almidon de maiz

CARACTERÍSTICAS DEL ALMIDÓN DE MAÍZ
Y RELACIÓN CON LAS ENZIMAS DE SU BIOSÍNTESIS
CHARACTERISTICS OF MAIZE STARCH
AND RELATIONSHIP WITH ITS BIOSYNTHESIS ENZYMES
Edith Agama-Acevedo*, Erika Juárez-García, Silvia Evangelista-Lozano,
Olga L. Rosales-Reynoso, Luis A. Bello-Pérez
Centro de Desarrollo de Productos Bióticos del IPN. Km 8.5 carr. Yautepec-Jojutla, Colonia
San Isidro, Apartado Postal 24, 62731. Yautepec, Morelos, México. (eagama@ipn.mx).
Resumen
Abstract
Las tortillas de maíz azul difieren en sabor y textura de las de
maíz blanco. Estas diferencias podrían atribuirse a la dureza
del grano o a la estructura del almidón, la cual está influenciada por los mecanismos de su biosíntesis y repercute en la
estructura de sus dos componentes principales. El objetivo
del presente estudio fue analizar el almidón de maíz azul y
blanco en dos etapas de desarrollo del grano, para asociar sus
características morfológicas y fisicoquímicas con la estructura, y esta última con las enzimas que participan en su biosíntesis. El maíz se cosechó a los 20 y 50 d después de la polinización (ddp) y el almidón se cuantificó, y se aisló para ser
caracterizado. Se extrajeron y separaron por peso molecular
las enzimas de biosíntesis del almidón. El análisis de varianza
fue de una vía con un nivel de significancia de p0.05. El
maíz azul presentó mayor contenido de almidón. En el estudio electroforético, los dos maíces presentaron bandas con
peso molecular reportado para ADP glucosa pirofosforilasa,
almidón sintasa unida al gránulo y tres isoformas de almidón
sintasa soluble. Además, se encontraron dos isoformas de la
enzima ramificante del almidón en el maíz azul, que podrían
alterar el patrón de ramificación de su amilopectina, produciendo estructuras altamente ramificadas con cadenas cortas,
por lo que la estructura del almidón a los 50 ddp presentó
menor espacio disponible dentro de la estructura granular
para la síntesis de amilosa, así como cristales pequeños y menos perfectos que se desorganizaron a menor temperatura y
entalpía que los del almidón de maíz blanco. La biosíntesis
del almidón de maíz blanco y azul difirió, ya que las isoformas de la enzimas ramificante en cada uno de los maíces
produjeron estructuras diferentes, lo cual repercutió en sus
propiedades fisicoquímicas.
Blue maize tortillas differ in taste and texture from white
maize. These differences may be due to grain hardness or
the starch structure, which is influenced by its mechanisms
of biosynthesis and affects the structure of its two main
components. The aim of this study was to analyze the blue
and white maize starch in two development stages of the
grain, to associate its morphological and physicochemical
characteristics with the structure, and the latter with the
enzymes involved in its biosynthesis. We harvested maize
20 and 50 d after pollination (DAP); and quantified
starch content in the kernel, isolated and characterized
it. We extracted and separated the starch biosynthesis
enzymes according to their molecular weight, and used
a one-way analysis of variance at a significance level of
p0.05. Blue maize had higher starch content. In the
electrophoretic analysis, the two maize varieties had
bands of molecular weight reported for ADP glucose
pyrophosphorylase granule bound synthase starch and
three isoforms of soluble synthase starch. Furthermore,
we found two isoforms of the starch branching enzyme
in blue maize, which could alter the pattern of branching
of amylopectin, producing highly branched structures
with shorter chains, so that the structure of starch at 50
DAP had less available space within the grain structure
for the synthesis of amylose and small and less perfect
crystals, which were disorganized at lower temperature
and enthalpy than those of the white maize starch. The
white and blue maize starch biosynthesis differed as
isoforms of branching enzymes in each maize produced
different structures, which affected their physicochemical
properties.
*Autor responsable v Author for correspondence.
Recibido: abril, 2012. Aprobado: noviembre, 2012.
Publicado como ARTÍCULO en Agrociencia 47: 1-12. 2013.
Key words: amylose, amylopectin, starch biosynthesis, blue and
white maize.
1
AGROCIENCIA, 1 de enero - 15 de febrero, 2013
Palabras clave: amilosa, amilopectina, biosíntesis del almidón,
maíz azul y blanco.
Introducción
E
l almidón es el principal constituyente del
maíz (Zea mays L.) y las propiedades fisicoquímicas y funcionales de este polisacárido están estrechamente relacionadas con su estructura. El
almidón está formado por dos polímeros de glucosa:
amilosa y amilopectina. Estas moléculas se organizan
en anillos concéntricos para originar la estructura
granular. La distribución de la amilosa dentro de los
anillos concéntricos difiere entre el centro y la periferia del gránulo, ya que sólo ocupa los lugares disponibles que deja la amilopectina después de sintetizarse
(Tetlow et al., 2004).
La biosíntesis de la amilopectina involucra la
participación de las enzimas almidón sintasa solubles (SSS, por sus siglas en inglés), que unen moléculas de glucosa mediante enlaces  1-4, produciendo cadenas lineales con diferente grado de polimerización (GP). Las enzimas ramificantes del almidón
(SBE, por sus siglas en inglés), unen cadenas de glucanos mediante enlaces  1-6, originando una molécula ramificada. Una vez formada la amilopectina,
la almidón sintasa unida al gránulo (GBSS, por su
siglas en inglés, granule bound synthase starch) comienza a unir glucosas para sintetizar únicamente
las cadenas de amilosa (Baldwin, 2001). Cada una
de estas enzimas presenta isoformas (GBSS I y II;
SSS I, II, III y IV; SBE I y II, que a su vez pueden
ser del tipo “a” o “b”), las cuales difieren en el mecanismo de acción durante la síntesis del almidón,
generando estructuras que difieren en el GP de las
cadenas lineales, en la densidad y en la longitud de
las ramificaciones; estas isoformas pueden o no, estar asociadas al gránulo del almidón. Para almidón
de maíz blanco (silvestre, mutantes y modificados
genéticamente) se conoce la función de cada una de
estas enzimas e isoformas en la síntesis de la estructura en etapas tempranas del desarrollo del grano
y su relación con la estructura del almidón en su
etapa de madurez (Smith, 2001; Tetlow et al., 2004;
Grimaud et al., 2008).
