“Determinación de la contaminación por plaguicidas en agua, suelo

PROYECTO UCA FIAES
“Determinación de la contaminación por plaguicidas en
agua, suelo, sedimentos y camarones en los Cantones
Salinas del Potrero y Sisiguayo de la Bahía de
Jiquilisco”
INFORME FINAL
ABRIL 2007- DICIEMBRE 2008
1
Índice
Presentación ........................................................................................................... 5
1.
Definición del problema.................................................................................. 10
2.
Delimitación del Problema.............................................................................. 15
3.
4.
2.1
Delimitación Geográfica .......................................................................... 15
2.2
Delimitación de contaminantes a analizar............................................... 16
Objetivos de la Investigación.......................................................................... 23
3.1
Objetivo General ..................................................................................... 23
3.2
Objetivos Específicos.............................................................................. 23
Metodología ................................................................................................... 24
4.1
Revisión Bibliográfica.............................................................................. 24
4.2
Trabajo de Campo .................................................................................. 24
4.3
Trabajo Experimental .............................................................................. 27
4.3.1 Montaje de Laboratorio ......................................................................... 27
4.3.2 Análisis.................................................................................................. 28
4.3.3 Control de calidad ................................................................................. 30
5.
Resultados ..................................................................................................... 31
5.1
Plan de muestreo .................................................................................... 31
5.2
Medición de parámetros en puntos de muestreo .................................... 34
5.3
Trabajo Experimental .............................................................................. 39
5.3.1 Tiempos de retención............................................................................ 39
5.3.2 Curvas de Calibración ........................................................................... 40
5.3.3 Marchas analíticas ................................................................................ 43
5.4
Resultado de análisis de pesticidas ........................................................ 54
5.5
Análisis de Resultados............................................................................ 67
6.
Conclusiones.................................................................................................. 72
7.
Recomendaciones ......................................................................................... 74
Bibliografía ............................................................................................................ 76
2
Índice de tablas
Tabla 1 Resultados de las encuestas sobre pesticidas utilizados por la comunidad ......... 17
Tabla 2 Plaguicidas utilizados en el cultivo de caña de azúcar (consulta a experto)......... 18
Tabla 3. Pesticidas organofosforados utilizados en el cultivo de caña de azúcar y en las
comunidades para sus labores agrícolas ............................................................................ 19
Tabla 4. Pesticidas organoclorados utilizados históricamente............................................ 22
Tabla 5. Pesticidas seleccionados para el estudio.............................................................. 22
Tabla 6 Manejo y Preservación de muestras compuestos orgánicos semi-volátiles.......... 26
Tabla 7. Plan de muestro ..................................................................................................... 32
Tabla 8 Parámetros medidos en puntos de muestreo de agua en época seca ................. 34
Tabla 9 Parámetros medidos en puntos de muestreo de agua en época lluviosa ............. 36
Tabla 10 Parámetros medidos en puntos de muestreo de sedimentos en época seca..... 37
Tabla 11 Parámetros medidos en puntos de muestreo de sedimentos en época lluviosa 38
Tabla 12. Tiempo promedio de pesticidas organoclorados................................................. 39
Tabla 13. Tiempos de retención promedio de pesticidas fosforados.................................. 40
Tabla 14. Resultados de curvas de calibración estandar interno para pesticidas
organoclorados y organofosforados .................................................................................... 41
Tabla 15. Resultados de curvas de calibración estándar externo para pesticidas
organoclorados y organofosforados .................................................................................... 42
Tabla 16 Resultados relevantes de la validación ................................................................ 43
Tabla 17 Porcentajes de recuperación de extracción de sedimentos con diferentes
lavados.................................................................................................................................. 45
Tabla 18. Porcentajes de recuperación para análisis de organoclorados en camarones .. 53
Tabla 19. Resultados de análisis de pesticidas organoclorados y organofosforados en
muestreo I y II de aguas, concentración en ppb.................................................................. 55
Tabla 20 Resultados de análisis de pesticidas organoclorados y organofosforados en
muestreo I y II de sedimentos, concentración en ppb ......................................................... 59
Tabla 21 Resultados de análisis de pesticidas organoclorados y organofosforados en
muestreo de sedimentos y suelo dentro de los estanques de cultivo de camarón (Penaeus
sp), concentración en ppb .................................................................................................... 61
Tabla 22 Resultados de análisis de pesticidas organoclorados y organofosforados en de
camarones, concentración en ppb ....................................................................................... 63
3
Índice de figuras
Figura 1. Ocho Zonas dedicadas al Cultivo de camarón en la Bahía de Jiquilisco 12
Figura 2. Sitios seleccionados para realizar la investigación ................................ 15
Figura 3. Estanques seleccionados para llevar a cabo la investigación................ 16
Figura 4. Ubicación de Cultivos de Algodón y Caña de Azúcar en el período 20052006 en el departamento de Usulután (Fuente MAG)........................................... 18
Figura 5. Mapa de áreas epidemiológicas de Malaria y cultivo de algodón en los
años 70 (mapa elaborado en el Laboratorio de SIG de la UCA con información de
Rodríguez, M., 2001)............................................................................................. 20
Figura 6. Mapa de puntos de muestreo................................................................. 31
Figura 7. Cromatograma de extracción con 3 lavados .......................................... 45
Figura 8 Columnas de limpieza rellenas con gel SEPHADEX .............................. 48
Figura 9 Cromatograma muestreo II, punto 12...................................................... 49
Figura 10 Cromatograma muestro III, punto 10..................................................... 49
Figura 11 Muestra de sedimento sometida a limpieza con Florisil ........................ 50
Figura 12. Cromatograma de análisis de camarones luego de pasar por la columna
de limpieza ............................................................................................................ 52
Figura 13. Extracción de camarón (Peaneus sp) sin caparazón y utilizando
solvente Acetona:Hexano 1:1................................................................................ 52
Figura 14. Camarones silvestres muestreados en un brazo de la Bahía de
Jiquilisco................................................................................................................ 53
Figura 15 Resultados relevantes muestreo de Agua época lluviosa ..................... 64
Figura 16 Resultados relevantes muestreo sedimentos época seca .................... 65
Figura 17 Resultados relevantes muestreo sedimentos época lluviosa ................ 66
Figura 18 Estaciones de muestreo, Bahía de Jiquilisco (Pachecho, 1995)........... 68
Figura 19 Evolución de concentración de pesticidas en punto de muestreo 5...... 68
Figura 20 Evolución de concentración de pesticidas en punto de muestreo 5...... 69
4
Presentación
En este documento se presentan los resultados del proyecto UCA-FIAES
“Determinación de la contaminación por plaguicidas en agua, suelo, sedimentos y
camarones en los Cantones Salinas del Potrero y Sisiguayo de la Bahía de
Jiquilisco” ejecutado entre abril de 2007 y Diciembre de 2008.
El objetivo principal del proyecto fue la determinación de los niveles actuales de
contaminación por pesticidas en una zona de cultivo de camarón (Penaeus
vannamei) en la Bahía de Jiquilisco. La motivación a desarrollar este trabajo
estaba dirigida a investigar sobre posibles causas que afectan a las especies de la
bahía de Jiquilisco, particularmente a las de interés comercial como el camarón
(Penaeus sp). Además generar información actualizada que pudiese ser utilizada
en futuras investigaciones y que sirva de base sólida para toma de decisiones en
la regulación del uso de pesticidas a lo largo de la cuenca de los ríos, para reducir
su efecto en el ecosistema estuarino.
El proyecto contempló como primera actividad fundamental el montaje y
adecuación de un laboratorio, en la Universidad Centroamericana “José Simeón
Cañas”, para el análisis de pesticidas organoclorados y organofosforados en
diferentes matrices. En el país existen pocos laboratorios con la capacidad para
analizar este tipo de sustancias por lo que el laboratorio, además de ser la
herramienta fundamental para la ejecución de los objetivos del proyecto, es
importante también para aumentar la capacidad investigativa de la universidad, lo
cual traerá beneficios al país.
En abril 2007 inició el proceso para el montaje del laboratorio que recibió el
nombre de Laboratorio de Calidad Ambiental, con una capacitación sobre la
técnica cromatográfica impartida por un experto en el área y con la cotización y
compra del mobiliario, equipos y reactivos necesarios para la implementación de
5
los análisis. El laboratorio terminó su montaje en noviembre del 2007 quedando
totalmente equipado para la extracción, concentración y detección de muestras.
Por otra parte, para seleccionar los contaminantes a ser analizados se realizó un
estudio de los pesticidas utilizados en la zona, tanto actualmente como
históricamente, para lo que se diseñó una encuesta (Anexo 1), se levantó la
información en campo y luego se realizó la tabulación y análisis de los datos.
Dicho estudio identificó las familias de agroquímicos y las cantidades que las
personas de las comunidades de San Hilario y Sisiguayo utilizan en sus
actividades agrícolas, el detalle de los resultados de dicho estudio se presenta en
la sección 2.2. Para esta selección también se tomó en cuenta que en la parte
norte de la Bahía existen extensas plantaciones, principalmente de caña de
azúcar, donde también se utilizan grandes cantidades de estas sustancias y
además que en la Bahía de Jiquilisco históricamente se utilizaron muchos
pesticidas organoclorados en el cultivo de algodón y el combate de la Malaria. En
base a lo anterior los pesticidas seleccionados para ser analizados fueron los
siguientes:
•
Lindano, Isómero gamma del Hexaclorociclohexano (γ-HCH)
•
4,4´DDT, Diclorodifeniltricloroetano
•
4,4´DDE, Diclorodifenildicloroetileno
•
4,4´DDD, Diclorodifenildicloroetano
•
Endrin, 1,2,3,4,10,10-hexacloro-6,7-epoxi-1,4,4A,5,6,7,8,8A-octahidro1, 4, 5,8-dimetanonaftaleno
•
Heptacloro, 1,4,5,6,7,8,8-Heptacloro-3a,4,7,7a-tetrahidro-4,7metanoindeno
•
Paratión, p-Nitrofeniltiofosfato de o, o-dietilo
•
Metil Paratión, o,o-dimetil o-4-nitrofenil fosforotioato
•
Etroprofos, o-etil S,S-dipropil fosforoditioato
Posteriormente se diseñó un plan de muestreo, en donde se detalló el número de
muestras a tomar de cada matriz y los puntos en que dichas muestras serían
recolectadas. Los mapas de muestreo se elaboraron con el apoyo del Laboratorio
6
de Sistema de Información Geográfica de la UCA y posteriormente fueron
validados con los miembros de la comunidad. El detalle de dicho plan de muestreo
se incluye en la sección 5.1. Una vez seleccionados los puntos de muestreo se
redactaron protocolos basándose en una revisión bibliográfica, definiéndose los
tipos de recipientes a utilizar, el tipo de muestra a obtener, el equipo, el
procedimiento a seguir y las formas de preservación de las muestras antes de su
ingreso al laboratorio. Los protocolos se muestran en el Anexo 2 de este informe.
Los resultados del estudio de uso de pesticidas en la zona y el plan de muestreo
fueron presentados y discutidos en una reunión con personal del FIAES, personal
técnico del Ministerio de Medio Ambiente y Recursos Naturales (MARN) y con
representantes de algunos actores locales como: Asociación MANGLE y
Movimiento
Salvadoreño
de
Mujeres
(MSM).
Los
participantes
hicieron
observaciones que fueron tomadas en cuenta para la ejecución del muestreo.
Una vez montado el laboratorio se inició con la optimización de los métodos de
análisis. Para ello en primer lugar, se realizaron ensayos para determinar los
tiempos de retención de los plaguicidas organoclorados y organofosforados con el
fin de evaluar si los pesticidas eran detectados por el equipo y además evaluar si
cada uno se identifica en un tiempo diferente, para esto se prepararon soluciones
con patrones de cada pesticida y se inyectaron al cromatógrafo 5 veces, se
verificó que todos los pesticidas daban señal y que cada uno se identificaba en un
tiempo diferente. Una vez verificado lo anterior se realizaron curvas de calibración
para cada pesticida, para lo cual se prepararon mezclas de todos los pesticidas, a
5 niveles de concentración utilizando estándares certificados, las cuales se
inyectaron al cromatógrafo para evaluar la intensidad de la respuesta. Para cada
curva se hizo la evaluación de la linealidad, todas ellas presentaron coeficiente de
correlación Pearson (r2) mayor de 0.98, el resultado de las curvas de calibración
se muestra en Anexo 10.
7
Posteriormente se llevó a cabo la validación del método de determinación de
pesticidas organoclorados y organofosforados en aguas para evaluar si las
condiciones del análisis eran adecuadas, se determinaron los niveles de
recuperación y los límites de detección y cuantificación para cada pesticida. Para
lograr lo anterior se prepararon muestras y blancos fortificados con las mezclas de
pesticidas a analizar, los cuales se sometieron a todo el proceso de análisis. La
recuperación para los pesticidas organoclorados se mantiene en el intervalo 6085%. Para los pesticidas organofosforados los resultados fueron los siguientes:
para los pesticidas phoxim, metamidofos y terbufos, no se obtuvo respuesta de
área, posiblemente porque el límite de detección del equipo es muy alto. En
cuanto al etroprofos, metil paratión y paratión sí se obtuvieron respuestas y los
porcentajes de recuperación se encuentran dentro del intervalo 70%-125%.
