar (Figura14).
46
Figura 14. Placa multipocillos a la cámara de flujo laminar.
De igual manera, dentro de la cámara se preparó una gradilla con 13 tubos de
ensayo de 15x150 mm con 10 mL de medio F2 Guillard modificado estéril, al cual
se le transfirió con ayuda de la pipeta Pasteur todo el medio de los pocillos que
contenía de 1-2 células microalgales, este mismo procedimiento se repitió con
cada tubo de ensayo (Figura 14).
Figura 15. Tubos de ensayo con medio F2 Guillar con una célula microalgal.
47
Luego se incubaron los tubos de ensayos bajo condiciones de luz, 19 +/- 2 °C
de temperatura y 24 horas de fotoperiodo lo más próximo posible
a las
condiciones ambientales en la que se encontró el organismo. Se utilizó una
cámara de cultivo acondicionada para su incubación (Figura15).
Los tubos incubados se agitaron todos los días a las 10:00am por un período de
30 días, se observó división celular y aumento del número de células algales de
interés sin que se observen contaminantes.
Se seleccionó
los tubos que tenían mayor densidad de coloración,
se
concentraron los 12 tubos en tres matraces de 100mL (40mL de inóculo de
microalga + 60mL de medio F2 Guillard), en los mismos parámetros antes
mencionados.
Figura 16. Cámara de Cultivo acondicionada para el cultivo de microalgas.
48
3.6.2. Curva de crecimiento de la microalga Prorocentrum
minimum.
La cuantificación de la densidad del crecimiento de las microalgas fue estimado
mediante el método de conteo directo de células con la cámara de Neubauer de
0.1 mm de profundidad y con ayuda del microscopio compuesto binocular a 10X
reportando la densidad celular (cel mL-1) x 104, este es un método eficaz para
evaluar correctamente el proceso diario del cultivo, coincidiendo con lo descrito
por Anderson (2005).
Se realizaron conteos celulares de Prorocentrum minimum diariamente por un
período de 30 días, el ensayo se realizó de la siguiente manera: un control más
tres replicas a 19 +/-2 °C (Figura 18) y el otro control
21+/-2 °C (Figura 17),
con tres replicas a
la densidad de inoculo microalgal de Prorocentrum
minimum fue de 0,5mL en un volumen de 99,5 mL de medio F2 Guillard estéril,
para tener un volumen final de 100 mL por matraz. El objetivo de estos ensayos
era observar cuantos días demoraba en concentrar
la mayor densidad
microalgal. A los matraces controles no se les sacó la muestra diaria para el
conteo celular, solo se sacó muestras a los matraces por triplicado.
Figura 17. Cultivo de Prorocentrum minimum a 21 +/- 2 ° C
49
Figura 18. Cultivo de Prorocentrum minimum a 19 +/- 2 °C
3.6.3. Análisis estadístico
Se evaluó previamente la normalidad y la homogeneidad de varianza para el
análisis del promedio simple de la Densidad celular (cel mL-1) x 104, se utilizó el
análisis de varianza (ANDEVA), y el test de Turkey de las temperaturas de cultivo
y de los días de muestreo como factores. Se consideró un nivel de significancia
de 0,05 para todas las pruebas y se utilizaron los programas estadísticos Minitab
16 y Systat 13.
3.6.4. Concentración de P. minimum para análisis moleculares
De los matraces de la curva de crecimiento de P. minimum se obtuvo una
muestra la cual se observó al microscopio binocular. Posteriormente, se transfirió
un inóculo de 5 mL de la microalga más 95 mL del medio F2 Guillard en 8
matraces de 125 mL
de capacidad. Fue incubado por 18 días en la cámara
climática acondicionada a 21 °C con un fotoperiodo de luz y agitación manual
dos veces al día, (Figura 18). Una vez concentrada la densidad microalgal fue
50
transferido con ayuda de la pipeta Pasteur a tubos de ensayo. Posteriormente,
fue centrifugado a 5000 rpm x 10 minutos, se retiró el sobrenadante y el
sedimento formado fue transferido a un microtubo, ese procedimiento se realizó
hasta concentrar sedimentos de todos los matraces. Finalmente, los paquetes
celulares de microalgas fueron refrigeradas a 3°C.
Figura 19. Concentración de células de P. minimum
3.6.5. Concentración de P. minimum para análisis de toxinas
Se realizó el mismo procedimiento anterior, se esperó 18 días para concentrar la
densidad microalgal en los matraces. Luego se procedió al sistema de filtración
para bomba de vacío, el filtro que se utilizó fue de fibra de vidrio marca Whatman
grado G/C (retención de partículas de 1,2 µm). Terminado el filtrado, con ayuda
de la pinza se dobló en 4 el filtro y fue transferido a un tubo tipo Falcón de 50 mL
y se resuspendió en metanol absoluto (100 %), hasta el procesamiento de la
muestra. El análisis del extracto del cultivo monoalgal (o de células aisladas por
micromanipulación) nos permitirá obtener un perfil de la toxina de la especie
sospechosa (pg-cel -1)
51
3.7. 0. Filogenia Molecular de Prorocentrum minimum
Se procedió a realizar el análisis filogenético de los aislados obtenidos. Además,
se utilizó una cepa control adquiridas de Provasoli- Guillard National Center of
Culture of Marine Phytoplankton (CCMP) USA. Finalmente se usaron secuencias
de Prorocentrum obtenidas de las bases de datos del NCBI. Para el estudio
filogenético se procedió de la siguiente manera:
3.7.1. Extracción del ADN microalgal.
Para la extracción del ADN se obtuvo de células frescas
de microalgas
proveniente de los cultivos. Se cosechó 1,5ml de cultivo en los tubos Eppendorf,
los cuales se centrifugaron a 7000 rpm durante 10 minutos. El sobrenadante fue
eliminado y al pellet de las microalgas se le adicionó nitrógeno líquido y con
ayuda de un macerador se les presionó para generar el rompimiento de las
células. Se extrajo el ADN de las microalgas utilizando el Protocolo de Doyle &
Doyle (1990) con algunas modificaciones. Se trabajó con 700 µL de CTAB +βmercaptoetanol buffer y se homogenizó. Se adicionó 4 µL de RNAsa (10 mg/mL)
por tubo de extracción. Los tubos se colocaron a 65 °C por 45 minutos en baño
maría, mezclando 2-3 veces durante la incubación. Se adicionó un volumen de
700 µL de cloroformo alcohol isoamilico (24:1), se invirtieron suavemente durante
10 minutos (o toda la noche). Se centrifugó por 10 minutos a 14 000 rpm. Luego
se transfirió el sobrenadante a otro microtubo, evitando recoger la interfase .Se
adicionó un volumen
de 700 µL de
cloroformo alcohol isoamilico (24:1)
nuevamente y se invirtió varias veces los tubos durante 5 minutos para asegurar
la muestra. Los microtubos fueron centrifugados por 5 minutos a 14000 rpm. Se
recuperó el sobrenadante (no la interfase) y se le adicionó 700 µL de isopropanol
frío. Se dejó reposar a -20 °C por una hora para precipitar el ADN. Se centrifugó
a 14 000 rpm por 5 minutos. Se eliminó el isopropanol. Se lavó con 500 µL
isopropanol frío y se centrifugó a 7000 rpm por 20 minutos. Se eliminó el
52
isopropanol, bajo campana de extracción y se colocó el microtubo con la boca
invertida sobre un papel toalla para eliminar la mayor cantidad de alcohol posible.
Se colocaron los tubos abiertos bajo la campana de extracción durante 3 horas.
Se volvió a resuspender los tubos con 150 µL de
Tris EDTA buffer (TE),
pipeteando para disolver el ADN. Se colocaron los tubos a 65 °C en baño maría,
durante 10 minutos para disolver completamente el ADN.
3.7.2. Reacción en Cadena de la Polimerasa (PCR).
Se realizó en un termociclador de la marca Eppendorf, empleándose los
cebadores LSU-D1R y D2C y los cebadores Perk-ITS-SC y Perk-ITS-AS,
señalados en la Tabla 1.