Hay diferencias entre las características químicas, morfológicas, fisicoquímicas y de digestibilidad
del almidón de maíz azul y blanco (Hernández-Uribe et al., 2007; Agama-Acevedo et al., 2008; Utrilla-
2
VOLUMEN 47, NÚMERO 1
Introduction
S
tarch is the main constituent of maize (Zea
mays L.) and the physicochemical and
functional properties of this polysaccharide
are closely related to its structure. Starch consists of
two glucose polymers: amylose and amylopectin.
These molecules are arranged in concentric rings to
produce the granular structure. The distribution of
amylose within the concentric rings of the granules
differs between the center and periphery as it only
occupies the available space left by amylopectin after
being synthesized (Tetlow et al., 2004).
Amylopectin
biosynthesis
involves
the
participation of soluble synthase starch enzymes,
which bind glucose molecules through links a 1-4,
producing linear chains with different degree of
polymerization (DP). Starch branching enzymes
(SBE) bind chains of glucans through links a
1-6, resulting in a branched molecule. Once
amylopectin is formed, the granule bound synthase
starch (GBSS) begins to bind glucose to synthesize
only amylose chains (Baldwin, 2001). Each of
these enzymes has isoforms (GBSS I and II, SSS I,
II, III and IV; SBE I and II, which in turn may
be type “a” or “b”). They differ in the mechanism
of action during starch synthesis, generating
structures which differ in linear chains DP, in the
density and length of branches; these isoforms may
be associated or not with the starch granule. For
white maize starch (wild, mutant and GM) each of
these enzymes and isoforms has a function in the
synthesis of the structure at early stages of the grain
development, being related to the structure of the
starch at ripening (Smith, 2001; Tetlow et al., 2004;
Grimaud et al., 2008).
There are differences between the chemical,
morphological, physicochemical and digestibilityrelated characteristics of blue and white maize starch
(Hernández-Uribe et al., 2007; Agama-Acevedo
et al., 2008; Utrilla-Coello et al., 2009). In this
regard, Utrilla-Coello et al. (2009) separated the
starch biosynthetic enzymes using two-dimensional
electrophoresis and analyzed them with MALDITOF; samples showed seven spots at 60 kDa MW
with pI between 5 and 6 and were identified as
GBSS1. The study was conducted on mature grains
(50 d after pollination, dap), when most enzymes
synthesizing starch have disappeared, except GBSS
CARACTERÍSTICAS DEL ALMIDÓN DE MAÍZ Y RELACIÓN CON LAS ENZIMAS DE SU BIOSÍNTESIS
Coello et al., 2009). Al respecto, Utrilla-Coello et
al. (2009) separaron las enzimas biosintéticas del
almidón con electroforesis bidimensional y las analizaron con MALDI-TOF; las muestras presentaron siete manchas a PM de 60 kDa con pI entre
5-6, y se identificaron como GBSS1. Dicho estudio
se realizó en granos maduros (50 d después de la
polinización, ddp), cuando la mayoría de las enzimas que sintetizan el almidón han desaparecido, a
excepción de la GBSS (Prioul et al., 2008). El objetivo del presente estudio fue analizar el almidón de
maíz azul y blanco en dos etapas de desarrollo del
grano después de la polinización, para asociar sus
características morfológicas y fisicoquímicas con la
estructura, y esta última con las enzimas que participan en su biosíntesis.
Materiales y Métodos
Material biológico
Se usaron variedades de maíz azul y blanco sembradas en
el campo experimental del Centro de Desarrollo de Productos Bióticos (CEPROBI), ubicado en Yautepec, Morelos, México, y se cosecharon a los 20 y 50 ddp. El grano azul es un
grano suave y el blanco es duro. Del maíz se retiró manualmente el pericarpio, el pedicelo y el germen, para obtener el
endospermo, parte de este fue molido y la pasta resultante se
pesó en porciones de 2 g, se congeló con nitrógeno líquido y
almacenó a 20 °C para realizar el análisis electroforético de
las proteínas. El resto de endospermo se secó 24 h a 40 °C
en una estufa de convección (Riossa, modelo HS, México).
El polvo obtenido se usó para aislar el almidón y realizar su
caracterización.
Contenido y aislamiento del almidón
en el endospermo
El contenido de almidón se cuantificó mediante la técnica
de Goñi et al. (1997). Se aisló el almidón del endospermo con la
metodología propuesta por Utrilla-Coello et al. (2009).
Amilosa aparente y distribución
de tamaño de los gránulos de almidón
Se cuantificó por el método de Hoover y Ratnayake (2002).
La distribución de tamaño de los gránulos del almidón fue determinado por análisis de difracción de rayo láser (Malvern Instruments, modelo 2000, USA).
(Prioul et al., 2008). The aim of this study was to
analyze the blue and white maize starch in two
stages of development of the grain after pollination,
to associate its morphological and physicochemical
properties with the structure, and the latter with the
enzymes involved in its biosynthesis.
Materials and Methods
Biological material
We used blue and white maize varieties, planted in the
experimental field of Centro de Desarrollo de Productos
Bióticos (CEPROBI) (Biotic Product Development Center),
located in Yautepec, Morelos, Mexico, and harvested at 20
and 50 dap. The blue grain is soft; the white grain is hard.
We manually removed the pericarp, germ and pedicel from
the maize to obtain the endosperm; we ground part of it and
weighed the resulting paste in portions of 2 g, froze them with
liquid nitrogen and stored at 20 °C for the electrophoretic
analysis of proteins. The remaining endosperm dried at 40 °C
for 24 h in a convection oven (Riossa, model HS, Mexico). The
powder obtained was used to isolate starch and carry out its
characterization.
Starch content and isolation
in the endosperm
We assessed the starch content by using Goñi et al. technique
(1997). We isolated the endosperm starch following the
methodology proposed by Utrilla-Coello et al. (2009).
Apparent amylose and size distribution
of the starch granules
We quantified apparent amylose with the method by Hoover
and Ratnayake (2002), and determined the size distribution of
starch granules by laser diffraction analysis (Malvern Instruments,
model 2000, USA).
Thermal properties
Gelatinization properties were determined in 2.2 mg of
sample in an aluminum pan and 7 L of deionized water. We
heated the samples in the differential scanning calorimeter (TA
Instruments, model DSC 2010, USA) from 0 to 130 °C at a rate
of 10 °C/min, and used an empty pan as reference. We analyzed
samples in triplicate. To measure the properties of retrogradation,
we stored gelatinized samples at 4 °C for 7 d, and applied the
AGAMA-ACEVEDO et al.
3
AGROCIENCIA, 1 de enero - 15 de febrero, 2013
Propiedades térmicas
same heating program used for gelatinization (Bello-Pérez et al.,
2005).
