De la Naturaleza al Laboratorio: Biocatálisis Aplicada a la Síntesis

De la Naturaleza al Laboratorio: Biocatálisis Aplicada a la Síntesis
Orgánica
Eduardo García-Junceda
Departamento de Química Bio-Orgánica, Instituto de Química Orgánica General (IQOG-CSIC)
C/ Juan de la Cierva, 3, Madrid, 28006, España, eduardo.junceda@csic.es.
Las factorías químicas más eficientes que se conocen son los seres vivos. Esta
exquisita eficiencia, se debe a la estrategia sintética —en el sentido que Nicolaou da a
este término1— que la Evolución ha optimizado a lo largo del tiempo. Esta “estrategia
sintética natural”, se basa en tres aspectos clave: i) la utilización de las enzimas como
catalizadores; ii) el uso secuencial de estos catalizadores en reacciones en cascada
(rutas biosintéticas) y iii) la compartimentalización de enzimas o rutas incompatibles en
distinto orgánulos o compartimentos celulares.
El objetivo último de la biocatálisis es transferir la exquisita eficacia que muestran
las enzimas en la naturaleza al laboratorio. Para ello, la biocatálisis debe, no solo
utilizar las enzimas como catalizadores, sino imitar las estrategias sintéticas
comentadas anteriormente.2
Las técnicas de DNA recombinante y especialmente la PCR, han permitido y
facilitado la obtención de gran cantidad de enzimas que anteriormente eran
difícilmente accesibles y que son capaces de catalizar una miríada de reacciones
químicas. Pero, además, estas técnicas han permitido desarrollar estrategias para
modificar aspectos de la catálisis enzimática que son clave desde el punto de vista de
la biocatálisis como son la especificidad por el sustrato, regio- y enantioselectividad,
estabilidad, etc.
Las rutas biosintéticas desarrolladas por los seres vivos pueden asimilarse en la
biocatálisis al uso de sistemas multienzimáticos en fase homogénea. La acción
concertada de varias enzimas que actúan secuencialmente presenta extraordinarias
ventajas desde el punto de vista sintético ya que permite convertir en irreversible un
proceso reversible, desplazar el equilibrio de una reacción de forma que se puedan
obtener compuestos enantioméricamente puros a partir de sustratos proquirales o
racémicos, eliminar problemas de inhibición del catalizador por exceso de producto o
prevenir la falta de sustratos por su dilución o degradación en el medio celular, etc. En
los seres vivos, a lo largo de la evolución, algunas de estas rutas multienzimáticas han
sido optimizadas uniendo dos o más enzimas en una única proteína dando lugar a la
aparición de enzimas multifuncionales o de complejos enzimáticos. Esta aproximación
también la puede imitar la biocatálisis mediante el entrecruzamiento de varias
proteínas utilizando reactivos bifuncionales o mediante la fusión de genes que
codifican para diferentes enzimas.
Por último, la compartimentalización en diferentes orgánulos que llevan a cabo
los seres vivos, es mimetizada en el campo de la biocatálisis mediante diferentes
estrategias de inmovilización (confinamiento físico de una enzima o varias enzimas en
una región determinada del espacio) como pueden ser la microencapsulación, el
atrapamiento en liposomas o fibras huecas entre otros ejemplos.
Algunas de estas estrategias se ilustrarán en esta conferencia con trabajos
realizados en mi grupo de investigación. En los últimos años, hemos empleado estas
“estrategias sintéticas naturales” para intentar paliar el principal inconveniente sintético
que presentan las aldolasas dependientes de dihidroxiacetona (DHA) fosfato, que es
su estricta dependencia de la DHAP.