Tabla 1. Cebadores usados en la amplificación y secuenciación del gen LSU
rRNA y el fragmento genómico parcial del ITS 1- 5.8 S rRNA – ITS 2 de varias
cepas de Prorocentrum minimum
Cebadores (5’-3’)
nucleótidos
Referencia
Síntesis ADN
LSU
D1R
ACCCGCTGAATTTAAGCATA
20
Scholin et al (1994)
D2C
CCTTGGTCCGTGTTTCAAGA
20
Scholin et al (1994)
ITS 1-5.8 S- ITS 2
Perk – ITS –S
CTTAGAGGAAGGAGAAGTCGTAAC
24
Kotob et al. (1999)
Per- ITS- AS
GCTTACTTATATGCTTAAATTCAG
24
Kotob et al. (1999)
53
La PCR fue realizada en un volumen de 25 µL con 23 µL de Supermix PCR (Life
Technologies), 0,5 µL de cada primer (10 µM) y 1 µL del DNA. Las condiciones
de PCR para el cebador LSU fueron: 1 ciclo de denaturación a 94° C por 3 min,
posteriormente por 30 ciclos de denaturación a 94 °C por 1 min, el alineamiento
a 55 °C por dos minutos, extensión a 72 °C por 3 minutos, y un ciclo de extensión
final a 72 °C por 7 minutos. Para el otro set de cebadores, (Perk- ITS-S/PerkITS-AS), la condición de la temperatura fue idéntica a la descrita por Kotob et al.,
1999: 1 ciclo de denaturación a 94° C por 3 min, posteriormente por 30 ciclos de
denaturación a 94 °C por 1 min, el alineamiento a 55 °C por dos minutos y la
extensión a 72 °C por 3 minutos, y un ciclo de extensión final a 72 °C por 7
minutos. (Figura 19).
Después de la amplificación, los productos de la PCR fueron tratados con la
enzima Exonucleasa I por 1 hora a 37 °C y una incubación a 80 °C por 15 min,
esto permitió la eliminación de los residuos de los cebadores, los productos
extraños en el DNA producido por la PCR y los nucleótidos restantes de la mezcla
de PCR.
Figura 20. Corrida del LSU de Prorocentrum minimum en el termociclador
marca Eppendorf
54
3.7.3. Preparación del gel de Agarosa
Se preparó un gel de agarosa al 1% en TAE 1X, al que se le adicionó 8 µL de
Red Safe, y se dejó secar el gel por 2 horas. Se utilizó 2 µL del colorante marcador
Blue Orange 6x Loading Dye (Promega), más 8 µL de la muestra de ADN de
Prorocentrum minimum en un volumen total de 10 µL. Como marcador de peso
molecular se utilizó 5 µL del marcador de 100 pb (Promega). El gel de Agarosa
se dejó correr a 100 voltios durante 1 hora.
3.7.4. Secuenciación de las Muestras de Microalgas
Los productos de PCR obtenidos fueron purificados y enviados para ser
secuenciados a la Universidad de Vigo, España, Departamento de Genética
Facultad de Ciencias Marinas. Se incluyeron los productos de PCR de la cepa
obtenida en el presente estudio y cepa controles de Prorocentrum minimum y
Prorocentrum gracile.
3.7.5. Alineamiento de Secuencias y construcción de árboles.
La
alineación de secuencias de las especies de Prorocentrum se realizó
utilizando el programa BioEdit (Hall et al., 1999) que contiene el programa Clustal
W (Thompson et al. 1994).
Para la construcción de los arboles filogenéticos se utilizó el programa MEGA
5,05. Tamura et al. (2011) utilizando el algoritmo de Parsimonia y de Maximun
Likelihood.
55
3.7.6. Secuencias provenientes del banco de secuencias del
NCBI.
Las secuencias fueron seleccionadas considerando que era importante tener el
acceso a su identidad taxonómica, de manera que se privilegiaron aquellas
secuencias provenientes de cepas de la misma familia. Los números de acceso
de Prorocentrum minimum utilizadas en el presente estudio fueron los siguientes:
DQ 054539.1, FJ 939573.1, DQ 662402.1, AY 863005.1, DQ 884421,
AF512886.1, AF463409.2. Los números de acceso de P. gracile utilizadas en el
presente estudio fueron los siguientes: EF 517247.1, EF 517248.1, EF 517249.1,
EF 517251.1, AY 259165.1 Como outgroup se usó la secuencia de Scrippsiella
trochoidea (AY 421792). Finalmente se incluyeron las secuencias de las cepas
compradas del Instituto Provasoli- Guillard National Center for Culture of Marine
Phytoplankton (2811).
3.7.7. Evaluación de la capacidad toxigénica de Prorocentrum
minimun
Para evaluar la capacidad toxigénica de P. minimun
se siguió el protocolo
establecido por Yasumoto et al. (1984). Para ello, se concentró 1,5 L de cultivo
microalgal, todo el cultivo se centrifugó a 5000 rpm por 10 minutos y se obtuvo
15 mL de sedimento del cultivo de la microalga. Se trabajó a una temperatura
entre 5 y 10 °C, de esta manera fue posible obtener una pastilla celular. Se
utilizó 50 mL de acetona y homogenizó 2 -3 min. Se dejó sedimentar la fase
sólida. Se filtró el sobrenadante a través de papel filtro, recogiéndolo en un matraz
colector adaptable al rotavapor. Se repitieron los mismos pasos de extracción dos
veces más, utilizando 50 mL de acetona en cada ocasión. Se combinaron los dos
nuevos filtrados del mismo matraz colector. Se evaporó el extracto acetónico
final en el rotavapor con baño de agua a una temperatura de 40 ºC. No fue
necesario evaporar totalmente el agua residual.
56
Posteriormente, se añadió al extracto residual un pequeño volumen de agua de
manera que el volumen final del extracto sea aproximadamente 15 mL. Se
traspasó el extracto a un embudo de decantación. Se arrastró los restos del
residuo que pudieran permanecer en el matraz colector con 50 mL de éter
dietílico y se combinó este extracto etéreo con el extracto acuoso del embudo de
decantación. Se agitó suavemente invirtiendo varias veces el embudo (evitar
agitación vigorosa y prevenir la formación de emulsiones). Posteriormente se
dejó en reposo y se permitió la separación en dos fases, se separó la fracción
acuosa y se reservó la fracción etérea. Se extrajo la fracción acuosa dos veces
más con 50 mL de éter dietílico. Se combinaron las fracciones etéreas y se
realizaron dos lavados adicionales del extracto etéreo con 15 mL de agua. Se
evaporó el extracto etéreo completamente. Luego se combinaron las fracciones
acuosas y se evaporó el extracto hidrosoluble. Finalmente se redisolvieron los
residuos con una solución acuosa de Tween 60 al 1 %, previamente a una
temperada a aprox. 40 º C.
3.7.8.
Bioensayo en ratón:
Se inoculó 1 mL por vía intraperitoneal de la solución liposoluble del extracto de
la microalga Prorocentrum minimum (Figura 20), a tres ratones de 19-21 g de
peso y se les observó por 24 horas. El bioensayo se consideró positivo a la
presencia de las toxinas OA, DTXs, PTXs, y YTXs cuando se llegara a producir
la muerte de al menos 2 de los 3 ratones dentro de las 24 horas.
57
Figura 21. Inoculación de la biotoxina en el ratón
58
4.
RESULTADOS
4.1. Lugar de muestro
El
muestreo
se realizó en el muelle del IMARPE – Callao,
presentó las
siguientes coordenadas geográficas 77°09’36’’ W y 12°03’36’’ S, la temperatura
del mar fue de 16,38 °C y la salinidad fue de 37 ppm.
4.2. Muestreo de campo.
Se concentraron las microalgas con la red de fitoplancton de 20 µm. La colecta
de la muestra se realizó el 31 de marzo y 28 de Abril de del año 2005 y el 06
Agosto de 2007.
4.3. Aislamiento de la microalga
Se logró el aislamiento de dos cepas de microalgas: Prorocentrum minimum
aislada de la Playa Chucuito en la Bahía del Callao y Prorocentrum gracile
aislada de la playa Carpayo también de la Bahía del Callao. La técnica de
aislamiento facilitó el trabajo, puesto que, se obtuvieron cultivos puros a partir
de una unidad algal. Se visualiza en la figura 22 y 23.
59
Figura 22. Células de Prorocentrum minimum observadas al microscopio
binocular a 40x. Microfotografía por C.Ruiz.
60
Figura 23. Morfología de Prorocentrum gracile Schutt 1895. Presenta células
vivas. Microfotografía por C. Tenorio.
61
4.4. Preparación de solución nutriente y esterilización del medio de cultivo
Los reactivos 1, 2 y 3 estériles, nos sirvió como solución stock para preparar el
F2 Guillard, donde cada frasco se almacenó en el refrigerador para su
conservación.