Adicionalmente se definieron los límites de detección (LD) y de cuantificación
(LCM) para los organoclorados y organofosforados. El detalle de todos los
cálculos y resultados de la validación se muestran en el Anexo 10.
El primer muestreo inició en diciembre de 2007 y finalizó en marzo 2008 cubriendo
el muestreo en época seca. Se tomaron muestras de agua, sedimentos y se
realizaron las extracciones y la detección de todas ellas. Los resultados de aguas
se cuantificaron y se presentan en la sección 5.4. Sin embargo en los
cromatogramas correspondientes al análisis de sedimentos se observaron
interferencias que impedían la cuantificación. Debido a esto se modificó la marcha
de sedimentos para eliminar dichas interferencias, determinando que es necesario
hacer pasar los extractos por una columna de limpieza y realizar la cuantificación
por la técnica de estándar externo, todas las pruebas realizadas para eliminar
dichas interferencias se presentan en la sección 5.3.3, los resultados de los
análisis de sedimentos se muestran en la sección 5.4.
El segundo muestreo se realizó entre junio y agosto de 2008, recolectándose
muestras de agua, sedimento y suelo para luego extraerlas y concentrarlas. Los
resultados se presentan en la sección 5.4.
8
Finalmente las muestras de camarón (Penaeus sp.) se recolectaron en el mes de
octubre de 2008 cuando estos habían alcanzado la talla comercial en los
estanques seleccionados, los resultados del análisis de esta matriz se muestra en
la sección 5.4.
9
1. Definición del problema
El estuario de la Bahía de Jiquilisco es el primero en importancia en El Salvador
dada su extensión, su intensa actividad pesquera y por ser un área de desarrollo
de estadios larvarios y juveniles de numerosas especies. Por otra parte, es el área
con mayor extensión de bosque salado, entre 14,267 ha. y 22,912 ha. cuya
especie dominante es el mangle rojo. El complejo incluye las áreas protegidas de
bosque aluvial costero: Normandía, Chaguantique y el Tercio, así como la punta
San Juan del Gozo (MARN 2003).
En la Bahía de Jiquilisco drenan tres cuencas hidrográficas: la del río Lempa, la
comprendida entre el río Lempa y el Grande de San Miguel y la del río Grande de
San Miguel. Los ríos de dichas cuencas contienen contaminación por vertidos de
aguas negras domésticas y por vertidos de las diferentes actividades industriales y
agrícolas.
En la zona nor-occidental de la bahía existe una actividad agrícola enfocada en el
cultivo de maíz, arroz, frijoles, maicillo, ajonjolí, musáceas, algodón y caña de
azúcar. Actualmente, esta última actividad agrícola es la que en mayor medida
utiliza fertilizantes y pesticidas que eventualmente se trasladan a las aguas
costeras a través de los ríos.
Por otra parte, según López, citado por Pacheco (1995), en la década de los 70 en
el departamento de Usulután se sembraron cerca de 30,000 hectáreas de
algodón, algunas de estas plantaciones se ubicaron en la parte nor occidental de
la Bahía de Jiquilisco, aunque para el año de 1992 las hectáreas cultivadas de
algodón se habían reducido a 1400.
El cultivo del algodón se ha caracterizado por el uso intensivo de agroquímicos
para el control de plagas. Muchos de estos plaguicidas son compuestos
organoclorados altamente tóxicos y de lento proceso de descomposición en el
10
medio natural, tales como Aldrín, Endrín, Dieldrín, DDT y otros similares. Estudios
realizados por López (1975-1976) detectaron la presencia de residuos de
plaguicidas organoclorados y organofosforados en 5 sitios de la Bahía de
Jiquilisco, así como residuos en peces, moluscos, crustáceos y equinodermos.
Rubio et al. (1984) reporta además la presencia de Metil Paratión, Etil Paratión y
Lindano en Jiquilisco. Por su parte, Pacheco (1995) realizó análisis en 5 sitios de
muestreo de la Bahía de Jiquilisco en agua, sedimento y especies pesqueras e
hizo una comparación con los datos de López (1976), encontrando una reducción
en aguas estearinas en las concentraciones de DDT, Metil paratión y Endrín y un
aumento en las concentraciones de Dieldrín; en el caso de los sedimentos se
observó un aumento de Dieldrín y Endrin entre 1976 y 1995 en algunas de las
estaciones de monitoreo en la época lluviosa y una reducción en la época seca, se
observaron disminuciones en esta matriz de DDT y Metil Paratión en todas las
estaciones de monitoreo tanto en época seca como en época lluviosa. Se observó
además que las concentraciones más altas en sedimento se encontraron en las
estaciones más alejadas de la bocana. Se observó un incremento en la
concentración de Dieldrín y Endrín en camarón (Penaeus sp) y curiles aunque una
reducción de DDT en los mismos. Los valores encontrados de pesticida no
sobrepasaron los niveles reportados en dicho estudio como permisibles para la
vida acuática.
Adicionalmente, el documento “Línea Base de las Condiciones Biofísicas y
Socioeconómicas del área de Conservación Jiquilisco-Jaltepeque” manifiesta que
el ecosistema estuarino de la Bahía de Jiquilisco presenta una considerable
contaminación antropogénica debido a cultivos agrícolas en tierras aledañas al
estero y que los residuos detectados sobrepasan los límites establecidos para
solubilidad en aguas y toxicidad, por lo tanto constituyen un peligro potencial para
la fauna y la flora marina. Además se sugiere que esto podría ser una de las
causas de la extinción y degeneración de especies marinas, como la disminución
de tamaño de conchas (Anadara sp.) y la falta de engrosamiento de la cutícula del
camarón (Penaeus sp.).
11
Por otra parte, el cultivo del camarón marino (Penaeus vannamei y P. stylirostris)
en El Salvador, se concentra principalmente en la zona del margen oriental del
bajo Lempa y de la Bahía de Jiquilisco, estimándose que en 1995 se dedicaban
entre 580 y 780 has. permanente o temporalmente al cultivo. La mayoría de esa
extensión (≈ 97%) corresponde a salineras reconvertidas al cultivo del camarón
(Penaeus sp), incluidas en el programa CEE-GOES ALA 92/18 dirigido a la
reintegración de ex-combatientes de la guerra civil (Hernández et al, 2005).
En la Figura 1 se muestran las ocho zonas o sectores dedicados al cultivo de
camarón marino en esta región. En la jurisdicción de Jiquilisco se ubican cuatro
zonas: La Canoa-Las Mesitas; Salinas de Sisiguayo, El Zompopero y El PotreroCuche de Monte, mientras que en la jurisdicción de Puerto El Triunfo: El Jobal en
la Isla El Espíritu Santo y Salinas El Mapachín (Hacienda. La Carrera) y en la
jurisdicción de San Dionisio: Puerto Parada y
Puerto El Flor. Finalmente se
incluyen los núcleos de La Ringlera e Isla Arco del Espino, en la jurisdicción de
Jucuarán. En esas ocho zonas existen 33 núcleos productores de camarón
(Penaeus sp), de los que 28 pertenecen a asociaciones cooperativas y cinco son
de propietarios individuales (Hernández et al, 2005).
Figura 1. Ocho Zonas dedicadas al Cultivo de camarón en la Bahía de Jiquilisco
(Adaptado de Hernández et al, 2005)
12
La Asociación de Desarrollo Campesino, ASDEC, que agrupa a cooperativas del
área, declara problemas en el crecimiento de especies de camarón (Penaeus sp)
en sus lagunas de crianza. Una de las áreas donde se ha observado este
problema es el cantón Salinas el Potrero, donde está ubicado el núcleo
camaronero El Zompopero y donde habitan aproximadamente 500 familias que
subsisten del cultivo del camarón. Los suelos aledaños a dichos estanques, que
actualmente son utilizados para cultivos de granos básicos, fueron utilizados
anteriormente para el cultivo intensivo de algodón, por lo que podrían estar aún
contaminados
con
residuos
de
plaguicidas,
y
probablemente
continúan
contribuyendo a la contaminación de la Bahía. De igual forma, la Asociación
Movimiento Salvadoreño de Mujeres, MSM, manifiesta la misma problemática de
crecimiento en un estanque de cultivo de camarón manejado sólo por mujeres
(“Estanque de las mujeres”) ubicado en la Cooperativa 31 de Diciembre del cantón
Salinas de Sisiguayo, donde esta asociación brinda apoyo.
Los niveles actuales de contaminación en los suelos, el agua y los sedimentos de
la Bahía de Jiquilisco se desconocen, los últimos datos reportados datan de 1995,
haciendo notar que el monitoreo de los niveles de contaminación en la Bahía es
importante porque en ella desembocan muchos ríos que a su paso arrastran
pesticidas que pueden afectar el medio natural de las especies y el desarrollo del
cultivo en los estanques camaroneros. Por otro lado, también se desconoce si
estos contaminantes siguen bioacumulándose en especies marinas, afectando el
desarrollo normal de éstas e ingresando de esta forma a la cadena alimenticia del
ser humano.
El presente trabajo pretende establecer los niveles actuales de contaminación de
10 plaguicidas en suelo, sedimento, agua y camarones de 3 estanques de crianza;
y en suelo y agua circundante a éstos, en la Bahía de Jiquilisco.
La motivación a desarrollar este trabajo está dirigida a investigar sobre posibles
causas que afectan a las especies de la bahía de Jiquilisco, en este caso el
13
camarón (Penaeus sp), no se pretende en ningún momento dar una respuesta
directa al problema del crecimiento de éste; sino, generar información actualizada
que pueda ser utilizada para investigaciones más concretas encaminadas a
resolver este tipo de problemas. Por otro lado, también se pretende generar
registros que contribuyan a las decisiones respecto a las acciones a seguir para
regular el uso de pesticidas a lo largo de la cuenca de los ríos, para reducir su
efecto en el ecosistema estuarino.
14
2. Delimitación del Problema
2.1 Delimitación Geográfica
Para la realización del estudio se ha seleccionado trabajar en las áreas
circundantes a dos estanques donde se han detectado problemas con las
especies y uno donde no se han manifestado dificultades en el crecimiento. La
Figura 2 muestra la ubicación de los núcleos camaroneros seleccionados y la
Figura 3 muestra los estanques seleccionados: Estanque Los Mancornados
(Cantón Salinas Sisiguayo), el estanque manejado por mujeres de la cooperativa
31 de Diciembre (Cantón Salinas Sisiguayo) y La Carranza (Cantón Salinas el
Potrero). Sin embargo en el momento de iniciar el muestreo el estanque La
Carranza no estaba en cultivo por lo que se tomó la decisión de monitorear el
estanque contiguo El Torno que presenta similares características de manejo y
eficiencia al seleccionado originalmente.
Figura 2. Sitios seleccionados para realizar la investigación
15
Figura 3. Estanques seleccionados para llevar a cabo la investigación
2.2 Delimitación de contaminantes a analizar
Con el fin de seleccionar los plaguicidas que se analizarán como posibles
contaminantes del suelo, agua, sedimentos y camarones de los cantones Salinas
El Potrero y Salinas de Sisiguayo se realizó una encuesta a personas de las
comunidades de San Hilario y Sisiguayo para conocer sus hábitos de uso y
manejo de plaguicidas. El cuestionario utilizado en la encuesta, incluidos en el
Anexo 1, constaba de 4 partes: una primera sobre datos generales del
encuestado, la segunda sobre información referente a las formas de seleccionar y,
comprar plaguicidas, así como sobre los tipos de plaguicidas utilizados en la zona,
la tercera orientada a comprender cuales son las prácticas en el uso y manejo de
los agroquímicos
y la última parte para definir a las personas que están
16
involucradas en el trabajo con plaguicidas. El resultado de la encuesta se muestra
en forma resumida en la Tabla 1.
Tabla 1 Resultados de las encuestas sobre pesticidas utilizados por la comunidad
Pesticidas
Utilizados
Nombre genérico
Componente
Gramoxone
Paraquat
Derivado bipiridilo
Folidol
metil-paratión
Organofosforado
Marshal
carbosulfan
Carbamato
Ranger
Glifosato
Aminoácidos fosforados
Paraquat
Paraquat
Derivado del bipiridilo
Hedonal
2,4 D
Derivado fenoxiacético
Batalla
Glifosato
Aminoácidos fosforados
Gesaprim
Atrazina
Triazina
Root Out
Amino ácidos fosforados
Semevin
Thiodicarb
Carbamato
Camarón
Methamidophos
Organofosforado
Glufosinato de
Basta
amonio
Volaton
Phoxim
Karate
Lannate
Organofosforado
Cihalotrina labmda
Methomyl
Carbamato
En cuanto a la extensión de las tierras cultivadas por los miembros de las
comunidades se pudo constatar que su extensión comparada con las parcelas
agroindustriales ubicadas al norte de la bahía, es relativamente pequeña como se
muestra en la Figura 4. Aunque por lo anterior, la cantidad de agroquímicos
utilizados por los miembros de la comunidad en comparación con las cantidades
utilizadas en dichas parcelas puede considerarse pequeña, por su cercanía a los
estanques de cultivo, se tomaron en cuenta tanto los agroquímicos utilizados por
17
la
comunidad
como
los
agroquímicos
utilizados
por
las
plantaciones
agroindustriales principalmente caña de azúcar que se muestran en la Tabla 2.