Las propiedades de gelatinización se evaluaron con 2.2 mg
de muestra en una charola de aluminio y 7 L de agua desionizada. Las muestras se calentaron en el calorímetro de barrido
diferencial (TA Instruments, modelo DSC 2010, USA) desde
0 a 130 °C a una velocidad de 10 °C/min, y se usó un recipiente vacío como referencia. Las muestras fueron analizadas
por triplicado. Para medir las propiedades de retrogradación,
las muestras gelatinizadas se almacenaron 7 d a 4 °C. Se aplicó
el mismo programa de calentamiento utilizado para gelatinización (Bello-Pérez et al., 2005).
For the chain-length distribution of the amylopectin we used
high-performance anion-exchange chromatography coupled to
a pulse amperometric detector (HPAEC-PAD) (Dionex Co.,
model DX500, USA) and the method of Chávez-Murillo et
al. (2012). We debranched amylopectin with isoamilsa (59 000
U mL1, HBL, Japan) and the products were automatically
injected to the equipment.
Distribución de las cadenas de la amilopectina
Extraction and purification of proteins
Para obtener la distribución de la longitud de cadenas de la
amilopectina se usó la cromatografía líquida de alta resolución de
intercambio anicónico acoplada a un detector de pulsos anemométricos (CLARIA-DPA) (Dionex Co., modelo DX500, USA) y
el método de Chávez-Murillo et al. (2012). La amilopectina fue
desramificada con isoamilsa (59 000 U mL1, HBL, Japón) y los
productos fueron inyectados automáticamente al equipo.
We conducted the protein extraction using the method
proposed by Borén et al. (2004). We weighed 1 g of
endosperm and homogenized it with 10 mL of extraction
buffer (50 mM Tris-HCl, pH 7.5; 1 mM EDTA; 1 mM DTT)
and then with washing buffer (62.5 mM Tris-HCl, pH 6.8;
10 mM DTT; 2 % SDS). After centrifugation (Hermle Z 383
K centrifuge, Germany), we added 30 mL of wash buffer to
the residue and boiled for 15 min under constant stirring.
We froze it (20 °C) for 1 h, then thawed (FRIGIDAIRE
Freezer, model GLFC1325FW, USA) and centrifuged at
13 000g/30 min at 4 °C, and recovered the supernatant. To
the supernatant we added an equal volume of a cold solution
(4 °C) of trichloroacetic acid: acetone (30:70 v/v) to precipitate
proteins.
Extracción y purificación de proteínas
La extracción de proteínas se realizó con el método de Borén
et al. (2004). Se pesó 1 g de endospermo y se homogenizó con 10
mL de regulador de extracción (50 mM Tris-HCl, pH 7.5; 1 mM
EDTA; 1 mM de DTT) y después con regulador de lavado (62.5
mM Tris-HCl, pH 6.8; 10 mM DTT; SDS al 2 %). Tras una centrifugación (Centrifuga Hermle Z 383 K, Alemania), al residuo
se adicionaron 30 mL de regulador de lavado y se llevó a ebullición por 15 min con agitación constante. Se congeló (20 °C)
por 1 h, y después se descongeló (Congelador FRIGIDAIRE,
modelo GLFC1325FW, USA) y centrifugó a 13 000g/30 min
a 4 °C y se recuperó el sobrenadante, al cual se adicionó un volumen igual de una solución fría (4 °C) de ácido tricloroacético:
acetona (30:70 v/v), para precipitar las proteínas.
Electroforesis unidimensional
en geles de poliacrilamida (SDS-PAGE)
Distribution of the amylopectin chains
One-dimensional electrophoresis
in polyacrylamide gels (SDS-PAGE)
Before quantifying proteins by 2 QUANT KIT
(Amersham Biosciences), we prepared polyacrylamide gels at
8 %, which were loaded with 10 g of protein per sample.
The electrophoresis was run at 20 mA per gel in a MiniPROTEAN Tetra system equipment (Copyright 2009
Bio-Rad Laboratories). We revealed proteins with colloidal
Coomassie blue.
Statistical analysis
Previa cuantificación de proteínas mediante el 2 QUANT
KIT (Amersham Biosciences), se prepararon geles de poliacrilamida al 8 %, en los cuales se cargaron 10 g de proteína por
muestra. La electroforesis se corrió a 20 mA por gel en un equipo Mini-PROTEAN Tetra system (Copyright 2009 Bio-Rad
Laboratories). Las proteínas se revelaron con azul de coomassie
coloidal.
4
VOLUMEN 47, NÚMERO 1
To determine the statistical differences in the physical
characterization, starch content, amylose, thermal properties,
and distribution of amylopectin chains of the two maize
varieties, we applied a one way analysis of variance (p0.05).
We used the Tukey test (p0.05) for mean comparison when
statistically significant differences were found.
CARACTERÍSTICAS DEL ALMIDÓN DE MAÍZ Y RELACIÓN CON LAS ENZIMAS DE SU BIOSÍNTESIS
Análisis estadístico
Results and Discussion
Para determinar las diferencias estadísticas en la caracterización física, contenido de almidón, amilosa, las propiedades térmicas y distribución de las cadenas de la amilopectina de las dos
variedades de maices, se aplicó un análisis de varianza de una vía
(p0.05). Para diferencias estadísticas significativas, las medias
se compararon con la prueba de Tukey (p0.05).
Total starch
Resultados y Discusión
Almidón total
El contenido de almidón en el endospermo no
presentó diferencias significativas 20 ddp entre el
maíz blanco y el maíz azul (71g/100 g) (Cuadro 1),
pero cuando ambos maíces llegaron a una madurez
fisiológica (50 ddp), la acumulación del almidón en
el endospermo fue mayor en el maíz azul (81.7 g 100
g1) que en el blanco (76.22 g 100 g1).
El contenido de almidón en el maíz tiene influencia en las propiedades funcionales y nutricionales de
los productos elaborados con este cereal, como las
tortillas. El almidón es el producto final de la fijación
de carbono durante la fotosíntesis, su contenido en el
endospermo de maíz incrementa proporcionalmente con el llenado del grano, esta comienza 8 ddp y
continua hasta los 45 ddp, con su madurez fisiológica (Prioul et al., 2008). Li et al. (2007) analizaron
el contenido de almidón en el endospermo de maíz
blanco en diferentes ddp y encontraron que a partir
de los 12 ddp (2 g 100 g1) el contenido de almidón
incrementó considerablemente hasta permanecer
constante después de 30 ddp (88 g 100 g1). Una
tendencia destacable encontrada en maíz es que a
menor contenido de almidón en el endospermo hay
mayor contenido de proteínas, y esto a su vez se asocia al tipo de endospermo, los vítreos contienen más
proteína que el harinoso, y el endospermo de tipo
harinoso presenta más almidón que el vítreo (SernaSaldivar, 2010). Pero, se desconoce si hay algún tipo
de asociación entre estas dos moléculas, si el cese de la
biosíntesis del almidón es por restricción de espacio y
si esto afecta su estructura.
