Limitaciones fotosintéticas de Eucryphia cordifolia Cav. bajo

Limitaciones fotosintéticas de Eucryphia cordifolia Cav.
bajo disponibilidades hídricas y lumínicas
contrastantes: Influencia de la edad foliar,
aclimatación estructural y bioquímica
Patrocinante: Sr. Rafael Coopman
Ruiz- Tagle.
Seminario de investigación (GFOR
301) presentado como parte de los
requisitos para optar al Título de
Ingeniero en conservación de
recursos naturales. Programa de
vinculación con Magister en Ciencias
mención recursos forestales.
LORETO VIOLETA MORALES ORELLANA
VALDIVIA
2012
CALIFICACIÓN DEL COMITÉ DE TITULACIÓN
Nota
Profesor guía:
Sr. Rafael Coopman
______
Informante:
Sr. León Bravo
______
Informante:
Sr. Mylthon Jiménez
______
El Patrocinante acredita que el presente Trabajo de Titulación cumple con los
requisitos de contenido y de forma contemplados en el reglamento de Titulación de la
Escuela. Del mismo modo, acredita que en el presente documento han sido
consideradas las sugerencias y modificaciones propuestas por los demás integrantes
del Comité de Titulación.
_______________________________
Sr. Rafael E. Coopman Ruiz-Tagle
RESUMEN
La baja disponibilidad de agua puede afectar el crecimiento, la fotosíntesis, y la
supervivencia de las plántulas. El déficit hídrico, combinado con alta radiación
incrementan la fotoinhibición, pudiendo causar daños irreversibles en las hojas. Los
modelos predicen que las lluvias de verano disminuirán significativamente en el
centro sur de Chile (ICPP 2007). Por lo tanto, las plántulas estarán bajo estrés
hídrico considerablemente mayor que en la actualidad durante su temporada de
crecimiento. En este proyecto, se estudiarán los efectos del estrés hídrico y lumínico
en una de las especies más comunes y económicamente prometedora de los
bosques templados de Chile, Eucryphia cordifolia Cav. (Cunoniaceae). Se pretende
explorar cómo la morfo-anatomía y las funciones relacionadas con la fotosíntesis se
ven afectadas por la escasez de agua en combinación con alta irradiación. En este
sentido se estudiará el efecto de la interacción de estreses sobre las limitaciones de
difusión y bioquímicas de la fotosíntesis. Estudiando además como varían estas
limitaciones con la ontogenia y el despliegue foliar.
1. INTRODUCCIÓN
En el contexto global podemos observar que los ecosistemas terrestres y marinos se
encuentran constantemente en estado de cambio. Estos cambios pueden tener
relación con factores naturales, tales como dinámicas ecosistémicas o autoecología
de las especies, así como estar causados por factores antrópicos, como la
contaminación, el cambio de uso de suelo o el calentamiento global. En este sentido
el cambio climático y el cambio de uso de la tierra han sido vistos como las
principales causas del deterioro ambiental para Latinoamérica durante el presente
siglo (Veblen et al. 2007). En el caso específico del cambio climático observaciones
hechas en todos los continentes y en la mayoría de los océanos evidencian que
numerosos sistemas naturales están siendo afectados por cambios del clima
regional, particularmente por un aumento de la temperatura (IPCC 2007). En este
sentido se espera que los bosques de todo el mundo se vean influenciados por los
efectos del cambio climático dentro del presente siglo (Estaugh 2008). Para el caso
puntual de la zona centro sur de Chile se espera una disminución en un 40% de las
precipitaciones en verano y un aumento en la temperatura de hasta 3º C. Lo anterior,
generará condiciones de mayor demanda hídrica durante la temporada de
crecimiento, con consecuencias no determinadas en la dinámica regenerativa de los
bosques.
La constatación de la plasticidad fenotípica en muchos grupos de organismos
ha despertado un creciente interés por comprobar hasta qué punto estas respuestas
plásticas se traducen en soluciones adaptativas en ambientes heterogéneos y
cambiantes (Relyea 2002, West-Eberhard 2003). En particular, las respuestas
fotosintéticas son sensibles al estrés ambiental y se relacionan con el desempeño de
las plantas en sus ambientes naturales. Esta respuesta adaptativa es sumamente
importante ya que determina la distribución, supervivencia y crecimiento de las
plantas (Valladares 2004). La utilización fotoquímica de la luz absorbida usualmente
esta modulada por la ocurrencia de factores de estrés adicionales que interactúan en
condiciones de campo. Así las respuestas de las plantas a la luz van a estar
afectadas por la disponibilidad hídrica (Valladares y Pearcy, 1997) debido a que el
déficit hídrico es uno de los principales factores ambientales que limitan la
fotosíntesis, el crecimiento y la productividad vegetal (Wullschleger et al. 2002),
afectando la distribución y la abundancia de muchas especies de plantas (Schulze et
al. 1987). En este aspecto el cierre estomático es considerado como una respuesta
fisiológica temprana al déficit hídrico, lo cual resulta en disminución de la tasa de
asimilación de CO2 (AN), mediante una limitada disponibilidad de CO2 en el mesófílo
(Cornic 2000), por otra parte, existe evidencia de que los procesos fotosintéticos en
el mesófílo tales como, actividad de las RUBISCO, regeneración de la RuBP,
suministro de ATP, tasa de trasporte de electrones (J) y eficiencia en la captura
lumínica son afectados cuando el estrés hídrico aumenta (Flexas y Medrano, 2002;
Lawlor 2002; Lawlor y Cornic, 2002; Grassi y Magnani, 2005; Zhou et al. 2007;
Gomes et al. 2008). Por otra parte el desarrollo de estrategias adaptativas durante
las etapas tempranas de la ontogenia se consideran determinantes en la
supervivencia en ambientes con distintos tipos de estrés (Rose et al. 2009). Se ha
demostrado que la conductancia del mesófílo (gm) aumenta junto con la capacidad
fotosintética de la hoja reflejando modificaciones dependientes de la edad en la
diferenciación del mesófilo y cloroplastos que conducen al aumento de la superficie
expuesta del cloroplasto, mejorando así la difusión (Hanba et al. 2001; Miyazawa y
Terashima, 2001; Miyazawa et al. 2003; Tosens et al. 2012). A pesar de que existe
un creciente consenso en la importancia de gm en la fotosíntesis, preexiste una
limitada y contradictoria información respecto a la dinámica de las modificaciones de
gm a través de la ontogenia foliar y en los efectos del estrés sobre gm a largo plazo.
Además hay una falta general de conocimientos acerca de los efectos interactivos
del desarrollo foliar y el estrés (Tosens et al. 2012).
En Chile, la información disponible acerca de las respuestas fotosintéticas de
las especies arbóreas a variables ambientales es escasa y dispersa, existe la
necesidad de disponer de una línea base de la resistencia al estrés ambiental
hídrico y lumínico de las especies para poder tomar decisiones, por ejemplo, de
endurecimiento en vivero basándose en criterios científicos. Desde el punto de vista
silvicultural, de manejo forestal y también de restauración ecológica, esta información
constituiría un gran aporte, ya que permitiría, por un lado, predecir el comportamiento
de las especies a estos cambios globales y por otro lado permitiría realizar manejos
silviculturales o restaurativos más eficientes. De esta manera, conocer los niveles
óptimos y de tolerancia al estrés ambiental y los mecanismos fisiológicos que los
subyacen, en las diversas especies que componen el bosque, es de vital importancia
para elaborar estrategias racionales de restauración de ecosistemas boscosos.