Figura 4. Ubicación de Cultivos de Algodón y Caña de Azúcar en el período 2005-2006 en el
departamento de Usulután (Fuente MAG)
Tabla 2 Plaguicidas utilizados en el cultivo de caña de azúcar (consulta a experto)
Nombre genérico
Componente
Terbutrina
Triazina
Diuron
Derivado de la Urea
Ametrina
Triazina
Glifosato
Derivado del ácido fosfónico
Glufosinato de Amonio
Derivado del ácido fosfónico
Terbufos
Organofosforado
Etroprofos
Organofosforado
Carbofurano
Carbamato
Para seleccionar entre los pesticidas utilizados, el primer filtro utilizado fue la
técnica de detección, únicamente los organofosforados tienen posibilidad de ser
detectados por cromatografía gaseosa por detector de captura de electrones por lo
18
tanto se seleccionaron los pesticidas mostrados en la Tabla 3, por ser detectables
a la técnica analítica disponible en le laboratorio.
Tabla 3. Pesticidas organofosforados utilizados en el cultivo de caña de azúcar y en las
comunidades para sus labores agrícolas
Pesticidas
Organofosforados
Nombre-genérico
Tipo de Componente
Parcelas en Comunidades
Folidol
Metil paratión
Ranger
Batalla
Organofosforado
Aminoácidos fosforados
Glifosato
Root Out
Aminoácidos fosforados
Aminoácidos fosforados
Tamaron
Methamidophos
Organofosforado
Volaron
Phoxim
Organofosforado
Plantaciones de caña de azúcar
Terbufos 10 GR
Terbufos
Organofosforado
Counter 10 G
Terbufos
Organofosforado
Mocap 10 GR
Etroprofos
Organofosforado
Roundup 35.6 SL
Glifosato
Aminoácido fosforado
Entre los mostrados en la Tabla 3, se seleccionaron para monitorear la presencia
de contaminación por plaguicidas, los siguientes:
-
Terbufos
-
Metil Paratión
-
Etroprofos
Sin embargo al desarrollar las marchas analíticas y evaluar las recuperaciones
para cada pesticida el límite de detección del Terbufos fue demasiado alto, por lo
que no se podrán reportar resultados dadas las bajas concentraciones que se
esperan encontrar en muestras ambientales. Debido a ello se reportará en su
lugar resultados de Paratión para el cual el límite de detección es bajo.
Además de las fuentes de contaminación actual, el área de la Bahía de Jiquilisco
ha sido contaminada con pesticidas persistentes utilizados en el pasado. Entre los
19
cultivos que históricamente han marcado el uso de plaguicidas clorados está el
cultivo del algodón. Este cultivo tiene una alta incidencia de plagas por lo que el
uso de plaguicidas fue incrementándose cada año siendo los años 1964/1965
cuando se logra la máxima área de siembra de algodón, (86,001 hectáreas), y se
adoptó el uso intensivo de maquinaría y agroquímicos. Entre los plaguicidas más
utilizados en las décadas de los 60 y 70 se encuentran compuestos
organoclorados tales como: BHC (Lindano), DDT (Diclorodifeniltricloroetano),
Toxafeno, Dieldrín, Aldrín, Endrín, Heptacloro y Endosulfan. Todos ellos son
compuestos muy persistentes es decir que su vida media en el medio ambiente
es muy alta.
Además del uso de compuestos clorado para el control de plagas, también hubo
uso de estos compuestos para el control de enfermedades como la Malaria. Antes
de 1950 esta enfermedad estaba considerada como la principal causa de
morbilidad en El Salvador, siendo en 1931 la tasa de morbilidad de 270 personas
por 10,000 habitantes, mientras que en 1981 dicha tasa ya se había reducido a 1.8
y actualmente la malaria ya no es causa de morbilidad.
Figura 5. Mapa de áreas epidemiológicas de Malaria y cultivo de algodón en los años 70
(mapa elaborado en el Laboratorio de SIG de la UCA con información de Rodríguez, M.,
2001)
20
La Gerencia de Atención Integral de la Salud Ambiental del Ministerio de Salud
Pública y Asistencia Social (MSPAS), en el documento “ Diagnóstico situacional de
DDT en los programas de control de vectores en El Salvador” reporta que a pesar
de que no existen registros donde se especifique que cantidad de DDT fue
utilizado, se estima que desde 1946-1959 se utilizaron 1,690,000 Kg. de DDT, y en
base a la información de fichas técnicas del MSPAS, desde 1960-1973 reporta
que se rociaron 5,161,260 casas con 2,580,630 Kg. de DDT, habiendo un total de
1,316,486 personas expuestas por año. En la Figura 5 muestra el mapa de la
zona hiperendémica, la más afectada por la enfermedad y por lo tanto la más
expuesta a rocío de DDT, esta zona se ubica como muestra la figura, en la zona
costera e incluye el territorio de la Bahía de Jiquilisco en Usulután.
Adicionalmente, desde los años 70 diversas instituciones han realizado estudios
en El Salvador que demuestran la presencia de pesticidas clorados en productos
lácteos, hortalizas, suelos, aguas subterráneas y superficiales. Entre estos
pesticidas utilizados históricamente se encuentran los que se muestran en la
Tabla 4.
El DDE (Diclorodifenildicloroetileno) y el DDD (Diclorodifenildicloroetano) son
compuestos de degradación del DDT. Por ejemplo en suelo el DDT se degrada a
estos metabolitos por la acción de microorganismos. Es importante incluirlos en
sitios donde ha habido contaminación por DDT, ya que son compuestos de
degradación del mismo y son tóxicos.
21
Tabla 4. Pesticidas organoclorados utilizados históricamente
Nombre genérico
Componente
DDT
Organoclorado
DDE
Organoclorado
DDD
Organoclorado
Endrín
Organoclorado
Dieldrín
Organoclorado
Lindano
Organoclorado
Heptacloro
Organoclorado
En base a lo anteriormente descrito, la lista de plaguicidas seleccionados para ser
identificados en este proyecto, tanto en agua, suelo, sedimento y tejido de
camarón (Penaeus sp.) son los que se muestran en la Tabla 5, pese a que se
propusieron 4 plaguicidas se identificaran 10 en las distintas matrices.
Tabla 5. Pesticidas seleccionados para el estudio
Naturaleza Química
del componente
Nombre del
pesticida
Activo
Paration
Organofosforados
Metil paratión
Etroprofos
DDT
DDE
DDD
Organoclorados
Endrín
Dieldrín
Lindano
Heptacloro
22
3. Objetivos de la Investigación
3.1 Objetivo General
Cuantificar, en una primera fase, el contenido de 4 plaguicidas en suelos,
sedimentos, agua y camarones, en época lluviosa y época seca, en estanques de
camarones y zonas circundantes, en la Bahía de Jiquilisco.
3.2 Objetivos Específicos
•
Acondicionamiento del laboratorio, sistematización y consolidación de la
investigación, socialización de la información.
•
Determinar niveles actuales de 4 plaguicidas, en suelos y agua circundante a
estanques de cultivo de camarón (Penaeus sp.), en la Bahía de Jiquilisco
•
Determinar niveles actuales de 4 plaguicidas en el sedimento, suelo, agua y
camarones, en estanques de cultivo de camarón (Penaeus sp.)
23
4. Metodología
4.1 Revisión Bibliográfica
Antes de iniciar el trabajo de campo y de laboratorio se realizó una búsqueda
bibliográfica de estudios previos en la zona, así como de estudios similares
realizados en otras zonas. La información encontrada se tomó en cuenta para la
selección de las metodologías a utilizar en el presente estudio.
Las matrices de interés son: agua, suelo, sedimento y camarones, y se trabajará
con
analitos
orgánicos,
particularmente
pesticidas
organoclorados
y
organofosforados. Basándose en esta información se realizó una revisión
bibliográfica para definir los métodos estándares de muestreo para estas
diferentes matrices, tomándose la decisión de utilizar los métodos estándares de
la Agencia de Protección Ambiental de Estados Unidos (EPA).
4.2 Trabajo de Campo
El primer paso para la realización del trabajo de campo fue la definición de los
puntos de muestreo. Como se muestra en el capítulo 2, en la sección referente a
la delimitación geográfica del problema, se trabajará en las áreas circundantes a
dos estanques donde se han detectado problemas de crecimiento de camarón y
uno donde no se han manifestado dificultades en el crecimiento.
Para la determinación de los puntos de muestreo se realizaron mapas de las
zonas de interés a gran escala, apoyándose en el Laboratorio del Sistema de
Información Geográfica de la UCA. Luego se definieron como criterios para la
selección de puntos de muestreo, los siguientes:
-
Se tomarán muestras dentro de los estanques, tanto de suelo, sedimentos,
agua y camarones.
24
-
Se tomaron muestras de agua en todo su recorrido hasta los estanques,
comenzando en la Bahía, luego en los brazos de agua que se internan en el
manglar y finalmente en los puntos de toma de agua de los estanques.
Intentando de esta forma monitorear todo el recorrido del agua que se
utiliza en el cultivo de camarón. Además para la definición de los puntos se
tomaron en cuenta las zonas donde hay desembocadura de ríos, ya que en
estas zonas puede darse el ingreso de contaminantes a la Bahía.
-
En algunos de los puntos seleccionados para toma de agua, se tomaron
también muestras de sedimentos y se determinaron parámetros como pH,
Temperatura y Oxígeno disuelto.
Por otra parte, en el Anexo 2 se detallan los siguientes procedimientos de
muestreo:
-
Protocolo para muestreo de
aguas de bahía y/o estanque
para la
determinación de pesticidas organoclorados y organofosforados.
-
Protocolo para muestreo de sedimentos de bahía para la determinación de
pesticidas organoclorados y organofosforados.
-
Protocolo para muestreo de suelos para la determinación de pesticidas
organoclorados y organofosforados.
Los contenedores utilizados para la recolección de las muestras fueron lavados
previamente al muestreo con agua y jabón libre de fosfatos y luego enjuagados
con acetona, en el Anexo 3 se presenta el procedimiento para el lavado de toda la
cristalería en el laboratorio.
El material de los contenedores para agua y sedimento es de vidrio color ámbar
con capacidad de 2.5 litros ya que no puede utilizarse recipientes de plástico, por
la posibilidad de contaminar las muestras de ésteres ftalatos y otros hidrocarburos.
Para camarones se utilizan bolsas plásticas con cierre hermético pero en su
25
interior se recubren con papel aluminio para evitar contaminación de la muestra
con el plástico.
Las muestras, una vez adquiridas se enfrían a 4°C con hielo y luego se guardan a
esta temperatura en el laboratorio. El tiempo máximo para realizar la extracción es
de una semana, así como indican los procedimientos de la EPA que se muestran
en la Tabla 6 .
Tabla 6 Manejo y Preservación de muestras compuestos orgánicos semi-volátiles
[SW-846, EPA]
ORGANICOS SEMIVOLATILES PESTICIDAS ORGANOCLORADOS/PCBSY HERBICIDAS
Matriz
de
la
Contenedor
Preservativo
Tiempo máximo de
muestra
almacenamiento
Muestras de
Contenedor de 125 mL
residuos
de boca ancha con
concentradas
tapadera de teflón
Contenedores
color
Muestra acuosas
ámbar de 1 galón, dos
sin residuos de
de 0.5 galones o 4 de
cloruro
un litro con tapadera
Ninguno
Muestras 14 días
Enfriar a 4 ºC
Muestras 7 días
de teflón
Contenedores
color
Añadir
3
mL
de
ámbar de 1 galón, dos
tíosulfato de sodio al
Muestra acuosas
de 0.5 galones o 4 de
10%
con residuos de
un litro con tapadera
adición
cloruro
de teflón
puede ser hecha en el
por
galón.
del
laboratorio
La
tíosulfato
antes
Muestras 7 días
de
salir al campo.
Contenedor de 125 mL
Muestras Sólidas
de boca ancha con
Enfriar a 4 ºC
Muestras 14 días
tapadera de teflón
El muestreo se realizó en dos épocas en los puntos de muestreo seleccionados,
un muestreo en la época seca y otro en la época lluviosa para evaluar si el cambio
de estación afecta la movilidad y presencia de los contaminantes.
26
4.3 Trabajo Experimental
4.3.1 Montaje de Laboratorio
Entre las primeras actividades programadas en el proyecto estaba el montaje y
adecuación de un laboratorio para el análisis de pesticidas organoclorados. Para
esto se realizó la adquisición de mobiliario, de una cámara de extracción, se
realizaron las instalaciones de gas, aire acondicionado y ductos de succión.
Finalmente se adquirió el equipo y reactivos que se detallan a continuación (en el
Anexo 8 pueden observarse fotos del laboratorio). El laboratorio recibió el nombre
de Laboratorio de Calidad Ambiental.
•
Equipo
- Cromatógrafo, Detector y Auto inyector
El cromatógrafo utilizado para el análisis es un Shimadzu GC-2014 con un
Detector de Captura de Electrones Shimadzu ECD-2014 y un Autoinyector AOC20.