Amilosa aparente
El contenido de amilosa aparente 20 ddp presentó diferencias significativas entre el almidón de
Starch content in the endosperm showed no
significant difference 20 DAP between white and
blue maize (71g/100 g) (Table 1), but when both
varieties of maize reached physiological maturity (50
DAP), the accumulation of starch in the endosperm
was higher in blue maize (81.7 g 100 g1) than in
white maize (76.22 g 100 g1).
The content of starch in maize has an influence
on the functional and nutritional properties of the
products made with this cereal, such as tortillas.
Starch is the end product of carbon fixation during
photosynthesis; its content in maize endosperm
increases proportionally with grain filling; it starts
8 DAP and continues until 45 DAP, with the
grain physiological maturity (Prioul et al., 2008).
Li et al. (2007) analyzed starch content in white
maize endosperm at different DAP, and found
that from 12 DAP (2 g 100 g1) starch content
increased substantially to remain constant 30 DAP
(88 g 100 g1). The lower the maize starch in the
endosperm, the greater the protein content; this in
turn is related to the type of endosperm, being the
vitreous characterized for containing the greatest
amount of protein compared to the floury; so the
floury endosperm has more starch than the vitreous
(Serna-Saldívar, 2010). But, it is unknown whether
Cuadro 1. Contenido de almidón y amilosa en el endospermo de maíz blanco y azul.
Table 1. Starch and amylose content in white and blue maize
endosperm.
Muestra
ddp
Almidón†
Amilosa¶
Blanco
20
50
70.990.39c
76.221.40b
20.590.42d
32.860.17a
Azul
20
50
71.340.22c
81.730.14a
22.350.41c
27.410.30b
Media de tres repeticiones  el error estándar, muestra en base
seca. Valores con diferente letra en una columna son estadísticamente diferentes (p0.05). ddp: días después de la polinización.
†
g de almidón en 100 g endospermo. ¶g amilosa en 100 g de
almidón  Mean of three replicates  standard error, sample on
dry basis. Values ​​with different letter in a column are statistically
different (p0.05). dap: days after pollination. †g starch in 100 g
of endosperm. ¶g amylose in 100 g of starch.
AGAMA-ACEVEDO et al.
5
AGROCIENCIA, 1 de enero - 15 de febrero, 2013
maíz blanco y azul (20.6 y 22.4 g 100 g1) de almidón) (Cuadro 1), pero la diferencia fue más marcada a los 50 ddp entre el maíz blanco (32.9 g 100
g1 de almidón) y el azul (27.4 g 100 g1 de almidón). Además, en el almidón del maíz blanco el
incremento de amilosa aparente de los 20 a los 50
ddp fue mayor que en azul. Esto muestra que existen diferencias en el proceso de biosíntesis de esta
molécula en los dos tipos de maíces. Considerando
que el maíz blanco es un grano duro y el azul uno
suave, los resultados concuerdan con lo reportado
por Dombrink-Kurtzman y Knutson (1997), quienes sugieren que en un grano duro el contenido alto
de amilosa ocasiona que los gránulos de almidón
puedan ser comprimidos fácilmente por su matriz
proteica, a diferencia de los granos suaves que tiene
mas amilopectina. Li et al. (2007) observaron que el
contenido de amilosa aumenta paulatinamente con
los ddp encontrándose a los 12 ddp 9.2 g 100 g1
de almidón, a los 20 ddp 21.4 g 100 g1 de almidón
y a los 30 ddp 24 g 100 g1 de almidón, el cual
permanece sin cambio cuando el maíz llega a su madurez fisiológica a los 45 ddp. Es importante señalar
que el contenido de amilosa también depende de la
variedad, ya que en maíz el intervalo en el contenido de amilosa es 25-35 g 100 g1 de almidón, para
almidones normales. La variación de los resultados
en este estudio indican que la acumulación de la
amilosa dentro del gránulo del almidón difiere entre
los almidones, esto podría deberse a factores genéticos de cada grano o a la actividad de la enzima
GBSS, responsable de la biosíntesis de amilosa, así
como a la disponibilidad de espacio libre dentro de
la estructura granular después de sintetizarse la amilopectina, lo cual también involucraría la actividad
de las enzimas SSS y SBE.
Distribución de tamaño de partícula
La distribución del tamaño de gránulo mostró una distribución unimodal en las etapas de
desarrollo analizadas (Figura 1). El tamaño de partícula de los gránulos de almidón 20 ddp fue 11.9
m y 13.4 m en el maíz blanco y azul, aumentando ligeramente a los 50 ddp (13.4 m maíz blanco
y 14.9 m maíz azul). Los gránulos de almidón de
maíz cubren un intervalo amplio en cuanto al tamaño de partícula (2-30 m) y está en función de
la terminación de la síntesis del almidón en la etapa
6
VOLUMEN 47, NÚMERO 1
there is any association between these two molecules
and whether cessation of starch biosynthesis is due to
space restriction, and how this affects its structure.
Apparent amylose
The apparent amylose content 20 DAP showed
significant differences between the white maize
starch and the blue maize starch (20.6 and 22.4 g
100 g1 of starch) (Table 1), but the difference was
more evident 50 DAP between the white (32.9 g
100 g1 of starch) and blue maize (27.4 g 100 g1 of
starch). Furthermore, in the white maize starch the
increase of apparent amylose from 20 to 50 DAP
was higher than in the blue one. This shows that
there are differences in the process of biosynthesis of
the molecule in the two types of maize. Considering
that white maize is a hard grain and blue a soft one,
the results obtained match with those reported
by Dombrink-Kurtzman and Knutson (1997),
who suggest that in a hard grain the high amylose
content causes that starch granules can be easily
compressed by the protein matrix, unlike soft grains
having more amylopectin. Li et al. (2007) found
that the amylose content increases gradually with
DAP reaching 9.2 g 100 g1 of starch at 12 DAP;
at 20 dap, 21.4 g 100 g1 of starch; and at 30 DAP,
24 g 100 g1 of starch, which remains unchanged
when maize reaches physiological maturity at 45
DAP. Importantly amylose content also depends on
the variety, as in maize the range of amylose content
is between 25-35 g 100 g1 of starch for normal
starches. The variation of the results obtained in
this study indicate that the accumulation of amylose
in the starch granule differs between starches; this
could be due to genetic factors of each grain or the
activity of the GBSS, enzyme responsible for the
biosynthesis of amylose, as well as the availability of
space within the grain structure after amylopectin
synthesizes, which would also involve the activity of
SSS and SBE enzymes.