El presente estudio generará conocimiento ecofisiológico acerca de cuáles
serán las respuestas fotosintéticas de Eucryphia cordifolia a los futuros cambios
ambientales. La especie a estudiar (Ulmo) corresponde a una planta
económicamente promisoria debido a su rápido crecimiento, madera altamente
apreciada para mueblería, construcción y leña, en adición sus flores son usadas en
la producción de miel de alta calidad y demanda.
Esta especie es una de las mas comúnmente encontradas en el bosque
templado lluvioso de Chile y se encuentra definida dentro del piso vegetacional
Bosque laurifolio templado interior asociada a Nothofagus dombeyi (Luebert y
Pliscoff, 2006). El Bosque Laurifolio es una de las formaciones vegetacionales
predominantes en la Región de los Ríos, al extenderse desde el sur del paralelo 39º
hasta el paralelo 44º, ocupando los faldeos de ambas cordilleras, Corresponde a una
región que ocupa una reducida extensión y en varios casos fragmentada dentro de la
cual solo un 5,1% de su superficie total se encuentra cubierta por el SNASPE.
PREGUNTA DE INVESTIGACIÓN
Al considerar la aclimatación estructural foliar como una respuesta anatómica
irreversible a las condiciones ambientales imperantes durante su desarrollo y por el
contrario a la aclimatación bioquímica como dinámica e reversible. Nos preguntamos:
¿Cómo varían las limitaciones de difusión del CO2 y bioquímicas de la fotosíntesis
entre cohortes foliares de Eucryphia cordifolia desplegadas secuencialmente durante
la estación de crecimiento y expuestas a cambios en las disponibilidades de luz y
agua?
OBJETIVO GENERAL
Evaluar el cambio en las limitaciones fotosintéticas entre cohortes de hojas parcial
(bioquímica) y totalmente aclimatadas (bioquímica y anatómicamente) a
disponibilidades hídricas y lumínicas contrastantes.
OBJETIVOS ESPECÍFICOS
1. Cuantificar los efectos de la edad, disponibilidad hídrica y lumínica en las
limitaciones de la fotosíntesis a nivel de cohorte
2. Definir la implicancia que tiene las características morfoanatómicas y bioquímicas
(capacidad de carboxilaxión de la RUBISCO y partición del nitrógeno), de las
cohortes desarrolladas pre y post tratamiento hídrico y lumínico en la
determinación de las limitaciones fotosintéticas.
HIPÓTESIS
H1: Hojas más viejas que estén expuestas a cambios en las disponibilidades de luz y
agua presentes durante su desarrollo
presentarán limitaciones de difusión
estructurales mayores que hojas desarrolladas en la condición actual. En este caso,
esperamos que la aclimatación parcial estructural resulte en limitaciones de difusión
del CO2 mayores en hojas viejas que en hojas nuevas. Dado que la aclimatación total
del aparato fotosintético (anatómica y bioquímica), genera un incremento en la tasa
de fotosíntesis aumentando la demanda por CO2 en el estroma, la que a su vez se ve
limitada por la difusión estructural de las hojas viejas desarrolladas en condiciones
lumínicas diferentes.
H2: Las limitaciones de difusión del CO2 (estomática y del mesófílo) constituirán las
mayores limitaciones de la fotosíntesis en plántulas aclimatadas al estrés hídrico,
independientes de su condición lumínica.
2. MARCO TEÓRICO
2.1 Estrés conceptos generales
Todos los organismos están limitados en su desarrollo por el medio ambiente. Estas
limitaciones e impactos pueden ser bióticos o abióticos. Cuando una planta está
sometida a condiciones diferentes de las óptimas para la vida se dice que está
sometida a estrés (Valladares et al. 2005), en este sentido existen periodos o etapas
del desarrollo, como el estadio de plántula, donde las especies pueden ser
particularmente sensibles (o insensibles) a un estrés determinado.
Stocker (1932) describió el estrés como un estado en el cual las crecientes
demandas de una planta conducen a una desestabilización inicial de sus funciones,
seguidas por una normalización y mejora en la resistencia. Por otra parte plantea que
si los límites de la tolerancia son excedidos y la capacidad de aclimatación es
sobrepasada, los resultados pueden ser daño permanente o incluso la muerte. En
este sentido la mayor resistencia a un determinado tipo de estrés puede estar ligada
no sólo a diferencias en el tipo de estrategias de respuesta utilizadas, sino también
por poseer diferentes grados de plasticidad fenotípica en relación a variables que
conducen a la resistencia al estrés (Valladares et al. 2002).
2.2 Estrés Hídrico
El estrés hídrico, como cualquier otro estrés, limita la capacidad de la planta de
emplear fotoquímicamente la luz que absorbe, además de afectar directamente el
crecimiento y la productividad vegetal (Wullschleger et al. 2002). La disminución en la
fotosíntesis, ocasionada por factores estomáticos y no-estomáticos (Lawlor 2002;
Tezara et al. 2003), va acompañada por una disminución en la tasa de transpiración
y en la conductancia estomática, además de una menor actividad fotoquímica del
fotosistema II (Tezara et al. 2005), menor área foliar y cambios en la longitud de la
raíz, por otro lado el estrés hídrico produce un incremento de la resistencia al flujo
de CO2 a nivel de las células del mesófilo, provocando una disminución de la
conductancia en la fase liquida del mesófilo (Flexas et al. 2004) lo que disminuye el
paso desde la superficie celular hasta el interior del cloroplasto (Lawlor y Uprety,
1992), y la alteración de los procesos fotoquímicos en las membranas tilacoidales.
Diversos estudios sugieren que las reducciones en la fotosíntesis a corto
plazo durante la sequia son atribuidos a un incremento en la resistencia a la difusión
de CO2 hacia los cloroplastos así como a la inhibición metabólica. Mucho énfasis
se ha puesto en la importancia del cierre estomático en la reducción de la
fotosíntesis, siendo definida como una de las principales causas de la disminución de
la fotosíntesis (Kramer 1983) encontrándose fuertes correlaciones entre apertura
estomática, transpiración y tasas fotosintéticas. Así es como reducciones temporales
al mediodía en la fotosíntesis ocurren comúnmente y han sido asociadas al cierre
estomático lo que limita la absorción de CO2 por las hojas (Tenhunen et al. 1982).
Por otra parte la falta de agua puede afectar los sistemas cosechadores de luz
en los tilacoides, así como la cadena transportadora de electrones, los sistemas
transductores de energía (producción de ATP), el ciclo de reducción fotosintético del
carbón en el estroma de cloroplasto, y la utilización de los asimilados. Como
consecuencia, afecta el rendimiento cuántico (moles de CO2 por moles de fotones
absorbidos) y la fotosíntesis máxima. Así, la disipación térmica de la energía
aumenta debido a disminución de la disipación fotoquímica, que usualmente esta
asociada a disminución en la disponibilidad de CO2 en el estroma que conduce a una
limitación por sustrato de la RUBISCO (Sharkey y Badger, 1982; Lawlor y Uprety,
1992; Monneveux 1993).