4.5. Purificación por pipeteo, lavado de célula y clonación de células.
La técnica por pipeteo por capilar y lavado de células resultó ser una de las más
precisas para la purificación de la microalga Prorocentrum minimum
y
Prorocentrum gracile. La purificación duro cerca de 3 meses, se pudo obtener
células clonadas libres de contaminantes.
4.6. Curva de crecimiento de la microalga Prorocentrum minimum,
a
diferentes temperaturas de 19 y 21 °C en la cámara de cultivo.
El cultivo de Prorocentrum minimum presentó cuatro fases en su crecimiento las
cuales fueron: Fase de inducción; demoró entre seis y ocho días a 21 y 19 °C
pudo deberse al tamaño de la célula, y al estado del inoculó, a las nuevas
condiciones de cultivo y a la adaptabilidad fisiológica coincidiendo lo descrito
por el científico Morales & De Vetolli (1990); Becker (1994).
Fase exponencial: aquí las microalgas aumentaron rápidamente de manera
geométrica exponencial, esta fase apareció al séptimo y noveno día después de
agregado el inóculo al medio y se prolongó por varios días. En el cultivo a
19 °C la fase exponencial duro 11días, mientras que en el cultivo a 21°C la fase
exponencial duro 16 días, dependiendo por el tipo de microalgas coincidiendo lo
descrito por Morales & De Vetolli (1990) & Becker (1994).
Fase Estacionaria: En ambos cultivos de Prorocentrum, se observó un
decrecimiento en la velocidad de reproducción de las células, debido al
62
agotamiento de nutrientes del medio ocasionado por el crecimiento del cultivo,
ocurrió similar a lo obtenido en cultivo de microalgas citado por diferentes autores
como es Paniagua et al. (1988); Morales & De Velotti, (1990); Becker (1994).
Fase de declive: se pudo observar en el cultivo a 19 °C fue notorio desde el día
25 hasta el día 30, mientas que el cultivo a 21 °C se percibió en el conteo celular
del día 25 al 30. Descrito anteriormente por Morales & De Vetolli (1990); Becker
(1994). Los investigadores Tango et al (2005) confirmaron que la temperatura no
es un factor limitante para el desarrollo y crecimiento de Prorocentrum minimum,
ya que estas temperaturas fluctúan entre 12-22 °C y salinidades de 5-10 ppm.
Como también, Grzebyk & Berland (1998). Manifiesta que en los meses de
invierno en el Mar Mediterráneo puede predominar la especie a temperaturas de
4-28 °C. Confirmando que nuestra temperatura de crecimiento de Prorocentrum
minimum se encontró dentro de los límites de desarrollo para la microalga.
Densidad celular (cel mL-1) x 104
16
19°C
14
21°C
12
10
8
6
4
2
0
0
2
4
6
8
10
12 14 16 18
Dias de cultivo
20
22
24
26
28
30
Figura 24. Curva de crecimiento de la densidad celular de la microalga
Prorocentrum minimum a diferentes temperaturas de 19 y 21°C
63
4.7. Análisis estadísticos.
Las mayores densidades celulares de la microalga Prorocentrum minimum, se
registraron en el cultivo a 19 °C (Figura. 23) alcanzando cifras de 12,2 ± 0,44 x
104 cel.mL-1 en el día 25. La densidad celular se incrementó paulatinamente con
diferencias significativas (P< 0.05) hasta el día 24 y 26, para luego decrecer.
Los cultivos con 21 °C alcanzaron su densidad celular máxima a los 18 días
(11,86 ± 0,44 x 104 cel. mL-1), a partir del cual la densidad disminuyó, con
diferencias significativas (P< 0.05) durante los días 17 y 19.
4.8. Concentración de Prorocentrum minimum para análisis de toxinas y
análisis molecular.
El crecimiento y la densidad
de las células de Prorocentrum minimum de
determinó por la temperatura a 19 °C y 35 ppm de salinidad, motivo por el cual,
facilitó concentrar
muestras
del cultivo de la microalga de Prorocentrum
minimum para los dos diferentes análisis,
la curva de crecimiento presentó
densidades de 12,2 x 104 cel. mL-1 en los matraces de cultivo, estas densidades
fueron determinantes para la cantidad de flujo en litros de microalgas de
Prorocentrum minimum utilizado por separado para los estudios respectivos de
esta investigación.
4.9. Verificación de la calidad del ADN en el gel de agarosa
Se Logró verificar la calidad de extracción del ADN mediante la electroforesis se
amplificaron
los
genes de Prorocentrum minimum, Prorocentrum gracile y
cepa patrón 2811, mediante electroforesis en gel de agarosa al 1 %. (Figura 24).
64
1
Pm5 2811 P.gr Pm5.
Pm7 Pm7 P m7 Pm7
A
B
Figura 25. Electroforesis en gel de agarosa al 1%. Carril Foto A. 1. Marcador de
tamaño molecular. Carril 2,3 y 5 Cepas de referencia, carril 4. Prorocentrum
gracile. Foto B. Pm7 Prorocentrum minimum
4.9.1. Secuenciamiento de Productos de PCR
El resultado de la PCR, se obtuvo por las combinaciones de cebadores D1R/
D2C y Perk ITS- S y el Perk ITS- A (para los cultivos de Prorocentrum).
Las secuencias LSU obtenidas corresponden
a las especies Prorocentrum
minimum (2811) del Instituto Provasoli Guillard National Center of Culture of
Marine Phytoplankton (CCMP) y Prorocentrum minimum (Pm5; Pm 5.1 y Pm 7),
Prorocentrum gracile (Pgr), aislado de la Bahía del Callao- Perú.
Cada cepa fue secuenciada con los cebadores D1R/ D2C aproximadamente en
el par de base 420 pb obtenido desde el final de 5’ y el extremo 3’ del fragmento
genómico. Se confirmó los resultados obtenidos con el gen LSU del fragmento
parcial ITS 1-5.8 rRNA y el ITS2 sirvió para comparar las cepas Prorocentrum
minimum (2811), Pm5 y Prorocentrum gracile (Pgr). Las secuencias del NCBI
65
con el número de acceso utilizadas fueron; Prorocentrum minimum DQ884421,
Prorocentrum minimum EF517247.1, Prorocentrum minimum DQ054539.1,
Prorocentrum minimum AF463409.2, Prorocentrum minimum AF512886.1,
Prorocentrum minimum AF463409.2, Prorocentrum minimum FJ939573.1,
Prorocentrum minimum DQ662402.1, Prorocentrum minimum AY863005.1,
Prorocentrum
gracile
EF517251.1,
Prorocentrum
gracile
EF517249.1,
Prorocentrum gracile EF517248.1 Prorocentrum gracile AY259165.1
Tabla 2. Cultivos de Prorocentrum utilizadas para el secuenciamiento en el
presente estudio
Especie
Región
Fecha
T°
Institu
ción
24/08/
2004
18-22
1
Bahía
del
Callao
05/04/
2005
21
2
Pacifico
Sur
Bahía
del
Callao
06/08/
2007
19
2
Pacifico
Sur
Bahía
del
Callao
05/03/
2011
18
2
Cultivo
Localidad
Coordenadas
Océano
P.
minimum
2811
New Pass
Bridge,
Florida USA
27.33N
82.583W
P.
minimum
Pm5
Callao, Perú
S12°03'57.8'',
WO
77°09'30.4''
América del
Sur
Pacifico
Sur
P.
minimum
Pm7
Callao, Perú
S12°03'57.8'',
WO
77°09'30.4''
América del
Sur
P. gracile
Pgr
Callao, Perú
S12°03'57.9'',
WO
77°09'30.5''
América del
Sur
Mar
América del Atlántico Golfo de
Norte
Norte
México
1.
Provasoli-Guillard National Center for Culture of Marine Phytoplankton
(CCMP).
2.
Instituto del Mar del Perú (IMARPE).
66
4.9.2. Alineamiento de Secuencias y construcción de árboles filogenéticos
Las secuencias obtenidas de las microalgas 2811, Pm5, y Pgr fueron alineadas
y se construyeron árboles filogenéticos para establecer su identificación y
localización filogenética, confirmándose la especie como Prorocentrum minimum
(Fig. 26 y 27).
Figura 26. Arbol Filogenético Molecular por el método del arbol Maximum
likelihood, basado en el análisis LSU rRNA de Prorocentrum minimum
67
Figura 27. Arbol Filogenético Molecular por el método del arbol Maximum
likelihood, basado en el análisis LSU rRNA de las especies de Prorocentrum,
usando a Scrippsiella thochoidea como outgroup.