Particle size distribution
The granule size distribution was unimodal
in the developmental stages examined (Figure 1).
The particle size of the starch granules at 20 DAP
was 11.9 m and 13.4 m in white and blue maize
detecting a slight increase at 50 DAP (13.4 m in
CARACTERÍSTICAS DEL ALMIDÓN DE MAÍZ Y RELACIÓN CON LAS ENZIMAS DE SU BIOSÍNTESIS
de crecimiento en la que se encuentre el grano de
maíz, por lo que se ha sugerido que el desarrollo
individual de los gránulos de almidón es paralelo
al desarrollo del grano de maíz, considerando que
gránulos pequeños (10 m) son gránulos inmaduros que no han alcanzado su tamaño final (Dhital
et al., 2011). En el caso del almidón de maíz blanco
se observó que 20 ddp el área bajo la curva con
valores menores de 10 m fue mayor a la observada
50 ddp; es decir, hubo una población de gránulos
pequeños considerable que aumentaron su tamaño
pero no el número. En el caso del almidón de maíz
azul la población de gránulos pequeños incrementó
el número y el tamaño, por lo que el mecanismo
de biosíntesis del almidón de maíz azul continuó
activamente después de los 20 ddp a diferencia del
almidón de maíz blanco.
Distribución de las cadenas de la amilopectina
El promedio de la longitud de cadena de la amilopectina fue similar a los 20 y 50 ddp, así como en
las dos variedades de maíz (blanco GP20 y azul
GP19) (Cuadro 2). En ambos almidones de maíz,
predominan cadenas pequeñas (GP24), que caracterizan el arreglo cristalino del tipo A de los almidones de cereales. Independientemente de los ddp,
el maíz azul presentó mayor porcentaje de cadenas
con GP 6-12 y 13-24, pero menor porcentaje de cadenas con GP25 respecto al maíz blanco.
Dhital et al. (2011) separaron los gránulos de almidón de maíz en función de su tamaño (9, 13, 26
white maize and 14.9 m in blue maize. Maize starch
granules cover a wide range in terms of particle size
(2-30 m m) depending on the completion of starch
synthesis in the growth stage at which the maize
grain is; therefore, the individual development of
starch granules has been suggested to be parallel to
the development of the maize kernel, considering
that small granules (10 m) are immature and have
not reached full size (Dhital et al., 2011). In the case
of white maize starch, at 20 DAP, we found that the
area under the curve showing values ​​below 10 m
was greater than that observed at 50 DAP, that is,
there is a substantial population of small granules
that increased in size but not in number. In the case
of blue maize starch, the population of small granules
increased in number and size, so the mechanism of
biosynthesis of blue maize starch continued active at
20 DAP, unlike the white maize starch.
Distribution of the amylopectin chains
The average chain length of amylopectin was
similar at 20 and 50 DAP, as well as in the two varieties
of maize (white DP20 and blue DP19) (Table 2).
In both maize starches small chains (DP24) prevail,
characterizing the A-type crystalline arrangement of
cereal starches. Regardless of DAP, blue maize had a
higher number of chains with DP 6-12 and 13-24,
but lower percentage of chains with DP25 relative
to white maize.
Dhital et al. (2011) separated the maize starch
granules according to their size (9, 13, 26 20 m),
Figura 1. Distribución de tamaño de partícula del almidón de maíz blanco y azul a los 20 y 50 DAP.
Figure 1. Particle size distribution of white and blue maize starch at 20 and 50 DAP.
AGAMA-ACEVEDO et al.
7
AGROCIENCIA, 1 de enero - 15 de febrero, 2013
Cuadro 2. Distribución de las cadenas de amilopectina en almidón de maíz blanco y azul.
Table 2. Distribution of amylopectin chains in white and blue maize starch.
Distribución de cadena (%)
Muestra
ddp
LC (GP)
(GP 6-12)
(GP 13-24)
(GP 25-36)
(GP ≥ 37)
Blanco
20
50
20.450.2a
20.490.1a
23.080.2b
23.470.3b
51.840.4b
50.620.3c
15.170.2b
16.170.1a
9.900.2a
9.740.3a
Azul
20
50
19.450.1b
19.520.1b
25.700.2a
25.790.2a
52.150.2a
51.620.3b
13.960.2d
14.630.3c
8.190.2b
7.960.1b
Media de dos repeticiones  el error estándar. Valores con diferente letra en una columna son estadísticamente diferentes (p0.05). LC: longitud de cadena promedio; GP: grado de polimerización. ddp: días después de la polinización  Mean of two replicates  standard error. Values ​​with different letter in a column
are statistically different (p0.05). LC: mean chain length, DP: degree of polymerization. DAP: days after
pollination.
20 m), encontrando que la mayoría de las distribuciones de la longitudes de cadenas fueron idénticas en los diferentes tamaños de gránulos. Pero
en maíz cosechado a 20 y 45 ddp (con tamaños de
gránulos aproximados de 10-16 y 23 m) las cadenas
con GP12 aumentaron de 16 a 19 %, las de GP 1324 no cambiaron, las de GP 25-36 disminuyeron de
15 a 13 % y las de GP37 disminuyeron de 21.1 a
20.8 % (Jane, 2007).
Este tipo de estudios en almidones ha derivado
ciertos patrones en cuanto estructura-propiedades
fisicoquímicas; pero hay reportes en almidones con
características estructurales similares y que presentan diferencias en sus características fisicoquímicas
y viceversa (De la Rosa-Millan et al., 2010; PalmaRodríguez et al., 2012). Lo anterior, hace suponer
que las longitudes de cadenas de la amilopectina son
responsables de estas propiedades y también la organización y distribución de ellas dentro de los anillos
concéntricos, que conforman la estructura granular,
y las interacciones que pudieran tener con la amilosa.
Propiedades de gelatinización y retrogradación
La gelatinización es un fenómeno que involucra
la disociación de las dobles hélices de la estructura
cristalina de la amilopectina en presencia de agua
(arriba del 70 % en base al peso seco de almidón) por
efecto de la temperatura. Mayores temperaturas de
pico o promedio (TpG73 °C) y entalpías de gelatinización (HG10.5 J g1 y 8.2 J g1 blanco y azul)
a los 20 ddp se encontraron con respecto a las 50 ddp
8
VOLUMEN 47, NÚMERO 1
and found that most of the chain-length distributions
were identical in the different granule sizes. But, Jane
(2007) in maize harvested at 20 and 45 DAP (with
approximate granule sizes of 10-16 and 23 m) the
DP12 chains increased from 16 to 19 %, DP 1324 did not change, DP 25-36 decreased from 15 to
13 %, and DP37 decreased in smaller proportion,
from 21.1 to 20.8 % (Jane, 2007).