La principal influencia del estrés hídrico sobre el metabolismo de carbono no
parece implicar a la RUBISCO, en este sentido numerosos estudios han demostrado
que la actividad de esta enzima es reducida menormente bajo estrés hídrico. En este
aspecto Tezara et al. (1999) evaluó si AN estaba controlada por gs o por factores
metabólicos (intercambio de CO2 y O2) mediante la determinación de importante
indicadores de la bioquímica fotosintética (Concentración de ribulosa 1,5 bifosfato
(RuBP) y RUBISCO del ciclo de Calvin). Se consideró el papel del ATP, en
particular, porque, a pesar de que la inhibición de la fotofosforilación se ha
demostrado, no está ampliamente aceptado que induzca una disminución en la
regeneración de la RuBP y AN. En el estudio la enzima ATP-sintetasa (factor de
acoplamiento) disminuyó con el estrés y la asimilación fotosintética del CO2 por las
hojas bajo estrés no estuvo limitada por la difusión del CO2, sino por la inhibición de
la síntesis de la RuBP, relacionada con un menor contenido de ATP resultante de la
pérdida de la ATP sintetasa. A su vez como las actividades de las enzimas del ciclo
de reducción del carbono fotosintético y la concentración de otros metabolitos no
variaron mucho con la imposición de estrés hídrico, los autores concluyeron que la
regeneración de RuBP fue un importante factor limitante en plantas bajo estrés
hídrico.
La aclimatación foliar al estrés hídrico
trae consigo una serie de
modificaciones en la estructura del follaje tales como un incremento en el espesor de
las paredes celulares, un mayor grado de lignificación de la pared celular y por sobre
todo un incremento en la densidad del follaje (Salleo y Lo Gulló, 1990; Grossoni et al.
1998; Niinemets y Kull, 1998; Niinemets et al. 2006). Tales alteraciones químicas y
estructurales mejoran colectivamente la tolerancia a potenciales hídricos más bajos,
sin embargo, estas alteraciones podrían resultar en mayores limitaciones a la
difusión del CO2 desde los espacios intracelulares hacia los sitios de carboxilación
en el cloroplasto.
Adicionalmente la regulación de la tasa de fotosíntesis a su vez está
relacionada con la concentración de nitrógeno (Field y Mooney, 1986, Evans 1989,
Whitehead et al. 2011), hojas más viejas generalmente tienen tasas de fotosíntesis
menores atribuidas a concentraciones más bajas de nitrógeno y disminución en la
proporción de RUBISCO y contenido de clorofila (Warren y Adams 2001, Whitehead
et al. 2011), variaciones en la ultraestructura del cloroplasto y LMA (Reich et al. 1991;
Schaffer et al. 1991; Sobrado 1994; Niinemets et al. 2005, Zhang et al. 2008) o
cambios en las estructuras anatómicas durante el proceso de envejecimiento (Field
y Mooney, 1983; Xie y Luo, 2003; Petri et al. 2011). En este sentido hojas más viejas
presentan limitaciones de difusión estructurales como resultado de la aclimatación
estructural foliar a las disponibilidades de luz presentes durante su desarrollo. Sin
embargo variados estudios han reportado una cierta aclimatación de la capacidad
fotosintética foliar de hojas completamente maduras después de una incremento de
disponibilidad luz en la hoja (Sims y Pearcy, 1989; Naidu y DeLucia, 1997; Oguchi et
al. 2003, 2005; Niinemets et al. 2006). No obstante el patrón de fotosíntesis en
función de la edad de la hoja puede variar entre especies
(Bertamini y
Nedunchezhian 2002; Hanba et al. 2001; Field y Mooney, 1983; Schaffer et al. 1991,
Zhang et al. 2008).
2.3 Limitaciones de la fotosíntesis
La fotosíntesis puede verse afectada por cualquier variación de los factores
ambientales, ya sean disponibilidad de luz, agua y temperatura, principalmente. La
interacción de ellos, podría sinérgicamente reducir la tasa de asimilación de carbono,
provocando la disminución del balance de carbono, limitando la productividad y
crecimiento vegetal (Boyer 1982; Chaves et al. 2003; Flexas et al. 2006). La
limitación de la actividad fotosintética ha sido ampliamente estudiada bajo diferentes
niveles de disponibilidad hídrica y se ha descrito a través de la limitación no
estomática (NSL = MCL + BL) y limitación de la difusión de CO2 (DL = SL + MCL),
por lo tanto de tres componentes: (1) la limitación por conductancia estomática (gs)
(SL), (2) por la conductancia del mesófilo (gm) (MCL), y (3) limitaciones bioquímicas
(BL) (Grassi y Magnani, 2005). La primera de ellas suele ser la más temprana,
producto del cierre estomático inducido por sequía, provocando la mayor limitación
de la difusión de CO2 desde el ambiente al interior de la hoja. La segunda está
relacionada directamente con la resistencia interna a la difusión de CO 2 desde la
cavidad subestomática hacia el sitio de carboxilación en los cloroplastos (Flexas et
al. 2008). Finalmente, las limitaciones bioquímicas se han descrito como el
decrecimiento de la capacidad de carboxilación (Vc,max) y la regeneración de RuBP
(Grassi y Magnani, 2005; Gallé et al. 2009; Flexas et al. 2009).
El grado de disminución de procesos metabólicos, tales como la regeneración
de RuBP, la síntesis de ATP, el transporte de electrones, la actividad de RUBISCO y
la fotoinhibición crónica suelen ser concomitantes con la disminución de la
conductancia estomática causada por el estrés hídrico (Flexas y Medrano, 2002). Por
otra parte, la relación interespecífica entre conductancia del mesófilo y LMA (g m -2),
como indicador de la estructura foliar), en ausencia de estrés, demostró fijar el límite
para la máxima conductancia del mesófilo (Flexas et al. 2008). El incremento en la
asimilación de CO2 se produce cuando aumenta la disponibilidad hídrica y lumínica,
diferencialmente de la concentración ambiental de CO2, variando el punto de
saturación (Schulze et al. 2002). Se ha demostrado que el déficit hídrico afecta las
componentes de difusión de CO2 y que la luz regula la síntesis de ATP para la
regeneración de RuBP, afectando la componente bioquímica de la fotosíntesis
(Flexas y Medrano, 2002; Flexas et al. 2002; Grassi y Magnani, 2005; Gallé et al.
2009; Flexas et al. 2009). Sin embargo, para favorecer la comprensión de las
limitaciones de la fotosíntesis es importante considerar el efecto combinado de
factores ambientales (Flexas et al. 2009), así como también la morfo-anatomía foliar.
2.4 Fotosíntesis y aclimatación foliar: Interacción entre estrés hídrico y lumínico
Los efectos de la disponibilidad de agua y luz en la asimilación de carbono (AN)
difieren ampliamente entre las especies con distintas tolerancias a la sombra y entre
individuos desarrollados bajos distintas disponibilidades lumínicas e hídricas.