- Columna Cromatográfica de Detección
Marca: Alltech
Numero de serie: 706120203
Fase: ECTM-5
Diámetro Interno: 0.32 mm
Grosor del Film: 0.25 μm
Temperatura máxima: 350 ºC
- Equipo de concentración RapidVap Vaccum, Marca: LABCONCO
- Bomba de vacío para concentrador , Marca: LABCONCO
195 litros / minuto
27
115 VAC
50/60 Hz fase única
7.2 amperios
- Shaker Forma Scientific
•
Reactivos
CLORURO DE METILENO
- Fisher Scientific D143-4
Calidad HPLC
- Fisher Scientific D154-4
Calidad GC Resolv
HEXANO
- Fisher Scientific Clase 1B H302-4
Calidad HPLC grade
ACETONA
- Fisher Scientific Clase 1B H929-4
Calidad Optima
- Mallinckrodt Chemicals
Calidad AR
SULFATO DE SODIO ANHIDRO
- Fisher Scientific Calidad ACS
- Mallinckrodt Chemicals Calidad ACS
4.3.2 Análisis
La técnica estándar para detección de los pesticidas organofosforados y
organoclorados es a través de la cromatografía gaseosa. En cromatografía
28
gaseosa la muestra debe ser sometida a una serie de preparaciones previas a la
inyección en el cromatógrafo, estas son: extracción y limpieza.
La extracción depende de la matriz en la cual se encuentran las muestras, para
muestras acuosas en particular la extracción de compuestos orgánicos
semivolátiles se realiza por extracción líquido-líquido (método EPA 3510) por
embudos de separación. En el Anexo 4 se muestra la marcha de extracción
realizada en el Laboratorio de Calidad Ambiental.
Para las muestras sólidas el proceso de extracción que puede ser utilizado es la
extracción Soxhlet (método EPA 3540). Debido a ciertas limitaciones de equipo
fue necesario modificar dicho método, y con el fin de comprobar que la
modificación hecha produciría resultados equivalentes al procedimiento original, se
realizaron experimentos una vez modificado el método, los resultados se muestran
en el apartado 5.2.1 Pruebas preliminares. El procedimiento para la extracción de
muestras sólidas se muestra en el Anexo 5.
La detección de organoclorados se realizó en el laboratorio de Calidad Ambiental
de la UCA, utilizando el método denominado organoclorados 4 el cual tiene las
siguientes especificaciones:
- Horno: 80°C (1 min.), 20°C/min. hasta 140°C (2 min.), 4°C/min. hasta 250 (10
min.).
- Detector: ECD, 325 °C, 1 nA
- Gas portador: N2 ultra alta pureza, flujo de columna 2 mL/min
- Inyección: 2 μL, 10:1 split.
La detección de organofosforados no pudo realizarse en el laboratorio de la UCA
ya que los pesticidas no fueron detectados por el detector ECD, por lo tanto se
determinaron en el Laboratorio de Calidad Integral de FUSADES, bajo las
siguientes condiciones.
29
- Horno: 85° C/0.00 min, 30.0°C/min 195° C/0.0 min, 5° C/min, 250° C/8.33 min.
Tiempo de corrida 23 min.
- Gas de Arrastre: Nitrógeno de Alta Pureza
- Inyector: 250° C. Inicialmente en modo Splitless, flujo total: 64.2 mL/min., flujo de
purga: 60.0 mL/min., 0.75 min. (Modo Split).
- Detector: FPD, 250° C, Make up 58.1 mL/min., Flujo de Hidrógeno: 75.0 mL/min.;
Flujo de Aire: 100 mL/min.
4.3.3 Control de calidad
Antes de realizar los análisis se elaboró una curva de calibración utilizando la
técnica de estándar interno, utilizando 5 puntos de la mezcla de pesticidas
organoclorados y organofosforados a 5 concentraciones diferentes.
Los estándares sustitutos utilizados son:
-
Para compuestos organoclorados: pentacloronitrobenceno
-
Para compuestos organofosforados: Mezcla de tributil fosfato y trifenil
fosfato.
Como medida de control de calidad el análisis de las muestras se realiza en
duplicado y se inyecta cada muestra dos veces al cromatógrafo. Además se
analizan junto a las muestras un blanco de laboratorio para verificar que no haya
contaminación cruzada y una muestra fortificada para evaluar la recuperación.
La técnica de estándar interno se utilizó para cuantificar las muestras de agua y
camarones, las muestras de sedimentos no pudieron ser cuantificadas con esta
técnica ya que al ser la matriz más compleja algunas sustancias extraídas no
permitían leer el estándar interno. Es por esto que para las muestras de
sedimentos se utilizó para su cuantificación la técnica de estándar externo.
30
5. Resultados
5.1 Plan de muestreo
Tomando en cuenta los criterios explicados anteriormente en la sección 4.2
Trabajo de campo, se realizó el mapa de muestreo que se muestra en la Figura 6
y se definió el plan de muestreo que se muestra en la Tabla 7 , en el Anexo 8
pueden verse fotos de la ejecución de dicho plan.
Figura 6. Mapa de puntos de muestreo
31
Tabla 7. Plan de muestro
Nombre
estanque
Cantón
31 de
Diciembre
Tipo de
muestra
Numero de muestras
Ubicación del
punto
de muestreo
mapa
Agua bahía
3 muestras en época seca y lluviosa
5
Agua brazos
2 muestras a lo largo de la bahía en
época seca y lluviosa
1 muestra justo a la entrada de la
piscina en época seca y lluviosa
Sedimento
Muestras en sitios circundantes a los
estanques de cultivo de camarón
Agua bahía
Los
Mancornados
San
Hilario
Agua de
brazos
Sedimento
Agua
31 de
Diciembre
Penaeus sp.
Suelo
Sedimento
Muestras en los estanques de cultivo de
camarón
Agua
Los
Mancornados
Penaeus sp.
Suelo
Sedimento
4 muestras en época seca y época
lluviosa
3
muestras sobre el punto en época
seca y lluviosa
2 muestras a lo largo en época seca
y lluviosa
1 muestra justo a la entrada de la
piscina en época seca y lluviosa
4 en época seca y 4 en época
lluviosa
3 muestras en época seca y en
época lluviosa
2 muestras en época seca y dos en
época lluviosa
3 muestras en vaciado de estanque
3 muestras en vaciado de estanque
3 en época seca y 3 en época
lluviosa
2 muestras en época seca y dos en
época lluviosa
3 muestras en vaciado de estanque
3 muestras en vaciado de estanque
6y7
8
6y7
2
3
4
3
9
1
32
Nombre
estanque
Cantón
Tipo de
muestra
Numero de muestras
Ubicación del
punto
de muestreo
mapa
Agua bahía
3 muestras en época seca y en época
lluviosa
10
1 muestra en la desembocadura del Río
San Lázaro en época seca y época
lluviosa.
Muestras en sitios circundantes a
los estanques de cultivo de
camarón
La Carranza
Agua brazos
Sisiguayo
Sedimento
Agua
Muestras en los estanques de
cultivo de camarón
12
1 muestra justo a la entrada donde se
toma agua para la piscina en época seca y
lluviosa
13
4 muestras en época seca y 4 en época
lluviosa
11 y 12
Suelo
3 en época seca y 3 en época lluviosa
2 muestras en época seca y dos en época
lluviosa
3 muestras en vaciado de estanque
Sedimento
3 muestras en vaciado de estanque
Penaeus sp.
La Carranza
1 muestras en la desembocadura del río El
Espino en época seca y lluviosa
11
14
33
5.2 Medición de parámetros en puntos de muestreo
Durante la toma de muestra en los puntos seleccionados se midieron diferentes
parámetros en el sitio con equipo portátil, tales como: pH, Oxígeno Disuelto,
conductividad, los datos obtenidos en cada punto se muestran en la Tabla 8,
Tabla 9, Tabla 10 y Tabla 11.
A continuación se detalla las especificaciones técnicas del equipo de medición
utilizado.
-
Medidor de oxigeno portátil
Marca OAKTON DO 300
Con compensación de temperatura y de salinidad
-
Medidor de conductivita portátil
Marca WTW
Con compensación de temperatura.
-
Tiras de papel
Marca Hydrion pH 1-12
Tabla 8 Parámetros medidos en puntos de muestreo de agua en época seca
Tipo de
Muestra
Agua
Identificación
del punto
1
18-12-07
Lugar
Estanque
Coop.
Parámetros de medición
Hora
pH
Oxigeno
Disuelto
Conductivi
dad
10:56
a.m.
8.0
0.45
mg/L
4.9
µS/cm
27.9
47 días de
sembrado
8:30
a.m.
7:0
0.09
mg/L
Interferencias
29.5
Bajamar
8:15
a.m.
7.0
0.14
mg/L
53.4
mS/cm
29.4
Bajamar
T˚C
Observaciones
Los Mancor
nados
Agua
28-03-08
2
Agua
28-03-08
3
Bahía
Coop. Los
Mancorna
dos
Brazo
Bahía
Coop. Los
Mancorna
34
Agua
28-03-08
4
Agua
5
26-02-08
Agua
6
29-03-08
Agua
7
3-12-07
Agua
8
3-12-07
Agua
9
18-12-07
Agua
10
26-02-08
Agua
11
12-12-07
Agua
12
12-12-07
Agua
13
12-12-07
Agua
12-12-07
14
dos
Brazo
Bahía
Coop. Los
Mancorna
dos
Bahía
31 de
Diciembre
Sisiguayo
Brazo
Bahia
Coop. 31
Diciembre
Sisiguayo
Brazo de
Bahía
Coop. 31
Diciembre
Sisiguayo
Entrada al
estanque
brazo de
Bahía
Coop. 31
Diciembre
Sisiguayo
Estanque
Coop.
Las
Mujeres
Bahía La
Carranza
San
Hilario
Brazo
Bahia
San
Hilario
Brazo
Bahia
San
Hilario
Justo
entrada de
estanque
Brazo
Bahia
San
Hilario
Estanque
El Torno
San
Hilario
8:00
a.m.
7.0
0.10
mg/L
53.7
mS/cm
29.0
Bajamar
9:15
a.m.
8.0
0.10
mg/L
9.36
µS/cm
29.2
Bajamar
2.00
p.m.
7.0
Interferencias
50.2
mS/cm
30.6
Pleamar
9.40
a.m.
7.0
No se
llevo el
equipo
No se
llevo el
equipo
No se
llevo el
equipo
Bajamar
No se
llevo el
equipo
No se
llevo el
equipo
No se
llevo el
equipo
Bajamar
9:30
a.m.
7.0
Viento fuerte
Viento fuerte
9.00
a.m.
8.0
1,86
mg/L
4.4
µS/cm
24.8
A una semana de
siembra de
camarón
9:25
a.m.
8.0
0,09
mg/L
Interferencias
29.0
Bajamar
El conductivímetro
falló
11:07
a.m.
8.0
0,20
mg/L
4.9
µS/cm
29
Bajamar
10:35
a.m.
8.0
0,28
mg/L
4.9
µS/cm
27.7
Bajamar
11:20
a.m.
8.0
0,11
mg/L
3.6
µS/cm
26.7
Bajamar
2:00
p.m.
8.0
0,86
mg/L
27.5
Los camarones
estaban en fase de
cosecha
Interferencias
35
Tabla 9 Parámetros medidos en puntos de muestreo de agua en época lluviosa
Parámetros de medición
Tipo de
Muestra
Agua
Identificación
del punto
1
23-07-08
Lugar
Oxigeno
Disuelto
Conductivi
dad
Hora
pH
9:20
a.m.
7.0
5.93
mg/L
7.44
mS/cm
29.4
Bahía
Coop. Los
Mancorna
dos
Brazo
Bahía
Coop. Los
Mancorna
dos
Brazo
Bahía
Coop. Los
Mancorna
dos
Bahía
31 de
Diciembre
Sisiguayo
Brazo
Bahia
Sisiguayo
Brazo de
Bahía
Coop. 31
Diciembre
Sisiguayo
Entrada al
estanque
brazo de
Bahía
Coop. 31
Diciembre
Sisiguayo
Estanque
Coop.
Las
Mujeres
Bahía La
Carranza
San
Hilario
Brazo
Bahia
San
Hilario
8:12
a.m.
7:0
6.14
mg/L
35.4
mS/cm
29.4
8:31
a.m.
7.0
4.89
mg/L
34.7
mS/cm
29.2
7:45
a.m.
7.0
5.52
mg/L
34.9
mS/cm
29.4
11:37
a.m.
7.0
5.73
mg/L
36.9
mS/cm
31.5
11:21
a.m.
7.0
2.99
mg/L
34
mS/cm
31.4
Pleamar
10:57
a.m.
7.0
1.51
mg/L
28.3
µS/cm
31.0
Pleamar
10:34
a.m.
7.0
0.95
mg/L
13.81
mS/cm
29.4
Pleamar
11.73
mg/L
21.8
mS/cm
34.5°C
Brazo
Estanque
Coop.
T˚C
Observaciones
Los Mancor
nados
Agua
23-07-08
2
Agua
23-07-08
3
Agua
23-07-08
4
Agua
5
20-06-08
Agua
6
20-06-08
Agua
7
20-06-08
Agua
8
20-06-08
Agua
9
18-12-07
Agua
10
20-06-08
Agua
11
20-06-08
Agua
12
10:55
a.m.
11:50
a.m.
7.0
3.76
mg/L
36
mS/cm
31.3
12:07
a.m.
8.0
3.28
mg/L
33.2
mS/cm
31.9
Justo entrada río
San Lázaro
11:30
8.0
3.64
20.1
32.1
Justo en la
36
15-08-08
Agua
13
20-06-08
Agua
14
30-06-08
Bahia
San
Hilario
Justo
entrada de
estanque
Brazo
Bahia
San
Hilario
Estanque
El Torno
San
Hilario
a.m.
mg/L
mS/cm
12:29
a.m.