This type of study on starches has led to
certain structural patterns in relation to structurephysicochemical properties; but there are reports on
starches with similar structural features and differing
in their physicochemical characteristics and vice versa
(De la Rosa-Millán et al., 2010; Palma-Rodriguez
et al., 2012). The foregoing suggests that not only
the lengths of amylopectin chains are responsible
for these properties, but also the organization and
distribution of the chains within the concentric rings
forming the granular structure and the interactions
they may have with amylose.
Properties of gelatinization and retrogradation
Gelatinization is a phenomenon involving
the dissociation of double helices of amylopectin
crystalline structure in the presence of water (up
to 70 % based on the dry weight of starch) by the
effect of temperature. We found higher peak or
mean temperatures (TpG73 °C) and gelatinization
enthalpy ​​(HG10.5 J g1 and 8.2 J g1, white and
blue) at 20 DAP with respect to the 50 DAP (72 °C
and 69 °C and H 9.7 J g1 and 7 J g1, white
CARACTERÍSTICAS DEL ALMIDÓN DE MAÍZ Y RELACIÓN CON LAS ENZIMAS DE SU BIOSÍNTESIS
(72 °C y 69 °C y H 9.7 J g1 y 7 J g1, blanco y
azul) (Cuadro 3). Hubo una mayor disminución de
los valores en estos parámetros de los 20 a 50 ddp
en el almidón de maíz azul. Los resultados podrían
estar influenciados por el aumento en el contenido
de amilosa, lo cual causa la disminución de la proporción de amilopectina, ocasionando que se requiera
menor temperatura y energía para gelatinizar el almidón; sin embargo, el almidón de maíz blanco fue
el que aumentó en mayor medida la proporción de
amilosa, y se esperaría que su TpG y HG fueran menores que las del almidón del maíz azul. Pero algunas
cadenas de amilosa forman dobles hélices con cadenas de amilopectina individuales o estan entretejidas
entre las moléculas de amilopectina, reforzando de
esta manera la estructura granular (Tako e Hizukuri,
2002). El almidón de maíz blanco no presentó diferencias en su temperatura de retrogradación (TpR)
de los 20 a los 50 ddp, pero si un aumento en la entalpia (HR), lo contrario ocurrió en el almidón de
maíz azul. El proceso de retrogradación del almidón
de maíz blanco forma cristales con mayor perfección
y en menor cantidad que el almidón de maíz azul. El
porcentaje de retrogradación (%R) indica la cantidad
de re-arreglo estructural del almidón en un tiempo
determinado. Los %R fueron mayores a los 50 ddp
independientemente del tipo de maíz, pero el almidón de maíz azul presentó altos %R a los diferentes
ddp analizados.
Hyun-Jung y Quian (2009) y Shifeng et al.
(2009) mencionan que la amilosa es la principal
responsable de la retrogradación, debido a que sus
and blue) (Table 3). There was a greater decrease
in these parameters of
​​ 20-50 DAP in blue maize
starch. The results may be influenced by the increase
in amylose content, which causes the decrease of the
proportion of amylopectin, thus requiring lower
temperature and energy to gelatinize the starch;
but it was white maize starch the one that further
increased the proportion of amylose, and its TpG
and HG were expected to be lower than those of
blue maize starch. However, some amylose chains
form double helices with individual amylopectin
chains or are woven between amylopectin molecules,
thereby reinforcing the granular structure (Tako
and Hizukuri, 2002). The white maize starch did
not differ in its retrogradation temperature (TpR)
at 20 to 50 DAP, but did increase in enthalpy
(HR); we observed the opposite in blue maize
starch. The process of retrogradation of white maize
starch forms more perfect crystals and in lesser
amount than in the blue maize starch. The percent
of retrogradation (%R) indicates the amount of
structural rearrangement of the starch at a given
time. The %R was greater at 50 DAP regardless of
the type of maize, but blue maize starch showed
high %R at the different DAP analyzed.
Hyun-Jung and Qian (2009) and Shifeng et al.
(2009) mention that amylose is primarily responsible
for retrogradation because its linear chains are bonded
through hydrogen bridges forming a network that
begins to grow or thicken as storage time passes;
so the greater the amylose content, the higher
retrogradation. But Hyun-Jung and Quiag (2009),
Cuadro 3. Temperatura y entalpía de gelatinización y retrogradación de almidón de maíz blanco y azul.
Table 3. Temperature and enthalpy of gelatinization and retrogradation of white and blue maize starch.
Muestra
ddp
Tp (°C)
H (J/g)
TpR(°C)
HR(J/g)
%R
Blanco
20
50
73.680.10 a
72.400.03b
10.520.26a
9.690.12a
51.350.13b
51.640.52b
5.080.20a
6.480.46a
49
67
Azul
20
50
73.300.32ab
68.850.32c
52.731.13ab
55.050.39a
5.800.45a
5.650.83a
71
79
8.230.18ab
7.080.99b
Valores en una columna con diferente letra son significativamente diferentes (p0.05). Promedio de tres repeticiones  error estándar. TpG: temperatura promedio de gelatinización; HG: entalpía de gelatinización;
TpR: temperatura promedio de retrogradación; HR: entalpía de retrogradación; %R: porcentaje de retrogradación; ddp: días después de la polinización  Values ​​in a column with different letter are significantly different
(p0.05). Mean of three replicates  standard error. TpG: mean gelatinization temperature; HG: enthalpy
of gelatinization; TpR: mean retrogradation temperature; HR: enthalpy of retrogradation; %R: percentage of
retrogradation; DAP: days after pollination.
AGAMA-ACEVEDO et al.
9
AGROCIENCIA, 1 de enero - 15 de febrero, 2013
cadenas lineales se unen a través de puentes de hidrógeno formando una malla que empieza a crecer
o engrosarse conforme transcurre en tiempo de almacenamiento, por lo que a mayor contenido de
amilosa mayor retrogradación. Pero Hyun-Jung y
Quiag (2009) más que asociar la retrogradación al
contenido de amilosa lo asocian con la longitud de
sus cadenas.