Especies intolerantes a la sombra están expuestas a alta radiación y presentan
resistencia a la sequía. Mientras que especies tolerantes a la sombra presentan
plasticidad morfológica y fisiológica para maximizar la captura de luz y asimilación de
carbono en la sombra. Las hojas desarrolladas bajo alta radiación son más gruesas,
con mayor LMA y con pequeños y abundantes estomas que le permiten evitar o
tolerar la desecación (Abrams et al. 1990). Al contrario, hojas de sombra son más
delgadas con altas tasas de transpiración y tienden a ser sensibles al déficit hídrico
(Abrams et al. 1990). Se plantea que la susceptibilidad a la fotoinhibición puede
incrementarse en fenotipos de sombra (Ögen y Rosenvisqt, 1992), en este sentido
las hojas de sombra tienden a ser mas sensibles a la sequia que las hojas de sol en
la mayoría de las especies (Abrams y Mostoller, 1995).
Por otro lado existe una aclimatación estructural en plántulas desarrolladas en
ambientes lumínicos de alta y baja luz. Plantas que se desarrollan en ambientes de
mayor intensidad lumínica presentan una mayor relación raíz/tallo, menor relación
área de hojas/masa seca de planta (LAR) y mayor LMA contribuyendo a evitar el
estrés por sequia en alta luz. Al contrario plantas desarrolladas en condiciones de
baja luz, muestran respuestas morfológicas comunes (Kitajima 1994, Broncano et al.
1998, Gardiner y Hodges, 1998, Pattison et al. 1998) que promueven la eficiencia en
la captura lumínica, como por ejemplo tallos más largos, alto LAR y bajo LMA. Se ha
reportado además que plantas desarrolladas en estrés por alta luz disminuyen la
concentración de clorofila total para regular la absorción de la luz (Demmig-Adams y
Adams, 1992; Marsuki et al. 2003).
El estrés hídrico y lumínico producen en forma sinérgica una disminución de la
tasa de fotosíntesis. Las plantas son capaces de aclimatarse a estos factores, ya que
éstos inducen cambios en el aparato fotosintético y en la arquitectura de copa
(Pearcy y Yanng, 1996; Valladares y Pugnaire, 1999; Ensminger et al. 2006). El
estrés hídrico reduce el crecimiento en altura, la longitud de los entrenudos, la
longitud del peciolo y el tamaño y área de la hoja. Por lo tanto, reduce la razón
tallo/raíz (Valladares y Pugnaire, 1999; Larcher 2003). La presión del estrés hídrico
puede modificar el grado de auto-sombreado, los ángulos de la hoja en relación con
la luz incidente, y a la eficiencia fotosintética en el uso de la luz por la planta.
Además, estas características arquitectónicas pueden alterar la proporción e
intensidad de la radiación directa y la radiación difusa absorbida por las hojas
(Pearcy y Yang, 1998).
Adicionalmente la regulación de la tasa de fotosíntesis en ambientes
heterogéneos está relacionada con la concentración de nitrógeno (Field y Mooney,
1986, Evans 1989, Whitehead et al. 2011), modificaciones en la eficiencia de
intercepción de la luz dependen de las variaciones en las inversiones de nitrógeno en
la cosecha de luz (polipéptidos de la antena y contenido de clorofila) vs. la
capacidad de carboxilación que se relaciona con la concentración de RUBISCO
(partición en la inversión de nitrógeno). Resultados obtenidos por Niinemets et al.
(2007) demuestran que aunque el contenido de clorofila aumente dos veces por
unidad de área la absorción de luz aumenta solo en un 16%, por otra parte, la
distribución de la misma cantidad de clorofila sobre un área foliar dos veces más
grande mejora la interceptación de luz total en un 100%. De esta manera la
aclimatación a baja luz esta asociada a la generación de un área foliar más grande
en relación a una masa foliar seca dada (baja LMA), resultando en “smearings” de
clorofila sobre un área más grande, así como en un aumento en la inversión de
nitrógeno a la cosecha de luz. En condiciones de baja luz las plantas pueden invertir
hasta un 60% del nitrógeno total de la hoja en la recolección de luz aumentando la
absorbancia por masa seca y la eficiencia en la cosecha de la luz por unidad de
masa foliar (Hirose y Werger, 1995; Niinemets et al. 2007).
2.5 Fotosíntesis y edad foliar: Interacción de entre estrés hídrico y lumínico
La variación en la capacidad fotosintética con la edad foliar se correlaciona con el
contenido de clorofila, contenido de nitrógeno en la hoja, actividad y contenido de
RUBISCO, ultraestructura de cloroplastos, la difusión del CO2 y la masa de hoja seca
por unidad de área (Reich et al. 1991; Schaffer et al. 1991; Sobrado 1994; Niinemets
et al. 2005). Además, la variación de la capacidad fotosintética relacionada con la
edad y la eficiencia fotosintética del uso del nitrógeno se relaciona con la longevidad
foliar (Zhang et al. 2008). Por otra parte, el patrón de fotosíntesis en función de la
edad de la hoja puede variar entre especies o tipos de plantas (Bertamini y
Nedunchezhian, 2002; Hanba et al. 2001; Field y Mooney, 1983; Schaffer et al. 1991,
Zhang et al. 2008), en este sentido la mayoría de las plantas leñosas perennes
muestran un aumento relativamente lento de la tasa fotosintética durante la
expansión foliar. La fotosíntesis neta alcanza el máximo cuando las hojas están
completamente desarrolladas, y luego disminuye lentamente (Sobrado 1994; Kitajima
et al. 2002). Para otras especies como las herbáceas, los máximos fotosintéticos
ocurren antes de que las hojas se expandan completamente, y luego rápidamente
disminuyen (Reich 1984; Gay y Thomas, 1995; Zhang 2008).
El contenido de nitrógeno foliar varía con la edad, hojas más viejas
generalmente tienen tasas de fotosíntesis menores
atribuidas a menores
concentraciones de nitrógeno y disminución en la proporción de RUBISCO y
contenido de clorofila (Warren y Adams, 2001, Whitehead et al. 2011 A su vez
durante el proceso de envejecimiento foliar se generarán variaciones en la
ultraestructura del cloroplasto, masa seca por unidad de área en la hoja (Reich et al.
1991; Schaffer et al. 1991; Sobrado 1994; Niinemets et al. 2005, Zhang et al. 2008) y
cambios en las estructuras anatómicas (Field y Mooney, 1983; Xie y Luo, 2003; Petri
et al. 2011), tales como la lignificación de la paredes celulares y la cantidad de
paredes celulares totales (Damesin et al. 1998). En este sentido paredes celulares
lignificadas más gruesas mejoran la resistencia del follaje a la sequía (Niinemets
2001), pero concomitantemente generan una disminución en la difusión del CO2
desde la superficie exterior de las paredes celulares hacia los sitios de carboxilación
en los cloroplastos (gm) (Evans y Loreto, 2000). Muchos de los estudios muestran
que la variación en la fotosíntesis de la hoja con la edad está relacionada con la
variación relativa de gs y gm (Hanba et al. 2001; Hieke et al. 2002; Warren 2006),
pero que gm limita la fotosíntesis con más fuerza que la gs en las hojas viejas
(Niinemets et al. 2005; Warren 2006). La disminución en gm puede disminuir las tasas
de fotosíntesis con cualquier contenido foliar de nitrógeno, explicando una menor
capacidad fotosintética y eficiencia del uso del nitrógeno en hojas más viejas (
Niinemets et al. 2005) En este sentido hojas más viejas que estén expuestas a
cambios en las disponibilidades de luz presentes durante su desarrollo presentarán
limitaciones de difusión estructurales mayores que hojas desarrolladas en la
condición actual, como resultado de la irreversible aclimatación estructural foliar y a
la dinámica aclimatación bioquímica a las disponibilidades de luz presentes durante
su desarrollo.