68
4.10. Evaluación de la capacidad toxigénica de Prorocentrum
minimum
No se detectó presencia de Ácido Okadaico en las muestras analizadas de la
microalga Prorocentrum minimum
4.11. Resultados del análisis del bioensayo en ratón.
Los síntomas de los tres ratones después del inóculo de la microalga fueron;
cabizbajos, con malestar, pelo erizado y postración. Después de 72 horas de
observación no hubo muerte de los roedores. (Figura 27)
A.
B.
C.
D.
Figura 28. Bioensayo de Ratón: A, B, C y D se observó el pelo erizado, cabizbajo
y con postración. D. pasado 72 horas no murieron pero uno de los ratones seguía
con malestar.
69
5.
DISCUSIÓN
La Provincia Constitucional del Callao, está situada en el centro oeste del Perú,
abarca la costa central del litoral peruano. La Bahía del Callao pertenece a esta
provincia siendo la más extensa de esta parte del continente y se considera la
llave de la capital de la república debido a su importante puerto marítimo. El
puerto del Callao se encuentra localizado a los 12°LS
y posee una gran
importancia pesquera en el Perú. Es considerada un área altamente contaminada
Guillen et al. (1986) debido a la fuerte actividad antropogénica registrada bajo la
forma de descargas de desechos urbanos e industriales que son introducidos en
el ecosistema marino. Estudios realizados en la zona revelan valores altos de
nutrientes, lo que nos indica una fuerte actividad biológica y niveles altos de
contaminación llegando a una eutrofización. Dichos valores altos de nutrientes
van a favorecer notablemente el desarrollo de la comunidad fitoplanctónica,
siendo algunas veces perjudicial para el ecosistema marino debido a la formación
de mareas rojas Sánchez et al. (1996). Estas características
óptimas para el crecimiento
parecen
ser
de las floraciones algales nocivas. Siendo estas
condiciones ambientales propicias como es el caso de Prorocentrum minimum.
Durante la última década los estudios de las especies bentónicas de
Prorocentrum han aumentado debido a que se ha demostrado que algunas
especies son tóxicas Grzebyk et al. (1997).
En el Perú las especies de Prorocentrum deben ser consideradas como especies
criptogénica (de origen desconocido) ya que tiene una distribución mundial y es
causante de las mareas rojas en diferentes regiones del mundo como lo afirma
Heil et al. (2005). La toma de muestra fue de importancia en la investigación
porque nos ayudó a determinar el fitoplancton presente en la muestra de agua
de mar, la frecuencia del muestreo se realizó en 2 fechas distintas en diferentes
años, el 31 de marzo y el 28 de Abril del año 2005, un mes y medio después
del evento de marea roja de Prorocentrum minimum en la bahía de Pisco y el día
06 agosto del 2007. Los muestreos coincidieron en la época de otoño- invierno,
70
presentaron salinidad de 37 ppm y una temperatura de 17 °C. La acentuada
degradación de las condiciones ambientales de la zona marino
costera,
asociada con procesos de eutrofización (enriquecimiento del agua de mar por
nutrientes), contaminación por la actividad antropogénica y con los cambios
climáticos globales, favorecen el incremento del número de episodios algales
nocivos con impactos drásticos sobre los recursos pesqueros, turísticos y la salud
pública (GEOHAB, 2005).
La comunidad fitoplanctónica, se considera un indicador importante de estrés
ambiental ya que puede manifestar, a nivel comunitario, cambios en su
estructura y a nivel específico, la presencia o desaparición de especies sensibles
y/o el desarrollo de especies nocivas y/o tóxicas, tal como lo describe Bonilla &
Conde (2000) y Loza et al. (2003).
El volumen filtrado fue de
25 litros con una red de fitoplancton de 20 µm de
apertura de malla; tamiz de 100-150 µm con aro de sujeción y colector en forma
de frasco de vidrio al final en la red
Los resultados obtenidos en la curva de crecimiento de Prorocentrum minimum,
se debió a la clonación de células microalgales en el medio F2 Guillard, que es
un medio de enriquecimiento ideal para todas las microalgas proporcionándoles
nutrientes necesarios para su crecimiento, guardando relación a lo descrito por
Guillard (1975) y Navarro (1990). Los cultivos microalgales
a pesar de los
contratiempos de baja temperatura en el ambiente por la noche mantuvieron un
desarrollo favorable de irradiación, fotoperiodo de luz en el medio de cultivo.
La extracción permitió obtener la mayor cantidad de ADN de las células
provenientes del cultivo fresco de Prorocentrum minimum y de Prorocentrum
gracile. Se consideró para la extracción de ADN el método de Doyle and Doyle
(1990), en el que se realizó algunas modificaciones en la técnica de lavado lo
cual nos resultó óptimo ya que visualizamos lo extraído en el gel de agarosa,
apreciando suficiente cantidad y calidad en las bandas de ADN.
71
El resultado de la PCR, se obtuvo por las combinaciones de cebadores D1R/
D2C y Perk ITS- S y el Perk ITS- A (para los cultivos Pm5 y Pgr) se confirmó
que estas especies pertenecen a la familias Prorocentrales y que mantienen
regiones conservadas genéticamente. Ordas et al (2004) realizó
investigación
con cepas de microalgas españolas para ver cuál de
una
las
microalgas presentaba toxina y probar la variabilidad genética entre ellas
utilizando espaciadores inter ITS1 – ITS2 del gen de rRNA, resultando similar
variabilidad entre las microalgas
pero
se detectaron algunas diferencias
moleculares.
El árbol basado en el análisis LSU rRNA de Prorocentrum minimum, propone
que las especies están relacionadas entre sí, donde incluye a Pm5 y el Pm2811,
considerado como un complejo de la especie debido a su semejanza, tal como lo
comenta Cohen-Fernández et al. (2010).
La extracción de toxinas mediante la técnica de Yasumoto et al., (1984), se le
realizó modificaciones, ya que se concentró la mayor cantidad de microalgas y
a partir de ello se trabajó el protocolo de determinación indirecta del posible
efecto de la toxina,
resultó negativo
pudiendo ser uno de los motivos la
concentración microalgal muy baja de 104 cel. mL-1 y el 1.5 L de volumen filtrados
a esa densidad no fue la suficiente.
Muchos investigadores manifiestan que la mayoría de clones del cultivo de
Prorocentrum minimum no son tóxicos. En sus investigaciones Grzebyk et al.,
(1997) y Denardou-Queneherve et al. (1999), relacionaron ciertas toxinas a los
clones aislados
de Japón. Los ambientes costeros confirmaron el riesgo
potencial para la salud humana asociados con Prorocentrum minimum y con las
ocurrencias de los Bloom de esta especie. Hay una disyuntiva respecto con los
componentes neurotóxicos aislados de los cultivos axénicos de los clones de
Prorocentrum minimum aislados de las costas mediterráneas de Francia. Para
Grzebyk et al. (1997), describe componentes hepatotóxicos completamente
72
diferente de los clones japoneses. El Resultado a 72 horas de la inoculación del
extracto de la microalga Prorocentrum minimum en los ratón fueron de malestar,
ratones cabizbajos, pelo erizado y postración, no se observó muerte de los
roedores, resultando diferente a lo descrito por Denardou- Queneherve et al.
(1999) y Grzebyk et al. (1997), donde los componentes tóxicos fueron solubles
en agua y
los bloqueadores de los canales de sodio produjeron síntomas
neurotóxicos en los ratones como convulsiones, espasmos con palpitaciones
pronunciadas y la muerte en cuestiones de minutos.
El presente estudio permitió el aislamiento, identificación clonación y análisis
molecular de Prorocentrum minimum de la bahía del Callao, siendo esta primera
tarea motivo de investigación de esta especie cosmopolita en nuestro país.
73
6.
IMPACTO.
Uno de los principales inconvenientes en la sostenibilidad de la acuicultura es la
presencia de mareas rojas por que pueden producir importantes impactos en los
recursos marinos y provocar pérdidas económicas. Para hacer frente a este
problema con esta tesis se contribuirá a brindar información necesaria para la
filogenia molecular de la diversidad taxonómica de especie Prorocentrum minimum
de la Familia Prorocentrales presentes en el mar peruano, que podrian derivar en
un evento posible de floraciones algales.
