corporación autónoma regional del centro de antioquia corantioquia

Anuncio
CORPORACIÓN AUTÓNOMA REGIONAL
DEL CENTRO DE ANTIOQUIA
CORANTIOQUIA
AVANCES EN LA MICROPROPAGACION DE CINCO
ESPECIES FORESTALES EN LA ESTACIÓN
BIODIVERSIDAD DE PIEDRAS BLANCAS
INFORME FINAL
Medellín, Junio de 2006
AVANCES EN LA MICROPROPAGACION DE CINCO ESPECIES
FORESTALES EN LA ESTACIÓN BIODIVERSIDAD DE PIEDRAS
BLANCAS
PROGRAMA PARA LA BIODIVERSIDAD Y EL DESAROLLO
PROYECTO “MANEJO Y CONSERVACIÓN DE LA FLORA”
Contrato 6571/2005
Presentado por
OSCAR DARIO QUINTERO GARCÍA.
Ingeniero Agrónomo
Interventor
Juan Lázaro Toro Murillo
Ingeniero Forestal
Corporación Autónoma Regional del Centro de Antioquia
Medellín, Junio de 2006
Avances en la micropropagación de cinco especies forestales________________________
TABLA DE CONTENIDO
Pág.
RESUMEN
INTRODUCCION
1. PROPAGACION in vitro del Caunce (Godoya antioquensis Planch).
6
7
9
1.1 Antecedentes.
1.2 Material vegetal
9
10
1.3 Establecimiento in vitro
10
1.4 Multiplicación
10
1.5 Enraizamiento
12
2. Propagación in vitro de yarumo blanco (C. telenitida) y yarumo común (C. angustifolia). 13
2.1 Antecedentes
13
3. Propagación in vitro de palma de chontaduro (Bactris gasipaes H.B.K.).
15
3.1 Antecedentes
15
4. Inducción de brotes sobre cotiledones inmaduros de Cedro Negro (Juglans
neotropica).
5. Seguimiento a las palmas de chontaduro en el suroeste Antioqueño.
5.1 Antecedentes
6. Propagación asexual de Caunce (Godoya antioquensis Planch)
CONCLUSIONES
BIBLIOGRAFIA
ANEXO
17
20
20
23
25
28
31
3
Avances en la micropropagación de cinco especies forestales________________________
LISTA DE FIFURAS
Figura 1. Cápsulas inmaduras (a) y maduras (b) del Caunce
Pág.
11
Figura 2. Secuencia de la dehiscencia en cápsulas de Caunce y Semillas
11
Figura 3. Respuesta de acodos al ácido indol butírico (AIB).
Figura 4. Siembra de acodos en bolsas con tierra-arena (2:1)
24
24
4
Avances en la micropropagación de cinco especies forestales________________________
LISTA DE TABLAS
Pág.
Tabla 1. Micropropagación in vitro de G. antioquensis Diels.
12
Tabla 2. Micropropagación de C. telenitida y C. angustifolia.
14
Tabla 3. Micropropagación de palma chontaduro (B. gasipaes H.B.K.).
16
Tabla 4. Micropropagación de Cedro Negro (J. neotropica Diels)
18
Tabla 5. Evaluación de diferentes hormonas en brotes de J. neotropica
19
Tabla 6. Insectos plaga en palma de chontaduro.
21
Tabla 7. Recomendaciones realizadas para palma de chontaduro.
22
5
Avances en la micropropagación de cinco especies forestales________________________
Resumen
Con base en el trabajo realizado se demostró la utilidad de la técnica de
cultivo de tejidos vegetales, para obtener material de forma clonal masiva
vía organogénesis directa e indirecta, para las especies Bactris gasipaes,
Cecropia telenitida, Cecropia angustifolia y Godoya antioquensis. Para la
especie forestal cedro negro (Juglans neotropica Diels), se logró la
estandarización preliminar del protocolo de micropropagación in vitro, a
partir de frutos inmaduros, como una alternativa de propagación para esta
especie vulnerable a la extinción.
De otro lado, mostrar la importancia de transferir de condiciones in vitro
a ex vitro (campo o medio ambiente), y hacer seguimiento al material
vegetal de B. gasipaes, producido por vía embriogénesis somática, para
observar
el
crecimiento,
desarrollo,
producción
de
flores,
frutos,
resistencia o susceptibilidad a plagas y enfermedades etc. Parámetros que
determinan que no se afectaron las características de la especie, al ser
producidas por técnicas de cultivo de tejidos vegetales in vitro.
Palabras claves: Propagación in vitro, micropropagación, especies forestales, Bactris gasipaes, Cecropia
telenitida, Cecropia angustifolia, Godoya antioquensis, Juglans neotropica.
6
Avances en la micropropagación de cinco especies forestales________________________
INTRODUCCIÓN
Entre los avances y desarrollos de la ciencia, la biotecnología es
posiblemente el de mayor importancia para el sector agrícola. De las
técnicas mas utilizados en la biotecnología, específicamente en el área
vegetal, es el cultivo de tejidos, el cual es un método de micropropagación
in vitro, que ofrece un gran potencial como alternativa y complemento a
los métodos tradicionales de propagación y mejoramiento genético de las
plantas.
La técnica de micropropagación in vitro, es un proceso que se realiza en
laboratorio y consiste esencialmente, en aislar una porción de tejido
(explante) de una planta (hoja, yema apical, raíz, embrión, cotiledón,
meristemo,
apropiadas
etc.)
de
y
luz,
proporcionarle
humedad,
artificialmente
temperatura
las
(condiciones
condiciones
físicas),
y
vitaminas, minerales, carbohidratos, hormonas (condiciones químicas), en
ambiente completamente aséptico, para producir una gran cantidad de
material vegetal idéntico al individuo de donde se extrajo tejido.
En especies forestales la micropropagación in vitro, se muestra como una
alternativa a los métodos de propagación convencional, para obtener
material vegetal, sobre todo en especies, que están en peligro de
extinción, que tienen problemas de germinación o que producen poca
semilla.
El objetivo general del presente trabajo de investigación, fue la utilización
de la técnica de cultivo de tejidos in vitro para micropropagar material
vegetal de las especies, yarumo blanco (Cecropia telenitida), yarumo
común (Cecropia angustifolia), Caunce (Godoya antioquensis) y palma de
chontaduro (Bactris gasipaes), especies con importancia ecológica y/o
económica, presentes en la jurisdicción de CORANTIOQUIA, y cuyos
7
Avances en la micropropagación de cinco especies forestales________________________
lineamientos se enmarcan dentro del proyecto Manejo y conservación de
la flora.
Los resultados promisorios de este trabajo se muestran especie por
especie, cuyo manejo en laboratorio puede servir de modelo para
extrapolar a otras especies de características similares. Además será de
gran utilidad para proyectos dirigidos a la propagación y conservación de
árboles nativos cuyas poblaciones naturales se encuentran amenazadas.