Se ha comprobado que el incremento en la reducción de CO2 en los
cloroplastos se encuentra negativamente asociado a un mayor LMA y positivamente
relacionado con la concentración de nitrógeno, incrementos dependientes de la edad
en LMA reflejan el incremento en la fracción de las paredes celulares en las hojas
mas que cambios en las capas del mesófílo. En hojas jóvenes se ha demostrado que
el incremento en el ancho de la pared celular resulta en relaciones mas bajas de
Cc/Ci lo cual estaría dado por una menor gm (Miyazawa y Terashima, 2001;
Miyazawa, Makino y Terashima, 2003, Niinemets et al. 2005).
Modificaciones importantes en la anatomía foliar, actividad fotosintética y el
grado de limitaciones de difusión del CO2 se producen en las hojas en desarrollo.
Debido a la limitada relación entre el área expuesta de superficie de cloroplasto al
espacio intercelular por área foliar (Sc/S). Los factores ambientales de estrés pueden
modificar la temporalidad del desarrollo del follaje, así como el grado de las
limitaciones de difusión del CO2. En particular, en plántulas sombra tolerantes
aumentan las limitaciones de difusión debido a una menor Sc/S y cloroplastos más
gruesos; por otra parte el estrés por sequía en alta luz aumenta las limitaciones a
causa de la reducción Sc/S y engrosamiento de las paredes celulares. Se sugiere
que estas diferencias en el grado de limitaciones fotosintéticos en las hojas bajo
estrés deben ser incluidos en las predicciones de la fotosíntesis en ambientes
estresantes (Tosens et al. 2012).
Estudios indican que la edad de la hoja ejerce un mayor control sobre la
capacidad fotosintética del follaje y cambian las limitaciones de difusión internas de la
fotosíntesis, así como también los potenciales fotosintéticos del follaje relacionados
con la concentración de nitrógeno. (Tosens et al. 2012). Por otro lado estudios han
demostrado diferencias en Nm (concentración de nitrógeno por unidad de masa) y
Vc,max (velocidad máxima de carbolixación) entre edades foliares, apoyando la
hipótesis de que las diferencias en la tasa de fotosíntesis son atribuibles a
limitaciones bioquímicas de la fotosíntesis, posiblemente asociado con una baja
disponibilidad de nitrógeno (Whitehead et al. 2011).
3. MATERIALES Y MÉTODOS
3.1 Sitio de estudio
El estudio se llevará a cabo en el Vivero experimental de la Facultad de Ciencias
Forestales y Recursos Naturales de la Universidad Austral de Chile. El vivero se
encuentra dentro de la isla teja entre el parque Saval y el fundo teja norte ubicado en
los 39°30´ latitud sur y 74°04´ longitud oeste (Huber 1995). El cultivo controlado será
montado una vez iniciado el mes de septiembre, contabilizando tres meses para la
duración del ensayo de crecimiento y dos meses de mediciones.
Figura 1. Ubicación Vivero experimental de la Facultad de Ciencias Forestales y
Recursos Naturales UACh.
3.2 Material vegetal y condiciones de crecimiento
Trescientas veinte plantas de ulmo (Eucryphia cordifolia) de 1 año de edad y de
alturas entre 15 a 20 cm, fueron obtenidas a partir de la viverización a raíz cubierta
de semillas provenientes de la colección de bosques costeros (Sector Pilolcura), del
laboratorio de semillas de la Facultad de Ciencias Forestales y Recursos Naturales,
de la UACh. Durante la viverización inicial estas fueron cultivadas bajo condiciones
hídricas y lumínicas óptimas. 2 meses antes del rompimiento de yemas, las plántulas
fueron trasplantadas a maceteros de 5,8 l utilizando como sustrato una mezcla de
perlita y turba en una proporción de 4:1. La nutrición mineral se realizó con
fertilizante de lenta entrega 3 g/l Basacote 3M (COMPO, Münster, Alemania) cada 3
meses. Los maceteros, fueron envueltos en papel aluminio, para así mantener
condiciones de temperatura de sustrato similares entre los tratamientos lumínicos.
Las plantas se mantendrán constantemente orientadas con el norte magnético para
poder relacionar el efecto de disponibilidad lumínica y sobre la ganancia de carbono
a nivel de planta completa mediante posterior modelamiento de la captura lumínica.
Después de 1 mes de trasplantadas, se aplicarán tratamientos de
disponibilidad hídrica y lumínica, estos tratamientos consistirán en 160 plantas bajo
condiciones saturantes de luz (HL, high light) al medio día solar, alcanzando en este
periodo 1400 µmol de fotones m-2 s-1. De éstas, 80 plantas serán mantenidas bajo
condiciones de estrés hídrico moderado (WS, water stress) y 80 plantas mantenidas
con disponibilidad hídrica no limitante (WW, well watered). A su vez, 160 plantas
serán mantenidas bajo niveles de disponibilidad lumínica disminuida, alcanzando al
medio día solar alrededor de 45 µmol de fotones m -2 s-1 (~5% respecto de HL). De
éstas, 80 plantas estarán sometidas a condiciones de estrés hídrico moderado,
mientras que las 80 restantes mantenidas con disponibilidad hídrica no limitante. De
esta forma, se evaluará la interacción de estreses (Fig. 2). La disponibilidad lumínica
se determinará en base a la disponibilidad lumínica en campo por el método de las
fotografías hemisféricas (Pearcy 1989; Reich 1990).
El estrés hídrico moderado se definirá al momento en que las plantas alcancen
cerca del 65% de disminución de gs, respecto del control (a 70 - 80 µmol H2O m-2 s-1)
durante la máxima apertura estomática diurna, siendo para esta especie desde las
9:00 a las 12:00 h. El estrés hídrico moderado, comúnmente provoca una
disminución de la actividad fotoquímica y de RUBISCO (Flexas et al. 2009).
Figura 2. Vivero experimental y los diferentes tratamientos lumínicos aplicados al
inicio del experimento. Las condiciones lumínicas corresponden a los extremos
lumínicos de la ocurrencia de regeneración natural para esta especie cuantificada en
bosque secundarios.
3.3 Manejo de la disponibilidad hídrica y lumínica durante la estación de crecimiento
El riego será controlado diariamente en función de la conductancia estomática.