El conocimiento molecular de la identificación de las especies de mareas rojas en
la acuicultura no solo es de interés académico para la comunidad científica, es
también de interés biotecnológico, porque el ácido Okadaico y la DTX1 extraídos
de las diversas especies del Orden Prorocentrales y Dinophysiales son potentes
inhibidores de la protein–fosfatasa, enzimas que intervienen en el control de
proceso biológicos tales como la división y el crecimiento celular, organización
estructural, metabolismo, control hormonal etc. Boudreau et al. (2004).
Existen un gran número de enfermedades que están relacionadas con desajustes
en el equilibrio de la actividad de fosforilación-defosforilación y dado que la Protein
fostafas tipo 1 (PP1) y la protein fosfatasa tipo 2 (PP2A) regulan el 90% de las
reacciones de las proteínas fosfatasas (PSPs), los inhibidores selectivos de las
mismas se han convertido en importantes herramientas farmacológicas para
estudiar los procesos celulares regulados por estas proteínas. Entre otros se
encuentran el ciclo celular, la muerte celular por apoptosis (muerte celular que usan
los organismos multicelulares para eliminar células dañadas) , el desarrollo de
tumores, la contracción del músculo liso y ciertos desórdenes neurológicos,
metabólicos y respiratorios. Por lo tanto, gracias a las biotoxinas existentes en las
Floraciones algales se puede obtener componentes químico de interes comercial
a futuro, siendo sus principales usuarios el sector farmacéutico.
74
7.
CONCLUSIONES
1.
Se logró el aislamiento e identificación de Prorocentrum minimum
de la bahía del Callao.
2.
Se logró clonar células de Prorocentrum minimum a partir de
cultivos unialgales
3.
Se logró construir árboles a nivel molecular para establecer su
identificación y localización filogenética, confirmándose la especie
Pm5
como Prorocentrum minimum y Pg como Prorocentrum
gracile aislada de la bahía del Callao.
75
8.
RECOMENDACIONES
 Se requiere más estudios para estas las dos especies, Prorocentrum
minimum y Prorocentrum gracile, como también diferentes técnicas a nivel
molecular para evaluar la presencia de diversas poblaciones microalgales
presentes en el mar peruano.
 Se demanda
de mayor concentración de la solución liposoluble del
extracto la microalga Prorocentrum minimum para futuro análisis que
pueda alcanzar la determinación indirecta del posible efecto de la toxina.
 Se solicita estudios ambientales sobre los nutrientes que favorecen
notablemente el desarrollo de la comunidad fitoplanctónica, por ser
perjudicial para el ecosistema marino debido al impacto acuícola que
producen la formación de mareas rojas.
76
9.
1.
REFERENCIAS BIBLIOGRAFICAS
Aidar, E., Pereira, S., Sousa, E. &
Brasil-Lima, G. (2002). Testes
detoxicida de con microalgas. En: Métodos em Ecotoxicología marinha:
Áplicaçoes no Brasil.
2.
Andersen, H.J., L. Schluter & G.A. Ertebjerg.
(2006). Coastal
Eutrophication: recent developments in definitions and implications for
monitoring strategies. J. Plank Res. 28 (7): 621-628
3.
Andersen, R.A. (2005). Algal Culturing Techniques. Elsevier Academic
California, USA.
4.
Anderson, D.M. (1989). Toxic algal blooms and red tides: A global
perspective. In:
Red tides: Biology, Environmental Science, and
Toxicology. Proc. 1st Int. Symp. On Red Tides. Elsevier. 11-16 pp.
5.
Álvarez, M. J., Aguilera, A., Franco, J. M., Fraga, S. & González, S. G.
(1997). Efecto de diferentes Medios de Cultivo Sobre el Crecimiento de
Dinoflagelados.
En: VI Reunión Ibérica sobre Fitoplancton Tóxico y
Biotoxinas. Centro Oceanográfico Vigo. España. 271-280 p.
6.
Bodreau, R.T., Hoskin, D.W. & Lin, T.J. (2004). Phosphatase inhibition
potentiates IL-6 production by mast cells in response to Fcepsilon RImediated activation: involvement of p38 MAPK. J Leukoc Biol.; 76:1075–
1081.
7.
Bonilla, S., & Conde. D. (2000). El fitoplancton como descriptor sensible
de cambios ambientales en las lagunas costeras de la Reserva Baños del
Este. Series Documentos de Trabajo. Probides, UNESCO, 31, 63-70.
77
8.
Brown, M.R., Jeffrey, S.W., VOLKMAN, J.K. & Dunstan G.A. (1997)
Nutritional properties of microalgae for mariculture. Aquacul. 151: 315-331.
9.
Cabello, R.,
Tam, J. & Jacinto, M. E. (2002). Procesos naturales y
antropogénicos asociados al evento de mortalidad de conchas de abanico
ocurrido en la bahía de Paracas (Pisco, Perú) en junio del 2000.
Rev.
peru. biol. 9(2), 49 – 65.
10.
Camino, M., Fraga, S., Franco, J., Ordas, A. & Figueras, A. (2004). Toxin
and molecular analysis of Gymnodinium catenatum (Dinophyceae) starins
from Galicia (NW Spain) and Andalucía (S Spain). J of Plank Res. Vol. 26(
3), 341-349.
11.
Cortés-Altamirano, R. & Sierra-Beltrán., A. (2003). Morphology and
taxonomy of Prorocentrum mexicanum and reinstatement of Prorocentrum
rhathymum (dinophyceae). J. Phycol. 39, 221–225.
12.
Cohen-Fernández, E., Pedroche, F., Rodríguez,M., Álvarez,S. & Meave
del
Castillo,E.(2010).
Molecular
phylogeny
of
Prorocentrum
(Dinoflagellata) from the Pacific Coast of Mexico based on the parsimony
analysis of fragments of LSUrDNA and SSUrDNA. J. Plant Physio and
Biochem 2(3), 29-37.
13.
Cohen, P. (1989). The structure and regulation of protein phosphatases.
Annu. Rev. Biochem. 58: 453-508.
14.
Chomérat, N., Sellos, N., Zentz, F. & Nezan, E. (2010). Morphology and
Molecular Phylogeny of Prorocentrum consutum sp. Nov. (Dinophycaeae),
a new benthic dinoflagellate from south Brittany 8 Northwestern France).
J. Phycol, 46,183-194.
78
15.
Daranas, A.H., Norte, M. & Fernandez, J. (2001). Toxic marine microalgae.
Toxicon 39: 1101–1132
16.
De Lara-Isassi, G., Rodríguez-Palacio, M., Álvarez-Hernández., S. &
Lozano Ramírez, C. (2006 en prensa).Tasas de crecimiento de
dinoflagelados del género Ceratium Schrank, 1793, en tres medios de
cultivo conocidos y uno alternativo. Rev, Soc. Mex. Hist. Nat.
17.
Denardou-Queneherve, D., Grzebyk, D., Pouchus, Y.F., Sauviat, M.P.,
Alliot, E., Biard, J.F., Berland, B. & Verbist, J.F., (1999). Toxicity of French
strains of the dinoflagellate Prorocentrum minimum experimental and
natural contaminations of mussels. Toxicon 37, 1711–1719.
18.
Dodge, J. D. (1975). The Prorocentrales (Dinophyceae). II. Revision of the
taxonomy with in the genus Prorocentrum. Bot. J. Linn. Soc. 71, 103-125.
19.
Doyle, J. & Doyle, L. (1990).Isolation of plant DNA from fresh tissue.Focus
2, 13-15.
20.
Douding, L., Goebelb, J., Qic, Y., Zoud, J., Hand, X., Gaoe, Y. & Li,Y.
(2005). Morphological and genetic study of Prorocentrum donghaiense Lu
from the East China Sea, and comparison with some related Prorocentrum
species. Harmful Algae, 4, 493–505
21.
Edvardsen, B.,Shalchian-Tabrizi, K., Kjetill, S., Medlin, L., Dahl, E., Brubak,
S. & Paasche, E. (2003). Genetic variability and molecular phylogeny of
dinophysis species (dinophyceae) from norwegian waters inferred from
single cell analyses of rDNA. J. Phycol.39, 395–408.
22.
Faust, M. A. & Gulledge, R. A.
(2002). Identifying harmful marine
dinoflagellates. Contributions from the United States National Herbarium,
79
Department of Systematic Biology – Botany, National Museum of Natural
History, Smithsonian Institution. 42, 1-141.
23.
Faust, M.A., J. Larsen & O. Moestrup. (1999). ICES identification leaflet for
plankton. (Ed.). Natural Enviroment Research Councilm Plymouth Marine
Laboratory. Leaflet No. 84: 28 pp.