Relación de las enzimas de biosíntesis con las
características del almidón
El análisis electroforético (Figura 2) muestra bandas con pesos moleculares (PM) reportados para las
enzimas que sintetizan almidón en un intervalo de
50 a 188 kDa (Grimaud et al., 2008; Zhang et al.,
2004; Mu Foster et al., 1996). Ambos maíces mostraron una banda predominante a 55 kDa, que es el
PM reportado para GBSSI. Aunque esta enzima es la
responsable de la síntesis de amilosa, su actividad depende la formación de la matriz cristalina dada por la
estructura de la amilopectina, lo cual pudo ocasionar
diferencias en el contenido de amilosa 50 ddp en los
dos tipos de maíz (Cuadro 1). Otras bandas fueron:
64 kDa (SSSI), 72 kDa (SSSIIa), 73 kDa (SBE IIb),
76 kDa (SBEI), 100 kDa reportada como glucosa
pirofosforilasa y 188 kDa (SSSIII) (Grimaud et al.,
2008).
Estos resultados indican que en ambos maíces
se sintetizan cadenas lineales cortas con GP 6-12,
cadenas intermedias con GP 13-24, cadenas con
GP mayores a 24 (Gao et al., 1998), siendo éstas
PM
(kDa) E
250
Blanco
150
Fosforilasa
SBEIIa
SBEIIb
SBEI
SBEIIb
SBEIIa
75
SSSI
GBSSI
50
10
VOLUMEN 47, NÚMERO 1
Relationship of biosynthetic enzymes
with starch characteristics
The electrophoretic analysis (Figure 2) shows
bands with molecular weights (MW) reported for
the enzymes that synthesize starch, found in a range
of 50 to 188 kDa (Grimaud et al., 2008, Zhang et al.,
2004; Mu Foster et al., 1996). Both maize varieties
showed a predominant band at 55 kDa, which is the
MW reported for GBSSI. Although this enzyme is
responsible for amylose synthesis, its activity depends
upon the formation of the crystal matrix provided
by the amylopectin structure, which could cause
differences in the content of amylose 50 DAP in
the two types of maize (Table 1). Other bands were:
64 kDa (SSSI), 72 kDa (SSSIIa), 73 kDa (SBE
IIb), 76 kDa (SBEI), 100 kDa reported as glucose
pyrophosphorylase, and 188 kDa (SSSIII) (Grimaud
et al., 2008).
These results indicate that in both maize varieties
short linear chains are being synthesized with DP
6-12, as well as intermediate chains with DP 13-24,
chains with DP greater than 24 (Gao et al., 1998),
being these the substrate for SBEI and SBEIIb that
link chains with DP higher than 10 and chains with
DP 3-9 (Guan and Preiss, 1993). This is consistent
with the chain length results of the starches analyzed
(Table 2). The bands found in blue maize with 85
MW and 90 kDa correspond to those reported
Azul
SSSIII
100
rather than associating retrogradation with amylose
content, do so with the length of its chains.
Figura 2. SDS-PAGE de proteínas extraídas del
endospermo de maíz blanco y azul. E:
marcador de pesos moleculares; PM: peso
molecular. GBSSI: almidón sintasa unida
al granulo, isoforma I; SSS: almidón sintasa soluble, isoformas I, IIa y III; SBE:
enzima ramificante del almidón, isoformas I, IIa y IIb.
Figure 2. SDS-PAGE of proteins extracted from
white and blue maize endosperm.
E: molecular weight marker; MW:
molecular weight. GBSSI: granule bound
synthase starch, isoform I; SSS: soluble
synthase starch, isoforms I, IIa and III;
SBE: starch branching enzyme, isoforms
I, IIa and IIb.
CARACTERÍSTICAS DEL ALMIDÓN DE MAÍZ Y RELACIÓN CON LAS ENZIMAS DE SU BIOSÍNTESIS
sustrato para las SBEI y SBEIIb que unen cadenas
con GP mayor a 10 y cadenas con GP 3-9 (Guan
y Preiss, 1993). Lo anterior concuerda con los resultados de longitud de cadena de los almidones
analizados (Cuadro 2). Las bandas encontradas en
maíz azul con PM de 85 y 90 kDa corresponden a
los reportados para SBEIIb (Mu Foster et al., 1996)
y SBEIIa (Grimaud et al., 2008). La diferencia entre estas dos enzimas es que la primera transfiere
cadenas más cortas que la segunda (Mizuno et al.,
2001), lo cual puede causar que la amilopectina del
almidón de maíz azul presente mayor número de
ramificaciones que la del almidón de maíz blanco,
reflejándose en la formación de cristales pequeños
que fueron desorganizados a menor temperatura
(Cuadro 3), y en espacios menos disponibles para
la síntesis de la amilosa dentro de la estructura
granular.
Conclusiones
El contenido de almidón y amilosa 20 ddp fue
similar en ambos maíces, pero 50 ddp el maíz azul
acumuló mayor cantidad de almidón y menor cantidad de la cadena de amilosa. La población de gránulos de almidón menores a 10 m incrementó en
número y tamaño en el almidón de maíz azul. Hay
dos isoformas de la enzima ramificante en el almidón
de maíz azul, produciendo moléculas de amilopectina altamente ramificadas con cadenas cortas dejando menor espacio disponible dentro de la estructura
granular para la síntesis de amilosa. El almidón de
maíz azul gelatinizó a mayor temperatura y entalpía
que el almidón de maíz blanco. La organización y
distribución de las cadenas de la amilopectina dentro
de los anillos concéntricos que conforman la estructura granular afectan las propiedades fisicoquímicas
del almidón.
Agradecimientos
Se agradece el financiamiento otorgado por la SIP-IPN,
COFAA-IPN, EDI-IPN y CÁTEDRA COCA-COLA. Dos de
los autores (OLRR y EJG) agradecen la beca otorgada por el
CONACYT-México.
Literatura Citada
Agama-Acevedo, E., A. P. Barba de la Rosa, G. MéndezMontealvo, and L. A. Bello-Pérez. 2008. Physicochemical
for SBEIIb (Mu Foster et al., 1996) and SBEIIa
(Grimaud et al., 2008). The difference between these
two enzymes is that the first one transfers shorter
chains than the second (Mizuno et al., 2001), which
could cause the blue maize starch amylopectin to
show a higher number of branches than that of white
maize starch. This reflects in the formation of small
crystals that were disrupted at lower temperatures
(Table 3), and in less available spaces for the synthesis
of amylose within the granular structure.
Conclusions
The starch and amylose content 20 DAP was
similar in both maize varieties, but 50 DAP blue
maize accumulated more starch and less amylose
content than white maize. The population of starch
granules smaller than 10 µm increased in number and
size in blue maize starch. There are two isoforms of
branching enzyme in the blue maize starch, producing
highly branched amylopectin molecules with short
chains, leaving less space available within the grain
structure for amylose synthesis. We gelatinized the
blue maize starch at higher temperature and enthalpy
than white maize starch. The organization and
distribution of the amylopectin chains within the
concentric rings forming the granular structure affect
the physicochemical properties of starch.