Cuando las plantas alcancen los niveles deseados, el 100% del agua
evapotranspirada será restituida, la cual se determinará a través del pesaje diario de
las plantas a las 18:00 h. Si el nivel de gs es menor o mayor al objetivo se
proporcionará un porcentaje mayor o menor del volumen de agua evapotranspirada
al sustrato para ajustar el nivel de estrés, respectivamente. De esta forma serán
mantenidos los niveles de gs requeridos durante casi toda la temporada de
crecimiento 2011-2012 que durará el experimento. Las plantas control serán regadas
a capacidad de contenedor diariamente. La medición diaria de gs será realizada con
dos medidores de intercambio de gases (Ciras-2, PPsystems, Inglaterra; y LI-6400,
LICOR bioscience, EUA), con los cuales será posible controlar una muestra
representativa de las plantas por tratamiento, a las cuales se les realizará el análisis
de las limitaciones fotosintéticas (n=7). Las mediciones de conductancia estomáticas
serán masificadas al resto de las plantas mediante la utilización de un porómetro SC1 (Decagon Devices Inc., Washintong, EUA). Para lo cual, se determinará la relación
entre las mediciones de gs entregadas por los medidores de intercambio de gases y
el porometro.el cual será calibrado utilizando los IRGAs. De esta forma será posible
estimar la gs medida con IRGA a través de los valores entregados por el porómetro, y
de esta forma manejar el riego diferenciado en las 320 plantas. Las plantas serán
ordenadas de manera aleatoria a una distancia que evite el sombreamiento entre
ellas (Gallé y Feller, 2007)
3.4
Modelación fotosintética a nivel de follaje durante el desarrollo: aspectos
arquitectónicos y fisiológicos.
Se utilizarán los protocolos necesarios para el software YPLANT y las ecuaciones del
modelo de simulación básica detallada por Pearcy y Yang (1996). La digitalización de
las plantas se desarrollará con un digitalizador Fastrak y una fuente de campo
magnético TX4 (Polhemus Inc., VT, USA) en sus respectivas macetas manteniendo
el norte magnético en todo momento. De esta forma, toda la estructura de la planta
puede ser mapeada y luego reconstruida en un modelo tridimensional
computarizado. El diámetro del tallo, los segmentos de ramas y pecíolos serán
medidos con un calibrador digital de 0,01 mm (Mitutoyo, Tokio, Japón). La forma
estandarizada de la hoja se obtendrá mediante el mapeo de 18 puntos en una hoja
completamente expandida y de una hoja sometida a estrés hídrico. El tamaño de
cada hoja digitalizada es llevado a escala utilizando la misma forma estandarizada de
acuerdo a la longitud del nervio central de la hoja. La posición de la hoja en el
espacio está definida por el ángulo de elevación, de inclinación, el, azimut del nervio
central y la longitud del pecíolo, el ángulo y azimut de la superficie normal de la hoja,
y el azimut de la nervadura central (Pearcy y Yang, 1996). Los parámetros
arquitectónicos son calculados por el software YPLANT de acuerdo a: eficiencia total
en la captura lumínica (EA = media PPFD absorbido por la copa / PPFD incidente
sobre una superficie horizontal). La eficiente captura de la luz directa (EAdir) y de la
luz difusa (EAdif) se calculan de la misma manera sustituyendo en la ecuación
anterior la PPFD actual por PPFDs directa y difusa, respectivamente. La eficiencia
proyectada (EP = LP / LT), donde LP es el área foliar proyectada (el área efectiva de
todas las hojas en el plano, sin la superposición de las hojas) y LT es el área foliar
total. La eficiencia mostrada (ED = LD / LT) donde LD es el área foliar mostrada (LP
menos el solapamiento de la hoja), y el auto-sombreado (SS = LP - LD) (Pearcy y
Yang, 1996).
3.5 Alometría y anatomía foliar
El área foliar específica (SLA) se calculará como la relación razón entre área foliar y
peso seco de la hoja. La masa de área foliar (LMA) se calculará como el inverso de
SLA. El área foliar se determinará con fotografiadas, las cuales serán procesadas
con el software Image J (National Institutes of Health, Maryland, USA) para
determinar el área individual y total de las hojas, de cada cohorte. La razón área
foliar (LAR) se calculará como la razón área foliar y peso seco total del planta (Lusk
y del Pozo, 2002). El secado del tejido se llevará a cabo en el interior de una bolsa
de papel en estufa con ventilación forzada a 70° C por 48 h., registrando su peso
seco. Las raíces y tejido estructural serán tratados de la misma forma. Los valores de
planta completa se obtendrán por la suma de las partes relevantes (Shipley y Vu,
2002).
Se considerarán hojas utilizadas en la medición de intercambio de gases. Sección de
la hoja de 1 mm2 será obtenida con bisturí y luego será fijadas en solución de 4%
glutaraldehído 0.1M, mantenidas a 4° C (Hanba et al. 2002) en tubos Eppendorf de
1,5 ml. Las características anatómicas serán determinadas a partir de imágenes
digitales de micrografía a 200x de aumento (Hanba et al. 2002). Se medirá el grosor
de epidermis superior e inferior, parénquima de empalizada y parénquima esponjoso
3.6 Respuesta de fotosíntesis neta a la luz, medición instantánea de intercambio de
gases y fluorescencia de la clorofila
Los valores de los parámetros de intercambio, serán determinados a través de la
medición de asimilación neta de CO2 en hojas bajo diferentes intensidades lumínicas
(1500, 1000, 500, 300, 200, 100, 75, 50, 25, 10, 5 y 0 µmol fotones m -2 s-1) con un
IRGA (LI-6400, Li-COR Inc., bioscience, Nebraska, EUA) con modulo de
fluorescencia de clorofila incorporado Li-6400-40 (Li-Cor Inc., Nebraska, USA). La
concentración de referencia de CO2 será de 400 ppm (Genty et al. 1989), con un flujo
de 300 mL min-1 con un 70±5% de humedad relativa al interior de la cubeta y una
temperatura de la muestra de 15°±2° C. Todas las mediciones se realizarán entre las
09:00 h. y 13:00 h. Cuando las hojas pequeñas no cubran toda la superficie de la
cubeta (2,5 cm2), se tomará inmediatamente una fotografía digital de la hoja y se
analizará con el software Sigma Scan Pro 5.0 (SPSS. Inc.) para determinar el área
foliar real. Los valores del intercambio de gases registrados se corregirán utilizando
la razón área de la cubeta/área foliar real. Los parámetros de la curva de luz, como la
tasa de respiración oscura (Rd), la capacidad fotosintética (Amax), rendimiento
cuántico máximo (AQE) y el factor de curvatura (θ) se determinarán con el software
Photosynthesis LI-6400(LICOR bioscience, EUA). Los valores medios de Amax, θ y
AQE de cinco curvas de respuesta de luz en diferentes plantas serán utilizados como
datos para el software YPLANT para la simulación de la tasa de asimilación de cada
hoja. La temperatura foliar será medida con un termómetro infrarrojo 42500 (Extech
Instrument, Waltham, USA). Luego de alcanzar el flujo fotosintético neto en estado
estacionario (AN), se medirá la respuesta de fotosíntesis a la variación de la
concentración de CO2 subestomático (Ci) (curvas A-Ci). Estas curvas consisten en 78 pasos, empezando desde CO2 ambiental (400 µmol CO2 mol-1) y disminuyéndolo a
200, 100 y 40 µmol CO2 mol-1, luego incrementándolo a 400, 800, 1600 y 2000 µmol
CO2 mol-1. El flujo fotónico fotosintético será de 1000 µmol m -2s-1 (Grassi et al. 2005).