24.
Fensome, R. A., Taylor, F. J. R., Norris, G., Sarjeant, W. A. S., Wharton,
D.I. &
Williams, G. L. (1993.a) classification of fossil and living
dinoflagellates. Micropaleontology Press. Special Publication, 7, 1-351.
25.
Fensome, R. A., Saldarriaga, J. F. & Taylor, F. J. (1999). Dinoflagellate
phylogeny revisited: reconciling morphological and molecular based
phylogenies. Grana 38, 66-80.
26.
Ferrario, M.E., Sar, E.A. & Sala, S.E. (1995) Metodología básica para el
estudio del fitoplancton con especial referencia a las diatomeas. En: Alveal
K, ME Ferrario, EC Oliveira & E Sar (eds) Manual de métodos ficológicos:
1-23. Universidad de Concepción, Concepción, Chile.
27.
Fernández, J.J.,Souto, M,L., Trujillo, M.M.& Norte, M. ( 2002). Okadaic
acid, usefel tool for studying cellular processes. Curr. Medic Chem.9, 229262.
28.
Garduño-Solórzano, G., Rodríguez-Palacio, M. C., Martínez-García, M.,
Quintanar-Zúñiga, R. E., Lozano-Ramírez, C., Campos-Contreras, J. E. &
Monsalvo-Reyes, A. C. (2011). Cultivos de microalgas del Lago de
Catemaco, Veracruz. Rev Latinoam Biotec Amb Algal 2(2),67-80.
29.
Global Ecology and Oceanography of Harmful Algal Blooms. GEOHAB
(2005) An International Programme Sponsored by The Scientific
Committee on Oceanic Research (SCOR) and The Intergovernmental
0ceanographic Commission (IOC) of UNESCO. Pitcher, G., Moita, T.,
80
Trainer, V. Kudela, R., Figueiras, P., & Probyn, T. (Eds.) IOC and SCOR,
Paris and Baltimore.82.
30.
Grzebyk, D., Denardou, A., Berlan, B. & Pouchus, Y. (1997). Evidence of
a new toxic in the red- tire dinoflagellate Prorocentrum minimum. J.
plank.19 (8), 111-1124.
31.
Grzebyk, D; Sako, Y; Berland, B. (1998). Phylogenetic analysis of nine
species Prorocentrum (Dinophyceae) inferred from 18S Ribosomal DNA
sequences, morphological comparisons and descriptions of Prorocentrum
panamensis, sp. nov. J. Phycol, 34, 1055-1068.
32.
Guillard, R.L. (1973). Division rates. In Stein, J. R. (ed) Handbook of
Phycological
Methods:
Culture
Methods
and
Growth
Treatment.
UniversityPress, Cambridge, London, pp. 128.
33.
Guillar, R. (1975). Culture of Phytoplankton for feeding marine
invertebrates. En Culture of Marine Invertebrate Animals. Smith, W. &
Chanley, M. (eds).Plenum. Publ. Co. New York.29-60.
34.
Guillen, O., Aquino, R. & Jacinto, M. (1986). Distribución de trazas de
metales en el puerto del Callao. Bol. Inst. Mar del Perú-G OEA 10(8): 188210.
35.
González, M. A., Parra, O. &. Cifuentes, A. S. (1995). Técnicas de Cultivo
de Microalgas en Laboratorio. En: K. Alveal; M. E. Ferrario; E.C. Oliveira y
E. Stein (Eds.). Manual de Métodos Ficológicos. Universidad de
Concepción. Chile. pp. 219-249.
36.
Heil, C.A., Glibert, P.M. & Fan, C., (2005). Prorocentrum minimum
(Pavillard) Schiller A review of a harmful algal bloom species of growing
worldwide importance. Harmful Algae 4, 449–470.
81
37.
Hall, T. A. (1999). BioEdit: a user-friendly biological sequence aligment
editor and analysis program for windows 95/98/NT. Nucl. Acids.Symp. Ser.
41:95-98. About BioEdit version 7.0.9.0. (6/27/07).
38.
Hallegraeff, G. M. & Lucas, I. A. N. (1988). The marine dinoflagellate genus
Dinophysis (Dinophyceae): photosynthetic, neritic and non-photosynthetic,
oceanic species. J. Phycol 27, 25-42.
39.
Hoff, F. & Snell,T. (2001). Plankton culture manual. Florida Aqua Farm,
Inc. E.U.A. 1-162.
40.
Hoppenrath, M., Chomérat, N., Horiguchi, T., Schweikert, M., Nagahama,
Y., Murray, S. (2013). Taxonomy and phylogeny of the benthic
Prorocentrum species (Dinophyceae). A proposal and review. Harmful
Algae 875,1-28.
41.
Kotob, S. I., McLaughlin, S. M., Van Berkum, P. & Faisal, M. (1999)
Discrimination between two Perkinsus spp. isolated from the softshell
clam,
Myaarenaria, by sequence analysis of two internal transcribed
spacer regions and the 5.8S ribosomal RNA gene. J. Parasit, 199, 363–
368.
42.
Grzebyk, D & Yoshihiko, S. (1988). Phylogenetic analysis of nine species
of prorocentrum (dinophyceae) inferred from 18s ribosomal dna
sequences, morphological comparisons, and description of Prorocentrum
panamensis, sp. nov. J. Phycol. 34, 1055–1068.
43.
Loza, S., Barrios, K., Miravet. M. E., Lugioyo, M., Perigó, E., & Sánchez,
M. (2003). Respuesta del Fitoplancton ante el estrés ambiental en los
ecosistemas arrecifales. Protección del Hombre y la Naturaleza. Cátedra
de Educación Ambiental. 8, 21-24.
82
44.
Lawrence, J.E., Baude, A. G.,Quilliam, M. A. & Cembella, A.D.(2000).
Olonization and growth of the toxic dinoflagellate Prorocentrum lima and
associated fouling macroalgae on mussels in suspended culture. Mar.
Ecol. Prog. Ser. 201: 147-154.
45.
Margalef, R. (1986). Ecología. Ed. Omega. España. 950 pp.
46.
McCluskey, A., Sim A. T. R. & Sakoff, J. A. (2002a) Serine-Threonine
Protein Phosphatase, Inhibitors: Development of Potential Therapeutic
Strategies. J. Med. Chem. 45(6), 1151-1175.
47.
Murray, S. M. F., Jorgensen, S., Ho, Y. W. D., Patterson, J & Jermiin, L.
S. (2005). Improving the analysis of Dinoflagellate phylogeny based on
rDNA. Protist, 156, 269-286.
48.
Murakami, Y., Oshima, Y & Yasumoto, T. (1982): Identification of okadaic
acid as a toxic component of a marine dinoflagellate Prorocentrum lima.
Bull. Jpn. Soc. Sci. Fish, 48: 69-72.
49.
National
Center
for
Biothecnology
Information.
http://www.ncbi.nlm.nih.gov/ Acceso: 15/08/2011.
50.
Nascimento, S., Duncan, A. &
Morris, S. (2005). Morphology, toxin
composition and pigment content of Prorocentrum lima strains isolated
from a coastal lagoon in southern UK. Toxicon 45, 633–649.
51.
Navarro, M. (1990). Características de los cultivos a pequeña escala de
dinoflagelados marinos, su evaluación para la producción primaria en la
acuicultura. Tesis universidad Complutense de Madrid. 197pp.
52.
Nyholmn, N. & Källqvist, T. (1989). Methods for growth inhibition toxicity
tests with freshwater algae. Environ. Toxicol. and Chem., l 8: 679-703.
83
53.
Ordas, C., Fraga, S., Franco, J., Ordas, M. & Figueras A. (2004) Toxin
and molecular analysis of Gimnodinium catenatum (Dinophyceae) strins
from Galicia (NW Spain) and Andalucia (S Spain). J. plank res., 26:3. 341349.
54.
Paniagua, J. M., Bucle, L. F., Granados, C. & Loya, D. H. (1988). Manual
de metodologías y alternativas para el cultivo de microalgas. Segunda
Edición. Voltolina, D. L., L. F. Bucle y E. R. Morales (Eds.). CICESE.
Acuicultura. Ensenada Baja California, México. 67 pp.
55.
Pavillard, J. (1916). Recherche sur les Ptridiniens du Golfe de Lion. Trav.
Inst. bot. Univ. Montpellier. Series Mixte, 4:70-99.
56.