8.0
3.51
mg/L
19.5
mS/cm
4:40
p.m.
8.0
14.68
mg/L
40.6
mS/cm
desembocadura
del río El Calabozo
26.7
32.2
Bajamar
Los camarones
estaban en fase de
cosecha, acaban
de hacer recambio
de agua, la noche
anterior llovió
fuertemente
Tabla 10 Parámetros medidos en puntos de muestreo de sedimentos en época seca
Tipo de
Muestra
Identificación
del punto
Sed
18-1207
1
Sed
28-0308
3
Sed
29-0308
6
Sed
3-12-07
7
Sed
18-1207
9
Sed
12-1207
11
Sed
12-1207
12
Lugar
Estanque
Coop.
Los
Mancor
nados
Brazo
Bahía
Coop. Los
Mancorna
dos
Brazo
Bahia
Coop. 31
Diciembre
Sisiguayo
Brazo de
Bahía
Coop. 31
Diciembre
Sisiguayo
Estanque
Coop.
Las
Mujeres
Brazo
Bahia
San
Hilario
Brazo
Bahia
San
Hilario
Parámetros de medición
Conductivi
Oxigeno
dad
T˚C
Disuelto
Hora
pH
10:56
a.m.
8.0
0,45
mg/L
4.9
µS/cm
27.9
47 días de
sembrado
8:15
a.m.
7.0
0.14
mg/L
53.4
mS/cm
29.4
Bajamar
2.00
p.m.
7.0
Interfe
-rencias
50.2
mS/cm
30.6
Pleamar
9.40
a.m.
7.0
No se
llevo el
equipo
No se
llevo el
equipo
No se
llevo el
equipo
Bajamar
Estaba haciendo
viento fuerte
9.00
a.m.
8.0
0,61
mg/L
4.4
µS/cm
24.8
A una semana de
siembra de
camarón
11:07
a.m.
8.0
0,21
mg/L
4.9
µS/cm
10:35
a.m.
8.0
0,28
mg/L
4.9
µS/cm
Observaciones
Bajamar
27.7
Bajamar
37
Sed
12-1207
14
Estanque
El Torno
San
Hilario
2:00
p.m.
8.0
0,87
mg/L
Interferencias
27.5
Los camarones
estaban en fase de
cosecha
Tabla 11 Parámetros medidos en puntos de muestreo de sedimentos en época lluviosa
Identificació
n
del punto
Lugar
Sed
23-0708
1
Sed
23-0708
3
Sed
22-0908
Sed
22-0908
6
Sed
22-0908
11
Sed
22-0908
12
Sed
20-0608
14
Estanque
Coop.
Los
Mancor
nados
Brazo
Bahía
Coop. Los
Mancorna
dos
Brazo
Bahia
Sisiguayo
Brazo de
Bahía
Coop. 31
Diciembre
Sisiguayo
Brazo
Bahia
San
Hilario
Brazo
Bahia
San
Hilario
Estanque
El Torno
Tipo de
Muestra
7
Parámetros de medición
Oxigeno Conducti
T˚C
Disuelto
vidad
Hora
pH
Observaciones
9:20
a.m.
7.0
5.93
mg/L
7.44
mS/cm
29.4
8:31
a.m.
7.0
4.89
mg/L
34.7
mS/cm
29.2
9:20
a.m.
6.5
3,56
mg/L
32.8
mS/cm
29.9
9:45
a.m.
6.5
7,32
mg/L
44.3
mS/cm
29.4
Pleamar
10:05
a.m.
6.0
5,68
mg/L
40.3
mS/cm
29
Justo entrada río
San Lázaro
11:45
6.0
5,6
mg/L
20.8
mS/cm
27.5
4:42
p.m.
7-8
14.6
mg/L
40.6
mS/cm
32.2
La noche anterior
hubo lluvia fuerte,
se acababa de
hacer un recambio
de agua al
estanque.
38
5.3 Trabajo Experimental
5.3.1 Tiempos de retención
Para poder determinar la especificidad del método, primero se determinaron los
tiempos de retención de cada pesticida, inyectando los estándares individuales de
cada pesticida cinco veces. Luego se calculó el coeficiente de variación de los
tiempos de retención para crear una ventana o intervalo de tiempo de retención,
los resultados se muestran en Tabla 12 y Tabla 13.
Estos tiempos de retención se introdujeron al programa del cromatógrafo y luego
se realizaron pruebas con mezclas de pesticidas a diferentes concentraciones
para verificar que fueran identificados estando mezclados entre sí.
•
Pesticidas organoclorados
Tabla 12. Tiempo promedio de pesticidas organoclorados
Pesticida
Tiempo de
retención
Ventana*
Lindano
15.202
0.03356
Estándar sustituto
15.436
0.04487
Heptacloro
18.440
0.1375
Dieldrín
24.644
0.132
DDE
24.773
0.1237
Endrín
25.584
0.1325
DDD
26.627
0.1191
DDT
28.286
0.124
*ventana está definida como +/- 3 Coeficientes de Variación (CV)
39
•
Pesticidas organofosforados
Tabla 13. Tiempos de retención promedio de pesticidas fosforados
Tiempo de
Ventana*
Pesticida
retención (min.)
Etroprofos
Estándar
sustituto
10,119
0,028
9,826
0,025
Paration
16,219
0,032
Metil Paration
14,518
0,026
Terbufos
12,396
0,075
Phoxim
4,619
0,172
*ventana está definida como +/- 3 Coeficientes de Variación (CV)
5.3.2 Curvas de Calibración
•
Cuantificación Estándar Interno
Para construir la curva de calibración de los compuestos organoclorados se
prepararon
soluciones
de
mezclas
de
los
siguientes
pesticidas:
Hexaclorobenceno, Lindano, Endrin, Dieldrín, DDD, DDE, DDT, Heptacloro y
Estándar Sustituto. Las soluciones se prepararon a 25 ppb, 50 ppb, 100 ppb, 150
ppb, 250 ppb y 400 ppb.
Para elaborar la curva de calibración de los compuestos organofosforados se
prepararon soluciones de mezclas de los siguientes pesticidas: Phoxim,
Metamidofos, Etroprofos, Terbufos, Metil Paratión, Paratión y Estándar Sustituto.
Se prepararon soluciones de las siguientes concentraciones 50 ppb, 100 ppb,
200ppb, 250 ppb y 300 ppb.
Para cada pesticida se realizó el análisis de regresión lineal para determinar la
linealidad del método, así como para generar la ecuación de la curva de
calibración:
y= mx + b,
40
En donde:
y: relación de áreas analito-estándar sustituto
x: relación de masas analito-estándar sustituto
m: pendiente
b: intercepto
Los resultados obtenidos del análisis de regresión lineal para los pesticidas
organoclorados y organofosforados se presentan en la Tabla 14, el análisis se
realizó por medio del programa Excel y el procedimiento se detalla en Anexo 10.
Tabla 14. Resultados de curvas de calibración estándar interno para pesticidas
organoclorados y organofosforados
Coeficiente de
Pesticida
Curva de Calibración
Correlación
Pearson (r2)
Lindano
Y= 1.045x + 0.092
0.938
Heptacloro
Y= 0.877x + 0.132
0.931
Dieldrín
Y= 0.815x + 0.102
0.987
DDE
Y= 0.974x + 0.070
0.992
Endrín
Y= 0.768x + 0.092
0.987
DDD
Y= 0.641x + 0.063
0.991
DDT
Y= 0.731x + 0.067
0.990
Etroprofos
Y= 1.305x -0.087
0.995
Metil paratión
Y= 0.812x-0.081
0.995
Paration
Y= 0.935x -0.062
0.997
La cuantificación con estándar interno no fue posible con todas las muestras. Las
muestras de suelo y sedimento presentaban interferencias cuyo principal problema
fue que una de ellas coincidía en tiempo con el estándar interno lo que
imposibilitaba su cuantificación. La eliminación de las interferencias no fue posible
así que se optó por cuantificar dichas muestras por la técnica de estándar externo.
Por lo tanto se procedió a calcular las curvas de calibración para esta técnica.
41
•
Cuantificación con estándar externo
Para construir la curva de calibración de los compuestos organoclorados se
prepararon
soluciones
de
mezclas
de
los
siguientes
pesticidas:
Hexaclorobenceno, Lindano, Endrin, Dieldrín, DDD, DDE, DDT, Heptacloro. Las
soluciones se prepararon a 25 ppb, 50 ppb, 100 ppb, 150 ppb, 250 ppb y 400 ppb.
Para cada pesticida se realizó el análisis de regresión lineal para determinar la
linealidad del método, así como para generar la ecuación de la curva de
calibración:
y= mx + b,
En donde:
y: Área analito
x: Concentración analito
m: pendiente
b: intercepto
Los resultados obtenidos del análisis de regresión lineal para los pesticidas
organoclorados y organofosforados se presentan en la Tabla 15, el análisis se
realizó por medio del programa Excel.
Tabla 15. Resultados de curvas de calibración estándar externo para pesticidas
organoclorados y organofosforados
Coeficiente de
Pesticida
Curva de Calibración
Correlación
Pearson (r2)
Lindano
Y= 1983.6x - 1160.3
0.997
Heptacloro
Y= 1637.8x + 19309
0.990
Dieldrín
Y= 1567.8 + 9921.3
0.999
DDE
Y= 1865.5x - 7424
0.997
Y= 1475.7x + 7895.9
0.998
DDD
Y= 1229x + 1799.8
0.998
DDT
Y= 1400x – 224.6
0.997
Endrín
42
5.3.3 Marchas analíticas
•
Análisis de Aguas
Para el análisis de aguas se realizó la validación del método detallado en el
Anexo 9, en dicho anexo se presenta el protocolo de validación y los resultados
de la validación se muestran en el Anexo 10.
Los resultados más significativos de la validación se resumen en la Tabla 16:
Tabla 16 Resultados relevantes de la validación
Prueba
Pesticidas organoclorados
Pesticidas organofosforados
0,016 ppb
0,016 ppb
Porcentaje de recuperación
60-85%
70-125%
Linealidad de analitos
>0.98
>0.98
Límite de detección del
método
•
Análisis de suelos y sedimentos
Como se explicó en el apartado 4.3.2 Análisis fue necesario modificar el método
de extracción de sedimentos y suelos. A continuación se presenta la modificación
realizada al método y las pruebas hechas para verificar que funcionase.
El procedimiento de la EPA para extracción de suelos es el siguiente:
− Agregar 10 g de muestra de sedimentos en un recipiente de vidrio.
− Añadir Estándar sustituto a la muestra.
− Añadir sulfato de sodio granulado.
− Transferir muestra a dedal de extracción y colocar en equipo de extracción
Sohxlet.
− En el recipiente de recolección de solvente colocar cobre granular con el fin
de eliminar sulfuros.
43
En el laboratorio de calidad ambiental no se cuentan con suficientes equipos de
extracción Sohxlet por tanto este equipo fue sustituido por un “Shaker”. El método
modificado es el siguiente:
− En un erlenmeyer de 250 mL se agregan 10 g de muestra
− Añadir sulfato de sodio anhidro
− Añadir cobre granular
− Mezclar bien
− Añadir 100 mL de cloruro de metileno
− Se coloca el erlenmeyer en el shaker
− Se hace funcionar el shaker a una velocidad de 125 rpm por cuatro horas
− Una vez cumplidas las cuatro horas se remueve el solvente del erlenmeyer,
a este solvente se le llama primer lavado, añadir 100 mL de cloruro de
metileno al erlenmeyer. Colocar erlenmeyer en shaker y hacerlo funcionar
por 4 horas más
−
Repetir el paso anterior, hasta obtener tres lavados.
Es evidente que el grado de extracción de los pesticidas dependerá de cuanto
tiempo la muestra permanezca en contacto con el solvente y de cuantos lavados
sean aplicados a la muestra. El tiempo de cada lavado se predeterminó en cuatro
horas. Para evaluar el número de lavados óptimos se realizaron las siguientes
pruebas.
Se tomaron seis muestras del punto 3 y se prepararon según el método
modificado, agregándose 750 μL de mezcla de pesticidas organoclorados de 400
ppb. Las muestras se sometieron a 1, 2 y 3 lavados, obteniéndose los
cromatogramas que se muestran en el Anexo 7 y los porcentajes de recuperación
que se muestran en la Tabla 17.
44
Tabla 17 Porcentajes de recuperación de extracción de sedimentos con diferentes lavados
Recuperación de Pesticidas en Sedimentos
Muestra
Lindano
Heptacloro
86%
Prueba Shaker 2 lavados
Prueba Shaker 3 lavados
Prueba
Shaker
1
DDE
Endrin
Dieldrín
DDD
DDT
38,8%
43,5%
30,9%
31,8%
37,0%
50,2%
74,2%
67,9%
69,7%
69,3%
64,8%
74,2%
71,9%
88,8%
78,6%
79,3%
70,4%
77,6%
81,7%
89,2%
Lavados
Como se pueden observar en la Tabla 17 al aumentar la cantidad de lavados se
extrae más de cada uno de los pesticidas. En el cromatograma de 3 lavados que
se muestra en la Figura 7, se observa además que se obtienen tres picos de gran
intensidad en los minutos 9.9, 15.6 y 21.4.