La medición de intercambio gaseoso será llevada en la hoja manteniéndola como
máximo por 5 minutos en la nueva concentración ambiental de CO 2 (Ca). Las curvas
AN-Ci serán transformadas a curvas AN-Cc (Cc=Ci – (AN/gm) a partir de la medición
combinada de intercambio de gases y fluorescencia de la clorofila (Harley et al. 1992,
Epron et al. 1995). El factor de especificidad de RUBISCO de Eucryphia cordifolia se
determinará in vitro (Galmés et al. 2005; ver más abajo).
El cálculo de gm se desarrollará según:
Gm= AN/(Ci – (ᴦ*(Jflu+8(AN+Rd)) /(Jflu – 4(AN+Rd)))
(1),
Donde ᴦ* es el punto de fotocompensación de CO2 cloroplástico (Flexas et al. 2009) y
Jflu es la tasa de transporte de electrones. Jflu será obtenido de acuerdo a:
Jflu = ϕPSII x PPFD x Labs x 0.5 (2),
Donde ϕPSII es la eficiencia fotoquímica actual y Labs es la absorbancia de la hoja.
Cada uno de estos parámetros se obtendrá según:
ϕPSII = F’m – Fs / F’m
(3),
La absorbancia foliar será evaluada en la misma hoja usada para la curva de
respuesta a la luz y será medida con un espectroradiómetro EPP2000 (StellarNet,
Inc., Tampa, USA).
Dado el gradiente de concentración de CO2 que ocurre durante el desarrollo
de la curva A-Ci, en el punto de unión entre las gomas de la cubeta y la hoja se
producen fugas que inducen una sobreestimación de las respuestas. Para la
corrección de estos datos, se realizaran curvas A-Ci con hojas fotosintéticamente
inactivas, obtenidas por el calentamiento de las hojas hasta asegurar desensamblaje
del aparato fotosintético determinado con fluorescencia de la clorofila a, estas hojas
serán sumergidas en agua hirviendo para evitar cambios en la estructura foliar. En
esta circunstancia los valores indicados por el IRGA serán causa exclusivamente de
fugas y podrán ser descontados de la curva de respuesta al CO2 ambiental (Flexas et
al. 2007).
La respiración en la luz, se considerará como la mitad de la respiración en
oscuridad. Los parámetros fotosintéticos (Vc,max, Jmax y Rd) serán estimados a partir
de la curva A-Ci. Vc,max y Rd serán estimados utilizando las ecuaciones del modelo de
Farquhar en la parte más baja de la curva A-Ci (Ci <250 µmol CO2 mol-1), mientras
que Jmax a partir de la parte superior de la curva A-Ci (Grassi et al. 2005).
Con:
Ac = Vc,max (Cc - ᴦ*)/(Cc + Kc [1+(oi/Ko)]) (4)
Aq = (J(Cc - ᴦ*))/(4(Cc+2ᴦ*))
(5)
Donde Ac y Aq representan la limitación de fotosíntesis por carboxilación y
regeneración de RuBP, respectivamente; Kc y Ko son las constantes MichaelisMenten para carboxilación y oxigenación, respectivamente; y o i es la concentración
de oxígeno al interior de la hoja (asumido igual al externo) (Flexas et al. 2009).
3.7 Análisis cuantitativo de limitaciones fotosintéticas
Para comparar las limitaciones relativas sobre la asimilación causada por estrés
hídrico y su interacción con la intensidad lumínica, las limitaciones fotosintéticas
serán particionadas en sus componentes funcionales siguiendo la aproximación de
Grassi y Magnani (2005). Ésta requiere de las mediciones de AN, gs, gm y Vc,max, las
cuales permiten la partición de las limitaciones fotosintéticas en las componentes
relacionadas a conductancia estomática (SL), conductancia del mesófilo (MCL) y
características bioquímicas (BL), asumiendo que la referencia de tasa de asimilación
máxima será definida a partir de plantas control (sin limitaciones de luz y agua),como
estándar. La tasa de asimilación máxima será obtenida de plantas bien hidratadas.
Finalmente, las limitaciones no estomáticas serán definidas como la suma de las
contribuciones de la conductancia del mesófilo y bioquímica foliar (NSL=MCL+BL),
mientras que las limitaciones de difusión serán la suma de la conductancia
estomática y del mesófilo (DL=SL+MCL) (Flexas et al. 2009). La limitación total (TL)
corresponderá a la sumatoria de las tres componentes.
4. RESULTADOS ESPERADOS
4.1 El estrés hídrico, como cualquier otro estrés, limita la capacidad de la planta de
emplear fotosintéticamente la luz que absorbe. Lo anterior, puede ser especialmente
relevante cuando la disponibilidad lumínica es limitada, como ocurre frecuentemente
en el sotobosque del bosque siempreverde templado lluvioso, donde la ganancia de
carbono es muy reducida. Por el contrario, se sabe que la interacción entre alta
disponibilidad lumínica y estrés hídrico inducen una sobre reducción del aparato
fotosintético principalmente por limitaciones a la difusión del CO 2 hacia el estroma y
consecuente fotoinhibición (Flexas et al. 2002). Por tanto se espera que la
interacción de estrés genere una modificación de la tolerancia a la sombra (o a pleno
sol), así, se espera que aquellas plántulas desarrolladas bajo sombra presenten una
menor tolerancia a la sequia alcanzado mayores niveles de estrés, y por ende una
mayor mortalidad durante el proceso de aclimatación a las nuevas condiciones de
baja luz y estrés hídrico.
4.2 Las plántulas se aclimatarán a la sequía pero no a la luz, presentando valores de
potencial hídrico menores. El efecto de la sequía será mayor que el de la luz. En
cuanto a tasa de fotosíntesis, se espera que no existan diferencias significativas
entre plántulas desarrolladas en luz y sombra con estrés hídrico. Por el contrario se
esperan diferencias altamente significativas en la tasa de fotosíntesis para aquellas
plantas desarrolladas sin estrés hídrico en luz y sombra.
4.3 Respecto al desarrollo anatómico de brotes y hojas, se espera que plántulas
desarrolladas bajo estrés hídrico presenten entrenudos mas cortos, menor área foliar
y mayor inclinación de la hojas, por el contrario plantas desarrolladas en sombra,
presentarán mayor longitud de entrenudos, mayor área foliar y menor inclinación
foliar. Esta descrito una de las respuesta de la plantas a la sequía es disminuir el
crecimiento y elongación celular en hojas.
4.4 En relación a parámetros fotosintéticos se espera que tanto la eficiencia de
carboxilación, máximo rendimiento cuántico del PSII y tasa máxima de transporte de
electrones sean significativamente menores en aquellas plántulas desarrolladas bajo
estrés hídrico independiente de su condición lumínica.
4.5 Las plantas desarrolladas bajo estrés hídrico estarán limitadas por factores de
difusión de CO2, estomático y del mesófílo, mayores que aquellas desarrolladas bajo
regímenes de buena hidratación.