Paz, B., Daranas, A., Cruz, P., Franco, J., Napolitano, J., Norte, M &
Hernandez, J. (2008). Identificación por LC-MS de derivados del Ácido
Okadaico en cultivos de Prorocentrum belizeanum. Acta IX Reunión
Ibérica sobre Fitoplancton Tóxico y Biotoxinas. Gilabert, J. (Ed). Cartagena
7 -10 Mayo 2007.
57.
Pertola, S. (2006). Diffusive and ship-mediated spread of dinoflagellates in
the Baltic Sea with Prorocentrum minimum as a special case. Finnish
Institute of Marine Research, Finland. Contributions No. 11.
58.
Reynolds, C.S. (1983). Ecology of freshwater phytoplankton. Cambridge,
Cambridge University Press.
59.
Prósperi, C. 2000. Uso de algas como indicadores de contaminación
acuática. Rev. Agua, 128: 61 – 63.
60.
Sánchez, S., Delgado, E., Villanueva, P., Chang, F.,Bernales, A & Jacobo,
N. (2007). Informe Anual. Área Fitoplancton y Producción Primaria.
Instituto del Mar del Perú. 19-30.
84
61.
Sánchez, S. & Delgado, E. (2007). Mareas rojas en el área del Callao
(12°S) (1980-1985). Informe progresivo. Instituto del Mar del Perú. 6-8.
62.
Sar, E., Ferrario, M. & Reguera, B. (2002). Floraciones Algales Nocivas en
el Cono Sur Americano. Inst. Esp. Oceanográfico Vigo (Spain), 311 pp.
(ISBN 84-95877-01-5). A HAB Manual written by South American experts
and freely distributed through the IOC Centers in Copenhagen and Vigo .
63.
Scholin, C. A. & Anderson, D. M. (1994). Identification of group and strain
specific
genetic
markers
for
globally
distributed
Alexandrium
(Dinophyceae) I. RFLP analysis of SSU rRNA genes. J. Phycol.30, 744754.
64.
Sonsoles, G., Aguilera, A., Fenoy,C., Aldujar, S., Lopez, V. & Costas, E.
(1998). Ciclo
de división celular y determinación de los puntos de
restricción en dinoflagelados marinos. Biol Mar y Ocea.33,2, 265-275.
65.
Garduño-Solórzano G., Rodríguez-Palacio M.C., Martínez-García M. et al.
(2011). Rev Latin. Biotec Amb Algal 2(2):67-80.
66.
Schiller, J. (1933). Dinoflagellata. In: Rabenhorsts Krypt. Flora, 10: 1-617.
67.
Schütt, F. (1895). Die Peridineen der Plankton Expedition.
Ergeb.
Plankton Expedition der Humboldt-Stiftung, 4: 1-170.
68.
Tachibana K., Scheuer P.J., Tsukitani Y., Kikuchi H., Egen D.V., Clardy J.,
Gopichand & Schmitz F.J. (1981). Okadaic acid, a cytotoxic polyether from
two marine sponges of the genus Halichondria. J. Am. Chem. Soc.;103:
2469–2471.
69.
Tamura, K., Peterson, D., Peterson, N., Stecher, G. & Nei, M; Kumar, S.
(2011). MEGA5: Molecular Evolutionary Genetics Analysis using Maximum
85
Likelihood, Evolutionary Distance, and Maximum Parsimony Methods. Mol.
Biol and Evol. 28, 2731-2739.
70.
Terlizzi, D. E., Ferrier, M. D., Armbrester, E. A. & Anlauf, K. A. (2002).
Inhibition of dinoflagellate growth by extracts of barley straw (Hordeum
vulgare). J. Appl. Phycol., 14:275-280.
71.
Thompson, J. D., Higgins, D. G., Gibson, T. J. (1994). CLUSTAL W:
improving the sensitivity of progressive multiple sequence alignment
through sequence weighting, position-specific gap penalties and weight
matrix choice. Nucleic Acids Res, 11, 4673-80.
72.
Voltolina, D., Nieves, M., Navarro, G., Oliva, T. y Peraza, D. (1998). The
importance of acclimation for the evaluation of alternative media for
microalgae growth. Aquacul Eng 19 (1): 7-15.
73.
Yasumoto, T. & M. Murata, (1993). Marine Toxins. Chem. Rev. 93: 18971909.
74.
Yasumoto, T., Murata, M., Oshima, Y., Sano, M., Matsumoto, G. &
Clardy, J. (1985). Diarrhetic Shellfish Toxins. Tetrahedron, 41, 1019-1025.
75.
Zhang Cheng, H., Battacharya, D & Lin, S. (2005). Phylogeny of
Dinoflagellates based on mithocondrial cytocrome b and nuclear small
subunit rDNA sequence comparisons. J. Phycol, 41,411-420.
86
10. ANEXOS
ANEXO 1. MEDIO F2 MODIFICADO (GUILLARD, 1973) PARA CULTIVO DE
MICROALGAS MARINAS
Compuesto
gramos por Litro
Reactivo 1 (R1) Nitrato y Fosfato
KNO375.00 g
NaH2PO4.2H2O
5.65g
Reactivo 2(R2) Traza de Metales (Quelantes)
EDTANa2
4.360g
FeCl3.6H2O
3.150g
CuSO4.5H2O
0.010g
ZnSo4.7H2O
0.022g
CoCl2.6H2O
0.180g
Na2MoO4.2H2O
0.006g
Reactivo 3 (R3) Mezcla de Vitaminas
Cyanocobalamina
0.002g
Tiamina HCl
0.100g
Biotina
0.100g
87
ANEXO2: PROTOCOLO EXTRACCIÓN DE ADN MICROALGAL Doyle &
Doyle. (1980)
1.
Se concentró la mayor cantidad de pelet de microalga P. minimum a la
mitad del microtubo de 1,5 µL.
2.
Se le agregó nitrógeno líquido al microtubo de la muestra de microalga.
3.
Se trabajó con 700 µL de CTAB +β-mercaptoetanol buffer y se
homogenizó
4.
Se adicionó 4 µL de RNAsa (10 mg/mL) por tubo de extracción.
5.
Los tubos se colocó a 65 °C por 45 minutos en baño maría, mezclando
de 2-3 veces durante la incubación.
6.
Se adicionó un volumen de 700 µL de cloroformo alcohol -isoamilico
(24:1), invertir suavemente durante 10 minutos (o toda la noche).
7.
Se centrifugó por 10 minutos a 14 000 rpm en la microcentrífuga.
8.
Se transfirió
el sobrenadante a otro microtubo, evitando recoger la
interfase.
9.
Se adicionó un volumen de 700 µL de cloroformo isoamil alcohol (24:1)
nuevamente y se invirtió varias veces los tubos durante 5 minutos para
asegurar la muestra.
10.
Los tubos microtubos se centrifugó por 5 minutos a 14 000rpm.
11.
Se recuperó el sobrenadante (no la interfase), del CTAB 10x se le
adicionó 50 µL más 700 µL cloroformo alcohol isoamilico helado.
12.
Se dejó reposar a -20 °C por una hora para permitir precipitar el ADN.
13.
Se centrifugó a 14 000 rpm por 5 minutos.
88
14.
Se vertió el Isopropanol. Note la formación de bolita.
15.
Se lavó con 500 µL isopropanol frio, el pelet se invirtió de un lado otro
varias veces.
16.
Se centrifugó a 14 000 rpm por 20 minutos.
17.
Se vertió el isopropanol bajo una campana de extracción y sobre un papel
toalla se colocó el microtubo con la boca invertido para eliminar la mayor
cantidad de líquido posible.
18.
Se colocó los tubos abiertos bajo la campana de extracción durante
3horas.
19.
Se volvió a resuspender los tubos con 150 µL de Tris EDTA buffer (TE),
pipeteando para disolver el ADN, evitando que no rebasen el microtubo.
Se volvió a colocar los tubos a 65°C a baño maría, durante 10 minutos para
disolver completamente el ADN.
89
ANEXO 3: PROTOCOLO PARA IDENTIFICACIÓN DE TOXINAS DSP O ASP
(Adaptación para Microalgas) Yasumoto et al. (1984).
En el caso de observar síntomas de PSP o ASP en los ratones, se seguirá el
siguiente procedimiento que se describe a continuación.
Extracción:
1.
Muestreo de fitoplancton identificación de especies sospechosas
2.
Aislamiento de microalgas sospechosas
3.
Establecimiento de cultivo monoalgal
4.
Producción masiva de cultivo monoalgal
5.
Filtra la biomasa (membrana filtrante)
6.