8
Avances en la micropropagación de cinco especies forestales________________________
1. PROPAGACION in vitro de CAUNCE (Godoya antioquensis Planch)
1.1 Antecedentes
Especie endémica del departamento de Antioquia, se encuentra en las
cordilleras Central y Occidental, entre 1600 – 2600 m.s.n.m , en el parque
ARVI es una especie muy rara, crece en bosques secundarios, rastrojos
altos y áreas abiertas. Su madera fue utilizada para leña y la fabricación
de cabos de herramientas. En el área del parque ARVI se utilizó
ampliamente como leña, por sus facilidades para arder, aun en estado
verde, lo cual causó la casi desaparición de la especie en este territorio
(Toro, 2000).
A.G.S., (2004), al realizar una investigación en especies endémicas en la
jurisdicción de CORANTIOQUIA, encontró información sobre la existencia
en Ecuador y Perú de ejemplares de herbarios de G. antioquensis,
colectados en los años 1979 y 1997 respectivamente, y a pesar de ello, en
Colombia solo está reportada para el departamento de Antioquia; hasta el
momento. Los municipios dentro de la jurisdicción de CORANTIOQUIA
donde se encuentra la especie son: Medellín, Andes, Anorí, Caicedo,
Caldas, Copacabana, Envigado, Pueblo Rico, Santa Rosa de Osos e
Ituango.
La micropropagación in vitro del caunce, se plantea como un complemento
y alternativa potencialmente útil para la obtención de material vegetal, la
cual
puede
enmarcarse
dentro
de la
estrategia
Nacional
para
la
conservación de plantas, cuya misión se dirige a orientar las acciones de
conocimiento, conservación y uso sostenible, adelantada por el instituto
Alexander von Humboldt, la red Nacional de Jardines Botánicos, Ministerio
de medio ambiente y la Asociación Colombiana de Herbarios desde el año
2001.
9
Avances en la micropropagación de cinco especies forestales________________________
1.2 Material vegetal
Cápsulas indehiscentes o dehiscentes fueron recolectadas de árboles
localizados en Cerro Asturias (Parque regional ARVI), la madurez de las
cápsulas se caracteriza por el cambio de color de amarillo a café (fig. 1),
las cápsulas se lavaron con agua corriente para retirar el polvo, antes de
iniciar el proceso de desinfección.
1.3 Establecimiento in vitro
En la cabina de flujo laminar, las cápsulas indehiscentes se desinfectaron
sumergiendo en etanol al 70% durante 30 segundos y luego flameando,
operación que se repitió dos veces. Luego con ayuda de un bisturí y pinzas
se realizó un corte longitudinal en la cápsula para extraer las semillas y
sembrarlas en medio de germinación WG (tabla 1). Para el caso de las
cápsulas que ya estaban dehiscentes (fig. 2a y b), se sacaron las semillas
con ayuda de un pinza, y se desinfectaron mediante dos lavados, el
primero, con una solución de etanol al 70% durante 30 segundos, seguido
del segundo lavado con solución de hipoclorito de sodio al 0.25% por 30
min. Luego se retiraron los residuos de ambas soluciones, realizando tres
lavados consecutivos con agua destilada estéril, para sembrar también en
el medio WG.
1.4 Multiplicación
La germinación se inicio alrededor de los 30 días extendiéndose hasta los
70 días, pasado este tiempo las parte aérea (epicótilo), se cortó y se
subcultivó en medio WC (tabla 1), que estimula la brotación de yemas
preexistentes y su posterior elongación, luego cada tallo fue separado y
llevado a condiciones de enraizamiento.
10
Avances en la micropropagación de cinco especies forestales________________________
a
b
Figura 1. Cápsulas inmaduras (a) y maduras (b) del Caunce.
a
b
c
d
e
Figura 2. Secuencia de la dehiscencia en cápsulas de Caunce (a, b, c, d),
y Semillas (e).
11
Avances en la micropropagación de cinco especies forestales________________________
Tabla 1. Micropropagación de G. antioquensis Diels.
PROCEDIMIENTO
DETALLE
Material Vegetal: semillas maduras Procedentes de
Los frutos se recolectan al inicio de la madurez cuando se
cápsulas dehiscentes e indehiscentes.
tornan cafés, se secan al sol sobre papel periódico hasta
FIGURA
que liberen las semillas.
Desinfección
1. Cápsulas indehiscentes: sumergir en etanol al 70%
durante 30 seg y flamear (fig. a y b).
2. Cápsulas dehiscentes: lavar las semillas con NaOCl al
0.25%(v/v) durante 30 min, luego con etanol al 70%
por 30 seg. Enjuagar tres veces.
Establecimiento
Colocar las semillas sobre medio WG, compuesto de
sales WPM ( Lloyd y Mccown, 1981) o MS (Murashige
& Skoog, 1962) a la mitad de la concentración original,
sin reguladores de crecimiento.
1. Abrir la cápsula, haciendo un corte longitudinal para
extraer las semillas y sembrar directamente en medio
WG.
2. Pesar 0,2 gr de semillas y envolver con papel filtro,
preparar 100 ml de solución de NaOCl al 0,25%(v/v),
suplementado con 2 gotas de tween-20, agitar a 150 r.p.m
durante 30 min.
Composición WG
Sales MS/2 o WPM/2, Sacarosa 3% (p/v), Tiamina 1
mg/L, Piridoxina 0,5 mg/L, Ac. Nicotínico 0,5 mg/L,
Glicina 1 mg/L, Mio inositol 100 mg/L, Phytagel 0.2%
(p/v). pH ajustado a 5.7 antes de ser esterilizado a 121ºC
durante 20 minutos.
Composición WC
Multiplicación
Sales MS, Sacarosa 3%(v/v), Adenina 2 mg/L, Tiamina 1
Separar el epicótilo (parte aérea), de las plántulas y
mg/L, Piridoxina 0,5 mg/L, Ac. Nicotínico 0,5 mg/L,
sembrarlo sobre el medio WC, colocar en condiciones
Glicina 1 mg/L, Mio inositol 100 mg/L, Biotina 1 mg/L,
de luz (8h) a temperatura 23±1°C
Phytagel 0.2% (p/v). pH ajustado a 5.7 antes de ser
esterilizado a 121ºC durante 20 minutos.
ENRAIZAMIENTO
Composición CR
Sembrar los esquejes en medio CR, compuesto de sales
Sales MS/2, AIB 0.5 mg/L, Sacarosa 15g/L, Tiamina 0.5
MS (Murashige & Skoog, 1962), a la mitad de la
mg/L, Piridoxina 0.25 mg/L, Ac. Nicotínico 0.25 mg/L,
concentración original (MS/2), suplementado con AIB,
Glicina 0.5 mg/L, Mio inositol 50 mg/L, Phytagel 1.8
sacarosa y vitaminas.
g/L, pH 5.7; Esterilizar a 121ºC por 22 min.