5. RESULTADOS PRELIMINARES
5.1 Curvas de respuesta de la fotosíntesis a la luz
En la Fig. 3 se muestra la respuesta de la tasa de la asimilación de CO2 bajo distintas
intensidades de PPFD, en plantas de E.cordifolia bajo regímenes de radiación y
disponibilidad hídrica contrastantes. En términos generales se observa que la tasa
fotosintética tiende a incrementarse con un aumento de PPFD. Respecto a las
diferencias entre tratamientos de alta y baja luminosidad, se observa que en el caso
de las bien hidratadas alcanzaron tasas de asimilación de CO 2 cercanas al doble en
relación a las bien hidratadas en tratamientos de baja luz, 0,176 µmol m-2s-1 y 0,081
µmol m-2s-1 respectivamente. Por otra parte las plantas desarrolladas bajo estrés
hídrico, independiente del PPFD presentaron tasas de asimilación similares. Cabe
destacar que no existieron grandes diferencias respecto a las cohortes desarrolladas
bajo aclimatación parcial (t2) y aclimatación total (t3) en la tasa de asimilación de
CO2 en los tratamientos de baja luminosidad. Por el contrario en tratamientos de alta
luminosidad, es posible observar diferencias entre cohortes. Para las plantas WWHL,
t3 presenta las mayores tasas de asimilación y en el caso de WSHL t2 alcanza
mayores tasas de asimilación de CO2. En términos generales es posible notar que los
tratamientos WWLL, WSLL y WSHL alcanzan el punto de saturación en valores
cercanos a los 250 µmol de fotones m-2s-1 al contrario el tratamiento WWHL la
saturación se alcanza en valores no inferiores a los 1000 µmol de fotones m-2s-1 ,
independiente de la cohorte ( t1, t2 y t3).
20
WWHL
WSHL
WWHL
15
CO2 assimilation (umol m-2s-1)
10
T1; gs prom=0.167; sterror=0.0074; n=4
T2; gs prom=0.171; sterror=0.0042; n=4
T3; gs prom=0.175; sterror=0.0063; n=6
5
T2; gs prom=0.024; sterror=0.0027; n=4
T3; gs prom=0.030; sterror=0.002; n=4
0
20
WSLL
WWLL
15
10
5
T1; gs prom=0.082 sterror=0.0033; n=5
T2; gs prom=0.051; sterror=0.0032; n=6
T2; gs prom=0.099; sterror=0.0054; n=4
T3 ; gs prom=0.036; sterror=0.0027; n=4
T3; gs prom=0.081; sterror=0.0027; n=6
0
0
500
1000
1500
2000
0
500
1000
1500
2000
-2 -1
PPFD (umol m s )
Figura 3. Curvas de respuesta a la luz, expresada en PPFD en relación a la tasa de
asimilación de CO2 (µmol m-2s-1). Para cada cohorte y tratamiento (WWHL, well
watered high light; WWLL (well watered low light); WSHL (water stress high light);
WSLL (water stress low light).
5.2 Curvas de respuesta de la fotosíntesis a la variación de concentración de CO 2 en
los espacios intercelulares (AN-Ci).
En términos generales se observa en la Fig. 4 que a medida que aumenta la
concentración de CO2 en los espacios intracelulares aumenta la fotosíntesis, este
aumento en la concentración de CO2 en el interior de la célula produce un aumento
en la fotosíntesis neta ya que hay mayor sustrato para la reacción en la cual C i esta
siendo consumido por la RUBISCO.
50
WSHL
WWHL
40
T1; gs prom=0.027; sterror=0.0012; n=6
T2; gs prom=0.050; sterror=0.0026; n=7
T3; gs prom=0.048; sterror=0.0019; n=8
WWHL
CO2 assimilation (umol m-2s-1)
30
20
10
T1; gs prom=0.128; sterror=0.0058; n=7
T2; gs prom=0.157; sterror=0.0047; n=7
T3 ; gs prom=0.192; sterror=0.0048; n=7
0
WSLL
WWLL
25
ci
WWHL
20
15
10
5
T1; gs prom=0.095; sterror=0.0034; n= 7
T2; gs prom=0.107; sterror=0.0021; n=7
T3; gs prom=0.090; sterror=0.0021; n=7
0
0
500
1000
1500
T1; gs prom=0.046; sterror=0.0023; n=6
T2; gs prom=0.040; sterror=0.0016; n=7
T3; gs prom=0.069; sterror=0.0017; n=7
2000
500
1000
1500
2000
ci (ppm)
Figura 4. Curvas AN-Ci, expresadas en la tasa de asimilación de CO2 (µmol m-2s-1)
respecto a Ci (CO2 en los espacios intercelulares). Para cada cohorte y tratamiento
(WWHL, well watered high light; WWLL (well watered low light); WSHL (water stress
high light); WSLL (water stress low light).
Respecto a las diferencias entre tratamientos de alta y baja luminosidad, se observa
que en el caso de las bien hidratadas alta luz alcanzaron tasas de asimilación de
CO2 en el rango de 15 -30 µmol CO2 m-2s-1, aquellas bien hidratadas en tratamientos
de baja luz el rango estuvo entre los 10- 20 µmol CO2 m-2s-1. Por otra parte las
plantas desarrolladas bajo estrés hídrico, independiente del Ci presentaron tasas de
asimilación menores no superando los 20 µmol CO2 m-2s-1. Cabe destacar que no
existieron grandes diferencias respecto a las cohortes desarrolladas bajo
aclimatación parcial (t2) y aclimatación total (t3) en la tasa de asimilación de CO 2 en
los tratamientos bajo estrés. Por el contrario en tratamientos bien hidratados, es
posible observar diferencias entre cohortes. Para las plantas WWHL, t3 presenta las
mayores tasas de asimilación y en el caso de WWLL t2 alcanza mayores tasas de
asimilación de CO2. En términos generales es posible notar que para todos los
tratamientos el punto de saturación, en el cual la tasa de la fotosíntesis se mantenía
constante, independientemente de un aumento en la concentración de C i fue en
valores cercanos a los 500 ppm de Ci, esta relación fue similar entre todas las
cohortes (t1, t2 y t3).
6. PLANIFICACIÓN DE ACTIVIDADES
2011
2012
NOMBRE DE LA TAREA
O
N
D
E
F
M
A
M
Experimento vivero de estrés hídrico y aclimatación al régimen de
irradiación
Germinación de la semilla e instalación de los ensayos del vivero
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
Mantenimiento de plántulas, en regímenes de estrés e irradiación
deseados
Monitoreo de la arquitectura
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X

Estudio de la anatomía foliar y de brote durante el experimento del
vivero
Determinación del efecto del déficit hídrico y disponibilidad de luz en el
rendimiento fotosintético a nivel de hoja
Determinar los potenciales hídricos y conductividad en las plántulas y su
rendimiento en la fotosíntesis a nivel de hoja
Recolección y análisis datos de morfoanatomía
X

Plantación de plantas de ulmo

Redacción Tésis de Master

Redacción Paper







X
X
X
X
X
X
J
J
A
S
X
X
O
N
D
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X X
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