Las aldolasas dependientes de DHAP catalizan la adición aldólica entre una
cetona donadora (DHAP) y un aldehído aceptor formando cetosas-1-fosfato. Como se
ha comentado presentan una gran especificidad por la cetona donadora, aunque
toleran un amplio rango de aceptores, incluyendo aldehídos alifáticos poco impedidos
y aldehídos con heteroátomos α-sustituidos. En general, los aldehídos con
impedimentos estéricos, los aromáticos y los α β-insaturados no se consideran
sustrato de estas enzimas.3 Estas enzimas han sido ampliamente utilizadas para la
síntesis de carbohidratos, miméticos de carbohidratos y otros.4 Esta familia de
aldolasas está compuesta por cuatro enzimas: fructosa-1,6-bifosfato aldolasa (FBPA),
tagatosa-1,6-bifosfato aldolasa (TBPA), L-fuculosa-1-fosfato aldolasa (Fuc-1PA) y Lramnulosa-1-fosfato aldolasa (Rha-1PA). El L-lactaldehído es el sustrato aceptor
natural de Fuc-1PA y Rha-1PA, y el D-gliceraldehído-3-fosfato el de FDPA y TDPA. Su
mayor interés sintético reside en que, en la cetosa-1-fosfato resultante se forman dos
nuevos estereocentros cuya estereoquímica está controlada, salvo excepciones, por la
enzima y no por los sustratos. Además, las aldolasas de esta familia son
enantiocomplementarias,
es
decir,
su
uso
permite
sintetizar
los
cuatro
diastereoisómeros posibles a partir de un par de sustratos dado
Así, nuestro grupo ha diseñado un sistema multi-enzimático que permite la
formación de enlaces C-C a partir de DHA, basado en su fosforilación in situ catalizada
por la DHAK de C. freundii.5 Aunque este sistema multi-enzimático supone un gran
avance para la utilización sintética de las aldolasas dependientes de DHAP, todavía
presenta varios aspectos susceptibles de optimizar. Para ello, hemos utilizado una
doble estrategia: i) el diseño de una nueva enzima bifuncional que presenta, dentro de
la misma cadena polipeptídica, las funciones quinasa y aldolasa unidas por un brazo
espaciador6 y ii) hemos iniciado un programa de evolución dirigida de la DHAK,
diseñado para modificar su especificidad por el donador de fosfato desde ATP hacia
poli-fosfato inorgánico (poli-Pi).
Agradecemos al Ministerio de Ciencia e Innovación español (Grant CTQ201015418) y a la Comunidad de Madrid (Grant S2009/PPQ-1752) el apoyo económico a
este proyecto.
Referencias:
1- Nicolaou, K. C., Chen, J. S. Chem. Soc. Rev. 2009, 38, 2993-3009.
2- Sánchez-Moreno, I., Oroz-Guinea, I., Iturrate L., García-Junceda E. En Comprehensive
Chirality. H. Yamamoto and E. Carreira (eds); Section: Synthetic Methods VI - Enzymatic and
Semi-Enzymatic, N. Turner (ed.). Elsevier. En prensa.
3- Bednarski, M. D., Simon, E. S., Bischofberger, N., Fessner, W. D., Kim, M. J., Lees, W.,
Saito, T., Waldmann, H., Whitesides, G. M. J. Am. Chem. Soc. 1989, 111, 627-635.
4- Iturrate, L., García-Junceda, E. En Multi-Step Enzyme Catalysis: Biotransformations and
Chemoenzymatic Synthesis. García-Junceda, E. (ed.), pp. 61-81, Wiley-VCH Verlag GMBH &
Co. KGaA, Weinheim, Germany. (2008)
5- Sánchez-Moreno, I.; García-García, J. F.; Bastida, A.; García-Junceda, E. Chem. Commun.
2004, 1634-1635.
6- a) Iturrate, L.; Sanchez-Moreno, I.; Doyaguez, E. G.; Garcia-Junceda, E. Chem. Commun.
2009, 1721-1723; b) Iturrate, L.; Sánchez-Moreno, I.; Oroz-Guinea, I.; Pérez-Gil, J.; GarcíaJunceda, E. Chem. Eur. J. 2010, 16, 4018-4030.