1.5 Enraizamiento
Los tallos de aproximadamente de 1-2 cm de longitud, fueron sembrados
en medio RC (tabla 1), durante ocho días en condiciones de oscuridad,
posteriormente se pasaron a condiciones de luz (8h) y transcurridos otros
14 días se indujo los brotes radicales in vitro.
Al cabo de 45 días las plántulas enraizadas, se pasaron a condiciones ex
vitro, primero se retiro el agar y residuos de medio de cultivo con agua
12
Avances en la micropropagación de cinco especies forestales________________________
corriente y sembradas en una mezcla de sustrato compuesto de tierra
negra, tierra amarilla y arena (1:1:1), las plántulas se colocaron bajo
condiciones de polisombra en el vivero.
2. PROPAGACION in vitro DE YARUMO BLANCO (Cecropia telenitida)
y YARUMO COMÚN (Cecropia angustifolia).
2.1 Antecedentes
Ambas especies forestales son de importancia ecológica, son muy
utilizadas en la protección de microcuencas, en la recuperación de suelos
y coberturas vegetales, los frutos son consumidos por las aves silvestres y
murciélagos (Toro, 2000), aunque son propagadas normalmente por
semilla sexual, presentan la dificultad de conseguir semilla viable por ser
muy apetecidas por las aves, además su recolección es muy dispendiosa
por tener que recolectar directamente los frutos de los árboles. La
propagación clonal masiva por medio de cultivos in vitro, ha mostrado
rápidas tasas de multiplicación y crecimiento en poco tiempo, frente a la
propagación sexual (Quintero, 2004). El protocolo de multiplicación que se
utilizo para la obtención del material vegetal de yarumo blanco y común
se resume en la tabla 2.
13
Avances en la micropropagación de cinco especies forestales________________________
Tabla 2. Micropropagación de C. telenitida y C. angustifolia.
PROCEDIMIENTO
DETALLE
FIGURA
Material Vegetal
Los frutos maduros se dejan en remojo y luego se maceran
Semillas sexuales
para extraer las semillas y secar a la sombra.
Desinfección
Pesar 0,2 gr de semillas y envolver con papel filtro, preparar
Sumergir las semillas en etanol al 70% durante 1 min.
100 ml de solución de NaOCl al 3%(v/v), suplementado
Luego lavar con de hipoclorito de sodio al 3%
con 2 gotas de tween-20, agitar a 150 r.p.m durante 30 min.
durante 30 minutos, se enjuagaron tres veces con
agua destilada estéril y sembrar.
Establecimiento
Composición del medio GY
Sembrar las semillas en medio GY, en fase liquida y
Sales Murashige & Skoog, 1962 (1/4) de concentración,
en condiciones de luz (16h) y temperatura 23±1°C La
14,4 µM de ácido giberélico (GA3), 2,5% (p/v) de sacarosa.
germinación en este medio inicia aproximadamente a
El pH del medio fue ajustado a 5,8 antes de ser esterilizado
los 30 días.
a 121 ºC por 20 minutos.
Multiplicación
Composición medio MY
Las semillas que van germinando se subcultivan en
Sales
medio MY, donde se forman masas organogénicas
suplementado con 4,4 µM de BAP, 3% (p/v) sacarosa,
que se subcultivan cada 30 días en el mismo medio.
0.24% (p/v) gelrite. El pH del medio fue ajustado a 5,8
Cada tres meses se obtienen tallos diferenciados los
antes de ser esterilizado a 121ºC por 20 minutos; las
cuales son separados con ayuda de un bisturí y
condiciones
subcultivados en medio para enraizamiento.
fotoperíodo de 16 horas de luz.
Enraizamiento
Composición medio R
Subcultivar los esquejes en medio R, e incubar en
Sales WPM a la mitad de la concentración, suplementado
condiciones de oscuridad durante 72 horas, después
con 4,9 µM de AIB, 1,5% (p/v) sacarosa, 0,24% (p/v)
sacar a condiciones de luz (16h) y al cabo de 24 días
gelrite. El pH del medio fue ajustado a 5,8 antes de ser
están listas para ser transferidas a condiciones ex vitro
esterilizado a 121ºC por 20 minutos
WPM
(Lloyd
de
&
Mccown,
crecimiento
1981)
temperatura
completo,
21
±1°C,
en bandejas de polipropileno.
Aclimatación
1. Las plántulas con raíces bien formadas, se sacan de los
1. Siembra en bandejas de polipropileno con sustrato
frascos y se lavan las raíces con agua corriente para retirar
estéril, compuesto de compost mas arena (1:1), y
los residuos de gel, para evitar contaminación. Permanecen
cubiertas con tapas transparentes.
dos meses bajo este sistema, el primer mes cubiertas y
2. siembra en bolsas negras de 1kg, para dejar en
realizando riegos semanales con medio WPM diluido; el
condiciones de vivero.
segundo mes sin tapa y riegos con agua corriente.
2. Transplantar a bolsas con sustrato compuesto de tierra
negra y arena (2:1). Mantener en condiciones de luz
indirecta y riego nebulizado durante la primera semana.
14
Avances en la micropropagación de cinco especies forestales________________________
3. PROPAGACIÓN in vitro DE PALMA DE CHONTADURO (Bactris
gasipaes H.B.K.).
3.1 Antecedentes
La especie esta distribuida ampliamente en el Neotrópico, en Colombia se
cuenta con pequeños bancos de germoplasma, pero no cuentan con
suficiente caracterización que permita a los cultivadores disponer de
material de calidad (Reyes et al., 2002). Actualmente el cultivo se ha visto
limitado por los problemas de propagación por semilla sexual y por los
sistemas de propagación vegetativa vía hijuelos (Mora y Solis, 1980). Las
variedades más productivas son partenocárpicas (fruto sin semilla) y la
propagación por hijuelos es bastante limitada, por su bajo porcentaje de
prendimiento y problemas de anclaje (Blaak, 1980). Además los procesos
de autoincompatibilidad genera una alta variabilidad (heterocigocidad) lo
cual dificulta el establecimiento de plantaciones homogéneas, altamente
productivas y de gran rendimiento (Mora, 1981).
La mayor parte de las investigaciones realizadas sobre el cultivo in vitro
en esta especie se han realizado en Costa Rica y Ecuador (Arias y Huete,
1983; Arias, 1985; Valverde y Arias, 1985; Valverde et al., 1987;
Valverde et al., 1989; Stein y Stephens, 1991; Valverde et al., 1992),
indicando que es factible la producción masiva optimizando los métodos
desarrollados. La labor de micropropagación del material de chontaduro
procedente del suroeste antioqueño (Colombia), se hizo de acuerdo a los
protocolos establecidos por Garcés y Roldan, (1996) y Botero y Atehortúa,
(1999), (Tabla 3).
15
Avances en la micropropagación de cinco especies forestales________________________
Tabla 3. Micropropagación de palma chontaduro (B. gasipaes H.B.K.).