Añadir 50 mL de acetona y homogenizar durante 2 -3 min. Dejar
sedimentar la fase sólida.
7.
Filtrar el sobrenadante a través de papel filtro, recogiéndolo en un matraz
colector adaptable al rotavapor.
8.
Repetir los mismos pasos de extracción dos veces más, utilizando 50 mL
de acetona en cada ocasión.
9.
Recoger los dos nuevos filtrados en el mismo matraz colector. Evaporar
el extracto acetónico final en rotavapor con el baño de agua aprox. 40 º C
(nunca > 45º C). No es necesario evaporar totalmente el agua residual.
10.
Añadir al extracto residual un pequeño volumen de agua de manera que
el volumen final del extracto sea aprox. 15 mL. Trasvasar el extracto a un
embudo de decantación.
11.
Arrastrar los restos del residuo que pudieran permanecer en el matraz
colector con 50 mL de éter dietílico y combinar este extracto etéreo con el
extracto acuoso en el embudo de decantación.
12.
Agitar suavemente invirtiendo varias veces el embudo (evitar agitación
vigorosa para prevenir la formación de emulsiones).
13.
Dejar en reposo para permitir la separación de las dos fases.
90
14.
Separar la fracción acuosa y reservar la fracción etérea. Extraer la fracción
acuosa dos veces más con 50 mL de éter dietílico.
15.
Combinar las fracciones etéreas y realizar dos lavados adicionales del
extracto etéreo con 15 mL de agua.
16.
Evaporar el extracto etéreo a sequedad.
17.
Combinar las fracciones acuosas y evaporar el extracto hidrosoluble a
sequedad.
18.
Redisolver los residuos con una solución acuosa de Tween 60 al 1 %,
previamente atemperada a aprox. 40 º C.
91
ANEXO 4: Bioensayo en ratón:
1.
Inocular por vía intraperitoneal 1 mL de la solución a tres ratones de 1921 g de peso y observar por 24 horas. (Inocular tanto el extracto
hidrosoluble como el extracto liposoluble).
Interpretación de resultados:
2.
El bioensayo se considera positivo a la presencia de OA, DTXs, PTXs, y
YTXs cuando se produce la muerte de al menos 2 de los 3 ratones dentro
de las 24 horas.
92
ANEXO 5: Secuencias obtenidas durante el presente estudio:
a) 2811
AGCTCAGCATGGAAATTGGGCCTTGAATTGTAGTCTGAGATGTATCGCCAA
CGGAGGCGCAGATGTAAGCCTCTTGGAAAGGAGCATCAACGAGGGAGAGT
CCCGTTTGTCATCTGCAGTCCCCCGTGCAGGCATATTCTAAGAGTCGCGTT
CCTCGGAATTGGAGCGTAAATTGGGTGGTAAATTTCATCTCAAGCTAAATAT
TGGTTCGAGACCGATAGCAAACCATGAGGGAAAGATGAAAAGGACTTTGAA
AAGAGAGTTAGTGCCTGATGCTGAAAGGGAAGCGAATGGAACCAGTGTGC
TTGGCAGTGCATGTTGCCTTGTGTGTCAAGCCAGTTCGCGATCGAGGAAAA
CTCCAGGGGCTCGTCTACGGGTGAGTGAATAGCCTTGGCAGAACTCATTT
GCGGACTGTCTTTCGTGTCTGGTT GCGTCCTTGG CCTGGAACTTGG
b) Pm5
AGCTCAGCATGGAAATTGGGCCTTGAATTGTAGTCTGAGATGTATCGCCAA
CGGAGGCGCAGATGTAAGCCTCTTGGAAAGGAGCATCAACGAGGGAGAGT
CCCGTTTGTCATCTGCAGTCCCCCGTGCAGGCATATTCTAAGAGTCGCGTT
CCTCGGAATTGGAGCGTAAATTGGGTGGTAAATTTCATCTCAAGCTAAATAT
TGGTTCGAGACCGATAGCAAACCATGAGGGAAAGATGAAAAGGACTTTGAA
AAGAGAGTTAGTGCCTGATGCTGAAAGGGAAGCGAATGGAACCAGTGTGC
TTGGCAGTGCATGTTGCCTTGTGTGTCAAGCCAGTTCGCGATCGAGGAAAA
CTCCAGGGGCTCGTCTACGGGTGAGTGAATAGCCTTGGCAGAACTCATTT
GCGGACTGTCTTTCGTGTCTGGTTGCGTCCTTGG CCTGGAACTT GG
93
c) Pgr
AGCTCAGCATGGAAATTGGGCCTTGAATTGTAGTCTGAGATGTATTGCCAC
GGAGGCGCAGATGTAAGCCTCTTGGAAAAGAGCATCAACGAGGGAGAGTC
CCGTTTGTCATCTGCAGACCCCCGTGCAGGCGTATTCCAAGAGTCGCGTC
CTCGGAATTGGAGCGTAAATTGGGTGGTAAATTTCATCTGAAGCTAAATATT
GGTTCGAGACCGATAGCAAACCATGAGGGAAAGGTGAAAAGGACTTTGAA
AGAGAGTTAGTGCCTGATGCTGAAAGGGAAGCGAATGGAACCAGTGCGCT
TGGTGATGGCTTTTGCCTTGTGTGTCATGCCAGTTTGCGTTCGAGGAAAAC
TCCAGGGGCCTGGCCCCGGCTGGGTGAATGTGTCTGGTAGAACTCATTCG
CGTACTGTTTTCTGTGTCTGGTTGCCTGTGCCATTTGGGGGGAGA
Se seleccionó una parte de la secuencia obtenida y se buscó otras secuencias
similares de Prorocentrum minimum y Prorocentrum gracile en el GEN BANK,
se realizó un fichero el cual se abrió con el programa BIOEDIT.
94
ANEXO 6: Alineamiento de las secuencias, en el menú « EDIT », selección
de todas las secuencias en el Programa BioEdit.
95
Signal G:281 A:385 T:312 C:291
KB_3130_POP7_BDTv3.mob
?? no 'MTXF' field
Points 1972 to 16626
Page 1 of 2
8/31/2011
Spacing: 14.3278379440308
96
C G A TG C T A T C T C C A T C C C CA C C C A G A G C C T C A C C A A C T G T T G T T C A C A A T G A T T C G AA T G G AT G C G T G C G A A T G AT C C T T C C G C AG G T T CA C C T A C G G A A A C C T T G T TAC GACTTC YY CCC TT C C T MA A TCA M T A G T GC GG C YG C C A TG G C C G C RG G AT T GC T T AC T T AWW
510
520
530
540
550
560
570
580
590
600
610
620
630
640
650
660
670
T T CG A G C C G AG AC A T C C G T C G C TG A A AG T T G T A AG T A G AT G T G AG A GT G G AG AC C A C T C A G G AG A G A AT T C A A A A AC A C AG A AG A T C A G G A AG AC A C C C G A C AG C A AGG A CA G G C AC AG A AG AC G G T C T G AG C C T G G C T T G C T G C C C T TG A G T C T C T G C A TG G GG G C A T
340
350
360
370
380
390
400
410
420
430
440
450
460
470
480
490
500
CA C A C AA G C G T T C T G G AC AG G C C AG A AG C T G G A AT G AT A C A G A AT AG A C AC TG AA G C AG G C AT G C T T T CA G GG AT AT C C CG A A A G C G C AG T A TA C G T T C A AG T C C C TA T T G G T T C A CG G A AT T C T GC A A T T CAC A A T G C T T A T C A C A C T T CG C TG CG C C C T T C A T C G T TG
170
180
190
200
210
220
230
240
250
260
270
280
290
300
310
320
330
C KG GR A A G T C T C TT C TGCAC T C G K K G G AG T G C G C YG G G G CM S C S RG YT KG Y Y YA T G Y YM AW C YW T A KG Y A AC C S A T WG Y S M R G A K W WC Y Y TY C T A RT TG C T T GC G T GG G AAG AC C C TG T G CA C T G A AT G C K C CA G AG G C C G CWG G G CG C C C TG G C ACAC AG A A A
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
110
120
130
140
150
160
BioEdit v ersion 7.0.9.0 (6/27/07)
BIO
TRACE
Model 3100
File: 2956_ITSreverse[1].ab1
KB.bcp
Ü•
6278250-02 6286202-01 6278003-02
2956_PERKITS
6258005-00
Lane 3
ANEXO 7: Cromatogramas obtenidos del proceso de secuenciamiento