9.7 min
20.027
298262 DDE 24.787
29.953
39.757
195882
20
21.383
(Estandar Sustituto)
5773151
15.620
10
75426046
377516
10
40
30
3434643
1.557
9.630
20
50
177158
Figura 6. Extracción con 3 lavados.
(Hexaclorobenceno)
30
156388
27.980
132705 DDT 28.290
24.667
(Dieldrin)
187938
21.883
221440
228048
22.963
213269
23675523.487
23.663
346452
16.347
272051 Lindano 15.260
267362 Heptaclor 18.487
60
101657
40
70
167525 Endrin 25.607
171312
26.040
154443 DDD 26.640
139223
26.913
11.233
mVolts
50
14.993
182525
12.033
60
80
134589
70
184995
12.853
189922
13.153
593123
262536
2.443
13.797
A re a
Nam e
R e te n ti o n T i m e
80
21.4 min
90
EC D
Psh aker3L R 2
243687
90
15.6 min
0
0
0
5
10
15
20
25
30
35
40
45
M in u t e s
Figura 7. Cromatograma de extracción con 3 lavados
45
Para determinar el origen de estos picos se realizaron tres lavados de cuatro
horas para cada etapa del análisis, para poder identificar el origen de las
interferencias, para evaluar cada etapa se analizó lo siguiente:
•
Cobre con solvente
•
Solvente pasado por lana de vidrio
•
Solvente pasado por filtro de fibra de vidrio
•
Muestra sin fortificar
Los cromatogramas obtenidos de las pruebas se muestran en el Anexo 7.
Únicamente en el cromatograma de la muestra sin fortificar que se muestra en la
Figura 8 aparecen los 3 picos, por lo tanto se concluye que estas sustancias
pertenecen a la muestra de sedimentos y no son interferencias incorporadas
durante el análisis.
Area
Name
Retention T ime
9000
9000
8000
8000
7000
7000
6000
6000
5000
5000
4000
4000
3000
2000
(DDT)
1000
(DDD)
(Dieldrin)
(DDE)
(Endrin)
21.430
20.007
15.623
21.4
111430418
(Heptaclor)
1000
15.6
i
318266
2000
(Lindano)
(Estandar Sustituto)
10118976
6154825
3000
min
(Hexaclorobenceno)
9.627
9.7
693806
2.443
426344
3.077
mVolts
10000
ECD
prueba punto7 1lavado
0
0
0
5
10
15
20
25
30
35
40
45
Minutes
Figura 8. Cromatograma de extracción de muestra sin fortificar
46
mVolts
10000
Los picos que aparecen cerca de los tiempos 9.7 y 21.4 min. no interfieren con los
pesticidas a analizar, sin embargo la interferencia que aparece a los 15.6 min. está
muy cerca del estándar sustituto e imposibilita la cuantificación de las muestras.
Además al hacer el análisis de fosforados en el cromatógrafo de gases con
detector PFD, la señal de estas sustancias extraídas de la matriz son mucho más
intensas y imposibilitan la cuantificación, ya que como puedo observarse en la
Figura 9, distorsionan la línea base y cubren gran parte del cromatograma,
interfiriendo con las señales de los pesticidas de interés.
Interferencia
Figura 9 Cromatograma de análisis de pesticidas organofosforados en sedimentos.
47
Debido a esta interferencia se consideró necesario agregar un paso de limpieza al
protocolo de determinación de pesticidas organoclorados y organofosforados en
sedimentos.
La técnica seleccionada para la limpieza de los extractos de sedimento y suelo fue
la técnica de exclusión por tamaño a través de un gel de nombre comercial
SEPHADEX, las columnas utilizadas se muestran en la Figura 8. El protocolo para
la implementación de esta técnica se muestra en el Anexo 11 y el protocolo de
limpieza en el Anexo 12.
Figura 8 Columnas de limpieza rellenas con gel SEPHADEX
Sin embargo al pasar las muestras por la fase de limpieza no se eliminaron las
interferencias en los cromatogramas de organoclorados, sin embargo esta etapa
permitía la cuantificación de organofosforados.
Para eliminar las interferencias se muestreó una tercera vez los sedimentos
recolectando únicamente la parte superficial del sedimento, de esta forma no se
extraería la parte anóxica del mismo que es la que se sospechaba podía introducir
las interferencias en el análisis. En las Figura 9 y Figura 10 se muestran
cromatogramas de los muestreos 2 y 3.
48
21.313
50
-50
0.0
2.5
5.0
7.5
10.0
150
12.5
15.0
17.5
20.0
22.5
mVolts
25.0
Name
Retention Time
ECD
Punto 10 S R1 MIII Sepha
25.0
27.5
27.5
38.210
22.5
30.0
30.0
32.317
20.0
30.483
17.5
29.023
1.687
32.287
30.490
31.110
DDT 28.323
DDD 26.723
(Endrin)
(Dieldrin)
(DDE)
21.553
(Heptaclor)
Hexaclorobenceno 14.143
14.507
15.093
(Lindano)
(Estandar Sustituto)
16.087
16.337
12.073
12.230
12.393
12.577
12.847
13.127
10.360
120
120
100
100
mVolts
15.790
9.663
15.627
Name
Retention Time
DDT
28.313
28.497
15.0
(Endrin)
26.057
(DDD)
27.300
12.5
(Dieldrin)
DDE 24.797
0
21.303
1.533
2.017
2.193
80
17.720
18.143
Heptaclor 18.510
19.177
19.263
300
15.630
10.0
Hexaclorobenceno
14.140
14.337
14.500
15.063
(Lindano)
(Estandar Sustituto)
15.797
16.097
16.350
16.560
7.5
11.210
100
5.0
12.220
12.383
12.837
13.113
250
250
200
200
9.677
400
2.5
10.337
-20
0.0
2.420
2.633 2.757
2.910
3.113 3.060
3.360
3.547
3.623
3.760
4.093
4.463
4.627
4.980
5.100
5.243
5.400
5.530
5.997
6.380
6.680
6.860
7.060
7.300
7.473
7.883
8.547 8.667
8.853
20
9.447
3.060
40
3.233
3.5503.363
3.763
3.827 3.623
3.897
4.093
4.223
4.463
4.617
4.983
5.237
5.397
5.527
5.650
5.793
6.003
6.187
6.380
6.683
6.860
7.087
7.263
7.477
7.643
8.040
8.553
8.667
8.850
2.753
60
2.633
2.870
2.930
mVolts
180
1.537 1.693
2.197
mVolts
200
ECD
Punto 1.2 S R1 MII
200
Interferencias
32.5
32.5
180
160
160
140
140
80
60
40
20
0
Minutes
35.0
35.0
37.5
40.0
37.5
40.0
42.5
Interferencias
350
0
42.5
-20
45.0
Figura 9 Cromatograma muestreo II, punto 12
400
350
300
150
100
50
0
Minutes
-50
45.0
Figura 10 Cromatograma muestro III, punto 10
49
Como puede observarse las interferencias están presentes aún en los sedimentos
más superficiales (capa superior de 3 cm.) por lo tanto muestrear únicamente la
parte superficial del sedimento no resolvió el problema, la interferencia es además
de un tamaño similar a las moléculas de pesticida y por lo tanto la técnica de
limpieza que se basa en separación por tamaños no es efectiva. El principal
problema de las interferencias es como se ha explicado anteriormente que una de
ellas coincide en tiempo con el estándar interno lo que imposibilita la cuantificación
de las muestras.
Se intentó utilizar otra técnica de limpieza basada en otro principio que no fuese la
separación de tamaños, se solicitó la colaboración del laboratorio MAG-OIRSA ya
que ellos utilizan una técnica basada en la separación por adsorción utilizando
columnas empacadas con el adsorbente de nombre comercial Florisil. Se llevó una
muestra de sedimento al laboratorio donde se extrajo y limpió, los resultados
obtenidos se muestran en la Figura 11.
100
100
ECD
Punto14SHexAcetFlorisil
80
70
70
60
60
50
50
40
40
30
30
DDT
(DDD)
(Dieldrin)
(DDE)
(Endrin)
10
20
(Heptaclor)
20
10
0
0.0
0
2.5
5.0
7.5
10.0
12.5
15.0
17.5
20.0
22.5
25.0
27.5
30.0
32.5
35.0
37.5
40.0
42.5
45.0
Minutes
Figura 11 Muestra de sedimento sometida a limpieza con Florisil
50
mVolts
80
Lindano Sustituto)
(Estandar
90
Hexaclorobenceno
mVolts
Name
90
Como puede observarse en la Figura 11 las interferencias no son removidas por
el Florisil, de lo que podemos concluir que las interferencias encontradas en la
matriz sedimentos y suelos son de tamaño y polaridad similar a los pesticidas
organoclorados y por esta razón es difícil removerlos.
Para determinar la naturaleza de dichas interferencias se seleccionaron 9
muestras de sedimento, cuyos extractos fueron enviados el Laboratorio de
Cromatografía del Instituto Químico de Sarria en Barcelona, España.
Las
muestras fueron analizadas por Cromatografía de Gases con Espectrometría de
Masas (GC-MSD), los resultados de estos análisis se muestran en el Anexo 13.
Como alternativa a la cuantificación se utilizará la técnica de estándar externo que
no requiere el estándar sustituto o interno para la cuantificación.
•
Análisis de camarones
El análisis de camarones se realizó con el método de extracción que se presenta
en el Anexo 6 y el método de limpieza que se muestra en el Anexo 12. En las
primeras pruebas se realizó la calibración de la columna de limpieza el
procedimiento se presenta en el Anexo 11.
Los resultados del análisis de camarones se muestran en la Figura 12, donde se
puede observar que al extraer los pesticidas se extraen otras sustancias, como
grasa y que al pasar el extracto por la columna de cromatografía de exclusión los
pesticidas viajan al mismo tiempo que dichas interferencias, por lo que es
imposible su cuantificación.
51
Figura 12. Cromatograma de análisis de camarones luego de pasar por la columna de
limpieza
Se realizaron pruebas de extracción de camarones sin caparazón, ya que los
pesticidas se acumulan en el tejido, para evaluar si de esta forma se eliminan
dichas interferencias. Además se cambió el solvente de Cloruro de Metileno a una
mezcla Acetona:Hexano 1:1, al extraer bajo estas condiciones se obtuvo el
cromatograma que se muestra en la Figura 13.
Figura 13. Extracción de camarón (Penaeus sp) sin caparazón y utilizando solvente Acetona:
Hexano 1:1
Como puede observarse en la Figura 13 las interferencias se han eliminado por lo
que los análisis se realizaron sin caparazón y utilizando el solvente Acetona:
52
Hexano 1:1. Los porcentajes de recuperación se muestran en la Tabla 18 y se
encuentran dentro del rango aceptable para este tipo de análisis.
Tabla 18. Porcentajes de recuperación para análisis de organoclorados en camarones
Porcentajes de recuperación
Promedio
Lindano
Heptacloro
Dieldrín
DDE
Endrin
DDD
DDT
65.3%
84.9%
56.6%
60%
62%
72.7%
33%
A parte de las muestras de camarón (Penaeus sp) recolectadas en los estanques
se muestrearon camarones en el brazo de la Bahía donde está ubicados lo puntos
de muestreo 5, 6 y 7. Se obtuvieron muestras de camarones silvestres de este
sitio, se pesaron y se analizaron 2 muestras de pesos similares. Se pudo observar
que el tamaño de los camarones silvestres es mucho más grande que el se logra
en los estanques de cultivo, los camarones recolectados tenían pesos entre 14 g
hasta los 35 gramos (Figura 14).
Figura 14. Camarones silvestres muestreados en un brazo de la Bahía de Jiquilisco
53
5.4 Resultado de análisis de pesticidas
Los resultados de los análisis de agua para época seca (muestreo I) y para época
lluviosa (muestreo II) se muestran en la Tabla 19 para organoclorados y
organofosforados. Los resultados más relevantes de la matriz agua se resumen en
la Figura 15.
En la Tabla 20 se muestran los resultados del muestreo de sedimentos en época
seca y época lluviosa, en la Tabla 21 los resultados del muestreo de sedimentos y
suelos dentro de los estanques y finalmente en la Tabla 22 se muestran los
resultados del muestreo de camarones. Los resultados más relevantes para
sedimentos se resumen en la Figura 16 y Figura 17.