PROCEDIMIENTO
DETALLE
Material vegetal: meristemas apicales, sometidos a
Ápices caulinares, aislados de plantas de menos de un
FIGURA
doble esterilización con NaOCl al 2.3% (v/v) con
año de edad.
adición de 2 gotas de Tween-20 por cada 100 ml, durante
40 y 10 min en agitación constante.
Siembra in vitro: reducir los ápices hasta un tamaño de
Composición M50
0.2-0.5 cm de altura, sembrar los ápices en posición
Sales
vertical en medio M50 y mantener durante un mes en
suplementado con 1.0 mg/L de biotina, 5.7µM de AIA,
condiciones de oscuridad a 24 ±1°C.
9µM de 2-4 D, 8.3µM de piclorám, 5.4µM de ANA,
Murashige
&
Skoog,
(1962)
completo,
0.16% (p/v) de Fitagel, 3% (p/v) de sacarosa y agua de
coco 15% (v/v), El pH del medio fue ajustado a 5,7
antes de ser esterilizado a 121ºC por 20 minutos
Inducción de Embriones y multiplicación.
Composición M7
Posteriormente subcultivar en medio M7, retirar el
Murashige & Skoog, 1962) completo, suplementado con
exceso de tejido foliar y cortar verticalmente, procurando
1.0 mg/L de biotina, 22.8µM de AIA, 9µM de 2-4 D,
pasar por la mitad de la zona meristemática. Mantener en
5.4µM de ANA, 0.16% (p/v) de Fitagel, 3% (p/v) de
condiciones de oscuridad a 24±1°C hasta que se formen
sacarosa, y agua de coco 15% (v/v). El pH del medio
los embriones. En este medio se mantienen entre 8-10
fue ajustado a 5,7 antes de ser esterilizado a 121ºC por 20
meses, con subcultivos mensuales.
minutos.
Bioconversión de los embriones en plántulas.
Composición medio CH
Los embriones formados son retirados del explante y
MS (Murashige & Skoog, 1962) completo, suplementado
subcultivados al medio CH los explantes se mantuvieron
con Biotina 1.0 mg/L, 0.16% (p/v) de Fitagel, 3% (p/v)
bajo condiciones de luz (16h) a 23 ±1°C durante un mes.
de sacarosa. El pH del medio fue ajustado a 5,7 antes de
Luego son transferidos a medio B otro mes y subcultivar
ser esterilizado a 121ºC por 20 minutos,
al medio inicial CH hasta el desarrollo de las plántulas.
Composición medio B
MS (Murashige & Skoog, 1962) completo a mitad de
concentración, suplementado con Biotina 1.0 mg/L, agua
de coco 15% (v/v), 0.16% (p/v) de Fitagel, 3% (p/v) de
sacarosa. El pH del medio fue ajustado a 5,7 antes de ser
esterilizado a 121ºC por 20 minutos
Enraizamiento: esta fase se realiza con palmas que no
Composición medio R
desarrollan raíz durante la fase de bioconversión, las
MS (Murashige & Skoog, 1962) diluido al 50% de su
palmas se siembran en medio R en medio haciendo
concentración,
cambios de medio cada 30 días. La formación de raíces
suplementado con 2,5µM de AIB, 1.5% (p/v) de
en las palmas dura como mínimo 4 meses, al cabo de los
sacarosa, 0.2 % (p/v) de fitagel a un pH de 5,7 y
cuales se obtienen entre 2-5 raíces nuevas, que se
mantenidos con un fotoperíodo de 12 horas a 23 ±1ºC.
con
sus
respectivas
vitaminas
y
caracterizan por su grosor y de color crema.
16
Avances en la micropropagación de cinco especies forestales________________________
4. Inducción de brotes sobre cotiledones inmaduros de cedro
negro (Juglans neotropica Diels).
4.1 Antecedentes
El Cedro Negro o Nogal (Juglans neotropica Diels), es una especie forestal,
que presenta problemas de latencia en la semilla (López y Piedrahita,
1999; Gómez, 2001); además el Nogal es vulnerable de extinción
(Calderón, 2001), por la extracción intensiva de su madera, utilizada en la
fabricación de guitarras, muebles, puertas, ventanas, armarios entre otros
(Ospina et al, 2003). Dando como resultado la desaparición progresiva de
la especie dentro del ecosistema (Humboldt, 1998).
Una solución alternativa y complementaria para la propagación y
producción
de
las
micropropagación
especies
in
vitro,
maderables,
técnica,
que
es
la
permite
aplicación
rápidas
de
la
tasas
de
multiplicación Castro et al. (1994); Carrizosa et al, (1994), hecho que se
ha demostrado con éxito en otras especies del mismo genero como J.
regia L., J. nigra L., J. cinerea L., valoradas por su importancia ecológica,
maderable y nueces comestibles. (Driver y Kuniyuki, 1984; Tulecke y
McGranahan, 1985; Leslie y McGranahan, 1992; Pijut, 1992; Chenevard
et al. 1997; Saadat y Hennerty, 2002). En Colombia solo ha sido
reportado el protocolo parcial, para la inducción de brotes in vitro, vía
organogénesis directa para J. neotropica Diels; utilizando yemas apicales
obtenidas a partir de plantas de invernadero de 1-4 meses de edad (Cruz
y Cruz, 2003).
El procedimiento que se resume a continuación describe los pasos
preliminares
de
desinfección,
establecimiento,
multiplicación
y
enraizamiento para J. neotropica, utilizando cotiledones en estado
inmaduro (tabla 4).
17
Avances en la micropropagación de cinco especies forestales________________________
Tabla 4. Micropropagación de cedro negro (J. neotropica Diels).
PROCEDIMIENTO
DETALLE
MATERIAL VEGETAL: Frutos inmaduros, los cuales
Edad entre 20 y 28 semanas después de la polinización.
FIGURA
presentan formación de la testa (cubierta).
DESINFECCION
-Lavar las semillas con Hipoclorito de sodio (NaOCl) al
Retirar la cáscara de los frutos, con ayuda de un cuchillo
y lavar los restos de corteza con cepillo y agua corriente.
2.5%, durante 20 min.
-Flamear con Etanol al 90%, tres veces, en cabina de
flujo laminar.
Explante
Colocar las semillas desinfectadas sobre papel craft
Extraer los cotiledones con la ayuda de pinzas y bisturí.
estéril y envolverlas, para fracturar la semilla, con ayuda
de un martillo y poder extraer los fragmentos de
cotiledón.
Medio de establecimiento
Colocar los fragmentos de cotiledón sobre el medio de
inducción de brotes (MI), en la oscuridad a 22ºC,
durante 30 días, para obtener la inducción de los brotes.