—End of the English version—
pppvPPP
and biochemical characterization of starch granules
isolated of pigmented maize hybrids. Starch/Stärke 60:
433-441.
Baldwin, P. M. 2001. Starch granule-associated protein and
polypeptides: A review. Starch/Starke 53: 475-503.
Bello-Pérez, L. A., M. A. Ottenhof, E. Agama-Acevedo, and I.
A. Farhat. 2005. Effect of storage time on the retrogradation
of banana starch extrudate. J. Agric. Food Chem. 53: 10811086.
Borén, M., H. Larsson, A. Falk, and C. Jansson. 2004. The barley
starch granule proteome linternalized granule polypeptides
of the mature endosperm. Plant Sci. 166: 617-626.
Chávez-Murillo, C. E., G. Méndez-Montealvo, Y. J. Wang,
and L. A. Bello-Pérez. 2012. Starch af diverse Mexican
rice cultivars: physicochemical, structural, and nutritional
features. Starch/Starke 64: 745-756.
Dhital, S., A. K. Shrestha, J. Hasjim, and M. J. Gidley. 2011.
Physicochemical and structural properties of maize and
potato starches as a function of granule size. J. Agric. Food
Chem. 59: 10151-10161.
AGAMA-ACEVEDO et al.
11
AGROCIENCIA, 1 de enero - 15 de febrero, 2013
De la Rosa-Millan, J., E. Agama-Acevedo, A.R. Jiménez-Aparicio,
and L.A. Bello-Pérez. 2010. Starch/Starke 62: 549-557.
Dombrink-Kurtzman, M. A., and C. A. Knutson. 1997. A study
of maize endosperm hardness in relation to amylose content
and susceptibility to damage. Cereal Chem. 74: 776-780.
Gao, M., H. P. Guan, and P. L. Keeling. 1998. Starch biosynthesis:
Understanding the functions and interactions of multiple
isozymes of starch synthase and brancing enzyme. Trends
Glycosci. Glyc. 10: 307-319.
Goñi, I., A. García-Alonso, and F. Saura-Calixto. 1997. A starch
hydrolysis procedure to estimate glycemic index. Nutr. Res.
17: 427-437.
Grimaud, F., H. Rogniaux, M. G. James, A. M. Myers, and V.
Planchot. 2008. Proteome and phosphoproteome analysis
of starch granule-associated proteins from normal maize
and mutants affected in starch biosynthesis. J. Exp Bot. 59:
3395-3406.
Guan H. P., and J. Preiss. 1993. Differentiation of the properties
of the branching isozymes from maize (Zea mays). Plant
Physiol. 102: 1269-1273.
Hernández-Uribe, J. P., E. Agama-Acevedo, J. J. Islas-Hernández,
J. Tovar, and L. A. Bello-Pérez. 2007. Chemical composition
and in vitro starch digestibility of pigmented corn tortilla. J.
Sci. Food Agric. 87: 2482-2487.
Hoover, R., and W. S. W. Ratnayake. 2002. Starch characteristics
of black bean, chick pea, lentil, navy bean and pinto bean
cultivars grown in Canada. Food Chem. 78: 489-498.
Hyun-Jung, C., and L. Quiag. 2009. Impact of molecular of
amylopectin and amylose chain association during cooling.
Carbohydr. Polym. 77: 809-815.
Jane, J. L. 2007. Structure of starch granules. The Japanese Soc.
Appl. Glycosci. 54: 31-36.
Li, L., M. Blanco, and J. Jane. 2007. Physicochemical
properties of endosperm and pericarp starches during maize
development. Carbohyd. Polym. 67: 630-639.
Mizuno, K., E. Kobayashi, M. Tachibana, T. Kawasaki, T.
Fugimura, K. Funane, M. Kobayashi, and T. Baba. 2001.
Characterization and isoforms of rice starch branching
enzyme RBE4 in developing seeds. Plant Cell Physiol. 42:
349-357.
12
VOLUMEN 47, NÚMERO 1
Mu-Foster, C., R. Huang, J. R. Poers, R. W. Harriman, M.
Knight, G. W. Singletary, P. L. Keeling, and B. P. Wasserman.
1996. Physical association of starch biosynthetic enzymes
with starch granules of maize endosperm. Plant Physiol. 111:
821-829.
Palma-Rodríguez, H., E. Agama-Acevedo, G. MendezMontealvo, R.A. Gonzalez-Soto. E. J. Vernon-Carter, and
L. A. Bello-Pérez. 2012. Effect of acid treatment on the
physicochemical and structural characteristics of starches
from different botanical sources. Starch/Starke. 64: 115-125.
Prioul, J. L., V. Méchin, P. Lessard, C. Thévenot, M. Grimmer, S.
Chateau-Joubert, S. Coates, H. Hartings, M. Kloiber-Maitz,
A. Murigneux, X. Sarda, C. Damerval, and K. J. Edwards
2008. A joint transcriptomic, proteomic and metabolic
analysis of maize endosperm development and starch filling.
Plant Biotechnol. J. 6: 855-869.
Serna-Saldivar, S. O. 2010. Grain development, morphology,
and structure In: Serna Saldivar, S. O. Cereal Grains. CRC
Press (Ed). pp: 109-129.
Shifeng, Y., M. Ying, and S. Da-Weng. 2009. Impact of amylose
content on starch retrogradation and textute of cooked
milled rice during storage. J. Cereal Sci. 50: 139-144.
Smith, A. M. 2001. The biosynthesis of starch granules.
Biomacromolecules, 2: 335-341.
Tako, M., and S. Hizukuri. 2002. Gelatinization mechanics of
potato starch. Carbohyd. Polym. 48: 397-401.
Tetlow, I. J., M. K. Morell, and M. J. Emes. 2004. Recent
developments in understanding the regulation of starch
metabolism in higher plants. J. Exp. Bot. 55: 2131-2145.
Utrilla-Coello, R. G., E. Agama-Acevedo, A. P. Barba de la Rosa,
J. L. Martínez-Salgado, S. L. Rodríguez-Ambríz, and L.
A. Bello-Pérez. 2009. Blue maize: morphology and starch
synthase characterization of starch granule. Plant Foods
Hum. Nutr. 64: 18-24.
Zhang X. L., C. Colleoni, V. Ratushna, M. Sirghle-Colleoni,
M. G. James, and A. M. Myers. 2004. Molecular
characterization demonstrates that the Zea mays gene
sugary2 codes for the starch synthase isoform SSIIa. Plant
Mol. Biol. 54: 865-879.