54
Tabla 19. Resultados de análisis de pesticidas organoclorados y organofosforados en muestreo I y II de aguas, concentración en
ppb
ND: No detectado
Concentraciones de Pesticidas encontradas en muestras de Agua durante Muestreo I ppb (ng/ml) Muestra Lindano Estanques El Torno Punto 14,1 Replica 1 ND Punto 14,1 Replica 2 ND Punto 14,2 Replica 1 ND Punto 14,2 Replica 2 ND Punto 14,3 Replica 1 ND Punto 14,3 Replica 2 ND Las Mujeres Punto 9,1 Replica 1 ND Punto 9,1 Replica 2 ND Punto 9,2 Replica 1 ND Punto 9,2 Replica 2 ND Punto 9,3 Replica 1 ND Punto 9,3 Replica 2 ND Los Mancornados Punto 1,1 Replica 1 ND Punto 1,1 Replica 2 ND Punto 1,2 Replica 1 ND Punto 1,2 Replica 2 ND Punto 1,3 Replica 1 ND Punto 1,3 Replica 2 ND Agua de los Brazos y la Bahia Punto 2 Replica 1 ND Punto 2 Replica 2 ND Punto 3 Replica 1 ND Punto 3 Replica 2 ND Punto 4 Replica 1 ND Heptaclor DDE Endrin Dieldrín DDD DDT Metil Paration Paration Etroprofos ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND 55
Punto 4 Replica 2 Punto 5,1 Replica 1 Punto 5,1 Replica 2 Punto 5,2 Replica 1 Punto 5,2 Replica 2 Punto 5,3 Replica 1 Punto 5,3 Replica 2 Punto 6 Replica 1 Punto 6 Replica 2 Punto 7 Replica 1 Punto 7 Replica 2 Punto 8 Replica 1 Punto 8 Replica 2 Punto 10,1 Replica 1 Punto 10,1 Replica 2 Punto 10,2 Replica 1 Punto 10,2 Replica 2 Punto 10,3 Replica 1 Punto 10,3 Replica 2 Punto 11 Replica 1 Punto 11 Replica 2 Punto 13 Replica 1 Punto 13 Replica 2 ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND 0,085 ND ND ND ND ND ND ND ND ND 0,089 ND ND ND ND ND ND ND ND ND <LCM 0,086 ND ND ND ND ND ND ND ND <LCM <LCM ND ND ND ND ND ND ND ND 0,088 ND ND ND ND ND ND ND ND ND <LCM ND ND ND ND ND ND ND ND ND <LCM ND ND ND ND ND ND ND ND ND <LCM ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND <LCM ND ND ND ND ND ND ND ND ND <LCM ND ND ND ND ND ND ND ND ND <LCM ND ND ND ND ND ND ND ND ND <LCM ND ND ND ND ND ND ND ND ND 0,182 ND ND ND ND ND ND ND ND ND <LCM ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND Resultados corregidos por el sesgo ND: NO DETECTADO LCM: límite de cuantificación <LCM El valor detectado en la muestra en mayor que el limite de detección del método 0,016 ppb pero inferior al Limite de cuantificación 0,083 ppb 56
Concentraciones de Pesticidas encontradas en muestras de agua durante Muestreo II ppb (ng/ml) Muestra Estanques El Torno Punto 14,1 Replica 1 Punto 14,1 Replica 2 Punto 14,2 Replica 1 Punto 14,2 Replica 2 Punto 14,3 Replica 1 Punto 14,3 Replica 2 Las Mujeres Punto 9,1 Replica 1 Punto 9,1 Replica 2 Punto 9,2 Replica 1 Punto 9,2 Replica 2 Punto 9,3 Replica 1 Punto 9,3 Replica 2 Los Mancornados Punto 1,1 Replica 1 Punto 1,1 Replica 2 Punto 1,2 Replica 1 Punto 1,2 Replica 2 Punto 1,3 Replica 1 Punto 1,3 Replica 2 Agua de los Brazos y la Bahia Punto 2,1 Replica 1 Punto 2,1 Replica 2 Punto 2,2 Replica 1 Punto 2,2 Replica 2 Punto 3,1 Replica 1 Punto 3,1 Replica 2 Punto 3,2 Replica 1 Lindano Heptaclor DDE Endrin Dieldrin DDD DDT Metil Paration Paration Etroprofos ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND 57
Punto 3,2 Replica 2 ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND Punto 4 Replica 1 ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND Punto 4 Replica 2 ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND Punto 5,1 Replica 1 ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND Punto 5,1 Replica 2 ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND Punto 5,2 Replica 1 ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND Punto 5,2 Replica 2 ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND Punto 5,3 Replica 1 ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND Punto 5,3 Replica 2 ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND Punto 6,1 Replica 1 ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND Punto 6,1 Replica 2 ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND Punto 6,2 Replica 1 ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND Punto 6,2 Replica 2 ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND Punto 7,1 Replica 1 ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND Punto 7,1 Replica 2 ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND Punto 7,2 Replica 1 ND ND ND ND ND ND <LCM ND ND ND Punto 7,2 Replica 2 ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND Punto 8 Replica 1 ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND Punto 8 Replica 2 ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND Punto 10,1 Replica 1 ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND Punto 10,1 Replica 2 ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND Punto 10,2 Replica 1 ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND Punto 10,2 Replica 2 ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND Punto 10,3 Replica 1 ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND Punto 10,3 Replica 2 ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND Punto 11 Replica 1 ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND Punto 11 Replica 2 ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND Punto 13 Replica 1 ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND Punto 13 Replica 2 ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND Resultados corregidos por el sesgo ND: NO DETECTADO LCM: límite de cuantificación <LCM El valor detectado en la muestra en mayor que el limite de detección del método 0,016 ppb pero inferior al Limite de cuantificación para DDT 0,116 ppb 58
Tabla 20 Resultados de análisis de pesticidas organoclorados y organofosforados en muestreo I y II de sedimentos,
concentración en ppb
ND: No detectado
Resultados Muestreo I sedimentos ppb (ng/g) Muestra Lindano Heptaclor DDE Endrin Dieldrin DDD DDT Metil Paratión
Paration Punto 3,1 Replica 1 ND ND ND ND ND ND ND ND ND Punto 3,1 Replica 2 ND ND ND ND ND ND ND ND ND Punto 3,2 Replica 1 ND ND 3,93 ND ND ND ND ND ND Punto 3,2 Replica 2 ND ND 14,19 ND ND ND ND ND ND Punto 6,1 Replica 1 ND ND 5,24 ND ND ND ND ND ND Punto 6,2 Replica 1 ND ND ND ND ND ND ND ND ND Punto 6,2 Replica 2 <LCM ND 3,97 ND ND ND ND ND ND Punto 7,1 Replica 1 ND ND ND ND ND ND ND ND ND Punto 7,1 Replica 2 ND <LCM 4,99 ND ND ND ND ND ND Punto 7,2 Replica 1 <LCM ND ND ND ND ND ND ND ND Punto 7,2 Replica 2 ND ND 6,95 ND ND ND ND ND ND Punto 11,1 Replica 1 ND ND 20,82 ND ND ND ND ND ND Punto 11,1 Replica 2 ND ND ND ND ND ND ND ND ND Punto 11,2 Replica 1 ND ND ND ND ND ND ND ND ND Punto 11,2 Replica 2 ND ND 6,40 ND ND ND ND ND ND Punto 12,1 Replica 1 ND ND 13,61 ND ND ND ND ND ND Punto 12,1 Replica 2 ND ND 7,48 ND ND ND ND ND ND Punto 12,2 Replica 1 ND ND 30,97 ND ND ND ND ND ND Punto 12,2 Replica 2 ND ND ND ND ND ND ND ND ND Resultados corregidos por el sesgo ND: NO DETECTADO LCM: límite de cuantificación <LCM El valor detectado en la muestra en mayor que el limite de detección del método 3,75 ppb pero inferior al Limite de cuantificación LCM Lindano 30 ppb LCM Heptaclor 46 ppb Etroprofos ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND 2,59 ND 59
Resultados Muestreo II sedimentos ppb (ng/g) Muestra Lindano Heptaclor
DDE Endrin Dieldrin DDD DDT Metil Paratión
Paration Punto 3,1 Replica 1 ND ND ND ND ND ND ND ND ND Punto 3,1 Replica 2 ND ND ND ND ND ND ND ND ND Punto 3,2 Replica 1 ND ND ND ND ND ND ND ND ND Punto 3,2 Replica 2 ND ND ND ND ND ND ND ND ND Punto 6,1 Replica 1 ND ND ND ND ND ND ND ND ND Punto 6,1 Replica 2 ND ND 4,81 ND ND ND ND ND ND Punto 6,2 Replica 1 ND <LCM 3,75 ND ND ND ND ND ND Punto 6,2 Replica 2 ND <LCM 6,33 ND ND ND ND ND ND Punto 7,1 Replica 1 ND ND ND ND ND ND ND ND ND Punto 7,1 Replica 2 ND ND 4,10 ND ND ND ND ND ND Punto 7,2 Replica 1 ND ND ND ND ND ND ND ND ND Punto 7,2 Replica 2 ND <LCM ND ND ND ND ND ND ND Punto 11,1 Replica 2 ND ND 10,27 ND ND 188,76 <LCM ND ND Punto 11,2 Replica 1 ND <LCM 9,34 ND ND ND <LCM ND ND Punto 11,2 Replica 2 ND <LCM 10,53 ND ND ND ND ND ND Punto 12,1 Replica 1 ND <LCM 16,97 ND ND ND <LCM ND ND Punto 12,1 Replica 2 ND <LCM 10,69 ND ND ND ND ND ND Punto 12,2 Replica 1 ND ND 21,32 ND ND ND <LCM ND ND Punto 12,2 Replica 2 ND ND 10,31 ND ND ND ND ND ND Punto 10 Replica 1 ND ND ND ND ND ND ND ND ND Punto 10 Replica 2 ND ND ND ND ND ND ND ND ND Punto 5 Replica 1 ND ND 5,51 <LCM ND ND ND ND ND Punto 5 Replica 2 ND ND 3,81 ND ND ND ND ND ND ND: NO DETECTADO Resultados corregidos por el sesgo LCM: límite de cuantificación <LCM El valor detectado en la muestra en mayor que el limite de detección del método 3,75 ppb pero inferior al Limite de cuantificación LCM Heptaclor 46.6 ppb LCM Endrin 19,8 ppb LCM DDT 30 ppb Etroprofos ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND 60
Tabla 21 Resultados de análisis de pesticidas organoclorados y organofosforados en muestreo de sedimentos y suelo dentro de
los estanques de cultivo de camarón (Penaeus sp), concentración en ppb
ND: No detectado
Muestra El Torno Punto 14,1 Replica 1 Punto 14,1 Replica 2 Punto 14,2 Replica 1 Punto 14,2 Replica 2 Punto 14,3 Replica 1 Punto 14,3 Replica 2 Punto 14,1 Replica 1 Punto 14,1 Replica 2 Punto 14,2 Replica 1 Punto 14,2 Replica 2 Punto 14,3 Replica 1 Punto 14,3 Replica 2 Las Mujeres Punto 9,1 Replica 1 Punto 9,1 Replica 2 Punto 9,2 Replica 1 Punto 9,2 Replica 2 Punto 9,3 Replica 1 Punto 9,3 Replica 2 Punto 9,1 Replica 1 Lindano ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND 11,69 ND ND ND ND ND ND ND ND Muestreo de suelo y sedimentos en estanques de cultivo de camarón Heptaclor DDE Endrin Dieldrin DDD DDT Metil Paratión
Sedimento (5 cm ) ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND Suelo (20 cm) ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND 6,10 ND ND ND <LCM ND Sedimento (5 cm ) ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND Suelo (20 cm) ND ND ND ND ND ND ND Paration Etroprofos ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND 41,71 ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND 61
Punto 9,1 Replica 2 ND ND 5,05 ND ND ND ND ND ND Punto 9,2 Replica 1 ND ND 9,28 ND ND ND <LCM ND ND Punto 9,2 Replica 2 <LCM <LCM 7,98 <LCM <LCM <LCM <LCM ND ND Punto 9,3 Replica 1 ND ND ND ND ND ND ND ND ND Punto 9,3 Replica 2 <LCM <LCM 13,59 <LCM <LCM <LCM <LCM ND ND Los Mancornados Sedimento (5 cm) Punto 1,1 Replica 1 ND ND ND ND ND ND ND ND ND Punto 1,1 Replica 2 ND ND ND ND ND ND ND ND ND Punto 1,2 Replica 1 ND ND ND ND ND ND ND ND ND Punto 1,2 Replica 2 ND ND ND ND ND ND ND ND ND Punto 1,3 Replica 1 ND ND ND ND ND ND ND ND ND Punto 1,3 Replica 2 ND <LCM 4,86 ND ND ND <LCM 8,25 12,68 Suelo (20 cm) Punto 1,1 Replica 1 ND ND 3,85 ND ND ND ND ND ND Punto 1,1 Replica 2 ND <LCM 5,09 ND ND ND ND ND ND Punto 1,2 Replica 1 ND <LCM 19,61 <LCM <LCM <LCM <LCM ND ND Punto 1,2 Replica 2 ND <LCM 9,01 <LCM <LCM <LCM <LCM ND ND Punto 1,3 Replica 1 <LCM <LCM 11,11 <LCM <LCM <LCM <LCM ND ND Punto 1,3 Replica 2 <LCM <LCM 12,13 <LCM <LCM <LCM <LCM ND ND Resultados corregidos por el sesgo ND: NO DETECTADO LCM límite de cuantificación <LCM El valor detectado en la muestra en mayor que el limite de detección del método (3,75 ppb) pero inferior al Limite de cuantificación LCM Heptaclor 46.6ppb LCM Endrin 19,8 ppb LCM DDT 30 ppb LCM Lindano 30 ppb LCM Dieldrin 18.7 ppb ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND 10,98 ND ND ND ND ND ND 62
Tabla 22 Resultados de análisis de pesticidas organoclorados y organofosforados en de camarones, concentración en ppb
ND: No detectado
Cuantificación Camarones ng/g (ppb) Muestras Lindano Estanque El Torno M2R1ElTorno ND M2R2ElTorno ND M1R1ElTorno ND M1R2ElTorno ND Estanque Los Mancornados M1R1LM ND M1R2LM ND M2R1LM ND M2R2LM ND Estanque 31 de Diciembre M1R131Dic ND M1R231Dic ND M2R131Dic ND M2R231Dic ND Muestras brazo San Hilario M1 (15 gramos) ND M2 (15 gramos) ND M3 (30 gramos) ND M4 (30 gramos) ND ND: NO DETECTADO Resultados corregidos por el sesgo Heptaclor DDE Endrin Dieldrin DDD DDT Metil Etroprofos
Paration ND ND ND ND ND ND ND ND Paration ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND 21,27 ND ND ND ND ND ND ND 10,97 ND ND 63
Figura 15 Resultados relevantes muestreo de Agua época lluviosa
64
Figura 16 Resultados relevantes muestreo sedimentos época seca
65
Figura 17 Resultados relevantes muestreo sedimentos época lluviosa
66
5.5 Análisis de Resultados
Agua
En el muestreo de aguas no se detecta presencia de pesticidas organoclorados y
organofosforados en las aguas de los estanques de cultivo de camarón (Penaeus
sp.), tanto en la época seca como en la lluviosa.