Composición del medio MI:
Sales Murashige y Skoog (1962), suplementado con 2
mg/L de kinetina, 1 mg/L de BAP, 0.5 mg/L de TDZ,
250 mg/L de L-glutamina, sacarosa 30 g/L, phytagel
0.22%, pH 5.7
Desarrollo y crecimiento de brotes
Los brotes que se obtienen son transferidos a medio de
desarrollo (MD), libre de reguladores de crecimiento y
condiciones de luz (12h) para inducir la elongación.
Composición del medio MD:
Sales Murashige y Skoog (1962), suplementado con 200
mg/L de caseína hidrolizada, sacarosa 30 g/L, phytagel
0.22%, pH 5.7
Hasta el momento los porcentajes de desarrollo son
bajos (1%).
Enraizamiento
Se cortan los esquejes (1cm) y se siembran en medio de
enraizamiento (MR1). Los explantes fueron sembrados
en el medio y colocados en condiciones de oscuridad por
7 días a temperatura 21 ±1ºC para la inducción de raíces.
Composición medio (MR1)
Sales MS al 50% de su concentración, suplementado
IBA 2,5 µM, sacarosa al 1,5% (p/v), caseína hidrolizada
100 mg/L, gelrite 0,22% (p/v).
Transcurridos siete días, los esquejes se transfieren a otro
Composición medio MR2
medio de cultivo (MR2), a una temperatura 21 ± 1ºC y
sales MS al 50%, suplementado con 1.5% (p/v) de
un fotoperíodo de 12h. Al cabo de seis días se observa la
sacarosa, gelrite 0.22% (p/v)
formación de un primordio radicular.
18
Avances en la micropropagación de cinco especies forestales________________________
Cabe mencionar que durante el desarrollo del procedimiento para la
multiplicación in vitro de cedro negro, se han obtenido otros resultados
satisfactorios, y que solo se mencionan de forma cualitativa, por que los
datos no se han analizado por métodos estadísticos; los resultados son los
siguientes: Inducción de los brotes adventicios en tres diferentes medios
de Cultivo MS (Murashige & Skoog, 1962), WPM (Lloyd y McCown, 1981),
DKW (Driver y Kuniyuki, 1984) (Anexo 1); inducción de brotes con tres
diferentes concentraciones (2.27, 1.4 y 0.5 µM de la hormona Thidiazuron
(TDZ), no hay diferencias al sembrar los fragmentos de cotiledón para
inducir los brotes, en el medio de cultivo por su cara interior (envés) o
exterior (haz), los embriones que se obtienen al abrir los frutos
inmaduros, tienen un 70% de germinación al sembrarse en medios de
cultivo (MS, WPM y DKW) libres de hormonas y en condiciones de
oscuridad durante 30 días.
También se evaluaron diferentes combinaciones de hormonas (Tabla 5),
para ayudar a la elongación de los brotes, pero sin ningún éxito. Los
ensayos que se realizaron fueron los siguientes:
Tabla 5. Evaluación de diferentes hormonas en brotes de J. neotropica.
COMPONENTE
DB1
DB2
DB3
DB4
DB5
MS(Murashige & Skoog)
100
100
100
100
100
BAP(mg/L)
ANA (mg/L)
AIA (mg/L)
AIB (mg/L)
GA3 (mg/L)
L-Glutamina (mg/L)
Caseina hidrolizada (mg/L)
Tiamina (mg/L)
Piridoxina (mg/L)
Ac. Nicotínico (mg/L)
Glicina (mg/L)
Mio inositol (mg/L)
Sacarosa (g/L)
Phytagel (g/L)
Gelrite (g/L)
pH
0.1
0.15
----1.0
0.5
0.5
1.0
100
30
2.2
-5.7
0.1
0.15
---125
-1.0
0.5
0.5
1.0
100
30
2.2
-5.7
0.5
0.01
----200
1.0
0.5
0.5
1.0
100
30
1.8
-5.7
0.5
0.01
----200
1.0
0.5
0.5
1.0
100
30
1.8
-5.7
0.1
---1.0
--1.0
0.5
0.5
1.0
100
30
-2.4
5.7
*DB: Medio para desarrollo de brotes.
19
Avances en la micropropagación de cinco especies forestales________________________
5. Seguimiento a las palmas de chontaduro en el suroeste
Antioqueño.
5.1 Antecedentes
Desde el año de 1999 se realizó un experimento para obtener palmas de
chontaduro (Bactris gasipaes H.B.K.) en convenio con la Universidad de
Antioquia, por cultivo in vitro mediante embriogénesis somática, el
material vegetal obtenido, de la multiplicación in vitro se adapto en los
viveros
de
Niquía,
en
convenio
de
CORANTIOQUIA-Secretaria
de
Agricultura. Se escogieron las palmas mas adaptas a las condiciones
ambientales y se llevaron a la región del suroeste antioqueño (Hispania),
donde fueron sembradas 43 palmas.
A la fecha de las 43 palmas sembradas en el predio del Ingeniero Forestal
Benicio
Uribe
Escobar,
solo
crecieron
33
palmas
de
chontaduro,
aproximadamente de cinco años de edad, y una altura promedio de 7 m;
todas se encuentran en fase reproductiva (formación de flores y frutos).
Pero la perdida permanente de frutos inmaduros y las inflorescencias se
observo, inicialmente desconociendo el agente (s) causal (es).
Se recolectaron frutos del suelo para determinar la perdida, tanto de
frutos y palmas. Al realizar la disección de los frutos se encontró
perforaciones y ataques en forma de galerías, causadas por larvas de tipo
curculionidae, características del orden coleóptera, así como el ataque de
hongos saprofitos e insectos en fase adulta, que permitieron su posterior
identificación (tabla 6). Las recomendaciones como la captura de insectos,
control de insectos con biopreparados, plateo y fertilización recomendados
durante el periodo 10 de Noviembre de 2005 hasta 20 de Mayo de 2006,
se resumen en la tabla 7.
20
Avances en la micropropagación de cinco especies forestales________________________
Tabla 6. Insectos plaga en palma de chontaduro.
ESPECIE
Picudo de la caña de azúcar
(Metamasius hemipterus).
CARACTERISTICA
DAÑO
Como su nombre lo dice también ataca caña de azúcar, plátano y
banano por eso no es aconsejable tener cerca dichos cultivos. Su daño
consiste en la elaboración de galerías en la base de los racimos de las
flores, los cuales se debilitan y se secan. Su control se realiza con
trampas construidas con tarros que contengan rodajas de piña o partes
tiernas picadas de tallo de caña, banano y/o chontaduro como cebo,
para su posterior captura, utilizando 10 tarros/hectárea.
tomado de Peña et al, 2002
Barrenador del tallo
Los daños son causados por las larvas que emergen de los huevos
(Rhynchophorus palmarum)
ovipositados por la hembra en los tejidos frescos resultante del deshije.
Las larvas penetran en el tallo y como consecuencia el daño favorece el
desarrollo de pudriciones que pueden destruir La planta. Su control es
ante todo preventivo, es un insecto que es atraído por las heridas
frescas o que comienzan a fermentarse por lo cual se deben proteger los
cortes después del deshije con soluciones insecticidas o caldo bórdeles,
tomado de Peña et al, 2002
actualmente el insecto se captura mediante la localización de trampas
con feromona de agregación y trozos de material vegetal (rodajas de
piña, caña, banano o chontaduro) como cebo.
El Picudo negro
Actualmente es la plaga de mayor importancia económica que afecta los
(Palmelampius heinrichi)
cultivos de chontaduro. El insecto en estado adulto perfora el botón
floral femenino o el fruto para alimentarse u ovipositar. Los huevos
colocados por la hembra, eclosionan y la larva barrena (perfora) los
botones ó frutos provocando la caída. En inflorescencias recién abiertas
el insecto puede atacar acentuándose el daño. Cuando el ataque del
insecto ocurre en frutos desarrollados, estos pueden llegar a su
maduración, pero afectando su calidad tanto externa como interna. Su
control y manejo esta relacionado con el proceso de apertura de la
espata floral y polinización de las flores recomendando el método del
embolsado del racimo con bolsa plástica.
Cucharón marceño
Antes que la espata abra (estructura que protege la inflorescencia), se
(Cyclocephala sp.)
debe regar con extracto de ají-ajo (10 cc/L), para repeler a los adultos,
los cuales son atraídos por el olor que expelen las flores durante la
polinización,. Tumbando las flores y frutos pequeños.
21
Avances en la micropropagación de cinco especies forestales________________________
Tabla 7. Recomendaciones realizadas para palma de chontaduro.
LABOR
DETALLE
Embolsar las
Practica que se debe realizar preferiblemente entre 0 y 24 horas después de la apertura, para
inflorescencias y
protegerlo del pequeño insecto, el picudo negro Palmelampius heinrichi: Curculionidae
FIGURA
racimos
Deshoje
Enterrar y aplicar cal agrícola a los tallos y hojas de las palmas que se cortan durante la limpia del
cultivo, muy importante para evitar que los insectos plagas se sigan multiplicando y afectando el
cultivo.
Plateo
Fertilización
y
Realizar como mínimo cuatro fertilizaciones al año, de la siguiente manera: la primera aplicación,
agregar materia orgánica 3 Kg/planta, cal dolomítica (100 gr) y fosforita Huila (200 gr), completar
la fertilización con 5 gr de elementos menores (AGRIMINS), revolver bien con tierra y agregar
alrededor de cada planta. La segunda aplicación, materia orgánica 3 Kg/planta, cal dolomítica (100
gr) y fosforita Huila (200 gr). En la tercera aplicación, materia orgánica 3 Kg/plant), cal
dolomítica (100 gr) y fosforita Huila (200 gr). La cuarta aplicación, materia orgánica 3 Kg/planta,
cal dolomítica (100 gr) y fosforita Huila (200 gr), 5 gr de elementos menores (AGRIMINS).
Trampeo
Colocar trampas para la captura de M. hemipterus, R. palmarum, P. heinrichi ). Las trampas se pueden
fabricar con tarros plásticos y residuos vegetales en proceso de fermentación (trozos de tallo de
plátano, caña de azúcar, palma de chontaduro), posteriormente al capturar los insectos, se echan
en un recipiente con solución jabonosa para matarlos. Las mismas trampas se pueden utilizar
como cebos tóxicos, sumergir los trozos de material vegetal en melaza (150 cc + 850 cc de agua
+ 1cc de insecticida), y dejar remojando de un día para otro, luego colocar los trozos en el tarro.
Las trampas con cebos atrayentes se deben cambiar cada 8 o15 días.
Fumigar con
Aplicar a la base de los racimos ANISAFER (Metarhizium anisoplae) y BASSAR (Beauveria bassiana)
controladores
como controladores biológicos en dosis de 4 g/L, dejando en remojo 12 horas antes.
biológicos
Aplicación de
La materia orgánica se obtiene de desechos orgánicos como hojarasca, cáscaras, residuos de
Materia orgánica
cosechas, desechos de desyerbas, pulpa de café, estiércol de animales (bovinos, equinos, aves y
cerdos) no se deben aplicar frescos, es mejor prepararlos por medio de técnicas de compostaje.
Renovación
Es importante que siempre se deje crecer un tallo productor de racimos y un hijuelo para que lo
sustituyan (el hijuelo no debe sobre pasar los 1.5 mt de altura, de lo contrario se deben cortar y de
dejar crecer otro de nuevo) cuando el principal esté muy alto o un ataque de plaga o enfermedad
lo dañe como se viene presentando.
22
Avances en la micropropagación de cinco especies forestales________________________
6. Propagación asexual de Caunce (Godoya antioquensis Planch).
Este ensayo se plantea como una alternativa para obtener material de
mayor altura en menor tiempo, debido a que hasta el momento las tasas
de multiplicación in vitro no superan a las tasas de crecimiento de plantas
obtenidas por semillas.
En el sitio conocido como Cerro Asturias (parque ARVI), se realizó un
ensayo preliminar con la especie conocida como Caunce, el ensayo
consistió en seleccionar 60 brotes básales (chupones), y proceder con
ayuda de una navaja a efectuar un corte en forma de anillado, para
realizar acodos aéreos y comparar el efecto de 5000ppm de ácido
indolbutírico (AIB) con 0 ppm (control), para inducir raíces adventicias.
De 60 acodos realizados 35 fueron con AIB y los 25 restantes sin
hormona. Después de tres meses de seguimiento, se procedió a
separarlos de las ramas y observar el efecto de la hormona AIB, en la
producción de raíces adventicias. Encontrando un efecto positivo en los 35
acodos que se realizaron con AIB (5.000 ppm), al presentar abundante
formación de raíces, en comparación con los acodos a los que no se les
aplico la hormona, los cuales presentaban al momento de la evaluación
formación de callo en la base del corte (fig. 3).
Los acodos se sembraron en bolsas plásticas negras conteniendo tierra y
arena en proporción (2:1), para continuar con el proceso de prendimiento
de cada brote (chupón) y adaptación como plantas independientes (fig.
4).
23
Avances en la micropropagación de cinco especies forestales________________________
a
b
c
Figura 3. Respuesta de acodos al Ácido indol butírico (AIB). a. Formación
de tejido calloso en acodos sin AIB. b. Inducción de raíces adventicias en
presencia de AIB. c. Acodos con AIB, listo para transplantar.
Figura 4. Siembra de acodos en bolsas con tierra-arena (2:1).
24
Avances en la micropropagación de cinco especies forestales________________________
CONCLUSIONES
-Aunque se logró el establecimiento y micropropagación clonal para G.
antioquensis Planch, las tasas de multiplicación no son lo suficientemente
rápidas para obtener gran cantidad de material, indicando que se deben
evaluar nuevas combinaciones de hormonas, que aceleren las tasas de
división celular.
-La ventaja que mostró la propagación in vitro de G. antioquensis Planch,
fue la de obtener material de mayor altura que el propagado por semillas.