En el muestreo de aguas circundantes a los estanques se observaron en el agua
concentraciones de Dieldrín en todas las replicas de los puntos de muestreo 5, 6 y
10, la concentración oscila entre 0,085 ng/ml (ppb) a 0,182 ng/ml (ppb). Este
hallazgo se dio únicamente en el muestreo de época seca ya que en el muestreo
de época lluviosa no se detectaron residuos de pesticidas en ninguna de las
muestras. El Dieldrín fue uno de los pesticidas utilizados en el cultivo de algodón,
el Aldrín, otro pesticida utilizado en el cultivo de algodón, se degrada rápidamente
a Dieldrín en el ambiente, se adhiere al suelo y se degrada muy lentamente.
Según el Ambient Water Quality Criteria for Aquatic Organism de la Agencia de
protección ambiental EPA, la máxima concentración de Dieldrín en agua
superficial salada para la cual una comunidad acuática puede estar expuesta
indefinidamente sin que resulte en efectos inaceptables es 0,1194 ng/ml (Se
excede únicamente en una muestra del punto 10).
Al comparar con los estudios hechos en el 76 (López) y en el 95 (Pacheco), un
punto de muestreo definido por ellos coincide con los puntos 5 y 10 de muestreo
de este estudio como muestra la Figura 15.
67
Punto 1 La Llanta
coincide con
puntos 5 y 10 del
estudio
Figura 18 Estaciones de muestreo, Bahía de Jiquilisco (Pacheco, 1995)
En el estudio de 1995 se observó la presencia de Dieldrín en el punto 1 y además
se observó un aumento del mismo con respecto a 1976. Esto posiblemente se
deba a que el DDT se prohibió en 1980 y el Dieldrín en 1986 por lo tanto puede
ser que una vez prohibido el DDT, este fuera sustituido por el Dieldrín. Si se
grafica las concentraciones de pesticidas encontradas en el punto 1 en los años
76 y 95 y las de los puntos 5 y 10 encontradas en este estudio se observa en
época seca como muestra la Figura 19 una reducción en el tiempo de la
concentración DDT y Metil Paratión, una aumento del Dieldrín entre 1975 y 1993 y
además se observa que las concentraciones de Dieldrín encontradas en la zona
Concentración ppb
en el estudio de 2007 son equivalentes a las encontradas en 1993.
0,25
0,2
Dieldrin
0,15
DDT
0,1
Metil Paration
0,05
0
Nov. 1975
Nov. 1993
Dic.2007
Fechas de muestreo
Figura 19 Evolución de concentración de pesticidas en punto de muestreo 5
68
En época lluviosa se observa (Figura 20) al comparar los 3 muestreos una
disminución del DDT en el tiempo, un aumento de Dieldrín y Endrín entre 1976
y 1994, sin embargo en el 2007 en esta época no se detectaron pesticidas en
Concentración ppb
la zona.
0,035
0,03
0,025
0,02
0,015
0,01
0,005
0
Dieldrin
Endrin
DDT
Mayo. 1976
Mayo. 1994
Junio.2008
Fechas muestreo
Figura 20 Evolución de concentración de pesticidas en punto de muestreo 5
Por otra parte, se detectó 4-4´DDD en una muestra del punto 5, el 4-4´DDD se
utilizó como plaguicida pero además es uno de los metabolitos del DDT cuando
este se degrada en el ambiente.
Sedimentos
Se muestrearon los sedimentos de las áreas circundantes de los estanques
camarones encontrando en época seca que en el 60% de las muestras (puntos 3,
6, 11, 12) hay presencia de DDE, en concentraciones que oscilan entre 3,93 ppb
hasta 30,97 ppb. El DDE es el principal metabolito del DDT y es muy persistente
en el medio ambiente y se adhiere muy fuertemente en el suelo.
Durante el muestreo en época lluviosa se agregaron 2 puntos más al muestreo de
sedimentos, el 5 y el 10, ya que los resultados de agua mostraban contaminación
del agua en esa zona. Los resultados de los análisis de estas muestras de
69
sedimentos revelan presencia de DDE en el punto 5, en concentraciones de 3,815,51 ppb.
Al igual que en la época seca en el 60% de las muestras (puntos 3, 6, 11, 12) hay
presencia de DDE en concentraciones que oscilan entre 3,75-21,32 ppb.
Además en época lluviosa se observó en los puntos 6, 11 y 12 presencia de
Heptacloro en los sedimentos en concentraciones inferiores al límite de
cuantificación establecido por el método.
El 17% de las muestras, en puntos 11 y 12, mostraron presencia de residuos de
DDT en concentraciones por debajo del límite de cuantificación establecido por el
método.
Sedimentos y suelos de los estanques
El muestreo del fondo de los estanques de cultivo de camarón se hizo a dos
niveles, los sedimentos constituidos por los 5 cm. de la capa superior del fondo del
estanque y los suelos que son capas más profundas, aproximadamente 20 cm.
por debajo del sedimento.
Los sedimentos de los estanques (5 cm. de profundidad) no reflejaron presencia
de los plaguicidas organoclorados y organofosforados evaluados para ninguno de
los dos periodos establecidos en el muestreo. Sin embargo, en los suelos de los
estanques (20 cm. de profundidad) se identificaron Heptacloro, Endrín, Dieldrín,
DDD y DDT, en concentraciones inferiores al límite de cuantificación respectivo
por lo cual no se puede asegurar la cantidad en que se encuentran pero sí se
puede confirmar su presencia. Pero sí se encontró DDE en los suelos en valores
cuantificables: 3,85-19,61 ng/g.
70
En cerca del 95% de las muestras de sedimento de los estanques y de la bahía al
extraer y limpiar los pesticidas se arrastraron junto a estos 3 interferencias, al
enviar 9 muestras al Instituto Químico de Sarriá en Barcelona donde se analizaron
con cromatografía de gases con espectrofotometría de masas, se reveló que
dichas sustancias son: cyclic octaatomic sulfur (23.1 min.); un compuesto que
tiene una masa molecular de 292 (32.3 min.) y una sustancia de masa molecular
275.1 (33.5 min.) Estas dos últimas no pudieron ser identificadas sus moléculas
ya que no se encontraban en la librería de moléculas del equipo. Como los pesos
moleculares de las sustancias son próximos a los pesos moleculares de los
pesticidas la técnica de separación por exclusión de tamaño no es efectiva.
Camarones
Se analizaron 4 muestras de camarones de cada estanque y no se detectó
presencia de pesticidas organoclorados ni organofosforados en el tejido del
mismo.
71
6. Conclusiones
El agua de los estanques no reflejó presencia de ninguno de los pesticidas, sin
embargo en el agua circundante a los estanques se detectó presencia de Dieldrín
en concentraciones de 0,085 a 0,182 ppb. El Dieldrín fue uno de los pesticidas
utilizados en el cultivo de algodón y su uso en la agricultura fue prohibido en 1986.
En el sedimento procedente de los estanques no se encontró ninguno de los diez
plaguicidas analizados. En el sedimento tomado en las zonas circundantes a los
estanques fueron encontrados tres de los diez plaguicidas, específicamente DDE,
Heptacloro y DDT, sin embargo los dos últimos en concentraciones abajo de los
límites
de
cuantificación
respectivos.
No
se
encontraron
parámetro
de
comparación respecto a los valores aceptables de dichas sustancias en
sedimentos. Esta nueva información quedaría como referencia para futuras
evaluaciones en la zona.
En el suelo de los estanques (capa a 20 cm. de profundidad) se detectaron seis de
los diez plaguicidas evaluados, Heptacloro, DDE, Endrín, Dieldrín, DDD y DDT,
prácticamente todos en concentraciones inferiores al límite de cuantificación. El
estanque Los Mancornados fue el que presentó más presencia de pesticidas
organoclorados, seguido del estanque de Las Mujeres y finalmente del Torno.
En el tejido de camarón (Penaeus sp.) de las muestras obtenidas en los estanques
objetos de estudio no se detectó presencia de pesticidas organoclorados y
organofosforados.
Según la información que proporcionan los espectros de masas, se observó que
las sustancias interferentes más repetidas en las muestras de sedimentos son:
cyclic octaatomic sulfur (23.1 min.) observado prácticamente en todas las
muestras; el compuesto que tiene una masa molecular de 292 (32.3 min.) y la
sustancia de masa molecular 275.1 (33.5 min.). Estas dos últimas no pudieron ser
72
identificadas sus moléculas, debido a que la base de datos del equipo no las ubico
con ninguna de las referencias que tiene en su memoria. Estas tres sustancias
fueron arrastradas junto a los pesticidas en los procesos de extracción y limpieza,
según los métodos aplicados y la técnica de limpieza por exclusión de tamaños no
es eficiente pues los pesos moleculares son muy próximos.
En conclusión, principalmente en los sedimentos de la zona se encuentran aún
evidencia de los compuestos organoclorados objeto de este estudio, aunque en
cantidades relativamente pequeñas
73
7. Recomendaciones
Extender esta investigación a otras áreas de producción de camarón (Penaeus
sp.) en la Bahía de Jiquilisco, es muy importante caracterizar el contenido de
plaguicidas en torno a las zonas de cultivo de camarón debido que éste es un
producto de consumo humano y además un producto con potencial de
exportación.
Ampliar la investigación a otras familias de plaguicidas utilizados en la actualidad
como carbamatos y piretroides para completar el estudio sobre el impacto de los
cultivos aledaños a la Bahía de Jiquilisco sobre el ecosistema de la misma. Así
mismo se recomienda investigar el efecto, sobre el ecosistema estuarino, de los
maduradores de caña de azúcar utilizados en grandes cantidades en la zona.
Para dar seguimiento a los resultados de este estudio, realizar una evaluación del
contenido de plaguicidas en bivalvos, en los puntos donde se ha detectado
presencia de pesticidas organoclorados en sedimentos (puntos 5, 6, 11 y 12), ya
que estos organismos son buenos indicadores para evaluar la penetración de
estas sustancias en el medio ambiente.
Se recomienda en este tipo de estudios siempre incluir el análisis de los
sedimentos dado que representan una matriz estable en el tiempo a diferencia del
agua cuya constante movimiento dificulta su análisis en el tiempo. Sin embargo
esta matriz es muy compleja y como se ha mostrado en el estudio en la zona de la
Bahía de Jiquilisco existen algunas sustancias difíciles de remover que interfieren
con la cuantificación de pesticidas organoclorados y organofosforados por lo tanto
se recomienda en esta matriz realizar cuantificación por estándar externo.
En la ejecución de este proyecto se enfrentó la dificultad de las pocas condiciones
que ofrece el país para la investigación, por ejemplo la adquisición de insumos y
74
equipo puede tardar entre 3 a 6 meses por lo que se recomienda tomar en cuenta
dicha dificultad en los cronogramas de las investigaciones.
75
Bibliografía
1. Pacheco, R. Residuos de Plaguicidas en agua, sedimento y organismos
acuáticos en la bahía de Jiquilisco. Universidad de El Salvador.1995.
2. Rodríguez, M. “Diagnóstico situacional del uso de DDT en los Programas de
Control de Vectores en El Salvador”. Ministerio de Salud Pública y
Asistencia social, Programa de Acción Integral (PAI).2001
3. MARN; Plan de Manejo del Área Natural Bahía de Jiquilisco; San Salvador;
El Salvador; 2004
4. MARN/AECI; Complejo Bahía de Jiquilisco. Propuesta de sitio Ramsar; San
Salvador; El Salvador; 2004
5. MARN;
Diagnóstico
Línea
Base
de
condiciones
biofísicas
y
socioeconómicas del Área de Conservación Jiquilisco y Jaltepeque.
Proyecto ECOSERVICIOS. Documento sin publicar. Disponible MARN; 2003
6. Hernández-Rauda R., W.A. López & M.Vásquez-Jandres; El cultivo del
camarón marino en la Bahía de Jiquilisco, Usulután, El Salvador; Instituto de
Ciencias del Mar y Limnología, Facultad de Ciencias Naturales y
Matemática, Universidad de El Salvador, 2006.
7. Hamilton D.J. et al; Regulatory limits for pesticide residues in water (IUPAC
Technical Report); Pure Appl.Chem.; Vol 75 N°8; p.1123-1155; 2003
8. EPA; Waste-Hazard Waste-Test Methods, SW-846 On Line disponible en:
http://www.epa.gov/epawaste/hazard/testmethods/sw846/online/index.htm
76