De otro lado la propagación por medio de acodos aéreos que se realizó en
árboles de la misma especie, se observa como otro método alternativo con
muy buenas perspectivas, al producirse material vegetal de muy buen
tamaño y características deseadas.
-Importante evaluar concentraciones mas bajas de ácido indol butírico
(AIB), e inclusive comparar con otras hormonas enraizadoras, como el
ácido indolacético (AIA) y ácido naftalenacético (ANA).
-Hacer seguimiento a los acodos de G. antioquensis Planch, en condiciones
de vivero y campo (parcelas demostrativas), es importante para observar si
hay crecimientos plagiotrópicos, como se ha observado en otras especies
forestales que son propagadas por este método.
-Para las especies yarumo blanco y yarumo común, la ventaja de propagar
por la técnica de cultivo in vitro, se justifica por las altas tasas de
multiplicación y de producción masiva, ya que se obtienen grandes
cantidades de plántulas listas para sembrar en condiciones de campo en un
periodo de 8 meses, situación que no se observa al producir el material por
semillas.
25
Avances en la micropropagación de cinco especies forestales________________________
-Aunque hay reportes de la inducción de brotes in vitro en cedro (J.
neotropica Diels, utilizando yemas apicales, no se ha logrado producir
material a condiciones ex vitro (medio ambiente); de ahí la importancia de
implementar un protocolo utilizando otro tipo de explante (cotiledones
inmaduros), permitiendo en un futuro cercano la obtención de plántulas de
cedro negro en épocas donde no hay producción de semilla sexual.
-Hasta el momento se obtienen grandes cantidades de brotes sobre la
superficie de los cotiledones de J. neotropica, pero se obtienen muy bajos
porcentajes de desarrollo de los brotes en plántulas (1%), faltando dilucidar
los factores químicos y físicos que permitan obtener grandes cantidades de
plántulas, por medio de este protocolo.
-La siembra y germinación de los embriones inmaduros de J. neotropica, de
16-24 semanas de edad, sobre los medios MS, DKW y WPM, ha mostrado
resultados muy positivos, si se observa como una labor de rescate de
embriones, y podría ser una práctica a utilizar, si en la especie se presenta
perdidas de frutos durante la etapa de formación y maduración.
-Los embriones se pueden evaluar bajo condiciones in vitro, para tratar de
obtener
material
vegetal
vía
embriogénesis
somática
como
se
ha
demostrado en otras especie como J. regia L., J. nigra L., J. cinerea L.
-La producción de palmas de chontaduro, por el protocolo establecido por
Botero y Atehortúa (1999), no ha permitido obtener material nuevo,
iniciando desde el establecimiento de nuevos ápices, por las bajas tasas de
bioconversión de embriones a plántulas, el número de ensayos ha sido
grande pero sin éxito.
-El proceso de adaptación al medio ambiente, de las palmas que se sacan
del laboratorio, se ha visto afectado por las condiciones climáticas de la
26
Avances en la micropropagación de cinco especies forestales________________________
zona donde se realiza dicha labor, haciendo muy dispendioso y lento el
desarrollo y crecimiento de las palmas de B. gasipaes.
-El material que se encuentra establecido en campo de B. gasipaes, ha
presentado un crecimiento vegetativo y desarrollo normal; el inicio de la
producción de flores y frutos tampoco se vio afectada. Las limitantes han
sido la aparición de plagas relacionadas con el cultivo afectando la
producción.
-Las recomendaciones realizadas se han encaminado al no uso de
agroquímicos hasta donde la situación lo permita, la fertilización con abono
orgánico, suplementado con cal agrícola y elementos menores ha sido
suficiente para mantener una emisión constante de inflorescencias y frutos,
sin la manifestación de deficiencias minerales.
-El uso de trampas dentro del cultivo ha permitido la capturar una gran
cantidad
de
adultos
de
Palmelampius
heinrich,
para
su
posterior
destrucción. Pero no se obtenido éxito para el control de Metamasius
hemipterus y Rhynchophorus palmarum.
-El corte y tumba de algunas palmas se debió, a que fueron perforadas en
el tallo por Rhynchophorus palmarum, causando pudrición del mismo, de
ahí la importancia de mantener un hijuelo como mínimo por planta (para la
sustitución).
-El uso de controladores biológicos (Beauveria bassiana y Metarhizium
anisoplae), no ha tenido una aceptación total por parte del propietario, ya
que estos microorganismos actúan lentamente en el control de insectos
blanco (Metamasius hemipterus y Rhynchophorus palmarum, Palmelampius
heinrich).
27
Avances en la micropropagación de cinco especies forestales________________________
BIBLIOGRAFIA
ANDEA GEOLOGICAL SERVICES Ltda (A G. S.). 2004. Estrategia para
la conservación y propagación para las poblaciones de tres especies
endémicas y en peligro extinción en la jurisdicción de CORANTIOQUIA.
Medellín. 115 p.
BLAAK, G. Vegetative propagation of pejibaye (Bactris gasipaes H.B.K).
En: Turrialba Vol. 30, No. 3 (1980); p. 258-261. 1980.
BOTERO, L y ATEHORTÚA, L.. Producción de chontaduro (Bactris
gasipaes H.B.K.) vía embriogénesis somática. Reporte Científico-Técnico.
(1999); CORANTIOQUIA. 12 p.
CALDERON, E. 2001. Listas rojas Preliminares de Plantas Vasculares de
Colombia, incluyendo orquídeas. Instituto de Investigaciones de Recursos
Biológicos
Alexander
von
Humboldt.
[online].
URL:
http//www.humboldt.org.co/conservación/Listas Preliminares. htm. Fecha
de consulta: mayo 16 del 2002.
CARRIZOSA M, S. et al. 1994, Cultivo de tejidos para la propagación y
mejoramiento de especies forestales. III Congreso: La investigación en la
Universidad Javeriana. Bogotá. p. 547-559.
CASTRO D., R. et al. 1994. Utilización de las técnicas de cultivo de
tejidos vegetales in vitro para la propagación y conservación de
germoplasma de cuatro especies vegetales en vía de extinción en el
oriente antioqueño: comino (Aniba Perutilis), Abarco (Cariniana
pyriformis), Almedron (Caryocar glabrum) y guayacán (Tabebuia
serratifoliar). En: Cuadernos de Investigación y desarrollo regional, Nº 8.
CORNARE.
CRUZ G., D. Z. y CRUZ G., D. M. Inducción de brotación in vitro vía
organogénesis de Juglans neotropica Diels. Ibagué, 2003, 75 h. Trabajo
de Grado (Programa de Biología). Universidad del Tolima, Facultad de
Ciencias Básicas.
CHENEVARD, D.; FROSSARD, J. S.; ALLEMAND, C. J. Carbohydrate
reserves and CO2 balance of hybrid walnut (Juglans regia no. 23 x Juglans
regia) plantlets during acclimatisation. En: Scientia Horticulturae. Vol. 68
(1997); p. 207-217.
28
Avances en la micropropagación de cinco especies forestales________________________
DRIVER, J. A. and KUNIYUKI, A. H. In vitro propagation of Paradox
Walnut rootstock. En: HortScience, Vol. 19, No. 4 (1984); p. 507-509.
GOMEZ R., M. L. Incidencia de la estratificación y el sustrato en la
germinación de semillas de Juglans neotropica. En: Crónica Forestal y el
Medio Ambiente, Vol. 17 (2002); p. 41-51.
INSTITUTO DE INVESTIGACIONES DE RECURSOS BIOLOGICOS
ALEXANDER VON HUMBOLDT. Enfrentar el riesgo de extinción en la
flora Colombiana. En: Biosíntesis, boletín No. 11 agosto (1998); p. 1-4.
ISSN 01237895.
LESLIE, C. and McGRANAHAN, G. I.7 Micropropagation of Persian
Walnut (Juglans regia L.). pp 136-150. En: PERSLEY, G. J. (Ed).
Biotechnology in Agriculture and Forestry, Vol.18, (1992); 495p.
LLOYD, G. and McCOWN, B. Commercially feasible Micropropagation of
mountain Laurel (Kalmia latifolia) by use of shoot tip culture. International
Plant Propagators Society Proceedings. Vol. 30 (1981); p. 421-427.
LÓPEZ, J. & PIEDRAHITA, E. Tratamientos pregerminativos aplicados a
la semilla de cedro negro (Juglans neotropica) para reducir su periodo de
germinación. pp 191-199. En: Arboleda O. (ed.). Segundo simposio sobre
avances en la producción de semillas forestales en América Latina. 18-22
de Octubre, 1999. CATIE. Santo Domingo, Republica Dominicana.
MORA, J., y SOLIS, M. A. Polinización en Bactris gasipaes H.B.K.
(palmae). Revista de Biología Tropical 28 (1), (1980): 153-174.
MORA, J. El Ciclo de Floración en Pejibaye (Bactris gasipaes H.B.K.) y su
Posible Uso Manejo Agronómico. Agronomía Costarricense. Vol.5 no1/2
(1981); p. 115-119.
MURASHIGE, T. and SKOOG, F. A revised medium for rapid growth and
bio-assays with tobacco tissue culture. En: Phisiology Plantarum, 15
(1962): p. 473-497.
OSPINA, P., C. M. et al. El Cedro Negro: una especie promisoria de la
zona cafetera. Chinchiná-Caldas. Federación Nacional de Cafeteros de
Colombia. CENICAFE. En: Boletín Técnico Nº 25 (2003); p. 40. ISSN
0120-047X.
PEÑA R., E.; REYES C., R.; y BASTIDAS P., S. Reconocimiento del
daño y manejo del insecto Palmelampius heinrichi (antes Geraeus sp).
CORPOICA. Boletín divulgativo No. 16. San Andrés de Tumaco, Abril de
2002.
29
Avances en la micropropagación de cinco especies forestales________________________
PIJUT, P. M.
Micropropagation of Juglans cinerea L. (Butternut)
Biotechnology in Agriculture and Forestry, Vol. 39 High-Tech and
Micropropagation V (ed. by Y.P.S. Bajaj) Springer-Verlag Berlin Heidelberg
1997. pp 345-357. http://www.treesearch.fs.fed.us/pubs/search.jsp
QUINTERO, G., O. 2004. Propagación in vitro y aclimatación para cinco
especies vegetales. Corporación Autónoma Regional del Centro de
Antioquia – CORANTIOQUIA. Medellín. 40 pp.
REYES C., R.; PEÑA R., E. A. y GOMEZ S., J. El cultivo de chontaduro
(Bactris gasipaes.) para Palmito. CORPOICA. Regional 5 (2002), Centro de
investigación El Mira. Tumaco. 121p.
SAADAT Y., A and HENNERTY M., J. Factors affecting the shoot
multiplication of Persian walnut (Juglans regia L.). En: Scientia
Horticulturae, Vol 95, (2002); p. 251-260.
STEIN, M. and STEPHENS, C. Effect of 2,4-D dichlorophenoxyacetic acid
and activated charcoal on somatic embryogenesis of (Bactris gasipaes
H.B.K.). En: Turrialba Vol. 41 no2 (1991); p. 196-201.
TULECKE, W. and McGRANAHAN, G. Somatic embriogénesis and plant
regeneration from cotyledons of walnut, Juglans regia L. En: Plant
Science, Vol. 40 (1985); p. 57-63.
VALVERDE, R. y ARIAS, O. Los Hijos laterales en la propagación
vegetativa in vitro del pejibaye. En: Diversificación Agrícola ASBANA. VII.
Informe de labores. (1985); pp 58-60.
VALVERDE, R. y ARIAS, O. Efecto morfogenético del picloram en ápices
de pejibaye Guillelma gasipaes, cultivados in vitro. En: agronomía
Costarricense. Vol.3, No. 2 (1989); p. 189-192.
VALVERDE, R.; GOMEZ, L.; ARIAS, O. y THORPE, T. Respuesta
morfogenética de los apices de pejibaye (Bactris gasipaes H.B.K.),
cultivados in vitro, en condiciones de luz y oscuridad. En: Agronomía
Costarricense. Vol. 11, no. 1 (1987); p. 97-102.
VALVERDE, R.; ARIAS, O. y THORPE, T. Estudio histológico en callos de
pejibaye (Guillelma gasipaes). En: Agronomía Costarricense. Vol. 16, no.
2 (1987); p. 225-1229.
30
Avances en la micropropagación de cinco especies forestales________________________
ANEXO 1. Composición química de los medios de cultivo MS, WPM y DKW.
COMPUESTO
MS (mg/L)
WPM (mg/L)
DKW (mg/L)
Na2 EDTA
37,3
37,3
45.4
FeSO4.7H2O
27,8
27,8
33.8
NH4NO3
1650
400
1416
KNO3
1900
----
Zn(NO3)2. 6H2O
---
---
17
H3BO3
6,2
6,2
4.8
KH2PO4
170
170
265
Ca(NO3).4H2O
----
556
1968
CaCl2.2H2O
440
96
149
KI
0,83
----
NaMoO4.2H2O
0,25
----
0.39
CoCl2.6H2O
0,025
----
---
K2SO4
---
---
1559
NiSO4. 6H2O
---
---
0.005
MgSO4.7H2O
370
370
740
MnSO4.4H2O
22,3
22,3
33.5
ZnSO4.7H2O
8,6
8,6
---
CuSO4.5H2O
0,025
0,025
0.25
Mio inositol
100
100
100
Tiamina
0,1-1
0,1-1
2
Ácido nicotínico
0,5
0,5
1
Piridoxina
0,5
0,5
---
Glicina
2,0
2,0
2
31
Descargar